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EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN EL CULTIVO DEMANZANILLA (Crataegus guatemalensis) EN SANTA LUCÍA UTATLÁN, SOLOLÁ.
CAMPUS DE QUETZALTENANGOQUETZALTENANGO, MARZO DE 2018
CARLOS LUIS ZAVALA YAC CARNET 15303-09
TESIS DE GRADO
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLAFACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLASTRABAJO PRESENTADO AL CONSEJO DE LA FACULTAD DE
EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN EL CULTIVO DEMANZANILLA (Crataegus guatemalensis) EN SANTA LUCÍA UTATLÁN, SOLOLÁ.
EL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA EN EL GRADO ACADÉMICO DE LICENCIADO
PREVIO A CONFERÍRSELE
QUETZALTENANGO, MARZO DE 2018CAMPUS DE QUETZALTENANGO
CARLOS LUIS ZAVALA YAC POR
TESIS DE GRADO
UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVARFACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA
ING. JOSÉ JUVENTINO GÁLVEZ RUANO
DRA. MARTA LUCRECIA MÉNDEZ GONZÁLEZ DE PENEDO
P. JULIO ENRIQUE MOREIRA CHAVARRÍA, S. J.
LIC. ARIEL RIVERA IRÍAS
LIC. FABIOLA DE LA LUZ PADILLA BELTRANENA DE LORENZANA
SECRETARIA GENERAL:
VICERRECTOR ADMINISTRATIVO:
VICERRECTOR DE INTEGRACIÓN UNIVERSITARIA:
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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
DECANA: LIC. ANNA CRISTINA BAILEY HERNÁNDEZ
SECRETARIO: MGTR. LUIS MOISES PEÑATE MUNGUÍA
DIRECTOR DE CARRERA: MGTR. JULIO ROBERTO GARCÍA MORÁN
TERNA QUE PRACTICÓ LA EVALUACIÓN
NOMBRE DEL ASESOR DE TRABAJO DE GRADUACIÓNING. OTONIEL GARCÍA CIFUENTES
DR. WILLIAM ERIK DE LEÓN CIFUENTES ING. LEONEL ABRAHAM ESTEBAN MONTERROSO LIC. CARLOS ROMAN MONTERROSO NATARENO
AUTORIDADES DEL CAMPUS DE QUETZALTENANGO
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MGTR. CÉSAR RICARDO BARRERA LÓPEZSUBDIRECTOR DE GESTIÓN GENERAL:
Agradecimientos
A Dios: Por el don de la vida y sabiduría. “Bienaventurado el
hombre que halla la sabiduría” Proverbios 3:13.
A mi Asesor: Ing. Otoniel García Cifuentes, por su asesoría, revisión y
corrección de la presente investigación.
A mis Catedráticos: Por compartir sus conocimientos y experiencias durante
los seis años de estudio universitario.
A la Universidad: Rafael Landívar, Facultad de Ciencias Ambientales y Agrícolas, por
ser parte de mi formación profesional.
Dedicatoria
A Dios: Por su bendición y su infinito amor.
A mis Padres: Carlos Bartolomé Zavala Tacan (+) y Santos Quilina Yac
Ixcol a quienes quiero mucho, por sus enseñanzas y
apoyo.
A mi Esposa e Hija: Claudia Chacach y Luzmy Azucena por su gran amor y
cariño.
A mis Hermanos: Amilcar Zavala, Sandra Sucely Zavala y Aníbal Zavala por
su apoyo, con mucho aprecio.
A mi Familia: Antonio Chacach, Paulina Yoc, Liria Chacach, Romelia
Chacach, Linda Chacach, Amilcar Chacach, Adrián Cruz,
abuelos, tíos, tías, primos y primas, con cariño y aprecio.
A mis Amigos: Por ser parte de mi formación profesional, con mucho
aprecio.
Índice
Pág.
1. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………. 1
2. MARCO TEÓRICO…………………………………………………………. 3
2.1 REGULADORES DE CRECIMIENTO……………………………………. 3
2.1.1 Auxinas………………………………………………………………………. 4
2.1.2 Citoquininas………………………………………………………………….. 7
2.1.3 Giberelinas…………………………………………………………………… 8
2.1.4 Ácido abscísico………………………………………………………………. 8
2.2 SUSTRATOS………………………………………………………………… 8
2.2.1 Tipos de sustratos más comunes…………………………………………. 11
2.3 CULTIVO DE MANZANILLA……………………………………………….. 12
2.3.1 Descripción…………………………………………………………………... 13
2.3.2 Usos de la planta y frutos…………………………………………………... 13
2.3.3 Clima y suelos……………………………………………………………….. 14
2.3.4 Propagación sexual…………………………………………………………. 15
2.3.5 Propagación vegetativa…………………………………………………….. 15
2.4 INVESTIGACIONES RELACIONADAS AL TEMA………………………. 19
3. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO.. 24
4. OBJETIVOS…………………………………………………………………. 26
4.1 OBJETIVO GENERAL……………………………………………………… 26
4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS……………………………………………….. 26
5. HIPÓTESIS………………………………………………………………….. 27
5.1 HIPÓTESIS ALTERNATIVA……………………………………………….. 27
6. METODOLOGÍA…………………………………………………………….. 28
6.1 LOCALIZACIÓN DEL TRABAJO………………………………………….. 28
6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL……………………………………………… 28
6.2.1 Estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis)……………. 28
6.2.2 Arena blanca…………………………………………………………………. 28
6.2.3 Broza…………………………………………………………………………. 29
6.2.4 Tierra Negra…………………………………………………………………. 29
6.2.5 Hormonas enraizantes……………………………………………………… 29
6.3 FACTORES A ESTUDIAR…………………………………………………. 32
6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS……………………………… 32
6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL…………………………………………………. 33
6.6 MODELO ESTADÍSTICO…………………………………………………… 33
6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL…………………………………………………. 33
6.8 CROQUIS DE CAMPO…………………………………………………….. 34
6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO………………………………………….... 35
6.9.1 Selección del área…………………………………………………………... 35
6.9.2 Limpieza del terreno………………………………………………………… 35
6.9.3 Selección de sustratos……………………………………………………… 35
6.9.4 Desinfección de los sustratos……………………………………………… 35
6.9.5 Elaboración de tablones de enraizamiento………………………………. 35
6.9.6 Selección de estacas……………………………………………………….. 36
6.9.7 Siembra de estacas de tallo……………………………………………….. 36
6.9.8 Control de malezas…………………………………………………………. 37
6.9.9 Riego…………………………………………………………………………. 37
6.9.10 Toma de datos………………………………………………………………. 37
6.10 VARIABLES DE RESPUESTA……………………………………………. 37
6.10.1 Porcentaje de pegue………………………………………………………… 37
6.10.2 Longitud radicular…………………………………………………………… 37
6.10.3 Número de brotes…………………………………………………………… 38
6.11 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN………………………………………… 38
6.11.1 Análisis estadístico………………………………………………………….. 38
6.11.2 Análisis económico………………………………………………………….. 38
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN……………………………………………. 39
7.1 PORCENTAJE DE PEGUE………………………………………………… 39
7.2 LONGITUD RADICULAR…………………………………………………... 44
7.3 NÚMERO DE BROTES…………………………………………………….. 48
7.4 ANÁLISIS ECONÓMICO…………………………………………………… 52
7.5 CORRELACIÓN……………………………………………………………... 54
7.5.1 Longitud radicular vs Número de brotes………………………………….. 54
7.5.2 Porcentaje de pegue vs Número de brotes………………………………. 54
8. CONCLUSIONES…………………………………………………………… 56
9. RECOMENDACIONES…………………………………………………….. 57
10. BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………... 58
11. ANEXOS……………………………………………………………………... 63
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro Pág.
Cuadro 1. Tratamiento evaluado sobre el efecto de tres enraizadores en tres
sustratos en el cultivo de manzanilla; Santa Lucía Utatlán, Sololá,
2016. ............................................................................................................ 32
Cuadro 2. Porcentaje de pegue de la evaluación del efecto de tres enraizadores
en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis); Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016. .................................... 39
Cuadro 3. Análisis de varianza para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo
de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres
enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ............... 40
Cuadro 4. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A
Sustratos para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y
tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 41
Cuadro 5. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B
Fitohormonas para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y
tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 42
Cuadro 6. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción
AxB para la variable Porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres
sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. .............................................. 43
Cuadro 7. Longitud radicular en metros para la evaluación del efecto de tres
enraizadores en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis); Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016. .................................... 44
Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable Longitud radicular, en el cultivo
de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres
enraizadores y tres sustratos, Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ............... 45
Cuadro 9. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A
sustratos para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y
tres sustratos, Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 46
Cuadro 10. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B
enraizadores para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y
tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 46
Cuadro 11. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción
AxB para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres
sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. .............................................. 47
Cuadro 12. Número de brotes para la evaluación del efecto de tres enraizadores
en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis); Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016. .................................... 48
Cuadro 13. Análisis de varianza para la variable número de brotes, en el cultivo
de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres
enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ............... 49
Cuadro 14. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A
sustratos para la variable Número de brotes, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y
tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 50
Cuadro 15. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B
enraizadores para la variable número de brotes, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y
tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 51
Cuadro 16. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción
AxB para la variable Número de brotes, en el cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres
sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. .............................................. 52
Cuadro 17. Costos de los tratamientos evaluados en el cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis); Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. .................. 53
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Pág.
Figura 1. Estructura química del Ácido Indolbutírico (Calderón, 2005)…………….. 7
Figura 2. Unidad experimental en la evaluación de tres enraizadores en tres
sustratos en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. 34
Figura 3. Croquis de campo en la evaluación de tres enraizadores en tres
sustratos, en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá,
2016…………………………………………………………………………….. 34
Figura 4. Correlación Longitud radicular vs Número de brotes; Santa Lucia
Utatlán, Sololá, 2016………………………………………………………….. 54
Figura 5. Correlación Porcentaje de pegue vs Número de brotes; Santa Lucia
Utatlán, Sololá, 2016………………….…………………………………….. 55
EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN EL
CULTIVO DE MANZANILLA (Crataegus guatemalensis) EN SANTA LUCÍA
UTATLÁN, SOLOLÁ.
Resumen
El objetivo principal de este estudio fue evaluar el efecto de enraizadores en
diferentes sustratos en el cultivo de Manzanilla en Santa Lucia Utatlán, Sololá. Se
utilizó un diseño bloques completos al azar con parcelas divididas, con nueve
tratamientos y tres repeticiones, para un total de 27 unidades experimentales. En
donde se evaluó el efecto de los sustratos (arena blanca, broza y tierra) y
enraizadores (Ácido Indolebutyrico-3 al 15.30 %, Ácido indolbutírico IBA al 98 %,
NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético al 66.4 %). Cada unidad experimental compuesta
por tablones directos al suelo de 0.50 m de ancho por 0.50 m de largo, sembrando
un total de 100 estacas y evaluando 64 estacas del medio dejando el efecto de
borde. Las variables evaluadas fueron: porcentaje de pegue, longitud radicular y
números de brotes. El mejor tratamiento fue la combinación de los factores Arena +
Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) correspondiente al tratamiento uno, el cual presentó
mejor resultado con media de 29.68 % de pegue, promedio de 0.029 m de longitud
radicular, y una media de 39 brotes por tratamiento. Sin embargo para el análisis
económico del tratamiento uno, presenta un costo de producción de Q 224.25
alcanzando el 27.09 % de rentabilidad.
1
1. INTRODUCCIÓN
El cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis) se encuentra en Guatemala, México y
Ecuador, siendo las únicas localizaciones informadas a la fecha. La producción de
frutas es utilizada para la elaboración de mermeladas destinadas al consumo familiar,
algunos productores comercializan las frutas en épocas de fin de año (Octubre a
Diciembre), se demanda este producto para agregar a las bolsas de fruta que se utiliza
para elaborar el ponche navideño, también es utilizada para la decoración de viviendas
previo al año nuevo y navidad. La producción de patrones se considera funcional para
porta injertos de Manzana (Malus domestica) y Pera (Pyrus communis), ambos cultivos son
potenciales en el área y con tendencia al mejoramiento genético de variedades
existentes.
A nivel local los cultivos de manzana y pera son injertadas sobre patrones de manzana
criolla, las plántulas injertadas se comercializan en el mercado a un costo de Q 25.00,
los costos de producción se incrementan debido al bajo porcentaje de enraizamiento de
las estacas, su desarrollo y mantenimiento del patrón de manzana criolla. En el
mercado frutícola se considera potencial la demanda de estacas de tallo enraizadas,
para ser utilizadas como porta injerto en los cultivos mencionados, considerando que su
enraizamiento implica menos tiempo a comparación de los hijuelos de manzana que
son los utilizados a nivel local.
Los fruticultores o viveristas del altiplano occidental del país, utilizan métodos empíricos
para la propagación asexual de la manzanilla, a causa de esto los productores no
alcanzan los estándares de calidad de producción en el tiempo requerido.
La investigación se realizó con el fin de generar información técnica agronómica sobre
la reproducción asexual del cultivo de manzanilla, se evaluó los efectos de tres
enraizadores en tres sustratos, el material experimental utilizado presentó uniformidad
en tamaño, diámetro y nudos para evaluar el porcentaje de pegue, longitud radicular y
2
número de brotes. La generación de información técnica pretende que el agricultor haga
uso eficiente de los recursos e incremente la productividad de la planta.
3
2. MARCO TEÓRICO
2.1 REGULADORES DE CRECIMIENTO
Generalmente es necesario agregar uno o más sustancias reguladoras, frecuentemente
auxinas y/o citoquininas, pero a veces también giberelinas, ácido abscícico o etileno
para mejorar el desarrollo del cultivo y órganos (Margara, 1988).
El requerimiento de estas sustancias, sin embargo, varía considerablemente con el
tejido a usar para propagar y depende fundamentalmente del nivel endógeno de
fitohormonas naturales (Seemann, 1993).
Los reguladores de crecimiento de plantas o fitorreguladores son compuestos orgánicos
de origen natural o sintético que, en pequeñas concentraciones, aceleran, inhiben o
modifican de alguna forma los procesos fisiológicos de las plantas. El concepto de
regulador de crecimiento es más amplio e incluye al de fitohormona cuando el regulador
es producido por la misma planta. Por su naturaleza química y por el efecto que
producen en las plantas, los fitorreguladores pueden clasificarse en cinco grupos
(Coleto, 1995).
1. Auxinas
2. Giberelinas
3. Citoquininas
4. Etileno
5. Inhibidores y retardantes del crecimiento.
A pesar de que en muchas especies vegetales se presentan naturalmente mecanismos
de reproducción vegetativa, es posible que mediante intervención humana se hagan
más eficientes y se generen nuevos tipos de multiplicación. El éxito de la propagación
vegetativa depende de muchos factores como, por ejemplo, el tipo de especie que se
quiere reproducir, el método de reproducción vegetativa que se emplee, las
características fisiológicas del material a multiplicar, el genotipo empleado y la
4
metodología de manejo utilizada durante el proceso de propagación (Rodríguez y Nieto,
2002).
La reproducción por medio de estacas permite una rápida obtención de material para
siembra de un Genotipo uniforme y es muy útil para la reproducción de aquellas
especies que son difíciles de propagar por semilla. En la práctica del estacado pueden
utilizarse sustancias para estimular el proceso de enraizamiento, favoreciendo la
formación de raíces adventicias. En 1935, el descubrimiento del efecto estimulante de
las hormonas sobre el enraizamiento de estacas, hizo posible la elaboración de nuevas
técnicas de propagación. Se ha encontrado que algunas auxinas, como el ácido indol-
butírico (AIB) y el ácido indol-acético (AIA), estimulan la producción de raíces (Villegas
1984; Kramm, 1987).
Existen inductores químicos artificiales, elaborados con ácido alfa-naftalenacético
(ANA) como ingrediente activo, que son reguladores fisiológicos que actúan sobre los
puntos de crecimiento activo de las raíces de las plantas y afectan las divisiones
celulares promoviendo la emisión radical. Actualmente se ha despertado gran interés
por el uso de estimuladores de enraizamiento de origen natural, como el cristal de
sábila (Aloe vera (L.) Burm. f.) y la cocción de las hojas del sauce (Salix humboldtiana
Willd), entre otros (Hartmann y Kester, 1998).
2.1.1 Auxinas
Las auxinas son un grupo de fitohormonas que tienen la capacidad de producir un
agrandamiento y alargamiento celular, y al mismo tiempo, promueven la división celular
en el cultivo de tejidos. Además promueven la dominancia apical o inhibición del
desarrollo de las yemas laterales por la yema apical (Roca y Mroginski, 1991).
El ácido indolacético (AIA) además de presentar la ventaja de ser natural, es el único
que posee el menor efecto inhibitorio en la formación del tallo. Por otro lado el ácido
naftalénacético (ANA) es una auxina fuerte, muy estable y se utiliza especialmente para
promover la rizogénesis (Margara, 1988).
5
El objetivo de tratar estacas con sustancias reguladoras de crecimiento del tipo auxinas,
es aumentar el porcentaje de estacas que forman raíces, acelerar la iniciación de ellas,
aumentar el número y calidad de las raíces producidas por estaca y aumentar la
uniformidad del enraizamiento. Es posible que en las plantas que enraízan con
facilidad, no se justifiquen los gastos y esfuerzos adicionales del tratamiento. El mejor
uso de las hormonas de enraizamiento, es en estacas que enraízan con dificultad,
aunque se debe aclarar que los tratamientos con estas sustancias pueden, como
máximo, aumentar una latente potencialidad rizógena, pero no crearla. Sin embargo, el
empleo de estas sustancias no permite que se ignoren otras buenas prácticas de la
propagación por estacas, tales como el mantenimiento de éstas en condiciones
apropiadas de agua, temperatura y luz (Hartmann, Kester, Davies y Geneve, 2002).
a. Efectos biológicos de las auxinas
Los efectos biológicos más importantes que tienen las auxinas son: la estimulación de
la división celular, inicio de la formación de raíces de varias especies, inicio de la
floración, inducción del amarre de frutos y desarrollo de frutos jóvenes, entre otros
(Weaver, 1985).
b. Mecanismos de acción de las auxinas
Las auxinas incrementan la flexibilidad de las paredes celulares con lo cual se pierde la
presión de turgencia de la célula. Al perderse la presión de turgencia, el agua ingresa al
interior de la célula y de esta manera la misma se expande (Weaver, 1985).
c. Utilización de reguladores de crecimiento para estimular el enraizamiento
Las auxinas son los reguladores de crecimiento más usados para estimular el
enraizamiento de las plantas. Dentro de las auxinas sintéticas se conocen dos
productos como los que proporcionan mejores resultados estos son: ácido indolbutírico
(AIB) y el ácido naftalenacético (ANA). El ácido indolbutírico es un compuesto
persistente que se retiene cerca del sitio de aplicación ya que se desplaza muy poco y
por lo cual es muy efectivo (Weaver, 1985).
6
d. Métodos de aplicación de reguladores de crecimiento
Existen tres métodos para aplicar los reguladores de crecimiento a las estacas y que
son los únicos que actualmente se han utilizado en forma amplia y práctica, estos son:
la inmersión rápida, el remojo prolongado y el espolvoreado (Weaver, 1985).
e. Método de espolvoreado
Este método consiste en mezclar un producto con algún polvo fino inerte (talco) según
la concentración a aplicar, que varía de 200 a 5000 ppm (dependiendo del tipo de
madera de la estaca). El polvo se aplica en el área basal de las estacas humedecidas
con agua y luego se coloca en el medio de enraizamiento. Una de las desventajas de
este método es que el polvo se puede desprender de la estaca al insertarla en el
sustrato y además que el exceso de polvo en el área basal puede ocasionar toxicidad
(Weaver, 1985).
f. Método de inmersión rápida
Consiste en sumergir durante 5 segundos los extremos basales de las estacas en una
solución concentrada (500 – 10000 ppm) del producto químico en alcohol isopropilico al
75%. Una vez absorbido el producto, las estacas se colocan en el medio de
enraizamiento. Es un método ventajoso porque requiere de menos equipo que en los
otros dos métodos y que la misma solución puede usarse repetidas veces siempre y
cuando sellen herméticamente para evitar la evaporación del alcohol (Weaver, 1985).
g. Método de remojo prolongado
Se sumergen los extremos basales de las estacas durante 24 horas en soluciones de 5
a 200 ppm del regulador de crecimiento. Se dejan en un lugar sombreado a
temperatura ambiente. Solo se mojan 2.5 centímetros basales, bajo condiciones
ambientales de elevadas temperaturas y baja humedad relativa se producirá una mayor
absorción del producto debido a la corriente transpiratoria, por lo tanto, se aconseja
mantenerlas en atmosfera húmeda para que se produzca una absorción más lenta pero
continua.
7
h. Ácido Indolbutírico (IBA)
El ácido indolbutírico es más estable, menos soluble. Emigra menos fácilmente en los
tejidos, su acción es muy localizada, es por tanto muy eficaz y se emplea a dosis más
bajas. El ácido indolbutírico es un regulador de crecimiento para las plantas,
principalmente utilizado para estimular el crecimiento de las raíces, herbáceas o
semileñosas, entre sus funciones está, la inhibición del desarrollo de las yemas axiales,
dando origen a un fenómeno que se conoce como dominancia apical, promueve el
fototropismo positivo, lo cual estimula al desarrollo de raíces laterales y adventicias,
provoca la supresión de las acciones de las hojas y estimula el desarrollo de los frutos
(Calderón, 2005).
Figura 1. Estructura química del Ácido Indolbutírico (Calderón, 2005).
2.1.2 Citoquininas
Las funciones destacables de las citoquininas son la estimulación de la división celular,
la inhibición de desarrollo de raíces laterales, el rompimiento de la latencia de yemas
auxiliares, retrasan la senescencia o envejecimiento de los órganos vegetales y
promueven la organogénesis en los callos celulares (Roca, et al., 1991).
Para estimular una proliferación de tejidos en los cultivos se utiliza frecuentemente una
baja concentración de citoquininas, por el contrario, si se utiliza una elevada
concentración, se favorece a la proliferación in vitro de meristemos axilares en cultivo
de ápices y para reprimir la obtención de macollos de yemas. Si se utiliza una
concentración moderada de citoquininas, esta favorece a la formación de nuevas
yemas sobre callos. La incorporación de BAP al medio, en una concentración entre 0,1
y 10 mg/L, es esencial para el inicio del enraizamiento (Margara, 1988).
8
Son compuestos con actividad citoquininica los siguientes (Coleto, 1995).
1. BA (6 – bencilamino purina)
2. Cinetina (6 furfurilamino purina)
3. 2 ip (6 dimetilamino purina)
4. PBA (6 bencilaminotetrahidropiranil purina)
5. Zeatina (6 – hidroximetilbuterilamino purina)
2.1.3 Giberelinas
Existen varios tipos de giberelinas, siendo las más comunes las GA1, GA3, GA4, GA7 y
GA9. En la planta cumplen variadas funciones, como por ejemplo biorregulador esencial
en la organización de tejidos, reprimiendo los procesos de formación de callos y la
iniciación de órganos en algunos casos. Otras funciones destacables de las giberelinas,
son el incremento en el crecimiento de tallos, la inducción de la brotación de yemas,
interrumpen el periodo de latencia de las semillas y promueven el desarrollo de los
frutos (Margara, 1988).
2.1.4 Ácido abscísico
El crecimiento y la reproducción dependen del agua y los minerales disueltos. Cuando
una planta carece de agua suficiente, las células de la raíz producen más ácido
abscísico (ABA), que el xilema lleva con rapidez a las hojas. El ácido abscísico es parte
de la respuesta al estrés que hace que los estomas se cierren para que la planta tenga
pérdidas mínimas de agua (Starr y Taggart, 2008).
2.2 SUSTRATOS
El sustrato para enraizamiento de esquejes debe tener condiciones similares a las del
medio para germinación de semillas, prestando atención sobre todo a la porosidad libre
para favorecer el intercambio gaseoso, factor de gran importancia en el proceso de
rizogénesis (Águila y Martínez, 1989).
El medio de enraizamiento desempeña tres funciones (Llurba, 1997).
1. Sostener la porción vegetativa en su lugar, durante el periodo de enraizamiento.
9
2. Proporcionar humedad constante a la porción vegetativa.
3. Permitir el intercambio gaseoso entre el medio y la porción vegetativa.
Según Abad, (1991), en el sector hortícola, sustrato se define como todo material sólido
distinto del suelo in situ, natural, de síntesis o residual, mineral u orgánico, que
colocado en un contenedor, en forma pura o en mezcla, permite el anclaje del sistema
radical, desempeñando por lo tanto, un papel de soporte para la planta. El sustrato
puede intervenir (material químicamente activo) o no (material inerte) en el complejo
proceso de la nutrición mineral de la planta. Y su finalidad es proporcionar un medio
para producir una planta/cosecha de calidad, en un periodo de tiempo corto y con los
más bajos costos de producción. En adición el sustrato no debería provocar un impacto
medioambiental de importancia (Águila, et al., 1989).
Un buen sustrato debe permitir que a tensiones más bajas de agua (alta humedad en el
mismo) exista un elevado porcentaje de aire con fácil circulación. Para muchas plantas
la velocidad de formación de raíces y la morfología de las mismas dependerán del tipo
de sustrato utilizado. Los esquejes enraizados en arena gruesa producen raíces largas,
quebradizas y poco ramificadas, mientras que en turba fibrosa son ramificadas,
delgadas y flexibles. Estas variaciones se deben a la mayor capacidad de retención de
agua y aire de la turba frente a la arena, a igualdad de volúmenes. Los sustratos que
retienen mucha agua y dejan poca porosidad para el aire provocan, con frecuencia, la
asfixia de la base del esqueje ya que el proceso de formación de raíces tiene un
elevado requerimiento de oxígeno (Águila, et al., 1989).
En instalaciones más complejas el suelo se ha sustituido por materiales de origen
natural o artificial. Estos sustratos se pueden utilizar solos o bien mezclados, de forma
que presenten características de retención de agua, aireación y densidad idóneas. Para
una altura de cultivo de 10 cm el sustrato, recién saturado de agua, debe presentar el
50% de porosidad cargado de agua y el otro 50% de aire. Este comportamiento se
consigue con facilidad al mezclar materiales que posean elevada retención de agua con
otros que presenten gran capacidad de aire y drenaje rápido. Entre los primeros cabe
10
citar como muy utilizados la turba ácida, la vermiculita y la lana de roca a copos. La
arena de cuarzo troceada, las esferas de poliestireno, la perlita de grado hortícola, la
tierra volcánica y la arcilla expandida pertenecen al segundo grupo. Otros materiales
poseen características intermedias: tierra de bosque, cortezas fermentadas, virutas y
orujo fermentado, etc. (Águila, et al., 1989).
El tamaño de las partículas de los materiales a utilizar es muy importante. Para la
mayoría de sustratos con el aumento del tamaño se favorece la aireación, y con su
disminución la capacidad de retención de agua. Por ello se debe prestar gran atención
a la granulometría a la hora de formular las mezclas. Los buenos sustratos deben
quedar adheridos a las raíces formadas una vez terminado el enraizado. De esta forma
el esqueje se trasplanta con cepellón y el éxito de esta última operación queda
garantizado (Águila, et al., 1989).
Las condiciones de esterilidad del sustrato son un aspecto de amplia repercusión,
puesto que evitan una contaminación o infección inicial. La mayoría de sustratos
comerciales vienen ya esterilizados y de no ser así debe procederse a su desinfección.
La presencia de semillas en sustratos de origen natural no esterilizados es un grave
inconveniente, que debe subsanarse con tratamientos previos a su utilización (Águila, et
al., 1989).
En la actualidad se utiliza con relativa frecuencia el enraizado de esquejes individuales
en pequeños contenedores (de 5 a 7 cm de altura). Estos contenedores se colocan
sobre una delgada capa de sustrato o sobre platabandas de poliestireno perforado a
modo de cajas de fácil manejo.
Los contenedores se rellenan del sustrato adecuado y se procede a la plantación de los
esquejes. Esta técnica también es muy útil para esquejes de gran tamaño de plantas
ornamentales, que se enraízan en contenedores de dimensiones adecuadas al esqueje
(10, 15, 17 cm) (Águila, et al., 1989).
11
2.2.1 Tipos de sustratos más comunes
La mayoría de los sustratos artificiales contienen componentes orgánicos en una alta
proporción, puesto que éstos tienen unas propiedades muy adecuadas para el cultivo
de las plantas, como son: una baja densidad aparente, una elevada porosidad, una
gran capacidad de retención de nutrientes y una alta retención de agua. Los materiales
orgánicos, en función de su propia naturaleza y de la especie a cultivar, no son siempre
adecuados para su uso como único componente del sustrato, por lo que conviene en
esos casos que se mezcle con una porción de otro material mineral, de origen natural o
artificial, como puede ser la perlita, arena, fibra de coco, picón volcánico, vermiculita,
etc., que poseen unas densidades aparentes muy bajas (Calderón, 2005).
a. Arena blanca
La arena está formada por pequeños granos de piedra, de alrededor 0.05 a 2.0 mm de
diámetro que se originan por la intemperización de diversas rocas, dependiendo su
composición mineral de la que tenga la roca madre. En propagación de plantas
generalmente se emplea arena de cuarzo, que es en forma predominante un complejo
de sílice. La arena de grado más satisfactorio para el enraizamiento de estacas es la
que en albañilería se usa para blanqueados. La arena es el más usado de los medios
para enraizamiento. Cuando seca, pesa alrededor de 1.7 kg x dm3 (100 libras por pie3).
De preferencia se debe fumigar o tratar con calor antes de usarla, ya que puede
contener semillas de malezas y algunas especies de hongos que producen
ahogamiento. La arena virtualmente no contiene nutrientes minerales y no tiene
capacidad amortiguadora (buffer) respecto a sustancias químicas (Hartmann, et al.,
1987).
b. Broza
En la actualidad se emplean varias definiciones del término hojarasca, algunos autores
la definen como uno de los horizontes constituyentes del suelo y es llamado horizonte
A0 (Ibañez 2006), otros autores la definen como broza obteniendo de ella “tierra de
hoja” (Hartmann, et al., 1987). La descomposición de la hojarasca constituye una vía
principal de entrada de los nutrientes en el suelo y es uno de los puntos clave del
12
reciclado de materia orgánica y nutrientes (Vitousek et al. 1994). La materia orgánica
del suelo es uno de los materiales más complejos que existen en la naturaleza,
esencialmente todos los residuos de plantas y animales retornan al suelo donde se
mineralizan o descomponen por acción de los microorganismos, convirtiéndose en
humus, el cual actúa como un deposito que libera gradualmente los elementos N, P, S,
y micronutrientes esenciales para la nutrición de las plantas y para la población
microbiana del suelo (Cenicafe 1993)
c. Tierra negra
El Horizonte A es la parte del suelo más expuesta a las acciones meteorizantes del sol,
la lluvia, el viento, el hielo y también de los seres vivos. Los materiales que se
descomponen con facilidad tienden a emigrar, dejando concentrados en el horizonte A
los minerales más resistentes y la materia orgánica. Este hecho tiene mucha
importancia para el crecimiento de las plantas. Los minerales resistentes que quedan
en los suelos muy meteorizados, se descomponen más lentamente para ser una fuente
adecuada de nutrientes para las plantas. Los suelos más fértiles han sufrido menos
meteorización y contienen todavía minerales que se descomponen rápidamente,
liberando cada año nutriente en abundancia. Los procesos de meteorización rompen las
partículas minerales del suelo y disminuyen su tamaño. Parte de la arena se reduce en
limo y parte del limo se transforma en arcilla. Algunos constituyentes se vuelven
solubles y emigran del suelo por la acción percolante del agua. El horizonte A es la
parte más lavable del suelo (Thompson y Troeh, 2002).
2.3 CULTIVO DE MANZANILLA
El cultivo de la manzanilla pertenece a la familia de la Rosaceae, la especie (Crataegus
mexicana) se encuentra cultivada en las montañas de México y Guatemala; la especie
(Crataegus stipulosa) se cultiva en los valles andinos de Perú y Ecuador. Se le conoce
con el nombre de tejocote, níspero, manzanita o manzanilla. Sus nombre botánicos son
(Crataegus mexicana), (Crataegus stipulosa) y (Crataegus pubescens) (Geilfus, 1994).
13
2.3.1 Descripción
Las dos especies son tan parecidas que se consideran a menudo como una sola. Son
arbustos de 4 a 6 metros de alto, con ramas a veces espinosas. Producen flores
blancas en racimos. Los frutos son redondos o en forma de pera, de 2 a 5 cm de
diámetro. En la extremidad llevan restos del cáliz. Son de color amarillo o anaranjado; la
pulpa es firme, poco jugosa contiene 3 a 5 semillitas muy duras (Batis, Alcocer, Gual,
Sánchez y Vázquez, 1999).
Los pecíolos hasta de 1 cm de largo, láminas pecioladas, alternas, simples, romboideo-
elípticas a ovadas u oblongas a obovadas, de 3 -11 cm de largo por 1-5 cm de ancho,
ápice agudo u obtuso, borde aserrado a veces algo lobado, base cuneada, haz verde
oscuro poco piloso o glabro, envés más pálido, esparcida o densamente pubescente;
corimbos de pocas flores; sépalos cinco, lanceolados, tomentosos, de alrededor de 5
mm de largo, subenteros o glanduloso-aserrados; pétalos cinco, blancos, de 1 cm de
largo o menos; semillas cafés, lisas. (Geilfus, 1994)
2.3.2 Usos de la planta y frutos
Se come a veces cruda, pero sobre todo en jaleas, compotas y conservas de sabor
agradable. La madera sirve para mangos de herramientas. Se considera como una
especie melífera. La madera es muy dura y compacta. Una de las características del
fruto es su alto contenido de pectina, misma que se utiliza en la industria farmacéutica,
textil y siderúrgica, para la elaboración de cosméticos y como coagulante de
mermeladas y jaleas; también se utiliza como forraje para cerdos, borregos, conejos y
chivos. Presenta usos medicinales, la raíz se utiliza contra la diarrea y como diurético,
el fruto se usa para tratar la tos, la congestión de pecho y para padecimientos del
corazón (Batis, et al., 1999).
Árbol frutal que además es utilizado como patrón de semilla para injertar manzano,
peral, membrillo. El fruto se utiliza como medicamento para enfermedades como la tos,
pulmonía, bronquitis, resfrío y dolor de pulmón. Como tonificante y para la tos, se usa el
cocimiento de cinco frutos secos en ¼ de litro de agua, endulzado con miel, por nueve
14
días, tres veces al día. En el caso de tos aguda o crónica se prepara con flor de sauco,
itamo real, cáscara de chirimoya o de lima más ocote o simplemente con canela. Para
la pulmonía y asma, se prepara con eucalipto, flor de buganvilia, corteza de capulín,
sauco, flor de obelisco y gordolobo. Las hojas y la corteza en té se usan para combatir
diarreas, dolor de estómago y para que no hagan daño los corajes. En el caso de la
diarrea, se cuece la raíz de tejocote, más tres cogollos de hierbabuena en un cuarto de
litro de agua y se toma tres veces al día (Marín y Rodríguez 1993).
Según Saltic (2010), en su publicación de Prensa Libre titulada “Manzanilla, fruta con
aroma de la época” menciona; Para los pequeños productores de Manzanilla de Santa
María de Jesús, Sacatepéquez, noviembre y diciembre son la mejor época del año, ya
que es cuando se incrementa la demanda de esta fruta, utilizada en parte para la
decoración en época navideña. Hace unos años la producción de manzanilla en este
lugar se limitaba a los cultivos silvestres; sin embargo conforme la demanda se
incrementa, los campesinos han puesto mayor atención y cuidado a la siembra y
cosecha de la fruta. Hasta ahora se hacen injertos de manzanilla, en especial la de tipo
corona, la cual tiene un color más intenso, lo que hace que tenga mayor demanda.
Cada agricultor cuenta con cuatro árboles; compradores de San Juan Sacatepéquez,
San Pedro Sacatepéquez y desde el Salvador llegan al poblado para adquirir
manzanilla, la cual llevarán a los diversos mercados del país.
2.3.3 Clima y suelos
Son especies de montaña que se pueden cultivar entre 1,000 y 3,000 metros de altura.
Se acomodan en suelos rocosos y pobres pero crecen mejor en suelos profundos.
Prefieren un clima seco, requiere de una textura arcillosa, franca, pedregosos y de color
negro, con un pH de 6.5 a 7.5, suelos generalmente ácidos (Batis, et al., 1999).
Requiere de una temperatura media de 15 – 18 °C, mínima: 1 - 3 °C y máxima: 32 – 37
°C, precipitación (mm) entre 600 y 1,200 mm, con una media de 644 mm. Es una
especie demandante de luz; tolera bajas temperaturas (Geilfus, 1994).
15
2.3.4 Propagación sexual
a. Obtención y manejo de la semilla
Las semillas a utilizar deben provenir de individuos sanos (libres de plagas y
enfermedades), vigorosos, y con buena producción de frutos. Con esto se pretende
asegurar que las plantas obtenidas de esas semillas hereden las características de los
parentales. La facultad germinativa es del 60%. El letargo es de 2 a 3 años y es
necesaria una mínima estratificación. Se presenta un marcado letargo debido a la
combinación de una cubierta impermeable de la semilla y a condiciones del embrión. Se
aconseja retirar el endocarpo para mejorar la germinación de las semillas (Arriaga,
Cervantes y Vargas-Mena, 1994).
2.3.5 Propagación vegetativa
Varetas, acodos, esquejes, raquetas estacas. Se pueden propagar mediante injertos en
"t" o de raíz en patrones de manzanilla.
Esto se puede lograr debido a que todas las células poseen toda la información
genética necesaria para regenerar el organismo completo. Al poseer la misma
información genética, la planta originada va a tener las mismas características que la
planta de la cual fue tomada (Hartmann, et al., 1998).
a. Manejo en vivero de los trasplantes
El sustrato del propagador debe estar compuesto por una mezcla de limo, arcillas y
tierra de monte, ésta debe esterilizarse con agua caliente a 50°C antes de sembrar las
estacas. Las estacas se siembran cuidando de no dejar hueco entre el suelo y la
estaca, periódicamente se revisan y se riegan cada tercer día, durante los meses de
marzo a mayo (Marín, et al., 1993).
b. Propagación por medio de estacas
Para propagar una planta por medio de estacas; se corta una porción de tallo, raíz u
hoja de la planta madre, se coloca en condiciones favorables y se induce a la formación
de raíces y brotes. Las estacas se pueden clasificar de acuerdo a la parte de la planta
16
de donde proceden, así que puede haber estacas de tallo, de hoja, y yema, y de raíz
(Hartmann, et al., 1998).
c. Formación de raíces adventicias
Este tipo de raíces se origina en el tejido del xilema secundario joven. Pueden ser de
dos tipos, raíces preformadas y raíces de lesiones; las primeras están en los tallos o
ramas cuando aún están adheridas a la planta madre y se vuelven latentes cuando se
cortan las estacas y se ponen en condiciones favorables; las segundas se desarrollan
solo después de haber hecho la estaca (Hartmann, et al., 1998).
Al hacer una estaca, las células quedan expuestas y se da un proceso de cicatrización,
formándose una capa de suberina que protege al resto de células, luego estas células
se empiezan a dividir y forman el callo; por último, por procesos de desdiferenciación,
empiezan a formarse las raíces adventicias (Hartmann, et al., 1998).
Por lo general, el origen y desarrollo de las raíces adventicias es dentro del tallo, cerca
del cilindro vascular, fuera del cambium; se mantienen en reposo hasta que se hace las
estacas y se colocan en condiciones ambientales favorables. Por ejemplo el (Populus sp)
se forma en el tallo a mediados del verano y luego emergen de las estacas hechas en
primavera siguiente (Hartmann, et al., 1998).
La formación de raíces adventicias puede depender de ciertos factores inherentes no
translocables, determinados por el genotipo de las células individuales del tejido.
Aunque es probable que para establecer condiciones que favorezcan la iniciación de
raíces existan interacciones entre ciertos factores fijos no móviles situados dentro de las
células; podrían ser ciertas enzimas y nutrientes fácilmente conducibles y factores
endógenos del enraizamiento (Hartmann, et al., 1998).
d. Formación del callo
El callo es una masa irregular de células de parénquima en varios estados de
lignificación. Este se origina en las células jóvenes del cambium vascular y el floema
17
adyacente, pero también puede contribuir a su formación, células de la corteza y de la
médula. Se cree que a partir del callo se empieza a formar las raíces, por lo que al
haber callo, se está asegurando que la estaca empezara a enraizar (Hartmann, et al.,
1998).
e. Proceso del enraizamiento
El enraizamiento es el desarrollo de las raíces cuya formación está influida por factores
fisiológicos, bioquímicos y anatómicos y por las relaciones existentes entre ellos, en las
estacas de tallo la mayoría de las raíces adventicias se originan en partes y formas
diferentes de las normales. Se inicia con la división celular, seguida por el desarrollo de
grupos de células en división hasta formar un meristemo apical de la raíz. Esta raíz
perfora la salida a través de las capas superficiales de células, hasta salir a superficie
(Hartmann, et al., 1998).
Según el proceso del enraizamiento de estacas de especies leñosas es complejo
debido a los diversos factores que influencian la capacidad de enraizamiento, sin
embargo puede considerarse simple en el momento que se encuentre un método
básico que logre facilitar el proceso del enraizamiento (Leakey y Mesén, 1991).
f. Factores endógenos que influyen en el enraizamiento
Edad de la planta madre y de la estaca
Es un factor muy importante en plantas de difícil enraizamiento. Las estacas tomadas
de plantas jóvenes tienen más capacidad de formación de raíces adventicias que las
tomadas de plantas viejas, esto se debe a la diferencia fisiológica entre plántula y una
planta madura. La condición inmadura llamada juvenilidad es importante en la
propagación. Los brotes juveniles enraízan más rápido. Las plantas madres al momento
de cortar las estacas deben estar en estado activo de crecimiento y no de floración,
para que se encuentre en su máxima capacidad regeneradora (Hartmann, et al., 1998).
18
Nutrición de la planta patrón
El estado nutricional de la planta madre tiene gran influencia en el desarrollo de raíces y
ramas en las estacas separadas de ella. Es muy importante la concentración de
carbohidratos o almidones seguidos de la presencia de nitrógeno, potasio y zinc. Entre
las plantas progenitoras el equilibrio entre el contenido bajo de nitrógeno y alto en
carbohidratos, puede favorecer el enraizamiento (Hartmann, et al., 1998).
Niveles de auxina.
Las auxinas se sintetizan en hojas y yemas, estas sustancias en las células jóvenes no
diferenciadas, provocan la síntesis de ácido ribonucleico que interviene en la iniciación
de primordios de raíces adventicias del tallo (Hartmann, et al., 1998).
Posición de la estaca en la planta madre
Las estacas pueden tomarse de ramas laterales o terminales suculentas, siendo
mejores las primeras, debido a que ya ha disminuido el crecimiento rápido y han
acumulado carbohidratos. Las estacas pueden separarse de diferentes regiones de las
ramas, cuya composición química varía de la base a la punta, incrementándose el
contenido de nitrógeno y disminuyendo el contenido de carbohidratos.
Generalmente enraízan mejor las estacas tomadas de las partes basales de la rama
debido a las altas reservas de carbohidratos, en otros casos son mejores las estacas
terminales, pues producen sustancias endógenas promotoras de enraizamiento, o hay
menor diferenciación, facilitándole a las células volverse meristemáticas (Hartmann, et
al., 1998).
Cofactores de enraizamiento
Existen sustancias específicas formadoras de raíces como las rizocalinas presentes en
las hojas, yemas y cotiledones; éstas son requeridas al igual que los terpenoides
oxigenados y otras sustancias no identificadas aún, para la iniciación y desarrollo
radicular (Bidwell, 1990).
19
g. Factores exógenos que influyen en el enraizamiento
Condiciones ambientales
Los requerimientos de cada especie, el ambiente bajo el cual se desarrollan las estacas
va a ser variable en cuanto a los siguientes factores:
Humedad: las estacas necesitan cierto nivel de humedad para vivir. En estacas con
hojas, el enraizamiento se ve estimulado pero la perdida de agua a través de ellas
puede disminuir el contenido de agua en las estacas, las cuales llegan a morir por
desecación antes de formar raíces (Hartmann, et al., 1998).
Temperatura: la temperatura puede regular la producción de raíces, que debe
desarrollarse antes del crecimiento del tallo y desarrollo de las yemas, recomendándose
temperaturas mayores para la base de la estaca y menores para la etapa terminal
(Hartmann, et al., 1998).
Luz: es un factor importante pues las estacas con hoja elaboran productos fotosintéticos
importantes para la iniciación y el crecimiento de raíces, requiriendo intensidad y
longitud de luz suficientes para producir carbohidratos, los que serán utilizados
después. Las estacas de madera dura sin hojas dependen de los carbohidratos
almacenados. Si las necesidades de auxinas son satisfechas externamente, la
presencia de luz parece tener un efecto inhibidor sobre la iniciación de las raíces
(Hartmann, et al., 1998).
2.4 INVESTIGACIONES RELACIONADAS AL TEMA
Según Barrera (2011), en su tesis titulada “Evaluación de cinco sustratos y dos
concentraciones de ácido indolbutírico para el enraizamiento de esquejes de morera
(Morus alba: moraceae). Parcelamiento Cuyuta, Masagua, Escuintla”, concluye; los
sustratos arena pómez, y tierra+arena+materia orgánica (2:1:1) propiciaron un
enraizamiento más acelerado de los esquejes de morera (90% a los 30 días de iniciado
el experimento). A partir de los dos meses de plantación, todos los sustratos, a
excepción de peat most, tuvieron un comportamiento similar (de 88.33% a 96.67%; peat
20
most 45%). En su orden, los sustratos tierra+arena+materia orgánica (2:1:1), y arena
pómez fueron los que más favorecieron la formación de biomasa radicular y foliar en
esquejes de morera. Recomendando para futuras evaluaciones que involucren
diferentes sustratos, estos deberán contar con la caracterización físico-química de los
mismos, para manejarlos de acuerdo a sus propiedades, principalmente en el aspecto
de aportes de agua y evaluar otras dosis de IBA, diferentes productos hormonales y
métodos de aplicación, para generar alternativas tecnológicas que permitan mejorar el
enraizamiento en esquejes de morera.
Solares (2013), en su tesis titulada “Evaluación de tres sustratos en el cultivo de Morera
(Morus alba: Moraceae) y su respuesta en la producción de biomasa para alimento del
gusano de seda (Bombix mori), Bárcenas, Villa Nueva, Guatemala, concluye; que con la
utilización del sustrato bovinaza obtuvo los mejores rendimientos en la reproducción de
rebrotes, antes y después de la poda de formación siendo este el mejor sustrato. El
sustrato bovinaza con el lombricompost estadísticamente no tuvo significancia en la
producción de biomasa, siendo de mejor opción el sustrato bovinaza por ser de menor
costo. Así mismo recomienda el uso del sustrato tierra negra + arena blanca + bovinaza
(50%:20%:30%) por presentar los mejores rendimientos en la producción de rebrotes
en la planta de morera y un mejor rendimiento de biomasa (materia verde) y a un costo
menor comparado con el tratamiento a base de lombricompost.
Según Gutiérrez (1997), en su tesis titulada “Variabilidad en las características
morfológicas y estructurales en diversas accesiones de (Crataegus pubescens) (HBK)
Steud. Rosaceae: Maloideae y su probable mecanismo de adaptación a las diversas
condiciones ambientales”, recomienda; promover la explotación del fruto de (Crataegus
pubescens) dada su importancia económica que requiere apoyar estudios para
caracterizar el valor de sus pectinas, generando grandes beneficios económicos ya que
se desarrolla sobre los 2000 msnm. Así mismo menciona que (Crataegus pubescens) ha
despertado un gran interés en fruticultura ya que se ha utilizado como patrón para
injertar manzano, su madera es de grano fino, con radios medulares oscuros, se utiliza
para la elaboración de herramientas y otros utensilios.
21
Según Golcher (2008), en su tesis titulada “Evaluación de dos tipos de injerto de Pera
Bos (Pyrus comunis) y dos porta injertos en San Bartolomé Milpas Altas, departamento
de Sacatepéquez”, recomienda utilizar cualquiera de los patrones evaluados para la
reproducción vegetativa de la pera, ya que ambos respondieron de la misma forma. La
Manzanilla (Crataegus stipulosa) tiene la característica de emitir brotes en el cuello y en
las raíces principalmente, a su lado se separan estos brotes (hijuelos de la raíz) es
como generalmente se le multiplica, por el otro lado significa una desventaja, pues es
necesario pasar por lo menos dos veces por año quitándolos. Tanto la Manzanilla
(Crataegus stipulosa) como la pera Kieffer (Pyrus communis L.) utilizadas como patrón
respondieron de igual forma al porcentaje de pegue.
García (2008), en su tesis titulada “Evaluación de enraizadores para la producción de
buganvilia (Bougainvillea spectabilis Wild) bajo tres sustratos” menciona; los productores
de la región del suroccidente, no tienen precedentes para la utilización de productos
fitohormonales en la reproducción asexual de buganvilia a través de estacas, sino
únicamente la reproducción tradicional, empleando para ello técnicas rudimentarias que
en su mayoría de casos llegan a catalogarse como precarias. Las plantas de buganvilia
(Bougainvillea spectabilis Wild), tiene la característica de poderse reproducir
asexualmente, empleando para ello la técnica de estacas, se determinó que el mejor
producto fitohormonal (enraizador) es: Rootex 30, ya que a los 60 días después de la
siembra, las estacas de buganvilia presentaron un mayor número de raíces y longitudes
aceptables.
Según Saltic (2010), en su publicación de Prensa Libre titulada “Manzanilla, fruta con
aroma de la época” menciona; Para los pequeños productores de Manzanilla de Santa
María de Jesús, Sacatepéquez, noviembre y diciembre son la mejor época del año, ya
que es cuando se incrementa la demanda de esta fruta, utilizada en parte para la
decoración navideña. Hace unos años la producción de manzanilla en este lugar se
limitaba a los cultivos silvestres; sin embargo conforme la demanda se incrementa, los
campesinos han puesto mayor atención y cuidado a la siembra y cosecha de la fruta.
Hasta ahora se hacen injertos de manzanilla, en especial la de tipo corona, la cual tiene
22
un color más intenso, lo que hace que tenga mayor demanda. Cada agricultor cuenta
con cuatro árboles, compradores de San Juan Sacatepéquez, San Pedro Sacatepéquez
y desde el Salvador llegan al poblado para adquirir manzanilla, la cual llevarán a los
diversos mercados del país.
Según Aldana (2010), menciona que las hormonas enraizantes son compuestos
orgánicos que estimulan la actividad fisiológica de la planta, favorecen y aceleran la
formación y desarrollo de raíces. Estas se utilizan para lograr la emisión de raíces en
esquejes, estacas o ramillas en cultivos como el cacao que no produce raíces en las
ramas fácilmente. En el mercado se consigue una amplia gama de hormonas
enraizantes en polvo y para disolver en agua. En un recipiente limpio se deposita la
hormona en la cantidad que permita impregnar bien la base de la ramilla. En un
recipiente limpio y desinfectado se deposita agua limpia para humedecer la punta o
área de corte realizado en la estaca. Humedecida la punta del tallo de la estaca se
introduce dentro del recipiente que contiene la hormona, logrando que esta quede
adherida con facilidad.
Según Weaver (1985), se le llama auxinas al grupo de compuestos que se caracterizan
por tener capacidad de inducir la extensión de las células de los brotes. Para Hartmann,
HT. Kesler, DE. (1998) las auxinas tienen varias ventajas al ser aplicadas a estacas:
aceleran su iniciación y aumentan la uniformidad del enraizamiento. Las auxinas
pueden ser naturales, ya que son producidas por la misma planta, tal es el caso del AIA
(ácido indolacetico), detectado en varios tejidos vegetales, y el IAN (indolacetonitrilo)
extraído de hojas y tallos de plantas superiores de crecimiento rápido; también pueden
ser sintéticas, y entre esta están él IBA (ácido indolbutítico).
Según Aldana (2010), menciona que las hormonas enraizantes son compuestos
orgánicos que estimulan la actividad fisiológica de la planta, favorecen y aceleran la
formación y desarrollo de raíces. Estas se utilizan para lograr la emisión de raíces en
esquejes, estacas o ramillas en cultivos como el cacao que no produce raíces en las
ramas fácilmente. En el mercado se consigue una amplia gama de hormonas
23
enraizantes en polvo y para disolver en agua. En un recipiente limpio se deposita la
hormona en la cantidad que permita impregnar bien la base de la ramilla. En un
recipiente limpio y desinfectado se deposita agua limpia para humedecer la punta o
área de corte realizado en la estaca. Humedecida la punta del tallo de la estaca se
introduce dentro del recipiente que contiene la hormona, logrando que esta quede
adherida con facilidad.
24
3. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO
La manzanilla es un cultivo nativo del altiplano occidental del país con baja explotación
económica, ya que por sus características morfológicas que presenta la planta ha
dificultado su propagación en campo y es por ello que los productores de plantas
frutales no han encontrado la manera efectiva y eficiente de reproducir dicho cultivo.
Ante esta dificultad los productores en campo prefieren propagar las plantas utilizando
el método de reproducción por hijuelos, sin embargo este método requiere de mayor
tiempo y espacio (área de terreno) para su propagación porque se necesita de gran
número de plantas madres para obtener el material vegetativo necesario para
cultivarlas y explotarlas económicamente, situación que ha sido difícil de lograrlo, ya
que la poca cantidad de frutos que los agricultores producen en sus parcelas la
comercializan, por la demanda en el mercado nacional, limitándose a la extracción y
comercialización de semilla para su reproducción sexual.
Actualmente los productores en campo demandan el cultivo en plántulas, sin embargo
lo productores de frutales en vivero del occidente del país se han encontrado con la
dificultad para la propagación asexual del cultivo debido a que la planta posee un tallo
leñoso y para su propagación por método de estacas de tallo no se logra la generación
de raíces, porque los productores no utilizan fitohormonas para inducir el enraizamiento,
surgiendo la necesidad de buscar prácticas que faciliten la reproducción asexual del
cultivo.
Dicha situación se manifiesta en la alta demanda y baja oferta de patrones (plántulas)
de Manzanilla, por tal razón se propone la evaluación del efecto de tres enraizadores en
tres sustratos para la propagación de estacas de tallo del cultivo de Manzanilla,
considerando que es un cultivo con alta resistencia a plagas y enfermedades, siendo
muy efectivo para la utilización de porta injertos en cultivos con potencial económico
tales como Pera, Manzana y Manzanilla mejorada, buscando una alternativa efectiva
con los sustratos y enraizadores para la propagación asexual del cultivo, la reducción
25
en los costos de comercialización de las plántulas de Pera, Manzana y Manzanilla
mejorada, el abastecimiento de la demanda de patrones con viveristas del altiplano
occidental del país y el incremento en la explotación económica del cultivo transformado
en conservas.
La finalidad de la investigación fue generar y facilitar información técnica y práctica a los
fruticultores y/o viveristas frutícolas del altiplano occidental del país para reducir costos
desde la propagación por estacas, producción de patrones de manzanilla y el injerto de
variedades de Pera, Manzana y Manzanilla mejorada.
26
4. OBJETIVOS
4.1 OBJETIVO GENERAL
Evaluar el efecto de enraizadores en diferentes sustratos en el cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis) en Santa Lucia Utatlán, Sololá.
4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Determinar el efecto de tres enraizadores y tres sustratos sobre el porcentaje de pegue
en el cultivo de Manzanilla.
Determinar el efecto de tres enraizadores y tres sustratos sobre la longitud radicular en
el cultivo de Manzanilla.
Determinar el efecto de tres enraizadores y tres sustratos sobre el número de brotes en
el cultivo de Manzanilla.
Determinar el costo de producción de cada uno de los tratamientos evaluados en el
cultivo de Manzanilla.
27
5. HIPÓTESIS
5.1 HIPÓTESIS ALTERNATIVA
Al menos un tratamiento mejora el porcentaje de pegue en el cultivo de Manzanilla.
Al menos un tratamiento mejora la longitud radicular en el cultivo de Manzanilla.
Al menos un tratamiento incrementa el número de brotes en el cultivo de Manzanilla.
28
6. METODOLOGÍA
6.1 LOCALIZACIÓN DEL TRABAJO
La investigación tipo experimental se realizó en el Paraje Parracaná, Cantón Chuchexic,
municipio de Santa Lucia Utatlán, departamento de Sololá. La ubicación geográfica de
la cabecera municipal comprendida en las coordenadas Latitud Norte-Sur 14°76'06'' y
longitud Este-Oeste 91°26'06'', se encuentra a una altura de 2,492 msnm. Santa Lucía
Utatlán, colinda con los siguientes municipios al Norte con Nahualá y Totonicapán; al
Este con San José Chacayá; al Sur con San Marcos La Laguna y Santa Clara La
Laguna; al Oeste con Santa Catarina Ixtahuacán (SEGEPLAN, 2010).
El municipio de Santa Lucia Utatlán se clasifica en dos zonas de vida, Bosque muy
húmedo Montano Bajo Subtropical (50.37 km2) y Bosque muy húmedo Montano
Subtropical (0.70 km2) (SIG-MAGA, 2006).
6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL
Para la realización de la presente investigación en su fase experimental, se utilizaron y
aplicaron los siguientes materiales:
6.2.1 Estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis)
Para el presente ensayo se utilizaron tallos de Manzanilla de 0.25 metros de longitud y
un diámetro comprendido en los rangos de 0.005 a 0.010 m, las cuales fueron
introducidas en los sustratos, previamente aplicada las fitohormonas para su
enraizamiento.
6.2.2 Arena blanca
La arena es un elemento granular que se encuentra en la naturaleza. Está compuesta
de partículas muy finas de rocas y minerales. En geología se considera arena a
cualquier partícula mineral con un diámetro de 0.06 a 2 milímetros, que es llamada
individualmente como grano de arena. Las siguientes partículas de menor tamaño se
llaman limos y las siguientes de mayor tamaño, grava (Hartmann, et al., 1987).
29
La arena está formada principalmente por silicatos, que son producto de la combinación
de varios elementos metálicos con los elementos más comunes de la corteza terrestre:
El oxígeno y el silicio. Los silicatos, por lo tanto, son el grupo mineral más variado y
extenso en la tierra. Su densidad es media, son duros, translúcidos y transparentes. El
silicio presente en la arena generalmente se encuentra en la forma de cuarzo, que es el
mineral más resistente a las condiciones climáticas (Hartmann, et al., 1987).
6.2.3 Broza
Se utilizó hojarasca descompuesta (broza) de bosques latifoliadas tales como Aliso
(Alnus acuminata), Encino (Quercus sp), la broza estaba descompuesta en su totalidad
(humus), donde se obtuvo un buen sustrato libre de hojas u otros objetos, se tamizó el
material recolectado obteniendo broza fina. Se consideró que este material contiene
nematodos, plagas, semillas de malezas y agentes patógenos, de modo que tuvo que
aplicarse insecticida-nematicida antes de utilizarla. En consecuencia del ataque de los
microorganismos, la materia orgánica se degrada y experimenta una serie de cambios
en su composición, hasta que alcanza una cierta estabilidad biológica o se mineraliza.
6.2.4 Tierra Negra
El Horizonte A es la parte del suelo más expuesta a las acciones meteorizantes del sol,
la lluvia, el viento, el hielo y también de los seres vivos. Los materiales que se
descomponen con facilidad tienden a emigrar, dejando concentrados en el horizonte A,
los minerales más resistentes y la materia orgánica. Los minerales resistentes que
quedan en los suelos muy meteorizados, se descomponen más lentamente para ser
una fuente adecuada de nutrientes para las plantas. Parte de la arena se reduce en limo
y parte del limo de transforma en arcilla (Thompson y Troeh, 2002).
6.2.5 Hormonas enraizantes
Las hormonas enraizantes son compuestos orgánicos que estimulan la actividad
fisiológica de la planta, favorecen y aceleran la formación y desarrollo de las raíces.
Estas se utilizan para la lograr la emisión de raíces en esquejes, estacas o ramilla en
cultivos como el cacao que no produce raíces en la ramas fácilmente. En el mercado se
30
consigue una amplia gama de hormonas enraizantes en polvo y para disolver en agua
(Aldana, 2010).
Las hormonas enraizantes utilizadas en la investigación son:
a. Descripción comercial de las hormonas enraizantes
Hormona vegetal: Acido Indolebutyrico-3
Nombre comercial: Rootex
Formulación: Polvo humectante
Ingredientes activos: Fungicida captan cis-N-l (triclorometril) -4
ciclohexeno- 1,2 dicarboximida.
15.00 %
Acido Indolebutyrico-3 0.30 %
Inertes y compuestos relacionados. No más de: 84.70 %
Total 100.00 %
Indicado para: Rootex, polvo humectante, es un producto a base de una
concentración de Captan, lo cual protege sus almácigos,
semilleros, tubérculos, plántulas en crecimiento, y tratamiento
de semillas, contra toda clase de hongos o flora bacterial
nociva a sus cultivos, y por acción hormonal aumenta el
crecimiento de raíces y brotes laterales.
Aplicación: Cuando se trate de trasplante use de 3 a 4 medidas (90 g. a
120 g.) por 16 litros de agua, y aplique su aspersión a la raíz
desnuda. Agréguese el polvo hormonal por contacto en la
base de sus estacas para promover raíz. Cuando se trata de
semilleros, incorpore 30 gramos por m2 de Rootex. Para el
caso de semillas, mezcle 2 onzas de Rootex por cada 10
libras.
Miscibilidad: Con los pesticidas del suelo usuales en la Agricultura.
Toxicología: Banda verde, Ligeramente toxico.
Presentación: Sobre de 100 g.
Empresa: BIONAGRO, Guatemala y COSMOCEL, México (Bionagro,
2013).
31
Hormona vegetal: Indole-3-butyric acid (IBA)
Nombre comercial: IBA 98 SP
Formulación: Polvo soluble
Ingredientes activos: Indole-3-butyric acid (IBA) 98.00 %
Ingredientes inertes 2.00 %
Total 100.00 %
Indicado para: Enraizamiento de estacas semi leñosas y leñosas.
Aplicación: Diluir los 10 gramos de producto comercial en 200 ml de
alcohol etílico al 90 %, luego aforar con agua destilada hasta
completar un litro de solución (800 ml de agua destilada); la
preparación hacerla en recipiente color ámbar. En la solución a
9800 ppm de IBA, sumergir 2.50 cm de las estacas por 5
segundos y luego sembrar.
Miscibilidad:
Toxicología: Banda verde. Ligeramente tóxico.
Presentación: Sobre de 10 gr.
Empresa: Marketing ARM International, Florida, USA (Marketing ARM,
Guatemala, 2011).
Hormona vegetal: NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético
Nombre comercial: Raizal 400
Formulación: Polvo soluble
Ingredientes activos: Nitrógeno total (N) 9.00 %
Fósforo (P2O5) 45.00 %
Potasio (K2O) 11.00 %
Magnesio (Mg) 0.60 %
Azufre (S) 0.80 %
Fitohormonas 0.04 %
Ingredientes inertes 35.56 %
Total 100.00 %
Indicado para: Nutriente enraizador de plántulas.
32
Aplicación: Trasplantes en campo y frutales en viveros, disuelva ½ a 1 kg
de RAIZAL* 400 en 100 L de agua. Aplique 50 a 80 ml de
solución por planta, preferentemente al momento del
trasplante o inmediatamente después.
Toxicología: Banda verde. Ligeramente tóxico.
Presentación: Sobre de 454 gr.
Empresa: ArystaLifeScience (Noviembre, 2008).
6.3 FACTORES A ESTUDIAR
Los factores estudiados fueron los sustratos (Factor A) y fitohormonas (Factor B) en la
emisión de brotes y raíces en el cultivo de manzanilla.
6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS
Los tratamientos fueron tres sustratos (arena blanca, broza y tierra) las cuales sirvieron
para el enraizamiento de los esquejes, al momento de la siembra se aplicó tres
enraizadores: b1 Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %), b2 Ácido indolbutírico (IBA 98 %), b3
NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %), para inducir a la emisión de raíces y
consecuentemente la formación de retoños de los esquejes.
Cuadro 1. Tratamiento evaluado sobre el efecto de tres enraizadores en tres sustratos en el cultivo de manzanilla; Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016.
Tratamiento Factor A Factor B
T1 Arena blanca Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)
T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)
T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)
T4 Arena blanca Ácido indolbutirico (IBA 98 %)
T5 Broza Ácido indolbutirico (IBA 98 %)
76 Tierra Ácido indolbutirico (IBA 98 %)
T7 Arena blanca NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)
T8 Broza NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)
T9 Tierra NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)
33
6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL
Se utilizó el diseño de bloques completos al azar con arreglo de parcelas divididas, con
nueve tratamientos y tres repeticiones, para un total de 27 unidades experimentales. En
donde en el factor A se evaluó el efecto de los sustratos: arena blanca, broza y tierra y
en el factor B el efecto de los enraizadores: b1 Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %), b2
Ácido indolbutírico (IBA 98 %), b3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %).
6.6 MODELO ESTADÍSTICO
El modelo estadístico para la presente evaluación se describe a continuación:
Yijk = μ + ai+Tj+ (aT)ij + Eijk
Dónde:
Yijk= Una observación del i-ésimo nivel del factor sustrato y i-ésimo nivel del factor
enraizadores a i-ésimo repetición. (Variable respuesta).
μ = Media general.
ai = Efecto del i-ésimo nivel del factor sustratos.
Tj= Efecto del i-ésimo nivel factor enraizadores.
(aT) ij= Efecto de la interacción entre sustrato x enraizadores.
Eijk= Efecto del error experimental.
6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL
Se utilizaron tres bloques con nueve unidades experimentales cada uno, en donde los
tratamientos fueron distribuidos al azar. Cada unidad experimental compuesta por
tablones directos al suelo, con dimensiones de 0.50 metros de ancho por 0.50 metros
de largo y el distanciamiento entre los esquejes fue de 0.05 metros, cada unidad
experimental estuvo compuesta por 100 estacas, se evaluaron las 64 estacas del medio
dejando el efecto de borde.
34
7.
8.
9.
10.
11.
Figura 2. Unidad experimental en la evaluación de tres enraizadores en tres sustratos
en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
6.8 CROQUIS DE CAMPO.
Dónde: a1, a2, a3 son los sustratos y b1, b2, b3 son los enraizadores.
N
BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III
b3 b1 b2
b1 b2 b3
b3 b2 b1
b2 b3 b1
b3 b1 b2
b2 b1 b3
b1 b2 b3
b2 b3 b1
b1 b3 b2
Figura 3. Croquis de campo en la evaluación de tres enraizadores en tres sustratos, en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
0.50 metros
0.5
0 m
etros
0.25 Metros Cuadrados
Parcela
Neta (0.16
m2), 64
estacas.
Parcela bruta
(0.25 m2)/ 100
estacas.
35
6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO
Se realizaron todas las labores que el productor efectúa y que fueron recomendadas
para producción de esquejes de manzanilla en condiciones de campo abierto.
6.9.1 Selección del área
Consistió en identificar y seleccionar un área de terreno con todas las condiciones
necesarias para el establecimiento del experimento, tomando en cuenta la entrada de
luz solar, la disponibilidad de agua y accesibilidad al lugar.
6.9.2 Limpieza del terreno
Esta actividad consistió en eliminar todo material que existía donde se ubicó el
experimento, tales como piedras, malezas, entre otros, con el fin que existiera una
mejor facilidad de trabajo. La actividad se realizó manualmente utilizando azadones,
rastrillos, machetes, carretas, costales.
6.9.3 Selección de sustratos
Para el caso de arena blanca se seleccionó el sustrato libre de tierra, se cernió
utilizando únicamente las partículas con un promedio de 0.03 mm de diámetro. La broza
(hojas descompuestas de latifoleadas) se cernió obteniendo sustrato fino sin hojarasca
y en el caso de tierra se utilizó la textura de suelo franco arenoso localizada donde se
realizó la investigación.
6.9.4 Desinfección de los sustratos
La desinfección consistió en aplicar Carbofurán al 5 %, a razón de 2 gramos por metro
cuadrado; para evitar el ataque de insectos y nematodos; y para el control de hongos se
aplicó Captán 50 WP a razón de 3 gramo por 1 litro de agua, en forma de “lechada”.
6.9.5 Elaboración de tablones de enraizamiento
Consistió en la elaboración de tablones con dimensiones de 0.50 m de ancho por 0.50
m de largo, se realizó directo al suelo, para cada unidad experimental se colocó madera
a los laterales para evitar el deslizamiento de los sustratos. El sustrato en cada unidad
36
experimental tuvo un espesor de 0.20 m, favoreciendo la buena colocación de las
estacas de tallo.
6.9.6 Selección de estacas
Las estacas seleccionadas fueron de plantas en edad joven (3 a 4 años), no se
seleccionaron estacas de plantas de mayor edad a las mencionadas. De dichas plantas
de Manzanilla se obtuvieron ramas, luego se seleccionaron estacas de 0.25 m de
longitud y diámetro comprendido en los rangos de 0.005 a 0.010 m.
6.9.7 Siembra de estacas de tallo
La siembra se efectuó a un distanciamiento de 0.05 m. al cuadro, en cada unidad
experimental existieron 100 estacas; al momento de la siembra las estacas se
sumergieron 0.02 m en los enraizadores siendo las siguientes dosis y concentraciones:
Ácido Indolebutyrico; se agregó el polvo hormonal por contacto en la base de las
estacas para promover el enraizamiento, la estaca se sumergió 0.02 m en el polvo, la
concentración fue del 15.30 %.
Ácido indolbutirico; se tomaron 10 gramos de producto comercial (IBA 98 %) y se
diluyeron en un recipiente de vidrio color ámbar con 200 ml de alcohol etílico al 90 % y
800 ml de agua destilada hasta completar un litro de solución, al realizar la mezcla se
obtuvo 9800 ppm. Esta solución se trasladó al momento de su uso en un recipiente de
plástico de boca ancha lo cual permitió introducir las estacas a una altura de 0.02 m por
un tiempo de 5 segundos.
Ácido Naftalenacético; Se disolvió 0.01 kg de Raizal en 1 litro de agua aplicando con
bomba de mochila en forma de chorro 80 ml de solución por estaca al momento del
trasplante, la concentración fue del 66.40 %.
37
6.9.8 Control de malezas
El control de malezas se realizó a cada 30 días de una forma manual, evitando la
competencia con el cultivo en luz, agua y otros.
6.9.9 Riego
El riego se aplicó según los requerimientos del sustrato, cabe mencionar que el sustrato
arena blanca requirió constantemente la aplicación de agua por su baja capacidad de
retención de humedad.
6.9.10 Toma de datos
La toma de datos se realizó a los 120 días después de la siembra, tomando datos en
porcentaje de pegue, longitud radicular y número de brotes. Las variables se midieron
en porcentaje, número de brotes y longitud radicular utilizando cinta métrica.
6.10 VARIABLES DE RESPUESTA
6.10.1 Porcentaje de pegue
El pegue del material vegetativo se refiere a las estacas de tallo que hayan generado
raíz en los sustratos después de haber aplicado el estimulador de enraizamiento
durante la siembra. El porcentaje se estableció de acuerdo al número de estacas de
tallo con raíces sobre la población total. La variable se midió a los 120 días después de
realizado la siembra en los sustratos, arrancando las estacas del sustrato, verificando la
raíz y brotes en cada estaca; se realizó en este tiempo debido a que a los 60 días no
era conveniente arrancar las estacas.
6.10.2 Longitud radicular
La longitud radicular se refiere al tamaño de las raíces adventicias generadas por el
estimulador de enraizamiento aplicada durante la siembra, el tamaño de las raíces se
midió con una cinta métrica, arrancando el material experimental, la medición se realizó
120 días después de la siembra en los sustratos, obteniendo dato de todas las estacas
que generaron raíz, los datos se expresan en metros.
38
6.10.3 Número de brotes
Se refiere a la cantidad de yemas que generó nuevo crecimiento de hojas, la medición
se efectuó contando el número de yemas que han formado hojas de las estacas
enraizadas en cada tratamiento y se realizó a los 120 días después de la siembra en los
sustratos, evaluando el efecto sobre la calidad de las estacas.
6.11 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN
6.11.1 Análisis estadístico
Para efectuar el análisis estadístico se utilizó uno hoja electrónica para la obtención de
los datos, se realizó el Análisis de Varianza para determinar si existe significancia o no
para los factores, para los que presentaron significancia se realizó la prueba de
Diferencia Mínima Significativa (DMS) ingresando las medias de los factores en la hoja
de cálculo.
6.11.2 Análisis económico
Se realizó un análisis de costos de producción, tomando en cuenta los costos de mano
de obra y los costos de insumos de cada tratamiento, con los datos obtenidos se
procedió a la determinación de la rentabilidad de cada uno de los tratamientos.
R = I N_ x 100
CT
Dónde:
R = Rentabilidad
IN = Ingreso Neto
CT= Cotos total
39
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1 PORCENTAJE DE PEGUE
Para la variable porcentaje de pegue en estacas de tallo del cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis) se presentan a continuación los datos de investigación
recopilados en campo, así mismo se presentan los análisis correspondientes como lo
es, el análisis estadístico y prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) por las
significancias presentadas en los factores A y B.
Cuadro 2. Porcentaje de pegue de la evaluación del efecto de tres enraizadores en tres
sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis); Santa Lucía Utatlán,
Sololá, 2016.
Trat. Factor A Sustrato
Factor B Enraizadores
Bloque I
Bloque II
Bloque III Total Medias
T1 Arena Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 29.69 28.13 31.25 89.063 29.68
T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.00 0.00 0.00 0.000 00.0
T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 6.25 4.69 4.69 15.625 5.20
T4 Arena Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.00 0.00 0.00 0.000 0.00
T5 Broza Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 3.13 3.13 3.13 9.375 3.12
T6 Tierra Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 3.13 3.13 4.69 10.938 3.64
T7 Arena
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 12.50 14.06 15.63 42.188 14.06
T8 Broza
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 0.00 0.00 0.00 0.000 0.00
T9 Tierra
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 0.00 0.00 0.00 0.000 0.00
Total Bloques 54.69 53.13 59.38 167.18 55.72
En el cuadro 2, se puede observar que el tratamiento 1 (Arena + Ácido Indolebutyrico-3
(15.30%)), presentó mejor resultado con una media de 29.68 % de pegue, seguido de
40
tratamiento 7 (Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %)) con una media de
14.06% de pegue, este resultado nos indica que las dosis de enraizadores aplicadas en
las estacas de tallo sembradas en el sustrato arena, desarrollaron fácilmente callo,
luego se formaron las raíces y brotes, favoreciendo el tipo de sustrato el cual es
considerado como material inerte, libre de plagas y enfermedades, sin embargo para el
tratamiento 4 (Arena + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %)) el resultado obtenido fue cero
por ciento, entendiéndose que el enraizador no tuvo efecto en las estacas de tallo,
siendo el mismo sustrato. Los valores de los tratamientos que presentaron cero por
ciento de pegue (T2, T4, T8 y T9), fueron tomados en cuenta para la elaboración del
análisis de varianza y medias que a continuación se presentan.
Cuadro 3. Análisis de varianza para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa
Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
NS = No existe diferencia significativa
** = Diferencia altamente significativa
C.V. = 13.74 %
Después del análisis anterior, el factor A (sustratos) muestra diferencia altamente
significativa, es decir, que los diferentes sustratos (arena, tierra y broza) influyen en el
porcentaje de pegue del material vegetativo al momento de enraizarlo, así también
existe diferencia significativa respecto al factor B (enraizadores), en donde el uso de los
diferentes enraizadores evaluados tienen efectos diferentes en el porcentaje de pegue.
Con respecto a los bloques no hubo diferencia entre factor A, factor B e interacción.
Fuentes de Variación
GL Sumas Cuadrados
Cuadrados Medios
F Calculada
F Tabulada P=0.05
Bloques 2 2.349121 1.174561 2.3595 NS 6.944
Factor A (Sustrato)
2 426.049805 213.024902 427.9304 ** 6.944
Error A 4 1.991211 0.497803
Factor B (Enraizadores)
2 967.007446 483.503723 667.6361** 3.885
Interacción 4 959.05957 239.764893 331.0744** 3.259
Error B 12 8.690430 0.724202
Total 26 2365.14758
41
Así mismo se puede observar que los datos obtenidos en el cuadro anterior, muestran
un coeficiente de variación para el factor A y B de 13.74% lo que indica que el ensayo
fue bien manejado para la variable porcentaje de pegue, obteniendo datos confiables
menores al 20% permisible.
Cuadro 4. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A Sustratos
para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán,
Sololá, 2016.
Sustrato Media DMS 5%
1 Arena 11.6289 A
3 Tierra 4.6867 B
2 Broza 2.2533 C
DMS = 1.5141
En el cuadro anterior se puede apreciar que sí existe diferencia significativa entre
tratamientos por la influencia del sustrato utilizado en el porcentaje de pegue, así la
agrupación de las literales en tres grupos que se observan en dicho cuadro demuestran
que en el grupo A el sustrato Arena resulta ser el mejor tratamiento, con un porcentaje
de pegue de 11.62, esto se debe a que dicho sustrato no se compactó con los riegos
realizados existiendo mejor filtración de agua, por lo que las estacas de tallo tuvieron
propiedades muy adecuadas para su pegue, no existiendo pudrición de estacas por
exceso de humedad; mientras los sustratos tierra del grupo B y broza del grupo C
presentan un porcentaje de peque de 4.68 y 2.25 respectivamente; 59.67 % y 80.65 %
menos eficientes al sustrato arena, considerando que influyo la baja porosidad de los
sustratos, compactándose rápidamente con los riegos efectuados y la retención alta de
humedad, observándose al momento de recopilar los datos que las estacas
presentaban pudrición en la parte baja. En la sumatoria de las medias de cada sustrato
se tomaron en cuenta los cuatro tratamientos T2, T4, T8, T9 que presentaron cero por
ciento de pegue, considerando que los sustratos no presentaron las condiciones
necesarias para su pegue.
42
Cuadro 5. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B Fitohormonas para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Enraizadores Porcentaje DMS 5%
1 Ácido Indolebutyrico-3(15.30%) 14.5811 A
3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4%) 2.9477 B
2 Ácido indolbutirico (IBA 98%) 1.04 C
DMS = 1.5992
En el cuadro anterior se puede apreciar que sí existe diferencia en el uso de los
enraizadores para el enraizamiento de estacas de Manzanilla (Crataegus guatemalensis),
así la agrupación de las literales en tres grupos que se observan en dicho cuadro
demuestran que la aplicación del enraizador Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) resultó
ser el mejor tratamiento perteneciente al grupo A, con un porcentaje de pegue de 14.58,
esto se debe a que el enraizador se aplicó por contacto en la base de las estacas,
asegurando que el polvo hormonal llegase al sustrato para su efecto; con respecto al
grupo B se encuentra el enraizador NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)
presentó un porcentaje de pegue de 2.94 y el grupo C el enraizador Ácido indolbutirico
(IBA 98 %) con un porcentaje de pegue de 1.04, al utilizar estos últimos tratamientos el
pegue se reduce a 79.77 % y 92.87 % respectivamente. Los valores de cero por ciento
de las medias de los tratamientos T2, T4, T8, T9 fueron tomadas en cuenta en la
sumatoria, sin embargo podemos considerar que la forma de aplicación del enraizador
NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %) no es efectiva debido a que dos
tratamientos obtuvieron cero por ciento de pegue.
Los resultados de ANDEVA indican que el efecto combinado de los factores A x B
(sustrato x enraizadores) resulta ser estadísticamente significativo, es decir que el
efecto de ambos factores son dependientes sobre la variable porcentaje de pegue,
presentándose a continuación.
43
Cuadro 6. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción AxB para la variable Porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá,
2016.
Tratamiento Media DMS 5%
1 29.68 A
7 14.06 B
3 5.20 C
6 3.64 C
5 3.12 C
2 0.00 D
4 0.00 D
8 0.00 D
9 0.00 D
DMS = 2.58
En el cuadro anterior se puede apreciar los resultados de la prueba de medias DMS al
5% realizada a la interacción A (sustratos) por el factor B (enraizadores) en el indicador
porcentaje de pegue, en donde se identifica que se formaron cuatro grupos
estadísticamente siendo superior la interacción del T1 (Arena + Ácido Indolebutyrico-3
(15.30 %)) que presentó una media de 29.68 porciento de pegue, la cual se ubica en el
grupo A, seguido de la interacción del T7 con 14.06 porciento de pegue en el grupo B,
en ambos grupos podemos observar que el sustrato arena combinado con los
enraizadores se obtienen resultados superiores a los demás. Para los tratamientos T3,
T6, T5 con 5.20, 3.64, 3.12 porciento de pegue respectivamente se ubican en el grupo
C y con respecto a los tratamientos T2, T4, T8 y T9 todos con porcentaje de pegue de
cero por ciento se catalogaron en el grupo D indicando que son inferiores
estadísticamente a los demás tratamientos.
44
7.2 LONGITUD RADICULAR
Para la variable longitud radicular en estacas de tallo del cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis) se presentan a continuación los datos de investigación
recopilados en campo, así mismo se presentan los análisis correspondientes como lo
es, el análisis estadístico y prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) por las
significancias presentadas en los factores A y B.
Cuadro 7. Longitud radicular en metros para la evaluación del efecto de tres enraizadores en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis);
Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016.
Trat. Factor A Sustrato
Factor B Enraizadores Bloque I
Bloque II
Bloque III Total Medias
T1 Arena Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.030 0.027 0.029 0.086 0.029
T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.012 0.010 0.010 0.032 0.011
T4 Arena Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
T5 Broza Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.027 0.026 0.030 0.083 0.028
T6 Tierra Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.027 0.027 0.028 0.082 0.027
T7 Arena
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 0.010 0.011 0.013 0.034 0.011
T8 Broza
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
T9 Tierra
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
Total Bloques 0.106 0.101 0.110 0.317 0.106
En el cuadro 6, se puede analizar que en los tratamientos 1, 5 y 6 se obtuvo una media
de 0.029, 0.028 y 0.027 metros de longitud radicular respectivamente, indicador que
muestra que con una longitud radicular mayor a los 0.02 metros es adecuada para el
trasplante a las bolsas para la producción de patrones, asegurando el pegue en el
45
sustrato a utilizar, sobresaliendo el tratamiento 1 que es la combinación de Arena +
Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %).
Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable Longitud radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos, Santa
Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
NS = No existe diferencia significativa
** = Diferencia altamente significativa
C.V. = 8.11 %
De acuerdo con lo que se observa en el cuadro de ANDEVA se deduce que existe
diferencias altamente significativas al 5 % entre tratamiento. Se puede observar que sí
existe diferencia altamente significativa respecto al factor A (Sustratos), es decir, que
los diferentes sustratos (arena, tierra, broza) influyen en la “longitud radicular” de los
materiales vegetativos enraizados. El factor B (enraizadores), muestra de igual modo
diferencia altamente significativa, es decir, que el uso de las diferentes hormonas
enraizadores tiene efectos diferentes en la “longitud radicular”. Con respecto a los
bloques no hubo diferencia significativa con relación al factor A, factor B e interacción.
Para analizar este comportamiento en el cuadro 8 y 9 aparecen las comparaciones de
medias a través de la Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS). Así mismo se
puede observar que los datos obtenidos en el cuadro anterior muestran un coeficiente
de variación para el factor A y B de 8.11 % lo que significa que el ensayo fue bien
Fuentes de Variación G
L
Sumas
Cuadrados
Cuadrados
Medios
F
Calculada
F
Tabulad
a P=0.05
Bloques 2 0.000005 0.000002 1.5249NS 6.944
Factor A (Sustratos) 2 0.000979 0.000489 330.3076** 6.944
Error A 4 0.000006 0.000001
Factor B
(Enraizadores) 2 0.000088 0.000044 48.2852**
3.885
Interacción 4 0.002941 0.000735 810.3982** 3.259
Error B 12 0.000011 0.000001
Total 26 0.004030
46
aplicado para la variable “longitud radicular”, considerándose que la variabilidad de los
datos son adecuados debido a que es menor al 20 % permisible.
Cuadro 9. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A sustratos para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis),
utilizando tres enraizadores y tres sustratos, Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Tratamiento Media DMS 5%
2 Broza 0.018333 A
1 Arena 0.013111 B
3 Tierra 0.003778 C
DMS = 0.0023
En el cuadro anterior se puede observar que sí existe diferencia significativa entre
tratamientos por la influencia del sustrato utilizado para la variable longitud radicular, en
el este caso se formaron tres grupos estadísticos, siendo el tratamiento número dos
(Broza) el grupo A con una media de 0.018 metros; el tratamiento número uno (Arena)
se ubica en el grupo B con una media de 0.013 metros; para ambos sustratos se pude
analizar que la estructura y porosidad de las mismas influyeron en el desarrollo de la
raíz, no así en el tratamiento número tres (Tierra) del grupo C donde se obtuvo una
media de 0.003 metros, 79.44 % menos de crecimiento radicular con respecto al
sustrato broza, en este caso influyo la compactación del sustrato por la aplicación de
riego y la baja porosidad. En la sumatoria de las medias de cada sustrato se tomaron
en cuenta los cuatro tratamientos T2, T4, T8, T9 que no desarrollaron raíz,
considerando que los sustratos no presentaron las condiciones necesarias para su
encallamiento y desarrollo radicular.
Cuadro 10. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B enraizadores para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá,
2016.
Enraizadores Media DMS 5%
1 Ácido Indolebutyrico-3(15.30 %) 0.013333 A 3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %) 0.012667 A 2 Ácido indolbutirico (IBA 98 %) 0.009222 B
DMS = 0.0018
47
En el cuadro anterior se puede observar que sí existe diferencia significativa entre
tratamientos por la influencia de los enraizadores para la variable longitud radicular. En
el cuadro anterior se observa la agrupación de los tratamientos en dos literales, para la
literal A (Grupo A) se encuentra el tratamiento uno siendo Ácido Indolebutyrico-3 (15.30
%) y el tratamiento tres siendo NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %), con medias
de 0.013 y 0.012 metros respectivamente, mismas que resultan ser estadísticamente
iguales, en la literal B (Grupo B) se encuentra el tratamiento dos, siendo Ácido
indolbutirico (IBA 98 %) con una media de 0.0092 metros, habiendo una reducción del
29.23 % de crecimiento radicular en relación al grupo A. Los valores de cero de las
medias de los tratamientos T2, T4, T8, T9 fueron tomadas en cuenta en la sumatoria,
sin embargo podemos considerar que no son efectivas debido a que los cuatro
tratamientos no desarrollaron raíz.
Los resultados de ANDEVA indican así mismo que el efecto combinado de los factores
enraizadores por sustrato resulta ser estadísticamente superior, es decir, que el efecto
de ambos factores son dependiente sobre la variable longitud radicular, para ello se
realizó la DMS para la interacción siendo el siguiente cuadro.
Cuadro 11. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción AxB para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Tratamiento Media DMS 5%
1 0.0290 A
5 0.0277 A
6 0.0273 A
3 0.0113 B
7 0.0107 B
2 0.0000 C
4 0.0000 C
8 0.0000 C
9 0.0000 C
DMS = 0.003
48
En el cuadro anterior se puede apreciar los resultados de la prueba de medias DMS al 5
% realizada a la interacción A (sustratos) por el factor B (enraizadores) en el indicador
longitud radicular, en donde se identifica que se formaron tres grupos estadísticamente,
el grupo A lo representan los tratamientos T1, T5 y T6, las cuales presentaron los
mejores resultados combinando ambos factores con una media de 0.029, 0.027 y 0.027
metros de longitud radicular respectivamente, en el grupo B lo representan los
tratamientos T3 y T7 con una media de 0.11 y 010 metros de longitud radicular
respectivamente y el grupo C lo integran los tratamientos T2, T4, T8, y T9, todas con
cero metros de longitud radicular; con estos datos podemos decir que estadísticamente
la prueba de Diferencia Mínima Significativa indica que la combinación de los mejores
tratamientos son los que se agrupan en la literal A.
7.3 NÚMERO DE BROTES
Para la variable número de brotes en estacas de tallo del cultivo de Manzanilla
(Crataegus guatemalensis) se presentan a continuación los datos de investigación
recopilados en campo, así mismo se presentan los análisis correspondientes como lo
es, el análisis estadístico y prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) por las
significancias presentadas en los factores A y B.
Cuadro 12. Número de brotes para la evaluación del efecto de tres enraizadores en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis); Santa Lucía Utatlán,
Sololá, 2016.
Trat.
Factor A Sustratos
Factor B Enraizadores
Bloque I
Bloque II
Bloque III Total Medias
T1 Arena Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 37 39 41 117 39
T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 3 2 3 8 2.67
T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 28 30 27 85 28.33
T4 Arena Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 4 6 4 14 4.67
T5 Broza Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 8 6 7 21 7
T6 Tierra Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 15 13 16 44 14.67
49
T7 Arena
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 10 11 11 32 10.67
T8 Broza
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 6 5 8 19 6.33
T9 Tierra
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 5 3 5 13 4.33
Total Bloques 116 115 122 353 117.66
En el cuadro anterior podemos analizar que en los tratamientos 1, 3 y 6 se obtuvieron
mayor cantidad en números de brotes, con una media por tratamiento de 39, 28.33 y
14.67 brotes respectivamente, siendo las combinaciones Arena + Ácido Indolebutyrico-3
(15.30 %) y Tierra + Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) los que produjeron mayor número
de brotes. Se hace mención que los tratamientos T2, T4, T8 y T9 quienes presentaron
en la variables anteriores cero metros de longitud radicular y cero por ciento de pegue,
en este caso para la variable número de brotes si presentaron valores inferiores a los
demás tratamientos, esto es debido a que las estacas de tallo únicamente lograron el
desarrollo de callo, lo que favoreció a que la estaca desarrollara brotes.
Cuadro 13. Análisis de varianza para la variable número de brotes, en el cultivo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos;
Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
NS = No existe diferencia significativa
** = Diferencia altamente significativa
C.V. = 10.71 %
Fuentes de Variación
GL Sumas Cuadrados
Cuadrados Medios
F Calculada F Tabulada P=0.05
Bloques 2 3.185059 1.592529 1.6224NS 6.944
Factor A (Sustratos) 2 1433.407715 716.703857 730.1627**
6.944
Error A 4 3.92627 0.981567
Factor B (Enraizadores) 2 833.407715 416.703857 212.2909**
3.885
Interacción 4 1486.370605 371.592651 189.3089** 3.259
Error B 12 23.554688 1.962891
Total 26 3783.85205
50
De acuerdo con los datos que se observan en el cuadro de ANDEVA, el factor A
(Sustratos) muestra diferencia altamente significativa, es decir que los diferentes
sustratos (arena, broza y tierra) influyen en el número de brotes de los esquejes de
manzanilla al ser colocados en los diferentes sustratos. También se puede inferir que sí
existe diferencia significativa en relación al número de brotes que emergen de las
estacas de manzanilla, debido a la influencia del factor B (enraizadores). Para los
bloques no hubo diferencia significativa comparada al factor A, factor B e interacción.
Para analizar este comportamiento en el cuadro 14 y 15 aparecen las comparaciones
de medias a través de la Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS). Así mismo
se puede observar que los datos obtenidos en el cuadro anterior muestran un
coeficiente de variación para el factor A y B de 10.71 % lo que indica que el estudio fue
bien manejado para la variable longitud radicular, no existiendo cambios significativos,
asegurando que los datos son confiables debido a que la variación se encuentra por
debajo del 20 %.
Cuadro 14. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A sustratos para la variable Número de brotes, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Sustratos Medias DMS 5%
1 Arena 23.3333 A
2 Broza 8.7777 B
3 Tierra 7.1111 B
DMS = 2.2456
Con los datos del cuadro anterior se deriva que si existe diferencia significativa entre
tratamientos relacionados al número de brotes debido al efecto de los diferentes
sustratos utilizados, así la agrupación de las literales en dos grupos que se observan,
señalan que el uso del sustrato arena del grupo A resulta ser el mejor con relación al
número de brotes promedio emitidos por tratamiento de 23.33, lo que da a entender que
con la arena se obtuvo mayor cantidad de rebrotes, recomendando para futuras
51
evaluaciones su uso, asegurando el aporte de agua constante debido a sus
propiedades; mientras que los sustratos broza y tierra son estadísticamente iguales con
un promedio de 8.77 y 7.11 brotes por tratamiento estando por debajo del sustrato
arena.
Cuadro 15. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B enraizadores para la variable número de brotes, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Enraizadores Media DMS 5%
1 Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 18.1111 A
3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.40 %) 15.7777 A
2 Ácido indolbutirico (IBA 98 %) 5.3333 B
DMS = 2.4926
Según los datos del cuadro anterior se deduce que existe diferencia significativa entre
tratamientos relacionados al número de brotes debido al efecto de la aplicación de
enraizadores. Así la agrupación de las literales en dos grupos que se observan,
demuestran que la aplicación de los enraizadores Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) y
NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.40 %) ambos del grupo A resultan ser iguales y
mejores tratamientos, con una media de número de brotes emitidos por tratamiento de
18.11 y 15.77 respectivamente; mientras en el grupo B el enraizador Ácido indolbutirico
(IBA 98%) resulta ser el más bajo en cuanto a la variable con 5.33 brotes por
tratamiento, representado un 70.56 % menor al mejor tratamiento. La diferencia se debe
a que los dos mejores enraizadores influyeron en la emisión de brotes por su acción
hormonal y sus contenidos de nutrientes, facilitando a las estacas de tallo en edad
juvenil el surgimiento de nuevos brotes.
Los resultados de ANDEVA indican que el efecto combinado de los factores A x B
enraizadores por sustrato resulta ser estadísticamente significativo, es decir que el
efecto de ambos factores son dependientes sobre la variable número de brotes,
presentándose a continuación.
52
Cuadro 16. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción AxB para la variable Número de brotes, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Tratamiento Media DMS 5%
1 39 A
3 28.33 B
6 14.66 C
7 10.66 D
5 7 E
8 6.33 F
4 4.66 F
9 4.33 F
2 2.66 F
DMS = 4.21
En el cuadro anterior se puede apreciar los resultados de la prueba de medias DMS al 5
% realizada a la interacción A (sustratos) por el factor B (enraizadores) en el indicador
número de brotes, en dicha prueba se formaron seis grupos, en el grupo A se ubica el
mejor tratamiento T1 siendo (Arena + Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)) que presentó
una media de 39 brotes por tratamiento, seguidamente los tratamientos T3, T6, T7 y T5
se ubican en los grupos B, C, D y E respectivamente, estadísticamente la prueba de
DMS indica que dichos grupos no son iguales entre si y no son iguales al grupo A. Para
los tratamientos T8, T4, T9 y T2 se ubican el último grupo F en este caso
estadísticamente la prueba de Diferencia Mínima Significativa indica que dichos
tratamientos son iguales.
7.4 ANÁLISIS ECONÓMICO
Los cálculos del análisis económico se realizó con la finalidad de establecer los costos
de producción de cada tratamiento evaluado y su rentabilidad, de tal manera que al
integrar datos por parte del productor pueda establecer una producción comercial del
cultivo, los cuales se presenta en el cuadro 14.
53
Cuadro 17. Costos de los tratamientos evaluados en el cultivo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis); Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Tr
at.
Paquete tecnológico Costos
totales Q Rentabilidad %
T1 Arena + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 224.25 27.09
T2 Broza + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 243.00 -100
T3 Tierra + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 218.75 -76.93
T4 Arena + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 230.08 -100
T5 Broza + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 248.83 -87.94
T6 Tierra + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 222.58 -84.28
T7 Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 218.48 -38.21
T8 Broza + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 237.23 -100
T9 Tierra + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 210.98 -100
Analizando el cuadro anterior podemos mencionar que el tratamiento T1 (Arena + Acido
Indolebutyrico-3 (15.30 %)) presentó un costo de producción de Q 224.25, considerado
como un costo intermedio con respecto a los demás tratamientos, siendo el único
tratamiento que por sus rendimientos de producción y bajas perdidas alcanzó una
rentabilidad de 27.09 %, lo que indica que se recupera el quetzal invertido y se recibe Q
0.27 más.
Para los demás tratamientos según el análisis económico efectuado respecto al costo
de producción, indica que el tratamiento T9 (Tierra + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético
(66.40 %)) y T7 (Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %)) presentan un
costo de producción bajo a los demás tratamientos con Q 210.98 y Q 218.48
respectivamente, esto se debe a que el costo de inversión en insumos tales como
enraizadores y sustratos son bajos, sin embargo ambos tratamientos mencionados no
son rentables, similar sucede a los tratamientos T2, T3, T4, T5, T6 y T8.
54
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
1 2 3 4 5 6 7 8 9
Núm
ero
de
bro
tes
Longitud radicular
Correlacion Longitud radicular vs Número de brotes
Longitud radicular Número de brotes
7.5 CORRELACIÓN
7.5.1 Longitud radicular vs Número de brotes
La correlación que existe entre estas dos variables es de 0.58, debido a que dicho
resultado es menor a 0.70, entonces se puede concluir que la longitud radicular tiene
baja correlación lineal con el número de brotes.
7.5.2 Porcentaje de pegue vs Número de brotes
La correlación que existe entre las dos variables es de 0.80, debido a que el resultado
es mayor a 0.70, entonces se puede concluir que si existe relación lineal positiva entre
las dos variables, es decir que se esperaría que a mayor porcentaje de pegue de las
estacas de tallo se obtiene mayor número de brotes.
La fórmula utilizada para la correlación es la siguiente:
r=
√
Figura 4. Correlación Longitud radicular vs Número de brotes; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
∑xy - (∑ x ) ( ∑ y )_____ ∑xy - (∑ x ) ( ∑ y )_____
n
[∑x2 - (∑ x )2] n
[∑x2 - (∑ x )2] n
55
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1 2 3 4 5 6 7 8 9
Nú
mer
o d
e b
rote
s
Porcentaje de pegue
Correlación Porcentaje de pegue vs Número de brotes
Porcentaje de pegue Número de brotes
Figura 5. Correlación Porcentaje de pegue vs Número de brotes; Santa Lucia Utatlán,
Sololá, 2016.
56
8. CONCLUSIONES
De acuerdo al análisis estadístico aplicado a los distintos tratamientos, se determinó
que al menos un tratamiento tuvo un efecto diferente sobre las variables porcentaje de
pegue, longitud radicular y número de brotes en la reproducción de estacas de tallo de
Manzanilla (Crataegus guatemalensis), por consiguiente se acepta la hipótesis alternativa.
Las mismas pruebas estadísticas dan a conocer que el mejor tratamiento es el uso del
sustrato arena más la aplicación del enraizador Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) (T1),
ya que se obtuvo un porcentaje de pegue de 29.68, con una longitud radicular de 0.029
metros y un número de 39 brotes promedio por tratamiento.
El tratamiento T1 (Arena + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %)), presentó un costo de
producción de Q 224.25, obteniendo un beneficio-costo positivo de Q 0.27, lo que
significa que por Q 1.00 invertido, se obtiene Q 0.27 más; esto debido a que los costos
iniciales se hacen en cuanto al total de estacas sembradas, pero los ingresos son
generados por las plantas efectivas, en este caso rindió una producción de 57 estacas,
con una rentabilidad sobre costos de 27.09%.
Las pruebas estadísticas dan a conocer que el segundo mejor tratamiento (T7) es el
uso del sustrato arena más la aplicación del enraizador NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacético (66.40 %), ya que se obtuvo un porcentaje de pegue de 14.06, con una
longitud radicular de 0.011 metros y un número de 10.66 brotes promedio por
tratamiento.
El factor A (Sustratos) y factor B (Enraizadores), presentaron interacción
estadísticamente significativa en los porcentaje de pegue, longitud radicular y número
de brotes, lo que significa que el efecto de ambos factores son dependientes.
57
9. RECOMENDACIONES
Para la reproducción de estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis) bajo
condiciones edafoclimáticas similares al experimento (campo abierto) es conveniente el
uso de Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) + Arena Blanca, por el número de estacas
enraizadas y con brotes, sin embargo los costos de producción son altos a comparación
de los demás tratamientos.
Se recomienda que los productores validen la tecnología e información generada en la
presente investigación, así mismo los efectos de los enraizadores en las estacas
durante el trasplante a bolsas para la producción de patrones.
La arena como sustrato se recomienda para la reproducción de estacas de tallo ya que
se evidenció su efectividad para las variables porcentaje de pegue y número de brotes,
sin embargo es necesario realizar pruebas combinado con sustrato broza para la
generación de raíz, debido a que dicho sustrato fue más eficiente para la variable
longitud radicular.
Según análisis del cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis) existe alta demanda
de estacas enraizadas para la utilización de patrones, por lo que se recomienda su
reproducción utilizando el paquete tecnológico T1, ya que en ella se obtiene una
rentabilidad del 27.09% sobre costos de producción.
Se sugiere investigar la reproducción de estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus
guatemalensis) en un tiempo mayor a cuatro meses y con un plan fitosanitario durante el
tiempo de reproducción, debido a que algunos formaron únicamente callo y otros
presentaron pudriciones en la parte enraizada. Así mismo recomienda investigar
métodos de siembra de estacas de tallo con diferentes grados de inclinación 90°, 45°,
0°.
58
10. BIBLIOGRAFÍA
Abad, M. (1991). Los sustratos hortícolas y las técnicas de cultivo sin suelo. En la
Horticultura Española en la C.E. Eds. L. Rallo y F. Nuez. Ediciones de
Horticultura, S. L., Tarragona, Spain, Reus. 270-280 pp.
Abad, M. y Noguera, V. (1985). Las turbas como material primario de los sustratos
hortícolas. Origen, propiedades y composición de las turbas naturales.
Agricultura. Reus. 638. 716-722 pp.
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63
11. ANEXOS
64
Anexo 1: Cuadro de resultados obtenidos en campo para la variable Porcentaje de pegue; Santa Lucia Utatlán, Sololá,
2016.
Trat. FACTOR A Sustrato
FACTOR B Enraizadores
BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III
Número de estacas pegadas
% de pegue
Número de estacas pegadas
% de pegue
Número de estacas pegadas
% de pegue
T1 Arena Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 19 29.69 18 28.13 20 31.25
T2 Broza Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 0 0.00 0 0.00 0 0.00
T3 Tierra Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 4 6.25 3 4.69 3 4.69
T4 Arena Acido Indolbutirico (IBA
98%) 0 0.00 0 0.00 0 0.00
T5 Broza Acido Indolbutirico (IBA
98%) 2 3.13 2 3.13 2 3.13
T6 Tierra Acido Indolbutirico (IBA
98%) 2 3.13 2 3.13 3 4.69
T7 Arena NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacetico (66.4%) 8 12.50 9 14.06 10 15.63
T8 Broza NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacetico (66.4%) 0 0.00 0 0.00 0 0.00
T9 Tierra NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacetico (66.4%) 0 0.00 0 0.00 0 0.00
65
Anexo 2: Cuadro de resultados obtenidos en campo para la variable Longitud radicular; Santa Lucia Utatlán, Sololá,
2016.
Trat. FACTOR
A Sustrato
FACTOR B Enraizadores
BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III
Número de estacas
con raíz
Promedio de longitud
radicular / estacas
Número de estacas
con raíz
Promedio de longitud
radicular / estacas
Número de estacas
con raíz
Promedio de longitud
radicular / estacas
T1 Arena
Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 19 0.03 18 0.027 20 0.029
T2 Broza
Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 0 0 0 0 0 0
T3 Tierra
Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 4 0.012 3 0.01 3 0.01
T4 Arena Acido Indolbutirico
(IBA 98%) 0 0 0 0 0 0
T5 Broza Acido Indolbutirico
(IBA 98%) 2 0.027 2 0.026 2 0.03
T6 Tierra Acido Indolbutirico
(IBA 98%) 2 0.027 2 0.027 3 0.028
T7 Arena
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacetico
(66.4%) 8 0.01 9 0.011 10 0.013
T8 Broza
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacetico
(66.4%) 0 0 0 0 0 0
T9 Tierra
NPK, Mg, S, Acido Naftalenacetico
(66.4%) 0 0 0 0 0 0
66
Anexo 3: Cuadro de resultados obtenidos en campo para la variable Número de brotes; Santa Lucia Utatlán, Sololá,
2016.
Trat. Factor A Sustrato
Factor B Enraizadores
BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III
# de estacas
con brotes
Prom. de
brotes / estacas
Número de
brotes / Trat.
# de estacas
con brotes
Prom. de
brotes / estacas
Número de
brotes / Trat.
# de estacas
con brotes
Prom. de
brotes / estacas
Número de
brotes / Trat.
T1 Arena
Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 20 1.85 37 18 2.16 39 22 1.86 41
T2 Broza
Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 3 1 3 2 1 2 2 1.5 3
T3 Tierra
Acido Indolebutyrico-3
(15.30%) 14 2 28 14 2.14 30 12 2.25 27
T4 Arena
Acido Indolbutirico (IBA 98%) 3 1.33 4 2 3 6 3 1.33 4
T5 Broza
Acido Indolbutirico (IBA 98%) 4 2 8 3 2 6 2 3.5 7
T6 Tierra
Acido Indolbutirico (IBA 98%) 9 1.66 15 8 1.62 13 10 1.6 16
T7 Arena
NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacetico (66.4%) 8 1.25 10 10 1.1 11 10 1.1 11
67
Trat. Factor A Sustrato
Factor B Enraizadores
BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III
# de estacas
con brotes
Prom. de
brotes / estacas
Número de
brotes / Trat.
# de estacas
con brotes
Prom. de
brotes / estacas
Número de
brotes / Trat.
# de estacas
con brotes
Prom. de
brotes / estacas
Número de
brotes / Trat.
T8 Broza
NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacetico (66.4%) 5 1.2 6 5 1 5 8 1 8
T9 Tierra
NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacetico (66.4%) 2 2.5 5 2 1.5 3 3 1.66 5
68
Anexo 4. Costo de producción de tratamiento T1 (Arena + Acido Indolebutyrico-3 (15.30%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 Acido Indolebutyrico-3 (15.30%) Kilogramos 0.083 Q 350.00 Q 29.05
2.7 Arena Metros cúbicos 0.15 Q 175.00 Q 26.25
Q 116.00
TOTAL COSTOS
Q 224.25
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 57 Q 5.00 Q 285.00
TOTAL INGRESO BRUTO
Q 285.00
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES
Q 224.25
INGRESOS TOTALES
Q 285.00
UTILIDAD (IB-CT)
Q 60.75
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100
27.09%
69
Anexo 5. Costo de producción de tratamiento T2 (Broza + Acido Indolebutyrico-3 (15.30%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 Acido Indolebutyrico-3 (15.30%) Kilogramos 0.083 Q 350.00 Q 29.05
2.7 Broza Metros cúbicos 0.15 Q 300.00 Q 45.00
Q 134.75
TOTAL COSTOS
Q 243.00
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 0 Q 5.00 Q -
TOTAL INGRESO BRUTO Q -
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 243.00
INGRESOS TOTALES Q -
UTILIDAD (IB-CT) -Q243.00
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -100.00%
70
Anexo 6. Costo de producción de tratamiento T3 (Tierra + Acido Indolebutyrico-3 (15.30%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 Acido Indolebutyrico-3 (15.30%) Kilogramos 0.083 Q 350.00 Q 29.05
2.7 Tierra Metros cúbicos 0.15 Q 125.00 Q 18.75
Q 108.50
TOTAL COSTOS Q 216.75
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 10 Q 5.00 Q 50.00
TOTAL INGRESO BRUTO Q 50.00
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 216.75
INGRESOS TOTALES Q 50.00
UTILIDAD (IB-CT) -Q166.75
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -76.93%
71
Anexo 7. Costo de producción de tratamiento T4 (Arena + Indole-3-butyric acid (IBA) (98%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 Indole-3-butyric acid (IBA) (98%) Kilogramos 0.0033 Q 9,500.00 Q 31.35
2.7 Alcohol etílico 90% Litros 0.0666 Q 13.00 Q 0.87
2.8 Agua destilada Litros 0.2666 Q 10.00 Q 2.67
2.9 Arena blanca Metros cúbicos 0.15 Q 175.00 Q 26.25
Q 121.83
TOTAL COSTOS
Q 230.08
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 0 Q 5.00 Q -
TOTAL INGRESO BRUTO Q -
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 230.08
INGRESOS TOTALES Q -
UTILIDAD (IB-CT) -Q230.08
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -100.00%
72
Anexo 8. Costo de producción de tratamiento T5 (Broza + Indole-3-butyric acid (IBA) (98%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 Indole-3-butyric acid (IBA) (98%) Kilogramos 0.0033 Q 9,500.00 Q 31.35
2.7 Alcohol etílico 90% Litros 0.0666 Q 13.00 Q 0.87
2.8 Agua destilada Litros 0.2666 Q 10.00 Q 2.67
2.9 Broza Metros cúbicos 0.15 Q 300.00 Q 45.00
Q 140.58
TOTAL COSTOS Q 248.83
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 6 Q 5.00 Q 30.00
TOTAL INGRESO BRUTO Q 30.00
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 248.83
INGRESOS TOTALES Q 30.00
UTILIDAD (IB-CT) -Q218.83
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -87.94%
73
Anexo 9. Costo de producción de tratamiento T6 (Tierra + Indole-3-butyric acid (IBA) (98%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 Indole-3-butyric acid (IBA) (98%) Kilogramos 0.0033 Q 9,500.00 Q 31.35
2.7 Alcohol etílico 90% Litros 0.0666 Q 13.00 Q 0.87
2.8 Agua destilada Litros 0.2666 Q 10.00 Q 2.67
2.9 Tierra Metros cúbicos 0.15 Q 125.00 Q 18.75
Q 114.33
TOTAL COSTOS Q 222.58
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 7 Q 5.00 Q 35.00
TOTAL INGRESO BRUTO Q 35.00
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 222.58
INGRESOS TOTALES Q 35.00
UTILIDAD (IB-CT) -Q187.58
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -84.28%
74
Anexo 10. Costo de producción de tratamiento T7 (Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4%) Kilogramos 0.24 Q 95.00 Q 22.80
2.7 Agua Litros 24 Q 0.02 Q 0.48
2.8 Arena Blanca Metros cúbicos 0.15 Q 175.00 Q 26.25
Q 110.23
TOTAL COSTOS
Q 218.48
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 27 Q 5.00 Q 135.00
TOTAL INGRESO BRUTO
Q 135.00
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 218.48
INGRESOS TOTALES Q 135.00
UTILIDAD (IB-CT) -Q 83.48
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -38.21%
75
Anexo 11. Costo de producción de tratamiento T8 (Broza + NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacético (66.4%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4%) Kilogramos 0.24 Q 95.00 Q 22.80
2.7 Agua Litros 24 Q 0.02 Q 0.48
2.8 Broza Metros cúbicos 0.15 Q 300.00 Q 45.00
Q 128.98
TOTAL COSTOS
Q 237.23
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 0 Q 5.00 Q -
TOTAL INGRESO BRUTO Q -
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 237.23
INGRESOS TOTALES Q -
UTILIDAD (IB-CT) -Q237.23
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -100.00%
76
Anexo 12. Costo de producción de tratamiento T9 (Tierra + NPK, Mg, S, Acido
Naftalenacético (66.4%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
Descripción Unidad de
medida Cantid
ad Precio
Unitario Total Q.
1 Mano de obra
1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75
Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00
Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50
1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00
1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50
1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50
1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00
Q 108.25
2 Insumos
2.1
Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50
2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36
2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09
2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00
2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75
2.6 NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4%) Kilogramos 0.24 Q 95.00 Q 22.80
2.7 Agua Litros 24 Q 0.02 Q 0.48
2.8 Tierra Metros cúbicos 0.15 Q 125.00 Q 18.75
Q 102.73
TOTAL COSTOS Q 210.98
3 INGRESOS
3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam
iento 0 Q 5.00 Q -
TOTAL INGRESO BRUTO Q -
4 ANALISIS FINANCIERO
COSTOS TOTALES Q 210.98
INGRESOS TOTALES Q -
UTILIDAD (IB-CT) -Q210.98
RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -100.00%
77
Anexo 13. Correlación para las variables Longitud Radicular vs Número de brotes, en
Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
X Longitud radicular
Y Número de brotes XY X2 Y2
0.029 39 1.131 0.000841 1,521
0.000 2.67 0 0 7.12
0.011 28.33 0.31 0.000121 802.58
0.000 4.67 0 0 21.80
0.028 7 0.19 0.000784 49
0.027 14.67 0.39 0.000729 215.20
0.011 10.67 0.11 0.000121 113.84
0.000 6.33 0 0 40.06
0.000 4.33 0 0 18.74
0.106 117.67 2.13 0.00259 2,789.34
Anexo 14. Correlación para las variables Porcentaje de pegue vs Número de brotes, en
Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.
X Porcentaje de pegue
Y Número de brotes XY X2 Y2
29.68 39 1,157.52 880.90 1,521
00.0 2.67 0 0 7.12
5.20 28.33 147.31 27.04 802.58
0.00 4.67 0 0 21.80
3.12 7 21.84 9.73 49
3.64 14.67 53.39 13.24 215.20
14.06 10.67 150.02 197.68 113.84
0.00 6.33 0 0 40.06
0.00 4.33 0 0 18.74
55.72 117.66 1,530.08 1,128.59 2,789.34