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LIFE+ CREACIÓN Y RESTAURACIÓN DE
ECOSISTEMAS ACUÁTICOS PARA LA
MEJORA DE LA CALIDAD DEL AGUA Y LA
BIODIVERSIDAD EN LAS CUENCAS AGRÍCOLAS
LIFE09 ENV/ES/OOO431
Colabora:Instituto de Estudios e
Investigación de Los MonegrosFundación para la Promoción de la Juventud y
el Deporte de la Comarca de Los Monegros
CR
EA
MA
GU
AC
OM
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CA
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S M
ON
EG
RO
S
Plan de seguimiento de la calidad del agua (P.3)
y de la biodiversidad ligada a ecosistemas acuáticos (P.4)
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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ÍNDICE: 1.- ANTECEDENTES 2.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA CALIDAD DEL AGUA (P. 3) 2.1.- CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DEL AGUA 2.2.- CARÁCTERIZACIÓN DEL SEDIMENTO 2.3.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN 2.4.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN HUMEDALES 2.5.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN EL RÍO FLUMEN 3.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA BIODIVERSIDAD LIGADA A
ECOSISTEMAS ACUÁTICOS (P.4) 3.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE 3.2.- VEGETACIÓN ACUÁTICA 3.3.- MACROINVERTEBRADOS
3.4.- AVES
3.5.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN 3.6.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN HUMEDALES 3.7.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN EL RÍO FLUMEN 4.- CRONOGRAMA 5.- ACCIONES VARIAS DE CREAMAGUA 6. DIRECTRICES COMUNES A TODAS LAS ACCIONES
ANEXO I ANEXO II ANEXO III
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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1.- ANTECEDENTES El siguiente plan se enmarca dentro de las acciones P3 y P4 del proyecto Life+
09ENV/ES/000431 CREAMAgua “Creación y Restauración de Ecosistemas
Acuáticos para la Mejora de la Calidad del agua y la Biodiversidad en Cuencas
Agrícolas” que se desarrolla en la Comarca Monegros y tiene la finalidad de
desarrollar y definir el protocolo de seguimiento de las obras de creación de
humedales y de restauración de riberas del río Flumen (acciones I.1 y 2).
2.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA CALIDAD DEL AGUA (P. 3)
En el proyecto planteado es de gran importancia conocer la evolución de la
calidad del agua desde el inicio para poder ajustar y corregir las medidas
implementadas en el caso de que los humedales y riberas en los que se realizará
obra no fueran lo suficientemente satisfactorias respecto a los requerimientos de
mejora de la calidad del agua y de la biodiversidad, o no se ajustaran a la
disponibilidad social y económica del contexto del Proyecto CREAMAGUA.
También, es muy importante considerar que los humedales pueden necesitar varios
años después de su restauración hasta alcanzar una alta funcionalidad.
Al hablar de calidad del agua, sean para su vertido, tratamiento de depuración,
potabilización o cualquier otro uso, es imprescindible determinar una serie de
parámetros físico-químicos mediante métodos normalizados, con objeto de conocer
si el valor de estos parámetros se encuentra dentro del intervalo que marca las
regulaciones establecidas. En este caso se trata de aguas no destinadas al
consumo humano por lo que no tratamos aquí de parámetros que son usuales en
las que si van destinadas a este fin.
2.1.- CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMCAS DEL AGUA
En el caso que nos ocupa, los parámetros elegidos para determinar la calidad
del agua coinciden con algunos de los parámetros recogidos en la orden
MAM/3207/2006 de 25 de septiembre por la que se aprueba la instrucción técnica
complementaria MMA-EECC-1/06, determinaciones químicas y microbiológicas
para el análisis de aguas y que se recogen en la siguiente tabla:
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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Tabla 1. Parámetros y métodos de muestreo de calidad del agua.
PARÁMETRO
(ABREV.) EXPRESIÓN METODOLOGÍA
Caudal m3.s-1 Caudalímetro/aforo químico
Turbidez NTU método nefelométrico (APHA 1987,
2130A)
Temperatura (Tº) ºC Medida in situ. Electrodo portátil
(Multicine P4 WTW)
pH Medida in situ. Electrodo portátil
(Multicine P4 WTW)
Conductividad S/cm Medida in situ. Electrodo portátil
(Multicine P4 WTW)
Oxígeno Disuelto mg.L-1 Medida in situ. Electrodo portátil
(Multicine P4 WTW)
Alcalinidad mgCaCO3.L-1 Titulación Potenciométrica (APHA
1987,2320 B)
Sólidos Totales
Suspendidos
mg.L-1
Método gravimétrico. Filtración a
través de membrana de 0.45 m de poro
y desecación del filtro a 105ºC. (APHA
1987,2540 D)
Sólidos Totales
Disueltos
mg.L-1
Método gravimétrico. Filtración a
través de membrana de 0.45 m de poro
y desecación de 25 ml de agua filtrada a
105ºC (APHA 1987,2540 C)
Sulfatos mg SO42-.L-1 Cromatografía iónica con supresor
químico (APHA 1987, 4110 B)
cromatógrafo iónico (Metrohm 861
Advanced Compact IC). Columna:
Metrosep A Sup 2 poliestirene-
divinylbenzene polimer
Cloruros mg Cl-.L-1
Nitrito mg N.L-1
Nitrato mg N.L-1
NT
mg N.L-1
Combustión catalítica a elevada
temperatura (850º C) (Multi-N/C 3100
analyzer (Analytikjena®), detección
mediante quimiluminiscencia (CLD)
TOC
mg C.L-1
Combustión catalítica a elevada
temperatura (850º C) (Multi-N/C 3100
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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analyzer (Analytikjena®), detección
mediante infrarojo no dispersivo (MC-
NDIR) (APHA 1987, 5310 B)
Fósforo Reactivo
Soluble, Fósforo Total
Disuelto
mg P.L-1
digestión previa con persulfato
potásico (90min,115ºC) y/o Método
colorimétrico del ácido ascórbico (APHA
1987, 4500-P E)/
Amonio mg N.L-1 Cromatografía iónica cromatógrafo
iónico (Metrohm 861 Advanced Compact
IC),
Columna: Metrosep C 2-250 silica gel
with carboxyl groups
Sodio mg Na+.L-1
Potasio mg K+.L-1
Calcio mg Ca2+.L-1
Magnesio mg Mg2+.L-1
Al igual que la recogida de muestras, en todos los casos, la metodología elegida
sigue procedimientos normalizados ampliamente reconocidos por organismos
gestores y de investigación. En algunos casos (nitrógeno total, nitratos, amonio,
cloruros, magnesio y calcio) se introducen mejoras y avances técnicos en cuanto a
la técnica de análisis con respecto a la memoria original del proyecto que permiten
bajar el límite de detección de los parámetros estudiados.
2.2.- CARACTERIZACIÓN DEL SEDIMENTO
El uso excesivo de fertilizantes nitrogenados, incluyendo el amoniaco, y la
contaminación causada por la acumulación de excretas humanas y animales
pueden contribuir a elevar la concentración de nitratos en agua. Generalmente, los
nitratos son solubles, por lo que son movilizados con facilidad de los sedimentos
por las aguas superficiales y subterráneas. La concentración de nitrato es uno de
los parámetros más relevantes para el seguimiento por ser uno de los compuestos
más citados como contaminante en la zona del Proyecto. (A este respecto cabe
recordar que la Organización Mundial de la Salud -OMS- fija el límite de nitrato en
el agua de consumo humano en 50 mg/l de nitrato (como N). En cambio, la Agencia
para la Protección del Medio Ambiente Norteamérica (EPA) sitúa este límite en 10
mg/l de nitrato. Por su parte, la Comunidad Europea y siguiendo sus directrices, el
Ministerio de Sanidad español fijan los niveles máximos permitidos de nitratos en
50mg/l de N (Directiva 91/676/CEE)).
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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Por otra parte los fosfatos tienen una gran facilidad para adsorberse a partículas
en suspensión de tamaño relativamente grande y sedimentar con ellas. Según las
condiciones físico-químicas del humedal el sedimento, como parte integrante de
este, puede actuar como fuente o como sumidero de fósforo, con lo que ello
supone para los procesos de eutrofización de las aguas.
Se propone el estudio del sedimento de los humedales y zonas de ribera
previamente seleccionados siguiendo una metodología estándar tanto en la toma
de muestras (testigos o cores) como en el análisis de las mismas. Los parámetros
a determinar son:
Tabla 2. Parámetros y métodos de muestreo del sedimento.
PARÁMETRO UNIDADES DETERMINACIÓN
Sellado % suelo
recubierto por
costras
Visual por estimación áreas
Textura Distribución
partículas de
tamaño
Granulométrica (contador partículas)
Porosidad % Indirecta a partir de densidades aparente y
real
Conductividad
hidráulica
m/s Indirecta a partir de la porosidad
Densidad
aparente
g/dm3 Volumétrica y pesada.
Humedad % Contenido de agua volumétrico por
evaporación en estufa
Contenido en
sales
µS/cm Por sensor calibrado en conductímetro
después de extracción de sales a pasta
saturada.
Fosfatos, mg.Kg-1 Digestión y/o colorimetría (APHA 1987,
4500-P E)
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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Fósforo Total
NT mg.Kg-1 Analizador elemental
La mayoría se citan en la memoria del proyecto CREAMAGUA. Sin
embargo, de forma adicional se realizarán medidas de:
pH y conductividad (por formación de pasta saturada y medida de ambos
parámetros con sonda específica para cada uno de los dos parámetros).
Cantidad de materia orgánica, mediante el cálculo de la pérdida de peso por
incineración (LOI) y de la densidad aparente (bulk density).
Debido a que los cambios que se producen en el sedimento son lentos, se
propone una periodicidad de muestreo anual. En caso de que se observaran
diferencias estacionales podría realizarse otra medición en el mismo periodo anual.
Se deben tomar no menos de tres puntos por cada uno de los sitios de actuación,
aunque este número puede aumentar dependiendo de las variabilidad de las
características y el tamaño del humedal.
2.3.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN
Procedimiento de muestreo: Calidad de agua
Equipos y material:
A continuación se detallan los equipos y material que deben prepararse
previamente a la salida para la recogida de muestras:
Equipos de protección individual:
- guantes, botas y vadeadores
Equipo de recolección de muestras:
- Botellas de 1-1.5 L de capacidad de plástico limpias y libres de restos
orgánicos
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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- Cubo con cuerda y/o muestreador de mango telescópico
- Nevera portátil con hielos
- Bolígrafo, lápiz, rotulador permanente
- Mapas y fotos aéreas
- Agua destilada y papel de manos
- Barca y remos (si fuera necesario)
Equipos toma de datos en campo
- Sondas portátiles de conductividad, pH, oxígeno disuelto (O.D.) y
temperatura
Directrices para la toma de muestras:
Inspeccionar el punto de muestreo para detectar accesos practicables. Siempre
que sea posible introducirse en la masa de agua con el equipamiento de toma de
muestras y medir directamente los parámetros (pH, conductividad, temperatura y
O.D.). Recoger la muestra de agua teniendo cuidado de no tomar la muestra en las
zonas donde se haya removilizado el sedimento. Se introduce la botella de forma
vertical con la boca hacia abajo a una profundidad de unos 30 cm (siempre que
haya suficiente lámina de agua) y una vez dentro se voltea para que entre el agua.
El recipiente se debe llenar completamente evitando que quede cámara de aire.
Si no es posible acceder directamente a la masa de agua, se puede utilizar una
botella atada a un palo telescópico o lanzar un cubo atado a una cuerda. En estos
casos la medida de los parámetros anteriores se realizará bien en la botella o en el
cubo. Cuando las condiciones así lo requieran se realizará el muestreo desde una
barca neumática.
Conservación y etiquetado de las muestras:
Una vez recogida la muestra en la botella ésta se tapa y se mantiene refrigerada
en nevera hasta su llegada al laboratorio. Todas las muestras deben estar
convenientemente etiquetadas de forma que se indique el punto de recogida y la
fecha.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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Selección de sitios, periodo y frecuencia de muestreo:
Los puntos de muestreo corresponderán a los puntos de entrada y salida de
agua al sistema, bien sea un humedal o una zona de ribera. El número de sitios a
estudiar se ajustará al máximo posible a los incluidos en la zona de estudio,
elegidos de entre los sitios construidos y seleccionados en la memoria de
actuaciones del proyecto (correspondiente a la acción P1, Redacción de Proyecto).
Se prevén entre 20 y 40 humedales y zonas de ribera, que son asumibles en
relación con el esfuerzo necesario para el seguimiento.
El periodo de muestreo será durante 2012, 2013 y 2014. La toma de datos y
muestras será trimestral, pero podrá aumentarse distribuidas a lo largo de los
respectivos años de acuerdo a la variabilidad de las características meteorológicas
y ecológicas de los sitios de seguimiento seleccionados.
Análisis físico-químicos:
Una vez transportadas las muestras al laboratorio se procederá al análisis de los
parámetros físico químicos detallados en la Tabla 1 y cuyos protocolos se recogen
en el ANEXO I
Procedimiento de muestreo: Caracterización de sedimentos
Equipos y material:
A continuación se detallan los equipos y material que deben prepararse
previamente a la salida para la recogida de muestras:
Equipos de protección individual:
- guantes, botas y vadeadores
Equipo de recolección de muestras:
- Corers con tapón de goma
- Draga
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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- Nevera portátil con hielos
- Bolígrafo, lápiz, rotulador permanente
- Mapas y fotos aéreas
- Agua destilada y papel de manos
- Barca y remos (si fuera necesario)
Equipos toma de datos en campo
- Sondas portátiles de potencial redox
Directrices para la toma de muestras:
Inspeccionar la localización de muestreo para detectar diferentes hábitats. Si es
posible el acceso a pie y la altura de la lámina de agua no es elevada, la recogida
de muestras se hace directamente clavando el core con las manos lo más profundo
que se pueda. Se tapa la parte superior y con cuidado ayudados por el efecto vacío
se tapa la parte inferior y se extrae el core.
Si no es posible acceder directamente a la masa de agua, el acercamiento se
realizará mediante una barca neumática desde la que se arrojará una draga de
mordida. Una vez izada la draga con la muestra en su interior se clavará el core en
el sedimento recogido, tapando los dos lados con tapones de goma siguiendo el
procedimiento anterior.
Conservación y etiquetado de las muestras:
Una vez recogida la muestra se mantiene refrigerada en nevera hasta su llegada
al laboratorio. Todas las muestras deben estar convenientemente etiquetadas de
forma que se indique el punto de recogida y la fecha.
Selección de sitios, periodo y frecuencia de muestreo:
Los puntos de muestreo corresponderán a zonas de los humedales y riberas que
sean homogéneas o que contrasten por su microhábitat (suelo, vegetación,
topografía) y no serán menos de 3 en cada sitio de actuación, siendo de 20 a 40 los
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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sitios en conjunto, humedales y riberas, de entre los sitios construidos y
seleccionados en la memoria de actuaciones del proyecto (correspondiente a la
acción P1, Redacción de Proyecto). La recolección de muestras puede ajustarse a
la variabilidad de las características meteorológicas y ecológicas de los sitios de
seguimiento seleccionados.
El periodo de muestreo será durante 2012, 2013 y 2014. Las tomas de datos
será bianual y coincidiendo con fechas anteriores a la intensa actividad de
crecimiento de la vegetación y posterior a la misma.
Análisis físico-químicos:
Una vez transportadas las muestras al laboratorio se procederá al análisis de los
parámetros físico químicos detallados en la Tabla 2 y cuyos protocolos se recogen
en el ANEXO II
2.4.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO DE CALIDAD DEL AGUA EN
HUMEDALES
Se aplicará el protocolo descrito en 20 humedales diferentes. Tres de esos
humedales se tomarán como referencia por presentar buen estado ecológico en la
actualidad, no estando previsto ningún tipo de actuación en ellos. El resto de
puntos de muestreo serán humedales de nueva creación, dentro de la acción I. 1
del proyecto Life CreamAGUA. Para el muestreo de calidad del agua, se tomarán
dos puntos de recogida de agua uno a la entrada y otro a la salida para evaluar la
capacidad de retención de nitratos del humedal. Para el muestreo de sedimento, se
cogerán tres réplicas en tres puntos diferentes dentro del humedal, seleccionados
al azar.
Se aconseja seleccionar humedales que representen a la variedad de zonas de
actuación atendiendo a:
Tamaño del humedal.
Tipología de diseño del humedal.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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Fragmentación o aislamiento del humedal en función de la distancia a otros
humedales o al cauce principal del río Flumen.
Especies vegetales observadas en los muestreos previos a las obras.
La definición precisa de selección de los sitios de toma de datos y muestras
para análisis se detallará en las propuestas de las ofertas y se decidirá de acuerdo
con el Coordinador y Director del Proyecto CREAMAgua. No obstante, se
recomiendan las zonas de muestreo ubicadas en el siguiente mapa por ser los
sitios por los que se vierten aguas sobrantes del riego al río Flumen y en donde se
han observado espacios y humedales potencialmente convenientes para las
actuaciones de este Proyecto.
Foto 1. Ejemplo de zona potencial de creación de humedal objeto de muestreo
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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Mapa 1. Localización de zonas de muestreo en humedales
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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2.5.- ALPICACIÓN DEL PROTOCOLO DE CALIDAD DEL AGUA EN EL RÍO
FLUMEN
Como en el caso de los humedales, aquí también se van a muestrear 20 puntos
a lo largo del río Flumen, siendo tres de ellos zonas de referencia que presentan
buen estado de conservación ecológica y el resto serán tramos de río cuyas
características indiquen un potencial punto de actuación para implantación de
estructuras ecosistémicas “naturales” en aras de mejorar la calidad del agua,
proteger frente a la contaminación difusa y puntual y favorecer al aumento de la
biodiversidad. Habrá dos puntos de muestreo de calidad del agua en cada tramo
uno al comienzo (aguas arriba) y otro al final del tramo (aguas abajo). Cuando la
actuación de restauración se haya llevado a cabo, los puntos de muestreo serán en
el punto de entrada y de salida del flujo. A lo largo de cada tramo se tomarán tres
réplicas de sedimento con una draga, para su posterior análisis en laboratorio.
Foto 2. Ejemplo de zona potencial de restauración de ribera objeto de muestreo
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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También se recomiendan zonas de muestreo, ubicadas en el siguiente mapa:
Mapa 2. Localización de zonas de muestreo en el río Flumen
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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3.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA BIODIVERSIDAD LIGADA A LOS
SISTEMAS RESTAURADOS (P. 4)
De igual importancia a conocer la evolución de la calidad del agua durante el
proceso de construcción de humedales, es conocer la evolución de la biodiversidad
asociada a los ecosistemas acuáticos (cauces y humedales) sobre los que se va a
actuar. Con este plan se pretende conocer como varían las poblaciones animales y
vegetales indicadoras de biodiversidad desde la fase previa a la creación de los
humedales y restauración de la ribera hasta la finalización del Proyecto. La idea es
conocer cómo evoluciona la biodiversidad de los sitios en los que se ha actuado a
consecuencia de las actuaciones y localizar posibles dificultades o deficiencias de
estructura y funcionamiento en sitios o puntos concretos de cada sitio de la zona de
trabajo para actuar rápidamente sobre ellos.
En humedales someros, con columna de agua no mayor de 1 m de altura, y con
abundante vegetación emergente, como es el caso de los ya existentes y los
resultantes de las actuaciones del Proyecto CREAMAgua, no es posible el
desarrollo de comunidades importantes ni representativas del plancton, porque no
hay columna de agua suficiente ni transparencia ni sitio físico porque está ocupado
por la vegetación,; ni de vertebrados acuáticos, como peces, porque están
sometidos de forma natural o regulada a una gran variabilidad de la altura de la
columna de agua, incluso quedan secos en gran parte de su superficie por periodos
prolongados de tiempo, particularmente en las zonas de ribera que solo se inundan
esporádicamente con las crecidas del río. En cambio si son importantes y
representativas las comunidades de vegetación, particularmente emergente, las de
macroinvertebrados acuáticos, aunque solo queden algunas masas de agua
durante algunos periodos de tiempo al año, y las de aves porque pueden
desplazarse y no tienen que ser estrictamente acuáticas, porque pueden utilizar la
vegetación como sustrato o para la nidificación. Por todo ello, el seguimiento de
estas tres comunidades será el objeto del Plan de Seguimiento y de las tareas
asociadas al mismo.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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3.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE
La presencia, tipo, distribución y cobertura, de comunidades vegetales en los
humedales determina la biodiversidad y calidad del agua de los mismos. El efecto
de los macrófitos y comunidades vegetales sobre tales aspectos medioambientales
de primer orden viene determinada por varios mecanismos como la absorción
directa de nutrientes por las plantas o el fomento de los procesos de
desnitrificación; la reducción de la resuspensión de sedimentos y la turbidez y el
efecto refugio.
Debido a esto y a la bien desarrollada y relativamente fácil metodología, el
estudio de la vegetación es un indicador idóneo para determinar la calidad
ambiental de las zonas húmedas y de ribera.
Los parámetros a estudiar serán la cobertura, abundancia, biomasa y
diversidad de especies con una periodicidad anual coincidiendo con el momento de
máximo desarrollo de la vegetación.
Una vez recopilada esta información se determinará la biodiversidad a partir
de indicadores como:
- Riqueza: medida como el número total de especies para cada grupo.
- Diversidad: Calculado mediante el índice de Shannon u/y otros convenientes
para la significación de los datos.
En el caso de humedales o zonas de ribera donde haya un dominio
monoespecífico de carrizo, no tiene sentido hacer transectos, por lo que se
estudiará la vegetación a través de la biomasa de esta especie.
Estos muestreos de vegetación se complementarán con la aplicación de índices
de valoración de la calidad ecológica donde sean aplicables, y que, sin estar
algunos ellos directamente relacionados con la vegetación, permiten conocer si las
zonas de estudio cumplen o no funciones imprescindibles para la mejora de la
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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biodiversidad o si la estructura biótica y abiótica permitirá el tipo de vegetación que
se pretende favorecer con las actuaciones. Los índices que se aplicarán para
completar la caracterización de la vegetación y otras serán:
- Índice de Hábitat Fluvial (IHF)
- Índice de Calidad del Bosque de Ribera (QBR)
- Índice de calidad ecológica de las riberas (RQI)
- Índice para la valoración hidrogeomorfológica de sistemas fluviales (IHG)
La descripción de estos índices se detalla en el ANEXO III.
3.2.- VEGETACIÓN ACUÁTICA
El uso de los macrófitos como indicadores del estado ecológico está claramente
señalado en la DMA, y procede de experiencias realizadas, en Europa, en el marco
de la vigilancia de la calidad de las aguas en aplicación de otras directivas
europeas.
En España, las experiencias con indicadores basados en macrófitos se limitan
en muchos casos al ámbito de la investigación, y éstos todavía no se habían
incluido, hasta ahora, en las redes de control de calidad. En el marco de la
aplicación de la DMA, los macrófitos se consideran útiles para la detección y el
seguimiento de las presiones físico‐químicas e hidromorfológicas que produzcan:
• Reducción de la transparencia del agua.
• Variación de la mineralización
• Eutrofia
•Variaciones del régimen de caudal, continuidad del río y características
morfológicas del lecho en ríos
El índice seleccionado para la evaluación del estado ecológico utilizando los
macrófitos es el IVAM (Índice de Vegetación Acuática Macroscópica) (Moreno et
al., 2006). Hasta el momento no se dispone de condiciones de referencia para este
índice, los umbrales que se han utilizado se indican en la siguiente, y corresponden
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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a los propuestos por Moreno 2006 para la tipología “cabeceras calcáreas” de
Castilla‐La Mancha.
Tabla 3. Rangos de Estado Ecológico del índice IVAM de acuerdo a Moreno et al. 2006 para cabeceras
calcáreas.
Estado Clase Valor índice IVAM
Muy Bueno I > 5,7
Bueno II 5,7‐4,5
Moderado III 4,4‐3,2
Deficiente IV 3,2‐2,0
Malo V < 2
3.3.- MACROINVERTEBRADOS BENTÓNICOS
El termino zoobentos se refiere a la fauna de invertebrados que habita los
sustratos sumergidos de los medios acuáticos, entre los que se encuentran los
macroinvertebrados, que son los invertebrados de un tamaño relativamente grande
(visibles al ojo humano), no inferiores a 0,5 mm, pero habitualmente mayores de 3
mm. Comprenden principalmente artrópodos (insectos, arácnidos y crustáceos) y
dentro de estos dominan los insectos (en especial sus formas larvarias); también se
encuentran oligoquetos, hirudíneos y moluscos.
Los macroinvertebrados son el grupo faunístico dominante en los ríos y también
se encuentran en el litoral y fondos de lagos y humedales. Los invertebrados
bentónicos, especialmente los macroinvertebrados, son uno de los grupos más
ampliamente utilizados como indicadores de la calidad del agua. Esto se debe a
que integran muchas de las cualidades que se esperan de un indicador. Entre
estas destaca su elevada diversidad y que estén representados diferentes taxones,
con requerimientos ecológicos diferentes relacionados con las características
hidromorfológicas (velocidad del aguas, sustrato), fisicoquímicas y biológicas del
medio acuático. Los invertebrados bentónicos se consideran útiles para la
detección y seguimiento de los siguientes tipos de presiones:
Presiones fisicoquímicas relacionadas con:
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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• Contaminación térmica
• Cambios en la mineralización del agua
• Contaminación orgánica
• Eutrofización
• Contaminación por metales u otros contaminantes
Presiones hidromorfológicas relacionadas con:
• Alteración del régimen de caudal / tasa de renovación
• Alteración de la morfología del lecho fluvial
Los macroinvertebrados indican alteraciones a medio y largo plazo, ya que sus
especies poseen ciclos de vida entre menos de un mes hasta más de un año. Su
valor indicador abarca un ámbito temporal intermedio, que complementa el de otros
elementos biológicos con tiempos de respuesta más cortos, como el fitobentos, o
más largos, como los de vertebrados.
El índice seleccionado para la evaluación del estado ecológico utilizando los
macroinvertebrados ha sido el IBMWP (Iberian Monitoring Working Party)
(Alba‐Tercedor et al. 2005, que se basa en el de Alba-Tercedor et al. 2002,
Limnetica 21,3-4:175-185). Los límites de clase utilizados para el diagnostico según
este índice son los publicados en el Anexo III de la Instrucción de Planificación
Hidrológica (IPH; Orden ARM/2656/2008) para el Tipo 12: Ríos de montaña
mediterránea calcárea (Tabla 4).
Tabla 4. Rangos de Estado Ecológico del índice IBMWP de acuerdo al Anexo III de la IPH
.
Estado Clase Valor
IBMWP
Muy Bueno I >133
Bueno II 101‐133
Moderado III 68‐100
Deficiente IV 33‐67
Malo V <33
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
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3.4.- AVES
Se realizará de forma complementaria un estudio de las comunidades de aves
como indicadores de la biodiversidad y como complemento a la información
obtenida con el estudio de las comunidades vegetales, macrófitos y
macroinvertebrados bentónicos. Las medidas a realizar serán: riqueza, abundancia
y diversidad expresada por el índice de Shannon, descrito anteriormente.
A partir de esta información también se puede estimar la riqueza (número de
especies) y dominancia (por el índice de Simpson, D=(∑ni(ni-1)/N(N-1) y
equitatividad (J=H/Ln S) de especies de la comunidad biológica en cuestión.
Este estudio constará de dos muestreos uno coincidiendo con la primera
primavera del proyecto que se comparará con un segundo muestreo en el último
año de ejecución del mismo para dar tiempo a la estabilización de las comunidades
y los sistemas.
3.5.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN
Procedimiento de muestreo: vegetación emergente
Equipos y material:
A continuación se detallan los equipos y material que deben prepararse
previamente a la salida para la recogida de muestras:
Equipos de protección individual:
- guantes, botas y vadeadores
Equipo de recolección de muestras:
- rastillo con mango extensible
- cinta métrica
- cuadrícula de 50 x 50 cm
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
22
- bolsas de plástico
- Nevera portátil con hielos
- Bolígrafo, lápiz, rotulador permanente
- Mapas y fotos aéreas
- Agua destilada y papel de manos
- Barca y remos (si fuera necesario)
Directrices para la toma de muestras:
Se recomienda usar un método semicuantitativo que permita obtener el listado
de las especies más relevantes y una estima aproximada de su abundancia.
En cada localización de muestreo se determinará la cobertura, biomasa y
diversidad de especies.
La cobertura se determinará por dos métodos. Uno es el método de puntos de
intersección a lo largo de transectos. Consiste en determinar las especies
vegetales y cuantificar la cobertura y abundancia de una pequeña superficie de
40x40 cm. en el punto de intersección cada dos metros en un transecto
perpendicular al cauce en el caso de la ribera y radial, de dentro hacia fuera, en el
caso de los humedales. En caso de que el transecto sea superior a 50 m. la
distancia de muestro entre intersecciones será de 5 m. El otro método es el de
estimación aérea topográfica de distribución de especies y tipos funcionales de
vegetación, a escala de humedal o zona de ribera de actuación. Si la zona de
actuación tiene una achura superior a los 200 m. se tomarán bandas de 50 m. de
ancho para hacer la estimación visual de distribución, cobertura y abundancia de la
vegetación, en escalas relativas de 1 a 5. Tanto si se utiliza un método u otro, se
anotarán los árboles presentes, la especie, el diámetro del tronco a la “altura del
pecho” y la altura y anchura de la copa, con el fin de conocer el estado de
conservación y la sombra proyectada y la importancia relativa dentro de la zona de
muestreo.
Cuando proceda se aplicará la siguiente escala:
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
23
Tabla 5. Escalas de abundancia en función de la cobertura
Escala Abundancia Cobertura (%)
Descriptor Clase
1 Rara Ind. Aislados
2 Ocasional 1-10%
3 Frecuente 10-15%
4 Abundante 50-70%
5 Muy abundante
(dominante)
>70%
La biomasa se obtendrá a partir de 3 muestras de 40x40 cm distribuidas de
forma estratificada al azar por cada humedal. Se extraerán todos los individuos del
cuadrado. Se distinguirán los vivos de los muertos, se medirá el tamaño, se contará
el número de hojas de cada individuo y se pesará la biomasa. También se pesará
la materia en descomposición o detritus, de la parte del suelo. Se tomará nota de la
presencia de otras especies y su abundancia relativa.
Se utilizará una hoja de campo en la que se anotarán las características de
distribución y abundancia de las especies y su situación en la masa de agua por
medio de un esquema.
También se tomarán los datos necesarios para aplicar los índices descritos en el
ANEXO III
Conservación y etiquetado de las muestras:
Todas las muestras deben estar convenientemente etiquetadas de forma que se
indique el punto de recogida y la fecha
Selección de sitios, periodo y frecuencia de muestreo:
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
24
Se tomarán datos y muestras en 20 sitios entre humedales y riberas de acuerdo
con el Coordinador y Director del Proyecto para cubrir la variabilidad e humedales y
riberas y comprobar la variabilidad de resultados dentro y entre sitios de actuación,
y para comprobar la eficiencia de las actuaciones.
Los macrófitos deben muestrearse dentro de su periodo vegetativo que
corresponde con el periodo primavera-otoño. Se llevarán a cabo único muestreo
por periodo vegetativo entre Junio y Septiembre en el momento de máximo
crecimiento de la vegetación dominante, de modo que puede ser necesario
fraccionar el muestreo en varias fechas correspondientes a varias especies o
asociaciones de especies vegetales.
Análisis de muestras
Las muestras recogidas en el campo se identificarán y separarán en especies
que serán secadas en estufa y posteriormente pesadas. Este peso referido a la
superficie de muestreo constituirá el cálculo de la biomasa por especie y por
localización de muestreo.
Procedimiento de muestreo: vegetación acuática
Equipos y material:
A continuación se detallan los equipos y material que deben prepararse
previamente a la salida para la recogida de muestras:
Equipos de protección individual:
- guantes, botas y vadeadores
- Equipo de recolección de muestras:
- Bolígrafo, lápiz, rotulador permanente
- Barca y remos (si fuera necesario)
Para extraer las muestras de pecton (talos aplanados, laminares o esféricos)
utilizar una navaja. Buscar sobre piedras en zonas reófilas; en márgenes
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
25
buscar sobre raíces, tallos, troncos sumergidos de plantas ribereñas. Las
algas incrustantes se pueden recoger y fijar con el sustrato.
Las algas que constituyen el plocon, se pueden recolectar con la mano o una
manga de muestreo de invertebrados; si están fijas al sustrato utilizar una
navaja. Las fanerógamas y carófitos de zonas más profundas se pueden
extraer utilizando una potera (palo o cuerda con ganchos o anzuelos en el
extremo).
Un cuentahílos de 12 aumentos puede ayudar en el campo en la
identificación
Directrices para la toma de muestras:
En los tramos seleccionados, se elige un subtramo lo suficientemente extenso
para que incluya la mayor variedad de hábitats posible (pozas, rápidos, remansos,
charcas marginales, raíces). Normalmente un tramo de 50‐100 m es suficiente.
Anotar la cobertura sobre el lecho del cauce de cada taxón.
Para la determinación precisa de los especímenes, fijar las muestras necesarias
en formol 4 % y examinar posteriormente en el laboratorio (lupa y microscopio). La
recolección de material fresco puede ayudar en la observación de caracteres que
se degradan con el fijador.
Las algas incrustadas de carbonatos deben ser previamente tratadas con ácido
acético o clorhídrico diluidas para eliminar incrustaciones. Aunque para la
determinación genérica de los taxones no es necesario realizar tinciones, si se
presentan dudas, utilizar lugol para detectar presencia de almidón, azul de metileno
para visualizar estructuras parietales y carmín‐acético para teñir núcleos.
Aplicar la fórmula de cálculo del índice y calificar el estado trófico del tramo de
estudio según los rangos de calidad de la Tabla 4.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
26
Se establecen cuatro niveles de estado trófico, y los valores de tolerancia (vt)
para dichos niveles se fijaron en 2, 4, 6 y 8, de forma que mayores puntuaciones
corresponden a géneros sensibles a la contaminación (aguas oligotróficas) y las
menores puntuaciones a taxones propios de aguas contaminadas (eutróficas).
El valor indicador (vi) asignado a cada taxón representa la amplitud trófica o
euricidad de los taxones. Este valor oscila entre 1 y 2.5, siendo mayor su valor
cuanto más estrecho es su rango de condiciones tróficas. En todos los casos, los
taxones típicos de aguas oligotróficas presentaron un rango estrecho en la
concentración de nutrientes y por tanto se trata de buenos indicadores, mientras
que los taxones propios de aguas eutróficas presentaron los rangos más amplios
(tolerantes y cosmopolitas)
donde vii es el valor indicador del taxón i, ci es el valor de cobertura del taxón i y
vti el valor de tolerancia del taxón i. (Ver Tabla 6).
Selección del periodo y frecuencia de muestreo:
Se hará un muestreo anual entre primavera y verano ya que son las mejores
épocas del año para encontrar el mayor número de taxones.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
27
Tabla 6. Valor de tolerancia (vt) y valor indicador (vi) para cada taxón considerado en el IVAM
(Tomado de Moreno 2006)
Procedimiento de muestreo: macroinvertebrados
Equipos y material:
La recolección de las muestras de macroinvertebrados se realizará por medio de
una red de mano estándar de acuerdo a lo especificado por la norma internacional
EN 27828:1994, con una malla de Nytal de 500 μm de luz.
Directrices para la toma de muestras:
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
28
Se seguirán las indicaciones del protocolo publicado por la Confederación
Hidrográfica del Ebro para el análisis de invertebrados bentónicos (CHE 2005). Se
harán muestreos multihábitat de acuerdo al protocolo del IBMWP (Jáimez‐Cuellar
et al. 2002), removiendo el sustrato por delante de la red unos 0,5 m (lo que se
considera un kick). Se muestrearon todos los microhábitats diferentes encontrados
en el tramo de muestreo de manera proporcional, contabilizándose el número de
kicks tomados en cada uno, hasta sumar un total de 20 kicks aproximadamente.
El tiempo estimado para la aplicación del índice IBMWP está generalmente
comprendido entre 1,5 y 2 horas para recogida y procesamiento de la muestra en
campo, y de 3 a 5 horas para su tratamiento en laboratorio, dependiendo de la
diversidad del tramo estudiado, entre otros factores.
En la Figura 1 se muestra el cuaderno de campo utilizado para la aplicación del
IBMWP.
Selección de sitios, del periodo y frecuencia de muestreo:
Se tomarán datos y muestras en 20 sitios entre humedales y riberas de acuerdo
con el Coordinador y Director del Proyecto para cubrir la variabilidad e humedales y
riberas y comprobar la variabilidad de resultados dentro y entre sitios de actuación,
y para comprobar la eficiencia de las actuaciones.
Se hará un muestreo anual entre primavera y verano ya que son las mejores
épocas del año para encontrar el mayor número de taxones.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
29
Figura 1. Cuaderno de campo para la aplicación del IBMWP
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
30
Conservación y etiquetado de las muestras:
Todas las muestras deben estar convenientemente etiquetadas de forma que se
indique el punto de recogida y la fecha
Análisis de muestras
Las muestras obtenidas se examinarán en laboratorio tras su conservación
en con etanol 96 %. Se recogerán al menos un ejemplar de cada uno de los
taxones presentes y recogiendo una fracción aleatoria y representativa de la
comunidad de unos 300‐400 individuos, para tener una estima de las abundancias
relativas de los taxones. Además, la abundancia de cada familia se estima en
forma de rangos, asignando valores de 1 a 5 según la siguiente equivalencia: 1:
entre 1 y 3 individuos; 2: entre 4 y 10 individuos; 3: entre 11 y 100 individuos; 4:
entre 101 y 1000 individuos; y 5: más de 1000 individuos por muestra o unidad de
esfuerzo.
Procedimiento de muestreo: aves
Directrices para el muestreo:
De cada sitio (humedal y soto) seleccionado se observarán las especies de aves
y se cuantificarán las respectivas poblaciones de cada humedal utilizando un
método de recuento por áreas desde puntos diferentes o por recorridos y con
alcance tal que en conjunto se cubra el área total del humedal o tramo de soto. Se
repetirán las observaciones diariamente para obtener el número más probable de
individuos de cada población y siguiendo patrones de conducta para la observación
habituales en recuentos de este tipo de trabajos (ver Moreno et al. 2009.
Biodiversity and Conservation 18(4):811-828). Se hará un plan de toma de datos y
muestras para que en los resultados quede reflejada la variabilidad de los mismos
de modo que puedan mostrarse las diferencias estadísticas entre los datos de las
variables entre humedales y a lo largo del tiempo durante la realización del
proyecto.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
31
Selección de sitios, periodo y frecuencia de muestreo:
La frecuencia de observación de aves será bianual (con dos épocas de
observación cada año (invernal y nidificante). El número de sitios en los que
observar no será inferior a 20, distribuidos equitativamente entre humedales en
vales y sotos de ribera.
3.6.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO DE SEGUIMIENTO DE LA
BIODIVERSIDAD LIGADA A ECOSISTEMAS ACUÁTICOS EN HUMEDALES
3.6.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE
En los humedales se aplicará el método de estimación aérea topográfica de
distribución de especies y tipos funcionales de vegetación, a escala de humedal o
zona de ribera de actuación, con muestreos de biomasa de carrizo en tres réplicas
en cuadrados de 40x40 cm., seleccionadas al azar dentro del carrizal. El muestreo
de vegetación se hará una vez al año, coincidiendo con el final de la primavera. Los
humedales a muestrear serán los mismos donde se realizan los muestreos de
calidad del agua. En caso de producirse un aumento en la diversidad de especies
(estratificación de especies definida por la proximidad al agua) se cambiará al
método de transecto, por considerarlo más adecuado cuando la diversidad vegetal
es mayor.
3.6.2. VEGETACIÓN ACUÁTICA
Se aplicará el índice IVAM en los mismos humedales donde se muestrean el
resto de parámetros bióticos y abióticos, con una periodicidad anual, durante los
meses de primavera. Se cogerán tres réplicas en zonas con hábitats diferenciados,
como zonas de inundación permanente y zonas de inundación temporal.
3.6.3. MACROINVERTEBRADOS
Se aplicará el índice IBMWP en los diferentes ambientes acuáticos observados
(ligados a aguas libres con y sin vegetación palustre, zonas de inundación temporal
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
32
y permanente y zonas más o menos someras), con una periodicidad anual, durante
los meses de primavera.
3.6.4. AVES
En el caso de las aves hay que tener especial cuidado de que el resto de las
actuaciones del plan de seguimiento no afecte a la querencia de las aves a los
sitios de muestreo por un tránsito excesivo. Por ello, tendrá que haber un espacio
temporal entre esta actividad con el resto de un mes como mínimo.
3.7.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO DE SEGUIMIENTO DE LA
BIODIVERSIDAD LIGADA A ECOSISTEMAS ACUÁTICOS EN RIBERAS
3.7.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE
En las riberas se aplicará el método de transecto por ser el más adecuado para
definir bandas de vegetación de ribera. Para la primera banda, compuesta de
vegetación palustre, principalmente carrizo, se muestreará la biomasa de en tres
réplicas en cuadrados de 40x40 cm., seleccionadas al azar dentro del carrizal. El
muestreo de vegetación se hará una vez al año, coincidiendo con el final de la
primavera. Los sotos a muestrear serán los mismos que donde se realizan los
muestreos de calidad del agua y otros indicadores. Para la vegetación arbórea se
aplicará lo señalado anteriormente en cuanto a densidad, dimensiones y otras
características de estado.
3.7.2. VEGETACIÓN ACUÁTICA
No está previsto hacer muestreos de vegetación acuática en el río Flumen
debido a la elevada turbidez de sus aguas durante todo el año, especialmente en la
época de muestreo, coincidiendo con el periodo de riegos.
3.7.3. MACROINVERTEBRADOS
Se aplicará el índice IBMWP en los diferentes ambientes acuáticos observados
(ligados a aguas libres con y sin vegetación palustre, zonas de inundación temporal
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
33
y permanente y zonas más o menos someras), con una periodicidad anual,
durante los meses de primavera. No obstante, no se considera un indicador de
interés para evaluar los resultados del proyecto Life CreamAGUA, porque no se
espera una mejora de la comunidad de macroinvertebrados con las acciones
previstas.
3.7.4. AVES
Para las aves se seguirá el mismo procedimiento que para los humedales,
teniendo especial cuidado de que el resto de las actuaciones del plan de
seguimiento no afecte a la querencia de las aves a los sitios de muestreo.
4.- CRONOGRAMA DEL PLAN DEL SEGUIMIENTO
Conviene recordar que el programa de seguimiento debe comprender todo el
periodo del Proyecto CREAMAGUA, desde antes y cuanto antes de iniciar las
acciones de restauración para comparar características antes y después de las
acciones. En los sitios en que se creen humedales de nuevo, sin existir
previamente, las acciones de antes se realizaran en sitios próximos y similares
(balsas, sotos, bosquetes, encharcamientos, fondos de vales) que servirán como
lugares de referencia anterior a las acciones de restauración.
Los meses que se señalan en el cronograma siguiente para realizar las
diferentes tareas de los planes de seguimiento son orientativos; las fechas más
concretas se ajustarán en función del esfuerzo que se requiera y de las condiciones
meteorológicas de cada momento. Por esto se señalan como meses para dar
margen de actuación dentro de los periodos señalados para cada una de las tareas
de los planes de seguimiento.
Fig. 20. Cronograma del plan de seguimiento
CALIDAD DEL AGUA
CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QÍMICAS DEL SUELO
COMUNIDADES VEGETALES
AVES
2011 2012 2013 2014
A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
35
5.-. ACCIONES VARIAS DE CREAMAGUA.
Otras acciones de CREAMAGUA se realizarán en base a los resultados y
planes trazados en estos planes de seguimiento. Aquí se expone con algunos
ejemplos la forma de tratar estos datos y su presentación con referencia a
resultados de trabajos similares realizados en humedales.
Con los resultados obtenidos de los muestreos y análisis descritos en el plan
de seguimiento se irán configurando dos bases de datos, una sobre la calidad
del agua y otra sobre la biodiversidad. Al final de cada año se hará un estudio
detallado de la evolución de la calidad del agua y la biodiversidad para estimar
el grado anual de éxito del proyecto.
En este análisis se estudiará la evolución temporal de los humedales y
riberas restaurados para conocer la progresión de la calidad del agua y la
diversidad y se determinará si los humedales se agrupan según su
comportamiento frente a estos indicadores.
Los datos correspondientes a los parámetros analizados en las muestras de
agua se recogerán en forma de tablas con los valores medios y las
desviaciones típicas. También se realizarán representaciones gráficas de la
evolución temporal de los distintos parámetros, las concentraciones de estos a
la entrada y a la salida, así como del porcentaje de retención de cada humedal.
Del mismo modo se ordenarán en bases de datos los parámetros analizados
en las muestras de los sedimentos extraídos de los humedales expresando sus
valores medios, máximos y mínimos y se realizarán representaciones gráficas
en forma de diagramas de barras.
Por otra parte, se realizarán análisis estadísticos en base a todos los
parámetros estudiados, tanto de agua como de sedimento. Con ello se
persiguen dos objetivos: organizar los sitios de muestreo según estos
parámetros (análisis cluster), observando semejanzas entre ellos y determinar
la existencia de diferencias significativas (análisis de varianza) en el
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
36
funcionamiento de los distintos humedales. Ambos aspectos ayudarán a
determinar las características propias del humedal y los factores que mejoran
los mecanismos de eliminación de nutrientes del agua.
En cuanto a la diversidad se elaborarán tablas con los datos de biomasa
vegetal por cada especie presente y tablas con los datos de riqueza,
abundancia y diversidad de especies de aves. Se representará de forma gráfica
la evolución de la cobertura vegetal en cada humedal y estos datos se
relacionarán con la riqueza y diversidad de avifauna, además de forma
comparativa entre humedales y zonas de ribera, como se muestra en la
siguiente figura orientativa extraída de estudios previos (Moreno 2008).
Fig. 3. Relación entre varios índices de diversidad de la comunidad de aves en humedales
en relación con el área del humedal, la altura y la biomasa de la vegetación del humedal.
6. DIRECTRICES COMUNES A TODAS LAS ACCIONES
Los acciones relativas al seguimiento de la calidad del agua y de la
biodiversidad se ajustarán en términos de mínimos a los detalles de variables a
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
37
seguir, número de sitios a seguir y frecuencias de seguimiento detallados en
este Plan de Seguimiento. Este Plan de Seguimiento se podrá ajustar, en
términos de ampliar los modos de actuación, sitios y frecuencias, a lo que se
disponga con el criterio de ampliar la información a obtener de acuerdo con el
Coordinador y el Director del Proyecto CREAMAgua y de acuerdo a la finalidad
de obtener la información necesaria para comprobar eficazmente el
seguimiento de la calidad del agua y la biodiversidad de humedales y riberas.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
38
ANEXO I:
PROTOCOLOS MUESTRAS DE AGUAS
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
39
DETERMINACIÓN DE LA ALCALINIDAD
1. Fundamento
La alcalinidad se refiere al contenido total de sales de ácidos débiles (ácidos
orgánicos, silicato, fosfato, hidróxido, carbonato y bicarbonato), pero son
dominantes (generalmente 99 %) los dos últimos carbonatos. Es, por lo tanto,
una buena medida del contenido de bicarbonato más carbonato. Estos dos
iones no pueden ser analizados separados de los otros, pero pueden ser
separados uno del otro. El carbonato está presente frecuentemente en verano
cuando la fotosíntesis es intensa. Si se mide también el pH, utilizando tablas se
puede calcular el contenido en CO2 libre.
2.- Procesamiento de la muestra
Dado que las muestras pueden estar sometidas a la acción microbiana y a la
pérdida de C02 u otros gases cuando se exponen al aire, es conveniente
analizar las muestras cuanto antes, preferentemente antes de un día. Si se
supone actividad biológica se debe determinar la alcalinidad antes de 6 horas y
evitar la agitación y la exposición prolongada al aire. En la recogida de la
muestra llenar el bote hasta arriba para evitar la presencia de aire. Utilizar agua
no filtrada.
3.- Método volumétrico: fundamento CGolterman, 1963
La alcalinidad se determina valorando una muestra de agua con un ácido
fuerte (ácido sulfúrico o clorhídrico) hasta un punto final establecido por el viraje
de determinado indicador. Si se usa como indicador fenoftaleina que vira a un
pH de 8.3 solo se mide la alcalinidad atribuible al Olí y al C03~, y se denomina
alcalinidad a la fenoftaleina (P).Empleando además un indicador mixto (verde
de bromocresol y rojo de metilo) se llega hasta un pH comprendido entre 5 y
4,3, al que se produce el viraje.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
40
4.- Reactivos
a) Acido sulfúrico 2N.- Para preparar 100 mi: tomar 5,55 mi de H2S04
comercial y enrasar a 100 mi con agua destilada
b) Acido sulfúrico 0.02 N.- Para preparar 1 litro: tomar 10 mi de la solución
de ácido sulfúrico 2 N Y enrasar hasta 1 litro con agua destilada.
c) Indicador de fenoftaleina. - Solución de fenoftaleina en etanol al 1 %.
(preparado comercialmente).
d) Indicador mixto.- Disolver 0,02 g de rojo de metilo y 0,08 gr de verde de
bromocresol en 100 mi de etanol al 95%
e) Carbonato sódico anhidro
5.- Procedimiento
Medir 100 mI de la muestra y colocarlos en un vaso de precipitados, estando
éste encima de un agitador magnético.
Añadir 3 gotas de fenoftaleina. Si el agua toma color rosa se manifiesta la
existencia deOH-y C032-.
Valorar entonces con ácido sulfurico 0,02 N hasta desaparición del color.
Anotar el volumen de ácido gastado para hallar la alcalinidad a la fenoftaleina
(P). Sobre la misma muestra añadir 3 gotas de indicador mixto, con lo que la
solución queda de color azul-verdoso.
Se valora de nuevo con el mismo ácido, agitando sin cesar, hasta que la
muestra adquiera una ligera coloración rosada
Anotar el volumen de ácido gastado en esta segunda valoración, con ello se
calculará la alcalinidad total ( T ).
6.- Expresión de los resultados
alcalinidad a la fenoftaleina
muestra
CaCOml
xNxFxAlmeq
1000/ 1
3
muestra
CaCOml
xNxFxAlmg
50000/ 1
3
A1 = mI HZS04 gastados en la primera valoración (pH =8,3)
N = normalidad del ácido (0,02)
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
41
F = factor de corrección de la normalidad
alcalinidad total
muestra
CaCOml
xNxFxAlmeq
1000/ 21
3
A1+2 = volumen de ácido gastado en total en las dos valoraciones
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
42
DETERMINACIÓN DE SÓLIDOS EN SUSPENSIÓN Y EN DISOLUCION
1. Fundamento
El término sólidos en suspensión se aplica a un conjunto heterogéneo de
"sólidos" que pueden llevar las aguas y que proceden, normalmente, de
arrastres o de vertidos industriales y urbanos.
Los sólidos en suspensión proporcionan un aspecto desagradable a las
aguas que los contienen y según el tipo, pueden proporcionar, además,
contaminación orgánica e inorgánica. Obstruyen conducciones, bombas, etc.
Formando depósitos e incrustaciones. En general, es un elemento indeseable
que hay que eliminar cualquiera que sea la utilización posterior del agua.
2. Determinación analítica
Método de la filtración
Se filtra un volumen de agua, que varía según el contenido en sólidos que se
observen en la muestra. El peso de materias retenidas por el filtro será el
contenido en sólidos de la misma y se determina por diferencia de pesada. Los
sólidos que atraviesen el filtro serán los que se encuentren en forma de sales
disueltas
3.- Material
a) Discos filtrantes de fibra de vidrio (GF/C)
b) Balanza de precisión
c) Dispositivo de filtración a vacío o a presión
d) Desecador
e) botes de vidrio de 30ml
4.- Procedimiento
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
43
Preparar los discos de filtración filtrando previamente por ellos agua
destilada, a continuación secarlos en la estufa a 105 ºC durante 2 horas. Una
vez pasado este tiempo se dejan enfriar en un desecador y se procede a su
pesada. ANOTAR EL RESULTADO. Colocar de nuevo el filtro en el equipo de
filtración y verter la muestra sobre el filtro, procediendo al filtrado hasta que el
filtro aparezca seco. A continuación, se vuelve a secar en la estufa,
procediendo igual que antes. Pesarlo y ANOTAR LA PESADA.
Del filtrado tomar un volumen de 25 ml y verterlos en un vote de vidrio
previamente lavado secado y pesado (ANOTAR LA PESADA). A continuación
meter los botes en el estufa hasta que se evapore todo el líquido y precipiten
las sales. Después sacar de la estufa, dejar enfriar en el desecador y volver a
pesar (ANOTAR EL RESULTADO).
5.- Expresión de los resultados
El contenido del agua en materias en suspensión se calcula por la expresión:
601 10)(
)/( xmlV
MMlmgSST
M0 = peso del disco filtrante antes de su utilización (mg)
M1 = peso del disco filtrante después de su utilización (mg)
V = volumen de agua filtrada (mI)
601 10
25)/( x
ml
MMlmgSDT
M0 = peso del bote de vidrio filtrante antes de su utilización (mg)
M1 = peso del bote de vidrio después de su utilización (mg)
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
44
FÓSFORO TOTAL DISUELTO y FÓSFORO REACTIVO SOLUBLE
1.-Fundamento
El análisis del fósforo total se fundamenta en la oxidación de la materia
orgánica de forma que todo el fósforo pase a ortofosfato. Si la digestión se
efectúa sobre muestra filtrada se obtiene el fósforo total disuelto (TSP). Sobre
una muestra no filtrada se obtiene el fósforo total (TP). Si además se analiza el
ortofosfato se obtiene las siguientes fracciones:
- Fósforo reactivo soluble (SRP)
- Fósforo orgánico disuelto (DOP)=Fósforo total disuelto-SRP
- Fósforo particulado (orgánico) (POP)=Fósforo total – Fósforo total
disuelto
2.- Procesamiento de la muestra
Filtrar la muestra mediante filtros GF/F Whatman en el campo y en el
laboratorio por filtros de nitrato de celulosa 0.45 m.
3.- Material
Todo el material utilizado se lavará con HCl 50% durante 24h y se aclarará
varias veces con agua destilada. Conservar tapado con el tapón
correspondiente o con papel de aluminio.
Para la digestión se utilizan botellas de vidrio ISO de 100ml con tapón de
plástico que resista elevadas temperaturas.
4.- Reactivos
a- Oxidación del Fósforo de la Muestra
Solución de ácido sulfúrico (4.5 Molar)-
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
45
Añadir 250 ml de H2SO4 a 750 ml de agua destilada (con mucho cuidado
enfriando el matraz con agua corriente) y enrasar a 1000ml. Se guarda a
temperatura ambiente.
Reactivo de oxidación
Diluir 50 ml de H2SO4 4.5 M en agua destilada hasta un volumen de
1000ml. añadir y disolver 50 g de peroxodisulfato potásico (K2S2O8). Es una
solución saturada de manera que debe conservarse a temperatura ambiente y
protegida de la luz directa. Estable durante una semana, por lo que se
recomienda preparar sólo las cantidades que se vayan a utilizar.
b- Determinación del Fósforo de la Muestra
Ácido Sulfúrico diluido-
Añadir cuidadosamente 140 ml de H2SO4 concentrado a 900ml de agua
destilada.
Solución de Molibdato amónico-
Disolver 15g de (NH4)6Mo7O24.4H2O en 500 ml de agua destilada. No
emplear después de 6 semanas.
Solución de ácido ascórbico-
Disolver 5.4g de (C6H8O6) en 100 ml de agua destilada Preparar
inmediatamente antes de usar.
Solución de Tartrato de antimonio y potasio-
Disolver 0.34 g de KSbOC4H4O6 en 250 ml de agua destilada. No emplear
después de 6 semanas.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
46
Reactivo Mixto
Preparar cada vez que se realiza el análisis inmediatamente antes de usar.
Mezclar los reactivos en el orden y en las proporciones que se indican:
1º-Solución de ácido
sulfúrico
5 50 125 250 500 750
2º- Molibdato amónico 2 20 50 100 200 300
3º- Ácido ascórbico 2 10 50 100 200 300
4º- Tartrato de
antimonio y potasio
1 10 25 50 100 150
VOLUMEN FINAL (en ml) 10 100 250 500 1000 1500
Una vez mezclados todos los componentes se agita fuertemente. El reactivo
debe quedar de color amarillo. Si toma color verdoso o azul es señal de que
algún reactivo está en mal estado
5.- Procedimiento
a-Tomar 50ml de cada muestra, de 2 blancos y 2 patrones de
comprobación y se colocan en los tubos o botes pirex.
b- Añadir 10ml de reactivo de oxidación. (Para otros volúmenes mantener la
relación 5:1)
c- Tapar los frascos.
d- Meter los frascos en autoclave y mantener a 115ºC durante 1 h.
e- Sacar y dejar enfriar.
f- Añadir 12 ml de reactivo mixto.(Para otros volúmenes mantener la
proporción 5:1).
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
47
g- Dejar reposar 30 minutos y leer la absorbancia a =885 nm ó 890 nm
Para análisis de fósforo reactivo soluble pasar del paso 1 al paso 6
6.- Curva de calibrado
Solución Estándar de fosfato-
Disolver 4.39g de ortofosfato potásico dihidrogenado (KH2PO4) en agua
destilada y enrasar a 1000ml con agua destilada. Esta solución contiene 1g P-
PO4 por litro (=1000mg/l ó 1mg/ml).
Solución hija de fosfato-
Tomar 2ml de la solución estándar de fosfato y enrasar a 1000ml con
agua destilada. Esta solución contiene 2000 g/l P-PO4 (=2mg/l ó 2 g/ml).
Preparar los siguientes patrones a partir de la solución hija
1-. (5 g/l P-PO4)- 0.25ml de solución hija enrasar a 100ml.
2-. (10 g/l P-PO4)- 0.5 ml de solución hija enrasar a 100ml.
3-. (20 g/l P-PO)- 1 ml de solución hija enrasar a 100ml.
4-. (40 g/l P-PO4)- 2ml de solución hija enrasar a 100ml.
5-. (80 g/l P-PO4)- 4ml de solución hija enrasar a 100ml.
6-. (100 g/l P-PO4)- 5ml de solución hija enrasar a 100ml.
7-. (150 g/l P-PO4)- 7.5ml de solución hija enrasar a 100ml.
8-. (200 g/l P-PO4)- 10ml de solución hija enrasar a 100ml.
7.- Patrones de comprobación y blancos
Solución hija 2: Solución de fosfato 10 mg/ P-PO4 –
Se toma 1 ml de la solución estándar de fosfato (1000mg/l P-PO4) y se
enrasa a 100ml con agua destilada.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
48
P1 (40 g/l P-PO4)- se toman 0.4ml de solución hija 2 y se enrasa a 100ml
P2 (100 g/l P-PO4)- se toma 1ml de solución hija 2 y se enrasa a 100ml.
Blancos: 50ml de agua destilada
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
49
CARBONO ORGÁNICO TOTAL Y NITRÓGENO TOTAL
1.- Fracciones del carbono total
Los métodos e instrumentos utilizados para medir el COT analizan
fracciones de carbono total (CT) mediante dos o más determinaciones. Las
fracciones son:
- Carbono inorgánico (CI)- Carbonato, bicarbonato y CO2 disuelto
- Carbono orgánico total (COT)-todos los átomos de carbono
unidos mediante enlaces covalentes a moléculas orgánicas.
- Carbono orgánico disuelto (COD)- la fracción de COT que
atraviesa / un filtro de 0.45 micras de diámetro
- Carbono orgánico purgable (COP)- o carbono orgánico volátil.
Fracción de COT extraído de una solución acuosa por eliminación de
gases bajo condiciones específicas.
- Carbono orgánico no purgable (CONP)- Fracción de COT no
extraído de una solución acuosa por eliminación de gases bajo
condiciones específicas.
En la mayoría de las muestras, la fracción de CI es muchas veces superior a
la fracción de COT. La eliminación o compensación de las interferencias del CI
requiere múltiples determinaciones para medir el COT verdadero. Las
interferencias del CI se pueden eliminar acidificando la muestra a pH 2 o
inferior para convertir las especies de CI en CO2. Subsiguientemente la purga
de la muestra con un gas purificado elimina el CO2 por volatilización.
La purga de la muestra elimina también el COP de forma por lo tanto estas
determinaciones corresponden en realidad al CONP. Debe determinarse el
COP para medir el COT verdadero. Sin embargo en muchas aguas
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
50
superficiales y subterráneas la contribución del COP al COT es despreciable.
Por lo tanto, en la práctica, la determinación del CONP es sustituida por la del
COT.
Como alternativa se puede compensar la interferencia del CI midiendo por
separado el CT y el CI. La diferencia entre CT y CI es igual al COT
El método de combustión-infrarrojo es adecuado para muestras con
COT≥1mg/l.
Para concentraciones inferiores se debe utilizar el método de oxidación
persulfato-ultravioleta o el método de oxidación húmeda
2.- Fundamento CT y NT
La muestra de agua se inyecta en una cámara de reacción, a 850°C, rellena
con un catalizador oxidante. El agua se vaporiza y el carbono (orgánico e
inorgánico) se oxida a CO2. Este CO2 se transporta, en corriente de gas, y se
mide en un analizador de infrarrojos no dispersivo (NDIR).
R-C + O2 CO2 + H2O + otros productos
Dado que con el procedimiento anteriormente descrito se determina carbono
total (TC), se debe medir también el carbono inorgánico (IC), para obtener el
TOC por diferencia.
El IC se mide inyectando la muestra en una cámara de reacción distinta, que
contiene ácido fosfórico. Bajo condiciones ácidas todo el IC se convierte en
CO2, que se mide en el analizador de infrarrojos. En estas condiciones el
carbono orgánico no se oxida, por lo que sólo se determina el IC. En la mayoría
de las muestras de agua, la fracción de IC es muy superior a la fracción de
TOC, por lo que, en numerosas ocasiones, se elimina previamente el IC.
Para ello se acidifican las muestras a pH ≤2 (a fin de convertir el IC en CO2)
y a continuación se purga la muestra con un gas puro (para eliminar el CO2),
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
51
esta determinación se denomina carbono orgánico no purgable (NPOC). Es de
señalar que en los análisis de NPOC, se produce la pérdida de sustancias
orgánicas volátiles.
En la combustión de la muestra el N presente en la misma también se oxida
a NO. El NO reacciona con el ozono adquiriendo una forma excitada al volver a
su estado inicial que emite luz en forma de quimioluminiscencia (CLD).
R – N CO2 + H2O + NO
NO +O3 NO2* + O2
NO* NO2 + hv
3.- Toma y conservación de muestra
Tomar las muestras en un bote de cristal de color topacio lavados en ácido,
llenarlo completamente (sin cámara de aire) y taparlo herméticamente con
tapón con recubrimiento de teflón.
Conservar las muestras en la oscuridad y en frío. En el caso de que sólo se
desee medir el TOC, añadir a la muestra, para su conservación, H2SO4 hasta
pH ≤2.
4.- Reactivos
Ácido fosfórico, H3PO4, al 10%
Tomar 29.41 ml de H3PO4, al 85% y se enrasan a 250ml con agua milliQ
Solución patrón de carbono total de 1000 mg C/l.
Disolver, 2.1254 g de Ftalato de hidrógeno de potasio (C8H5KO8) en agua
exenta de carbono, añadir H2SO4 hasta pH ≤2 y enrasar a 1000 ml. A partir de
esta solución, y mediante las diluciones apropiadas, preparar soluciones de 0.5
mg l-1, 1 mg l-1, 2.5 mg l-1 y 5 mg l-1 de TC.
Solución patrón de carbono inorgánico de 1000 mg C/l.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
52
Disolver, en agua exenta de carbono, 4.4122 g de carbonato de sodio
anhidro (Na2CO3), previamente calentado a 180°C durante 30 minutos y
enfriado en desecador, añadir 3.497 g de bicarbonato de sodio anhidro
(NaHCO3) y enrasar a 1000 ml. A partir de esta solución, y mediante las
diluciones apropiadas, preparar las soluciones de 0.5 mg l-1, 1 mg l-1, 2.5 mg l-1,
5 mg l-1 y 10 mg l-1 de CI.
Solución patrón de nitrógeno total de 1000 mg N/l.
Disolver, en agua exenta de carbono 3.611 g de KNO3 y 2.35965 g de
(NH4)SO4 y enrasar a 1000 ml. A partir de esta solución, y mediante las
diluciones apropiadas, preparar las soluciones de 1 mg l-1, 2.5 mg l-1, 5 mg l-1 y
10 mg l-1 de NT.
5.- Determinación del COT (NPOC) y del NT
1- Abrir la válvula del gas
2- Encender el equipo, el ordenador y el programa
3- seleccionar el método
4- verter aproximadamente 30ml de muestra en los viales y poner un
agitador en cada vial
5- colocar los viales en el muestreador y comenzar el análisis automatizado
con el analizador (analytikjena multi N/C 3100)
El resultado del análisis se guardará en el software del equipo y se
expresará en mg/l
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
53
DETERMINACIÓN DE ANIONES Y CATIONES POR CROMATOGRAFÍA
IONICA
1. Fundamento
Con frecuencia resulta conveniente hacer la determinación de aniones
comunes en el agua, tales como cloruros, bromuros nitritos, nitratos, fosfatos,
sulfatos, así como de los cationes mayoritarios como sodio potasio, calcio,
magnesio y amonio para conocer la naturaleza precisa de un agua o
determinar la necesidad de su tratamiento. Aunque se dispone de métodos
convencionales colorimétricos o potenciométricos para determinarlos
individualmente, sólo la cromatografía iónica proporciona una técnica
instrumental única para hacer una medida secuencial y rápida.
La cromatografía iónica separa los iones de una muestra en base a su carga
eléctrica y a su tamaño iónico. Una vez separados los componentes de la
muestra son detectados mediante un detector de conductividad y registrados
en un cromatograma.
2. Material
Todo el material utilizado se lavará con HCl 10% durante 24h y se aclarará
varias veces con agua destilada. Conservar tapado con el tapón
correspondiente o con papel de aluminio.
a) Discos filtrantes de fibra de vidrio (GF/C)
b) Dispositivo de filtración a vacío o a presión
c) tubos de plástico de 12 ml aproximadadmente contapón
d) cromatógrafo iónico (Metrohm 861 Advanced Compact IC):
- Columna aniones: Metrosep A Sup 2 poliestirene-
divinylbenzene polimer.
- Columna cationes: Metrosep C 2-250 silica gel with carboxyl
groups
3. Procesamiento de la muestra
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
54
Filtrar la muestra mediante por filtros GF/F Whatman, recoger el filtrado y
alicuotar en tubos de plástico de 12 ml aproximadamente (4 tubos por
muestra), lavados con HCl 10%. Etiquetar convenientemente. Si el análisis no
se lleva a cabo inmediatamente congelar
4.- Reactivos
Eluyente para cationes: ácido tartárico 4.0 mmol/l y ácido dipicolínico 0.75
mmol/l
Pesar 600 mg de ácido tartárico en un vaso de precipitados de 50ml a
continuación tarar y pesar 125 mg de ácido dipicolínico añadir agua milli Q y
agitar hasta diluir. Una vez disuelto verter en un martaz aforado de 1000 ml y
enrasar con agua mill Q.
Eluyente para aniones: carbonato sódico 3.2 mmol/l y bicarbonato sódico
1mmol/l
Pesar 84 mg debicarbonato sódico en un vaso de precipitados de 50ml a
continuación tarar y pesar 339 mg de carbonato sódico añadir agua milli Q y
agitar hasta diluir. Una vez disuelto verter en un matraz aforado de 1000 ml y
enrasar con agua mill Q.
Solución patrón aniones.
En un matraz de 25 ml añadir 0.25 ml de patrón comercial (1000pppm) para
cromatografía iónica (fluka) de nitrito. Añadir también 2.5 ml de patrón
comercial de 1000 ppm de cloruro, nitrato y sulfato Enrasar con agua milli Q.
con ello se consigue un multipatrón con una concentración de 10 ppm de nitrito
y 100 ppm de cloruro, nitrato y sulfato. Diluir esta solución 1:10 para conseguir
patrones de 1 y 10 ppm respectivamente.
Solución patrón de cationes
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
55
En un matraz de 25 ml añadir 0.25 ml de patrón comercial (1000pppm) para
cromatografía iónica (fluka) de amonio. Añadir también 2.5 ml de patrón
comercial de 1000 ppm de sodio potasio calcio y magnesio. con ello se
consigue un multipatrón con una concentración de 10 ppm amonio y 100 ppm
de sodio potasio calcio y magnesio. Diluir esta solución 1:10 para conseguir
patrones de 1 y 10 ppm respectivamente.
5.- Procedimiento
Se vierte el eluyente de aniones en la botella correspondiente, se coloca la
columna de aniones se enciende el programa y la bomba y se deja funcionando
unos 40 minutos para estabilizar la columna comprobando que el flujo, la
presión y la lectura del detector sean correctas. Se ponen los tubos con las
muestras en el muestreador automático junto con un tubo que contiene el
patrón de comprobación de la calibración. Se programa el método y se lanza el
análisis.
Una vez acabado se quita la columna y se cambia el eluyente por el de
cationes. Se deja funcionando el sistema unos minutos para eliminar el
eluyente anterior. Una vez lavado el circuito se conecta la columna de cationes.
Se conecta de nuevo la bomba y se deja funcionando unos 40 minutos para
estabilizar la columna comprobando que el flujo, la presión y la lectura del
detector sean correcta. Se ponen nuevos tubos con las muestras en el
muestreador automático junto con un tubo que contiene el patrón de
comprobación de la calibración. Se programa el método y se lanza el análisis.
6.- Expresión de los resultados
Los resultados se registran en un cromatograma, el software del equipo
transforma las áreas de los picos en concentraciones (mg/l) de acuerdo con la
calibración realizada. Los datos expresados en concentraciones son
comprobado y exportados a un archivo Excel.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
56
ANEXO II:
PROTOCOLOS MUESTRAS DE
SUELOS
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
57
DETERMINACIÓN DE CONDUCTIVIDAD Y PH
1.- Material necesario
- Botes de tapa negra
- Balanza precisión
- Agitador laboratorio Melchor
- Electrodo pH
- Electrodo conductividad
- Dosificador
- Agua destilada
2.- Obtención de la muestra
Por cada submuestra se preparan
a. 1 bote de tapa negra con 100 mI de agua destilada
3.- pH y conductividad
- Se extrae la muestra de suelo o sedimento del core y se vierte en una
bandeja de aluminio.
- Si es suelo se homogeneíza la submuestra con los dedos. Si es
sedimento se coge un "quesito" que abarque toda la profundidad de la
submuestra, con el fin evitar errores por la heterogeneidad dentro de la
submuestra
- Se pone el bote de tapa negra con 25 ml de agua destilada encima de la
balanza de precisión y se tara.
- Se echan 10 g aproximadamente de muestra dentro del bote de tapa
negra con agua destilada, que se pesan con la balanza de precisión ya que el
bote está previamente tarado. Se anota el peso exacto de submuestra añadida.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
58
- En el caso de sobrepasamos en el peso, se calcula cuantos gramos nos
hemos pasado, se multiplica por 2.5 y se echa esta cantidad en ml de agua
destilada, con el fin de que la proporción peso/volumen sea 1/2.5.
- Se tapan los botes para y se agitan 30 minutos a baja velocidad.
- Al terminar se mide el pH y se anota
- Se vierten 25 ml más de agua o la cantidad necesaria (si el peso era
otro) hasta alcanzar una proporción final de 1/5. Se homogeniza, se
mide la Conductividad y se anota.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
59
DETERMINACIÓN DE HUMEDAD, BULK DENSITY Y MATERIA
ORGÁNICA
1.- Material necesario
- Bandejas de aluminio
- Crisoles de porcelana
- Mortero
- Balanza precisión
2.- Obtención de la muestra
Por cada submuestra se preparan
a. 1 bandeja metálica pesada y marcada con el código de la submuestra
b. 1 crisol de porcelana marcado y pesado
3.- Bulk density y humedad:
1 Se extrae la muestra de suelo o sedimento del core. Previamente
habremos anotado el dinámetro interno del core y la altura del sedimento.
2 Se marca la bandeja de aluminio con el código de la muestra, se pesa
en la balanza de precisión, y se anota en el peso (P1)
3 Se vierte la muestra en la bandeja cuidando de no verter agua, se pesa
de nuevo y se anota el peso (P2)
4 La bandeja con la muestra se mete en el desecador a 60°C y se deja el
tiempo necesario hasta peso continuo (con 24h suele ser suficiente)
5 Se saca la bandeja metálica y se deja que se enfríe en el desecador,
con el fin de evitar que tome la humedad la humedad del ambiente.
Cuando se enfría se pesa y se apunta (P3).
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
60
4.- Materia orgánica y muestra seca
1. Por cada muestra necesitaremos un crisol de porcelana lo
marcamos con lápiz, lo pesamos y anotamos el peso (P1)
2. Tomamos la muestra seca de la bandeja de aluminio se echa al
mortero y se aplasta hasta que se quede totalmente pulverizada, si hay
piedrecitas o restos vegetales se retiran con cuidado
3. Se echa 1 g. de suelo en el crisol de porcelana (SIN TARAR) y se
anota el peso conjunto de el crisol y la muestra en P2
4. Se meten los crisoles a la mufla y se programa para que estén 4,5
horas a 450°C
5. Se sacan los crisoles de la mufla con las pinzas y se deja que
enfríen en el desecador
6. Rápidamente evitando el menor contacto con la atmósfera se
pesan los crisoles y se anota el peso P3.
5.- Calculo de resultados
6.- Humedad:
)(
100)()((%)
12
1312
PP
xPPPPhumedad
P1 = peso bandeja
P2 = peso bandeja + muestra fresca
P3 = peso bandeja + muestra seca
7.- Densidad relativa:
HxD
PPlgyBulkDensit
2
13
2
)()/(
P1 = peso bandeja
P3 = peso bandeja + muestra seca
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
61
D = diámetro del core en cm
H = altura de la muestra dentro del core en cm
8.- Materia orgánica (LOI – lost on ignition)
)(
100)()((%)
12
1312
PP
xPPPPLOI
P1 = peso crisol
P2 = peso crisol + muestra seca
P3 = peso crisol + muestra
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
62
EXTRACCION PARA ANALISIS DE IONES Y NUTRIENTES
1.- Material necesario
- Botes de 50ml tapa roja
- Balanza precisión
- Bandeja metálica
- Agitador laboratorio Melchor
- Dosificador
- Agua destilada
- Cloruro Potásico 0,1 M
2.- Reactivos
KCl 0,1 M
1. Se pesan 7,4551 g de KCl, en un vaso de precipitados de 150 ml se
agita en agitador hasta que se diluya.
2. Se vierte en el matraz aforado y se enrasa hasta 1 L con agua destilada
KCl 0,1 M
Se toman 100 ml de la solución anterior y se vierten en un matraz aforado de
1000 ml se y se enrasa con agua destilada.
3.- Nutrientes
- Se vierten 40 ml de solución de KCl 0.01 M en cada bote a utilizar.
- Cada bote se pone encima de la balanza de precisión y se tara.
- Se toma una submuestra de suelo o sedimento de aproximadamente 4 g
y se vierte en el bote anterior, que se pesan con la balanza de precisión
ya que el bote está previamente tarado. Se anota el peso exacto de
submuestra añadida.
- Se tapan los botes para y se agitan 30 minutos a baja velocidad.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
63
- Al terminar los botes meten el la centrífuga 2500 rpm 5-10 minutos. Con
esto se consigue separa la fase sólida de la líquida.
- Se toma el sobrenadante y se filtra con un swinex y una jeringuilla por un
filtro de 0.45 micras de diámetro de poro. Se alicuota en 3 o 4 tubos de
ensayo de plástico marcados con el código de la muestra.
- Cada tubo se utilizará para medir cationes y aniones mediante
cromatografía iónica. Según el protocolo descrito en la sección de análisis de
aguas.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
64
PROTOCOLO DE EXTRACCIÓN DE SUELOS PARA METALES
BIODISPONIBLES:
1. Preparación de los extractantes:
MgCl2 1M ; Para preparar 500ml de solución extractante hay que pesar
101,989g de MgCl2.6H20 y enrasar con agua destilada a 500ml
Citrato de Amonio 2%; Para preparar 500ml de solución extractante hay
que pesar 10g de C6H507(NH4)2H y enrasar con agua destilada a 500ml
Ácido Cítrico 2%; Para preparar 500ml de solución extractante hay que
pesar 10g de C6H8O7
EDTA ; Es líquido por lo que hay que medir directamente los 25 ml y añadir.
2. Protocolo
Se añaden 25 ml de solución
extractante
Agitación durante 2h (agitador del
laboratorio del edifico viejo)
Centrifugación hasta
que esté limpio el
sobrenadante
Extracción del
sobrenadante con una
jeringuilla
Filtración (filtro de acetato de celulosa
de 2mm y 45 micras de poro).Se hace
pasar a través de la rampa de filtración
conectada a la bomba.
El filtrado se recoge en
tubos de tapón blanco.
Se mide el volumen del
sobrenadante y se añade nítrico
hasta el 4% del volumen (por
ejemplo para 20ml de sobrenadante
añadir 0,8ml de HNO), para fijar los
metales.
Mantener en un sitio a
temperatura ambiente,(NO
NEVERA), si la temperatura es
demasiado baja se pueden dar
fenómenos de precipitación.
ANALISIS ICP
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
65
ANEXO III:
INDICADORES
HIDROMORFOLÓGICOS
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
66
La caracterización de la calidad hidromorfológica según la DMA, incluye
la evaluación de la estructura física, así como el régimen de caudales
asociados a los ecosistemas fluviales. La hidromorfología es la base de
cualquier sistema fluvial, ya que es un elemento que estructura las
comunidades y procesos biológicos. Los indicadores para la evaluación de los
elementos de calidad hidromorfológicos de los ríos incluidos en la Instrucción
de Planificación Hidrológica (IPH) son los incluidos en la Tabla 1.
Elemento de calidad Indicador
Régimen hidrológico
Caudal ecológico
Índices de alteración hidrológica
Conexión con las aguas subterráneas
Continuidad del río
Longitud media libre de barreras
artificiales
Tipología de las barreras
Condiciones
morfológicas
Índice de vegetación de ribera (QBR)
Índice de hábitat fluvial (IHF)
Calidad
hidromorfológica
Índice de calidad ecológica de las
riberas (RQI)
Índice para la valoración
hidrogeomorfológica de sistemas
fluviales (IHG)
Tabla 1. Indicadores para la evaluación de los elementos de calidad hidromorfológicos
Según la IPH, se considerará que una masa de agua no alcanza muy
buen estado por su régimen hidrológico en los siguientes casos:
a) No se cumple el régimen de caudales ecológicos establecidos.
b) La masa de agua se califica como muy alterada hidrológicamente.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
67
c) La conexión con las aguas subterráneas es un aspecto significativo en
el régimen hidrológico de la masa de agua y los flujos de agua
correspondientes al régimen natural se ven alterados en más de un 20 %.
Una masa de agua no se podrá considerar en muy buen estado si la
longitud media libre entre barreras artificiales es menor de 2 km o si alguna de
las barreras artificiales existentes no es franqueable para los peces presentes
en el tipo de masa de agua.
Además, en la Tabla 2, se muestran los valores de cambio de clase
entre muy bueno y bueno para los indicadores correspondientes a las
condiciones morfológicas.
TIPO Denominación IHF
(MB/B)
QBR
(MB/B)
12 Ríos de montaña mediterránea
calcárea 59,94 69,7
Tabla 2. Rangos de Estado Ecológico de los índices IHF y QBR de acuerdo al Anexo III de
la IPH (Orden ARM/2656/2008)
La mayoría de los aspectos de la hidromorfología fluvial, junto con otros
relativos a la composición y estructura de la ribera o la diversidad de hábitats
son evaluados mediante los índices IHF (Índice de Hábitat Fluvial, Pardo et al.
2004) y QBR (Índice de Calidad del Bosque de Ribera, Munné et al. 2006), con
lo que su utilización se ha considerado adecuada para la estima del estado
ecológico de los tramos evaluados. Además de esto índices se han incluido los
índices de calidad ecológica de las riberas (RQI) y para la valoración
hidrogeomorfológica de sistemas fluviales (IHG).
Debemos señalar, no obstante, algunas de las limitaciones de estos
índices, destacando la variabilidad estacional del IHF, ligada al régimen
hidrológico (Pardo et al. 2004) y las restricciones de aplicación del QBR en
cuencas de regiones semiáridas y áridas (Suárez et al. 2004), así como en las
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
68
zonas de alta montaña en las que no existe vegetación arbórea por causas
naturales y sólo se encuentran pastizales (Munné et al. 2006). Estas
limitaciones fueron abordadas en la última versión del QBR (ACA 2006).
DIVERSIDAD DE HÁBITATS: EL ÍNDICE DE HÁBITAT FLUVIAL IHF
La diversidad de hábitats se evalúa mediante el Índice de Hábitat Fluvial
(IHF) (Pardo et al. 2004). La valoración de la diversidad de hábitats es esencial
para interpretar adecuadamente otros indicadores fundamentales en la
determinación del estado ecológico, como son los elementos de calidad
biológica. Así, cuando de forma natural los ríos presentan una baja diversidad
de substratos y por consiguiente también de hábitats disponibles para la flora o
la fauna acuáticas, las comunidades biológicas pueden estar empobrecidas sin
que haya ninguna causa antrópica. Por ejemplo, cuando los valores del IHF
son inferiores a 40, los índices biológicos basados en macroinvertebrados no
pueden interpretarse correctamente (Prat et al. 2004).
El IHF evalúa concretamente la presencia de 7 parámetros diferentes
que hacen referencia al hábitat fluvial:
1‐ Inclusión rápidos – sedimentación pozas
Como inclusión se entiende el grado en que las partículas del substrato
están fijadas (hundidas) en el lecho del río, mientras que por sedimentación se
entiende la deposición de material fino en zonas leníticas del río. La inclusión
debe medirse aguas arriba y en la parte central de rápidos y zonas de piedras,
donde no exista una deposición de sedimentos y la distribución de las
partículas del substrato pueda apreciarse con más claridad.
2‐ Frecuencia de rápidos
Se estima la media de aparición de rápidos en relación a la presencia de
zonas más calmas. En este apartado se pretende evaluar la heterogeneidad de
grandes hábitats en el tramo de estudio. El hecho de que se produzca de forma
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
69
frecuente la alternancia de rápidos y pozas a escala de tramo fluvial, asegura la
existencia de una mayor diversidad de hábitats para los organismos acuáticos.
3‐ Composición del substrato y medida de las partículas
Para rellenar este apartado se hace una estimación visual aproximada
de la composición media del substrato, siguiendo las categorías del RIVPACS
(River InVertebrate Prediction And Classification System) (Wright et al. 1984).
4‐ Regímenes de velocidad/profundidad
La presencia de una variedad más amplia de regímenes de velocidad y
profundidad proporciona una mayor diversidad de hábitats disponibles para los
organismos. Como norma general se considera una profundidad de 0,5 m para
distinguir entre profundo y somero y una velocidad de 0,3 m/s para separar
rápido de lento.
5‐ Porcentaje de sombra en el cauce
Estima, de forma visual, la sombra proyectada por la cubierta vegetal
adyacente, que determina la cantidad de luz que llega al canal del río y
condiciona tanto algunas de las características físicas del tramo (como la
temperatura), como el desarrollo de los productores primarios.
6‐ Elementos de heterogeneidad
Mide la presencia de hojas, ramas, troncos o raíces dentro del lecho del
río. Estos elementos proporcionan el hábitat físico que puede ser colonizado
por los organismos acuáticos y a su vez constituyen una fuente de alimento
para los mismos organismos.
7‐ Cobertura y diversidad de la vegetación acuática
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
70
Mide la cobertura de la vegetación acuática en el cauce. Una mayor
diversidad de morfologías entre los productores primarios incrementa la
disponibilidad de hábitats y de fondos de alimento para muchos organismos. En
el mismo sentido, el dominio de un grupo sobre el total de la cobertura no
debería superar el 50 %.
ÍNDICE DE CALIDAD DEL BOSQUE DE RIBERA – QBR
El índice QBR (Munne et al. 2006; ACA 2006) valora la calidad del bosque
de ribera y con ello el grado de alteración de la zona de ribera en 4 bloques
independientes:
1‐ Grado de cobertura de la ribera
Determina qué porcentaje de las riberas tiene cobertura vegetal,
contabilizando todas las especies excepto las de ciclo anual. En este mismo
bloque del índice se valora la conectividad entre las riberas y los sistemas
forestales adyacentes. De esta forma se incorpora una medida de la
continuidad lateral del ecosistema fluvial, que no se había tenido en
consideración en la valoración de la continuidad.
2‐ Estructura de la vegetación
Valora la complejidad estructural de las áreas de la ribera donde existe
cobertura de vegetación. Tiene en cuenta el porcentaje de árboles y arbustos,
la discontinuidad entre las manchas de vegetación, la existencia de sotobosque
y el efecto de las plantaciones.
3‐ Calidad de la cubierta
Se tiene en cuenta la diversidad de especies del bosque de ribera
ponderada por el tipo geomorfológico del sistema. En riberas estrechas y de
fuerte pendiente se exige menos diversidad que en riberas llanas y extensas
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
71
para un mismo nivel de calidad. Se valora la presencia de especies autóctonas
y se penaliza la existencia de alóctonas. También se tienen en cuenta aspectos
como la continuidad longitudinal de una franja de bosque a lo largo del canal
fluvial, la existencia de infraestructuras humanas en la zona de ribera o la
presencia de vertederos o acumulaciones de basuras.
4- Naturalidad del canal fluvial
El índice QBR cuenta con un cuarto bloque donde no se valoran
características de la ribera sino aspectos relativos a la naturalidad del canal
fluvial, como por ejemplo la presencia de canalizaciones, azudes u otras
infraestructuras transversales.
El protocolo utilizado fue el publicado por la Agencia Catalana del Aigua
(ACA 2006), que introdujo algunas modificaciones en el original para adaptarlo
a todo el rango de condiciones ambientales de la zona mediterránea. Para el
correcto cálculo del QBR, se tomaron muestras de la vegetación de ribera en
caso de dudas de identificación. En cada estación de muestreo se completó
una ficha de campo con los datos ambientales recogidos in situ y se realizó un
completo reportaje fotográfico.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
72
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
73
Figura 1. Hojas de campo utilizadas en la evaluación hidromorfológica (Índices IHF y QBR).
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
74
ÍNDICE DE CALIDAD ECOLÓGICA DE LAS RIBERAS (RQI)
Este índice de calidad ecológica de las riberas (Riparian Quality Index)
está diseñado siguiendo los principios de la Directiva Marco del Agua, La
aplicación de este índice RQI permite conocer el estado de conservación de las
riberas y localizar los tramos mejor conservados, y relacionar el estado de cada
tramo con las presiones e impactos existentes, a escala de cuenca vertiente,
tramo de río o hábitat fluvial. La utilización del índice también facilita el
diagnóstico de los principales problemas de las riberas, mediante el
reconocimiento explícito de los distintos efectos producidos en su estructura o
funcionamiento.
El índice RQI representa una metodología sencilla y rápida para el
reconocimiento visual con base hidromorfológica del estado ecológico de las
riberas. Su valoración se lleva a cabo en relación a unas determinadas
condiciones de referencia. Los principios teóricos en que se basa este índice y
la valoración propuesta son los siguientes:
1. El estado ecológico de las riberas puede evaluarse a través de siete
atributos fácilmente observables y cuantificables que caracterizan la estructura
y el funcionamiento dinámico de las riberas (González del Tánago y García de
Jalón, 2006). Se analizan la composición y la estructura de la vegetación riparia
existente, y se valoran en relación a las condiciones de referencia o de la
vegetación potencial que corresponde al tramo.
2. Cada tramo de río presenta condiciones riparias de referencia
distintas, en función de la morfología del valle y del cauce, su régimen de
caudales y su localización biogeográfica.
3. El estado óptimo de una ribera debe corresponder a:
- las mayores dimensiones espaciales de la llanura de inundación, según
el tipo de valle y de cauce.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
75
- la vegetación riparia en contacto con la vegetación climatófila de
ladera, con una composición y estructura en equilibrio dinámico con las
condiciones hidromorfológicas, de acuerdo con la región biogeográfica a la que
corresponde.
- la máxima conectividad transversal y vertical del cauce principal con los
restantes elementos del hidrosistema fluvial.
4. La degradación de las riberas se refleja en:
- disminución de las dimensiones del espacio ripario.
- falta de heterogeneidad física.
- reducción de la dinámica hidromorfológica.
- cambios en la composición y estructura de la vegetación primitiva.
- pérdida de la conectividad transversal o vertical del cauce con la llanura
de inundación o el medio hiporreico, respectivamente.
La suma de todos estos parámetros dará el valor final del índice RQI,
cuyos estados ecológicos resultantes se resumen en la tabla 3.
Valor
del
RQI
Estado
de
la
ribera
Condición ecológica Estrategias de gestión
120-
100
Muy
bueno
Los atributos de las riberas
no presentan amenazas en su
funcionamiento,
encontrándose en un estado de
elevada
Gran interés de
conservación para mantener el
estado
actual y prevenir la
alteración de las funciones
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
76
naturalidad (máximo 3
atributos con una puntuación
inferior al óptimo,
correspondiente al estado
“bueno”)
riparias
99-
80 Bueno
Al menos dos o tres atributos
de las riberas están
amenazados en su
funcionamiento (máximo 3
atributos con
una puntuación inferior,
correspondiente al estado
“regular”
Interés de protección para
prevenir la alteración y mejorar
la integridad de las
funciones riparias
79-
60 Regula
Al menos dos o tres atributos
de las riberas están
degradados en su
funcionamiento y el resto tiene
amenazas de degradación
(máximo 3 atributos con una
puntuación inferior,
correspondiente al estado
“malo”).
Necesidad de restauración
para asegurar la funcionalidad
hidrológica y ecológica de
las riberas
59-
40 Pobre
Más de tres atributos de las
riberas están seriamente
alterados en su
funcionamiento y el resto
también se
encuentra degradado
Necesidad de rehabilitación
y restauración para recuperar
la funcionalidad hidrológica
y ecológica de las riberas
39-
10
Muy
pobre
Más de tres atributos de las
riberas están muy degradados
en su funcionamiento y el
resto está también degradado
Necesidad de rehabilitación
y restauración para
reintroducir la funcionalidad
hidrológica y ecológica de las
riberas o mejorar su
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
77
situación actual respecto a su
estado
de máximo potencial.
Tabla 3. Rangos de Estado Ecológico del índice RQI
ÍNDICE PARA LA VALORACIÓN HIDROGEOMORFOLÓGICA DE
SISTEMAS FLUVIALES (IHG)
La aplicación de este índice tiene la finalidad de ser una herramienta
más de valoración del estado ecológico del río, siguiendo la metodología
utilizada por la Confederación Hidrográfica del Ebro en otros cursos fluviales.
Los objetivos prioritarios del índice IHG de valoración hidrogeomorfológica de
sistemas fluviales son, de acuerdo con sus autores (Ollero et al., 1997, 1998),
solucionar o reducir los problemas ambientales de los sistemas fluviales para
mejorar y conservar su funcionalidad y naturalidad, así como reivindicar sus
valores hidrogeomorfológicos, aspecto éste que no suele ser tenido en cuenta
en otros índices.
El índice IHG evalúa tres agrupaciones –calidad funcional del sistema
fluvial, calidad del cauce y calidad de las riberas– de tres parámetros cada una
de ellas. En cada uno de los nueve parámetros o variables evaluadas se asigna
el valor 10, si la situación es natural, sin impactos. Pero si se observan
determinados tipos de impactos o presiones, se va restando puntos a ese valor
10.
1. Calidad funcional del sistema.
La calidad funcional del sistema fluvial se obtiene a partir de la suma de
las valoraciones de tres parámetros: la naturalidad del régimen de caudal, la
disponibilidad y movilidad de sedimentos y la funcionalidad de la llanura de
inundación.
-Naturalidad del régimen de caudal.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
78
Se evalúa si el río lleva la cantidad de agua que debería llevar, tiene
cambios estacionales de caudal y crecidas. Es parte de 10 puntos en situación
natural.
-Disponibilidad y movilidad de sedimentos.
Se evalúan tanto los déficits sedimentarios derivados de la presencia de
presas aguas arriba como otros posibles síntomas locales de dificultades de
movilización. También se da importancia a la llegada lateral de aportes sólidos
a través de los procesos de vertiente o de procesos fluviales en afluentes que
desembocan en el sector. Se parte de 10 puntos en situación natural. Para
evaluar este parámetro es necesario localizar las presas, así como caracterizar
y evaluar el grado de naturalidad de los pequeños afluentes que llegan al
sector.
-Funcionalidad de la llanura de inundación.
Una llanura de inundación natural ejerce las funciones de disipación de
energía de las aguas desbordadas y la laminación de los caudales-punta de
avenida por almacenamiento temporal de caudal, así como su papel de recinto
de decantación de los materiales finos transportados. Pero la ocupación
humana de la llanura de inundación puede alterar esa funcionalidad. Toda
reducción de la funcionalidad natural puede también incrementar la
peligrosidad del sistema fluvial aguas abajo o en la margen opuesta. Se parte
de 10 puntos en situación natural. Si no se cumple esa situación ideal el
evaluador aplicará penalizaciones en función de la extensión e intensidad de la
alteración. Es preciso inventariar todos los elementos antrópicos de la llanura
de inundación. A continuación se medirán las longitudes y superficies afectadas
para poder aplicar la valoración
2. Calidad del cauce, a través de:
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
79
La calidad del cauce se obtiene a partir de la suma de las valoraciones de
tres parámetros: la naturalidad del trazado y de la morfología en planta, la
continuidad y naturalidad del lecho y de los procesos longitudinales y verticales
y la naturalidad de las márgenes y de la movilidad lateral.
-Naturalidad del trazado y de la morfología en planta.
La pérdida de naturalidad en el trazado de un cauce pone en peligro la
dinámica fluvial y el buen estado ecológico. Se parte de 10 puntos en situación
natural. Hay que observar si el trazado del cauce es el que corresponde con la
pendiente, caudal y litología de la cuenca y del valle o bien ha sido obligado a
adaptarse a cambios humanos en la cuenca.
-Continuidad y naturalidad del lecho y de los procesos
longitudinales y verticales.
Tanto las infraestructuras que actúan como barrera al flujo del agua,
como diferentes actuaciones humanas en los cauces (dragados, extracciones
de áridos, solados, limpiezas de vegetación.) alteran la naturalidad del lecho y
los procesos hidrogeomorfológicos longitudinales (sucesión de resaltes y
remansos) y verticales (agradación o degradación), pudiendo modificar la
granulometría y morfometría de los materiales depositados. Se parte de 10
puntos en situación natural. Se localizarán e inventariarán todas las
infraestructuras, evaluándose sus efectos de embalse. También se localizarán
zonas del cauce afectadas por dragados, extracciones, solados o limpiezas. Se
observará si la sucesión de rápidos y remansos es acorde con la pendiente y
geomorfología del lecho, si hay vegetación helófita, macrófitos, algas u otros
organismos que indiquen que el fondo del lecho ha sido alterado. Se buscarán
síntomas de incisión en puentes, raíces de las orillas, socavación de escarpes,
etc.
-Naturalidad de las márgenes de la movilidad lateral.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
80
Las defensas de margen impiden la movilidad lateral del cauce o alteran
los procesos de erosión y sedimentación. Se parte de 10 puntos en situación
natural. Es preciso inventariar todos los elementos antrópicos colocados sobre
las márgenes del cauce. A continuación se medirán las longitudes afectadas.
Igualmente se analizará con detalle en campo la morfología de las márgenes y
de sus depósitos sedimentarios en busca de síntomas de alteración de la
dinámica lateral.
3. Calidad de las riberas.
El corredor ribereño es el espacio en el que se ha movido el cauce
menor en las últimas décadas. Así pues, el corredor es la banda central de la
llanura de inundación, la franja que integra el cauce, su cortejo de bosques
ribereños y los paleocauces más recientes. Otros caracteres básicos son un
nivel freático alto y su topografía llana pero irregular, labrada por las aguas de
desbordamiento. El papel hidrogeomorfológico principal de la vegetación de
ribera es el de filtro de los procesos fluviales, disminuyendo la velocidad de la
corriente, favoreciendo la sedimentación diferencial y reforzando y
estabilizando las orillas. En este índice se valora esta función
hidrogeomorfológica del corredor ribereño, siendo caracteres clave para definir
la misma los siguientes: continuidad, anchura, estructura, naturalidad y
conectividad.
-Continuidad longitudinal de las riberas.
La continuidad del corredor ribereño a lo largo del fondo de valle fluvial
es una característica clave de su naturalidad y funcionalidad
hidrogeomorfológica, ecológica y paisajística. Se parte de 10 puntos en
situación natural. Es preciso inventariar todos los elementos antrópicos que
rompen la continuidad del corredor ribereño en cada una de las márgenes,
diferenciando entre usos del suelo permanentes o recuperables. A continuación
se medirán las rupturas siguiendo las márgenes del río, evaluando su
importancia relativa respecto a la longitud del corredor en el sector.
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
81
-Anchura, estructura y naturalidad.
Son tres parámetros fundamentales para evaluar la calidad de un
corredor ribereño. Se parte de 10 puntos en situación natural. Se marcará la
anchura máxima alcanzada por el corredor ribereño en el sector. A
continuación se evaluará la situación actual, comparándose con la potencial o
histórica reciente. En ese mismo proceso puede determinarse la naturalidad de
la vegetación actual o la presencia de especies alóctonas, invasoras o
repobladas.
-Interconectividad transversal
Las defensas longitudinales no sólo alteran la funcionalidad del sistema
y la naturalidad de las márgenes, sino que también interrumpen las relaciones
transversales dentro de la ribera. Como en el caso del parámetro anterior, si la
continuidad longitudinal ha resultado muy baja, es decir, hay muy poca ribera
natural superviviente, debe penalizarse la puntuación para no sobrevalorar un
corredor muy restringido. Se parte de 10 puntos en situación natural. Es preciso
inventariar todos los elementos antrópicos que rompen la conectividad
transversal del corredor ribereño en cada una de las márgenes del curso fluvial,
diferenciando entre infraestructuras duras o blandas. A continuación se
medirán las longitudes de impacto, evaluando su importancia relativa respecto
a la longitud del corredor en el sector. Hay también que observar si han
penetrado ciertas especies vegetales (ruderales, climácicas) en bandas
internas provocando desconexión dentro de la ribera.
En la tabla 4 se resumen los diferentes rangos del IHG, sumando cada
una de las puntuaciones de los parámetros anteriormente descritos.
PUNTOS CALIDAD
HIDROMORFOLÓGICA
75 a 90 Muy buena
60 a 74 Buena
Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).
82
42 a 59 Aceptable
21 a 41 Mala
0 a 20 Muy mala
Tabla 4. Rangos de Estado Ecológico del índice RQI
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