Post on 03-Oct-2018
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TESIS
PRESENTADA AL HONORABLE CONSEJO DIRECTIVO COMO REQUISITO
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE MÉDICO VETERINARIO Y
ZOOTECNISTA
TEMA
ESTUDIO DE LA POTENCIA NEUTRALIZANTE EN LOTES DE SUEROS
ANTIOFÍDICOS DE MAS DE UN AÑO DE ALMACENAMIENTO
AUTOR
JOSÉ LEONARDO LEÓN QUISPE
DIRECTOR
DR. SANTIAGO RANGEL BAJAÑA. Msc.
GUAYAQUIL-ECUADOR
2013
ii
TEMA
ESTUDIO DE LA POTENCIA NEUTRALIZANTE EN LOTES DE SUERO
ANTIOFÍDICO DE MAS DE UNA AÑO DE ALMACENAMIENTO
AUTOR
JOSÉ LEONARDO LEÓN QUISPE
TESIS
PRESENTADA AL H. CONSEJO DIRECTIVO COMO REQUISITO PARCIAL A
LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
LOS MIEMBROS DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN DESIGNADO POR EL
H. CONSEJO DIRECTIVO DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA
Y ZOOTECNIA, DAN POR APROBADA LA PRESENTE INVESTIGACIÓN
CON LA CALIFICACIÓN DE ( ) EQUIVALENTE A ( )
_____________________________
Dr. Santiago Rangel Bajaña Msc.
Director de Tesis
_______________________ ___________________
Blgo. Antonio Freire Lascano Dr. Mauro Loor Macías
Examinador Principal Examinador Principal
iii
Los datos escritos en esta investigación son de
Conocimiento y responsabilidad del autor.
JOSÉ LEONARDO LEÓN
DEDICATORIA
Al culminar esta etapa tan importante en mi vida,
dedico este trabajo y agradezco a Dios porque me ha
permitido estar rodeado de personas que siempre creyeron y
confiaron en mí.
A mis padres Luis León y Marina Quispe; que con su
esfuerzo siempre me impulsaron a concluir mi carrera.
A mi esposa Sandra Barrientos; que siempre ha estado
conmigo en los buenos y malos momentos.
A las dos personas más importantes que han llegado
han mi vida como son; mis dos hijos Lucas y Samuel que a
pesar de su cortad edad me dan fuerza para seguir adelante.
ii
AGRADECIMIENTO
Le doy las gracias a Dios porque de Él viene la
sabiduría y la inteligencia.
También agradezco al Instituto Nacional de Higiene
Leopoldo Izquieta Pérez, institución que me abrió las puertas
para desarrollar mi trabajo de tesis.
A los doctores Héctor Cabrera y Raúl Martínez que
siempre colaboraron con lo necesario para el desarrollo de mi
investigación.
Al Dr. Santiago Rangel Bajaña Msc. que con su
conocimiento y experiencia fue parte fundamental de este
trabajo investigativo.
A los docentes de la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia de la Universidad de Guayaquil, por impartir con
calidez calidad y paciencia sus conocimientos.
A cada una de las personas que de una forma u otra
colaboraron para la culminación de la presente investigación.
A todos mis compañeros y amigos, muchas gracias.
ÍNDICE GENERAL
CAPÍTULOS Pág.
I. INTRODUCCIÓN………………………………………..…………..
1
II. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………..……..
4
III. MATERIALES Y MÉTODOS…………….……………………...
IV. RESULTADOS……………..……………………………………....
V. DISCUSIÓN…………………………………………………………
VI. CONCLUSIONES………………………………………………….
VII. RECOMENDACIONES………………………………………….
VIII. RESUMEN……………………………………………………….
IX. SUMMARY…………………………………………………………
X. BIBLIÓGRAFAA……………………………………………………
XI. ANEXOS……………………………………………………………
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ii
CONTENIDO
Portada…………………………………………………………………….. I
Aceptación del Tribunal de Sustentación……………………………….. Ii
DEDICATORIA…………………………………………………………... Iv
AGRADECIMIENTO……………………………………………………. V
I. INTRODUCCIÓN………………………………………..….………… 1
1.1. OBJETIVOS……………………………..………………………..
1.2. HIPÓTESIS DE LA INVESTIGACIÓN…………………………
1.3. VARIABLES………………………………………………………
3
3
3
II. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………..……….
4
2.1. SUEROS ANTIOFÍDICOS..……………………………………
2.1.1. GENERALIDADES…………………………………….
2.2. PRODUCCIÓN DE SUERO ANTIOFÍDICO…………..….…
2.2.1. Obtención del Veneno …....……………………………
2.2.2. Obtención del plasma hiperinmune…………………..
2.2.3. Purificación de los anticuerpos……………………….
2.3. APLICACIÓN DEL SUERO ANTIOFÍDICO……….....…….
2.3.1. Tiempo de aplicación…………...……….…………….
2.3.2. Reacciones………………………..…………………….
2.3.3. Caducidad………………………………………..……..
2.4. PODER NEUTRALIZANTE DEL SUERO ANTIOFÍDICO.
2.4.1. Neutralización de los efectos sistémicos……………..
2.4.2. Neutralización de los efectos locales (Hemorragia,
edema y mionecrosis)………………………………………...
2.4.3. Neutralización de las actividades enzimáticas de los
venenos………………………………………………………….
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2.5. UNIFORMIDAD Y ESTABILIDAD DEL SUERO
ANTIOFÍDICO……………………………………………….
III. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………...
3.1. LOCALIZACIÓN DEL ENSAYO………………………..
3.1.1. Coordenadas…………………………………………
3.2. CONDICIONES METEOROLÓGICAS…………………..
3.3. MATERIALES…………...…………………………….……
3.3.1. Materiales biológicos………………………………...
3.3.2. Materiales de laboratorio…...……………………….
3.3.3. Equipo general y complementario………………….
3.3.4. Materiales de oficina………………………...……….
3.4. MÉTODOS…..….................................................................
3.4.1. Recolección del suero antiofídico………..…………
3.4.2. Pesaje de los ratones………………………………..
3.4.3. Incubación e inoculación de suero y veneno………
3.4.4. Potencia neutralizante…….………………………...
3.4.5. Recolección de datos………………………………...
3.4.6. Análisis estadístico…………………………………..
IV. RESULTADOS……………..……………………………………........
4.1. POTENCIA NEUTRALIZANTE…………………………..
4.1.1. Potencia neutralizante de sueros antiofídicos del
Género Bothrops por especie……………………...
4.1.2. Potencia neutralizante de sueros antiofídicos del
género Bothrops por año de almacenamiento……
4.1.3. Desviación estándar de la potencia neutralizante de
sueros antiofídicos del Género Bothrops…………
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iv
4.1.4. Desviación estándar de la potencia neutralizante de
sueros antiofídicos del género bothrops de
acuerdo a los años de almacenamiento…………..
V. DISCUSIÓN……………………………………………………………
VI. CONCLUSIONES…………………………………………………….
VII. RECOMENDACIONES…………………………………………….
VIII. RESUMEN…………………………………………………………..
IX. SUMMARY……………………………………………………………
X. BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………….
XI. ANEXOS
33
34
35
1
I. INTRODUCCIÓN
En muchas partes del mundo, el ofidismo es un problema sanitario al que se le presta
especial atención, a causa de las características clínicas críticas que se presentan con las
mordeduras de serpientes venenosas. En este sentido, la eficacia de los sueros antiofídicos
enfrenta problemas que se traducen en una pérdida de su capacidad neutralizante al momento
de su aplicación, debido a un mal manejo en su almacenamiento, a un incorrecto seguimiento
de las recomendaciones del fabricante y la fecha de expiración propuesta por el fabricante.
Algunos factores explicativos tienen que ver con las altas temperaturas y a la carencia de
sistemas de refrigeración adecuados. Al respecto, se encuentra bastante documentado que las
temperaturas elevadas favorecen la desnaturalización o precipitación irreversible de las
inmunoglobulinas, tal como ocurre con las proteínas en general, las cuales al perder su
conformación tridimensional, pierden su funcionalidad. Pero cuando éstos elementos han
sido manipulados eficientemente, existe la posibilidad de que aún estando caducado, el poder
neutralizante aún siga activo en el suero antiofídico, y ante la posibilidad de escasez y la
presentación de emergencias se debe conocer si es posible la suministración de los mismos y
en qué medida necesaria para coadyuvar al efecto neutralizante del envenenamiento en la
vida del afectado.
Es muy importante comprender que los sueros antiofídicos producidos en otros países
como México o Colombia, tienen una efectividad mucho menor ante las mordeduras de
víboras en Ecuador ya que por lo general no se trata de las mismas especies, o porque las
proteínas que componen sus venenos no son las mismas en los venenos locales. Un suero
antiofídico suele tener un tiempo de validez de un año (esto por garantía de la casa
fabricante), aun que en realidad son activos hasta los 4 años. (Liofilizados)
No existen en realidad ó son nulos los estudios concernientes a esta temática planteada
sobre la potencia neutralizante de los sueros antiofídicos con un año de almacenamiento, por
eso es difícil considerar estudios anteriores comparativos relacionados al tema de la presente
tesis.
El presente estudio se presenta con el fin de establecer, sustentar, verificar o confirmar la
condición de los lotes de suero antiofídico con más de un año de almacenamiento como
antiveneno POLIVALENTE, es decir, que posee una adecuada capacidad de neutralización
2
contra todos y cada uno de los venenos de las diferentes especies de serpientes en el
Ecuador.
En lo fundamental, se pretende que los resultados que se obtengan con este trabajo
constituyan una experiencia valiosa en el sentido de posibilitar la incorporación de un paso
adicional que refuerce la seguridad vial del producto final, el cual consiste en una
conservación efectiva para que al término del tiempo de caducidad se conserven aún las
propiedades autónomas del producto.. En última instancia, se procura realizar el estudio de la
efectividad del suero antiofídico almacenado, manteniendo la potencia neutralizante del
suero, generando la menor cantidad posible de reacciones adversas en las personas a las que
se apliquen el mismo.1
LÓPEZ, N.et al. 2008.
Características de los pacientes con accidente ofídico y complicaciones infecciosas atendidos en el Hospital Pablo Tobón
Uribe entre los años 2000 y 2006.
3
1.1. OBJETIVOS
1.1.1. GENERAL:
Establecer un estudio de la potencia neutralizante en lotes de suero antiofídicos de más
de un año de almacenamiento.
1.1.2. ESPECÍFICOS:
Verificar la eficacia de la potencia neutralizante en lotes de sueros antiofídicos
almacenados.
1.2. HIPÓTESIS DE LA INVESTIGACIÓN
H.I . Los sueros antiofídicos de más de 1 año de almacenamiento mantiene la
potencia neutralizante aceptable para uso humano.
H.o .Los sueros antiofídicos producidos en el Instituto Nacional de Higiene
Leopoldo Izquieta Pérez no mantiene la potencia neutralizante aceptable para uso
humano.
1.3. VARIABLES
Variable independiente:
Sueros antiofídicos almacenados
Variable Dependiente:
Estudio de la potencia neutralizante.
4
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. SUEROS ANTIOFÍDICOS
2.1.1. GENERALIDADES
Los antivenenos son preparaciones de inmunoglobulinas purificadas a partir
del plasma de animales, generalmente ovinos o equinos, que han sido inmunizados
con veneno de serpiente. Debido a que la naturaleza y composición de los venenos
varía de una especie a otra, los sueros antiofídicos son específicos solo para venenos
antigénicamente relacionados con los venenos empleados en la inmunización. En
cualquier caso, los envenenamientos ofídicos deben ser tratados con antivenenos
específicos, cuya eficacia haya sido validada en la neutralización de efectos
particulares como hemorragia, edema y coagulopatías, tanto en estudios preclínicos
como en estudios clínicos.2
2.2. PRODUCCIÓN DE SUERO ANTIOFÍDICO
2.2.1. OBTENCIÓN DEL VENENO:
Primero se obtiene el veneno de las serpientes. Para conservar la estructura y
la actividad de los diferentes componentes del veneno, este es estabilizado mediante
un proceso llamado liofilización, en el cual el agua es sublimada y el veneno es
recuperado como un polvo seco que puede ser almacenado durante años sin
descomponerse y que al ser disuelto en agua recupera las propiedades que tenía el día
de su extracción.
EL Instituto Nacional de Higiene y Medicina Tropical “Leopoldo Izquieta
Pérez elabora en sus instalaciones una solución salina de inmunoglobulina heteróloga
purificada de origen equino que contiene fenol 0.25% y thimerosal al 0.005% como
preservativos. Cada frasco de 10 ml de Suero Antibotrópico neutraliza no menos de
25 mg de veneno de: Bothrops asper (equis, equis rabo de hueso), Bothrops atrox
(pitala, macanche), Bothrops xanthogramma (equis pachona).
2ACOSTA P., Edit (2004).
MINISTERIO DE SALUD PÚBLICA - ECUADOR. 2008.
Manual de Normas y Procedimientos sobre Prevención y Tratamiento de Accidentes Ocasionados por Mordedura de
Serpientes..
5
En la práctica diaria del Hospital José María Velasco Ibarra hay
disponibilidad del suero antiofídico polivalente liofilizado PROBIOL, de elaboración
colombiana, cada ampolla reconstituida contiene inmunoglobulinas equinas que
neutralizan como mínimo 25 mg de veneno de Bothrops atrox, 25 mg de veneno de
Bothrops asper, 10 mg de veneno de Crotalus durissus y 20 mg de veneno de
Lachesis muta.3
2.2.2. OBTENCIÓN DEL PLASMA HIPERINMUNE:
Una vez que el veneno es liofilizado se emplea para preparar una serie de
inyecciones con dosis progresivas que son administradas a caballos por vía
subcutánea. El sistema inmunológico de los caballos reconoce a las proteínas del
veneno como extrañas y responde de una forma que se caracteriza por la producción
de gran cantidad de anticuerpos dirigidos contra los elementos del veneno.
Posteriormente los caballos son sometidos a un proceso en el cual se les
extrae sangre en una cantidad que no compromete su salud. Luego de que la sangre
es colectada asépticamente en bolsas estériles que contienen un anticoagulante, se
deja reposar en refrigeración hasta que las células sanguíneas sedimentan y es
posible separar de ellas el plasma donde se encuentran los anticuerpos que
constituyen el principio activo de los antivenenos.
Para evitar que este proceso de sangría produzca cuadros de anemia en los
animales empleados, cada paquete de glóbulos rojos es resuspendido en solución
salina y retransfundido al caballo respectivo.
Finalmente los caballos son enviados al campo, donde descansan y se recuperan
antes de ser empleados nuevamente. 4
3AGUADO, J; AGUILAR, J, Y AGUIRRE,
C. 2000. Medicina Interna de Farreras/ Rozman. 14ta.ed. Barcelona: Dworki.
ÁNGEL R. 1989.. ActMed Col 14:349,
4BOLAÑOS, R., ROJAS, O., ULLOA, C.E. 1982.
6
2.2.3. PURIFICACIÓN DE LOS ANTICUERPOS:
Los anticuerpos son purificados adicionando ácido caprílico al plasma, la
mayoría de las proteínas presentes en el plasma que no tienen actividad neutralizante
sobre la toxicidad del veneno, como son la albúmina y el fibrinógeno, son
precipitadas y posteriormente removidas por una serie de filtraciones. El producto
resultante es una solución estéril de anticuerpos equinos que es formulada a pH
fisiológico con preservantes y otros excipientes.5
2.3 APLICACIÓN DEL SUERO ANTIOFÍDICO
Se cateteriza una vena periférica, distinta a la utilizada en la fase de
reanimación.
No se debe realizar prueba en conjuntiva ocular o inyección intradérmica.
Todo paciente debe considerarse como potencialmente alérgico o sensibilizado y
debemos tener a mano el equipo de reanimación. La prueba no tiene valor predictivo.
El número de ampollas calculado se disuelve en 250cc de solución salina
normal para adultos y en 100 cc para niños.
Se inicia el goteo de la mezcla a una velocidad de 10 gotas por minuto
durante 10 a 15 minutos. Si no hay reacción alguna, el resto de la dilución se pasa en
30 a 60 minutos. Importante “purgar” el equipo de venoclisis, para que el paciente
reciba desde el comienzo el suero.
Las manifestaciones de sensibilidad al suero pueden presentarse entre unos
pocos minutos y 24 horas. El paciente puede presentar signos de inestabilidad
hemodinámica, escalofríos, urticaria, angioedema y aun anafilaxia franca. Ante
cualquiera de estas situaciones se debe suspender el goteo e iniciar una dosis de
adrenalina entre 0.3 y 0.5 mg. por vía intravenosa, hidrocortisona 3 a 6 mg. IVcada
Costa Rica. Rev. Biol. Trop.; 30: 53-58.
5 h BOLAÑOS, R., CERDAS, L.
Rica. Bol. Of. Sanit. Panam. 1980; 88: 189-196
7
seis horas por un día y aplicar un antihistamínico. Aunque en el manejo de la
reacción alérgica por otras causas, se recomienda la administración de adrenalina IM,
el cuadro hemorrágico del accidente ofídico lo contraindica.
Quince minutos después de la aplicación de la adrenalina,se reinicia el goteo
del suero. Si la reacción alérgica vuelve a presentarse, se inicia un goteo de
adrenalina diluyendo una ampolla (un miligramo) en 250 cc de suero fisiológico y
pasar la mezcla a 5-10 gotas por minuto. Cuando los signos de la reacción
desaparezcan, pasar el suero antiofídico restante en dos horas.6
2.3.1. TIEMPO DE APLICACIÓN
El tiempo transcurrido desde el accidente es de suma importancia, ya que
como en todos los envenenamientos, la aplicación oportuna de los antídotos es
mucho más eficaz y evita que se presenten complicaciones; así por ejemplo, un
accidente severo tratado adecuadamente en los primeros minutos, tendrá una
evolución favorable y sin mayores complicaciones, pero un accidente leve o
moderado, atendido muchas horas después de ocurrido, necesariamente presentará
complicaciones propias de los daños causados por la acción del veneno.
La cantidad de suero antiofídico que debe aplicarse, depende de la cantidad
del veneno inoculado en la mordedura. No se recomienda la práctica rutinaria de
pruebas de sensibilidad previa a la aplicación del suero antiofídico, porque no
predicen la posibilidad de reacciones de hipersensibilidad y si pueden por el
contrario, retardar el inicio de la terapia específica, que en los casos de
envenenamiento grave es de suma urgencia. En el momento de aplicar el suero, hay
que tomar las medidas pertinentes y estar preparado para tratar una reacción de
anafilaxia, así no haya el antecedente de hipersensibilidad a sueros heterólogos. De
existir el antecedente de hipersensibilidad al suero, se debe analizar el factor riesgo-
beneficio de la aplicación del suero antiofídico según la gravedad del accidente.
6CHARRY, R. 2006.
. Centro de Investigación y Asesoría Ofidiológica. Manizales – Colombia.
8
El suero antiofídico se aplica por vía intravenosa disuelto en 100 ml Solución
Salina o Dextrosa en agua al 5%, iniciando a 15 ml/hora en los primeros 10 minutos,
y si no se presentan reacciones de hipersensibilidad, se aumenta el goteo para pasar
la totalidad del suero en un lapso no mayor de 20 minutos.
En cuanto a la dosis no existe un esquema terapéutico estandarizado. La
cantidad de antiveneno a utilizar dependerá de la capacidad de neutralización del
suero antiofídico y de la cantidad de veneno inoculado por la serpiente causante del
accidente. Las serpientes del género Bothrops del Ecuador inoculan en promedio
100 a 150 mg. de veneno, por lo tanto la cantidad de antiveneno administrada en las
primeras 24 horas debe ser la necesaria para neutralizar esa cantidad de veneno.
En caso de serpientes del género Lachesis que inoculan grandes cantidades
de veneno, las dosis de suero antiofídico administradas deben ser mayores. Es
importante que se revise la literatura proporcionada por el fabricante del antiveneno
respecto a la capacidad de neutralización y al tipo de especies para las que es
efectivo. En casos de pacientes pediátricos, la dosis de antiveneno debe ser igual a la
de un adulto, en razón de que ellos reciben mayor cantidad de veneno de acuerdo a
su peso corporal.7
2.3.2. REACCIONES
Todos los antivenenos producen reacciones adversas. Estas reacciones fueron
clasificadas por la Organización Mundial de la Salud como reacciones tardías y
reacciones tempranas, las cuales a su vez pueden ser de dos tipos: reacciones
tempranas anafilácticas y reacciones tempranas anafilactoides.
Reacciones tardías (hipersensibilidad tipo III): Las reacciones tardías
corresponden al cuadro clínico conocido como “enfermedad del suero”, una
hipersensibilidad tipo III que ocurre de 7 a 15 días después de la administración del
antiveneno. En estas reacciones, el organismo del paciente reconoce a las proteínas
7CHARRY RESTREPO, H. 2009.
http://www.scribd.com/doc/9419769/Ofidismo-Epidemiologia-del-Accidente-Ofidico-en-Colombia-Hector-Charry-
Restrepo 2009- 07
9
heterólogas como extrañas y produce una respuesta de anticuerpos en su contra. En
la fase inicial de esta respuesta hay un exceso de antígeno, por lo que se forman
complejos inmunes pequeños y solubles, que difunden y se depositan en lugares
como las membranas sinoviales y las membranas basales de glomérulo y de
endotelio.8
Reacciones anafilácticas (hipersensibilidad tipo I): Las reacciones
anafilácticas o de hipersensibilidad tipo I ocurren en pacientes que han sido tratados
con antivenenos en ocasiones previas y que, como parte de su respuesta
inmunológica contra las proteínas del antiveneno, producen anticuerpos de la clase
IgE. Estos anticuerpos se unen a receptores presentes en mastocitos y basófilos, de
modo que en una posterior exposición al antiveneno, las células sensibilizadas se
desgranulan y liberan diversos mediadores vasoactivos entre los que destaca la
histamina, favoreciendo la vasodilatación y el aumento de la permeabilidad vascular.
El resultado final puede ser urticaria, hipotensión, choque, espasmos en músculo liso,
broncoconstricción, obstrucción respiratoria, colapso respiratorio y muerte.
Reacciones anafilactoides: Son las que se observan con más frecuencia
durante la administración de antivenenos. Para que estas ocurran, a diferencia de las
reacciones anafilácticas, no se requiere exposición previa al producto. Aunque las
causas por las cuales ocurren este tipo de reacciones no son del todo comprendidas,
su inducción se ha relacionado con la actividad anticomplementaria de los
antivenenos y la presencia de anticuerpos en el antiveneno contra antígenos celulares
del paciente y anticuerpos del paciente contra las proteínas constituyentes del
antiveneno.
2.3.3. CADUCIDAD
La fecha de expiración está indicada en la etiqueta del frasco, pasado ese
tiempo y de haberse mantenido la cadena de frío, el suero puede utilizarse hasta por
un año después, debiendo en estos casos utilizarse el doble de la dosis recomendada.
8ELIZONDO J. 1987.
.Trabajo de Graduación. Facultad de Microbiología.
Universidad de Microbiología. Universidad de Costa Rica
10
En caso de que el contenido del frasco se torne opaco o exista precipitación de
proteínas es conveniente no utilizar el suero antiofídico, porque existe un alto riesgo
de producir reacciones adversas alérgicas en el paciente. Si se rompe la cadena de
frío por más de 24 horas, el suero pierde su efectividad.9
2.4. PODER NEUTRALIZANTE DEL SUERO ANTIOFÍDICO
Los anticuerpos presentes en el suero antiofídico tiene una acción
neutralizante sobre los componentes del veneno, por esto el cálculo de la dosis a
administrar debe ser de acuerdo a la capacidad neutralizante que se encuentra escrita
en el inserto o indicaciones para su uso, en cada uno de ellos. Como la cantidad de
veneno inoculado es similar en el niño o el adulto, la neutralización del mismo se
hace sin consideración de dosis por edad o peso. A niños y adultos se aplica una
dosis igual, calculada de acuerdo a la calificación de gravedad del accidente.
En el accidente leve se deben neutralizar al menos 100 mg. de veneno.
En el accidente moderado se deben neutralizar al menos 200 mg.
En el grave se deben neutralizar no menos de 300 mg.
Los sueros monovalentes contienen anticuerpos contra el veneno bothrópico.
Se recuerda que este accidente representa el 95% de los casos. Los sueros
polivalentes pueden ser para accidente bothrópico y crotálico o contener además
anticuerpos contra el veneno lachésico.
La capacidad neutralizante, como ya se expresó, es la que determina el
número de ampollas a utilizar. Es responsabilidad del MSP del Ecuador, conocer
con anterioridad el tipo y capacidad de neutralización del suero antiofídico del que
dispone en su país y lugar de trabajo.
Se han efectuado una serie de estudios de carácter experimental tendientes a
conocer la capacidad del suero polivalente para neutralizar varios efectos y
9LOMONTE, B. 1985.
Edema-forming activity of bushmaster Lachesis muta stenophrys) and Central American rattesnake (Crotalus durissus
durissus) venoms and neutralization by a polyvalent antivenom.Toxicon.
11
actividades farmacológicas de los venenos. Inicialmente se demostró que este suero
era eficaz en la neutralización del efecto letal inducido por los venenos de serpientes
de la familia Viripidae. Sin embargo, estos venenos inducen a una serie compleja de
efectos fisiopatológicos, entre los que destacan un severo cuadro de alteraciones
locales (mionecrosis, hemorragia y edema), los cuales se desencadenan pocos
minutos después de la mordedura. Posteriormente, aparecen los efectos sistémicos,
entre los que se destacan la hemorragia, la desfibrinación y otras alteraciones de la
coagulación, el choque cardiovascular y la insuficiencia renal. Estos efectos son
causados por diversos tipos de toxinas, que tienen propiedades químicas y
farmacológicas muy distintas.
La complejidad de este cuadro hace que sea insuficiente evaluar la capacidad
neutralizante de un suero únicamente con base en la neutralización del efecto letal.
La Organización Mundial de la Salud recomienda un enfoque más integral en el
estudio de los sueros y su capacidad neutralizante.
En el Instituto Clodomiro Picado se ha estudiado la capacidad neutralizante
de los sueros mediante el uso de metodología que incluye dos tipos de experimentos.
En el primer tipo, el suero se incuba con el veneno durante 30 minutos a 37ºC, antes
de inocular la mezcla en animales de experimentación. El objetivo es determinar
cuantitativamente la presencia de anticuerpos neutralizantes en el suero, sin tomar en
cuenta la farmacocinética del veneno y, a diferentes intervalos de tiempo, se
administra el suero. En este tipo de procedimiento sí se toma en cuenta la
farmacocinética del veneno y del suero, así como la rapidez con que se desencadenan
los efectos inducidos por el veneno.10
2.4.1. NEUTRALIZACIÓN DE LOS EFECTOS SISTÉMICOS
Neutralización del efecto letal: Tradicionalmente, esta neutralización se ha
estudiado mediante experimentos con preincubación de suero y veneno. Se
10LÓPEZ, N.et al. 2008.
Características de los pacientes con accidente ofídico y complicaciones infecciosas
atendidos en el Hospital Pablo Tobón Uribe entre los años 2000 y 2006.
12
hademostrado claramente que, en estas circunstancias, el suero polivalente es eficaz
en la neutralización de los venenos de las especies de la familia Viperidae.
Los estudios más recientes han permitido concluir que este suero es también
eficaz en la neutralización del efecto letal de los venenos B. asper y B. nummifer de
Honduras, de Agkistrodon bilineatus y Crotalus durissus de Guatemala, así como de
B. atrox y B. pictus del Perú y de B. atrox de Colombia. Por otra parte, cuando los
estudios de neutralización se efectúan mediante inoculación independiente de veneno
y suero se observa, en el caso del veneno de Lachesis muta melanocephala, que aún
administrando el suero con un retraso de varias horas, se logra una adecuada
neutralización de la letalidad.
Alteraciones en la coagulación: Los venenos de serpientes de la familia
Vipiridae afectan el mecanismo de la coagulación sanguínea de varias maneras. La
mayoría de estos venenos contienen enzimas tipo trombina, capaces de convertir el
fibrinógeno en fibrina. Además algunos venenos contienen enzimas que activan el
Factor X. En el organismo, estos venenos inducen un síndrome de desfibrinación,
con disminución de los niveles de fibrinógeno, aparición de los productos de
degradación de la fibrina y prolongación de los tiempos de coagulación y de
protrombina. La determinación del tiempo de protrombina se ha venido utilizando
como un índice para seguir el curso del envenenamiento.
El suero antiofídico polivalente es eficaz para neutralizar los efectos
coagulantes, fibrinolítico, fibrinogenolítico y desfibrinante de los venenos de estas
serpientes. Por otra parte, y en contraste con las observaciones de la neutralización de
efectos locales, el suero polivalente es eficiente en la neutralización de la actividad
desfibrinante del veneno de B. asper, aun cuando se administre después del
envenenamiento. Estos hallazgos concuerdan con observaciones clínicas efectuadas
con observaciones clínicas efectuadas en varios hospitales de Costa Rica, en el
sentido de que las alteraciones en el tiempo protrombina se corrigen luego de
administrado el suero antiofídico.11
11GARCÍA J, et al. 2008.
13
2.4.2. NEUTRALIZACIÓN DE LOS EFECTOS LOCALES (HEMORRAGIA,
EDEMA Y MIONECROSIS)
Hemorragia: Uno de los efectos que aparecen con mayor rapidez luego de
inocular venenos de serpientes de la familia Viperidae es la hemorragia local. Este
fenómeno se origina en la alteración drástica de la microvasculatura, especialmente
capilares y vénulas, por la acción directa de ciertos componentes de los venenos.
Estas «hemorrágicas» son proteínas de un peso molecular relativamente alto, muchas
de las cuales tienen actividad colagenasa.
El efecto hemorrágico de los venenos se cuantifica en el laboratorio mediante
la técnica de Kondo et, basada en la inoculación intradérmica del veneno y la
subsecuente medición del área hemorrágica en la piel. Porotra parte, Ownby et al.
desarrollaron un método que cuantifica la hemoglobina presente en el tejido,
asumiéndose que el efecto hemorrágico va a resultar en un aumento en la cantidad de
hemoglobina presente en el tejido.
Los estudios de Gutiérrez et al.handemostrado que el suero polivalente es
eficaz para neutralizar este efecto en experimentos con preincubación de suero y
veneno, incluso cuando el antiveneno se incuba con venenos que no son utilizados en
la mezcla antigénica para producir el suero polivalente. Este fenómeno también ha
sido observado con otros venenos y antivenenos en otras partes del mundo. Estos
resultados señalan claramente que las toxinas hemorrágicas son muy antigénicas,
capaces deinducir una respuesta elevada de anticuerposneutralizantes en los caballos
y que las hemorraginas de venenos de diferentes especies presentan epitopos
comunes.
Sin embargo, cuando los experimentos se efectúan con inoculación
independiente de suero y veneno, los resultados son diferentes. En estos
experimentos, se observó una neutralización sólo parcial del efecto hemorrágico
local cuando el suero se administró en los primeros minutos posteriores al
Características bioquímicas y evaluación preclínica de un antivenenobotrópico liofilizado contra el veneno de la
serpiente bothropsatrox. revperumedexp salud pública. 25(4). Pp 90- 386
14
envenenamiento, en tanto que casi no hubo neutralización cuando la seroterapia se
atrasó.
La explicación de este fenómeno se basa en la rapidez con la que se
desencadena la hemorragia local una vez que el veneno se ha inoculado
intramuscularmente. En cuestión de minutos se observa extravasación, lo que
obviamente dificulta la neutralización de este efecto por los anticuerpos del suero, los
cuales probablemente llegan al tejido afectado cuando el veneno ha ejercido su
efectovasculotóxico. Además, es factible que las alteraciones drásticas que produce
el veneno en los vasos sanguíneos dificulten el acceso y distribución de los
anticuerpos al área afectada.
La explicación de esta situación aparentemente paradójica es clara: el suero
tiene anticuerpos neutralizantes contra las toxinas hemorrágicas, pero la acción de
éstas es tan rápida que se dificulta mucho la neutralización en circunstancias en
donde el veneno y el suero se administran por separado.
La necrosis muscular: Los venenos de serpientes de la familia Viperidae
originan alteraciones muy drásticas en el tejido muscular. Estos venenos poseen
«miotoxinas», es decir, proteínas que afectan directamente las células musculares. La
mayoría de estas toxinas actúan directamente sobre la membrana plasmática de los
miocitos. En el caso de los venenos de las serpientes costarricenses Bothrops asper
y B. nummifer, se ha aislado varias miotoximas, las cuales inducen un cuadro
patológico similar.
Por otra parte, los venenos que inducen un efecto hemorrágico afectan
también al tejido muscular al inducir isquemia, resultante de la disminución en la
perfusión sanguínea que sobreviene como consecuencia de la destrucción de la
microvasculatura.
Tradicionalmente, el efecto miotóxico de los venenos se ha evaluado
mediante histología. En años recientes, se ha introducido la determinación de los
niveles séricos de la enzima creatina kinasa como un índice cuantitativo de la
necrosis muscular inducida por venenos. Dada la especificidad que presenta esta
15
enzima para detectar alteraciones en tejidomuscular, ha sido de suma utilidad para el
estudio del efecto miotóxico inducido por venenos y de la capacidad neutralizante de
los sueros antiofídicos.
En experimentos con preincubación, el suero polivalente es eficaz en la
neutralización del efecto miotóxico inducido por los venenos de Bothrops asper y
Lachesis muta, no ha sido investigada su capacidad neutralizante contra otros
venenos.
En el caso del veneno de B. asper, especie que produce accidentes
caracterizados por una mionecrosis evidente con lesiones permanentes, se ha
demostrado que el efecto miotóxico se debe a un grupo de cuatro miotoxinas con
pesos moleculares de alrededor de 14.000 daltons y composición de aminoácidos
muy similar. Lomonte et al lograron aislar, mediante cromatografía de
inmunoafinidad, anticuerpos antimiotoxina del suero polivalente, que neutralizan el
efecto miotóxico del veneno de B. asper cuando se preincuban con este veneno antes
de inocularse.
Los resultados experimentales obtenidos indican, por lo tanto, que el suero
polivante contiene anticuerpos eficaces en la neutralización del efecto miotóxíco del
veneno de terciopelo. Sin embargo, cuando se efectúan experimentos con
inoculación independiente de veneno y suero, la neutralización de la miotoxicidad es
sólo parcial. Esto indica que, al igual que en el caso de la hemorragia, las miotoxinas
tienen una acción tan rápida y drástica que dificulta muchísimo el éxito del
tratamiento, si el antiveneno no se administra rápidamente.
Recientemente, produjeron siete anticuerpos monoclonales contra las
miotoxinas del veneno de B. asper, algunos de los cuales demostraron tener
capacidad neutralizante. Ello plantea la posibilidad de utilizar la tecnología
dehibridomas en el desarrollo de recursos terapéuticos inmunológicos más eficaces
para neutralizar actividades tóxicas de los venenos.
El efecto edematizante: Los venenos de serpientes de la familia Viperidae
inducen un pronunciado edema local, pocos minutos después de la inoculación. Este
16
edema es causado, por un lado, por toxinas que afectan directamente la integridad de
los vasos, originando un aumento en la permeabilidad.
Pero además, los venenos inducen la liberación de varios autacoides, entre los
que se destacan la histamina, las prostaglandinas y la bradikinina , aunque también el
complemento podría desempeñar un papel de importancia. Experimentalmente, el
edema se cuantifica mediante el aumento de peso de la pata de un ratón inoculada
con veneno, comparándose con el peso de la otra pata, la cual se inyecta con solución
salina
Gutiérrez et al., efectuaron un estudio detallado sobre la capacidad del suero
antiofídico polivalente para neutralizar el edema inducido por los venenos de
serpientes costarricenses de la familia Viperidae. Los experimentos clásicos de
preincubación de suero y veneno no fueron de utilidad, ya que se observó que las
proteasas del veneno actuaban sobre proteínas presentes en el suero antiofídico,
liberándose como consecuencia péptidos capaces de inducir edema. Se desarrolló
entonces un método alterno que consiste en inyectar el suero por la vía intravenosa y,
cinco minutos más tarde, administrar el veneno en la almohadilla plantar de los
ratones, cuantificándose el edema posteriormentede la forma descrita.
Medianteeficaz en la neutralización de la actividad edematígena de los venenos de
Bothrops asper, B. schlegelii, B, lateralis, B. nummifer, Agkistrodon bilineatus y
Lachesis muta, siendo ineficiente en la neutralización del edema inducido por la
cascabel centroamericana Crotalus durissus durissus.
Se ha propuesto que los venenos cuya actividad edematígena es mal
neutralizada podrían contener toxinas de bajo peso molecular, incapaces de inducir
formación de anticuerpos cuando los venenos son inoculados en caballos. Sin
embargo, pese a que efectivamente existen componentes de bajo peso molecular
capaces de inducir edema, la mayor parte del edema inducido por venenos
costarricenses de la familia Viperidae es debido a toxinas de un peso molecular
relativamente alto.
Es importante profundizar en el estudio de este fenómeno, para obtener una
mejor comprensión de las causas de esta deficiente neutralización. Cuando el estudio
17
de la neutralización del edema se ha efectuado mediante experimentos en los que el
suero se administra a diferentes intervalos de tiempo posteriores al envenenamiento,
los resultados han sido similares a los descritos para hemorragia y mionecrosis: la
neutralización del efecto es sólo parcial, incluso cuando el suero se administra de
inmediato.
En síntesis, la neutralización de los efectos locales (hemorragia, mionecrosis
y edema) inducidos por los venenos de serpientes de la familia Viperidae plantea un
problema de difícil solución. Los hallazgos expuestos señalan claramente que el
suero polivalente tiene anticuerpos que neutralizan estos efectos, con la excepción
del edema inducido por el veneno de cascabel. Ello indica que la gran mayoría de las
toxinas hemorrágicas, miotóxicas y edematizantes son inmunogénicas y que los
caballos inmunizados desarrollan un buen título de anticuerpos contra ellas.
Sin embargo, estos efectos se desarrollan con una rapidez tal, una vez
inoculado el veneno, que cuando la administración del suero se efectúa a posteriori,
como ocurre en condiciones naturales, la neutralización de estos efectos patológicos
es sólo parcial. Esto se debe, posiblemente, a que cuando los anticuerpos
neutralizantes llegan al tejido afectado, ya se ha producido buena parte de la
destrucción tisular y de las alteraciones vasculares.
Como explicación alternativa, podría ser que la drástica destrucción de la
vasculatura por el veneno dificulte el acceso de los anticuerpos a los sitios afectados.
Esto indica que la rapidez con la que se inicie la seroterapia es un factor fundamental
en la neutralización de los efectos locales y en la disminución de las posibles
secuelas de estos efectos. Por otra parte, nuestros hallazgos experimentales han
confirmado algo que se había observado en la experiencia clínica: la administración
del sueropor la vía intravenosa es mucho más eficaz que por la vía intramuscular
para la neutralización de la mionecrosis, hemorragia y edema. Por ende, no se
justifica administrar el suero intramuscularmente, bajo condiciones de
hospitalización.12
12GUTIERREZ. J. et. al., 2009.El Suero Antiofídico Polivalente producido en Costa Rica. Instituto Clodomiro Picado.
Facultad de Microbiología. Universidad de Costa Rica, San José, Costa Rica.
18
2.4.3. NEUTRALIZACIÓN DE LAS ACTIVIDADES ENZIMÁTICAS DE
LOS VENENOS
En el laboratorio del Instituto de Higiene Leopoldo Izquieta Pérez, se ha
estudiado también la capacidad del suero polivalente para neutralizar algunas
actividades enzimáticas de los venenos de serpientes. Las observaciones efectuadas
indican que el suero contiene anticuerpos que neutralizan los efectos proteolítico
(sobre diversos sustratos como caseína, fibrinógeno y fibrina), hialurodinasa y
fosfolipasa.
En el caso de la neutralización de la actividad fosfolipasa demostraron que el
suero es más eficaz contra ciertas isoenzimas que contra otras. Aunque la
neutralización de las actividades enzimáticas no necesariamente se relaciona con
actividades fisiopatológicas, su estudio permite una mejor comprensión de la
capacidad neutralizante de los sueros. Por otra parte, se ha propuesto que la actividad
hialuronidasa de los venenos juega in vivo el papel de factor de difusión degradando
glicosaminoglicanes del tejido conectivo y facilitando la difusión del veneno. Por
ello, el estudio de su neutralización es importante.13
2.5. UNIFORMIDAD Y ESTABILIDAD
DEL SUERO ANTIOFÍDICO
La concentración del suero antiofídico se modifica, antes del envasado final,
de tal manera que tenga una capacidad neutralizante, o Dosis Efectiva 50% de 3 mg
de veneno de Bothrops asper neutralizados por cada ml de suero; lo anterior se hace
GENÉ, J.A., GÓMEZ, M., Gutiérrez, J.M., Cerdas, L. Neutralization of polyvalent antivenom.
Toxicon 1985; 23: 1015-1018.
GENÉ, J.A., GÓMEZ, M., Cerdas, L.
Estudio sobre la estabilidad de la actividad neutralizante del suero antiofídico contra veneno de terciopelo (Bothrops
asper). Rev. Cost, Cienc. Méd. 1986; 7: 3-5.
13GUTIÉRREZ, J.M., ROJAS, G., CERDAS, L.
Ability of polyvalent antivenom to neutralize the venom of Lachesis muta melanocephala, a new Costa Rican subspecies
of the bushmaster.Toxicon. 1987; 25: 713- 720.
19
para que los diferentes lotes tengan una potencia neutralizante similar, y así
uniformar los protocolos de tratamiento. Dado que esta uniformidad se basa
únicamente en la neutralización del efecto letal, y dado que los venenos serpientes
producen otros efectos farmacológicos relevantes, se estudió en cinco lotes diferentes
de suero polivalente cuan uniformes son en cuanto a la neutralización de los efectos
hemorrágicos, proteolíticos y desfibrinante. Los resultados obtenidos permiten
concluir que el ámbito de variación en la capacidad neutralizante de varios lotes es
pequeño y que el suero es un producto bastante uniforme en su potencial terapéutico.
Por otra parte, ya desde los años 60 se estableció que el suero polivalente
líquido tiene un plazo de vencimiento de 3 años, en tanto que el suero liofilizado
tiene un plazo de 5 años. En lo referente al suero líquido, corroboraron el plazo de 3
años, demostrando incluso que la capacidad neutralizante del suero se prolonga
durante varios meses posteriores a la fecha de vencimiento, siempre y cuando el
producto se almacene a 4ºC.
Más recientemente, Rojas et al 1987., estudiaron la estabilidad de este suero a
diferentes temperaturas (4, 23, 30 y 37ºC) durante un año, encontrando que aún a
37ºC el suero no pierde capacidad neutralizante al cabo de un año de
almacenamiento. No obstante, estos autores observaron la aparición de turbidez en
los sueros almacenados a temperaturas de 23ºC, 30 ºC y 37 ºC. Esta turbidez se debió
a la formación de agregados de proteínas, tanto de IgG como de otras proteínas
séricas. En conclusión, es recomendable mantener el suero líquido a temperaturas de
refrigeración.14
14 http://www.binasss.sa.cr/revistas/rccm/v9n2/art7.pdf
20
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. LOCALIZACIÓN DEL ENSAYO:
La presente investigación se realizo en el serpentario de los laboratorios de salud
animal del Instituto Nacional de Higiene y Medicina Tropical “Leopoldo
Izquieta Pérez”.
Dirección: Av. De las Américas y Juan Tanca Marengo
Parroquia: Tarqui
Cantón: Guayaquil
Provincia: Guayas
Republica: Ecuador -Sur-América.
3.1.1. COORDENADAS:
Latitud Sur 02º, 16 , 05ˮ . Longitud Oeste 79º , 54 , 06ˮ
3.2. CONDICIONES METEOROLÓGICAS
- Altura promedio: 4 m.s.n.m.
- Precipitación pluvial: 900 – 1000 mm / ano
- Características meteorológicas:
- Humedad atmosférica: 75%
- Temperatura máxima absoluta: 36 ºC
- Temperatura media anual: 25 ºC
- Temperatura mínima absoluta: 18 ºC
- Evaporación: 120 – 150 mm / mes.
Fuente: INOCAR
21
3.3. MATERIALES
3.3.1. MATERIALES BIOLÓGICOS
Lotes de sueros antiofídicos antibothrópico de más de un año de
almacenamiento.
Lotes de venenos de serpientes bothrops conservados en el serpentario.
Ratones albinos adultos de entre 17 y 18 gramos de peso.
3.3.2. MATERIALES DE LABORATORIO
Jeringas de 1,3,5 ml., con agujas No. 22 y 24
Tubos de ensayo de 10 x 20 con tapa rosca.
Gradillas
Pipetas de 1,2,3, 5, 10 ml.
Portafiltro de Nalgene de 25 mml de diámetro
Prefiltro de vidrio
Pipetero de caucho
Espátula
Solución salina de 0,85%
Algodón
Alcohol
Guantes, mascarillas, estetoscopio, termómetros, tijeras, bisturí rasuradoras.
3.3.3. EQUIPO GENERAL Y COMPLEMENTARIO:
Cajas para ratones
Balanceado para ratones
Bebederos para ratones
Rejillas para caja de ratones
Aserrín o viruta
Agua
Baño María
Tapones de caucho
Balanza de precisión de 160g. De 3 decimales.
Balanza gramera electrónica
22
3.3.4. MATERIALES DE OFICINA
Marcador permanente
Plumas, lápices,
Cinta adhesiva
Cuaderno, borrador, cartillas de observación
Computadoras
Impresoras
3.4. MÉTODOS
En esta investigación se utilizaron 24 lotes de sueros antiofídicos Bothrópicos
de las especies B. asper, B. atrox y B. xanthogramma con más de un año de
almacenamiento, ratones albinos de 3 a 4 semanas de edad. El efecto neutralizante de
los sueros se determinó mediante la prueba de neutralización (suero-veneno) en
ratones.
3.4.1. RECOLECCIÓN DEL SUERO ANTIOFÍDICO
Se obtuvo de lotes de sueros antiofídicos de más de un año de almacenamiento,
los cuales se encuentran a temperatura de refrigeración a 4ºC en el serpentario del
Instituto Nacional de Higiene y Medicina Tropical “Leopoldo Izquieta Pérez”.
3.4.2. PESAJE DE LOS RATONES
Los ratones se pesaron en una balanza gramera, registrando un peso de 17-18g,
se los colocó en una caja plástica con sus respectivos bebederos y alimento.
3.4.3. INCUBACIÓN E INOCULACIÓN DE SUERO Y VENENO
1. El suero y el veneno se incubaron a una temperatura de 37ºC, durante 30
minutos.
2. Una vez realizadas las diluciones de la diferentes concentraciones que contengan
4 Dl 50 (250 mg.) de veneno bothrópico. Se procedió a inocular a cada ratón con
0,5 ml por vía intraperitoneal.
23
3. Los ratones se colocaron con suficiente agua y comida en sus cajas debidamente
identificadas.
4. Los ratones experimentales fueron observados por 24, 48,y 78 h, anotando los
muertos durante ese periodo.
5. Finalmente se calculó la potencia neutralizante de los sueros en base al
porcentaje de próbito y porcentaje de mortalidad.
3.4.4. POTENCIA NEUTRALIZANTE
Para la determinación de la potencia neutralizante, se estableció en primera instancia
la dosis alcanzada en referencia al número de ratones vivos y la cantidad de suero
inoculado. Cada lote de suero antiofídico polivalente, debía tener dosis mínima de
2,5 mg/ml en cada especie, para su aprobación o descarte como suero efectivo.
3.4.6. RECOLECCIÓN DE DATOS
Se recogen en cartillas de apuntes y las tablas respectivas, que básicamente refieren
a la determinación de la potencia neutralizante, dosis aplicada, síntomas y signos
clínicos.
3.4.7. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Los métodos de comprobación y presentación se refieren básicamente al estadístico
en la representación de gráficos, tablas y curvas.Para el análisis estadístico de los
resultados obtenidos, se determinó la desviación estándar de los lotes de sueros
antiofídicos analizados, bajo la siguiente fórmula:
24
IV. RESULTADOS
4.1. POTENCIA NEUTRALIZANTE
En los 24 lotes de sueros Bothrópicos antiofídicos analizados; de más de un año de
almacenamiento; se verificó la eficacia de la potencia neutralizante, obteniendo como
resultado el 67% de efectividad en los mismos, mientras que el 33% se reportan
como no válidos o no aprobados para su administración. (Figura 1). El cuadro
muestra los valores correspondientes para la potencia neutralizante de los sueros
antiofídicos de la especie Bothrops.
CUADRO 1. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS
ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops DE MÁS DE UN AÑO
DE ALMACENAMIENTO
LOTES ENCONTRADOS
(n)
PORCENTAJE
(%)
APROBADOS 16 67%
NO APROBADOS 8 33%
TOTAL 24 100%
FIGURA 1. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS
ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops DE MÁS DE UN AÑO
DE ALMACENAMIENTO
25
4.1.1. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE SUEROS ANTIOFÍDICO DEL
GÉNERO BOTRHOPS POR ESPECIE
En los sueros antiofídicos de las tres especies analizadas, se encontró que B. asper
posee un 67% de lotes aptos, B. atrox con el 50% y B. xanthograma con el 58% de
sueros eficaces para su administración (Figura 2). El cuadro muestra la potencia
neutralizante de sueros antiofídicos del Género Bothrops de más de un año de
almacenamiento por especie.
CUADRO 2. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS
ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops DE MÁS DE UN AÑO
DE ALMACENAMIENTO POR ESPECIE
Especie Aprobados % Aprobados Reprobados % No aprobados
B. asper 16 67% 8 33%
B. atrox 12 50% 12 50%
B. xanthograma 14 58% 10 42%
Total 42 58,3% 30 41,7%
FIGURA 2. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS
ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops DE MÁS DE UN AÑO
DE ALMACENAMIENTO POR ESPECIE
26
4.1.2. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE SUEROS ANTIOFÍDICO DEL
GÉNERO BOTHROPS POR AÑO DE ALMACENAMIENTO
En los dos años de almacenamiento (2009 y 2010) de los sueros antiofídicos
analizados, se encontró valores idénticos para ambos periodos, dando como resultado
un 67% de lotes aprobados y un 33% como no aprobados para su utilización (Figura
3). El cuadro 3 muestra las cifras correspondientes a la potencia neutralizante de
sueros antiofídicos del género Botrhops por año de almacenamiento.
CUADRO 3. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS
ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops POR AÑO DE
ALMACENAMIENTO
AÑO APROBADOS % APROBADOS REPROBADOS % REPROBADOS
2009 8 67% 4 33%
2010 8 67% 4 33%
Total 16 67% 8 33%
FIGURA 3. POTENCIA NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS
ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops DE MÁS DE UN AÑO
DE ALMACENAMIENTO POR ESPECIE
27
4.1.3. DESVIACIÓN ESTÁNDAR DE LA POTENCIA NEUTRALIZANTE
DE SUEROS ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO Bothrops
Según el periodo de almacenamiento de 2 años de los lotes de sueros antiofídicos
bothrópicos, se encontró una desviación estándar global de ± 0,50 mg/ml (Figura 4),
para la potencia neutralizante de los mismos. De acuerdo a la especie la desviación
estándar para el B. asperes de ± 0,46 mg/ml, para el B. atrox ± 0,50 mg/ml, y para
B xanthograma es de ± 0,55 mg/ml. (Figura 4). El cuadro 4 muestra los valores
correspondientes a la desviación estándar en la potencia neutralizante por especie de
en los suero antiofídicos de más de una año de almacenamiento.
CUADRO 4. DESVIACIÓN ESTÁNDAR DE LA POTENCIA
NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS ANTIOFÍDICOS DEL
GÉNERO Bothrops
Especies N° de lotes Media Desviación Estándar
B. asper 24 2,45mg/ml ± 0,46mg/ml
B. atrox 24 2,3 mg/ml ± 0,50mg/ml
B. xanthogramma 24 2,5mg/ml ± 0,55mg/ml
Global 2,48 mg/ml ± 0,50mg/ml
FIGURA 4. DESVIACIÓN ESTÁNDAR DE LA POTENCIA
NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS ANTIOFÍDICOS DEL
GÉNERO Bothrops
28
4.1.4. DESVIACIÓN ESTÁNDAR DE LA POTENCIA NEUTRALIZANTE
DE SUEROS ANTIOFÍDICOS DEL GÉNERO BOTHROPS DE
ACUERDO A LOS AÑOS DE ALMACENAMIENTO
Las fluctuaciones de acuerdo a los años de almacenamiento presentan variaciones
similares entre las tres especies bothrópicas bajo estudio. Así se reporta que para el
B. aspery B. atrox presentan una desviación a los 2 años de ±0,6 mg/ml; y al año
±0,4 mg/ml. A diferencia de B. xanthogramma que presenta una desviación
estándar a los 2 años de almacenamiento de ±0,7 mg/ml. (Figura 5). El cuadro 5
muestra los valores correspondientes a la desviación estándar de la potencia
neutralizante de sueros antiofídicos bothrops por años de almacenamiento.
CUADRO 5. DESVIACIÓN ESTÁNDAR DE LA POTENCIA
NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS ANTIOFÍDICOS
Bothrops POR AÑOS DE ALMACENAMIENTO
Años de almacenamiento B. asper B. atrox B. xanthogramma
2 años ±0,6 ±0,6 ±0,7
1 año ±0,4 ±0,4 ±0,4
Global ±0,5 ±0,5 ±0,55
FIGURA 5. DESVIACIÓN ESTÁNDAR DE LA POTENCIA
NEUTRALIZANTE DE LOS SUEROS ANTIOFÍDICOS
Bothrops POR AÑOS DE ALMACENAMIENTO
29
V. DISCUSIÓN
El 67% de los lotes de sueros Antibothrópicos analizados fueron aprobados como
efectivos para su aplicación en casos de mordeduras de serpientes, resultado que
respalda lo enunciado por la revista médica electrónica venezolana (SERPIENTES
DE VENEZUELA, 2012), donde se especifica que los sueros antiofídicos pueden ser
utilizados aún con fecha de vencimiento, y en tales casos, se usarán dosis mayores.
Por otra parte Gutiérrez, J. 2009en su publicación “El Suero Antiofídico Polivalente
producido en Costa Rica” manifiesta que desde los años 60 se estableció que los
sueros antiofídicos polivalentes líquidos tienes un plazo de vencimiento de 3 años,
demostrando incluso que la capacidad neutralizante del suero se prolonga durante
varios meses posteriores a la fecha de vencimiento, siempre y cuando el producto se
almacene a 4 ºC.
Para la potencia neutralizante de los sueros bothrópicos por especie, se demuestra
que B. asper posee un porcentaje levemente superior de lotes efectivos frente a las
otras especies bajo estudio, análisis que concuerda por lo manifestado por Elizondo
J, 1987 en su investigación de Tesis “Sueros antiofídicos Polivalente de Costa Rica”,
donde los resultados obtenidos permiten concluir que el ámbito de variación en la
capacidad neutralizante de varios lotes es pequeño y que el suero es un producto
bastante uniforme en su potencial terapéutico. Charry R. 2006, en su artículo
“Aspectos biomédicos del Accidente Bothrópico” propone que las variaciones en la
composición de los anti-venenos están fuertemente ligadas a factores geográficos y
climáticos además de los específicos, y por este motivo concluye que los sueros
antiofídicos de una determinada región serán ineficaces frente al veneno de
serpientes extranjeras.
En la evaluación de la potencia neutralizante de los sueros antibothrópicos por años
de almacenamiento se demuestra que existen valores idénticos tanto para los lotes
del 2009 como para los del 2010, donde el 67% se registran como aprobados y el
33% como no aprobados para su utilización, esto podría explicarse dado que la
desviación estándar anual y bianual corresponde a un promedio de ±0,5 mg/ml,
siendo la tendencia decreciente a menor número de años, donde se reporta una
30
desviación de ±0,4 mg/ml. Bajo este panorama también se suma el leve descenso de
la potencia neutralizante de las especies B. atrox y B. xanthograma con desviaciones
que van del ±0,50 mg/ml al ±0,55mg/ml respectivamente.
Con tales antecedentes, la presente investigación de tesis descarta las hipótesis “El
estudio de la potencia neutralizante en lotes de suero antiofídico de más de un año de
caducidad, establecerá que los mismos son seguros para ser suministrados a los
afectados con mordeduras de serpientes” y “La aplicación de un suero antiofídico
caducado, tendrá la eficacia suficiente en su poder neutralizante, y no causaría
reacciones adversas negativas en la salud”, por los resultados anteriormente
mencionados.
31
VI. CONCLUSIONES
En base a los resultados se plantea las siguientes conclusiones:
1. El 67% de sueros antiofídicos bothrópicos con más de un año de almacenamiento
son considerados como efectivos para su administración en caso de mordedura de
serpientes.
2. B. asper es la especie que mayor índice de porcentaje presenta en su potencia
neutralizante para la aplicación de suero antiofídico con un 67%.
3. Por años de almacenamiento, el número de lotes efectivos es igual en ambos
periodos de tiempo (2009 y 2010).
4. En 2 años de almacenamiento de los sueros antiofídicos bothrópicos bajo
estudio, se determinó una desviación estándar global de ± 0,50mg/ml, anual de ±
0,40mg/ml y bianual de ± 0,66mg/ml.
5. La especie con mayor rango de desviación fue B. xanthogramma con ±
0,55mg/ml
32
VII. RECOMENDACIONES
Luego de la investigación efectuada se puede indicar las siguientes recomendaciones:
- Efectuar controles de almacenamiento para evitar condiciones que afecten la
conservación de los lotes de sueros antiofídicos y a su vez la capacidad
neutralizante necesaria para su administración en casos de mordeduras de
serpientes.
- Realizar investigaciones que profundicen en la determinación de efectos
colaterales con la aplicación de diferentes métodos y pruebas que respalden la
información obtenida.
- Desarrollar análisis anuales para comprobar el estado de los lotes de sueros
antiofídicos y la efectividad de los mismos.
- Elaborar protocolos de estandarización para métodos, pruebas de control,
almacenamiento y utilización de sueros antiofídicos, para evitar el manejo
incorrecto de los productos ofídicos.
33
VIII. RESUMEN
En el serpentario de los laboratorios de salud animal del “Instituto Nacional de
Higiene y Medicina Tropical “Leopoldo Izquierda Pérez” de la ciudad Guayaquil, se
realizaron los ensayos para realizar el “Estudio de la Potencia Neutralizante en Lotes
de sueros antiofídicos de más de un año de almacenamiento”, proponiendo como
objetivos: verificar la eficacia de la potencia neutralizante en lotes de sueros
antiofídicos almacenados. Tomando como variable independiente: los sueros
antiofídicos bothrópicos almacenados bajo estudio (B. asper, B. atrox y B.
xanthogramma), y como variable independiente: El estudio de la potencia
neutralizante.
Al efectuar el análisis de la potencia neutralizante de los 24 lotes de sueros
antiofídicos bothrópicos se pudo determinar mediante el método de desviación
estándar que el 67% son efectivos para su administración en casos de mordedura de
serpientes. Las especies con mayor cantidad de sueros efectivos fueron B. aspery B.
xanthrograma. Por años de almacenamiento de los sueros anitofídicos bothrópicos
bajo estudio, se determinó que el número de lotes efectivos es igual en ambos
periodos de tiempo (2009 y 2010), y que presentan una desviación estándar global de
± 0,50 mg/ml.
En la presentación de efectos secundarios, se demostró que el 89 % de aquellos
antivenenos probados eran positivos, la especie con la condición más alta era B.asper
con el 89 %, B.atrox y B. xanthogramma con el 33 %. Con estos resultados se
podría despedir la hipótesis “ el estudio de neutralizar la potencia de las hornadas de
antiveneno de más de un año duración, y establecer que ellos son aptos para ser
proporcionados a los afectados por mordeduras de serpientes“ “ y el Uso de un
antiveneno expirado, va a eficaz en la neutralización del veneno, y no causaría
efectos secundarios negativos sobre la salud “
Palabras clave: Bothrops, B. asper, b. atrox, b. xanthogramma, Potencia
Neutralizante.
34
IX. SUMMARY
The snake of animal health laboratories “National Institute of Hygiene and Tropical
Medicine” Leopoldo Perez Left “city Guayaquil, trials were conducted for the”
Study of the Bulk Power neutralizing antivenom over a storage year „, proposing
objectives: to verify the effectiveness of the neutralizing power antivenom batches
stored and discarded if the supply of stored antivenoms cause negative side effects on
the lives of affected snakebite. Taking as an independent variable: the bothropicos
antivenoms stored under study (B. asper, B. atrox and B. xanthogramma), and as
independent variables: The study of the neutralizing power.
Upon analysis of the neutralizing power of the 24 batches of antivenom bothrópicos
it was determined that 67% are effective for administration of snake bite cases . The
species with the most effective sera were B. asper and B. xanthrograma. For years
storage bothropicos anitofídicos sera under study, it was determined that the actual
number of lots is equal in both time periods (2009 and 2010), and having a global
standard deviation ± 0.50 mg / ml.
In the presentation of side effects, it was shown that 89% of those tested were
positive antivenoms, among them the species with the highest condition was B. with
89% atrox and B. xanthogramma with the lowest value of 33%. From the results it
could dismiss the hypothesis “The study of neutralizing potency of antivenom
batches of more than one year shelf life, establish that they are safe to be provided to
those affected by snake bites” and “Application an antivenom expired, will
sufficiently effective in neutralizing power, and would not cause negative side effects
on health “
Keywords: Bothrops, B. asper, b. atrox, b. xanthogramma, neutralizing potency.
35
X. BIBLIOGRAFÍA
ACOSTA P., et al. (2004). Aislamiento y caracterización parcial de fosfolipasa A2
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38
VIII. ANEXOS
39
ANEXO 1. Protocolos de observación para inoculación de lotes de sueros
antiofídicos con más de un año de almacenamiento.
PRUEBA 1: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de
Higiene L.I.P.
LOTE: 111
Fecha de Exp.: 07 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.6 ml.
DL50 Inoculadas: 4 de 300 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
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√
3
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4
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√
5
√
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
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√
2
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√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
40
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
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2
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√
3
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√
4
√
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√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
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√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
41
PRUEBA 2: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 108
Fecha de Exp.: 07 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 de 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
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√
3
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4
√
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5
√
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√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
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√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
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√
2
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3
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4
√
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5
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NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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√
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
42
B. xanthograma
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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4
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5
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NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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4
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5
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NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
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2
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3
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√
4
√
√
√
5
√
√
√
43
PRUEBA 3: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 107
Fecha de Exp.: 05 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
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2
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3
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√
4
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√
5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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4
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5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
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2
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3
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√
4
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√
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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√
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2
√
√
√
3
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√
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4
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5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
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2
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3
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4
√
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5
X
44
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
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√
2
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√
3
X
4
X
5
X
45
PRUEBA 4: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 106
Fecha de Exp.: 05 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
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√
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3
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4
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√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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4
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5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
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2
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3
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X
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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4
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5
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# ANIMALES
24 H
48 H
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2.
1
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2
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3
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4
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5
X
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# ANIMALES
24 H
48 H
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3.
1
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2
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3
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4
X
5
X
46
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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# ANIMALES
24 H
48 H
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2.
1
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3
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# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
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2
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3
X
4
X
5
X
47
PRUEBA 5: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 104
Fecha de Exp.: 05 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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5
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# ANIMALES
24 H
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72 H
2.
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# ANIMALES
24 H
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3.
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2
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B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
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1.
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3
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5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
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2.
1
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# ANIMALES
24 H
48 H
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3.
1
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2
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3
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5
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48
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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# ANIMALES
24 H
48 H
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2.
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5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
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2
X
3
X
4
X
5
X
49
PRUEBA 6: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 102
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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3
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# ANIMALES
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2.
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# ANIMALES
24 H
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3.
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5
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B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
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1.
1
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2
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3
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
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2.
1
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2
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3
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5
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
50
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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4
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5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
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√
2
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3
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√
4
√
√
√
5
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√
√
51
PRUEBA 7: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 101
Fecha de Exp.: 09-09
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
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2
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√
3
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√
4
√
√
√
5
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NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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3
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4
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5
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
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√
2
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√
3
√
√
√
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
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2
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√
3
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4
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√
5
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
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2
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3
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4
√
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√
5
√
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
X
2
X
3
X
4
X
5
X
52
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
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4
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5
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
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2
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√
3
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4
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√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
X
2
X
3
X
4
X
5
X
53
PRUEBA 8:sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 100
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
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4
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√
5
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√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
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√
2
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√
3
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√
4
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√
5
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√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
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3
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√
√
4
√
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√
5
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√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
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√
3
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√
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4
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5
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
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2
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3
√
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√
4
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5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
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√
3
√
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√
4
√
√
√
5
√
√
√
54
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
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√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
55
PRUEBA 9: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 99
Fecha de Exp.: 02-03-2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
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√
5
√
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√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
X
2
X
3
X
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
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√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
X
2
X
3
X
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
X
2
X
3
X
4
X
5
X
56
B. xanthograma
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
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3
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√
4
√
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√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
57
PRUEBA 10: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 98
Fecha de Exp.: 02-03-2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
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√
5
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√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
58
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
59
Prueba 11: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 97
Fecha de Exp.: 03/2019
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
X
2
X
3
X
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
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√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
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√
3
√
√
√
4
√
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√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
60
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
61
PRUEBA 12: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 96
Fecha de Exp.: 07 - 2019
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
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√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
62
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
63
PRUEBA 13: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 95
Fecha de Exp.: 03 – 2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 de 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
64
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
65
PRUEBA 14: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE:108
Fecha de Exp.: 05-2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 de 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
66
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
67
PRUEBA 15: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE:107
Fecha de Exp.: 05 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
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√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
68
B. xanthograma
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
69
PRUEBA 16: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 106
Fecha de Exp.: 05 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
70
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
71
PRUEBA 17: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 104
Fecha de Exp.: 05 – 2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
72
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
73
PRUEBA 18: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE:102
Fecha de Exp.: 10 - 2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
74
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
75
PRUEBA 19: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE:101
Fecha de Exp.: 09-2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√ √ √
5
√ √ √
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
76
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
77
PRUEBA 20: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE:100
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√ √
4
√
√
√
5
X
78
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√ √ √
3
√ √ √
4
√ √ √
5
√ √ √
79
PRUEBA 21: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 99
Fecha de Exp 02-03-2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√ √
√
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
B. atrox
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√ √ √
4
√ √ √
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√ √
√
2
√ √
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
80
B. xanthograma
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
81
PRUEBA 22: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 98
Fecha de Exp.: 02-03-2010
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
X
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
82
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
X
3
X
4
X
5
X
83
PRUEBA 23: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 97
Fecha de Exp.: 03-2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
84
B. xanthograma
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
# ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
85
PRUEBA 24: sero neutralización del suero antiofídico producido en el Instituto
Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE: 96
Fecha de Exp.: 07-2009
Vía de inoculación: Intraperitoneal
Cantidad inoculada: 0.5 ml.
DL50 Inoculadas: 4 - 250 mg.
Animales usados: Ratones blancos entre 17 – 18 gramos
Observación:
B. asper
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
B. atrox
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
X
5
X
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
86
B. xanthograma
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
1.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
2.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
NIVEL
#
ANIMALES
24 H
48 H
72 H
3.
1
√
√
√
2
√
√
√
3
√
√
√
4
√
√
√
5
√
√
√
87
ANEXO 2. Protocolos de resultados para inoculación de lotes de sueros
antiofídicos con más de un año de almacenamiento.
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 1
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 1
Fecha de Inicio: 30/08/2011
Fecha de
terminación: 02/09/2011
Lote: 111
Fecha de Exp.: 07-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.6 ml
DL50
Inoculadas:
4/300 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2.6 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2.4 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 2 0 2.7 mg/ml
NIVEL 3 2 3
Conclusión:
__________________________________________________________________________
88
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 2
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 2
Fecha de Inicio: 06/09/2009
Fecha de
terminación: 09/09/2009
Lote: 108
Fecha de Exp.: 07-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2.5 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2.2 mg/ml
NIVEL 3 1 4
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
89
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 3
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 3
Fecha de Inicio: 12/09/2011
Fecha de
terminación: 15/09/2011
Lote: 107
Fecha de Exp.: 05-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2.8 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2.6 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2.4 mg/ml
NIVEL 3 3 2
Conclusión:
__________________________________________________________________________
90
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 4
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 4
Fecha de Inicio: 22/09/2011
Fecha de
terminación: 25/09/2011
Lote: 106
Fecha de Exp.: 05-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 5 0 2.5 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2.5 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2.5 mg/ml
NIVEL 3 2 3
Conclusión:
__________________________________________________________________________
91
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 5
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 5
Fecha de Inicio: 11/10/2011
Fecha de
terminación: 14/10/2011
Lote: 104
Fecha de Exp.: 02-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 3 2 2.5 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2.2 mg/ml
NIVEL 3 1 4
Conclusión:
__________________________________________________________________________
92
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 6
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 6
Fecha de Inicio: 17/10/2011
Fecha de
terminación: 20/10/2011
Lote: 102
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2.4 mg/ml
NIVEL 3 2 3
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
93
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 7
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 7
Fecha de Inicio: 24/10/2011
Fecha de
terminación: 27/10/2011
Lote: 101
Fecha de Exp.: 09-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2.6 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2 mg/ml
NIVEL 3 0 5
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2 mg/ml
NIVEL 3 0 5
Conclusión:
__________________________________________________________________________
94
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 8
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 8
Fecha de Inicio: 07/11/2011
Fecha de
terminación: 10/11/2011
Lote: 100
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 5 0 2.2 mg/ml
NIVEL 3 1 4
Conclusión:
__________________________________________________________________________
95
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 9
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 9
Fecha de Inicio: 14/11/2011
Fecha de
terminación: 17/11/2011
Lote: 99
Fecha de Exp.: 02-03-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 2 3 1.4 mg/ml
NIVEL 3 0 5
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 2 3 1 mg/ml
NIVEL 3 0 5
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2.4 mg/ml
NIVEL 3 2 3
Conclusión:
__________________________________________________________________________
96
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 10
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 10
Fecha de Inicio: 21/11/2011
Fecha de
terminación: 24/11/2011
Lote: 98
Fecha de Exp.: 02-03-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2.4 mg/ml
NIVEL 3 2 3
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2.4 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. xanthograma
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 5 0 2.4 mg/ml
NIVEL 3 2 3
Conclusión:
__________________________________________________________________________
97
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 11
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 11
Fecha de Inicio: 28/11/2011
Fecha de
terminación: 01/12/2011
Lote: 97
Fecha de Exp.: 03/2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2 mg/ml
NIVEL 3 0 5
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
98
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 12
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 12
Fecha de Inicio: 6/12/2011
Fecha de
terminación: 9/12/2011
Lote: 96
Fecha de Exp.: 07-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2 mg/ml
NIVEL 3 2 3
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2 mg/ml
NIVEL 3 1 4
B. xanthograma
NIVEL 1 4 2
NIVEL 2 3 2 1,6 mg/ml
NIVEL 3 1 4
Conclusión:
__________________________________________________________________________
99
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 13
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 13
Fecha de Inicio: 12/12/2011
Fecha de
terminación: 14/12/2011
Lote: 111
Fecha de Exp.: 07-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2,8 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
100
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 14
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 14
Fecha de Inicio: 19/12/2011
Fecha de
terminación: 21/12/2011
Lote: 108
Fecha de Exp.: 07-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 2 3 2 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 4 1 1,8 mg/ml
NIVEL 3 2 3
B. xanthograma
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 3 2 2 mg/ml
NIVEL 3 4 1
Conclusión:
__________________________________________________________________________
101
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 15
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 15
Fecha de Inicio: 03/01/2012
Fecha de
terminación: 05/01/2012
Lote: 107
Fecha de Exp.: 05-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 4 1 2,8 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
102
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 16
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 16
Fecha de Inicio: 09/01/2012
Fecha de
terminación: 10/01/2012
Lote: 106
Fecha de Exp.: 05-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2,8 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
103
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 17
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 17
Fecha de Inicio: 16/01/2012
Fecha de
terminación: 18/01/2012
Lote: 104
Fecha de Exp.: 05-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 5 0 1,8 mg/ml
NIVEL 3 1 4
B. atrox
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 2 3 1,6 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. xanthograma
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 1 4 1,8 mg/ml
NIVEL 3 4 1
Conclusión:
__________________________________________________________________________
104
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 18
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 15
Fecha de Inicio: 23/01/2012
Fecha de
terminación: 25/01/2012
Lote: 102
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
105
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 19
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 19
Fecha de Inicio: 30/01/2012
Fecha de
terminación: 01/02/2012
Lote: 101
Fecha de Exp.: 09-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 5 0 2,6 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 5 0 2,8 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2,8 mg/ml
NIVEL 3 4 1
Conclusión:
__________________________________________________________________________
106
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 20
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 20
Fecha de Inicio: 06/02/2012
Fecha de
terminación: 08/02/2012
Lote: 100
Fecha de Exp.: 10-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2,6 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2,8 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 5 0 2,6 mg/ml
NIVEL 3 4 1
Conclusión:
__________________________________________________________________________
107
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 21
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 21
Fecha de Inicio: 13/02/2012
Fecha de
terminación: 15/02/2012
Lote: 99
Fecha de Exp.: 02-03-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 3 2 2 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. atrox
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 2 3 2 mg/ml
NIVEL 3 4 1
B. xanthograma
NIVEL 1 2 3
NIVEL 2 2 3 1,8 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
108
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 22
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 22
Fecha de Inicio: 20/02/2012
Fecha de
terminación: 22/02/2012
Lote: 98
Fecha de Exp.: 02-02-2010
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 2 3
NIVEL 2 5 0 2,4 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 1 4 2,2 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2,2 mg/ml
NIVEL 3 1 4
Conclusión:
__________________________________________________________________________
109
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 23
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 23
Fecha de Inicio: 27/02/2012
Fecha de
terminación: 29/02/2012
Lote: 97
Fecha de Exp.: 03-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 3 2 2,6 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 2,6 mg/ml
NIVEL 3 3 2
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
110
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 24
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el Instituto Nacional de Higiene L.I.P.
Prueba N°: 24
Fecha de Inicio: 05/03/2012
Fecha de
terminación: 06/03/2012
Lote: 96
Fecha de Exp.: 07-2009
Vía de inoculación:
Intraperitoneal
Cantidad inoculada:
0.5 ml
DL50
Inoculadas:
4/250 ug
Animales usados:
Ratones blancos entre 17-18 granos
A. VIVOS A. MUERTOS
NIVEL DE
NEUTRALIZACIÓN
mg/ml
B. asper
NIVEL 1 4 1
NIVEL 2 5 0 2,8 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. atrox
NIVEL 1 3 2
NIVEL 2 5 0 2,6 mg/ml
NIVEL 3 5 0
B. xanthograma
NIVEL 1 5 0
NIVEL 2 5 0 3 mg/ml
NIVEL 3 5 0
Conclusión:
__________________________________________________________________________
111
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 1
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 111
FECHA DE CADUCIDAD: 07 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 2.6 mg/ml de veneno de B. asper; 2.4 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.7 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
112
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 2
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 108
FECHA DE CADUCIDAD: 07 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 2.5 mg/ml de veneno de B. asper; 2.2 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
113
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 3
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 107
FECHA DE CADUCIDAD: 05 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 2.8 mg/ml de veneno de B. asper; 2.6 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.4 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
114
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 4
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 106
FECHA DE CADUCIDAD: 05 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 2.5 mg/ml de veneno de B. asper; 2.5 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.5 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
115
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 5
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 104
FECHA DE CADUCIDAD: 02 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 2.5 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.2 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
116
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 6
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 102
FECHA DE CADUCIDAD: 10 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 2.4 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
117
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 7
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 101
FECHA DE CADUCIDAD: 09 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2.6 mg/ml de veneno de B. asper; 2.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
118
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 8
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 100
FECHA DE CADUCIDAD: 10 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 3.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.2 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
119
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 9
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 99
FECHA DE CADUCIDAD: 02 – 03 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 1.4 mg/ml de veneno de B. asper; 1.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.4 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
120
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 10
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 98
FECHA DE CADUCIDAD: 02 – 03 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 2.4 mg/ml de veneno de B. asper; 2.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2.4 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
121
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 11
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 97
FECHA DE CADUCIDAD: 03 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2.0 mg/ml de veneno de B. asper; 3.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
122
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 12
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 96
FECHA DE CADUCIDAD: 07 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2.0 mg/ml de veneno de B. asper; 2.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 1.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
123
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 13
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 111
FECHA DE CADUCIDAD: 07-2010
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 2.8 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
124
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 14
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 108
FECHA DE CADUCIDAD: 07 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 2 mg/ml de veneno de B. asper; 1.8 mg/ml de
veneno de B. atrox y 2 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
125
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 15
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 107
FECHA DE CADUCIDAD: 05 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 2.8 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
126
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 16
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 106
FECHA DE CADUCIDAD: 05 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 2.8 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
127
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 17
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 104
FECHA DE CADUCIDAD: 05 - 2010
RESULTADO: Neutraliza 1,8 mg/ml de veneno de B. asper; 1.6 mg/ml
de veneno de B. atrox y 1,8 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
128
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 18
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 102
FECHA DE CADUCIDAD: 10 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 3.0 mg/ml de veneno de B. asper; 3.0 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
129
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 19
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 101
FECHA DE CADUCIDAD: 09 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2,6 mg/ml de veneno de B. asper; 2,8 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2,8 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
130
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 20
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 100
FECHA DE CADUCIDAD: 10 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2,6 mg/ml de veneno de B. asper; 2,8 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2,6 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno.
131
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 21
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 99
FECHA DE CADUCIDAD: 02-03-2010
RESULTADO: Neutraliza 2 mg/ml de veneno de B. asper; 2 mg/ml de
veneno de B. atrox y 1,8 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
132
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 22
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 98
FECHA DE CADUCIDAD: 02-03-2010
RESULTADO: Neutraliza 2,4 mg/ml de veneno de B. asper; 2,2 mg/ml
de veneno de B. atrox y 2,2 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: No aprueba porque no neutraliza 2.5 mg/ml de
cada veneno.
133
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 23
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 97
FECHA DE CADUCIDAD: 03 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2,6 mg/ml de veneno de B. asper; 2,6 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3,0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno
134
PROTOCOLO DE RESULTADOS # 24
Prueba de seroneutralización del suero antiofídico producido en el
instituto Nacional de Higiene L.I.P.
LOTE # 96
FECHA DE CADUCIDAD: 07 - 2009
RESULTADO: Neutraliza 2,8 mg/ml de veneno de B. asper; 2,6 mg/ml
de veneno de B. atrox y 3.0 mg/ml de veneno de B. xanthograma
OBSERVACIONES: Aprueba porque neutraliza 2.5 mg/ml de cada
veneno
135
ANEXO 3. Protocolos de resultados para pruebas de hipersensibilidad como
efectos adversos por inoculación de sueros antiofídicos de más de
una año de almacenamiento.
LOTE
B. asper B. asper B. asper
Hipersensibilidad Hipersensibilidad Hipersensibilidad
Positivo Negativo Positivo Negativo Positivo Negativo
4 +
+
+
13
- +
-
15
- +
-
16
- +
-
18
-
-
-
19 +
+
+
20 +
+
+
23 +
+
-
24 +
+
-
TOTAL 5 4 8 1 3 5
136
ANEXO 3. Protocolos de resultados para dosis de potencia neutralizante por
inoculación de sueros antiofídicos de más de una año de
almacenamiento.
# Muestra LOTE ESPECIE AÑO CADUCIDAD RESULTADO CALF
1
111 B. asper 2010 2,6 Aprobado
111 B. atrox 2010 2,4 Reprobado
111 B. xanthograma 2010 2,7 Aprobado
2
108 B. asper 2010 2,5 Aprobado
108 B. atrox 2010 2,2 Reprobado
108 B. xanthograma 2010 3 Aprobado
3
107 B. asper 2010 2,8 Aprobado
107 B. atrox 2010 2,6 Aprobado
107 B. xanthograma 2010 2,4 Reprobado
4
106 B. asper 2010 2,5 Aprobado
106 B. atrox 2010 2,5 Aprobado
106 B. xanthograma 2010 2,5 Aprobado
5
104 B. asper 2010 3 Aprobado
104 B. atrox 2010 2,2 Reprobado
104 B. xanthograma 2010 2,5 Aprobado
6
102 B. asper 2009 3 Aprobado
102 B. atrox 2009 2,4 Reprobado
102 B. xanthograma 2009 3 Aprobado
7
101 B. asper 2009 2,6 Aprobado
101 B. atrox 2009 2 Reprobado
101 B. xanthograma 2009 2 Reprobado
8
100 B. asper 2009 3 Aprobado
100 B. atrox 2009 3 Aprobado
100 B. xanthograma 2009 2,2 Reprobado
9
99 B. asper 2010 1,4 Reprobado
99 B. atrox 2010 1 Reprobado
99 B. xanthograma 2010 2,4 Reprobado
10
98 B. asper 2010 2,4 Reprobado
98 B. atrox 2010 2 Reprobado
98 B. xanthograma 2010 2,4 Reprobado
11
97 B. asper 2009 2 Reprobado
97 B. atrox 2009 3 Aprobado
97 B. xanthograma 2009 3 Aprobado
12
96 B. asper 2009 2 Reprobado
96 B. atrox 2009 2 Reprobado
96 B. xanthograma 2009 1 Reprobado
13 111 B. asper 2010 3 Aprobado
111 B. atrox 2010 2,8 Aprobado
137
111 B. xanthograma 2010 3 Aprobado
14
108 B. asper 2010 2 Reprobado
108 B. atrox 2010 1,8 Reprobado
108 B. xanthograma 2010 2 Reprobado
15
107 B. asper 2010 3 Aprobado
107 B. atrox 2010 2,8 Aprobado
107 B. xanthograma 2010 3 Aprobado
16
106 B. asper 2010 3 Aprobado
106 B. atrox 2010 2,8 Aprobado
106 B. xanthograma 2010 3 Aprobado
17
104 B. asper 2010 1,8 Reprobado
104 B. atrox 2010 1,6 Reprobado
104 B. xanthograma 2010 1,8 Reprobado
18
102 B. asper 2009 3 Aprobado
102 B. atrox 2009 3 Aprobado
102 B. xanthograma 2009 3 Aprobado
19
101 B. asper 2009 2,6 Aprobado
101 B. atrox 2009 2,8 Aprobado
101 B. xanthograma 2009 2,8 Aprobado
20
100 B. asper 2009 2,6 Aprobado
100 B. atrox 2009 2,8 Aprobado
100 B. xanthograma 2009 2,6 Aprobado
21
99 B. asper 2010 2 Reprobado
99 B. atrox 2010 2 Reprobado
99 B. xanthograma 2010 1,8 Reprobado
22
98 B. asper 2010 2,4 Reprobado
98 B. atrox 2010 2,2 Reprobado
98 B. xanthograma 2010 2,2 Reprobado
23
97 B. asper 2009 2,6 Aprobado
97 B. atrox 2009 2,6 Aprobado
97 B. xanthograma 2009 3 Aprobado
24
96 B. asper 2009 2,8 Aprobado
96 B. atrox 2009 2,6 Aprobado
96 B. xanthograma 2009 3 Aprobado
138
Figura 1. Jaula de ratones experimentales
León José. 2013 Tesis de Grado
Figura 2. Lotes de sueros antibothrópicos
León José. 2013 Tesis de Grado
139
Figura 3. Pesaje de sueros antiofídicos de más de una año de almacenamiento
León José. 2013 Tesis de Grado
Figura 4. Pesaje de sueros antiofídicos de más de una año de almacenamiento
León José. 2013 Tesis de Grado
140
Figura 5. Desinfección de ratones e inoculación vía intraperitoneal de suero
antibothrópicos.
León José. 2013 Tesis de Grado
Figura 6. Inoculación vía intraperitoneal de sueros antibotrhópicos de más de
una año de almacenamiento.
León José. 2013 Tesis de Grado