ANEXO-I Fichas de asignaturas · Asignatura inicial del curso, obligatoria y teórica dentro del...

ANEXO-I

Fichas de asignaturas Se proporcionan las fichas de las asignaturas de acuerdo con el modelo propuesto y ordenadas dentro de cada uno de los módulos del Máster.

1. FICHAS ASIGNATURAS MÓDULO COMÚN

Módulo Materia Asignatura Acrónimo M.1. Introd. a la Investigación Introducción a la Investigación Biomédica INTR

Señalización Celular SEÑAL M. 2. Transducción de señales y comunicación celular

Técnicas básicas de cultivo celular y transfección

CULT

Aplicaciones de la Biología Molecular en Medicina

BIOLMOL

Bioinformática BIOINF

Común

M.3. Biología Molecular

PCR cuantitativa a tiempo real QPCR

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) INTRODUCCION A LA INVESTIGACION BIOMEDICA

1 Créditos ECTS: Carácter: FB: Formación Básica; OB: Obligatoria; OP: Optativa; TF: Trabajo Fin de Carrera; PE: Practicas externas; MX:Mixto

3 FB OB

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Asignatura inicial del curso, obligatoria y teórica dentro del Módulo común. Tiene una parte inicial de una semana de duración con asistencia a clases magistrales y realización de trabajos que se desarrolla durante la semana 1 todas las tardes de 16 a 18 h. La asignatura incluye una segunda parte de asistencia a todos los seminarios de investigación del IBGM (entre 20 y 25 seminarios por curso) durante todo el curso académico.

3 Requisitos previos:

Admisión al programa Máster.

4 Competencias: (indicar las competencias que se desarrollan)

Se trabajan principalmente las competencias generales G1, G4, G6 y G7 y la competencia específica E.4.

5 Actividades formativas con su contenido en ECTS, su metodología de enseñanza y aprendizaje y su relación con las competencias a desarrollar:

Actividades Horas

presenciales Horas trabajo

autónomo Total Clases teóricas 10 10 20 Seminarios 22 22 44 Tutorías 1 10 11 Preparación de examen - Examen y revisión - - Total 33 42 75

Actividades presenciales; Asistencia a las clases teóricas de la primera semana así como a los seminarios de investigación del IBGM durante todo el curso académico. Discusión en grupo de distintos aspectos de la Investigación Biomédica.

Actividades no presenciales: Realización de trabajos de investigación sobre divulgación científica y ética de la investigación durante la primera semana del curso. Elaboración de memorias sobre todos y cada uno de los seminarios de investigación que se celebrarán en el IBGM.

5.1 Resultados de aprendizaje: Los alumnos se familiarizarán con conceptos y realidades propias de la actividad investigadora en el área de la Biomedicina y otros aspectos importantes en la carrera investigadora. Los alumnos aprenderán a enfrentarse de modo crítico a la actividad científica y a la asimilación de conocimientos científicos.

6 Sistemas de evaluación:

Los alumnos será sometidos a evaluación contínua durante la semana de duración de la asignatura. Los trabajos prácticos por escrito serán evaluados. Se evaluarán las memorias de los seminarios de investigación presentadas por los alumnos.

7 Contenidos de la asignatura: (Breve descripción de la asignatura)

1ª parte. Introducción a la investigación biomédica: Asistencia presencial (10 h presenciales más trabajos prácticos). Duración: una semana. Se abordarán de modo teórico los siguientes temas:

1. Introducción a la investigación biomédica: El objetivo de la investigaciön: Generacion de nuevo conocimiento basico y/o aplicado; el grupo de investigación; el centro de investigación; el proyecto de investigacion; la carrera investigadora; investigacion basica; clinica y traslacional; patentes y propiedad intelectual.

2. Divulgación y evaluación científica. Publicaciones científicas; pubmed; estructura e una publicacion científica; tipos de publicaciones; evaluacion de la actividad cientifica e indice de impacto; periodismo y cine cientifico; Trabajo practico de evaluacion de actividad cientifica.

3. Prevención de riesgos laborales en el laboratorio. Riesgos generales; tratamiento de residuos orgánicos y biológicos; radiactividad, etc.

4. Aspectos eticos de la investigación biomédica. Etica cientifica; reconocimiento, fabricacion y fraude; investigacion con animales; investigación con seres humanos; investigacion genetica; bioética; Trabajo práctico de análisis bioético.

2ª parte. Asistencia y elaboracion de memorias de seminarios de investigacion a lo largo del curso

académico.

8 Comentarios adicionales: (Cualquier aspecto, no descrito en los apartados anteriores) La asignatura será impartida por el coordinador, un científico del CSIC, y otros especialistas en aspectos como el periodismo científico, prevención de riesgos laborales y bioética. Los seminarios de investigación serán impartidos por especialistas de reconocido prestigio tanto nacionales como internacionales, pero siempre externos al IBGM. La elaboración de la memoria del trabajo de investigación se hará en el idioma en que sea presentado bien en Español o Inglés.

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Señalización Celular


4,5 FB OB 2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración:

La asignatura se imparte a lo largo de 4 semanas (semanas 1 a 4 del Master) dentro del módulo común inicial y a razón de dos horas diarias en horario de tarde (18 a 20 h).


Admisión al Máster


Se trabajan principalmente las competencias generales G1, G2, G4 y G7 y la competencia específica E.1 y E.3.


Actividades Horas presenciales

Horas trabajo autónomo Total

Clases teóricas 34 40 74 Tutorías 12 - 12 Preparación de examen - 20 20 Examen y revisión 6,5 - 6,5 Total 52,5 60 112,5

El curso consta de dos tipos de actividades claramente diferenciadas: 1. Unas sesiones “teóricas”, en las que los profesores explican los contenidos de la asignatura. Estas

sesiones se presentan en forma de presentaciones basadas en “power point” que se acompañan en ocasiones de videos y tienen un diseño interactivo para favorecer la participación del alumno.

2. Unas sesiones “prácticas”, en las que los alumnos exponen públicamente (a compañeros y profesores del curso) trabajos monográficos relacionados con los temas tratados en las sesiones teóricas. Cada alumno es tutorizado por un profesor, que le facilita los artículos y revisiones científicas en que se basará su exposición y le orienta y asesora sobre la mejor realización de la misma. La exposición dura entre 20 y 30 minutos y a continuación se abre un coloquio en el que participan profesores y alumnos.

5.1 Resultados de aprendizaje: • Como resultado del aprendizahe el alumno conocerá los elaborados mecanismos de señalización

desarrollados por las células de los organismos pluricelulares para comunicarse entre sí y con su entorno.

• Será capaz de describir las distintas vías de señalización, los elementos implicados en ellas, sus mecanismos de regulación y los procesos que se afectan por su malfunción.

• Conocerá el papel de las señales extracelulares y los pequeños mediadores intracelulares en los procesos biológicos básicos como la proliferación, diferenciación y muerte celular, la migración de las células, la organización de tejidos, el metabolismo o la percepción.

• Deberá identificar a nivel molecular los mecanismos de transducción que permiten la comunicación intercelular específica, como en el caso de la transducción sensorial o la comunicación sináptica en general


Un criterio fundamental para la evaluación será el trabajo monográfico realizado por el alumno. Se valorará además del grado de comprensión y profundización científica, la claridad en la exposición y la metodología empleada; ya que uno de los fines que se persiguen es que los alumnos aprendan a exponer en público sus propios resultados de investigación en un futuro. Otro de los criterios utilizados para la evaluación es la asistencia y grado de participación en las sesiones teóricas.


1. Principios generales de Señalización Celular 2. Receptores de superficie celular y receptores intracelulares: clasificación y características generales

de la señalización acoplada a los distintos tipos de receptores 3. Receptores nucleares: estructura y mecanismo de acción. Señalización por NO 4. Señalización a través de receptores de superficie acoplados a Proteínas G 5. Superfamilia de Proteínas G heterotriméricas: Tipos, características y mecanismos de regulación 6. Señalización a través de receptores de superficie asociados a enzimas. Receptores con actividad

tirosinaquinasa. 7. Fosforilación en tirosinas y señalización: Protein quinasas y Protein fosfatasas 8. Superfamilia de proteínas G pequeñas monoméricas: tipos, características y mecanismos de

regulación 9. Cascada de las MAP quinasas 10. Homeostasis del calcio intracelular. El ión calcio como mensajero intracelular 11. Canales de calcio intracelulares 12. Vías de señalización implicadas en la transducción sensorial 13. Vías de señalización implicadas en la reacción inflamatoria 14. Vías de señalización implicadas en la muerte celular

8 Comentarios adicionales: (Cualquier aspecto, no descrito en los apartados anteriores)

Esta asignatura teórica está asociada a la asignatura práctica obligatoria de Técnicas básicas de cultivo celular y transfección.

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) TÉCNICAS BÁSICAS DE CULTIVO CELULAR Y TRANSFECCIÓN


1,5 FB OB 2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración:

El curso de técnicas básicas de cultivo celular y transfección se imparte dentro del modulo común del Master Este curso práctico esta ligado al curso teórico obligatorio del modulo común “Señalización Celular”. Así, los alumnos tienen un complemento práctico de la asignatura teórica obligatoria. Además este curso práctico imparte unos conocimientos que van a ser necesarios para muchos de los otros cursos mas específicos del master y por supuesto necesario en sus salidas profesionales. El curso se impartiría en horario de mañana durante toda una semana, la semana 6 del Master.


Admisión en el Master.


Se trabajan principalmente las competencias generales G2 y G7 y la competencia específica E.6.




Clases teóricas 5 4 9 Seminarios y Prácticas 20 4 24 Tutorías 4,5 4,5 Preparación de examen - Examen y revisión - - Total 29,5 8 37,5

Actividades presenciales; Los alumnos asistirán a sesiones teóricas aplicadas y a sesiones prácticas. 1. Se impartirán sesiones teóricas aplicadas previas a la sesión practica correspondiente en las que se explicarán los conceptos básicos y los fundamentos técnicos de las practicas a realizar. Estas sesiones se imparten a un grupo reducido de alumnos (máximo de 4) y tienen un diseño interactivo, que favorece la participación del alumno. 2. Sesiones prácticas en el cuarto de cultivos, en las que los alumnos se organizan en parejas. Tras una demostración del profesor, los alumnos realizarán la práctica bajo la supervisión del profesor y siguiendo el protocolo que se les habrá proporcionado previamente. Actividades no presenciales: Para poder adquirir las competencias descritas los alumnos deberán además realizar su propio cuaderno de laboratorio. A los alumnos se les entregará un cuaderno de protocolos y normas de uso. Los alumnos deberán recopilar todos los pasos del protocolo, datos e incidencias en un cuaderno de laboratorio que será entregado al profesor para su evaluación. Actividades y recursos propuestos por el profesor

El profesorado pondrá a disposición de los alumnos diferentes recursos en la plataforma informática y propondrá a los alumnos actividades relacionadas con ellos. Estas serán realizadas en la plataforma directamente durante todo el primer cuatrimestre Participación en el foro del curso: El uso de la plataforma MOODLE nos permitirá no solo poner a disposición de los alumnos los recursos necesarios sino además tener un contacto mas directo con ellos a lo largo de todo el master para poder solucionar problemas que aparezcan una vez acabada la docencia presencial. Para ello se abrirá un foro en la plataforma informática en el que podrán participar todos los profesores y alumnos. Tutoría presencial y personalizada Una tutoría presencial unas semanas después de las clases presenciales siempre es necesaria y puede resolver dudas que en el foro resulten complicadas.

5.1 Resultados de aprendizaje: Al finalizar este curso los alumnos habrán adquirido los conceptos básicos para el cultivo de células animales. Lo que les permitirá dominar con mas criterio las técnicas básicas para el cultivo celular. Serán capaces de trabajar adecuadamente en un cuarto de cultivo sin poner en peligro ni sus cultivos ni los ajenos. Serán capaces de cultivar células de diferentes tipos ya que conocerán los requerimientos específicos para cada tipo de cultivo celular. Podrán detectar cualquier problema en el cultivo y decidir la estrategia más conveniente para solucionarlo. Además, podrán testar diferentes técnicas de transfección celularpara evaluar la más eficaz para cada tipo celular.


Los alumnos durante las clases presenciales tendrán un contacto directo con cada profesor por el hecho de realizarse en grupos muy pequeños. Esto permite al profesor formarse una idea muy precisa del grado de adquisición de conocimientos y de habilidades prácticas a la hora de trabajar en un cuarto de cultivos. Además el profesor evaluará el cuaderno de laboratorio que los alumnos deben realizar. Por último el hecho de utilizar la plataforma informática permite al profesor tener mucha información sobre el alumno: Actividades “on line” propuestas, participación en el foro y tiempo de dedicación a cada tarea.


1. Sesiones teóricas aplicadas: 1.- Introducción a la técnica del cultivo celular 1.1.- El laboratorio de cultivos celulares 1.2.- Esterilización de medios y material. 1.3.- Métodos y hábitos de trabajo 1.4.- Crioconservación celular 1.5. Contaminaciones y recomendaciones de uso del cuarto de cultivo 2.- Tecnología de los cultivos celulares 2.1.- Requerimientos físico-químicos y nutritivos de los cultivos celulares 2.2.- Métodos de digestión y cultivo. 2.3.- Método de cultivo de células en suspensión 2.4.- Método de cultivo de células adherentes 2.5.- Cinética de la proliferación celular 2.6.- Cultivos primarios 3.- Metodología de la transfección de DNA 3.1.- Introducción a las técnicas de transfección 3.2.- Diferentes métodos de transfección 2. Sesiones prácticas:

1. Esterilización de medios y materiales. 2. Subcultivo de una línea celular en suspensión. 3. Tripsinización y subcultivo de una línea celular adherente. 4. Cinética de la proliferación celular

3.1.- Cómputo celular 3.2.- Tiempo de duplicación 3.3.- Número de divisiones 3.4.- Curva de crecimiento

5. Criopreservación y descongelación de una línea celular. 6. Establecimiento de un cultivo primario. 7. Test de contaminación con micoplasma. 8. Transfección por el método de la lipofectamina de un cultivo celular. 9. Transfección por nucleofección de un cultivo celular.


El profesorado de esta asignatura está compuesto por doctores expertos en diferentes tipos de cultivos celulares así como en transfecciones. Además contaremos con la colaboración de Jesús Fernández especialista en el campo de los cultivos celulares y en el manejo de cultivos en ambientes de alta esterilidad como las Salas Blancas de producción celular para terapia celular en humanos. En esta asignatura se utilizará la plataforma informática MOODLE recientemente implantada en la Universidad de Valladolid para poder ser utilizada en la docencia.

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) APLICACIONES DE LA BIOLOGÍA MOLECULAR EN BIOMEDICINA


3 FB OB 2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración:

Asignatura teórica obligatoria de 3 ECTS impartida dentro del módulo común inicial. Se imparte durante 3 semanas (semanas 2,3 y 4) del Master inmediatamente después de la Introducción a la Investigación Biomédica a razón de 2 h diarias en horario de tarde (16 a 18 h).


Admisión en el Máster.


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G4 y G7, así como las competencias específicas E.2, E.3 y E.5 del Máster.




Clases teóricas 28 22 50 Tutorías 3 - 3 Preparación de examen - 20 20 Examen y revisión 2 - 2 Total 33 42 75

Sesiones presenciales: En una serie de sesiones teóricas presenciales se explican los conceptos básicos y los fundamentos técnicos y de los sistemas de análisis. Estas sesiones tienen un diseño interactivo, que trata de fomentar la participación del alumno. Previamente al comienzo de la sesión, los alumnos tienen el guión de las charlas y el material gráfico utilizado, que incluye además información sobre artículos y direcciones de internet donde pueden ampliar los aspectos que les resulten más interesantes. Esta formación es complementada con tutorías, trabajo autónomo y preparación del examen. Sesiones No presenciales: En paralelo a las sesiones teóricas, los alumnos deberán elaborar un trabajo escrito en el que plantearán una serie de objetivos concretos y el desarrollo de la metodología a utilizar, explicando el principio básico de esa metodología, la justificación de su uso, los pasos que deben realizarse y los resultados que se esperan obtener.

5.1 Resultados de aprendizaje:

Al final de la asignatura los alumnos deberán tener conocimientos a nivel teórico-práctico de una serie de técnicas de Biología Molecular de interés tanto en la investigación básica como en la Biomedicina aplicada, con especial atención a aquellas técnicas relacionadas con el diagnóstico, seguimiento y terapia de enfermedades humanas. Además, deberá haber adquirido los fundamentos teóricos, su potencial para el

estudio de problemas biológicos y limitaciones de las técnicas estudiadas, con especial énfasis en las técnicas de análisis del transcriptoma a nivel genómico, y en las técnicas de manipulación genética en organismos modelo, con un conocimiento crítico de la validez, usos, ventajas y desventajas de cada técnica tratada. Finalmente, el alumno será capaz de valorar, analizar e interpretar los resultados obtenidos con estas técnicas, familiarizándose con su diseño y su aplicación en proyectos concretos. Este aspecto, que entra en el campo de los contenidos transversales, constituirá además un elemento importante en la evaluación del curso.En resumen, el alumno deberá saber evaluar y decidir la aproximación desde la Biología Molecular más adecuada a la pregunta biomédica que se plantee contestar desde un punto de vista experimental.

6 Sistemas de evaluación: Se propondrá un tema para la realización de un mini-proyecto de investigación en el que se utilizarán las técnicas estudiadas. Los alumnos deberán elaborar un trabajo escrito sobre los objetivos concretos y el modo de alcanzarlos con metodologías explicadas. A la vista de estos trabajos, los profesores podrán plantear nuevas preguntas al alumno. Alternativamente se podrá proponer al alumno un trabajo de investigación ya publicado, en el que se valorará la adecuación de la metodología con los objetivos propuestos y logros alcanzados y la propuesta de métodos alternativos de análisis.


Fundamentos de Biología Molecular. En esta sección el alumno se familiarizará con los conceptos básicos de Biología y Genética moleculares necesarios para la mejor comprensión del resto del programa, tales como la organización genómica, expresión génica y su regulación y la tecnología del DNA recombinante. I)-Conceptos básicos de Biología Molecular y Genética II)-Regulación de la expresión génica III)-Organización genómica Fundamentos y aplicaciones de Técnicas de Análisis y Alteración de la Expresión Génica. En esta sección teórica se pretende que los alumnos obtengan conocimientos acerca de los fundamentos y usos de una serie de técnicas de análisis y de manipulación de la expresión génica. Se profundiza en las técnicas de análisis del transcriptoma a nivel genómico, y de las técnicas de manipulación genética en organismos modelo, estimulando una actitud crítica en cuanto a la validez, usos, ventajas y desventajas de cada técnica tratada. IV)-Tecnicas genómicas V)-Técnicas de análisis y alteración de la expresión génica. generación de organismos transgénicos VI)-Proteómica


La evaluación de calidad del curso se realizará en dos fases. 1) Realización de una encuesta a los alumnos que han realizado el curso al finalizar el mismo. 2) Realización de una segunda encuesta a los alumnos que han realizado el curso al cabo de 3-4 años, cuando todos ellos están en los estadios finales de la elaboración y defensa de su trabajo de tesis doctoral. Esta segunda encuesta proporciona información sobre la utilidad y aplicabilidad concreta de los conocimientos y destrezas obtenidos en el curso, siendo por tanto un medidor más fiable de la pertinencia del curso en términos generales. Los resultados obtenidos en estos dos tipos de encuesta se evalúan por los profesores del curso para decidir que aspectos conceptuales, metodológicos y prácticos que deben ser modificados. Esta asignatura teórica obligatoria está ligada a las asignaturas prácticas obligatorias del mismo módulo común de Bioinformática y PCR cuantitativa.

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) BIOINFORMÁTICA


1,5 FB OB

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Asignatura práctica y obligatoria del módulo común asociada a la asignatura teórica obligatoria del mismo módulo llamada “Aplicaciones de la Biología Molecular a la Biomedicina”. La asignatura tendrá una semana de duración (semana 5 del Máster) en horario de mañana.


Admisión al Máster.


Se trabajan principalmente las competencias generales G2 y G7 y las competencias específicas E.2 y E.5.


Horas de aprendizaje.



Clases teóricas 3 5 8 Seminarios y prácticas 18 8 26 Tutorías 2 - 2 Examen y revisión 1,5 - 1,5 Total 24,5 13 37,5

Actividades Presenciales: El alumno lleva a cabo todos los objetivos utilizando un ordenador personal conectado a Internet. Cada alumno cuenta con material específico para las tareas a realizar (secuencias génicas problema) que son personalizadas y elegidas por el profesor según el proyecto de investigación en el que se centrará la formación del alumno. El alumno cuenta con un guión detallado de los objetivos, las tareas específicas a realizar, y una lista de los sitios web que utilizará. El profesor lleva a cabo una breve introducción de conceptos básicos de Biología Computacional y Bioinformática. La presentación de dicha introducción la tiene también disponible el alumno previamente. En la parte práctica, y en paralelo con el alumno, el profesor lleva a cabo los objetivos propuestos con una secuencia génica problema diferente, y va guiando al alumno asistiéndose de la proyección en pantalla de su ventana informática. Se prevé la invitación para temas específicos de expertos en el área de la bioinformática. Actividades No presenciales: El alumno podrá desarrollar parte de su estudio de un modo no presencial para afianzar las materias teóricas y prácticas del curso.

5.1 Resultados de aprendizaje: Al final del curso los alumnos conocerán las herramientas bioinformáticas (de libre acceso en Internet) de aplicación rutinaria en diversas técnicas de Biología Molecular. Además, el alumno será capaz de valorar, analizar e interpretar los resultados obtenidos con estas herramientas. Este aspecto, que entra en el campo de los contenidos transversales, constituirá además un elemento importante en la evaluación del curso. Específicamente, alumno deberá conocer el algoritmo BLAST para la búsqueda y alineamiento de secuencias en bases de datos así como Analizar datos de perfiles de expresión génica de microarrays.


Control de asistencia. Examen práctico que explorará alguno(s) de los contenidos de la asignatura.


1) Determinación de la similitud de secuencia y estructura de ácidos nucleicos y proteínas. 2) Análisis de secuencias genómicas y de mRNA. 3) Alineamiento de secuencias y análisis filogenético. 4) Análisis de las propiedades de las proteínas derivadas de su estructura primaria. 5) Determinación de la estructura secundaria de las proteínas. 6) Análisis de datos de expresión por microarrays.


La evaluación de calidad del curso se realizará en dos fases. 1) Realización de una encuesta a los alumnos que han realizado el curso al finalizar el mismo. 2) Realización de una segunda encuesta a los alumnos que han realizado el curso al cabo de 3-4 años, cuando todos ellos están en los estadios finales de la elaboración y defensa de su trabajo de tesis doctoral. Esta segunda encuesta proporciona información sobre la utilidad y aplicabilidad concreta de los conocimientos

y destrezas obtenidos en el curso, siendo por tanto un medidor más fiable de la pertinencia del curso en términos generales. Los resultados obtenidos en estos dos tipos de encuesta se evalúan por los profesores del curso para decidir que aspectos conceptuales, metodológicos y prácticos deben ser modificados.

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre)

QPCR. PCR cuantitativa a tiempo real con sondas Taqman y agentes intercalantes


1,5 FB OB

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Curso práctico obligatorio del módulo común de 1 semana de duración (semana 4 del Máster) que se impartirá por la mañana. Este curso práctico es el primero del Máster y está asociado a la asignatura teórica obligatoria del módulo común “Aplicaciones de la Biología Molecular en Biomedicina”.


Admisión al Máster.


Se trabajan principalmente las competencias generales G2 y G7 y la competencia específica E.6.




Clases teóricas 5 4 9 Seminarios y Prácticas 20 4 24 Tutorías 4,5 4,5 Preparación de examen - Examen y revisión - - Total 29,5 8 37,5

Actividades presenciales; Los alumnos asistirán a sesiones teóricas aplicadas y a sesiones prácticas.

1. Se impartirán sesiones teóricas en las que se explican los conceptos básicos y los fundamentos técnicos y de los sistemas de análisis. Estas sesiones se imparten a un grupo reducido de alumnos (máximo de 6) y tienen un diseño interactivo, que favorece la participación del alumno.

2. Sesiones prácticas en las que tras presentar los distintos instrumentos y hacer que los alumnos se familiaricen con su manejo, cada grupo ha de diseñar, preparar y llevar a cabo un experimento de cuantificación a tiempo real en algún gen que se le asigne. El diseño de los experimentos incluye controles positivos y negativos, calibradores y diluciones seriadas de las muestras para certificar la validez del experimento y poder detectar posibles fallos en su diseño o ejecución.

3. Unas sesiones de análisis y evaluación, en las que los alumnos han de ser capaces de presentar, interpretar y discutir los resultados obtenidos manejando el programa de análisis. Estas sesiones se llevan a cabo de nuevo en los grupos de 6 alumnos.

Actividades No presenciales; Los alumnos deberán llevar a cabo trabajo autónomo para afianzar los conocimientos enseñados y analizar los resultados obtenidos.


El alumno se familiará con los fundamentos del PCR cuantitativo, sus aplicaciones, las distintas modalidades de utilización y aprenderá a valorar e interpretar los resultados obtenibles. En el campo de las destrezas y habilidades, el alumno aprenderá el uso de los equipos, presentándole más de un modelo de termociclador y de sistema de análisis. El alumno sabrá planificar, preparar y llevar a cabo una cuantificación utilizando uno de los modelos disponibles. Finalmente, en el campo de los contenidos transversales, el alumno será capaz de analizar e interpretar los resultados obtenidos, familiarizándose con el programa de análisis, para referirlos a una curva patrón y valorar desde su propia experiencia los aspectos técnicos y conceptuales más complejos

de la técnica.


Los alumnos están durante todo el curso acompañados por uno de los profesores responsables, que se encarga de impartir los contenidos teóricos en la primera parte del curso, y que en el resto de las actividades actúa como observador y facilitador de la tarea a realizar por los alumnos. Esto permite al profesor formarse una idea muy precisa del grado de adquisición de conocimientos teóricos, así como de las habilidades prácticas de los alumnos a la hora de manejar las muestras, los aparatos y el programa de análisis. La evaluación que de esta forma hace el profesor se confronta con el ejercicio de evaluación que supone la realización de un experimento por parte del alumno. Este experimento es además idóneo como ejercicio de autoevaluación ya que el objetivo que se persigue es que sea capaz de evaluar críticamente los resultados obtenidos para detectar fallos metodológicos, de ejecución, de análisis o conceptuales. Puesto que ellos mismos han de ejecutar todo el proceso, obtienen una información muy precisa con respecto al grado de comprensión de la técnica que han alcanzado y por tanto el grado de consecución de los objetivos del curso.


• Introducción a la PCR a tiempo real: consideraciones básicas, ventajas, instrumentación, química. • Estrategias de cuantificación más comunes y sus fundamentos: el método de cuantificación relativo

frente al absoluto. • Conceptos básicos para el análisis de los resultados: eficiencia de las reacciones, curvas patrones,

genes normalizadores. Aplicaciones y limitaciones de la técnica. • Ejemplos prácticos: estudio de su diseño, su ejecución y su interpretación.


Esta asignatura práctica obligatoria está ligada a la asignatura teórica obligatoria de Aplicaciones de la Biología Molecular a la Biomedicina.

2. FICHAS ASIGNATURAS MÓDULO ESPECÍFICO I (MECANISMOS MOLECULARES)

Módulo Materia Asignatura AcrónimoBases moleculares del transporte de membrana y la excitabilidad celular TRANSP M.4. Fisiología General y

Biofísica Medida de corrientes iónicas con la técnica de patch-clamp PATCH

Calcio y función celular CALCIO M.5. Señalización por calcio Técnicas fluorométricas de medida de

calcio intracelular CA-

FLUOR Estructura y función de proteínas CIENC M.6. Proteínas Técnicas de investigación en proteínas CIENC-P Hipoxia y especies reactivas de oxígeno en biología y medicina ROS

Espe

cífic

o I

M

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ism

os M

olec

ular

es

M.7. Radicales libres Radicales libres y ROS ROS-P

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Bases moleculares del transporte de membrana y la excitabilidad celular


3 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Asignatura teórica que se incluye en el Módulo Específico I (Mecanismos Moleculares) se impartirá por las tardes 2 h diarias durante 3 semanas (LAS SEMANAS 7-9).


Haber superado el Módulo Común.


Se desarrollan fundamentalmente las competencias generales G1, G2, G6 y G7 y las específicas E1, E2 y E3


En esta asignatura se utilizará la plataforma informática MOODLE. Actividades Horas presenciales Horas de trabajo

autónomo Total

Clases teóricas 28 10 38 Actividades y recursos 2 28 30

Participación en el foro

del curso - 5 5

Evaluación 1 1 2 Total 31 44 75

Clases teóricas: descripción teórica de los distintos temas de que consta la asignatura Actividades y recursos: los profesores que imparten el curso pondrán en la plataforma digital recursos y actividades que los estudiantes deberán realizar durante las tres semanas de duración. Entre los recursos existirán una serie de trabajos bibliográficos que los alumnos deberán preparar y presentar en la última sesión del curso.

Foro: los alumnos participarán en él a lo largo de la duración de la asignatura y discutirán sus dudas o debatirán sobre algunos temas que se señalan en las actividades de la plataforma digital.

5.1 Resultados de aprendizaje: El alumno deberá tener un conocimiento general de la estructura y función de las membranas biológicas: estructura y composición de las membranas, bases biofísicas de los mecanismos de transporte que en ellas acontecen y proteínas implicadas en los mismos: distintos tipos de transportadores y canales iónicos, tanto dependientes de voltaje como operados por receptor y técnicas utilizadas para el estudio de los mismos. Deberá conocer las consecuencias fisiopatológicas de las alteraciones en la expresión o la función de estos mecanismos de transporte: Deberá adquirir una visión general de los mecanismos de la transmisión sináptica y la exocitosis.


Evaluación continuada: se evaluarán las actividades que los alumnos han de realizar en la plataforma digital MOODLE, así como su participación en el foro. Presentación de un trabajo bibliográfico: el último día cada alumno presentará un trabajo bibliográfico relacionado con los contenidos de la asignatura mediante una presentación de power point tras lo cual se realizará una corta discusión.


1. BIOMEMBRANAS Y TRANSPORTE. Composición de las membranas biológicas, estructura y recambio. Composición de los fluidos intra y extracelulares. Flujo de agua a través de las membranas biológicas: balance osmótico. Movimientos de solutos y mecanismos de transporte.

2. TERMODINAMICA DEL TRANSPORTE DE MEMBRANA. Potencial químico de un soluto. Cambios en la energía libre asociados a los flujos de soluto. Potencial electroquímico. El efecto Gibbs-Donann y sus consecuencias en el equilibrio electroquímico y osmótico de las células. Acoplamiento bioenergético de los procesos de transporte.

3. CINÉTICA DEL TRANSPORTE DE MEMBRANA. Difusión. Cinética del transporte de sustancias lipofílicas: Difusión simple. Cinética del transporte mediado por proteínas de membrana. Diferencias cinéticas entre los distintos mecanismos de transporte.

4. POTENCIAL DE MEMBRANA. EQUILIBRIOS IÓNICOS. Propiedades eléctricas de las membranas. Mantenimiento de la distribución de iones. Potencial de difusión y potencial de equilibrio: ecuación de Nernst. Potencial de membrana y permeabilidades iónicas. Mantenimiento del potencial de reposo.

5. BASES DE LA EXCITABILIDAD DE LA MEMBRANA. El potencial de acción. Flujos iónicos responsables del potencial de acción. Reconstrucción del potencial de acción: el modelo de Hodgkin y Huxley.

6. TÉCNICAS PARA EL ESTUDIO DEL TRANSPORTE DE MEMBRANA. Purificación y reconstrucción de las proteínas transportadoras. Expresión en sistemas heterólogos. Métodos ópticos y electrofisiológicos. Estudios de relación estructura-función de las proteínas transportadoras. Abordajes genéticos para analizar la función de las proteínas transportadoras.

7. PROTEÍNAS TRANSPORTADORAS QUE CREAN GRADIENTES DE SOLUTOS. Transporte activo primario. Estructura y función de las ATPasas. El transporte de Na-K como modelo de transporte activo.

8. PROTEÍNAS TRANSPORTADORAS QUE PROPAGAN GRADIENTES DE SOLUTO. Transporte activo secundario. Cotransportadores e intercambiadores. Transporte de solutos acoplado al gradiente de sodio.

9. PROTEÍNAS TRANSPORTADORAS QUE DISIPAN GRADIENTES DE SOLUTO I. La superfamilia de los canales iónicos activados por voltaje: Estructura, función y evolución. Bases moleculares de la dependencia de voltaje y la permeabilidad selectiva. Contribución de los canales iónicos dependientes de voltaje al mantenimiento de la excitabilidad celular. Canalopatías.

10. PROTEÍNAS TRANSPORTADORAS QUE DISIPAN GRADIENTES DE SOLUTO II. La superfamilia de los canales iónicos operados por ligando. Receptores ionotropos y metabotropos: estructura, modulación y funciones. El receptor nicotínico de acetilcolina como paradigma de los canales activados por ligandos.

11. TRANSMISIÓN SINÁPTICA. Introducción. Sinapsis excitatorias e inhibitorias. Potenciales postsinápticos. Identificación de neurotransmisores: aminas, aminoácidos y péptidos. Manipulación farmacológicade la actividad sináptica.

12. EXOCITOSIS. Introducción. Concepto de acoplamiento estímulo-secreción. Demostración experimental de la exocitosis en la célula cromafin. Gránulos secretores y vesiculas sinápticas. Modelo general del tráfico de vésiculas sinápticas: movilización, cebo, atraque, fusión y reciclaje. Maquinaria molecular de fusión y mecanismos de liberación: el complejo de fusión. El endosoma y el pool de vesículas estables

8 Comentarios adicionales: (Cualquier aspecto, no descrito en los apartados anteriores) La asignatura va ligada a una asignatura de carácter práctico “Medida de corrientes iónicas con la técnica de patch-clamp”

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE.

Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) MEDIDA DE CORRIENTES IÓNICAS CON LA TÉCNICA DE PATCH-CLAMP

1 Créditos ECTS: Carácter: FB: Formación Básica; OB: Obligatoria; OP: Optativa; TF: Trabajo Fin de Carrera; PE: Practicas externas; MX:Mixto1,5 FB OB OP TFC PE MX

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración:

Se imparte la semana 10 En horario de mañanas, de 9 a 3 de lunes a viernes


Haber cursado el Módulo Común del Máster Es una asignatura obligatoria para aquellos alumnos matriculados en la asignatura teórica “Bases Moleculares del Transporte de Membrana y la Excitabilidad Celular”


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G3 G4 y G7 y las específicas E1, E5 y E6


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 4 10 14 Seminarios y prácticas 16,5 5 21,5 Tutorías - - - Examen y revisión 1 1 2 Total 21,5 16 37,5

5.1 Resultados de aprendizaje: 1. Conocer los fundamentos de la técnica de patch-clamp, sus aplicaciones y sus distintas modalidades

de utilización y que aprenda a valorar e interpretar los resultados obtenibles. 2. Familiarizarse a nivel instrumental con el uso de los aparatos de registro, así como con el análisis y la

interpretación de los registros. El alumno ha de saber preparar soluciones, fabricar electrodos y llevar a cabo registros en la modalidad de whole-cell y/o single channel en una preparación modelo

3. Aprender a participar de forma activa en la planificación, el diseño y la ejecución de los experimentos encaminados a resolver un problema concreto que se le plantea.

4. Saber analizar, interpretar y presentar los resultados obtenidos


Evaluación continua: Los alumnos están durante todo el curso acompañados por uno de los profesores responsables, que se encarga de impartir los contenidos teóricos en la primera parte del curso, y que en el resto de las actividades actúa como observador y facilitador de la tarea a realizar por los alumnos. Esto permite al profesor formarse una idea muy precisa del grado de adquisición de conocimientos teóricos, así como de las habilidades prácticas de los alumnos a la hora de manejar las muestras, los aparatos y el programa de análisis. Ejercicio de evaluación: la realización de un experimento por parte del alumno, el análisis y presentación de los resultados y su valoración crítica. Ejercicio de autoevaluación: El ejercicio de evaluación es además idóneo como ejercicio de autoevaluación ya que se persigue que el alumno sea capaz de evaluar críticamente los resultados obtenidos para detectar fallos metodológicos, de ejecución, de análisis o conceptuales. Puesto que ellos mismos han de ejecutar todo el proceso, obtienen también una información muy precisa con respecto al grado de comprensión y manejo de la técnica que han alcanzado y por tanto el grado de consecución de los objetivos del curso.


1. Introducción y principios de la técnica del patch-clamp: procedimientos y técnicas, componentes electrónicos del equipo, fabricación de los electrodos, configuración y procedimientos experimentales. 2. Adquisición de los datos: filtrado, sustracción del leak, determinación de la capacidad y la resistencia, disección de los componentes de las corrientes registradas. 3. Análisis de los datos: Construcción de curvas corriente voltaje, protocolos de estudio de la cinética de las

corrientes, ajustes y determinación de las constantes de tiempo. 4. Limitaciones y posibles errores: la resistencia en serie y sus consecuencias, errores de fijación de voltaje. 5. Estudio de canales únicos: configuraciones especiales, protocolos y métodos de análisis, construcción de histogramas para el cálculo de la probabilidad de apertura y la amplitud de las corrientes.



Calcio y función celular 1 Créditos ECTS: Carácter: FB: Formación Básica; OB: Obligatoria; OP: Optativa; TF: Trabajo Fin de Carrera; PE: Practicas externas; MX:Mixto

3 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Ubicación: curso teórico optativo perteneciente al modulo 2. Duración: 2 horas cada día de clases presenciales en horario de tardes durante 3 semanas (semanas 12-12).


Haber realizado el módulo común del Master


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G4 y G6 y las específicas E1 y E3


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 26 30 56 Presentacion y discusión de trabajos científicos

4

8

12

Tutorías 2 2 4 Examen y revisión 1 2 3 Total 33 42 75

5.1 Resultados de aprendizaje: El alumno deberá obtener una visión global y actualizada de la señalización a través del calcio. Deberá conocer los principales componentes que contribuyen a generar o disipar la señal de calcio, las distintas técnicas existentes para medir calcio y el papel del calcio intracelular en funciones celulares como la contracción muscular o la proliferación celular.


La evaluación será continuada durante todo el curso. Se tendrá en cuenta la participación del alumno en las clases presenciales. Además se evaluará la presentación de un artículo científico seleccionado y la revisión de un tema.


Conceptos generales de la distribución espacio-temporal de la señal de calcio; Principales componentes que contribuyen a generar o disipar la señal de calcio; Distintas técnicas existentes para medir el calcio intracelular; Participación del calcio en funciones celulares especializadas como son la contracción muscular o la

proliferación; Hipótesis del calcio en la patogenia de las enfermedades neurodegenerativas.

8 Comentarios adicionales: (Cualquier aspecto, no descrito en los apartados anteriores) La asignatura va ligada a una asignatura de carácter práctico “Técnicas fluorométricas de medida de calcio intracelular”

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE.. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Técnicas fluorométricas de medida de calcio intracelular


1,5 FB OB OP TFC PE MX

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Curso práctico optativo que se realizará a lo largo de la semana 12 en horario de mañanas.


Haber cursado el Módulo Común del master Es una asignatura obligatoria para aquellos alumnos matriculados en la asignatura teórica “Calcio y función celular”


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G4, G5, G7 y específicas E5 y E6


En esta asignatura se utilizará la plataforma informática MOODLE. Actividades Horas presenciales Horas de trabajo

autónomo Total

Clases teóricas 4 9,5 13,5 Seminarios y prácticas 16 6 22 Participación en el foro

del curso - 2 2

Total 20 17,5 37,5 Clases teóricas: se imparten sesiones teóricas previas a la realización de la sesión práctica para explicar los fundamentos teóricos del trabajo a realizar. Actividades prácticas: en el laboratorio se realizarán las técnicas propuestas en la asignatura. Además tendrán que realizar algunas actividades complementarias en la plataforma digital MOODLE, además de participar en el foro de la asignatura. Se les entregará algunos trabajos monográficos relacionados con la técnica que deberán discutir Foro: los alumnos participarán en él a lo largo de la duración de la asignatura y discutirán sus dudas o debatirán sobre algunos temas que se señalan en las actividades de la plataforma digital.

5.1 Resultados de aprendizaje: 1. Conocer los distintos tipo de colorantes fluorescentes utilizados. 2. Saber realizar un espectro de emisión de un colorante. 3. Elección del colorante que mejor se adecua a nuestras necesidades 4. Saber realizar la calibración del colorante 5. Ser capaces de cargar unas células con el colorante elegido y realizar un experiemtno de medida de

calcio citosólico


Evaluación continuada de la evolución del alumno durante la realización del trabajo práctico y de las tareas programadas en la plataforma digital. Al finalizar la asignatura el alumno preparará un trabajo que incluya los datos obtenidos, la representación gráfica de los mismos y las conclusiones de las medidas realizadas.


1. Colorantes fluorescentes, origen, mecanismo de acción , utilización, ventajas e inconvenientes 2. Espectros de excitación y emisión 3. Métodos de carga en las células 4. Calibración 5. Cálculo de la concentración libre de calcio en el citosol de las células a partir de los valores de

fluorescencia


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE.. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) ESTRUCTURA Y FUNCIÓN DE PROTEÍNAS


3 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: La asignatura se imparte dentro del Módulo Específico I (Mecanismos Moleculares) a lo largo de tres semanas (las semanas 13-15) en horario de tardes y en sesiones de 2h diarias


Haber cursado el Módulo Común del Máster


Se trabajan principalmente las competencias generales G2, G3 y G4 y las específicas E1 y E.5


Estudio de las distintos tipos de estructuras de las proteínas utilizando aplicaciones informáticas para visualizar proteínas y archivos obtenidos de bancos de datos de proteínas (0,5 ECTS; Resultados de aprendizaje 1-3). Acceso a bancos de datos de proteínas a través del ordenador (0,1 ECTS; Resultados de aprendizaje 2). Modelado de proteínas a partir de una secuencia y unión de ligandos utilizando aplicaciones informáticas (0,2 ECTS; Resultados de aprendizaje 2 y, 3). Explicación de ejemplos de la estructura cristalográfica de proteínas y su relación con la función: centro activo e interacciones receptor-ligando (0,9 ECTS, Resultados de aprendizaje 1-5). Lectura y discusión de artículos sobre estructura y función de proteínas (0,6 ECTS; Resultados de aprendizaje 5) Explicación de la estructura, función, generación y evolución de los anticuerpos monoclonales (0,5 ECTS; Resultados de aprendizaje 4). Lectura y discusión de artículos sobre anticuerpos monoclonales e inmunotoxinas en la terapia del cáncer (0,2 ECTS; Resultados de aprendizaje 6).

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 20 26 46 Seminarios y prácticas 11 10 21 Tutorías 2 2 4 Examen y revisión 2 2 4 Total 35 40 75


1. Saber distinguir los distintos tipos de estructura de proteínas y clasificar las proteínas según su estructura. 2. Saber acceder a los Bancos de datos de proteínas. 3. Saber utilizar aplicaciones informáticas para visualizar y modelar proteínas y para unir ligandos a proteínas.4. Saber relacionar la estructura con la función de la proteína en algunos ejemplos 5. Entender trabajos científicos sobre estructura y funciones de proteínas. 6. Entender trabajos científicos sobre la utilización de proteínas en la terapia del cáncer.


Sistema de evaluación continua donde se valore el proceso de adquisición de las nociones y conceptos que configuran el programa así como la participación en las discusiones sobre los temas tratados en cada sesión.


Estructura y función de proteínas globulares: estructuras primaria, secundaria, terciaria y cuaternaria. Clasificación de las proteínas según su estructura. Banco de datos de proteínas. Modelado de proteínas. Ejemplos de estructura y funciones de proteínas. Estructura y función de proteínas fibrosas. Estructura y función de anticuerpos monoclonales e inmunoconjugados en la terapia del cáncer.


La asignatura va ligada a una asignatura de carácter práctico “Técnicas de Investigación en proteínas”

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE.. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) TÉCNICAS DE INVESTIGACIÓN EN PROTEÍNAS


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: La asignatura se imparte dentro del Módulo Específico I (Mecanismos Moleculares) a lo largo de una semana (la semana 15) en horario de mañanas y en sesiones de 5h diarias


Haber cursado el Módulo Común del Máster. Es una asignatura obligatoria para aquellos alumnos matriculados en la asignatura teórica “Estructura y Función de Proteínas”.


Se trabaja fundamentalmente la competencia específica E.6 y las generales G2 y G3


Preparación de columnas y extracción y aislamiento de una proteína a partir de un tejido (0,7 ECTS; Resultados de aprendizaje: 1, 2. 3 y 4). Detección, cuantificación y ensayo de la actividad de la proteína purificada (0,4 ECTS; Resultados de aprendizaje 5). Expresión y purificación de proteínas recombinantes (0,4 ECTS; Resultados de aprendizaje 6).

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 4 10 14 Seminarios y prácticas 18 3,5 21,5 Tutorías - - -

Examen y revisión 1 1 2 Total 23 14,5 37,5

5.1 Resultados de aprendizaje: 1. Conocer los distintos métodos de purificación de proteínas mediante cromatografía en gel y algunos ejemplos de ensayos para cuantificar la actividad de proteínas. 2. Saber extraer proteínas de tejidos. 3. Saber preparar columnas de cromatografía. 4. Saber purificar proteínas mediante cromatografía a partir de tejidos o a partir de cultivos de bacterias recombinantes. 5. Saber detectar proteínas y ensayar su actividad. 6. Saber expresar y purificar proteínas recombinantes.


Evaluación continuada en cada sesión mediante la correcta realización de las prácticas propuestas. Discusiones interactivas sobre las técnicas utilizadas y los problemas encontrados.


Técnicas de laboratorio utilizadas en la investigación con proteínas: Extracción de proteínas, purificación de proteínas mediante cromatografía en gel, detección y caracterización de proteínas. Obtención de proteínas recombinantes.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE.. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Hipoxia y especies reactivas de oxígeno en biología y medicina


3 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Módulo Específico I - Mecanismos Moleculares (24 créditos). La asignatura se impartirá a lo largo de 3 semanas (semanas 16-18) en horario de tardes y a razón de 2h/día.


Haber superado el Módulo Común (15 ECTS)


Se trabajan las competencias específicas E.1 y E.3 y las generales G1, G2, G4 y G6


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 20 26 46 Seminarios y prácticas 11 10 21 Tutorías 2 2 4 Examen y revisión 2 2 4 Total 35 40 75


1. Ser capaz de describir las bases de los mecanismos de reducción y oxidación moleculares.2. Ser capaz de describir los mecanismos de difusión y de transporte de O2 en el organismo

de mamíferos. 3. Ser capaz de enumerar y distinguir los diferentes tipos de hipoxia y sus mecanismos de

compensación fisiológicos y describir los mecanismos fisiopatológicos de los procesos que cursan con hipoxia.

4. Ser capaz de enumerar los mecanismos básicos de producción de los radicales libres y de las especies reactivas de oxígeno (ROS).

5. Ser capaz de enumerar y describir las reacciones generales de los radicales y de los ROS en la producción de daño oxidátivo celular y los mecanismos moleculares de defensa ante ellos.

6. Ser capaz de describir el papel fisiológico de los radicales libres y de los ROS como señalizadores celulares y su participación en los mecanismos de defensa del organismo


Exámenes escrito test y presentación de un trabajo de revisión bibliográfica.


En general se tratarán los mecanismos necesarios para entender los diferentes tipos de hipoxia y la génesis y reacciones básicas de los radicales libres y especies reactivas en la función celular. Posteriormente se desarrollará el papel fisiológico de los radicales libres y los ROS en la fisiopatología de procesos patológicos en los que cursan con estas modificaciones.


La asignatura va ligada a una asignatura de carácter práctico “Radicales libres y ROS”

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Radicales libres y ROS


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Módulo Específico I - Mecanismos Moleculares (24 créditos) Se impartirá durante la semana 20 en horario de mañana (de 9 a 3).


Haber superado el módulo común. Es una asignatura obligatoria para aquellos alumnos matriculados en la asignatura teórica “Hipoxia y especies reactivas de oxígeno en biología y medicina”.

4 Competencias

Competencias generales G2, G3 y G4 y específicas E5 y E6


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 4 10 14 Seminarios y prácticas 18 3,5 21,5 Tutorías - - -

Examen y revisión 1 1 2 Total 23 14,5 37,5

5.1 Resultados de aprendizaje: 5. Conocer los fundamentos de las técnicas para la determinación de radicales libres y especies

reactivas de oxígeno, sus aplicaciones y sus distintas modalidades de aplicación 6. Familiarizarse a nivel instrumental con el uso de los aparatos de cuantificación y análisis necesarios

para valorar estas pruebas 7. Ser capaz de participar de forma activa en la planificación, el diseño y la ejecución de los

experimentos encaminados a resolver un problema concreto que se le plantea. 8. Ser capaz de analizar interpretar y presentar los resultados obtenidos

6 Sistemas de evaluación: Pruebas de destreza en el laboratorio


1. Valorar los radicales libres y especies reactivas de oxígeno utilizando: a) Métodos directos basados en el atrapamiento molecular b)Métodos indirectos basados en la medida de productos celulares generados por la acción de radicales libres y especies reactivas de oxígeno (fingerprinting methods) c) Enzimas involucrados en la eliminación de ROS.

2. Determinar la producción de radicales liberes y de especies reactivas de Oxígeno utilizando dihidroetidina y de amplex red..

3. Determinar de GSH y GSSG para estimar el estado redox de las células.. 4. Determinar el daño oxidativo de lípidos (LPO). 5. Estimar el daño oxidativo de proteínas por determinación del cociente de actividad

aconitasa/fumarasa. 6. Determinación daño oxidativo a ácidos nucleicos: determinación de 8-OH- deoxiguanosina


3. FICHAS ASIGNATURAS MÓDULO ESPECÍFICO II (FISIOPATOLOGÍA

MOLECULAR)

Módulo Materia Asignatura Acrónimo Inmunidad e Inflamación. Papel en fisiología y patología

INFLAM M.8. Inmunidad e Inflamación

Electroforesis de proteínas y western-blot WBLOT Células madre y terapia celular TERCEL

M.9. Terapia Celular Validación de un protocolo de terapia celular

SALABL

Fisiopatología Vascular VASC M.10. Fisiopatología Miografía MIOGR Genética Clínica: Bases moleculares y citogenéticas

GENET

Espe

cífic

o II

Fi

siop

atol

ogía

Mol

ecul

ar

M.11. Genética Detección de mutaciones mediante HRM HRM


Inmunidad e Inflamación. Papel en fisiología y patología (INFLAM) 1 Créditos ECTS: Carácter: FB: Formación Básica; OB: Obligatoria; OP: Optativa; TF: Trabajo Fin de Carrera; PE: Practicas externas; MX:Mixto

3 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Se trata de una asignatura teórica optativa dentro del módulo específico II “Fisiopatología molecular” con una duración de tres semanas y que será impartida las semanas 7-9 del Máster en horario de tardes (sesiones de 2h diarias).


Haber realizado el Módulo Común del Máster


Se trabajan principalmente las competencias generales G1, G4, G5 y G6 y las competencias específicas E.1 y E.3


Las actividades formativas incluyen: - Actividades presenciales; clases teóricas, discusión de trabajos científicos publicados, presentación del trabajo monográfico realizado por los alumnos (y discusión en grupo) - Actividades no presenciales: realización de un trabajo de investigación (búsqueda bibliográfica, diseño de un proyecto, exposición en power point, etc.)

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 20 20 40 Seminarios 6 6 12 Tutorías 2 - 2 Preparación de examen - 20 20

Examen y revisión 2 - 2 Total 30 46 76

5.1 Resultados de aprendizaje: Se pretende que el alumno:

1. conozca las bases teóricas de las enfermedades inflamatorias y autoinmunes 2. sea capaz de valorar, analizar e interpretar estos conocimientos en el contexto de las líneas de

investigación que se presentan, además de familiarizarse con el diseño y aplicación de los mismos a un proyecto concreto.

6 Sistemas de evaluación: - Se valorará la asistencia y el grado de participación del alumno en las actividades del curso. - El alumno deberá realizar un trabajo monográfico, en el que se valorarán distintos aspectos de interés, como el grado de comprensión del tema expuesto, la claridad en la presentación, y la metodología utilizada, así como el manejo de bibliografía, análisis crítico de textos científicos, etc.


El curso se distribuye en 3 bloques: 1) Introducción, donde se sientan las bases generales de la fisiología del sistema inmune, la respuesta

inmune y la inflamación, y las rutas moleculares del procesamiento de antígeno 2) Nivel Celular y Molecular, centrado en los mecanismos implicados, en relación con la inmunidad

humoral, las cascadas de señalización intracelular, los factores de transcripción claves en la expresión de genes de moléculas de inflamación, y los receptores de la Inmunidad innata

3) Nivel Fisiológico y Patológico, donde se presentan modelos en los que estos procesos tienen un papel relevante, especialmente los que afectan a las mucosas gastrointestinal, hepática y respiratoria

Los bloques se conectan entre sí, para dar al alumno una visión global de estas respuestas que, por un lado, dan protección al organismo y que, paradójicamente, son también la base de muchas patologías.



Electroforesis de proteínas y western-blot. Electroforesis bidimensional. Inicio a la proteómica.


1.5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Se trata de una asignatura práctica optativa dentro del módulo específico II “Fisiopatología Molecular” con una duración de una semana y que será impartida la semana 8 del Máster en horario de mañana (4-5h/día)


- Haber cursado el Módulo Común del Máster - Estar matriculado en la asignatura “Inmunidad e Inflamación. Papel en fisiología y patología” del módulo específico II


Se trabajan fundamentalmente las competencias generales G2, G3 y G5 y las específica E5, E6


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 2 5 7 Seminarios y prácticas 18 10 28 Tutorías - - - Examen y revisión 1 - 1 Total 21 15 36

5.1 Resultados de aprendizaje: Se pretende que el alumno llegue a:

1. Conocer el potencial que tiene la proteómica para contribuir a la compresión del funcionamiento de los sistemas biológicos complejos.

2. Conocer la estrategia clásica a seguir en proteómica, separando y cuantificando las proteínas de una muestra por electroforesis bidimensional o cromatografía multidimensional, para posteriormente identificar cada una de las proteínas mediante espectrometría de masas.

3. Familiarizarse a nivel instrumental con una de las técnicas más utilizadas como herramienta en la proteómica, que es la electroforesis de proteínas e inmunodetección (western-blot).

6 Sistemas de evaluación: - Control de asistencia. - Examen de contenidos de las sesiones teóricas. - Realización de un informe de la sesión práctica.


En este curso, tras una pequeña introducción teórica en la que se explican los fundamentos del método, su ejecución y sus aplicaciones, el alumno llevará a cabo los siguientes pasos:

1. Lisis con detergentes de células tratadas con diferentes estímulos, obtención de extractos celulares. 2. Cuantificación de la proteína total mediante métodos colorimétricos. 3. Preparación de geles de electroforesis SDS-PAGE. Carga de los extractos en los geles. Desarrollo de

la electroforesis. 4. Tinción de las proteínas en el gel por Coomassie o Plata. 5. Transferencia de las proteínas del gel a membrana de nitrocelulosa (electrotransferencia)y posterior

inmunodetección con anticuerpos específicos. 6. Análisis de los resultados obtenidos.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Células madre y terapia celular


3 FB OB OP TFC PE MX

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Se trata de una asignatura teórica optativa dentro del módulo específico II “Fisiopatología Molecular” con una duración de tres semanas y que será impartida las semanas 10-12 del Máster en horario de tardes (sesiones de 2h diarias).


- Haber realizado el Módulo Común del Máster - Es recomendable que los alumnos que no hayan cursado Medicina asistan a las clases de hematopoyesis de la asignatura de Fisiología Humana del grado de Medicina


Se desarrollan las competencias generales G2, G4, G6 y G7 y las específicas E1, E2, E3 y E4


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 20 - 20 Seminarios y prácticas 20 - 20 Tutorías 10 - 10 Revisión de trabajo 10 10 20 Total 60 10 70


1. adquiera competencias en los métodos terapéuticos que implican trasplante celular y modificación genética, así como los modelos animales desarrollados para tal fin.

2. sepa valorar distintas aproximaciones de terapia celular/génica para distintas patologías, discutiendo y seleccionando la más adecuada en cada fase de un ensayo clínico (fase clínica y preclínica)


- Revisión crítica de trabajos básicos y/o clínicos relacionados con la terapia celular. - Discusión de un problema práctico en las terapias establecidas.


1. Trasplante de médula: - modelos de regeneración cardiaca, nerviosa, del aparato locomotor, piel y epitelios - terapias de reproducción asistida.

2. Terapia génica: conceptos de célula troncal y transgénesis.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) Validación de un protocolo de terapia celular


1,5 FB OB OP TFC PE MX

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Se trata de una asignatura práctica optativa dentro del módulo específico II “Fisiopatología Molecular” con una duración de una semana y que será impartida la semana 13 del Máster en horario de mañana


- Haber cursado el Módulo Común del Máster - Estar matriculado en la asignatura “Células madre y terapia celular” del Módulo específico II


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G3 y G5 y las específicas E4 y E6


Actividades Horas


autónomo Total Seminarios y prácticas 20 0 20 Tutorías 5 - 5 Trabajo-memoria 0 10 10 Total 25 10 35

5.1 Resultados de aprendizaje: Se pretende que el alumno sea capaz de:

1. protocolizar una técnica y realizar la validación y trazabilidad del proceso y sus componentes. 2. realizar una memoria de expansión aséptica por triplicado de un proceso de expansión celular con

material de partida procedente de tres animales distintos. 3. validar la esterilidad, reproductibilidad y bioseguridad.


Presentación de la memoria de expansión celular


1. Expansión celular 2. Citometría. 3. Análisis bacteriológico 4. Otros análisis.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) VASC. Fisiología Vascular


3 OP



- Haber realizado el Módulo Común del Máster - Es recomendable que los alumnos que no hayan cursado Medicina asistan a las clases de Sangre y Circulatorio de la asignatura de Fisiología Humana del grado de Medicina


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G4, G6 y G7 y las específicas E1, E3


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 24 40 64 Seminarios y prácticas 6 6 12 Tutorías 2 - 2 Examen y revisión 2 - 2 Total 34 46 80

5.1 Resultados de aprendizaje: Se pretende:

1. Explorar las bases moleculares y celulares de la función vascular y los mecanismos de integración. 2. Identificar las características funcionales que determinan las propiedades de las circulaciones

especiales. 3. Estudiar la fisiopatología de las alteraciones vasculares a nivel molecular y celular y sus

repercusiones a nivel sistémico.


- Evaluación continua durante las semanas en las que se imparte la asignatura . - Los alumnos realizarán además un trabajo de evaluación que puede ser un examen clásico de cuestiones a desarrollar, o la exposición y evaluación crítica de un trabajo de investigación.


Hemodinámica: 1. Fisiología de la célula endotelial. 2. Fisiología del músculo liso vascular. 3. Mecanismos de intercambio de fluidos y solutos entre la sangre y los tejidos. 4. Control del flujo sanguíneo a los tejidos. 5. Circulaciones especiales. 6. Patogenia de las alteraciones vasculares.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) CURSO DE MIOGRAFIA: MEDIDA DE LA FUNCION VASCULAR EN VASOS DE PEQUEÑO

CALIBRE

1 Créditos ECTS: Carácter: FB: Formación Básica; OB: Obligatoria; OP: Optativa; TF: Trabajo Fin de Carrera; PE: Practicas externas; MX:Mixto1,5 FB OB OP TFC PE MX

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración:

Se trata de una asignatura práctica optativa dentro del módulo específico II “Fisiopatología Molecular” con una duración de una semana y que será impartida la semana 16 del Máster en horario de mañana


- Haber cursado el Módulo Común del Máster - Estar matriculado en la asignatura teórica “Fisiopatología Vascular” del módulo específico II.


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G3, G4 y G7 y las específicas E1, E5 y E6


Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 4 10 14 Seminarios y prácticas 24 6 30 Tutorías - - - Examen y revisión 2 - 2 Total 30 16 46


9. Conocer los fundamentos de la miografía, sus aplicaciones y sus distintas modalidades de utilización y que aprenda a valorar e interpretar los resultados obtenibles.

10. Familiarizarse a nivel instrumental con el uso de los aparatos de registro, así como con el análisis y la interpretación de los registros. El alumno ha de aprender a obtener preparaciones viables de arterias de pequeño calibre (menos de 200 micras), montar las arterias en el miógrafo y llevar a cabo experimentos típicos encaminados al análisis de la función vascular

11. Participar de forma activa en la planificación, el diseño y la ejecución de los experimentos encaminados a resolver un problema concreto que se le plantea.

12. Analizar interpretar y presentar los resultados obtenidos


- Evaluación continua: Los alumnos están durante todo el curso acompañados por uno de los profesores responsables, que se encarga de impartir los contenidos teóricos en la primera parte del curso, y que en el resto de las actividades actúa como observador y facilitador de la tarea a realizar por los alumnos. Esto permite al profesor formarse una idea muy precisa del grado de adquisición de conocimientos teóricos, así como de las habilidades prácticas de los alumnos a la hora de manejar las muestras, los aparatos y el programa de análisis. - Ejercicio de evaluación: la realización de un experimento por parte del alumno, el análisis y presentación de los resultados y su valoracióncrítica . - Ejercicio de autoevaluación: El ejercicio de evaluación es además idóneo como ejercicio de autoevaluación ya que se persigue que el alumno sea capaz de evaluar críticamente los resultados obtenidos para detectar fallos metodológicos, de ejecución, de análisis o conceptuales. Puesto que ellos mismos han de ejecutar todo el proceso, obtienen también una información muy precisa con respecto al grado de comprensión y manejo de la técnica que han alcanzado y por tanto el grado de consecución de los objetivos del curso.


1. Introducción a la miografía. Tipos de miógrafo: Aplicaciones experimentales del miógrafo de alambre y del miógrafo de presión. Diseños experimentales y aplicaciones específicas.

2. Técnicas de disección de arterias de pequeño calibre en rata y ratón: mesentérica, cerebral y coronaria.

3. Montaje de las arterias en el miógrafo de alambre. Calibración, normalización y protocolo estándar de registro.

4. Montaje de las arterias en el miógrafo de presión. Protocolo experimental. Estudio del tono miogénico. Curvas tensión-Presión.

5. Pruebas farmacológicas de la función vascular: tono muscular y regulación mediada por el endotelio. Estudio del efecto de agonistas clásicos en la función vascular: Noradrenalina y Acetilcolina.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) GENÉTICA CLÍNICA: BASES MOLECULARES Y CITOGENÉTICAS


3 OP



Haber realizado el Módulo Común del Máster


Se desarrollan principalmente las competencias generales G1, G2, G4, G5, G6 y las competencias específicas E2, E3, E4 del Máster


Las actividades formativas incluyen: - Clases impartidas por los profesores - Seminarios de discusión sobre estrategias diagnósticas con casos clínicos. - Seminarios de discusión sobre consejo genético, cálculo de riesgo y estudio de árboles genealógicos - Preparación de trabajos en grupo sobre patologías o grupos de patologías. Elaboración de una exposición.

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 18 20 38 Seminarios 10 8 18 Tutorías 2 2 Preparación de examen - 15 15 Examen y revisión 2 - 2 Total 32 43 75


1. Conocer las bases moleculares y citogenéticas de las enfermedades genéticas. 2. Conocer los patrones de herencia, así como los factores que pueden modificarlos. 3. Saber hacer una historia familiar e interpretarla. Conocer los riesgos en la interpretación y los factores

que dificultan el reconocimiento de un patrón hereditario. 4. Conocer las técnicas moleculares directas e indirectas de diagnóstico de las enfermedades

genéticas. 5. Conocer las técnicas citogenéticas, así como los nuevos abordajes de citogenética molecular. 6. Saber decidir en cada caso cuáles son los estudios necesarios para el diagnóstico y el consejo

genético 7. Saber realizar un cálculo de riesgo 8. Conocer las estrategias del consejo genético.

6 Sistemas de evaluación: - Participación en los seminarios - Evaluación de los trabajos presentados


1. El genoma humano y la enfermedad. Variabilidad genética y mutaciones. Patrones de herencia y enfermedades humanas. Del genotipo al fenotipo

2. Métodos de diagnóstico molecular de las enfermedades del genoma humano. 3. Patologías cromosómicas, los síndromes por genes contíguos métodos de citogenética molecular

para la identificación de síndromes genéticos. 4. Enfermedades por mutaciones somáticas adquiridas. 5. Enfermedades diferentes producidas por trastornos en el mismo gen. (el gen ret) 6. Bases moleculares de las enfermedades producidas por trastornos en receptores de membrana.

(hipercolesterolemia familiar y otras enfermedades) 7. Bases moleculares de las enfermedades producidas por trastornos en proteínas transportadoras.

(fibrosis quística y otras enfermedades). 8. Bases moleculares de las enfermedades producidas por trastornos en el almacenamiento de las

proteínas. (tesaurismosis y otras enfermedades). 9. Bases moleculares de las enfermedades producidas por trastorno de las proteínas de la hemostasia.

(hemofilia y otras enfermedades). 10. Bases moleculares de las enfermedades producidas por trastornos de proteasas inhibidoras.

(deficiencia de a-1 antitripsina y otras enfermedades). 11. Bases moleculares de las enfermedades producidas por expansión de tripletes. (ataxias y otras

enfermedades). 12. Bases moleculares de las enfermedades por trastornos en la proliferación y diferenciación celular. 13. Genética de los trastornos de la reproducción humana. 14. Genética de enfermedades multifactoriales. Polimorfismos genéticos y predisposición a la

enfermedad. El modelo de la sepsis. 15. Diagnóstico prenatal y preimplantacional. Diagnóstico prenatal no invasivo. 16. Cálculo de riesgo y consejo genético. Consejo genético reproductivo y consejo genético en cáncer. 17. Saber realizar un cálculo de riesgo y un asesoramiento familiar en cáncer hereditario. 18. Bases genéticas del cáncer hereditario 19. Criterios diagnósticos en los síndromes de cáncer hereditario 20. Síndrome de cáncer de mama-ovario hereditario: genes implicados, aspectos moleculares y clínicos. 21. Cáncer de colon hereditario no polipósico (Síndrome de Lynch): genes implicados, aspectos

moleculares y clínicos. 22. Síndromes polipósicos 23. Cáncer de próstata familiar 24. Síndromes endocrinos. 25. Otros cánceres hereditarios 26. Epigenética y cáncer 27. Consejo genético en cáncer hereditario. Aspectos éticos y legales. Impacto psicológico. Cálculo de

riesgo (modelos).


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) HRM: Detección de mutaciones mediante HRM


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Se trata de una asignatura práctica optativa dentro del módulo específico II “Fisiopatología Molecular” con una duración de una semana y que será impartida la semana 19 del Máster en horario de mañana


- Haber cursado el Módulo Común del Máster, incluyendo el curso práctico de PCR cuantitativa a tiempo real (QPCR) - Estar matriculado en la asignatura teórica “Genética Clínica: Bases moleculares y citogenéticas” del módulo específico II


Se trabajan las competencias generales G1, G2, G4, G5 y las específicas E2, E3, E5 y E6


El curso consta de tres grupos de actividades claramente diferenciadas: - Sesiones teóricas, en las que se explican los conceptos básicos y fundamentos técnicos que se imparten a un grupo reducido de alumnos (máximo de 6) que favorece la participación del alumno. - Sesiones prácticas, en las que los alumnos se organizan en parejas. Tras presentar el instrumento y hacer que los alumnos se familiaricen con su manejo, cada grupo ha de diseñar, preparar y llevar a cabo la detección de mutaciones puntuales en algún gen que se le asigne. El diseño de los experimentos incluye la búsqueda y estudio de las posibles mutaciones a analizar en el gen a estudiar. - Sesiones de análisis y evaluación, en las que los alumnos han de ser capaces de presentar, interpretar y discutir los resultados obtenidos manejando el programa de análisis.

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 5 - 5 Prácticas 20 - 20 Análisis y evaluación 5 10 15 Total 30 10 40


1. conozca los fundamentos de la técnica, sus aplicaciones y aprenda a valorar e interpretar los resultados.

2. se familiarice con el manejo del aparato y sea capaz de planificar, preparar y llevar a cabo la detección de mutaciones en genes implicados en enfermedades mono-génicas.

3. aprenda a analizar e interpretar los resultados obtenidos y a valorar si la muestra es homocigótica o heterocigótica para la mutación que se analiza, así como las posibles repercusiones clínicas de dicha mutación.

6 Sistemas de evaluación: Los alumnos, que estarán en todo momento acompañados por un profesor, tendrán que realizar un experimento completo con el que el profesor podrá valorar el grado de adquisición de conocimientos teóricos y de habilidades prácticas. Este experimento es además idóneo como ejercicio de autoevaluación ya que el objetivo que se persigue es que sea capaz de analizar críticamente los resultados obtenidos para detectar fallos metodológicos, de ejecución, de análisis o conceptuales. Puesto que ellos mismos han de ejecutar todo el proceso, obtienen una información muy precisa con respecto al grado de comprensión de la técnica que han alcanzado y por tanto el grado de consecución de los objetivos del curso.


1. Introducción al análisis de DNA mediante HRM (High Resolution Melting). Conceptos básicos. Instrumentación. Reactivos químicos especiales. Consideraciones básicas para el análisis e interpretación de los resultados.

2. Aplicaciones de la técnica: su utilidad como herramienta de diagnóstico. 3. Ejercicio práctico: diseño, ejecución y interpretación de un experimento completo.


4. FICHAS ASIGNATURAS MÓDULO COMPLEMENTOS DE FORMACIÓN

Módulo Materia Asignatura AcrónimoIntroducción a la citometría de flujo CITOM Medidas dinámicas de calcio en citosol y organelas con aequorinas dirigidas

AEQUOR

Imagen de Calcio y expresión de genes en célula única

CA-GENES

Inmunohistoquímica e inmonocitoquímica múltiple INMUNO Genotipaje de ratones transgénicos GENOT

Com

plem

ento

s de

Fo

rmac

ión

M.12. Complementos de

Formación

Microscopía convencional y confocal. Análisis y deconvolución.

MICROS

Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) CITO. INICIACIÓN A LA CITOMETRÍA DE FLUJO


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Curso práctico optativo.Duración: una semana (semana 11) en horario de mañanas y en sesiones de 5h/día.


Haber cursado el Modulo Común del Master


Se pretende introducir a los alumnos en los fundamentos teóricos y los principios prácticos de la citometría de flujo como herramienta en investigación básica. Se busca familiarizar al alumno en el manejo de los equipos y las diferentes posibilidades de análisis. Se trabajan las siguientes competencias generales y específicas:

C. Generales C. Específicas Asignatura G1 G2 G3 G4 G5 G6 G7 E1 E2 E3 E4 E5 E6

Introducción a la citometría de flujo

X X X X X


El curso consta de unas clases teóricas en las que se explicarán los conceptos en los que se basa la citometría de flujo, incluyendo la descripción de las partes básicas del equipo. Estas sesiones se imparten en grupos de trabajo inferiores a diez alumnos. (0,5 ECT; 30% ECTS)

Seguidamente se imparten las clases prácticas en grupos de trabajo reducidos no superiores a tres alumnos. Se muestra la correcta puesta en marcha y apagado del aparato; los alumnos se familiarizan con el

programa informático, la configuración del citómetro y creación de los experimentos. Además, se establecen las precauciones de uso, tanto para alargar la vida media de la instalación como para nuestra seguridad (utilización de reactivos potencialmente peligrosos). (0,5 ECT; 30% ECTS)

Por último, con ayuda de programas de análisis adecuados, se mostrará la forma de análisis e interpretación de los resultados. Este apartado del curso se impartirá en grupos reducidos en aula multimedia. Los alumnos serán capaces de contar poblaciones de células marcadas y generar histogramas. (0,5 ECT; 30% ECTS)

Actividades Horas



5.1 Resultados de aprendizaje: Que el alumno conozca los fundamentos teóricos y practicos de la tecnica de citometria de flujo. Que el alumno se familiarice con el manejo de los equipos de citometria y los sistemas de analisis


Una vez impartida la parte teórica del curso, los profesores responsables, en grupos reducidos de alumnos realizarán una sesión práctica en el citómetro de flujo. Posteriormente, bajo la supervisión de un profesor, los alumnos llevarán a cabo un ejercicio práctico, diseñando el experimento, cargando las muestras y registrando los datos para su posterior análisis con programas adecuados. El profesor podrá de esta forma evaluar la asimilación de los conceptos teóricos y la puesta en práctica de los conocimientos adquiridos por los alumnos.


o Introducción a la citometría de flujo. o Partes básicas del citómetro de flujo o Trabajo con el programa de adquisición de datos. Configuración del instrumento y creación de

plantillas adecuadas. o Análisis de resultados o Ejemplos prácticos: estudio de su diseño, ejecución e interpretación.



MEDIDAS DINÁMICAS DE CALCIO EN CITOSOL Y ORGANELAS CON AEQUORINAS DIRIGIDAS


1.5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Es una asignatura fundamentalmente práctica situada en el Módulo de Complementos de Formación, Se realiza en el laboratorio a lo largo de una semana (la semana 17) con 5-6 h presenciales cada día.


Haber cursado el Modulo Común del Master.


1. Conocer, comprender y manejar técnicas de medida de luminiscencia de alta sensibilidad en poblaciones celulares y en célula única bajo condiciones de perfusión controlada. 2. Comprender y ser capaz de realizar medidas de concentración de calcio libre en orgánulos intracelulares utilizando aequorinas dirigidas. Se trabajan las siguientes competencias generales y específicas:

C. Generales C. Específicas G1 G2 G3 G4 G5 G6 G7 E1 E2 E3 E4 E5 E6

Medidas dinámicas de calcio en citosol y organelas con aequorinas dirigidas X X X X


Créditos: 0,4 Metodología de enseñanza y aprendizaje: Descripción teórica de los fundamentos de las técnicas y demostración del manejo de los equipos. Discusión de trabajos científicos sobre las técnicas. Distribuido en 4 horas presenciales y 6 no presenciales de estudio del alumno sobre dichos trabajos. Créditos: 1,1 Metodología de enseñanza y aprendizaje: Siembra y transfección de las células con los constructos de interés. Reconstitución de las células transfectadas. Medidas de [Ca2+] en cytosol, mitocondria y retículo endoplásmico. Calibración de los resultados. Obtención y representación de los datos. Conclusiones. Distribuido en 12.5 horas presenciales de tipo práctico y 15 horas no presenciales de estudio autónomo, obtención de resultados, gráficas y conclusiones y preparación del trabajo correspondiente a la evaluación.

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 2 3.5 5.5 Seminarios y prácticas 18 10 28 Tutorías 2 - 2 Examen y revisión 2 - 2 Total 24 13.5 37.5

5.1 Resultados de aprendizaje: El alumno deberá comprender la importancia de las técnicas de direccionamiento de proteínas a compartimentos intracelulares para enviar de forma específica a los orgánulos proteínas luminiscentes capaces de medir la concentración de calcio. Deberá entender el funcionamiento de las proteínas luminiscentes sensibles a Ca2+, deberá ser capaz de manejar los equipos de luminiscencia para obtener medidas de Ca2+, entender los métodos de calibración y obtener e interpretar los resultados.


El alumno preparará un trabajo que incluya los datos obtenidos, la representación gráfica de los mismos y las conclusiones de las medidas realizadas. Evaluación continua: Se valorará además la participación y el seguimiento del alumno durante el curso.


• Fundamentos de las técnicas de direccionamiento de proteínas y de medida de luminiscencia. Equipos de medida de luminiscencia en poblaciones celulares y en célula única bajo perfusión controlada.

• Siembra y transfección de las células con los constructos de interés. • Reconstitución de las células transfectadas y medidas de [Ca2+] en cytosol, mitocondria y retículo

endoplásmico. • Calibración de los resultados. Obtención y representación de los datos. Obtención y discusión de las

conclusiones.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) IMAGEN DE CALCIO Y EXPRESIÓN DE GENES EN CÉLULA ÚNICA


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: La asignatura es un curso práctico y optativo, adecuado para los alumnos interesados en las técnicas de imagen en el área de Fisiología Celular. La duración es de 1,5 ECTS que se impartirá durante una semana lectiva completa (la semana 18), en horario de mañana a razón de 6h/sesión


Haber cursado el modulo Común del Master


Llevar a cabo medidas de calcio intracelular en células individuales cargadas con el colorante fluorescente fura2 mediante imagen de fluorescencia. Sembrado celular, carga de colorante, perfusión celular, registro de fluorescencia y procesamiento digital de imágenes de fluorescencia. Llevar a cabo medidas de calcio subcelular en células individuales mediante imagen de bioluminiscencia de células que expresan aecuorina-GFP dirigidas a compartimento subcelular. Transfección celular, sembrado, reconstitución con celenterazina, perfusión celular, registro de bioluminiscencia, calibración y procesamiento digital de imágenes de bioluminscencia. Llevar a cabo medidas de expresión génica mediante imagen de bioluminiscencia en células que expresan el gen reportero de la luciferasa bajo el control de un promotor completo o elementos de respuesta a algún factor de transcripción conocido. Se desarrollan las siguientes competencias generales y específicas:


Imagen de Calcio y expresión de genes en célula única X X X X X


Los alumnos sembrarán líneas celulares modelo que serán utilizadas para los experimentos de imagen de fluorescencia y bioluminiscencia. Una vez sembradas las células se procederá a su transfección, por un lado, y a la carga con los colorantes fluorescentes. Los alumnos aprenderán el manejo básico del microscopio invertido, la perfusión con medios celulares y la captura de imágenes de fluorescencia y bioluminiscencia. Los alumnos aprenderán las bases teóricas para el uso de sondas fluorescentes y bioluminiscentes para la medida de calcio citosólico y subcelular. Los alumnos aprenderán el manejo del software para el procesamiento de imágenes y los cálculos necesarios para obtener valores de calcio intracelular en células individuales. Los alumnos aprenderán a realizar experimentos de imagen de fluorescencia y/o bioluminscencia a largo plazo utilizando un incubador adherido a la platina del microscopio para estudiar dinámica de la expresión de genes utilizando imagen de luciferasa.

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 2 2 4 Seminarios y prácticas 24 8 32 Tutorías - Examen y revisión 2 - 2 Total 28 10 38

5.1 Resultados de aprendizaje: • Los alumnos serán capaces de llevar a cabo medidas de calcio intracelular y subcelular utilizando la

microscopía y la imagen de fluorescencia y bioluminiscencia, así como procesar las imágenes para su análisis.

• Los alumnos serán capaces de llevar a cabo medidas de dinámica de la expresión de genes mediante imagen de bioluminiscencia.


Evaluación continua durante el desarrollo del trabajo en el laboratorio. Presentación de los resultados de sus propios experimentos.


• Medidas de calcio intracelular utilizando microscopía de fluorescencia. • Medicas de calcio subcelular (mitocondrial) utilizando imagen de bioluminiscencia. • Medidas dinámicas de la expresión génica mediante imagen de bioluminiscencia.


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) INMUNOHISTOQUÍMICA E INMONOCITOQUÍMICA MÚLTIPLE


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Por tratarse de un curso práctico de alta transversalidad, se oferta en el Módulo de Complementos de Formación. A su vez, de acuerdo con la estructura general del máster, se impartirá en la semana 9. La duración prevista del curso son 30 horas presenciales realizadas durante una semana a razón de 6h/sesión y 7,5 horas de trabajo no presencial


Haber cursado el Modulo Común del Master


Desarrollar habilidades en el manejo de: productos biológicos y equipos de laboratorio. Desarrollar el hábito científico: rigor en la ejecución de los experimentos siguiendo los protocolos, rigor en la toma de datos, rigor y pulcritud en su presentación, y finalmente, rigor en la interpretación de los resultados. Promover la capacidad de interacción de los alumnos entre sí y con el profesor. Capacitar a los alumnos de Master para realizar experimentos de inmunocitoquímica básicos. Competencias generales y específicas:


Inmunohistoquímica e inmonocitoquímica múltiple X X X X X X


Con este curso se pretende transmitir a los alumnos que el análisis de la expresión de distintas proteínas en uno o más tipos celulares puede ser estudiado con metodologías diferentes, así mismo se pretende, en el campo de las destrezas y habilidades, proporcionarles el entrenamiento básico en las mismas.

En una clase teorica introductoria se expondrán a los alumnos las características generales de la reacción antígeno anticuerpo y se le proporcionará a cada estudiante documentación conteniendo los protocolos del trabajo práctico a realizar en el curso.

Clases Practicas: Los alumnos serán guiados y supervisados en la ejecución de cada una de las siguientes tareas: 1) realización de protocolos de fijación de tejidos en animal de laboratorio entero; 2) realización de cortes de diferentes tejidos de rata mediante criostato; 3) Inclusión de tejidos en parafina y obtención de secciones de parafina y tinciones con hematoxilina/eosina 4) Aplicación de protocolos de disociación de tejidos y cultivo primario de las células; 5) Aplicación de protocolos de Inmunohistoquímica/ inmunocitoquímica de fluorescencia doble o triple para localizar e identificar simultáneamente dos o tres proteínas en cortes en criostato y en células disociadas 6) Manejo del microscopio de fluorescencia e identificación de las proteínas marcadas por inmunofluorescencia; 7) Adquisición de imágenes digitalizadas de los cortes de tejidos y células disociadas; 8) Procesamiento y análisis (haciendo medidas de tamaño de las células, diámetro, superficie, medidas de intensidad de la fluorescencia,etc) de las imágenes obtenidas.

Cada sesión de trabajo tendrá una duración estimada de tres horas. En cada sesión se realizará una de las tareas descritas, reservando dos sesiones para las tareas 7 y 8, esto es, en total los alumnos tendrán 10 sesiones de 3 horas de trabajo en el laboratorio. Esta programación totaliza 30 horas de trabajo presencial (1.2 créditos ECTS). El resto de las horas (7.5 horas; 0.3 créditos ECTS) hasta completar los 1.5 créditos del curso, lo dedicarán los alumnos a realizar un dossier con los resultados obtenidos para su presentación al profesor y que constituirá uno de los elementos de evaluación

Se trabajará simultáneamente con dos alumnos, por lo que el curso se repetirá tantas veces como se requiera en función del número de alumnos matriculados

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 2 1.5 3.5 Seminarios y prácticas 25 6 31 Tutorías - - Examen y revisión 3 - 3 Total 30 7.5 37.5

5.1 Resultados de aprendizaje: Cada alumno al finalizar el curso debe ser capaz de:

1) fijar un animal por perfusión. 2) cortar tejidos con criostato. 3) incluir tejidos en parafina, cortar y teñir con hematxilina/eosina. 4) realizar un cultivo primario de cuerpo carotídeo. 5) realizar una inmunocitoquímica para tirosina hidroxilasa, maxi-K y receptores para VEGF . 6) manejar adecuadamente el equipo de imagen, 7) visualizar los distintos campos de las preparaciones y tener criterios para la selección de los campos

a adquirir (fotografiar), 8) realizar medidas del tamaño de las células, de la intensidad de fluorescencia y de la frecuencia de las

células positivas.

6 Sistemas de evaluación: Evaluación continua: Al ser un curso práctico que se desarrolla en el laboratorio, los alumnos están acompañados y supervisados constantemente por el profesor durante todas las sesiones, facilitando puntualmente la tarea cuando el alumno lo requiera. Este contacto directo y continuo con el alumno permite obtener una idea muy precisa de la actitud frente al curso y del grado de adquisición de conocimientos, destrezas y habilidades por parte de cada alumno a la hora de manejar los tejidos, anticuerpos, distintos equipos etc. Además forma parte de la evaluación la presentación por parte del alumno de los resultados experimentales obtenidos, su análisis e interpretación. El grado de adquisición de los objetivos experimentales del curso por cada alumno, además de serle útil al profesor para la evaluación, lo es para el propio alumno como auto-evaluación, ya que él mismo puede ver y evaluar los resultados.


1. Características de la reacción antígeno-anticuerpo. 2. Fijación de tejidos en animal entero. 3. Manejo del criostato. Realización de cortes de tejido. 4. Inclusión en parafina. Realización de secciones 5. Técnicas de disociación de tejidos: cultivos primarios. 6. Técnicas de Inmunohistoquímica/inmunocitoquímica de doble marcaje con fluorescencia en

secciones de criostato, de parafina y células aisladas. 7. Adquisición y procesamiento de imágenes digitales de microscopía de fluorescencia y campo claro. 8. Interpretación de resultados. Aspectos semicuantitativos de la inmunohistoquímica e

inmunocitoquímica


Cumplimentar VOLUNTARIAMENTE. Denominación de la asignatura: (Codificación o numeración y nombre) GENOTIPAJE DE RATONES MODIFICADOS GENÉTICAMENTE


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Duración: una semana (la semana 14) en horario de mañanas y en sesiones de 6h/día.


Haber cursado el Módulo común del Master


Tras la realización de este curso el alumno debe ser capaz de comprender y describir cómo se realiza: 1)el aislamiento del DNA genómico a partir de una biopsia de ratón; 2) el análisis de alelos mutantes mediante PCR usando cebadores específicos. Se trabajan las siguientes competencias específicas y generales:

C. Generales C. Específicas Asignatura G1 G2 G3 G4 G5 G6 G7 E1 E2 E3 E4 E5 E6

Genotipaje de ratones transgénicos X X X X X X X


Clases introductorias teóricas sobre genotipaje que darán una visión global del curso desde el análisis del alelo a investigar y el diseño de cebadores, hasta el análisis de los resultados finales (0,25 ECTS) Clases prácticas (1ECTS) Discusión e interpretación de los resultados (0,25 ECTS)

Actividades Horas


autónomo Total Clases teóricas 3 3 6 Seminarios y prácticas 16 10 26 Tutorías - - Examen y revisión 3 2.5 5.5 Total 22 12 37.5


El alumno debe ser capaz de diseñar un experimento típico de genotipaje para otro alelo distinto al utilizado en el curso.


Evaluación continua: Se realizará un seguimiento de la participación del alumno a lo largo de todo el curso. Se valorarán especialmente las preguntas y comentarios del alumno durante la realización del curso.


• Toma de biopsia y aislamiento del DNA genómico. • Diseño de cebadores específicos. • PCR • Análisis e interpretación de resultados.



MICROSCOPÍA CONVENCIONAL Y CONFOCAL. ANÁLISIS Y DECONVOLUCION


1,5 OP

2 Descripción de la ubicación dentro del plan de estudios así como sobre su duración: Ubicación: La semana 7 del Máster, en horario de mañanas y a razón de 5h/sesión Carácter: Práctico. Modalidad de impartición: Presencial.


Haber cursado el módulo común del Máster


1) Que el alumno adquiera conocimiento teórico y práctico acerca de los principios de la microscopía aplicada a la biomedicina, aprendiendo los aspectos básicos de utilización, cuidado y mantenimiento de un equipo de microscopía. 2) Que el alumno adquiera los fundamentos teóricos, su potencial para el estudio de problemas biológicos y limitaciones de las nuevas técnicas de microscopía avanzada. 3) Que el alumno sea capaz de valorar, analizar e interpretar los resultados obtenidos con estas técnicas. Se trabajan fundamentalmente las siguientes competencias:


Microscopía convencional y confocal. Análisis y deconvolución X X X X X X


Actividades Horas



Metodología: 1) Sesiones teóricas en aula multimedia con acceso a internet. Los alumnos tendrán acceso a un guión detallado de las sesiones teóricas y a las presentaciones utilizadas por el profesorado para dichas sesiones. (Competencias 1,2) 2) Clases Prácticas en el laboratorio con muestras preparadas para microscopía óptica y de fluorescencia, microscopía confocal, captura de imagen y procesamiento digital. Las prácticas se realizan en grupos de 3-4 alumnos, a los que se proporcionarán un cuaderno de prácticas. (Competencias 1 y 3)

5.1 Resultados de aprendizaje: Al finalizar el curso el alumno debe saber: Los principios y fundamentos de la microscopía y su aplicación a la biomedicina. Seleccionar las técnicas de microscopía que mejor respondan a la pregunta biológica en cuestión. Cuidar y mantener los equipos de microscopía.


• Evaluación continua, controlando la asistencia. • Examen de contenidos de las sesiones teóricas. • Realización de un informe de la sesión práctica.


1. Fundamentos físicos de la luz. Radiación electromagnética. Interacciones de la luz con la materia: Reflexión. Refracción. Difracción. Absorción. Polarización. Fluorescencia. Propiedades espectrales. Eficiencia cuántica.

2. Conceptos básicos en microscopía óptica. Óptica geométrica. Magnificación. Resolución. Iluminación. Aberraciones de la luz. Campo oscuro. Contraste de fases. Contraste de interferencia diferencial (DIC).

3. Partes y tipos de un microscopio óptico. Oculares. Objetivos (secos y de inmersión). Condensador. Fuentes de luz. Microscopios simples y compuestos. Estereomicroscopios.

4. Partes y tipos de un microscopio de fluorescencia. Filtros. Fuentes de luz.

5. Nuevas técnicas en Microscopía. Microscopía fotónica avanzada (FISH, FRAP, FLIP, FRET, FLIM). Microscopía de fluorescencia. Microscopía confocal. Microscopía de onda evanescente. Microscopía multifotón. Microscopía electrónica.

6. Captura, procesamiento y análisis de imágenes digitales. Adquisición de imágenes. Microfotografía digital. Optimización de la adquisición de imágenes digitales. Tratamiento del ruido. Deconvolución. Función de transferencia (PSF). Video microscopía.

7. Fundamentos de microscopía cuantitativa de campo claro, fluorescencia e imágenes digitalizadas. 8. Cuidado y mantenimiento de los microscopios. 9. Recursos ”on-line” de técnicas de microscopía. 10. Práctica de microscopio óptico y de fluorescencia. 11. Práctica de microscopio confocal. 12. Captura de imágenes, procesamiento digital y análisis de resultados de señales fluorescentes.


La evaluación de calidad del curso se realizará en dos fases. 1) Realización de una encuesta a los alumnos que han realizado el curso al finalizar el mismo. 2) Realización de una segunda encuesta a los alumnos que han realizado el curso al cabo de 3-4 años, cuando todos ellos están en los estadios finales de la elaboración y defensa de su trabajo de tesis doctoral. Esta segunda encuesta proporciona información sobre la utilidad y aplicabilidad concreta de los conocimientos y destrezas obtenidos en el curso, siendo por tanto un medidor más fiable de la pertinencia del curso en términos generales. Los resultados obtenidos en estos dos tipos de encuesta se evalúan por los profesores del curso para decidir que aspectos conceptuales, metodológicos y prácticos deben ser modificados.

ANEXO-I Fichas de asignaturas · Asignatura inicial del curso, obligatoria y teórica dentro del...

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