Análisis de la estabilidad de emulsiones de aceite de ...
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1 Análisis de la estabilidad de emulsiones de aceite de palma de canangucha en agua utilizando la proteína OmpA como biosurfactante. JERONIMO PARRA MARTINEZ Proyecto de grado para optar al título de Ingeniero Químico Asesor, ANDRÉS GONZÁLEZ BARRIOS Ingeniero Químico, M.Sc., Ph.D UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERÍA DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA BOGOTÁ D.C. MAYO 2017
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Análisis de la estabilidad de emulsiones de aceite de palma de canangucha en agua utilizando la proteína OmpA como biosurfactante.
JERONIMO PARRA MARTINEZ
Proyecto de grado para optar al título de Ingeniero Químico
Asesor, ANDRÉS GONZÁLEZ BARRIOS
Ingeniero Químico, M.Sc., Ph.D
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERÍA
DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA
BOGOTÁ D.C. MAYO 2017
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Objetivo General:
Evaluar la estabilidad de emulsiones de aceite de canangucha y agua usando como biosurfactante
la proteína OmpA.
Objetivos específicos:
Evaluar la estabilidad de la emulsión aceite-agua variando la concentración de proteína. Aplicar calorimetría diferencial a las emulsiones para la determinación de la estabilidad de
la emulsión.
Obtener la tensión interfacial entre el biosurfactante y el aceite para la determinación de la estabilidad de la emulsión.
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Análisis de la estabilidad de emulsiones de aceite de palma de canangucha en agua utilizando la proteína OmpA como biosurfactante.
Jerónimo Parra Martínez
Universidad de los Andes, Facultad de Ingeniería, Departamento de Ingeniería Química
Resumen En la amazonia existen distintos tipos de plantas nativas, las cuales han venido siendo remplazadas por palma africana, esto con el fin de producir alimentos, cosméticos, y biodiesel. Actualmente existe una problemática con respecto a su producción; debido a fuertes plagas y la caída internacional del precio del petróleo. Teniendo en cuenta la actual situación se plantea una alternativa sostenible donde se fomente la biodiversidad de la zona, dándole valor agregado a materias primas obtenidas de especies locales de palma amazónica como lo es la canangucha (Maurita Flexuosa); debido a su gran poder antioxidante hace que cobre valor en la industria cosmetica. En respuesta a esto se ha venido haciendo una investigación la cual tiene el propósito el poder generar formulaciones para productos con fines cosméticos a partir de este aceite; por lo que se ha planteado estabilizar una emulsión de aceite de canangucha por medio del uso de biosurfactante OmpA proteína transmembranal obtenida de bacterias Escherichia coli. El uso de biosurbactantes se da en respuesta a que la mayoría de surfactantes en la industria son obtenidos de hidrocarburos y esto acarrea problemas por su lenta degradación, contaminación y perjuicios para la salud por parte de estas sustancias. Por otro lado, el mayor problema que recae en la formulación de estos productos se encuentra en la estabilidad de la emulsión; es por esto que este proyecto tiene como propósito evaluar la tensión superficial y temperatura de transición de fases a 3 distintas composiciones de surfactante manteniendo constante la composición de aceite con el fin de demostrar un grado de estabilidad al usar la proteína OmPA como biosurfactante. Las temperaturas de cristalización para las emulsiones de 0.3, 0.7, 1 y 2 mg/ml se encontró que la temperatura de cristalización del bulk de agua está en un rango de -13 a -17 ºC y la de la fase dispersa de -5 a -7 ºC. Además se logró probar que no es posible generar emulsiones estables a partir de este biosurfactante para el aceite de canangucha. Palabras clave: Biosurfactante, temperatura de transición de fase, emulsión, tensión interfacial, O/W,
estabilidad.
1. Introducción
Los surfactantes son compuestos que tienen como
función principal reducir la tensión interfacial
entre el agua y el aceite; creando un filme en la
interfase O/W lo que evita que las moléculas
lipídicas tiendan a agruparse; este fenómeno se
conoce como coalescencia [1] en donde moléculas
de una composición idéntica se agrupan para
formar una fase independiente a la solución.
Actualmente se ha incurrido en el desarrollo y uso
de biosurfactantes debido a que son una
alternativa ecológica y sostenible a los usados
actualmente los cuales tienen procedencia química
al poseer una menor toxicidad [2].
Los biosurfactantes se clasifican por su
composición química como glycolipidos,
lipopeptidos, lipoproteínas y fosfolípidos. Por otro
lado la proteína que se usará como surfactante es
la proteína transmembranal OmpA de la bacteria
Escherichia Coli’s, la razón de que se le haya
prestado atención es debido a que se encontrado
que la proteína 45 kDa del complejo alasan posee
una alta homología con respecto a OmpA [3].
Por otro lado la mayor parte de las actividades económicas en la región de la amazonia colombiana pertenecen al sector primario y están basadas en el aprovechamiento de recursos naturales; donde los sectores secundario y terciario no hacen un aporte significativo a la economía de la región [4]. Lo anterior implica que se está perdiendo un gran potencial económico al no atender a la necesidad de hacer formulaciones para posibles productos de los recursos naturales de la región. Actualmente en la amazonia se ha incrementado la deforestación de bosque por la siembra de monocultivos de palma africana principalmente para la producción de biodiesel [5]. Recientemente la producción de aceite se ha vuelto insostenible debido a fuertes plagas y la caída del precio del petróleo; haciendo que el precio descienda de 869 USD a 640 USD por tonelada métrica [6]. Lo anterior ha hecho que se busque alternativas sostenibles en el cultivo de palma nativa para evitar la destrucción del frágil ecosistema amazónico y dar una alternativa viable a los productores locales de palma. El aceite de palma de canangucha (Maurita flexuosa) ha llamado la tensión en la industria de cosméticos y alimentaria debido a su gran poder antioxidante como se demuestra en la
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investigación hecha por Jaime Restrepo donde concluye que la actividad antioxidante considerablemente alta de Maurita Flexuosa demuestra la capacidad de contribuir a la captación de radicales libres nocivos para la salud de la piel [7]. Actualmente se han llevado a cabo investigaciones relacionadas con la efectividad cosmética de Maurita Flexuosa y se pudo determinar a partir de diferentes formulaciones donde el aceite de maurita flexuosa jugaba un papel de compuesto activo antioxidante una contundente mejoría en la piel a la muestra poblacional a quienes se les aplicó [8]. Para las formulaciones anteriormente mencionadas se usaron como agentes surfactantes: trietanolamina, acido esteárico, glicerol estearato y cetearyl alcohol; los cuales son de procedencia química por lo tanto podrían llegar a ser un riesgo para la salud o dar efectos contrarios a los deseados, por ende, garantizar una estabilidad con biosurfactantes se vuelve una tarea crucial. Debido a lo anterior se deben establecer parámetros termodinámicos y dinámicos que garanticen una estabilidad en las emulsiones para que puedan hacerse formulaciones y dar valor agregado a la materia prima; entre estos están: reducción de tamaño de gota, polidispercidad, reducción de la tensión superficial y cambios en temperaturas de transición. Esta investigación se limita al análisis de la tensión interfacial y temperatura de transición a distintas concentraciones de surfactante manteniendo constante la concentración de aceite. Con respecto a las mediciones de tensión interfacial; existen distintos métodos, los cuales varían dependiendo de la variable que se está midiendo (fuerza, presión y deformación) para este proyecto se usó el método de la gota colgante la cual se basa en la teoría de los métodos de deformación; donde se asume una esfera (gota o burbuja) perteneciente a la fase 𝛼 la cual se encuentra rodeada por la fase 𝛽 ver anexo 4; si se asume que el sistema es estacionario implicaría que la presión de expansión proveniente de la fase 𝛼 se encuentra en equilibrio con la presión de compresión de la fase 𝛽 [9]. Por otra parte, las fuerzas con origen en la presión pueden escribirse en función del producto de la presión por el área y aquellas provenientes de la tensión superficial como unidad de trabajo por longitud [9]. Partiendo de lo anterior se puede escribir la fuerza de compresión y expansión en términos de la presión interna de la burbuja, la presión externa y la tensión interfacial.
𝐹𝑒𝑥𝑝 = 𝐴𝑃𝑖𝑛 = 4𝜋𝑃𝑖𝑛 (𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 1) 𝐹𝑐𝑜𝑚𝑝 = 𝐴𝑃𝑒𝑥 + 𝐹𝛾 = 𝐴𝑃𝑒𝑥 + 𝑑𝑤/𝑑𝑟
= 4𝜋𝑟2𝑃𝑒𝑥 + 𝛾𝑑𝐴/𝑑𝑟= 4𝜋𝑟2𝑃𝑒𝑥+ 𝛾 8𝜋𝑟𝑑𝑟/𝑑𝑟 (𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 2)
Estas dos fuerzas al estar en equilibrio se pueden igualar.
4𝜋𝑟2𝑃𝑖𝑛 = 4𝜋𝑟2𝑃𝑒𝑥 + 8𝜋𝑟𝛾 (𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 3)
Al dividir la anterior ecuación en 4𝜋𝑟2 se obtiene la ecuación de Young-Laplace la cual se utiliza para el cálculo de tensión superficial.
𝑃𝑖𝑛 = 𝑃𝑒𝑥 + 2𝛾/𝑟 (𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 4) Por otro lado, para el cálculo de la tensión interfacial se utilizó el tensiómetro óptico Attension Biolin Scientific modelo Theta el cual usa la ecuación de Young-Laplace como principio para el cálculo de la tensión superficial. Por otro lado la calorimetría diferencial de barrido
(DSC, Diferential Scanning calorimetry) permite
hacer el estudio de transiciones térmicas a
muestras liquidas midiendo la cantidad de calor en
función de la temperatura, la cual es dada por la
diferencia en la capacidad calorífica de la muestra
y una referencia que por lo general es agua des
ionizada [10].
De este análisis se pueden obtener dos tipos de
información: temperaturas de transición térmica, y
parámetros termodinámicos globales (cambio de
capacidad calorífica, cambio de entropía, cambio
de entalpia) [1]. Por otro lado con respecto a las
emulsiones el análisis DSC es útil para determinar
el tipo de emulsión O/W o W/O. la cantidad de
agua, la composición de la fase dispersa y el bulk
y la evolución del tamaño de gota [11].
El DSC puede ser clasificado dependiendo de su
mecanismo de operación: DSC de flujo de calor y
DSC de potencia compensada. Con respecto al
DSC de flujo de calor existen dos recipientes o
pans en donde se encuentra la muestra y la
referencia en donde el flujo de calor en ambos se
regula por el mismo horno a diferencia del DSC
de potencia compensada en donde el pan y la
referencia tienen un horno particular [12], (ver
anexo 2).
Por otra parte un concepto importante a tener en
cuenta es el balance hidrofilico- lipofilico (HLB),
este concepto introducido por Griffin (1949) el
cual se basa en un método experimental el cual
consiste en atribuir un cierto número HLB a los
agentes emulsionantes a partir de datos relativos a
la estabilidad de la emulsión. Este número HLB
representa implícitamente varios parámetros y da
cuenta del balance hidrofilico-lipofilico del
sistema. A partir de los agentes emulgentes de
referencia se pretende obtener el HLBm el cual
sigue una regla lineal basada en fracciones de peso
[13]:
𝐻𝐿𝐵𝑀 = 𝑥1𝐻𝐿𝐵1 + 𝑥2𝐻𝐿𝐵2 (𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 5)
Donde HLB1 y HLB2 son los números de los
surfactantes 1 y 2 y x1 y x2 sus fracciones en peso
en la mescla y 𝐻𝐿𝐵𝑀 de la mezcla de surfactantes.
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Variando x1 y x2 se puede obtener una serie
continua de HLB en donde el máximo de
estabilidad (ver anexo 8) corresponde al HLB
requerido (HLBreq) del aceite este es una
propiedad intrínseca al aceite e independiente del
surfactante utilizado [13].
Por otra parte al tener el HLBreq de un aceite se
puede obtener el valor de HLB de un surfactante
desconocido a partir de la siguiente ecuación:
𝐻𝐿𝐵𝑟𝑒𝑞 = 𝑥1𝐻𝐿𝐵1 + 𝑥𝑥𝐻𝐿𝐵𝑥 (𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 6)
En donde el 𝐻𝐿𝐵𝑥 es el HLB del surfactante
desconocido.
2. Metodología El diseño de experimentos consta de 4 pruebas de temperatura de transición de fase de las emulsiones; esto se llevará a cabo en el calorímetro diferencial de barrido (DSC) con concentraciones de proteína de 0.3, 0.7, 1 y 2 mg/ml. Con respecto a la tensión interfacial se espera hacer medición de soluciones con las concentraciones anteriormente mencionadas.
2.1 Extracción de aceite
Para acondicionar la materia prima fue necesario
esterilizarla, esto se hizo en el autoclave. Luego
debido a que esta queda húmeda se dispuso de esta
en un horno a 60 °C por 72 horas; y finalmente
con la materia prima ya seca se dispuso a
aumentar el área específica de esta cortándola en
pequeños trozos.
Ya con la materia prima acondicionada, se puso en
contacto con éter de petróleo por medio del uso de
un extractor soxhlet aproximadamente por 6 horas.
Y finalmente para purificar el aceite y recuperar el
solvente fue necesario el uso de un rota
evaporador el cual operaba a 50°C
aproximadamente en 5 horas. Se obtuvieron
aproximadamente 100 ml de aceite.
2.2 formulación de las emulsiones
Previamente a la formulación de las emulsiones se
hizo la preparación de una mezcla proteína-agua,
con las concentraciones previamente mencionadas.
Luego de tener la solución se vierte en beaker de
50 ml el cual se ubica en un dispermat a 3000
RPM en donde por goteo se induce aceite durante
7 minutos y finalmente después de verter el aceite
hasta llegar a una concentración de 15% w/w de
aceite se mescla durante 30 minutos. Cada
emulsión se hizo de 25 g.
2.3 Calorimetría diferencial (DSC)
El calorímetro diferencial utilizado fue DSC de
flujo de calor Q2000 (thermal análisis (T.A)). Las
muestras y las referencias se ubicaron en pans de
aluminio de 5-10mg los cuales fueron pesados en
una balanza con 4 cifras significativas. Para las
pruebas a realizar a realizar se utilizó la siguiente
rutina para todas las muestras: 1) equilibrio a 60°C,
2) enfriamiento hasta -50°C a una tasa de 5°C/min,
3) isoterma por 5 minutos y 4) calentamiento de -
50°C hasta 60°C a una tasa de 5°C/min [1].
2.4 Medición de tensión interfacial
La técnica de medición de tensión superficial se
hizo por medio del método de la gota pendante
ajustado por la ecuación de Young Laplace [14].
Cada experimento se realizó a temperatura
ambiente 20°C, en donde la fase liviana (agua y
proteína) se encontraba en una celda y la fase
pesada (aceite) sale por una aguja la cual se
encuentra sumergida en la celda donde se
encuentra la fase liviana. Al salir la gota la cámara
del tensiómetro puede hacer mediciones del radio
de la burbuja que sale y usando la ecuación Para
este análisis se dispuso de un tensiómetro óptico
marca Attention modelo theta.
3. Resultados y Discusión.
3.1 análisis de calorimetría
De las emulsiones analizadas se puede decir que
son del tipo w/o debido a que el termograma
presenta una forma similar a las presentadas en la
figura 9.1 del anexo 9 [11]; además se puede decir
que en las emulsiones analizadas no hay presencia
de solutos disueltos ya que cuando hay presencia
de ellos en el agua el punto de fusión es (<0ºC)
cosa que no sucede en las emulsiones realizada
(ver tabla 5.4 del anexo 5) [11].
Por otro lado, es posible obtener graficas de
tiempo vs flujo de calor a partir de los
termogramas; en donde se observan picos
máximos y mínimos (ver anexo 3); donde los
puntos máximos representan los puntos de
cristalización y los mínimos a los de fusión. Esto
se debe a la naturaleza exotérmica de la
cristalización y a la condición endotérmica de la
fusión.
Con respecto a la formación de la cristalización, se
puede decir que se da abruptamente con respecto
al bulk de agua desionizada en las emulsiones o/w
y en su estado puro. Esto sucede cuando se llega a
una temperatura por debajo de la temperatura de
equilibrio solido-liquido 𝑇𝑒𝑆𝐿; ya que una cantidad
significativa de matera se va a solidificar [13];
además el termograma presenta un
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comportamiento como el encontrado en la figura
9.1 del anexo 9 [15]. Con respecto a la fase
dispersa, se supone que esta va a tener una
temperatura menor a la 𝑇𝑒𝑆𝐿 [15].
Para garantizar una emulsión estable; la gráfica de
flujo de calor vs tiempo debe presentar una forma
de campana gaussiana como se puede apreciar en
el anexo 9 figura 9.2 [15]. Si se compara la forma
del pico máximo de las gráficas obtenidas en las
emulsiones realizadas a concentraciones de
surfactante de 0.3, 0.7, 1 y 2 mg/ml (anexo 3,
figuras 3.1-3.4) se puede observar que estas
presentan una forma similar a la figura 9.1, y este
comportamiento es típico de una emulsión
inestable o del bulk de agua pura [15] [11]; esta
similitud con la gráfica del agua pura sucede
debido a que al estar separadas en dos fases,
cuando se toma la muestra se captura
principalmente agua; por lo que los resultados son
más cercanos a los del agua des ionizada que a los
del aceite. El comportamiento de campana de
gauss es apreciable en las emulsiones de dodecano
agua estabilizadas con OmpA hechas por Lina
Rojas [1] (ver anexo 8) en donde se observa
perfectamente picos en forma de campana
gaussiana siendo más afines a la figura 9.1 y a una
emulsión estabilizada.
Por otro lado se encontró en literatura que la
disminución en la temperatura de cristalización del
agua está ligado a la disminución en el tamaño de
gota; este efecto ocurre debido a que la
probabilidad encontrar impurezas en una gota
disminuye si el tamaño de gota disminuye [1].
Con respecto al análisis de calorimetría fue
posible obtener la temperatura del bulk de agua y
la fase dispersa para cada emulsión; en donde se
puede observar que no existe una correlación
directa entre la disminución de la temperatura de
cristalización del agua y el aumento de la
concentración de proteína (ver anexo 6); lo que
indica que no hubo una disminución de tamaño de
gota asociada al incremento de concentración de
proteína.
La inestabilidad de las emulsiones o/w de aceite
de canangucha, utilizando como surfactante la
proteína OmpA de la bacteria Scherichia E-coli
tiene razón de ser a partir del HLBreq del aceite de
canangucha, es de 13,6 [16] y el asociado a la
proteína se tiene un valor de 7.7 [17]; lo que
implicaría que si se trata de hacer las emulsiones
solo a partir de este surfactante es imposible que
se estabilice; por lo tanto si se quiere llegar a
estabilizar la emulsión usando OmpA como
surfactante y aceite de Canangucha, es necesario
utilizar un surfactante adicional y evaluar la
estabilidad de la mezcla.
En comparación con una emulsión estable como la
realizada por Francisco Rodríguez [18] (ver anexo
5, tabla 5.2) con agentes surfactantes tween 20 y
span 80, es posible observar que la temperatura de
cristalización de la fase dispersa de dichas
emulsiones es mucho más baja con respecto a la
temperatura de cristalización del bulk de aceite
puro, a diferencia de la temperatura de
cristalización de fase dispersa de las emulsiones
inestables (ver anexo 5, tabla 5.1). Esto se debe a
que poseen una mayor estabilidad ya que las gotas
contenidas en la emulsión, estadísticamente se
encuentran libres de impurezas lo que previene la
nucleación heterogénea [19]. A su vez, es posible
observar que la temperatura de cristalización del
bulk de agua de la emulsión a base de Tween y
span es menor que la Temperatura de
cristalización del agua desionizada; lo que implica
que el tamaño de gota se redujo lo suficiente para
formar una emulsión estable [1]. A pesar de que el
termograma brinda información acerca del tamaño
de gota esta, información es netamente cualitativa
[11]; por lo que se recomienda hacer mediciones
de tamaño de gota para determinar qué tamaño
poseen las gotas de una emulsión estable.
Con respeto a las transformaciones térmicas
solido-líquido en emulsiones se ha reportado que
estas no difieren mucho con respecto a
componentes puros. Debido a esto no se hizo un
análisis con respecto a la temperatura de fusión de
las emulsiones [15] [11].
3.2 análisis de tensión superficial
Con respecto a la medición de tensión superficial,
debido a problemas de funcionamiento del equipo
solo se pudo hacer toma de datos de la tensión
superficial entre el agua y el aceite, sin surfactante
en donde el promedio de la tensión superficial fue
de 38,33 mN/m.
De los problemas encontrados en el tensiómetro el
principal fue que debido a que la presencia de la
proteína surfactante en el agua hacia que la celda
de cuarzo se viera opaca lo que ocasionaba que la
cámara del tensiómetro no pudiera enfocar la gota
de aceite dentro de la celda. Por lo tanto tocaba
trabajar a concentraciones bajas de surfactante.
Debido a esto se planteó el extrapolar la
concentración de surfactante con el fin de saber la
tensión superficial a concentraciones más altas de
surfactante sin tener que hacer mediciones a
concentraciones altas. A continuación se encuentra
el modelo encontrado para la extrapolación [20].
𝛾 − 𝛾∞ =𝑅𝑇Γ2
2𝑐0
(𝜋
𝐷0𝑇)
12
(𝐸𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 7)
Donde 𝛾∞ es la extrapolación de la tensión
superficial en el equilibrio, Γ es la concentración
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de proteína en la superficie, y 𝐷0 es el coeficiente
de difusión.
La finalidad del análisis de tensión interracial es el
de encontrar la concentración micelar critica CMC.
La cual indica a que punto de concentración se
empiezan a formar micelas en la emulsión. Para
poder encontrar este punto es necesario medir
tensión superficial en emulsiones e ir aumentando
la concentración de surfactante; el
comportamiento debe ser como el encontrado en
el anexo 10, en donde se puede observar una
disminución de la tensión superficial en función
de la concentración de surfactante, hasta un punto
donde la concentración se empieza a mantener
constante; a este punto se le conoce como
concentración micelar critica, debido a que a partir
de ahí la concentración de surfactante es tan alta
que este deja de cumplir su función y se empieza
agrupar en sí mismo formando micelas.
4. Conclusiones A pesar que el análisis de calorimetría diferencial brinda información importante con respecto a factores de estabilidad termodinámicos, como el corrimiento del punto de cristalización, es necesario relacionar estos resultados con parámetros dinámicos para llegar a bases más relevantes de estabilidad en emulsiones. A partir de los datos obtenidos, no fue posible generar emulsiones estables con aceite de canangucha utilizando la proteína OmpA. A partir del análisis calorimétrico es posible concluir que si se desea estabilizar emulsiones a partir de aceite de canangucha es necesario utilizar otro tipo de surfactante con un HLB más elevado, o utilizar otro surfactante adicional que incremente el HLB de la mezcla de surfactantes. A pesar de que el DSC brinde información sobre la reducción del tamaño de gota, si se quiere llegar a un análisis más profundo con respecto a la estabilidad de las emulsiones es necesario medir directamente el tamaño de gota en emulsiones más estables ya que el DSC solo brinda información cualitativa con respecto al tamaño de gota. Con respecto a la tensión superficial; es recomendable que los análisis para otros biosurfactantes puedan hacerse a concentraciones más altas que las mencionadas en esta investigación, con el objetivo de poder determinar la CMC; por lo que se recomienda investigar sobre otros métodos de medición que permitan el incremento de surfactante sin afectar la medición.
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[18] F. Rodriguez, «Evaluacion de la estabilidad d eemulsiones creadas a partir del aceite d ela palma canangucha y diferentes concentraciones de surfactantes,» Universidad de los andes, Bogota, 2017.
[19] M. Douaire, V. di Vari, J. Norton , A. Sullo, P. Lillford y i. Norton, «Advances in colloid and interface science,» 2014. [En línea]. Available: http://ac.els-cdn.com.ezproxy.uniandes.edu.co:8080/S0001868613001371/1-s2.0-S0001868613001371-main.pdf?_tid=ca616168-34ce-11e7-b62a-00000aacb35d&acdnat=1494345022_ee11d9f5b6e01b9ec3fb18bbb87a2587. [Último acceso: 2017].
[20] Universidad de Sonora, «superficies e interfases capitulo 2,» [En línea]. Available: http://tesis.uson.mx/digital/tesis/docs/20722/Capitulo2.pdf. [Último acceso: 2017].
[21] J. L. Salager, «Formulacion HLB, PIT y R de Winsor,» Universidad de los andes de Venezuela, 1998. [En línea]. Available: http://www.firp.ula.ve/archivos/cuadernos/S210A.pdf. [Último acceso: 2017].
[22] A. Cooper, «Thermodynamic analysis of biomolecular interactions,» 1999. [En línea]. Available: http://ac.els-cdn.com.ezproxy.uniandes.edu.co:8080/S1367593199000083/1-s2.0-S1367593199000083-main.pdf?_tid=60a42c34-0462-11e7-9485-00000aacb35e&acdnat=1489020803_b4bbad61a918757cea6c10985ed9b281. [Último acceso: 2017].
[23] A. Prieto y J. C. Arias, « Diversidad biológica del sur de la Amazonia colombiana,» 2017. [En línea]. Available: http://mail.corpoamazonia.gov.co/files/Planes/biodiversidad/diagnostico/AMAZONIA_C2.pdf.
9
Anexos
Anexo 1 emulsiones en el instante 0 después de finalizada su agitación.
Figura 1.1 Emulsión inestable al instante 0.
Figura 1.2 emulsiones estables al instante 0.
10
Anexo 2 DSC por flujo de calor y por poder compensado [12].
Figura 2.1 DSC de flujo de calor
Figura 2.2 DSC de poder compensado
11
Anexo 3 Gráficas de flujo de calor vs tiempo para emulsiones a concentraciones de 0.3 g/ml, 0.7 mg/ml 1
mg/ml y 2 mg/ml, agua desionizada y aceite puro
Figura 3.1 Gráfica de flujo de calor vs tiempo para muestra de emulsión a 0.3 mg/ml de proteína
Figura 3.2 Gráfica de flujo de calor vs tiempo para muestra de emulsión a 0.7 mg/ml de proteína
-5-3-113579
1113151719212325272931333537
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50
Flu
jo d
e ca
lor
(W/g
)
Tiempo (min)
Flujo de calor vs Tiempo
-6-4-202468
1012141618202224262830323436
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52
Flu
jo d
e C
alo
r (W
/g)
Tiempo (min)
Flujo de calor vs Tiempo
12
Figura 3.3 Gráfica de flujo de calor vs tiempo para muestra de emulsión a 1 mg/ml de proteína
Figura 3.4 Gráfica de flujo de calor vs tiempo para muestra de emulsión a 2 mg/ml de proteína
-6-4-202468
10121416182022242628
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52
Flu
jo d
e C
alo
r (W
/g)
Tiempo (min)
Flujo de Calor vs Tiempo
-5-3-113579
111315171921232527293133353739
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50
Flu
jo d
e C
alo
r (W
/g)
Tiempo (min)
Flujo de Calor vs Tiempo
13
Figura 3.5 Gráfica de flujo de calor vs tiempo para muestra de agua desionizada
Figura 3.5 Gráfica de flujo de calor vs tiempo para muestra de aceite puro
-5-4-3-2-10123456789
1011121314151617181920
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52
Flu
jo d
e C
alo
r (W
/g)
Tiempo (min)
Flujo de Calor vs Tiempo
-1
-0,5
0
0,5
1
1,5
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52
Flu
jo d
e ca
lor
(W/g
)
Tiempo (min)
Flujo de Calor vs Tiempo
14
Anexo 4 Diagrama de interfase entre dos sustancias inmiscibles.
Figura 4.1 diagrama de fases 𝛼 y 𝛽.
Anexo 5 Tablas de temperatura tiempo y flujo de calor en el punto de cristalización
Muestras inestables:
Muestra (25 g) Temperatura C. Bulk de agua
Flujo de calor (W/g)
Temperatura (°C) Fase dispersa
Flujo de calor (W/g)
0,3 mg/ml OmpA -13,78 0,334 -5,82 34,23
0,7 mg/ml OmpA -17,9 0,2726 -6,8 32,17
1 mg/ml OmpA -16,17 0,3101 -7,71 24,24
2 mg/ml OmpA -14,38 0,190 -7,96 36,17
Tabla 5.1 Temperatura de Cristalización y flujo de calor asociado de emulsiones inestables.
Muestra estable:
Muestra (25 g) Temperatura C. Bulk de agua
Flujo de calor (W/g)
Temperatura (°C) Fase dispersa
Flujo de calor (W/g)
Tween 0,32 g y span 0,42 g
-19,73 0,2879 -14,2 65,57
Tabla 5.2 Temperatura de Cristalización y flujo de calor asociado de emulsiones estables.
Muestras puras:
Muestra (25 g) Tiempo (min) Temperatura (°C) Flujo de calor (W/g)
Aceite puro 19,84 -11,1 -38,45 0,3035 0,9796
Agua pura 14,39 -18,95 0,3902
Tabla 5.1 Temperatura de Cristalización y flujo de calor asociado de compuestos puros
15
Muestra (25g) Temperatura de fusión Flujo de calor (W/g)
0,3 mg/ml OmpA 0 -3,194
0,7 mg/ml OmpA 2,53 -2,14
1 mg/ml OmpA 3,44 -2.14
2 mg/ml OmpA 0 -2,173
Tabla 9.4 Temperatura de Cristalización y flujo de calor asociado de emulsiones.
Anexo 6 Comportamiento de temperatura de cristalización vs concentración de proteína
Figura 6.1 Temperatura de Cristalización vs concentración de proteína.
Anexo 7 Diagrama de estabilidad vs HLB [13]
-20
-18
-16
-14
-12
-10
-8
-6
-4
-2
0
0 0,5 1 1,5 2 2,5
Tem
per
atu
ra d
e C
rist
aliz
ació
n (
ºC)
Concentracion de proteina (mg/ml)
Temperatura de cristalizacion del agua vs concentracion de proteína (mg/ml)
16
Figura 7.1 Estabilidad de una emulsión O/W en función de HLB de la mezcla de surfactantes usada
Anexo 8 Picos del termograma de emulsiones a concentración de péptidos de at 0,05% (bajo) 0.15% (medio)
and 0.25% (w/v) (alto) de surfactante [1].
Figura 8.1 Termograma de emulsiones n-dodecano agua.
17
Anexo 9 Comportamiento en los termogramas de la temperatura de cristalización [15]
Figura 9.1 Comportamiento del termograma para el agua desionizada
Figura 9.2 Comportamiento del termograma para la fase dispersa en las emulsiones
Anexo 10 Comportamiento de la tensión superficial en función de la concentración de surfactante [21]
Figura 10.1 Variación de tensión superficial vs concentración de surfactante permite observar la
Concentración Micelar Critica.
