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ÁREA DE PARASITOLOGÍA Y ENFERMEDADES PARASITARIAS

Departamento de Sanidad Animal y Medicina Preventiva

FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS

Universidad Nacional del Centro de la Provincia de Buenos Aires

CUADERNILLO DE TRABAJOS PRÁCTICOS

CURSADA 2016

Alumno:

Comisión:

Recordamos un 90% de lo que hacemos, un 10% de lo que leemos, un 20% de lo que oímos y un 30% de lo que vemos. O´Connor y Seymur (1992)

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ÁREA DE PARASITOLOGÍA Y ENFERMEDADES PARASITARIAS PROGRAMA DE EXAMEN

MÓDULO 1.- PARASITOLOGÍA GENERAL Y ZOONOSIS PARASITARIAS. -PARASITOLOGÍA GENERAL: Definición de Parasitología y Enfermedades Parasitarias. Generalidades. Asociaciones animales. Adaptación. Evolución. Transmisión y localización. Vías de penetración. Acción, inmunidad, premunición. Diagnóstico, control y tratamiento. Interrelación con otras ciencias. Características taxonómicas generales en: Helmintología, Entomología y Protozoología. -ZOONOSIS PARASITARIAS: Hidatidosis. Triquinosis. Toxoplasmosis. Distomatosis. Dermatobiosis. “ETA”: Enfermedades parasitarias transmitidas por los alimentos cárneos o contaminación de ellos (Cisticercosis, Toxocarosis, Trichurosis, Anisakiosis, Capilariosis, Esparganosis y otras). MÓDULO 2.- RUMIANTES. -BOVINOS Y OVINOS: Gastroenteritis verminosa. Bronquitis verminosa. Cestodosis. Tricomonosis bovina. Coccidiosis. Neosporosis. Babesiosis y Anaplasmosis. Garrapatas. Sarnas. Piojos. Miasis cutáneas, subcutáneas y cavitarias. Hematobiosis. Melofagosis. MÓDULO 3.- EQUINOS Y CERDOS. -EQUINOS: Estrongiloidosis. Tricostrongilosis. Parascaridosis. Cestodosis. Oxiurosis. Estrongilosis. Gasterofilosis. Miasis cutáneas y subcutáneas. Piojos. Tripanosomosis. Piroplasmosis. Sarcosporidiosis (EPM). -CERDOS: Gastroenteritis verminosa: Hiostrongilosis. Esofagostomosis. Ascaridosis. Acantocefalosis. Arduenosis. Piojos. Miasis cutáneas y subcutáneas. Bronquitis verminosa. Sarnas. MÓDULO 4.- PEQUEÑOS ANIMALES. -CANINOS y FELINOS: Ascaridosis. Ancilostomosis canina. Trichurosis canina. Teniosis. Coccidiosis. Neosporosis. Sarnas. Piojos. Pulgas. Garrapatas. Miasis cutáneas y subcutáneas. Capilariosis. Lagochilascariosis. Dioctofimosis -AVES: Coccidiosis. Dermaniosis. Ornitoniosis.

BIBLIOGRAFÍA DE CONSULTA PARA TRABAJOS PRÁCTICOS Para todos los trabajos prácticos: Material de estudio del teórico práctico disponible en fotocopiadora y bibliografía general.

Bibliografía general Atias, A. Parasitología Médica. Mediterráneo, 1999 Boch, J. y Supperer, R. Parasitología en Medicina Veterinaria. Ed. Hemisferio Sur. Argentina, 1982. Cordero del Campillo, M. Rojo Vazquez, F.A. Ed. McGraw-Hill – Interamericana. España, 1999. Fiel, C. y Nari, A. Enfermedades Parasitarias de Importancia Económica y Productiva en Rumiantes. Fundamentos para su prevención y control. Ed. Hemisferio Sur. Argentina. 2013. Saumell, C; Fusé, L.; Iglesias, L.; Fiel, C. Parásitos externos. En Dermatología canina para la práctica diaria. Ed: F. Fogel, P. Manzuc. Editado por Inter.- Ed Inter-Médica S.A.I.C.I.,2009 Soulsby, E.J.L. Parasitología y enfermedades parasitarias en los animales domésticos. Ed. Interamericana. México, 1987. Taylor, M., Coop, R., Wall, R. Veterinary Parasitology. Ed. Blackwell Publishing, 2007.

Guías de identificación y técnicas de laboratorio Fiel,C., Steffan, P., Ferreyra, D. Manual para el diagnóstico de nematodos en bovinos. Diagnóstico de las parasitosis más frecuentes de los rumiantes (TP 4, 5, 6) www.aavld.org.ar/publicaciones Ueno, H., Gutierres, V.C. Manual para diagnóstico das Helmintoses de Ruminantes (TP 4, 5,6) Fusé, L. Guía de técnicas de diagnóstico e identificación de huevos de cestodos y nematodos parásitos de los equinos (TP 7, 9) Guía de identificación de larvas de nematodos parásitos de los equinos (TP 8)

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ÁREA DE PARASITOLOGÍA Y ENFERMEDADES PARASITARIAS

Pautas para la realización de los Trabajos Prácticos

- El cuadernillo de prácticos es material académico de estudio y de evaluación Será visado semanalmente y deberá presentarse en el momento del examen final debidamente completado a excepción de los prácticos no asistidos. Cada práctico debe identificarse con nombre del alumno y comisión. - Puntualidad: los horarios de trabajos prácticos por comisión son comunicados en la cartelera del área. No podrá ingresar al práctico cuando éste ya se inició. - Vestimenta y seguridad: ingrese al laboratorio de prácticos con guardapolvo, cabello recogido y su guía de trabajos prácticos. Cuando los prácticos se realicen en pastura o manga (se notificará en cartelera del área), recuerde el uso de botas y guantes descartables. Las actividades podrán ser modificadas de acuerdo a las posibilidades de realización. - Participación: se requiere leer anticipadamente el trabajo práctico correspondiente para participar de las actividades interactivas. - Resolución de actividades: Realice las actividades propuestas respetando las normas de bioseguridad, en forma ordenada y completa: dibuje los ejemplares en forma esquemática (colocando el aumento utilizado cuando corresponda) y respondiendo a las preguntas que acompañan a cada actividad. - Material de estudio: recuerde el correcto manejo de los instrumentos de observación, así como el cuidado en la manipulación de los ejemplares de estudio y las normas bioseguridad en laboratorio (cabello recogido, uso de guantes descartables y guardapolvo); al finalizar la práctica limpie y ordene el material de laboratorio utilizado. Utilice el material de consulta disponible en las mesadas cuando fuera necesario. Evaluación de los trabajos prácticos: - Semanalmente y en forma rotativa se designarán los alumnos que deberán entregar el cuadernillo para su evaluación. Los cuadernillos corregidos podrán ser retirados en el Laboratorio de Parasitología el día jueves o viernes de la misma semana. Recuerde que deberá disponer del mismo para leer previamente el próximo trabajo práctico. - La evaluación se realiza por a) objetivo alcanzado en la interpretación y resolución de la actividad propuesta; b) actitud particular (puntualidad, participación, disciplina, manejo de materiales e instrumentos, conocimiento de vocabulario específico); c) asistencia mínima de 75% con posibilidad de recuperar hasta un 5% de los prácticos. Al finalizar la cursada estos criterios de evaluación definirán una calificación.

Importante: No ingrese a otros ámbitos con guardapolvo y/u otra vestimenta utilizada en los prácticos. Evite asimismo el ingreso de mascotas en el comedor, aulas y otras dependencias del Campus.

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Área de Parasitología y Enfermedades Parasitarias

TRABAJO PRÁCTICO Nº 1

Módulo I: PARASITOLOGÍA GENERAL Y ZOONOSIS PARASITARIAS. - Tema práctico: Generalidades de parásitos PROTOZOOS, CESTODOS, TREMATODOS, NEMATODOS, INSECTOS Y ARÁCNIDOS Objetivos: - Ubicar taxonómicamente los ejemplares observados - Reconocer morfológicamente y graficar endo y ectoparásitos. - Destacar características diferenciales entre insectos y arácnidos. Materiales:

- Ejemplares de parásitos en diferentes estadios biológicos - Lupa manual y binocular - Microscopio óptico - Instrumental de manipulación (pinzas, agujas de disección) y elementos de dibujo.

Actividades propuestas:

1) Observe el material dispuesto en las mesadas de laboratorio y en base a la información de consulta disponible, complete en el cuadro resumen según los siguientes ítems:

a) reconozca el tipo de parásito expuesto, ubíquelo en el Phylum que corresponda de la

grilla y esquematícelo en forma sencilla b) Mencione por qué características se clasifica dentro de estos taxones * c) Indique el tipo de parasitismo: ENDO ó ECTO , según corresponda.

a) Protozoario b)………………………………………… …………………………………………… c)………………………………………….

a) Platelminto: Cestodo b)………………………………………… …………………………………………… c)………………………………………….

Comisión: Alumno:

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a) Platelminto: Trematodo b)………………………………………… …………………………………………… c)………………………………………….

a) Nematodo b)………………………………………… …………………………………………… c)………………………………………….

a) Artrópodo: Insecto b)………………………………………… …………………………………………… c)………………………………………….

a) Artrópodo: Arácnido

b)………………………………………… …………………………………………… c)………………………………………….

2) Mencione 3 características estructurales y funcionales que diferencien insectos de arácnidos ……………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………

3) Explique qué diferencias hay entre ciclo biológico directo e indirecto. ……………………………………………………………………………………………………..

……………………………………………………………………………………………………..

4) Compare las ventajas adaptativas entre endo y ectoparásitos

……………………………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………………….

*Grupo de una clasificación científica: para ordenar y clasificar a los seres vivos se emplean una serie de taxones o categorías taxonómicas ordenadas jerárquicamente de modo que cada categoría incluya a las demás o esté incluida en otra.

Importante: recuerde el correcto manejo de los instrumentos de observación; al finalizar la práctica limpie y ordene el material de laboratorio utilizado.

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Módulo I: PARASITOLOGÍA GENERAL Y ZOONOSIS PARASITARIAS- - Tema Práctico: Zoonosis (Triquinosis, Distomatosis y Echinococcosis e Hidatidosis) Objetivos: - Reconocer y esquematizar estructuras de importancia taxonómica y parasitológica. - Identificar el tipo de ciclo biológico y las condiciones ambientales y/o de transmisión que lo favorecen. - Conocer las técnicas de diagnóstico apropiadas para cada parasitosis Materiales:

- Parásitos zoonóticos en diferentes estadíos biológicos y hospedadores intermediarios - Lupa manual y binocular - Microscopio óptico - Instrumental de manipulación y de diagnóstico

Actividades propuestas: 1) Morfología de Trichinella spiralis y técnicas diagnósticas

a) Observe al microscopio óptico, esquematice dentro de cada área indicando el estadio biológico y el aumento utilizado (*).

a b c Aumento……………… Aumento……………… Aumento……………….

Estadio……………… Estadio………………… Estadio……………………

b) ¿Cuál es la técnica diagnóstica aprobada oficialmente? ¿por qué?

……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………

Comisión: Alumno:

(*) El aumento total se indica multiplicando el aumento del ocular por el aumento del objetivo utilizado.

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2) Ciclo biológico de Trichinella spiralis y etapas de la triquinelosis

a) Observe el siguiente diagrama y complete en los espacios correspondientes con las etapas de las manifestaciones clínicas y los fenómenos que se producen.

hpi: horas post infección; dpi: días post infección

b) ¿Dónde se expresa el potencial biótico o multiplicación y de qué factores depende?

……………………………………………………………………………………………………..

c) ¿Es posible el tratamiento en el ser humano? ¿En qué etapa y con qué compuesto químico?

………………………………………………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………

48 hpi

7 dpi

17 dpi

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3) Observación y reconocimiento de parásitos trematodes: Fasciola hepática y Paramphistomum.

a) Complete con características de los ejemplares adultos que aporten al diagnóstico diferencial

b) En el siguiente esquema complete cada número con el nombre de la forma juvenil de Fasciola hepática en el ambiente.

Nombre:

Forma:

Tamaño:

Localización parasitaria:

Ventosas:

Huevo (forma, color):

Nombre:

Forma:

Tamaño:

Localización parasitaria:

Ventosas:

Huevo (forma, color):

1)………………………………………… 2)………………………………………… 3)………………………………………… 4)………………………………………… 5)…………………………………………

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e) ¿Cuál es la técnica diagnóstica de laboratorio de la fasciolosis (o distomatosis)? ¿Por qué? ……………………………………………………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………

f) ¿Qué condiciones ambientales favorecen el ciclo biológico? ……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………

4) Observación y reconocimiento de parásitos cestodos

a) Identifique huevos y formas juveniles de cestodos y complete en cada número el nombre y para qué organismo es infectante (invertebrado, vertebrado, ser humano, perro, rumiante, etc)

Huevos y formas juveniles de cestodos

1……………………………….

2……………………………….

3……………………………….

4……………………………….

5……………………………….

6a………………………………

6b………………………………

7……………………………….

8……………………………….

9……………………………….

10…………………………...

11……………………………

5

10

11

ab

10

b) Esquematice un ejemplar adulto de Echinococcus granulosus, indicando las estructuras de

importancia parasitológica.

Aumento……………

Observación: Previo al desarrollo del TP Nº 3 lea el archivo sobre toma de muestra de MF (http://www.aavld.org.ar)


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Módulo II: RUMIANTES - Tema Práctico: Recolección de muestras (materia fecal), técnicas cuantitativas y cualitativas: Hpg (Mc.Master modificada), coprocultivo (Henriksen y Korsholm). Objetivos: - Manejo de técnicas más frecuentemente utilizadas en el diagnóstico parasitológico.

- Reconocer formas de huevos de parásitos, diferenciándolos de los pseudoparásitos.

- Fundamentar el uso de materiales y técnicas diagnósticas.

- Interpretar el diagnóstico parasitológico como la integración de datos de la anamnesis.

Materiales

- bolsas de polietileno - solución sobresaturada de ClNa - guantes descartables - vasos plásticos - gasa, marcador

- microscopio óptico - cámaras Mc.Master modificadas - frascos de 120-150 cc - pipeta plástica - espátula o batidora eléctrica

- telgopor granulado


1) Manga de la FCV: a) Extraer muestras individuales de heces bovinas (aprox. 100g) por estimulación de la ampolla rectal, eliminar el aire de la bolsa y cerrarla. b) ¿Qué condiciones debe ofrecer a las muestras para ser enviadas a laboratorio? ¿Por qué? ........................................................................................................................................................................................................................................................................................................................................

2) Laboratorio de SAMP: a) Procesar las muestras según técnica de McMaster:

Procedimiento: En 57cc de solución salina sobresaturada se agregan 3g de materia fecal. Mezclar con espátula o batidora hasta homogenizar. Se extrae el aire a la pipeta y de la mitad de la mezcla se absorbe una cantidad suficiente como para llenar las 4 celdillas (de 0,5cc) de una cámara de McMaster evitando la formación de burbujas de aire. Dejar reposar unos minutos y observar al microscopio óptico (40X)

Cámara de McMaster INTA 2 cc (ml)

Comisión: Alumno:

Celdilla (0,5cc)

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b) Mientras espera para realizar la observación explique ¿cuál es el fundamento de esta técnica?

…………………………………………………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………...................................................

Lectura y cálculo: Desplazando la platina recorrer cada retículo en forma de guarda griega contando los huevos de parásito encontrados diferenciando de las formas de pseudoparásitos (granos de polen, fibras vegetales, burbujas, etc). c) Realizar el cálculo e indicar el resultado de la observación. Al completar el conteo de los 4 retículos multiplicar por 10 para expresarlo en huevos por gramo de materia fecal (Hpg). Tener en cuenta que la dilución original fue de 1 parte de materia fecal en 20 (1:20). Por lo tanto, ¿cuántos gramos de MF habrá en los 2cc de la cámara?:…………….g (completar)

d) Esquematice las estructuras que reconoce en huevos de parásitos a diferencia de los pseudoparásitos

Aumento……………………….. Aumento…………………………

La estimación de los géneros parasitarios puede realizarse luego de la eclosión de las larvas y desarrollo hasta L3, para lo que es necesario cultivar los huevos de parásitos.

Algunas formas de huevos de parásitos helmintos de rumiantes:

Nematodirus Moniezia

Fasciola hepática Trichostrongylidae

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e)¿Cuáles son las condiciones favorables para la eclosión?.......................................................

……………………………………………………………………………………………………………

Una forma de mantenerlas es mediante un dispositivo sencillo: uno de los vasos descartables se corta transversalmente por la mitad. La base se perfora en su perímetro. Se realiza un pool con 2-3g de cada muestra que tuvo conteo de Hpg elevado, se le agrega el telgopor y homogeniza. Esta mezcla se coloca en la mitad de vaso perforada, se cubre con gasa y se ajusta con la otra mitad y ambos se colocan sobre el otro vaso entero que contendrá aprox. un cuarto de agua. Así se incubará a 20-22º durante 15 días. Cada cultivo se fechará e identificará en la base del vaso cortado.

f) Resalte cuál es el fundamento de la técnica de coprocultivo. ¿podría utilizar otros materiales inertes? ¿ con qué ventajas? …………………………………………………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………………….

g) ¿Qué otros datos consideraría para completar un diagnóstico integral de las parasitosis?

……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………

Importante: al finalizar la práctica limpie y ordene el material de laboratorio utilizado, recuerde que las soluciones sobresaturadas dañan los instrumentos de observación.

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Módulo II: RUMIANTES - Tema Práctico: Recolección de muestras de pasto, lavado e identificación de L3. Lectura del coprocultivo (técnica de Baermann). Objetivos - Entrenar en la técnica de muestreo y lavado de pasturas. - Interpretar el fundamento de la técnica de Baermann - Diferenciar L3 de parásitos gastrointestinales obtenidos en pastura y en coprocultivo, de nemátodos de vida libre. - Estimar la infectividad de la pastura Materiales

- bolsas de polietileno - cuchillo o tijera - balanza - detergente no iónico - balde o lavarropas - conos de zinc - colador de cocina

- tamiz de 37µ (400 meshes) - solución yodurada - manguera plástica - bandejas o canastos para secado - estufa con circulación de aire - dispositivo de Baermann - servilletas de papel - cámara de identificación

Actividades propuestas 1) En pastura de los potreros de la FCV: a) Observe el gráfico y responda ¿cuáles son los factores que determinan ambas migraciones? …………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………

Comisión: Alumno:

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b) Muestree la pastura siguiendo un recorrido determinado (zig-zag, guarda griega, etc), deteniéndose en zonas cercanas (10-20 cm) de las masas fecales y obteniendo unas 2-4 submuestras cada vez, el movimiento debe imitar el pastoreo del bovino.

2) En laboratorio de SAMP: Descripción de técnica: Se utiliza un balde o lavarropas destinado a este uso y se completa hasta las 2/3 partes con agua tibia libre de cloro. Agregar 2-3 gotas de detergente no iónico. Se coloca el pasto y 1-2 enjuagues de la bolsa que lo contiene. Se facilita el desprendimiento de las larvas en balde sacudiendo el pasto regularmente durante 4-6 horas o bien se hace funcionar el lavarropas durante 30´. Luego de esto se retira el pasto y se lo coloca en bandeja para secado hasta que tome aspecto y consistencia de fardo seco. a) Pese el pasto seco (materia seca) y registre:…………………….

Filtrar el agua del balde o de desagote del lavarropas a través de un colador de cocina y por debajo el tamiz de 37µ. El líquido recogido se coloca en un recipiente para decantar durante 3-4 hs. Se retira el material sobrenadante sifonando con manguera con lentitud para no arrastrar las larvas. Del material resultante se recuperarán las larvas mediante la técnica de Baermann. Cubrir los embudos de Baermann con una malla metálica o plástica y sobre ella una servilleta de papel. Lentamente se vierte el filtrado y el enjuague del tamiz, cubriendo con agua tibia libre de cloro. A las 24 hs, las larvas habrán migrado hacia el tubo de ensayo.

b) Explique el fundamento de esta técnica: …………………………………………………………………………………………………….………

……………………………………………………………………………………………………………

Eliminar el sobrenadante del tubo de ensayo. Al líquido recuperado agregar 1-2 gotas de solución yodurada. Luego de 20-30´ se agregan 1-2 gotas de hiposulfito de sodio (decoloración de formas de vida libre). c) Observe los siguientes esquemas y explique ¿cómo diferencia las larvas infectantes de nemátodos parásitos (L3) de los nemátodos de vida libre

Dispositivo de Baermann

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d) determine las larvas en cámaras de identificación y realice el cálculo para expresar el número de larvas por kg de pasto seco:

nº larvas contadas x1000. peso pasto seco

e) ¿Cómo interpretaría este resultado considerando los datos de la anamnesis previa? .........................................................................................................................................................

…………………………………………………………………………………………………………………

………………………………………………………………………………………………………………..

Retirar el material de coprocultivo del práctico anterior y encerrando la muestra en la gasa se sumerge en un cono de zinc con agua tibia libre de cloro durante 12-24 hs. Para la recuperación se pipetea del fondo la muestra a leer con el mismo procedimiento explicado anteriormente. Se cuentan e identifican 100 L3 por cultivo utilizando la clave de identificación que se adjunta y los porcentajes de géneros larvarios obtenidos se aplican a los datos de Hpg de materia fecal (TP 3).

Nemátodo de vida libre

Células intestinales

L3 de nemátodo parásito

…………………………………………………………

…………………………………………………………

…………………………………………………………

…………………………………………………………

……………………

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Módulo II: RUMIANTES - Tema Práctico: Visualización de parásitos adultos y larvas de coprocultivo Objetivos:

- Entrenarse en la identificación morfológica de adultos de parásitos gastrointestinales de rumiantes.

- Relacionar los parásitos identificados con su localización, categoría de animal afectada y aspectos del ciclo biológico.

- Describir características diferenciales de los parásitos gastrointestinales más frecuentes.

Materiales: - parásitos gastrointestinales adultos - cámaras de identificación - microscopio óptico - guía de identificación del Manual de diagnóstico - elementos de dibujo - agujas de disección, pinzas

Actividades propuestas: 1) Observe en microscopio los ejemplares de parásitos adultos

a) Comience con el menor aumento y luego cambie el objetivo a uno mayor hasta observar, desde el extremo anterior al caudal, características particulares, que le indiquen el tipo de parásito. Consulte la guía de imágenes del Manual de diagnóstico (pg. 40-52).

b) Esquematice e indique el aumento utilizado y el género identificado.

Aumento……………….. Aumento……………………

Género……………………….. Género………………………….

Comisión: Alumno:

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Aumento…………… Aumento……………

Género………………………. Género…………………………

c) Complete la siguiente tabla con el género, la localización parasitaria, el sexo y las características observadas en el ejemplar parásito,

Parásitos gastrointestinales adultos

Género

Localización ♀/♂ Características morfológicas

1.

2.

3.

4.

5.

6.

♀/♂ : determinar si el parásito reconocido es hembra o macho


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Módulo II: RUMIANTES - Tema Práctico: Necropsia e identificación de parásitos adultos y/o Visualización de piojos, ácaros y larvas de moscas. Práctico a definir según posibilidad de realizar necropsia Objetivos

- Entrenar en técnicas de extracción de parásitos en órganos internos de animales necropsiados. - Reconocimiento de parásitos in situ, su aspecto, distribución y posibles lesiones tisulares. - Reconocer diferentes clases de ectoparásitos relacionando la presencia de estructuras con la

vida parasitaria de artrópodos.

Materiales (para necropsia): - Los necesarios para necropsia, recolección de órganos, recuperación y conservación de

parásitos. - lupa manual y binocular - pinzas - microscopio óptico

Actividades propuestas: 1) Sala de Necropsia de la FCV (necropsia y recuperación de parásitos)

a) mencione los parásitos observados durante la necropsia y ubíquelos según su localización en el siguiente esquema. Indique si observó alteraciones tisulares especificando el órgano o región examinada.

Comisión: Alumno:

Observaciones: ………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………………………………

………………

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Materiales (para identificación de ectoparásitos):

- Ejemplares de insectos y arácnidos ectoparásitos en diferentes estadíos - lupa manual y binocular - pinzas - microscopio óptico

Actividades propuestas 2) Laboratorio de SAMP: a) En cada mesada observe los ejemplares de artrópodos: estadío biológico, estructuras de interés taxonómico y parasitológico. Resuma en el siguiente cuadro agregando la localización en el hospedador (en el caso de estadíos parasitarios), particularidades del ciclo biológico (tipo, modalidad, duración, etc) y hábitos alimentarios.

b) Esquematice los ejemplares observados en forma sencilla y destaque características morfológicas. Consulte cuadro de diferenciación de ácaros de la sarna.

Ectoparásitos de rumiantes

Ejemplar Estadío Localización Ciclo biológico Hábito alimentario

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Géneros de ácaros de la sarna

Géneros

Psoroptes *

Sarcoptes

Chorioptes Demodex

Forma cuerpo

Ovalado, 0,4-0.8mm, con estriaciones finas y sin espinas dorsales

Globoso,0.25-0,6mm,,cutícula estriada c/ cerdas, espinas y escamas triangulares

Ovalado, 0.3- 0.5mm Alargado con estrías transversales 0.3-0.4mm

Patas Largas, todas sobresalen del cuerpo

Cortas, sobresalen 1º y 2º par

Largas, todas sobresalen del cuerpo

Muy cortas, como muñones

Extremo anterior

Largo y cónico, sin cerdas verticales

Corto y cuadrado con 2 cerdas verticales (forma de herradura)

Largo (menos que Psoroptes) y redondeado

Muy corto, unido al tórax

Termina-ción patas

Ventosas c/pedicelo articulado en pares ♀ 1,2,4 ♂ 1,2,3

Ventosas c/pedicelo largo en pares ♀ 1,2 ♂ 1,2,4

Ventosas c/pedicelo corto en pares ♀ 1,2,4 ♂ 1,2,3,4

Uñas

Localiza- ción

Superficie piel Galerias excavadas en la piel

Superficie piel Folículo piloso

* sarna común c) ¿A qué se le denomina “sarna latente”?¿ cómo lo comprobaría? ¿En qué género se presenta? ……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………

d) Proponga un método de control indicando el principio activo, la modalidad y frecuencia de

tratamiento:………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………


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Módulo III: EQUINOS - PORCINOS - Tema Práctico: Coproparasitología equina. Métodos cualitativos, visualización y diferenciación de huevos y cultivo de larvas. Objetivos:

- Conocer las diferentes técnicas utilizadas en el diagnóstico coproparasitológico equino (Willis, Fullerborn, Benbrook, Roberts/O'Sullivan)

- Identificar los huevos de parásitos internos de los equinos - Asociar la presencia de huevos de parásitos con la edad de los equinos y el período de

prepatencia del parásito. Materiales

- materia fecal equina - solución sobresaturada (salina,

Sheather) - mortero y pilón - colador de cocina - vaso de precipitado

- tubos de ensayo - cubre y portaobjetos - ansa común y con punta de aro - microscopio óptico - centrífuga


1) Lea el protocolo de cada técnica disponible en la mesada y dos o más integrantes del grupo procuren realizar una técnica diferente. a) Observe en microscopio óptico la preparación con porta y cubre objetos. Al principio

seleccione el menor aumento, una vez localizados los huevos de parásitos, pase a un objetivo de mayor aumento. Con ayuda de la guía, identifíquelo y grafique en forma sencilla indicando las características particulares de cada tipo de huevo reconocido.

Aumento……………… Aumento………………

Género…………………………. Género………………………….

Características: Características:

Comisión: Alumno:

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Género………………………….. Género……………………………

Características: Características:

b) Realice la técnica de coprocultivo e identifique el dispositivo con la letra de su comisión. En el próximo práctico procederá a la identificación de larvas utilizando la guía correspondiente.


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Módulo III: EQUINOS - PORCINOS - Tema Práctico: Coproparasitología equina. Visualización y diferenciación de larvas de cultivo. Miasis cutáneas. Gasterofilosis. Objetivos:

- Determinar taxonómicamente larvas de nemátodos de equinos. - Reconocer adultos y estadios juveniles de moscas productoras de miasis. - Relacionar la localización del parásito con el tipo de miasis producida.

Materiales - coprocultivos TP 7 - cámara portalarvas - microscopio óptico - pipeta

- moscas adultos y juveniles - lupa manual - guía de identificación de larvas

Actividades propuestas: 1) Extraer con pipeta larvas obtenidas del coprocultivo realizado en TP 7. a) Utilizando una cámara portalarvas observar a microscopio. b) Identificar tipo de larva utilizando la guía y esquematizar


Larva de………………………… Larva de ………..............................

Comisión: Alumno:

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Larva de ………………………… Larva de …………………………

c) Observe los adultos de moscas y las formas juveniles. Esquematice destacando características de importancia taxonómica y en el siguiente cuadro resuma el ejemplar observado, el estadío biológico (adulto, huevo, larva, pupa), localización en hospedador y tipo de miasis que producen sus larvas.

Identificación larvas 3 de estrongilidios de caballo

L3 Tamaño Nº células intestinales y forma

Relación cuerpo cola

Strongylus vulgaris 1000 x 40 u 28 a 32 ± rectangulares 2,5 :1

Strongylus edentatus 800 x 20 u

20± rectangulares 2 :1

Strongylus equinus 1000 x 20 u

16± rectangulares 2,8 :1

Triodontophorus 850 x 40 u

16 ± rectangulares 2 :1

Poteriostomum 850 x 20 u 16 ± rectangulares 3 :1

Pequeños estróngilos

850 x 20 u

8 ± triangulares 1,5 :1

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Ejemplar Estadio biológico Localización parasitaria Tipo miasis

d) ¿Qué géneros de moscas pueden iniciar una miasis cutánea en tejido vivo? ¿qué nombre recibe este tipo de nutrición? ……………………………………………………………………………………………………………

……………………………………………………………………………………………………………


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Módulo III: EQUINOS - PORCINOS - Tema Práctico: Piojos. Estrongiloidosis y estrongilosis equina. Ascaridosis equina.

Cestodosis equina. Oxiurosis equina. Objetivos:

- Reconocer parásitos nematodos y cestodos de los equinos. - Relacionar la localización del parásito con el tipo de patogenia y ciclo biológico - Visualizar piojos de equinos. - Entrenar en técnicas de diagnóstico por visualización de huevos

Materiales

- Ejemplares de cestodos adultos, huevos y artrópodos intermediarios

- cubre y portaobjetos - Ejemplares de nematodos adultos y

huevos.

- microscopio óptico - lupa manual - pinzas

Actividades propuestas: 1) En cada mesada reconozca el tipo y nombre del parásito, relacione el tipo de ciclo biológico y si correspondiera el hospedador intermediario. a) Esquematice el adulto y los huevos correspondientes, destacando características diferenciales (órganos fijación, tipo nutrición, dimorfismo sexual, forma y tipo de huevo). Adulto de…………………….. Huevo de……………………..

Comisión: Alumno:

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Adulto de………………………… Huevo de……………………….. Adulto de…………………………… Huevo de………………………… 2) ¿Complete la tabla con la técnica diagnóstica para los siguientes géneros parasitarios?:

Género parasitario Técnica diagnóstica

Fasciola

Anoplocephala

Strongyloides

Parascaris

Oxyuris


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Módulo III: PORCINOS - Tema Práctico: Coproparasitología porcina. Métodos cualitativos, visualización y diferenciación de huevos e identificación de ecto y endoparásitos adultos. Objetivos:

- Identificar huevos de parásitos por técnicas coprológicas. - Reconocer morfológicamente ecto y endoparásitos de los cerdos. - Relacionar los parásitos observados con su localización, ciclo biológico, tipo de

explotación. Materiales:

- materia fecal porcina - material para diagnóstico

coproparasitológico - lupa manual

- microscopio óptico - ejemplares de ectoparásitos - ejemplares de endoparásitos,

hospedadores intermediarios Actividades propuestas: 1) a. En cada mesada: reconozca el ejemplar, observe características morfológicas y esquematice. Ejemplar de…………………………….. Ejemplar de…………………………………..

Comisión: Alumno:

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Ejemplar de……………………………. Ejemplar de……………………………………. Ejemplar de………………………………… Ejemplar de………………………………….. b) Complete el cuadro en la medida que reconozca el tipo de parásito.

Endoparásitos del cerdo

Parásito (♀/♂) Localización Ciclo biológico H.intermediario Caract.observadas

1.

2.

3.

4.

Ectoparásitos del cerdo

Parásito (♀/♂) Localización Estacionalidad /explotación

Caract.observadas Tipo lesión

1.

2.

3.

32

2) Reconozca los ejemplares de huevos en el esquema adjunto según la letra indicada y mencione sus características (Ej.: forma, tamaño, presencia de larva, etc).

3) ¿Es posible utilizar la técnica de Baermann para recuperar larvas de Metastrongylus? Fundamente. ………………………………………………………………………………………………….

………………………………………………………………………………………………….


33



Módulo IV: PEQUEÑOS ANIMALES Tema Práctico: Coproparasitología canina/felina: métodos cualitativos, visualización y diferenciación de huevos e identificación de parásitos adultos. Objetivos:

- Identificar huevos de parásitos de perro y gato por el diagnóstico coprológico. - Reconocer formas adultas de ecto y endoparásitos de pequeños animales - Relacionar los ciclos biológicos con el riesgo de zoonosis parasitaria

Materiales:

- materia fecal de perro y gato - material para diagnóstico coproparasitológico - solución sobresaturada de Sheather - lupa manual - microscopio óptico - ejemplares de ecto y endoparásitos

Actividades propuestas: 1) En cada mesada: a) reconozca el ejemplar, observe características morfológicas y esquematice.

Ejemplar de……………………………… Ejemplar de…………………………………….

Comisión: Alumno:

34

Ejemplar de…………………………….. Ejemplar de…………………………………… Ejemplar de…………………………….. Ejemplar de…………………………………… b) Complete la tabla en la medida que reconozca el tipo de parásito.

Endoparásitos del perro/gato Parásito (♀/♂) Localización Ciclo biológico H.intermediario Caract.observadas

1.

2.

3.

4.

Ectoparásitos del perro/gato

Parásito (♀/♂) Localización Estacionalidad Caract.observadas Tipo lesión

1.

2.

3.

35

2) Con la técnica diagnóstica para observación de huevos, observe en microscopio y reconózcalos en el siguiente esquema según la letra que corresponda. Mencione sus características (Ej.: forma, tamaño, presencia de larva, etc)

3) ¿Qué diferencia existe en la forma de transmisión de Toxocara canis y Toxocara cati? …………………………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………………

4) ¿En qué tipo de muestra puede diagnosticar dictiofimosis? Fundamente. …………………………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………………………


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TRABAJO PRÁCTICO Nº 12 (Optativo)

Comisión: Alumno:

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TRABAJO PRÁCTICO Nº 13 (Optativo)

Comisión: Alumno:

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