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I

El presente trabajo de Tesis para optar al título de Doctor de la Facultad de

Ciencias Exactas de la Universidad Nacional de La Plata fue realizado en el Centro de

Investigación y Desarrollo en Criotecnología de Alimentos (CIDCA-UNLP-CONICET)

bajo la dirección de la Dra. Cristina Ferrero y la codirección de la Dra. Gabriela Teresa

Pérez.

II

Parte de los resultados obtenidos en esta tesis fueron difundidos a través de su

publicación en revistas internacionales, nacionales y en actas de congresos.

Correa, M.J., Añón, M.C; Pérez, G.T.; Ferrero, C. Effect of modified celluloses

on dough rheology and microstructure. Food research International 43 (3) 780 –

787 (2010).

Correa, M.J., Pérez, G.T., Ferrero, C. Pectins as Breadmaking Additives: Effect

on Dough Rheology and Bread Quality. Food and Bioprocess Technology. DOI:

10.1007/s11947-011-0631-6 (2011).

Celulosas modificadas: Una alternativa en aditivos para panificación. Correa,

M.J, Pérez, G.T., Añon, M.C, Ferrero, C. Revista Heladería - Panadería

Latinoamericana N°203, pp 68-73 (2010).

“Caracterización reológica de masas aditivadas con celulosas modificadas y

pectinas“. Correa, M.J, Pérez, G.T., Añon, M.C, Ferrero, C. Actas del III

Congreso Internacional de Ciencia y Tecnología de los alimentos. Córdoba,

2009.

“Celulosas modificadas: Una alternativa en aditivos para panificación”. Correa,

M.J, Pérez, G.T., Añon, M.C, Ferrero, C. Actas del XII Congreso Cytal. Entre

Ríos, 2009.

“Celulosas modificadas y pectinas como aditivos en panificación”. Correa, M.J,

Pérez, G.T., Ferrero, C. Actas del XIII Congreso Cytal. Buenos Aires, 2011.

III

Dedico mi tesis a quienes siempre me han acompañado y me han

brindado todo sin haberlo pedido: mi mamá, mi papá, mis hermanas y

mi querida abuela Rita.

IV

Resumen Los hidrocoloides son polisacáridos de alto peso molecular, altamente hidrofilicos, que

modifican la reología y textura de los sistemas en los cuales se incorporan. En este trabajo de

tesis se estudió el efecto del agregado de hidrocoloides de diferente estructura química en la

masa panaria de harina de trigo y se analizaron los atributos de calidad del pan obtenido. Se

estudiaron los cambios microestructurales producidos por el agregado de estos aditivos y se

vincularon con los cambios observados en las características de masa y pan. Los hidrocoloides

utilizados fueron: dos tipos de hidroxipropilmetilcelulosa de distinto grado de sustitución (HPMC

F 4M y HPMC F50), celulosa microcristalina (MCC), carboximetilcelulosa (CMC), y dos tipos de

pectinas, una amidada de bajo grado de esterificación (PBM) y otra de alto grado de

esterificación (PAM). La formulación básica empleada para la panificación en base a 100 g de

harina fue: hidrocoloides, entre 0,25 y 2 %, levadura 3 %, NaCl 2 %, y cantidad de agua

farinográfica. Se realizaron ensayos sin y con NaCl.

La reología de la masa se caracterizó a través de ensayos farinográficos, análisis de perfil de

textura, de punción, de relajación ante una compresión y ensayos dinámicos oscilatorios. Sobre

los panes se determinó el volumen específico, el color de la corteza, textura de la miga,

características del alveolado. Se evaluó el cambio en los atributos texturales después de 1 y 3

días de almacenamiento a temperatura ambiente. La microestructura de la masa se analizó por

microscopía electrónica de barrido (SEM), microscopía láser confocal de barrido (CSLM),

espectroscopía 1H-RMN y análisis mecánico dinámico (DMA) para analizar la movilidad

molecular. Se estudiaron las interacciones almidón-hidrocoloide a través de calorimetría

diferencial de barrido DSC (gelatinización de almidón y retrogradación de amilopectina en

sistemas modelo y masas). Las interacciones proteína-hidrocoloide se analizaron por

electroforesis (SDS-PAGE) y espectroscopía FT-Raman. Los resultados fueron analizados

mediante ANOVA y análisis de componentes principales (PCA).

En general, los hidrocoloides condujeron a mayores absorciones de agua farinográfica, masas

más blandas, menos consistentes, más cohesivas, menos resilientes y menos adhesivas. Este

efecto general varió de acuerdo al tipo, concentración de hidrocoloide y la presencia o ausencia

de sal. Estos resultados concuerdan en general con un aumento de la tangente del ángulo de

desfasaje obtenida en los ensayos reológicos dinámicos. La sal reforzó la red de gluten. Este

efecto del NaCl y la interacción con los hidrocoloides afectó los parámetros farinográficos. La

estabilidad de la masa en presencia de sal no se vió afectada por el agregado de CMC

mientras que las HPMC provocaron una disminución de la estabilidad. Un comportamiento

inverso se apreció en ausencia de sal: las HPMC no modificaron la estabilidad farinográfica

mientras que CMC provocó una disminución de la misma. Las pectinas no modificaron

sustancialmente la estabilidad de la masa.

Los panes con agregado de CMC, HPMCs y PAM presentaron los mayores incrementos en el

volumen específico respecto al control. Las migas de los panes con hidrocoloide resultaron

más blandas, particularmente con el agregado de HPMCs, PAM y CMC. Se vieron

incrementadas también la elasticidad y cohesividad de la miga. No se observaron diferencias

V

sustanciales en el color de la corteza ni en las características del alveolado por lo que los

panes tuvieron buena aceptabilidad y no fueron distinguidos por el panel de análisis sensorial

de los panes sin agregado.

Respecto al efecto sobre el envejecimiento del pan, luego del almacenamiento se verificó que

si bien la miga aumentó su dureza y perdió elasticidad y cohesividad, estos efectos no

deseados fueron menores que en el pan control, indicando una atenuación del deterioro en

presencia de los hidrocoloides. La pérdida de humedad también resultó menor. Los resultados

de este trabajo indican que la utilización de CMC, PAM y HPMC F 4M en alguna de las

concentraciones estudiadas llevó a la obtención de un pan de mejor calidad y con mayor

estabilidad dentro de las 72 hs de almacenamiento.

Desde un punto de vista microestructural, se observó que existe interacción de los

hidrocoloides con las proteínas de gluten, dependiendo de su estructura química. La

interacción con las proteínas es la que determina finalmente las diferentes características de la

masa encontradas. La presencia o ausencia de NaCl es un factor importante ya que favorece

las interacciones hidrofóbicas tanto entre cadenas polipeptídicas como entre proteína-

hidrocoloide. Así, en presencia de sal las HPMCs al ser relativamente más hidrofóbicas pueden

interactuar con las proteínas del gluten dando lugar a una red menos estable. En ausencia de

sal se favorece la interacción del gluten con moléculas cargadas como CMC. A través de los

ensayos microscópicos se observó que los hidrocoloides conducen en general a matrices más

filamentosas y abiertas, con disrupciones. En presencia de NaCl este efecto se ve atenuado

observándose redes más orientadas y entrecruzadas. Los sistemas con hidrocoloide

presentaron mayor movilidad molecular tanto en ausencia como en presencia de NaCl,

indicando redes más flexibles, salvo en el caso de masas con PAM. Los resultados obtenidos

por FT-Raman confirmaron esta hipótesis, ya que revelaron el incremento en masa con

hidrocoloide de estructuras más desordenadas como la hoja -plegada, estructura al azar y giro

en detrimento de la conformación más ordenada de -hélice que predomina en las masas sin

hidrocoloide. Se vio que particularmente la presencia de CMC en masas sin y con NaCl

disminuía marcadamente la proporción de -hélice. Este desplegamiento de las proteínas

explicaría los diferentes perfiles electroforéticos que revelaron una menor capacidad de

extracción de algunas subunidades que estarían, por lo tanto, más retenidas en la red.

Respecto a la interacción con el almidón, se observó que el tipo de hidrocoloide no afectaba

mayormente la gelatinización ni la retrogradación de amilopectina.

VI

Masa con CMC+NaCl: red entrecruzada y

orientada

Control: red con poca orientación, entrecruzada y

abierta

Con NaCl: más orientación y entrecruzamiento = red

más cerrada

Masa con CMC: red poco entrecruzada,

abierta, orientada

NaCl C

MC

0

5

10

15

20

25

30

35

MCC CMC

Est

abili

dad

(min

)

Control 0,25% 0,

a a a aa

ab b bab

a

CMC

abc

d d

Control 0,25% 0,50% 1% 1,50%

sin NaCl con NaCl

La carboximetilcelulosa fue el hidrocoloide que más afectó la

red de gluten y en consecuencia a la estabilidad

farinográfica(en forma diferencial en ausencia o

presencia de NaCl)

NaCl

CM

C

VII

Agradecimientos

A Cristina Ferrero, mi Directora por su apoyo durante estos 5 años, por

haberme guiado, aconsejado y ayudado a crecer profesionalmente. Pero

también le agradezco por su calidez y por haberme acompañado y

comprendido en los momentos difíciles.

A Gabriela Pérez gracias por tu asistencia y orientación durante mi estadía en

Córdoba y por haber colaborado a pesar de la distancia.

A Cristina Añon por su accesibilidad, buena predisposición y valiosa

colaboración en el análisis e interpretación de resultados, en particular, de las

electroforesis y FT-Raman.

A Evelina Ferrer por su colaboración en la realización y análisis de los ensayos

de FT-Raman. Además, gracias porque junto con Patricia Williams me

introdujeron en la investigación cuando era alumna.

A la Universidad Nacional de La Plata, la Facultad de Ciencias Exactas y al

CIDCA por haberme dado la posibilidad brindándome sus instalaciones para

realizar el doctorado.

Al CONICET por haberme financiado con la beca tipo I y la beca tipo II la

realización del doctorado.

A Alicia Chávez por la amabilidad con que nos asesoró sobre el análisis

estadístico.

Al Molino Campodónico y su personal, Miguel Cardós, Leda Campaña y

Rodolfo Camillón, por el asesoramiento y por haberme permitido realizar los

farinogramas en sus instalaciones.

A Latinoquímica S.A. por la donación de la CMC y a Dow Chemical Company

por la donación de las dos HPMCs.

A Javier y Daniel por su gran ayuda en la realización de los ensayos de DMA y

DSC. Gracias por la paciencia y las horas compartidas junto al DSC.

A Aldo, Laura Villata y Vanina por su colaboración en la realización de las

medidas de determinación de peso molecular por HPLC, viscosimetría capilar y

microscopía confocal.

A Diana por su buena predisposicón y la gran ayuda con la búsqueda

bibliográfica.

A Emanuel y Sandro por la colaboración en la puesta a punto de las

condiciones de horneado.

VIII

A Bruna por su colaboración en la realización de las medidas en el RVA y su

compañía durante mi estadía en Lisboa.

Al personal del CIDCA por haber participado en los ensayos de evaluación

sensorial

A mi familia por el amor, la comprensión, la paciencia y el apoyo incondicional.

A Dario por el amor, la comprensión, la tolerancia y las horas compartidas

frente a la computadora. También gracias por la realización de la tapa y de las

carátulas.

A mis amigas Vicky, Anita, Vane, San, Ruthi, Lu, Vero y Mily por la compañía,

la amistad y por el apoyo.

A mis compañeritos del box, Vane, Martín, Dario, Ana y Silvana por haberme

comprendido y haberme dado aliento.

A todos mis compañeros de grupo: Ana, Vicky, Facu, Leo, Felipe, Cecilia, Pau,

Karim por la buena compañía y el buen ambiente de trabajo.

A los chicos de vegetales: Lau, Ana, Joaquín, Facu, Luis, Majo por los lindos

momentos compartidos.

Índice

IX

ÍndiceCapítulo I ........................................................................................................................ 1

Introducción .................................................................................................................... 1

1.1. Producción de trigo en la Argentina ........................................................................ 2

1.2. Trigo: Aspectos generales....................................................................................... 4

1.3. Estructura y composición del grano de trigo ........................................................... 5

1.3.2. Estructura del grano ............................................................................................. 6

1.3.2.1. El pericarpio....................................................................................................... 7

1.3.2.2. La semilla........................................................................................................... 8

1.3.2.2.1. Cubierta de la semilla y epidermis nucelar ..................................................... 8

1.3.2.2.2. Germen........................................................................................................... 9

1.3.2.2.3. Endosperma ................................................................................................... 9

1.4. Molienda ................................................................................................................ 10

1.4.1. Limpieza de los granos y acondicionamiento ..................................................... 10

1.4.2. Sistema de trituración ......................................................................................... 11

1.4.3. Sistema de purificación....................................................................................... 12

1.4.4. Sistema de reducción ......................................................................................... 12

1.4.5. Grado de extracción ........................................................................................... 12

1.5. Harina de trigo ....................................................................................................... 13

1.5.1. Almidón............................................................................................................... 13

1.5.1.1. Estructura ........................................................................................................ 13

1.5.1.2. Rol del almidón en la panificación ................................................................... 16

1.5.2. Lípidos ................................................................................................................ 17

1.5.2.1. Rol de los lípidos en panificación .................................................................... 17

1.5.3. Pentosanos......................................................................................................... 17

1.5.3.1. Rol de los pentosanos en la panificación ........................................................ 18

1.5.4. Cenizas............................................................................................................... 20

1.5.5. Proteínas ............................................................................................................ 20

1.5.5.1. Proteínas hidrosolubles ................................................................................... 21

1.5.5.2. Proteínas del gluten......................................................................................... 21

1.5.5.2.1. Estructura de gliadinas y gluteninas ............................................................. 22

1.5.5.3. Rol en la panificación....................................................................................... 26

1.5.5.3.1. Factores que determinan la calidad del gluten ............................................. 27

1.6. Tipificación comercial de las harinas en la República Argentina........................... 28

1.7. Calidad panadera de una harina ........................................................................... 29

Índice

X

1.8. Panificación ........................................................................................................... 30

1.8.1. Etapas del proceso de panificación .................................................................... 31

1.8.1.1. Amasado.......................................................................................................... 31

1.8.1.2. Reposo ............................................................................................................ 32

1.8.1.3. División y moldeo............................................................................................. 32

1.8.1.4. Fermentación................................................................................................... 32

1.8.1.5. Horneado......................................................................................................... 32

1.8.1.6. Enfriamiento..................................................................................................... 33

1.8.1.7. Envasado......................................................................................................... 33

1.9. Uso de aditivos ...................................................................................................... 33

1.10. Hidrocoloides: estructura química y funcionalidad .............................................. 35

1.10.1. Celulosas modificadas...................................................................................... 37

1.10.1.1. Celulosa Microcristalina................................................................................. 38

1.10.1.2. Carboximetilcelulosa sódica (CMC)............................................................... 40

1.10.1.3. Hidroxipropilmetilcelulosa (HPMC) ................................................................ 41

1.10.2. Pectinas ............................................................................................................ 43

Objetivos....................................................................................................................... 46

Capítulo II ..................................................................................................................... 47

Materiales y Métodos ................................................................................................... 47

2.1. Materiales .............................................................................................................. 48

2.1.1. Harina ................................................................................................................. 48

2.1.2. Celulosas modificadas........................................................................................ 48

2.1.3. Pectinas .............................................................................................................. 49

2.1.4. Otros ingredientes .............................................................................................. 50

2.2. Metodologías ......................................................................................................... 50

2.2.1. Composición de la harina ................................................................................... 50

2.2.1.1. Determinación de proteínas............................................................................. 50

2.2.1.2. Determinación del contenido de lípidos........................................................... 51

2.2.1.3. Determinación de humedad............................................................................. 52

2.2.1.4. Determinación del contenido de cenizas ......................................................... 52

2.2.2. Calidad panadera de la harina............................................................................ 52

2.2.2.1. Farinograma .................................................................................................... 52

2.2.2.2. Alveograma...................................................................................................... 54

2.2.2.3. Determinación del contenido de gluten ........................................................... 55

2.2.2.4. Perfil viscoamilográfico .................................................................................... 57

Índice

XI

2.2.2.5. Actividad – amilásica. ................................................................................... 59

2.2.2.5.1. Índice de caída de Hagberg (Falling Number).............................................. 59

2.2.2.5.2. Numero de agitación (Stirring Number) ........................................................ 59

2.2.3. Caracterización de los hidrocoloides utilizados .................................................. 60

2.2.3.1. Determinación de la pureza y grado de esterificación de las pectinas y del

grado de amidación de la pectina de bajo metoxilo...................................................... 60

2.2.3.2. Determinación del peso molecular promedio de las pectinas por viscosimetría

capilar ........................................................................................................................... 64

2.2.3.2.1. Determinación de la viscosidad intrínseca ................................................... 64

2.2.3.2.2. Determinación del peso molecular ............................................................... 66

2.2.3.3. Determinación del peso molecular promedio de las celulosas por HPLC ....... 66

2.2.3.4. Humedad de los hidrocoloides ........................................................................ 66

2.2.4. Caracterización reológica de las masas con hidrocoloide.................................. 67

2.2.4.1. Farinograma .................................................................................................... 67

2.2.4.2. Ensayos con el texturómetro: perfil de textura (TPA), punción y relajación .... 67

2.2.4.2.1. Preparación de las muestras ........................................................................ 67

2.2.4.2.2. Análisis de perfil de textura (TPA) ................................................................ 68

2.2.4.2.3. Punción......................................................................................................... 69

2.2.4.2.4. Relajación..................................................................................................... 71

2.2.4.3. Ensayos dinámicos en reómetro oscilatorio .................................................... 73

2.2.5. Caracterización fisicoquímica y microestructural de las masas ......................... 77

2.2.5.1. Agua ................................................................................................................ 77

2.2.5.1.1. Ensayo de absorción de agua (WIC)............................................................ 77

2.2.5.1.2. Contenido y disponibilidad de agua.............................................................. 78

2.2.5.1.2.1. Humedad de la masa................................................................................. 78

2.2.5.1.2.2. Actividad Acuosa ....................................................................................... 78

2.2.5.2. Proteínas ......................................................................................................... 79

2.2.5.2.1. Gluten húmedo, gluten seco, agua ligada al gluten y relación gluten

húmedo/gluten seco ..................................................................................................... 79

2.2.5.2.2. Electroforesis desnaturalizante - disociante (SDS-PAGE) ........................... 79

2.2.5.2.2.1. Extracción secuencial de las fracciones proteicas. ................................... 80

2.2.5.2.2.2. Extracción en condiciones reductoras ....................................................... 81

2.2.5.2.2.3. Reactivos utilizados en la electroforesis SDS-PAGE ................................ 81

2.2.5.2.2.4. Procedimiento............................................................................................ 82

2.2.5.2.3. Espectroscopía Raman con transformada de Fourier .................................. 82

Índice

XII

2.2.5.2.3.1. Preparación de la masa............................................................................. 83

2.2.5.2.3.2. Condiciones de los ensayos ...................................................................... 84

2.2.5.3. Almidón............................................................................................................ 84

2.2.5.3.1. Gelatinización por calorimetría diferencial de barrido (DSC)........................ 84

2.2.5.3.1.1. Sistemas modelo almidón-hidrocoloide ..................................................... 85

2.2.5.3.1.2. Masa.......................................................................................................... 86

2.2.5.3.2. Viscoamilogramas ........................................................................................ 88

2.2.5.4. Microestructura de la masa ............................................................................. 88

2.2.5.4.1. Microscopia electrónica de barrido ............................................................... 88

2.2.5.4.1.1. Preparación de las muestras ..................................................................... 89

2.2.5.4.2. Microscopía confocal láser de barrido .......................................................... 89

2.2.5.4.2.1. Preparación de las muestras ..................................................................... 90

2.2.5.4.2.2. Observación microscópica......................................................................... 91

2.2.5.4.3. Resonancia magnética nuclear ( -RMN)................................................... 91

2.2.6. Panificación ........................................................................................................ 93

2.2.6.1. Curvas de fermentación................................................................................... 93

2.2.6.1.1. Formulación empleada en las curvas de fermentación ................................ 93

2.2.6.1.2. Elaboración de la masa y fermentación........................................................ 93

2.2.6.2. Formulación empleada para panificar ............................................................. 94

2.2.6.3. Protocolo de panificación................................................................................. 94

2.2.6.4. Caracterización de los panes .......................................................................... 95

2.2.6.4.1. Determinación del volumen específico de pan ............................................. 95

2.2.6.4.2. Determinación del color de la corteza de los panes ..................................... 95

2.2.6.4.3 Determinación de la humedad de la miga ..................................................... 96

2.2.6.4.4. Análisis de perfil de textura (TPA) de la miga del pan fresco ....................... 96

2.2.6.4.5. Análisis dinámico-mecánico de la miga de los panes frescos...................... 97

2.2.6.4.5.1. Preparación de la muestra......................................................................... 98

2.2.6.4.5.2. Caracterización del comportamiento dinámico mecánico (DMA) .............. 98

2.2.6.4.6. Análisis del alveolado de la miga.................................................................. 99

2.2.7. Almacenamiento del pan .................................................................................. 101

2.2.7.1. Humedad de la miga...................................................................................... 101

2.2.7.2. Textura de miga............................................................................................. 101

2.2.7.3. Evaluación de la retrogradación del almidón................................................. 101

2.2.7.3.1. Preparación de la masa.............................................................................. 101

2.2.7.3.2. Simulación de la cocción ............................................................................ 102

Índice

XIII

2.2.7.3.3. Almacenamiento y evaluación de la retrogradación ................................... 102

2.2.8. Análisis sensorial .............................................................................................. 102

2.2.8.1. Ensayo de discriminación: prueba del triángulo ............................................ 102

2.2.8.1.1. Diseño de la prueba del triángulo ............................................................... 103

2.2.8.1.2. Preparación de las muestras ...................................................................... 103

2.2.8.1.3. Desarrollo de la prueba .............................................................................. 103

2.2.8.2. Ensayo de aceptabilidad: escala hedónica.................................................... 104

2.2.8.2.1. Desarrollo de la prueba .............................................................................. 104

2.2.9. Análisis Estadístico........................................................................................... 104

2.2.9.1. Análisis de Varianza ...................................................................................... 104

2.2.9.2. Análisis de componentes principales............................................................. 105

Capítulo III .................................................................................................................. 106

Resultados y Discusión: ............................................................................................. 106

Caracterización de los materiales .............................................................................. 106

3.1. Composición de la harina .................................................................................... 107

3.2. Calidad panadera de la harina............................................................................. 107

3.2.1. Evaluación de la cantidad y calidad del gluten ................................................. 108

3.2.2. Farinograma y alveograma............................................................................... 108

3.2.3. Determinación de la actividad -amilásica de la harina ................................... 109

3.2.4. Perfil viscoamilográfico de la harina ................................................................. 110

3.2.5. Electroforesis de fracciones proteicas de la harina .......................................... 112

3.3. Caracterización de los hidrocoloides utilizados ................................................... 113

3.3.1 Determinación de la pureza y grado de esterificación de las pectinas y del grado

de amidación de la pectina de bajo metoxilo.............................................................. 113

3.3.3. Determinación del PM de las pectinas por viscosimetría capilar...................... 114

3.3.4. Determinación del peso molecular promedio de las celulosas por HPLC ........ 115

Capítulo IV.................................................................................................................. 117


Pectinas...................................................................................................................... 117

4.1. Caracterización fisicoquímica y reológica de las masas ..................................... 118

4.1.1. Absorción de agua de las mezclas harina – pectina ........................................ 118

4.1.2. Humedad y actividad acuosa............................................................................ 121

4.1.3 Capacidad de hidratación de las proteínas de gluten........................................ 122

4.1.4. Ensayos reológicos empíricos y fundamentales............................................... 123

4.1.4.1. Farinogramas................................................................................................. 123

Índice

XIV

4.1.4.2. Ensayos dinámicos oscilatorios..................................................................... 126

4.1.4.3. Análisis de perfil de textura de las masas ..................................................... 130

4.1.4.3. Punción.......................................................................................................... 134

4.1.4.4. Ensayos de relajación.................................................................................... 135

4.2.1. Curvas de fermentación.................................................................................... 141

4.2.2. Evaluación de la calidad de los panes.............................................................. 143

4.2.2.1. Volumen específico ....................................................................................... 143

4.2.2.2. Color de la corteza......................................................................................... 144

4.2.2.3. Alveolado de la miga ..................................................................................... 145

4.2.2.4. Humedad de la miga...................................................................................... 147

4.2.2.5. Análisis de perfil de textura de panes frescos y almacenados ...................... 147

4.2.3. Evaluación sensorial : Ensayo de discriminación ............................................. 153

4.3. Conclusiones parciales........................................................................................ 154

Capítulo V................................................................................................................... 155


Celulosas Modificadas................................................................................................ 155

5.1. Caracterización fisicoquímica y reológica de las masas ..................................... 156

5.1.1. Absorción de agua de las mezclas harina - celulosas modificadas.................. 156

5.1.1.3. Actividad acuosa y humedad......................................................................... 159

5.1.1.4. Capacidad de hidratación de las proteínas de gluten.................................... 160

5.1.2. Ensayos reológicos empíricos y fundamentales............................................... 162

5.1.2.1. Farinogramas................................................................................................. 162

5.1.2.3. Ensayos oscilatorios dinámicos..................................................................... 167

5.1.2.2. Análisis de perfil de textura............................................................................ 172

5.1.3.6. Ensayo de punción ........................................................................................ 175

5.1.3.6. Ensayos de punción ...................................................................................... 176

5.1.3.7. Ensayos de relajación.................................................................................... 176

5.1.3.5. Análisis de componentes principales de los parámetros reométricos y

texturales .................................................................................................................... 178

5.2.1. Curvas de fermentación.................................................................................... 180

5.2.2. Evaluación de la calidad de los panes.............................................................. 182

5.2.2.1. Volumen específico ....................................................................................... 182

5.2.2.2. Color de corteza ............................................................................................ 183

5.2.2.3. Alveolado de la miga ..................................................................................... 184

5.2.2.4. Humedad de panes frescos y almacenados.................................................. 185

Índice

XV

5.2.2.5. Análisis de perfil de textura de panes frescos y almacenados ...................... 186


Capítulo VI.................................................................................................................. 194


Microestructura e interacción entre los componentes ................................................ 194

6.1. Microscopía de la masa....................................................................................... 195

6.1.1. Microscopía electrónica de barrido (SEM)........................................................ 195

6.1.2.1. Elección del solvente ..................................................................................... 200

6.1.2.2. Elección del aumento .................................................................................... 203

6.1.2.3. Tipo de secciones ópticas ............................................................................. 203

6.1.2.4. Efecto de los hidrocoloides sobre la microestructura de la masa.................. 205

6.2. Movilidad molecular en la matriz panaria ............................................................ 210

6.2.1. Ensayos de relajación T2 por 1H-RMN en masa............................................... 210

6.2.2. Ensayos de análisis mecánico diferencial (DMA) en miga ............................... 213

6.3. Interacción entre los principales componentes de la masa y los aditivos ........... 219

6.3.1. Interacción almidón-aditivo ............................................................................... 219

6.3.1.1. Interacción almidón-aditivo en sistemas modelo ........................................... 219

6.3.1.1.1. Viscoamilogramas rápidos.......................................................................... 219

6.3.1.1.2. Gelatinización de almidón........................................................................... 226

6.3.1.2. Interacción almidón-aditivo en masa ............................................................. 231

6.3.1.2.1. Gelatinización del almidón.......................................................................... 231

6.3.1.2.2 Retrogradación del almidón en presencia de hidrocoloides ........................ 233

6.3.2. Interacción proteína-aditivo .............................................................................. 236

6.3.2.1. Electroforesis de los extractos proteicos de las masas ................................. 236

6.3.2.1.1. Extractos en propanol 50%......................................................................... 236

6.3.2.1.2. Extractos en ácido acético en condiciones no reductoras.......................... 239

6.3.2.1.3. Extractos con propanol 50% en condiciones reductoras............................ 241

6.3.2.2. Espectroscopía FT-Raman............................................................................ 243


Capítulo VII................................................................................................................. 250

Conclusiones .............................................................................................................. 250

7.1. Conclusiones ....................................................................................................... 251

Bibliografía.................................................................................................................. 254

Anexos........................................................................................................................ 279

Anexo 1 ...................................................................................................................... 280

Índice

XVI

Anexo 2 ...................................................................................................................... 281

Anexo 3 ...................................................................................................................... 282

Anexo 4 ...................................................................................................................... 283

Anexo 5 ...................................................................................................................... 284

Glosario ...................................................................................................................... 285

Introducción

2

1.1. Producción de trigo en la Argentina

Nuestro país se encuentra entre los 20 principales productores de trigo a nivel

mundial, habiendo ocupado en el año 2008 el puesto número 16 con 8.508.160 de

toneladas producidas, lo cual sitúa al trigo como el 5° producto en el país durante ese

año (Fuente: Faostat, 2010). En el mercado interno su destino fundamental es la

obtención de harina, habiéndose molturado en el año 2008 6,1 millones de toneladas

de trigo destinadas a la panificación.

La región triguera argentina se extiende desde los 25° de latitud sur, incluyendo la

zona de Chaco y Formosa, hasta los 40°, con los cultivos de Patagones y Villarino, de

este a oeste abarca de los 58° a los 66° de longitud oeste (Chidichimo y col.,2008),

por lo que ocupa las provincias de Santa Fe, Entre Ríos, Buenos Aires, Córdoba y La

Pampa. Sin embargo, sobre la base de condiciones agroecológicas homogéneas para

los requerimientos del cultivo, la región triguera se ha subdividido en 9 subregiones

productivas (Fig.1.1): subregión I, subregión II norte y sur, subregión III, subregión IV,

subregión V norte y sur y subregión NOA/ NEA (Fuente: Sistema Nacional de

Vigilancia y Monitoreo de Plagas – SENASA).

Figura 1.1. Subregiones trigueras de la República Argentina (Fuente: www

trigoargentino.com.ar)

Introducción

3

En la Figura 1.2 se muestran la superficie sembrada en hectáreas (ha), la superficie

cosechada (ha) y la producción, expresada en toneladas (tn), de trigo a nivel nacional

de los últimos 40 años (1969-2011)(MAGyP: Ministerio de Agrícultura, Ganadería y

Pesca). Las variaciones observadas en la producción a lo largo del tiempo se deben a

variaciones en la situación económica nacional e internacional y a las condiciones

climáticas del período.

1978 /79 1988 /89 1998 /99 2008 /09

3000000

4000000

5000000

6000000

7000000

8000000

9000000

10000000

11000000

12000000

13000000

14000000

15000000

16000000

17000000

hect

área

s/to

nela

das

años

Superficie Cosechada(ha) Superficie Sembrada (ha) Producción (tn)

Figura 1.2. Producción (tn), superficie sembrada y cosechada (ha) de trigo en la

República Argentina entre los años 1969 y 2011.(Adaptado de: MAGyP).

En la Figura 1.3 se muestra un promedio de la producción total de trigo por provincia

del último quinquenio. De la misma surge que entre Buenos Aires, Córdoba y Santa Fe

se obtiene el 87% de la producción total del país.

Introducción

4

Figura 1.3. Producción total de trigo por provincia, años 2005-2010.(Adaptado de la

Dirección de Coordinación de delegaciones – Estimaciones Agrícolas- SAGPYA- CNA

2002).

1.2. Trigo: Aspectos generales

El trigo pertenece a la familia de las gramíneas y al género Triticum, plantas

caracterizadas por presentar inflorescencias (conjunto de flores que forman el aparato

reproductor) llamadas espigas, las que se encuentran formadas por un tallo central o

raquis en el que se hallan dispuestas 20 – 30 espiguillas (Gómez y col., 2007a). La

espiguilla está formada por nueve flores, las que se encuentran protegidas en su base

por dos brácteas denominadas glumas (Figura 1.4). Las brácteas que protegen los

órganos reproductores de cada flor de la espiguilla se denominan glumillas: palea y

lemma. Por su situación en la espiguilla, la palea es la glumilla superior y la lemma la

inferior. En el grano, la palea recubre la parte ventral y la lemma la dorsal.

Desde el punto de vista botánico, el grano del trigo es una cariopsis, es decir, un fruto

seco indehiscente en el que la pared del ovario, el pericarpio, se encuentra unido con

el tegumento exterior de la semilla, testa, por lo que no es posible separarlos

(Šramková y col., 2009). En la trilla los granos de trigo pierden las glumillas por lo que

se los llama granos desnudos.

58%

14%

15%

4%5% 4%

Buenos Aires Córdoba Santa Fe Enre Ríos La Pampa Resto del país

Introducción

5

Figura 1.4. A) Espiguilla de trigo, B) Detalle de sus componentes.

Las especies cultivadas más importantes desde el punto de vista comercial se pueden

clasificar en dos grandes grupos: las destinadas a panificación o trigo pan (T.aestivum)

y aquellas utilizadas en pastas o trigo fideo (T.durum). A su vez, el trigo pan se

clasifica como duro o blando de acuerdo a la dureza de sus granos. El producto de la

molienda de los granos de un cereal se conoce como harina. Dado que la harina

proveniente de trigos duros suele tener un mayor contenido proteico (y un menor

contenido de almidón) que la obtenida por molienda de trigo blando, se utiliza para

panificación mientras que la harina proveniente de trigo blando se emplea para la

producción de galletitas (Hoseney y Rogers., 1990).

1.3. Estructura y composición del grano de trigo

La estructura y composición del grano han contribuido al uso del trigo en alimentos, ya

que facilitan su almacenamiento el bajo contenido de humedad (composición) y la

presencia de una capa de salvado protectora (estructura). La estructura ha sido

también la base de los métodos de separación y refinamiento del endosperma

almidonoso para uso en alimentos, dado que el salvado es más duro y liviano que el

endosperma almidonoso y esto facilita su separación.

Introducción

6

1.3.2. Estructura del grano

El grano de trigo (cariopsis) presenta forma ovalada, una longitud de 5-9 mm y se

encuentra formado por el pericarpio (envoltura del fruto) y la semilla (Fig.1.5 y Fig.

1.6).

Figura 1.5. Estructura del grano de trigo (Adaptado de McMasters, 1978)

Embrión:1.Escutello 2. Ejes del embrión 3. Epiblasto

Pericarpio

Semilla

Externo:1.Epidermis (epicarpio) 2.Hipodermis 3Restos de células de paredes finas

Endosperma1.Capa de aleurona 2. Endosperma Almidonoso

Cariopsis Cubierta de la semilla(testa,espermodermo, tegmen) y fibras de pigmentos

Interno:1.Células intermedias 2.Células transversales 3.Células tubulares

Salv

ado

Externo:1. Epidermis (epicarpio) 2. Hipodermis 3. Restos de células de paredes finas

Interno:1. Células intermedias 2. Células transversales 3. Células tubulares

Epidermis nucelar

Introducción

7

1.3.2.1. El pericarpio

El pericarpio presenta un espesor de 45 a 50 m y actúa como una cubierta

protectora. Se encuentra conformado por diversas capas: en el exterior, por la

epidermis (epicarpio), la hipodermis y restos de células de paredes finas mientras que

en el interior, por las células intermedias, las células transversales y las células

tubulares.

La epidermis consiste en una capa simple de células que forman la superficie externa

del grano excepto en el lugar en que el grano se une a la planta. En su pared externa

presentan una capa fina y relativamente impermeable al agua, llamada cutícula, que

es especialmente delgada en el germen. Debido al daño mecánico que ocurre durante

la cosecha y al manipuleo posterior generalmente ocurre la ruptura de la cutícula y el

daño de las células que se encuentran debajo. La hipodermis esta constituida por una

o dos capas de células; tanto en la epidermis como en la hipodermis, las células tienen

paredes gruesas, se encuentran muy juntas, sin espacios intracelulares y con sus ejes

longitudinales paralelos al largo del grano. Los restos celulares de paredes delgadas

representan un plano natural de separación entre el pericarpio interno y externo. Aquí,

la difusión de agua es facilitada por la pérdida de estructura celular continua en el

área.

El pericarpio interno se encuentra formado por las células intermedias, las células

transversales y las células tubulares. Las células intermedias tienen forma irregular y

se encuentran ausentes en algunas partes del grano, en las cercanías del germen se

encuentran algo achatadas y sus proyecciones sirven para unirlas unas a otras y a las

células transversales, por lo que se encuentran numerosos espacios intercelulares en

esta región.

Por debajo de los restos celulares de paredes finas se encuentran las células

transversales, llamadas así porque sus ejes longitudinales, se encuentran

perpendiculares a los ejes longitudinales del grano. Las células de esta capa se

encuentran muy juntas, con poco o sin espacio intercelular, excepto por encima de la

parte más baja del germen donde las células tienen forma irregular y hay numerosos

espacios intercelulares. Normalmente las células transversales están sometidas a

tanta presión que en un corte transversal parecen rectangulares. Las células tubulares

sólo las encontramos en ciertas zonas del grano y se unen entre ellas a través de

proyecciones por lo tanto la capa presenta muchos espacios intracelulares

(MacMasters, 1978).

Introducción

8

El pericarpio comprende aproximadamente el 5% del grano, y está compuesto

aproximadamente por un 6% de proteínas, un 2% de cenizas, un 25% de celulosa,

0,5% de lípidos, y 30% de pentosanos.

1.3.2.2. La semilla

En la semilla distinguimos tres zonas: el germen o embrión, el endosperma encerrado

por la epidermis nucelar y la cubierta de la semilla (Fig.1.5 y 1.6).

Figura 1.6. Grano de trigo y sus partes (Fuente: Red interinstitucional de tecnologías

limpias www.tecnologiaslimpias.org).

1.3.2.2.1. Cubierta de la semilla y epidermis nucelar

La cubierta de la semilla se encuentra firmemente adherida al pericarpio y a la

epidermis nucelar y se encuentra formada por tres capas: una cutícula exterior gruesa,

una capa pigmentada y una cutícula interior fina. La capa pigmentada sólo contiene

pigmentos en los trigos rojos.

Introducción

9

La epidermis nucelar o capa hialina presenta un espesor de aproximadamente 7 m y

se encuentra fuertemente unida a la cubierta de la semilla y a la capa de aleurona.

La cubierta de la semilla y la epidermis nucelar representan el 2,5 % de la semilla de

trigo y contienen principalmente proteínas (15%), cenizas (13%) y pentosanos (15%).

1.3.2.2.2. Germen

El germen está formado por dos partes principales: el eje embrionario y el escutelo

(cotiledón). El eje embrionario esta formado por una raíz y tallo rudimentarios y el

escutelo funciona como un órgano de digestión, absorción y almacenamiento de

nutrientes.

El germen representa aproximadamente el 3% del grano de trigo y contiene un 30% de

proteínas, 4% de cenizas, 17% de azúcares (siendo los mayoritarios sacarosa y

rafinosa), 10% lípidos y contiene gran variedad de enzimas (lipasas, lipooxigenasa,

amilasas, proteinasas, dipeptidasas, etc) y vitaminas de los grupos B (niacina,

riboflavina, tiamina) y E (tocoferol).

1.3.2.2.3. Endosperma

El endosperma esta formado por la capa de aleurona y el endosperma almidonoso. La

capa de aleurona es la capa más externa del endosperma, se encuentra formada por

una sola capa de células y rodea al endosperma y al germen por completo

presentando un espesor de 65-70 m. Sus células tienen un núcleo grande, poseen

gránulos que consisten principalmente en proteína y presentan paredes celulares

gruesas y ricas en celulosa. La capa de aleurona contiene aproximadamente el 61%

de los minerales del grano de trigo, el 80% de la niacina y 60% de la piridoxina

(vitamina B6). En la molienda la capa de aleurona se desprende junto con el

pericarpio, las envolturas de la semilla y la epidermis nuclear constituyendo parte del

salvado.

El endosperma almidonoso está formado por tres tipos de células: periféricas,

prismáticas y centrales, las cuales se diferencian en su ubicación, forma y tamaño. El

endosperma es la fuente de la harina ya que sus células contienen gránulos de

almidón embebidos en una matriz proteica. Además, sus células contienen dos tipos

de proteínas, unas con función citoplasmática, albúminas y globulinas, y otras de

reserva, las gliadinas y gluteninas, las que se encuentran formando partículas

discretas. La composición del endosperma almidonoso presenta una disminución del

Introducción

10

contenido proteico y de cenizas desde el exterior hacia el centro, siendo posible

encontrar una relación 6:1 en el contenido proteico entre diferentes zonas del

endosperma. El endosperma almidonoso contiene el 72% de las proteínas del grano

de trigo y contiene una proporción importante de las vitaminas riboflavina y ácido

pantoténico.

1.4. Molienda

En el proceso de molienda del grano de trigo se separa el endosperma del germen y

del salvado obteniéndose harina. Un esquema simplificado del proceso de molienda se

muestra en la Figura 1.7.

1.4.1. Limpieza de los granos y acondicionamiento

En la sala de limpieza del molino se reciben los granos de trigo provenientes de los

silos y se eliminan impurezas que suelen acompañar al trigo: paja, arena, polvo,

metales, otras semillas, etc. A través de la utilización de un sistema de tamices de

doble malla se eliminan algunas impurezas, un tamiz grueso elimina las impurezas de

mayor tamaño y permite que el grano de trigo pase a la segunda malla junto a las

impurezas más pequeñas, el grano de trigo queda retenido mientras que las

impurezas de menor tamaño, como arena y polvo pasan a través del tamiz. La

separación también puede realizarse empleando tamices inclinados oscilantes donde

el trigo es fluidizado por la aplicación de un flujo de aire transversal, de este modo se

separan partículas más densas como piedras. Se emplean imanes para eliminar

material ferroso, y por aspiración es posible eliminar impurezas ligeras como polvo

(Caterall, 1998).

En el proceso de acondicionamiento se adiciona agua al grano de trigo y se deja

reposar durante 20 horas para de este modo uniformizar la humedad en el grano. Con

el acondicionamiento se incrementa la humedad del grano de 14% a 16%, el

pericarpio se vuelve más flexible y laminable, lo cual facilita la separación de las capas

de salvado del endosperma y permite obtener fragmentos de mayor tamaño. La

eliminación del salvado y el calor generado en el proceso de molienda hacen que la

humedad final de la harina obtenida se encuentre cercana al 14%.

Introducción

11

Figura 1.7. Esquema simplificado del proceso de molienda (Adaptado de Webb, 2003)

1.4.2. Sistema de trituración

El objetivo del sistema de trituración es alcanzar la máxima liberación de partículas del

endosperma con la mínima desintegración posible del salvado (Webb, 2003). Se

emplea un sistema de 4 a 6 pares de rodillos estriados, presentando en cada par uno

de los rodillos una velocidad de giro que duplica a la del otro, por su acción se rompe y

abre el grano y se extrae el endosperma. Las partículas grandes obtenidas de

endosperma en esta etapa se denominan sémola. Después de pasar por cada par de

rodillos los productos pasan a un cernedor oscilatorio que los separa en subfracciones

y las envía al par siguiente de rodillos, al sistema de purificación o hacia los rodillos de

reducción. También es posible obtener algo de harina en esta etapa, la cual se tamiza

y separa, no pasando por el resto del proceso.

Algunos molinos poseen un sistema de raspado para eliminar los últimos fragmentos

de endosperma que quedan adheridos al salvado, este sistema consiste en rodillos

con acanaladuras más finas (Caterall, 1998).

Sistema de rotura

Sistema de purificación

Sistema de reducción

Harina

Afrecho y afrechillo

Trigo

Introducción

12

1.4.3. Sistema de purificación

El sistema de purificación presenta tres tipos de equipos: los purificadores, los rodillos

de molienda y los tamices. Los purificadores separan las partículas en base a

diferencias de tamaño y peso específico. Un purificador es un tamiz oscilante colocado

en pendiente sobre tolvas receptoras cuyo tamaño de poro se incrementa en forma

gradual y a través del cual pasa una corriente de aire. Las partículas de endosperma al

ser más pesadas permanecen en el tamiz hasta que encuentran un tamaño de poro tal

que les permite atravesarlo y caer a la tolva que se encuentra debajo, mientras que las

partículas de salvado al ser más livianas son arrastradas por el flujo de aire. La

corriente de alimentación del sistema de purificación proviene del sistema de

trituración. Las partículas de clasifican en base al tamaño previamente a su entrada al

sistema de purificación y contiene mezclas de endosperma puro y partículas de pureza

intermedia. La mayor parte del material obtenido en esta etapa va a tener la pureza

requerida y pasa hacia el sistema de reducción, mientras que el remanente vuelve al

sistema de trituración. Generalmente la purificación del material proveniente de la

primera y segunda rotura da lugar a endosperma puro, mientras que la purificación de

roturas posteriores da lugar a material con mayor contenido de salvado (Webb, 2003).

1.4.4. Sistema de reducción

El sistema de reducción es la etapa final de la molienda, en ella se obtiene la harina

con las características buscadas. Se emplean hasta 12 pares de cilindros de

compresión, lisos y que giran con diferente velocidad, para reducir el tamaño de las

partículas de harina. A partir de los diferentes cilindros se obtiene harina de diferente

calidad, obteniéndose la harina de mejor funcionalidad para la panificación a partir de

los primeros cilindros. El material obtenido en cada par de cilindros de reducción pasa

a través de un cernedor oscilatorio que lo clasifica, la harina se elimina y las fracciones

restantes, con mayor tamaño de partícula, pasan al cilindro siguiente.

La compresión realizada por los cilindros en esta etapa produce la rotura de los

gránulos de almidón, lo cual afecta a la absorción de agua de la harina resultante.

1.4.5. Grado de extracción

El grado de extracción de la harina indica la eficiencia de la molienda y se calcula

como la cantidad de harina obtenida cada 100 g de trigo (Ecuación 1.1.).

Introducción

13

100*trigo g

harina g molienda la de Eficiencia Ec. 1.1

Así, una harina de calidad media presenta un grado de extracción de 76 - 78%

mientras que una harina de buena calidad o harina flor tiene un grado de extracción

del 60% por lo cual es más costosa. Una harina de buena calidad presenta el color

más blanco debido a que tiene mayor contenido de endosperma almidonoso. Además,

presenta el menor contenido proteico debido al gradiente proteico que existe en el

grano de trigo.

1.5. Harina de trigo

La composición promedio de la harina es 70-75% de almidón, 2 % de lípidos, 2-3% de

pentosanos (arabinoxilanos y arabinogalactanos), 0,5% de sales, 14% de agua y 10-

12% de proteínas, de las cuales 85% son gliadinas y gluteninas y 15% albúminas y

globulinas. El 73 % de la harina obtenida se utiliza en la fabricación de pan, siendo las

harinas de trigo y en menor grado la de centeno las únicas que resultan panificables.

Esta particularidad de la harina de trigo se debe a las características de las proteínas:

gliadinas y gluteninas presentes en el grano (Lindsay y Skerritt, 1999; Shewry y col.,

2001).

1.5.1. Almidón

1.5.1.1. Estructura

El almidón es el polisacárido de reserva del grano de trigo y se encuentra en las

células del endosperma empaquetado en forma de gránulos. Esta compuesto por dos

polímeros de glucosa: amilosa en un 25 % y amilopectina en un 75 %, por lo que estos

representan aproximadamente el 15 y el 50 % de la harina, respectivamente. La

amilosa esta formada por residuos de glucosa unidos a través de enlaces (1 4)

(Figura 1.8.A), aunque en los últimos años se han encontrado moléculas de amilosa

levemente ramificadas a través de enlaces (1 6), éstas se encuentran en muy baja

proporción (Hizukuri y col., 1981; Shibanuma y col., 1994). El grado de polimerización

Introducción

14

de la amilosa se encuentra entre 500 y 6000 residuos de glucosa y sus cadenas

presentan una estructura helicoidal, en la cual los grupos hidroxilo están orientados

hacia el exterior, estableciéndose en el interior un ambiente no polar en el cual pueden

incluirse moléculas tales como los ácidos grasos. La amilopectina es un polímero

altamente ramificado formado por cadenas de residuos de glucosa unidos a través de

enlaces (1 4) las cuales se unen a través de enlaces (1 6), estableciéndose de

este modo las ramificaciones (Figura 1.8.B). El grado de polimerización de la

amilopectina se encuentra entre 3 105 y 3 106 residuos de glucosa, sus cadenas se

clasifican en A,B,C, en base a la presencia de ramificaciones y extremos reductores y

presentan una estructura en clusters.

En la harina de trigo encontramos una distribución bimodal en el tamaño de los

gránulos de almidón, los gránulos de menor tamaño son esféricos y con diámetros de

hasta 10 m mientras que la población de gránulos de mayor tamaño presenta un

tamaño de hasta 20 m y un aspecto lenticular (Karlsson y col., 1983; Moon y col.,

1993). Al observarlos con un microscopio de luz polarizada presentan birrefringencia

con forma de cruz de Malta, la cual refleja el arreglo radial de las moléculas de almidón

en el gránulo alrededor del centro biosintético, el hilium (Jane, 2004).

Figura 1.8. Estructuras de A) amilosa y B) amilopectina.

A

B

Introducción

15

El gránulo de almidón presenta una estructura semicristalina dado que es posible

distinguir zonas amorfas y cristalinas (20-40%) alternadas. Las zonas amorfas son

menos densas y están conformadas principalmente por la amilosa mientras que las

zonas cristalinas están formadas principalmente por doble hélices de amilopectina.

Si se prepara una suspensión de almidón en exceso agua a temperatura ambiente los

gránulos de almidón pueden absorber parte del agua incrementando su tamaño un 10-

30% (Dengate, 1984). Si esta suspensión se calienta, ocurre un fenómeno irreversible

conocido como gelatinización (Figura 1.9), en el cual se pierde el orden molecular y el

gránulo de almidón pierde la birrefringencia. La gelatinización comienza en las zonas

amorfas ya que los enlaces de hidrógenos son más lábiles en estas zonas y permiten

la entrada de agua al gránulo por lo que comienza a hidratarse y se hincha. Además,

ocurre la disociación de la doble hélice de moléculas de amilopectina, la fusión de las

zonas cristalinas y la salida de moléculas de amilosa lo que ocasiona un incremento

de la viscosidad de la suspensión. Para el almidón de trigo la gelatinización

determinada por calorimetría diferencial de barrido (DSC), cuando se encuentra en

exceso de agua, se presenta como una única endoterma y suele comenzar

aproximadamente a los 50°C y finalizar cerca de los 80°C. Mientras que en los

sistemas en donde el agua es limitante se observa un aumento del rango de

temperatura de gelatinización y un desdoblamiento de la endoterma. (Ghiasi, 1982) Si

se continua incrementando la temperatura o se realiza un esfuerzo de cizalla la

estructura remanente del gránulo sigue dañándose y también continua la salida de

amilosa. Al enfriar la pasta así obtenida ocurre la gelación de la amilosa (Figura 1.9,

IIIa) debido a la formación de una estructura de doble hélice entre las moléculas,

obteniéndose una matriz de amilosa continua en la cual se encuentran embebidos

gránulos de almidón gelatinizados enriquecidos en amilopectina o sus remanentes. La

recristalización de la amilosa y la amilopectina se conoce como retrogradación (Figura

1.9, IIIb). El proceso ocurre en el término de horas en el caso de la amilosa y es más

lento –días a semanas- para la amilopectina. La retrogradación de la amilopectina

ocurre en los gránulos gelatinizados o en los remanentes.

Introducción

16

Figura 1.9. Cambios que experimenta el gránulo de almidón en una mezcla almidón –

agua durante un calentamiento, enfriamiento y almacenamiento. I) Almidón nativo, II)

Gelatinización, IIIa) Gelación, IIIb) Retrogradación (Adaptada de Goesaert, 2005).

1.5.1.2. Rol del almidón en la panificación

Durante el amasado el almidón absorbe cerca del 40% del agua (Stauffer, 1998) y

actuaría como relleno en la matriz de la masa contribuyendo a aumentar su

viscoelasticidad. Se ha propuesto que en la masa el almidón y las proteínas del gluten

se encontrarían formando fases diferentes (Tolstoguzov, 1997).

En la harina de trigo podemos encontrar hasta un 15% de gránulos de almidón

dañados, los cuales presentan grietas y fisuras producidas durante la molienda. Los

gránulos dañados absorben hasta 4 veces más agua que los gránulos intactos y en la

etapa de fermentación son más susceptibles a la acción de la enzima -amilasa por lo

que modifican las características de la masa en la fermentación (Howitt y col., 2003;

Hajs lová, 2003; Stauffer, 1998) ya que a partir de su hidrólisis se forma glucosa que

servirá de sustrato para las levaduras.

Durante el horneado ocurre la gelatinización del almidón determinando de este modo

el volumen alcanzado por el pan y contribuyendo a fijar la estructura alveolar de la

miga (Eliasson, 2003). En el almacenamiento, el almidón es el mayor responsable del

endurecimiento del pan debido al fenómeno de retrogradación (Pateras, 1998).

Calentamiento Enfriamiento Almacenamiento

IIIaI IIa IIb IIIb

Introducción

17

1.5.2. Lípidos

Los lípidos representan aproximadamente el 2,5 % de la harina; de los cuales el 1%

son apolares y están formados por triglicéridos, diacilglicéridos, ácidos grasos libres y

ésteres de colesterol; el 1,5% restante son lípidos polares y están formados por

glicéridos de galactosa (0,6%) y fosfolípidos (0,9%), los cuales forman complejos de

inclusión con la amilosa.

1.5.2.1. Rol de los lípidos en panificación

Los lípidos que se encuentran complejados con la amilosa no están disponibles para

afectar el procesamiento durante el amasado. Mientras que los que se encuentran

libres pueden interaccionar uniéndose al gluten o a la superficie de los gránulos de

almidón. Los lípidos polares influyen en el comportamiento del pan en el horneado y

en el volumen de pan obtenido ya que aumentan la retención de gas estabilizando los

alvéolos de la miga. La mayor estabilidad se debe a la formación de una monocapa

lipídica en la interfase gas/líquido de la masa (Sroan y col., 2009).

Los ácidos grasos poliinsaturados pueden ser oxidados por la lipooxigenasa dando

lugar a radicales libres e hidroperóxidos que pueden oxidar a carotenoides y proteínas

afectando al color de la miga y a las propiedades reológicas (Chung y col., 1978).

1.5.3. Pentosanos

A todos los polisacáridos no almidonosos presentes en la harina se los denomina en

forma genérica como pentosanos ya que el 80% de los azúcares que los componen

son pentosas: D-xilosa y D-arabinosa. También se los denomina hemicelulosas porque

son los polisacáridos predominantes de las paredes celulares. Son sustancias

complejas, cuyo esqueleto está formado por residuos de D-xilosa unidos por enlaces

(1 4) al que se denomina xilano. El xilano puede estar sustituido en el carbono 2 ó en

el carbono 3 por residuos de D-arabinofuranosa principalmente y en menor medida de

glucosa, fructosa y manosa. Los residuos de arabinosa pueden estar a su vez,

sustituidos en su C5 por ácido ferúlico (Fig.1.10). Un parámetro de caracterización es

la relación arabinosa/xilosa cuyo valor típico es 0,5-0,6 (Cleemput, 1993).

Introducción

18

Figura 1.10. A) residuo de xilosa, B) residuo de xilosa sustituido en el C2 con D-

arabinosa, C) residuo de xilosa sustituido en el C3 con D-arabinosa, la cual esta

sustituida en el C5 por ácido ferúlico, D) residuo de xilosa sustituido en los carbonos 2

y 3 con un residuo de D-arabinofuranosa. (Courtin, 2002).

Se los clasifica en base a su solubilidad en agua como pentosanos solubles e

insolubles en agua como se muestra en la Figura 1.11.

Absorben muchas veces (10-15 veces) su peso en agua y forman soluciones muy

viscosas motivo por el cual, aunque representan sólo el 2-2,5 % de la harina tienen

gran influencia en las propiedades de la masa.

1.5.3.1. Rol de los pentosanos en la panificación

Existen resultados contradictorios en relación al efecto positivo o no de los

arabinoxilanos en panificación. A pesar de que constituyen aproximadamente sólo el

2% de la harina retienen más de un cuarto del agua de la masa (Tabla 1.1). Los

pentosanos solubles en agua influyen en la viscoelasticidad de la masa y los

insolubles aumentan la consistencia y dureza de la misma. Los arabinoxilanos

insolubles disminuyen el tiempo de desarrollo y aumentan la resistencia a la extensión

lo que apoyaría la hipótesis de que interfieren con la formación de la masa.

Introducción

19

Figura 1.11. Clasificación de los arabinoxilanos en base a su solubilidad (Adaptado de

Courtin, 2002).

En el amasado, los residuos de ácido ferúlico se unen a las proteínas del gluten,

generando entrecruzamientos y aumentando la elasticidad de la masa.

En la fermentación, los pentosanos colaborarían disminuyendo la velocidad de difusión

de CO2. Además, aumentarían la estabilidad de los alvéolos gaseosos debido a que

incrementan la viscosidad de la fase acuosa estabilizando de este modo a los alvéolos

de gas (Hoseney y Rogers, 1990). Durante el horneado, los arabinoxilanos solubles en

agua estabilizarían los alvéolos por lo que se obtendrían mayores volúmenes de pan

mientras que los insolubles disminuirían la calidad del mismo.

Algunos autores postulan que durante el envejecimiento del pan los pentosanos

tendrían un efecto positivo ya que debido a un efecto estérico interferirían con la

asociación intermolecular de la amilosa y la amilopectina (Kim y col., 1977, a y b).

Arabinoxilanos solubles con álcali/

enzimas 1,2-2,0%

Arabinoxilanos residuales no

extraíbles en agua 0,2-0,5%

Arabinoxilanos insolubles en agua

1,1-1,9 %

Arabinoxilanos solubles en agua

0,4-0,8 %

Arabinoxilanos

1,5-2,5%

Extracción con agua

Extracción con álcali o enzimas

Introducción

20

Tabla 1.1.Absorción de agua por los componentes de la harina

Componente Agua / g de

componente

Cantidad de

componente en 100

g de harina

Absorción por

100 g de harina

Proteína 1,3 12 15,6

Almidón intacto 0,4 57 22,8

Almidón dañado 2,0 8 16,0

Pentosanos 7,0 2 14,0

(Adaptado de Stauffer, 1998)

1.5.4. Cenizas

Las cenizas representan el contenido mineral de la harina. En el grano de trigo se

hallan principalmente en las cubiertas externas y en el germen por lo que durante la

molienda se reduce considerablemente su contenido en relación a las presentes en el

grano. El contenido medio de cenizas de una harina es aproximadamente 0,5% y esta

conformado principalmente por K, P, Mg, Ca, Na, Zn, Fe, Mn, Cu, Mo y Co

(Czerniejewski y col., 1964).

Altos contenidos de cenizas pueden impartir un color oscuro al producto terminado por

lo que se debe tener en cuenta al elegir la harina (Wheat Marketing Center, 2008).

1.5.5. Proteínas

Las proteínas de la harina de trigo se clasifican, al igual que para otros cereales, en

base a su solubilidad según la secuencia de Osborne (Tabla 1.2). En el caso del trigo,

a las prolaminas se las denominan gliadinas y a las glutelinas, gluteninas.

Introducción

21

Tabla 1.2. Clasificación de las proteínas de trigo

Fracción de

Osborne

Solvente de

extracción Función en la célula

Albúminas Agua Metabólica y

estructural

Globulinas Solución salina

diluida

Metabólica y

estructural

Gliadinas

(Prolaminas) Solución alcohólica Almacenamiento

Gluteninas

(glutelinas)

Extraíbles en medio

ácido o básico Almacenamiento

Residuo insoluble No extraíble Almacenamiento

(Adaptado de Goesaert, 2005).

1.5.5.1. Proteínas hidrosolubles

Las proteínas hidrosolubles representan entre el 15 y el 20 % de las proteínas totales y

corresponderían a las albúminas y globulinas de la secuencia de Osborne. En estas

fracciones se encuentran proteínas estructurales, enzimas, inhibidores enzimáticos,

etc., pero con excepción de la – amilasa no presentan gran relevancia en el proceso

de panificación. La – amilasa corta los enlaces glucosídicos (1 4) generando

azúcares de bajo peso molecular que sirven de sustrato a las levaduras (Hajs lová,

2003).

1.5.5.2. Proteínas del gluten

Con el término de gluten se designa a la red que forman gluteninas y gliadinas

hidratadas durante el amasado. Son las proteínas de reserva del grano de trigo y

constituyen entre el 80 y el 85% de las proteínas totales. Un tercio de su composición

aminoacídica se encuentra formado por residuos de glutamina, la cual puede

establecer puentes de hidrógeno, un 14% por residuos de prolina la cual favorece la

formación de hojas plegadas y presentan muy pocos residuos básicos y ácidos por

lo que la densidad de carga superficial es baja.

Estas proteínas son capaces de absorber gran cantidad de agua y de constituir una

red deformable, elástica y extensible que puede retener los gases durante la

Introducción

22

fermentación y posterior cocción. Durante el amasado se producen interacciones no

sólo entre las proteínas y el agua para formar la red de gluten, sino también entre otros

componentes de la harina como almidón, polisacáridos no almidonosos

(arabinoxilanos, arabinogalactanos) y lípidos (fosfo y glicolípidos) (Carr y col., 1992;

Bettge y Morris, 2000; Lee y col., 2001). Estas interacciones permiten obtener una

matriz viscoelástica capaz de formar, tras la cocción, el producto con características

únicas que conocemos como pan.

1.5.5.2.1. Estructura de gliadinas y gluteninas

Las gliadinas son proteínas monoméricas altamente polimórficas (se han separado

más de 100 componentes) con masas entre 30-50 KDa que presentan solubilidad en

soluciones alcohólicas y constituyen aproximadamente el 50 % del gluten. En base a

su estructura y composición interaccionan a través de la formación de puentes de

hidrógeno y el establecimiento de interacciones hidrofóbicas (Tatham y Shewry, 1995).

Se clasifican en base a su movilidad electroforética en geles de poliacrilamida en

medio ácido (lactato PAGE) en 3 grupos denominados / -gliadinas, -gliadinas y -

gliadinas, siendo las proteínas de la fracción / las más rápidas y las -gliadinas las

de menor movilidad. Las / y -gliadinas son ricas en azufre mientras que las -

gliadinas son deficientes en azufre (Fig.1.12). Se conoce la secuencia completa de

aminoácidos de las y -gliadinas y se puede dividir su estructura en un dominio N-

terminal pequeño, un dominio central repetitivo y un dominio C-terminal no repetitivo

de aproximadamente 300 residuos (Figura 1.13). Las / y -gliadinas presentan

puentes disulfuro intracatenarios y una estructura más compacta. Las -gliadinas

contienen 6 residuos de cisteína, los cuales forman tres puentes disulfuro

intracatenarios mientras que las -gliadinas tienen 8 residuos de cisteína y forman 4

enlaces disulfuro intracatenarios. Todos los residuos de cisteína se encuentran

localizados en el extremo C-terminal (Lindsay y Skerritt, 1999). Las / y -gliadinas

presentan masas moleculares entre 28 y 35 kDa.

Las -gliadinas consisten en secuencias repetitivas ricas en glutamina, que pueden

formar puentes de hidrógeno con el agua, proteínas, almidón y otros componentes de

la masa. A diferencia de las / y -gliadinas no tienen puentes disulfuro y no

presentan una estructura compacta. Su estructura secundaria y sus interacciones

(proteína-proteína o proteína- agua) se encuentran influenciadas por el grado de

hidratación.

Introducción

23

Figura 1.12. Clasificación de las gliadinas y subunidades de gluteninas (Adaptado de

Lindsay y Skerritt, 1999).

Figura 1.13. Localización de los residuos de cisteína en las A) -gliadinas y B) -

gliadinas (Adaptado de Lindsay y Skerritt, 1999).

1 234 5 6 78

1 45 6 78

A

B

Deficientes en azufre

Ricas en azufre Gluteninas de alto peso molecular

Proteínas del gluten

Gliadinas monoméricas Agregados de gluteninas

-Gliadinas Subunidades LMW-GS

Subunidades HMW-GS

-Gliadinas

-Gliadinas

Introducción

24

En las / y -gliadinas el contenido de glutamina es menor que el de las -gliadinas y

la mayor parte se encuentran en la zona repetitiva por lo que queda muy restringida la

cantidad de puentes de hidrógeno que pueden establecer en comparación con las -

gliadinas. Por otro lado, las gliadinas del tipo ( + ) tienen más glutamina que las

(Fido y col.,1997).

Las gluteninas son una mezcla heterogénea de polímeros con pesos moleculares

superiores a 1 106. Se encuentran formadas por subunidades de alto (high molecular

weight: HMW-GS) y bajo peso molecular (low molecular weight: LMW-GS) enlazadas

por uniones disulfuro. La relación molar LMW-GS /HMW-GS es 2: 1. Si se reducen los

puentes disulfuro, las subunidades de glutenina obtenidas presentan solubilidad en

soluciones alcohólicas similar a la de las gliadinas.

Las HMW-GS (o subunidades A) se dividen en dos tipos X e Y, presentando las

subunidades X masas entre 83 y 88 kDa y las subunidades Y entre 67 y 74 kDa.

Presentan dominios no repetitivos en sus extremos N y C-terminales, encontrándose

en estos la mayor parte de los residuos de cisteína. Ambos tipos de subunidades

HMW-GS presentan un residuo de cisteína en el extremo C-terminal, en el extremo N-

terminal las X tienen 3 mientras que las Y presentan 5 residuos de cisteína. El dominio

central es repetitivo por lo cual forma giros los cuales se pliegan en una estructura

espiral o helicoidal mientras que los dominios no repetitivos N y C-terminales

presentan estructura globular (Figura 1.14).

Las subunidades de bajo peso molecular se dividen según su movilidad molecular es

SDS-PAGE en 3 tipos: B, C y D. Hay dos tipos principales de subunidades de LMW:

m-LMW, que contienen metionina como primer aminoácido de la secuencia, y s-LMW,

que tienen serina como primer aminoácido de la secuencia, ambas dentro de las

subunidades del tipo B. Algunas de las secuencias N-terminales de C-LMW

corresponden al tipo m-LMW mientras que otras presentan secuencias similares a las

de las gliadinas por lo que se denominan / -LMW. Las / -LMW contienen un residuo

de cisteína extra por el cual se unen covalentemente al polímero y como tienen un

numero impar de residuos de cisteína se denominan terminadores de cadena. Por otro

lado, las B-LMW presentan un número par de residuos de cisteína por lo que se las

denomina extendedores de cadena. Las D-LMW se piensa que se formaron por

mutación en uno o más genes que codifican para las -gliadinas. Las secuencias

repetitivas de las LMW representan aproximadamente el 30% de la estructura de la

proteína, por lo que se diferencian dos dominios estructurales. Los giros en el

extremo N-terminal y un dominio central rico en prolina mientras que el extremo C-

terminal contiene estructura hélice, la cual representa aproximadamente el 35% de

Introducción

25

Dominio repetitivo 480-680 residuos

C-terminal 42 residuos N-terminal

81-104 residuos

-hélice Dominio no repetitivo

-hélice Dominio no repetitivo

Figura 1.14. Subunidad de gluteninas de alto peso molecular (Adaptado de Shewry y

col., 2001).

la estructura de la proteína (Lindsay y Skerritt, 1999).

Aunque tanto en las gliadinas como en las gluteninas existen puentes disulfuro

intracatenarios estabilizando su conformación, la capacidad de formación de puentes

intercatenarios es exclusiva de las gluteninas por lo que se ha propuesto que en la

masa las HMW-GS forman el esqueleto del macropolímero a través de la formación de

puentes disulfuro. La habilidad de las subunidades de glutenina para establecer

enlaces disulfuro se deben a sus estructuras primaria y secundaria, ya que éstas

determinan la existencia de residuos de cisteína, su disponibilidad para formar enlaces

disulfuro y la capacidad de la subunidad para plegarse de la manera requerida y

formar el enlace. Las HMW-GS son capaces de establecer enlaces disulfuro entre

ellas y con las LMW-GS. En la Figura 1.15 se muestra el modelo estructural propuesto

para el gluten, en el cual las HMW forman el esqueleto, un polímero formado a través

de uniones disulfuro “cabeza-cola” entre HMW-GS que otorga las propiedades

elásticas a la masa, y al cual las LMW-GS se unen a través de enlaces disulfuro

formando las ramificaciones. En este esquema las gliadinas interaccionan a través de

fuerzas no covalentes, las cuales contribuyen a la viscosidad del gluten.

Introducción

26

Figura 1.15. Modelo estructural propuesto para el gluten (Shewry y col., 2001).

Diversos autores han establecido diferentes rangos de masas moleculares para cada

una de las fracciones proteicas, los que en muchos casos se superponen (Kruger y

col., 1988; Singh, 1990; Lindsay y Skerrit, 1999; Wieser y col., 2006; Wieser, 2007).

Esta situación puede atribuirse a que han empleado diferentes tipos de harina,

distintos métodos de extracción, purificación y determinación de las masas

moleculares (HPLC, electroforesis, etc).

1.5.5.3. Rol en la panificación

Durante el amasado la presencia de agua y la realización de un trabajo mecánico

permiten la hidratación de gliadinas y gluteninas y se produce el desarrollo de una red

viscoelástica, el gluten. La cantidad y calidad del gluten determinan el tiempo

necesario de amasado y las propiedades reológicas de la masa.

Durante la fermentación la red de gluten sigue experimentando cambios (disminuye su

adhesividad, se hace menos extensible y más elástica), y es determinante para la

retención del gas formado durante la misma (Hoseney y Rogers,1990) y en la etapa

inicial del horneado, lo cual determina el volumen del pan y la estructura de la miga.

Durante el horneado ocurren varios cambios a la vez, cambia la hidrofobicidad

superficial de las proteínas, se produce un intercambio de puentes disulfuro y

formación de nuevos enlaces disulfuro (Weegels y col., 1994). Debido a estos

cambios, junto con los experimentados por el almidón, se forma la estructura del pan.

Introducción

27

El rol del gluten en el envejecimiento del pan no es claro aunque se ha encontrado que

forma enlaces de hidrógeno con el almidón gelatinizado (Martin y col., 1991).

1.5.5.3.1. Factores que determinan la calidad del gluten

Hay dos factores determinantes de la calidad del gluten para panificación (Figura

1.16): la relación gliadinas/gluteninas y la calidad de las gluteninas.

1) Relación gliadina/glutenina

La relación gliadinas/gluteninas es importante debido a que cumplen diferentes roles

en la masa, mientras que las gluteninas otorgan resistencia a la deformación y

elasticidad, las gliadinas actúan como plastificantes otorgando plasticidad y viscosidad

(Belton, 1999 y 2003). Para obtener un pan de buena calidad se necesita un balance

adecuado entre viscosidad y tenacidad.

2) Calidad de las gluteninas

Se ha visto que es la fracción correspondiente a las gluteninas la que presenta mayor

influencia en la calidad panadera ya que variaciones cualitativas y/o cuantitativas en

sus subunidades ocasionan cambios en la misma (NG y Bushuk, 1988; Khan y col.,

2002;). Las variaciones en la composición de las subunidades pueden dar lugar a

diferentes interacciones covalentes que son las que determinan la elasticidad de las

mismas y, a su vez, a diferentes estructuras poliméricas lo cual puede afectar su

funcionalidad en el proceso de panificación. El grado de polimerización también es

importante dado que según la teoría de polímeros sólo los que superan un

determinado tamaño podrían contribuir a la elasticidad (Singh y MacRitchie, 2001).

Introducción

28

Figura 1.16. Factores que determinan la calidad del gluten (Adaptado de Goesaert,

2005).

1.6. Tipificación comercial de las harinas en la República Argentina.

El Código Alimentario Argentino (CAA) en su Capítulo IX, artículo 661 (Res 167,

26.1.82) define como Harina al producto obtenido de la molienda del endosperma del

grano de trigo y tipifica comercialmente a las harinas del siguiente modo: cuatro ceros

(0000), tres ceros (000), dos ceros (00), cero (0), medio cero (medio 0), Harinilla de

primera y Harinilla segunda, las cuales se obtienen de la molienda gradual y metódica

del endosperma en cantidad de 70-80% del grano limpio. En las Tablas 1.3 y 1.4 se

muestran las características requeridas para los diferentes tipos de harinas y harinillas.

La tipificación de las harinas se basa en 1) el contenido de cenizas determinado a 900-

920 °C (calculadas sobre residuo seco), 2) la humedad determinada a 130 °C durante

una hora, 3) la absorción farinográfica de agua (cantidad de agua que absorben 100 g

de harina) y 4) el volumen de pan que puede obtenerse a partir de 100 g de harina. En

Composición de las

gluteninas

Estructura de las

gluteninas

Distribución del tamaño

de los polímeros

Relación gluteninas/gliadinas

Cantidad de

gluteninas

Cantidad de

gliadinas

Calidad de gluteninas

Calidad de gliadinas

Calidad del pan

Propiedades reólogicas de la

masa

Calidad del gluten Cantidad de gluten

Introducción

29

la determinación de cenizas se admite una tolerancia de hasta un 3% sobre los valores

establecidos para las harinas 000. Se debe rotular como harina o harina de trigo con la

tipificación correspondiente.

Tabla 1.3. Tipificación comercial de las harinas según el CAA.

Harina tipo Humedad g/100 g Cenizas

g/100 g *

Absorción

g/100 g

Volumen pan

(cm3)

0000 15,0 max 0,492 max 56-62 550 mín

000 15,0 max 0,65 max 57-63 520 mín

00 14,7 max 0,678 max 58-65 500 mín

0 14,7 max 0,873 max 60-67 475 mín

½ 0 14,5 max 1,350 max - -

* en base seca

Tabla 1.4. Tipificación comercial de las harinillas según el CAA.

Harinillas tipo Humedad g/100g Cenizas g/100 g Tamizado

Primera 14,5 max 1,35-2,00 max 50, 60 y 80 XX sin

residuo

Segunda 14,5 max 2,00-3,00 max 50 y 60 XX

8 XX hasta 10%

El CAA en el art. 662 (Dec 2370, 28.3.73) define como harina integral o de Graham al

producto que se obtiene por la molienda del grano de trigo y las tipifica según el grado

de molienda en: Gruesa, mediana y fina. Su humedad no debe ser mayor de 15,5

g/100g y el contenido de cenizas no mayor de 2,30 g/100g.

1.7. Calidad panadera de una harina

La calidad panadera de una harina se determina por el volumen y calidad del pan

obtenido. Si bien los ensayos de panificación en condiciones estandarizadas son los

que mejor permiten evaluar cómo se comportará una harina durante la panificación

posterior, existen además ensayos predictivos (relación gluten húmedo/gluten seco,

Introducción

30

cantidad de proteína, alveograma, farinograma, extensograma entre otros) que, en

conjunto, logran una buena aproximación al comportamiento que se observará durante

la panificación.

Las harinas obtenidas de los trigos cultivados en Argentina difieren notablemente en

calidad industrial, según la zona de procedencia del cereal ya que las variedades

sembradas en mayor proporción cambian según la región. En base a su uso final se

clasifican las variedades de trigo en tres grupos. En el grupo 1 se incluyen las

variedades genéticamente fuertes con las que se obtienen masas de alta tenacidad

por lo que suelen utilizarse como correctores de trigos de inferior calidad por

panificadoras industriales. En el grupo 2 se incluyen variedades también de alta

calidad panadera que son aptas para el sistema de panificación manual tradicional de

nuestro país ya que toleran fermentaciones largas de más de 8 horas y hasta 16 hs;

mientras que las variedades del grupo 3 son trigos de alto potencial de producción,

pero de baja calidad panadera, adecuadas para métodos de panificación directos en

los que se empelan tiempos de fermentación cortos de no más de 6-8 horas. Esta

clasificación es revisada anualmente debido a que la interacción genotipo-ambiente

afecta la calidad panadera (Juan, 2003). Dado que las variedades del grupo I se

siembran en mayor proporción (más del 40%) en Buenos Aires y Córdoba, las

variedades del grupo II en Santa Fe, Entre Ríos y Santiago del Estero en donde

representan más del 60% y las variedades del grupo III en Chaco, La Pampa, Córdoba

y Buenos Aires donde presentan una superficie sembrada mayor al 15%, los granos

de trigo procedentes de estas diferentes regiones diferirán en calidad industrial

(Yalungo, 2007).

1.8. Panificación

A través del proceso de panificación se busca obtener un producto esponjoso y

apetitoso a partir de la harina de trigo: el pan, el cual es uno de los alimentos

procesados más antiguos y más ampliamente consumidos por la humanidad

(Dewettinck y col., 2008).

La capacidad de la harina de trigo para formar una masa viscoelástica, lo cual está

determinado por las características de las proteínas de reserva del grano de trigo, es

la que permite la obtención del pan.

Las diferencias principales entre las distintas formas de panificación se encuentran en

la mezcla, amasado, incorporación de aire, formación y desarrollo del gluten. La

Introducción

31

subdivisión de la masa y las etapas del proceso que afectan a las piezas individuales

modifican la calidad del producto, aunque dicha calidad se genere durante el

desarrollo de la masa. Los cambios deseables resultantes de un desarrollo óptimo de

la masa están asociados a la capacidad de la masa de retener burbujas de gas (CO2)

y permitir, durante las fases de fermentación y horneado la expansión uniforme de la

pieza. Para mejorar la retención de gas es deseable obtener masas extensibles

además la reducción de la resistencia y elasticidad son importantes en la modificación

de la estructura de las burbujas durante el proceso (Cauvain, 2002).

1.8.1. Etapas del proceso de panificación

1.8.1.1. Amasado

Durante la etapa de amasado la harina de trigo es hidratada y como resultado de la

entrega de energía mecánica se produce el desarrollo de la red de gluten, ocurriendo

la disrupción de los aglomerados de las proteínas de gluten y transformándose en una

red cohesiva y viscoelástica. Además durante esta etapa se incorporan burbujas de

aire. Al final del amasado la masa panaria tiene las características viscoelásticas

óptimas para el procesado posterior (Belton, 2003).

La producción de una estructura alveolar definida en el pan depende de la formación y

retención de burbujas de gas en la masa. El CO2 presenta alta solubilidad y poca

capacidad de formar burbujas de gas, por lo que queda retenido en la fase acuosa y

cuando ésta se satura pasa a los alvéolos (Maloney y Foy, 2003).

Además, en la masa quedan atrapados durante el amasado O2 y N2. El O2 se agota

rápidamente porque es consumido por las levaduras y el N2 es importante ya que

proporciona el núcleo de la burbuja a cuyo interior puede difundir el CO2 cuando

abandona la solución. El número y tamaño de las burbujas de gas disponibles en la

masa al final del amasado se encuentra influenciado por el método de formación de

masa que se emplee y por las condiciones del amasado (Campbell, 2003)

La obtención de un pan de buena calidad está determinada por las características de

la masa, siendo de importancia la capacidad de retención del gas generado durante la

fermentación (Gan y col., 1995)y un adecuado balance entre el flujo viscoso y la fuerza

elástica, lo cual depende de las características del gluten.

Introducción

32

1.8.1.2. Reposo

La etapa de reposo permite que la masa se relaje antes del moldeado, se busca la

obtención de una masa a la vez, elástica y moldeable. Además, durante esta etapa se

generan sustancias que contribuyen al aroma y sabor de la masa.

1.8.1.3. División y moldeo

La masa se divide en piezas, las que en la etapa de moldeo, adquieren la forma

correcta para poder originar una estructura que dará lugar a un producto de buena

calidad. El uso de moldes admite que las masas sean más blandas y fluyan más que

cuando las piezas de masa deben mantener la forma por sí solas. En estas etapas la

masa se hace menos relajada y más elástica.

A estas etapas suele seguirlas un tiempo de reposo, durante el cual se continúan

modificando las propiedades físicas y químicas de la masa.

1.8.1.4. Fermentación

El fin es permitir que la pieza ya moldeada se relaje y expanda para que se forme una

pieza aireada de masa que, cuando se hornee, tenga la forma y el volumen

requeridos.

En la fermentación también se producen cambios debido en la composición de la

matriz por los productos formados durante la misma como, etanol y CO2, por la acción

de los aditivos y proteasas de la harina.

1.8.1.5. Horneado

Es la fase final de la fabricación de pan durante la cual se aplica calor, el que ocasiona

una rápida expansión del gas en la masa, la eliminación de agua, la gelatinización del

almidón y la coagulación de las proteínas. Estas reacciones, junto a la formación de

corteza transforman un trozo de masa en una pieza de pan. La transferencia de calor

en una masa menos densa implica que el centro de la pieza puede alcanzar la

temperatura requerida (96°C) en menos tiempo.

Cuando se introducen las piezas en el horno, durante los primeros minutos, antes que

mueran las levaduras, se genera la mayor cantidad de CO2 por lo que la masa

continua expandiéndose y debe tener la capacidad de retener el gas que se está

Introducción

33

formando, lo cual sólo puede lograrse si se ha formado una adecuada estructura del

gluten durante el amasado (Maloney y Foy, 2003).

1.8.1.6. Enfriamiento

Esta etapa es particularmente importante cuando el pan se envasa en rebanadas, para

que no se rompa al cortarse y evitar el crecimiento de mohos que ocurriría de

envasarse cuando aún se encuentra la pieza caliente (Pateras, 1998). La pérdida de

humedad excesiva debe evitarse porque constituye una pérdida económica y porque

acelerará el envejecimiento del pan.

1.8.1.7. Envasado

El material más común para realizar el envasado es el polietileno de baja densidad en

forma de bolsa. Constituye una buena barrera frente al vapor de agua por lo que se

previene la deshidratación, a la vez permite al consumidor ver el producto que está

comprando.

1.9. Uso de aditivos

Una harina de trigo de buena calidad panadera no debería necesitar de aditivos para

lograr un producto de buen volumen, textura y aspecto. Sin embargo, el agregado de

oxidantes, emulsificantes y enzimas es una práctica común en panificación para

mejorar el rendimiento de harinas de calidades inferiores. Los factores ambientales

como la temperatura, la disponibilidad de agua, la presencia de malezas y plagas y el

uso de fertilizantes influyen sobre la velocidad y la duración del desarrollo del grano, la

acumulación de proteínas y la deposición de almidón por lo que modifican el

rendimiento del cultivo y la calidad de la harina. Para el trigo, los máximos

rendimientos se obtienen con temperaturas entre 15 y 20°C. Además en este rango se

obtiene la máxima duración de llenado del grano y la mayor acumulación de almidón

por grano. Por otro lado, la temperatura junto con la utilización de fertilizantes afectan

la cantidad, composición y/o polimerización de las proteínas del gluten (Dupont y col.,

2003). Una variación en la composición proteica también puede ser ocasionada por

una deficiencia de azufre observándose en este caso un incremento en el contenido

de gliadinas y una disminución de las HMW-GS (Wrigley y col., 1984). Zhao y col.

Introducción

34

(1999) estudiaron el efecto de la aplicación de azufre sobre la calidad panadera de la

harina, para lo cual emplearon combinaciones de azufre y nitrógeno, observando que

la deficiencia de azufre ocasiona modificaciones reológicas en la masa que pueden ser

más importantes que las ocasionadas por una deficiencia de nitrógeno.

Estas variaciones ocasionadas por las condiciones ambientales afectan la calidad de

la harina y pueden variar en cada cosecha por lo que se recurre a la utilización de

aditivos para compensar la pérdida de calidad y obtener una harina de

comportamiento uniforme a lo largo del tiempo que permita mantener constancia en la

calidad del producto obtenido.

Además, la necesidad de reemplazar al bromato de potasio como aditivo en

panificación ya que a causa de sus efectos carcinogénicos se encuentra prohibido en

nuestro país desde el año 1997 (Resolución 190/98d del Ministerio de Salud y Acción

Social) ha conducido a la búsqueda de aditivos o mezclas de los mismos que puedan

sustituirlo eficientemente y a un costo accesible.

Entre los aditivos más utilizados actualmente se encuentran: 1) agentes oxidantes

como el ácido ascórbico y la azodicarbonamida, los que refuerzan la red de gluten

aumentando su grado de entrecruzamiento; 2) emulsificantes como los ésteres de

mono y diglicéridos del ácido diacetil tartárico (DATEM) y el estearoil lactilato de sodio

(SSL) que interaccionan con las proteínas del gluten facilitando la agregación proteica

debido a neutralización de cargas superficiales y 3) distintas enzimas como por

ejemplo: proteasas, que hidrolizan el enlace peptídico por lo que disminuyen la

tenacidad de la masa; y amilasas, que por un lado generan glucosa y maltosa que

sirven como sustrato para las levaduras durante la fermentación y por otro, generan

dextrinas que interfieren en la retrogradación del almidón (Stauffer, 1990).

Otro tipo de aditivos que potencialmente podrían ser útiles para mejorar la calidad

panadera son polisacáridos de alto peso molecular, de diverso origen, denominados

hidrocoloides o gomas. Entre los polisacáridos no almidonosos usados como aditivos

para mejorar la calidad de productos panificados, y prolongar su conservación se

encuentran: goma xántica, goma guar, garrofín, celulosas modificadas, carragenanos,

alginatos, pectinas, entre otros (Stauffer, 1990). Estos aditivos han sido objeto de

numerosos estudios, encontrándose efectos diversos sobre la masa y la calidad del

pan obtenido (volumen, textura) dependiendo del tipo de hidrocoloide (Rojas y col.,

1999; León y col., 2000; Rosell y col., 2001; Guarda y col., 2004; Gómez y col., 2007b;

Bárcenas y col., 2006). A la vez, estos aditivos, por su estructura y comportamiento en

el aparato digestivo, se pueden clasificar como componentes de la fibra dietaria

(Prosky, 1999) por lo que su incorporación a la masa es positiva desde el punto de

Introducción

35

vista nutricional. Además de los efectos conocidos de la fibra dietaria (prevención de

constipación y reducción del riesgo de cáncer de colon, entre otros) (Faivre y

Bonithon-Kopp, 1999; Feldheim y Wisker, 2000) se ha encontrado que la incorporación

de fibra puede ser útil para la formulación de alimentos de bajo índice glucémico. La

incorporación de hidrocoloides como goma guar en cantidades de 3 a 7 % en pastas

disminuye la liberación de glucosa en ensayos de digestibilidad in vitro, probablemente

debido a que los gránulos de almidón quedarían atrapados en una red viscosa

formada por la interacción de proteínas – hidrocoloide – almidón (Tudorica y col.,

2002). No obstante, los niveles en que se suelen agregar en las formulaciones para

obtener un efecto positivo sobre la calidad panadera -entre 0,1 y 1 g cada 100 g de

harina- (Rojas y col., 1999, Guarda y col., 2004, Bárcenas y col., 2004) conducen a

valores bajos del hidrocoloide en el producto terminado por lo cual su incidencia

efectiva desde el punto de vista nutricional es escasa en el caso del pan de harina

refinada.

1.10. Hidrocoloides: estructura química y funcionalidad

Los hidrocoloides son polisacáridos de alto peso molecular o proteínas que presentan

tamaños entre 10 y 1000 Å y se disuelven o dispersan en agua causando un aumento

de la viscosidad (Glicksman, 1982). Pueden obtenerse a partir de diversas fuentes:

semillas, algas, exudados de plantas, bacterias, animales, etc. En la Tabla 1.5 se

muestra su clasificación de acuerdo a su origen (BeMiller, 2001).

Los hidrocoloides son ampliamente utilizados en la industria alimentaria como

espesantes y gelificantes, estabilizantes de espumas, emulsiones y dispersiones,

inhibidores de la cristalización de hielo y azúcar, agentes encapsulantes, precipitantes,

inhibidores de sinéresis y formadores de películas, entre otros, pero su uso en masa

panaria se encuentra menos extendido. A pesar de que generalmente se emplean en

bajas concentraciones tienen una gran influencia en las propiedades organolépticas y

texturales de los productos en los cuales se agregan. En la industria, la elección del

hidrocoloide a emplear se realiza de acuerdo a sus propiedades funcionales, precio y

aseguramiento de abastecimiento. Por este motivo los almidones son los hidrocoloides

más ampliamente usados como agentes espesantes (Williams y Phillips, 2000).

Muchas de las propiedades funcionales de los hidrocoloides son atribuibles a su

comportamiento en soluciones acuosas. En general, la viscosidad de las soluciones de

polímeros presentan una concentración crítica C* a partir de la cual se pasa de tener

Introducción

36

una solución “diluida”, donde las moléculas de polímero se encuentran libres y se

pueden mover en forma independiente a una región semi diluida donde la

aglomeración molecular da lugar al solapamiento de los ovillos de polímero y la

interpenetración.

Tabla 1.5 Clasificación de los hidrocoloides de acuerdo a la fuente

Origen Ejemplos

Exudados

goma arábiga, goma

tragacanto, goma karaya,

goma Gatti

Estructurales almidón, pectinas, celulosa

Plantas

superiores

De reserva (semillas,

tubérculos)

goma guar, goma garrofin,

goma tara, goma del

tamarindo, konjac manano

Algas rojas agar- agar, carragenanos Extractos de

algas Algas marrones Alginatos

Microbiano goma xántica, goma curdlan, dextrano, goma gellano,

celulosa

Animal gelatina, caseinato, quitosano, proteínas del suero

Basada en BeMiller, 2001

Las soluciones de polisacáridos presentan un comportamiento Newtoniano a

concentraciones menores que C*, en este caso el esfuerzo de corte es directamente

proporcional al gradiente de velocidad de cizallamiento, por lo cual la viscosidad es

independiente del esfuerzo de corte. A concentraciones mayores de C* no se presenta

un comportamiento Newtoniano. Un perfil de viscosidad típico de una solución por

encima de C* se muestra en la Figura 1.17, donde se distinguen 3 regiones: 1) un

plateau a valores bajos de la velocidad de cizalla; 2) una región de fluidificación por

cizalla (comportamiento pseudoplástico) y 3) un plateau a valores altos de la velocidad

de cizalla. En la región 1, la velocidad de ruptura de los aglomerados de polímero es

menor que la velocidad de entrecruzamiento y la viscosidad es independiente de la

velocidad de corte. Por encima de un gradiente de velocidad de corte crítico el

Introducción

37

desentrecruzamiento predomina y la viscosidad cae hacia un plateau mínimo (Williams

y Phillips, 2000).

Figura 1.17. Perfil de viscosidad para una suspensión de un hidrocoloide por encima

de C* ( Fuente: Williams y Phillips, 2000)

Entre los hidrocoloides que se pueden utilizar como aditivos se encuentran las

pectinas y celulosas, polisacáridos de la pared celular de plantas, que presentan la

ventaja, frente a otros, de provenir de recursos abundantes en la naturaleza y de bajo

costo y de ofrecer una amplia gama de posibilidades desde el punto de vista funcional.

1.10.1. Celulosas modificadas

Las celulosas modificadas se obtienen por modificaciones químicas de la celulosa

nativa, las cuales le otorgan propiedades distintas a las de la celulosa sin modificar. La

celulosa es un polímero de unidades de anhidroglucosa unidas por enlaces (1 4)

glicosídicos (Fig.1.18), su grado de polimerización puede variar entre 100 y 3500

unidades de anhidroglucosa. La celulosa es una fibra insoluble en agua lo que se

atribuye al alineamiento de sus moléculas en fibras formando regiones cristalinas

altamente ordenadas y estabilizadas por puentes de hidrógeno intercatenarios. Estas

características limitan su uso como aditivo alimentario, por ese motivo se la modifica

químicamente para hacerla soluble y conferirle diversas propiedades de acuerdo al

tipo de derivatización realizada. Existen gran diversidad de celulosas modificadas

1 2 3

Introducción

38

dependiendo del tipo de reacción química, tipo de sustituyente, porcentaje de

sustitución y grado de polimerización, estos modifican la capacidad de retención de

agua, la sensibilidad a los electrolitos, la solubilidad, propiedades de gelación, etc.

Entre las celulosas modificadas se hallan la celulosa microcristalina (MCC), la

carboximetilcelulosa (CMC), y la hidroxipropilmetilcelulosa (HPMC), las que se

encuentran dentro de los aditivos permitidos en alimentos en general según el

Programa Conjunto FAO/OMS sobre Normas Alimentarias para el Codex Alimentarius.

Cada una de estas celulosas tiene, debido a su diferente estructura química un

comportamiento particular por lo que su incorporación en la masa panaria haría

esperable un efecto distinto sobre la aptitud panadera, y en particular sobre las

propiedades reológicas de la masa.

Figura.1.18. Estructura de la celulosa

1.10.1.1. Celulosa Microcristalina

La celulosa microcristalina (MCC) se obtiene por concentración de las regiones

cristalinas de las fibras de celulosa luego de una hidrólisis ácida. Por este motivo, no

es estrictamente un derivado químico sino que se trata de celulosa nativa concentrada.

En el proceso de hidrólisis, el ácido actúa sobre las regiones amorfas de las fibras de

celulosa debilitándolas y luego por la aplicación de un esfuerzo de corte se separan los

agregados de celulosa. Las técnicas de producción tienen un rendimiento del 90% y se

obtiene un 60-70% de agregados cristalinos con un tamaño inferior a los 0,2 m. Si la

celulosa coloidal se secara inmediatamente luego del tratamiento ácido se produciría

el endurecimiento de las fibras, es por este motivo que se incorpora CMC durante el

secado la cual actúa como barrera entre los agregados de celulosa. Además CMC

Introducción

39

ayuda en la dispersión de los microcristales insolubles en sistemas acuosos. Las

dispersiones, al superar una cierta concentración forman geles tixotrópicos, los cuales

aumentan su estabilidad gracias a la presencia de CMC. Estos geles al someterse a

un esfuerzo de corte se rompen debido a que las partículas que lo forman (CMC +

agregados de celulosa) actúan en forma independiente, cuando se le permite reposar

las partículas vuelven a formar la red (Thomas ,1982).

En una dispersión MCC no se hincha como el almidón ni se hidrata como una goma

por lo que una dispersión de MCC liga mucha menor cantidad de agua que la de otros

hidrocoloides, aunque parcialmente es ligada debido a la presencia de CMC (Fig.1.19).

La formación de una matriz tridimensional crea una red que afecta a la movilidad del

agua y da lugar a las propiedades funcionales de la MCC (Thomas ,1982).

Figura 1.19. Dispersión completa y parcial de MCC en agua (Fuente:

www.fmcbiopolymer.com)

A pesar de que la MCC se ha usado ampliamente en alimentos como espesante,

agente para el control de la formación de hielo en helados, estabilizante de espumas y

emulsiones y en productos dietéticos como fibra, su uso en productos panificados no

se ha estudiado ampliamente.

MCC dispersada completamente

MCC parcialmente dispersada

CMC

MCC

Introducción

40

1.10.1.2. Carboximetilcelulosa sódica (CMC)

La carboximetilcelulosa es un polisacárido lineal, de cadena larga, que se obtiene por

sustitución de la celulosa con grupos carboximetilo (Fig.1.20), aumentando de este

modo su solubilidad en agua (Keller,1982). En el proceso de obtención se trata a la

celulosa purificada con hidróxido de sodio y luego se la hace reaccionar con

monocloroacetato de sodio.

En solución, la carga negativa de la molécula la mantiene en suspensión debido a

efectos de repulsión. Cuanto mayor sea el grado de sustitución mayor hidrofilicidad

presentará la goma y mayor será su solubilidad. En presencia de sales disminuye su

hidratación y por ende la viscosidad de sus soluciones, esto es debido a que las sales

apantallan las cargas de los carboxilatos disminuyendo la repulsión y

desfavoreciéndose de este modo la disolución. Al preparar disoluciones con CMC es

importante considerar el orden de agregado de los solutos ya que de este modo se

están regulando las interacciones que pueden establecerse. Si la CMC se agrega a

una solución salina, no tiene la posibilidad de separase por repulsión por lo cual no se

disuelve, mientras que si se tiene una disolución de CMC y se agrega una sal se

observa una pequeña disminución de la viscosidad.

Para uso en alimentos, productos farmacéuticos y cosméticos se necesita un elevado

nivel de pureza (superior al 99,5 %) designándose a CMC de esta calidad como goma

de celulosa, la cual es un polvo de color blanco- crema, que no presenta sabor, es

inodoro y volátil (Keller,1982).

Figura 1.20. Estructura de CMC

La CMC se ha empleado como estabilizante de helados y bebidas lácteas (Janhøj y

col., 2008), como agente espesante, agente para la suspensión de sólidos en batidos y

n

Introducción

41

coberturas y como espesante en rellenos de tartas. La utilización de CMC en

productos de panificación ha sido estudiada por diversos autores habiéndose

encontrado que mejora la calidad de panes frescos y congelados y de panes

enriquecidos en fibra (Armero y Collar., 1996; Dodi y col., 2007; Angioloni y Collar.,

2009).

1.10.1.3. Hidroxipropilmetilcelulosa (HPMC)

Las hidroxipropilmetilcelulosas son celulosas sustituidas con gupos hidroxipropilo y

metilo (Fig.1.21), los cuales les confieren un cierto grado de hidrofobicidad respecto a

otros hidrocoloides. Las HPMC se obtienen por tratamiento de la celulosa en medio

alcalino con cloruro de metilo y óxido de propileno (Murray, 2000). Se define el grado

de sustitución (Gs) de las HPMC como el número promedio de grupos hidroxilo por

residuo de anhidroglucosa que fueron sustituidos, mientras que el grado de sustitución

molar (Sm) se define como el número promedio de moléculas de sustituyente que se

han incorporado por unidad de anhidroglucosa. Se realiza esta distinción dado que el

grupo hidroxipropilo tiene un grupo hidroxilo que puede ser a su vez sustituido por lo

cual es posible obtener cadenas de polihidroxipropilo. Es posible tener una HPMC con

Gs=1 (un grupo hidroxilo sustituido) pero Sm=2 (2 moles de hidroxipropilo por

molécula de glucosa). En cambio en el caso de los grupos metilo, el grado de

sustitución y la sustitución molar son iguales. Variaciones en el nivel absoluto de

grupos metilo e hidroxipropilo afectan a las propiedades físicas y químicas como la

capacidad de retención de agua, la sensibilidad a electrolitos, la temperatura de

disolución, las propiedades de gelación y la solubilidad en sistemas no acuosos.

La celulosa es insoluble en gran cantidad de solventes debido a su alto nivel de

puentes de hidrógeno intercatenarios lo que da lugar a un alto nivel de cristalinidad, en

cambio en las HPMCs se reduce la posibilidad de formar puentes de hidrógeno, pero

no la capacidad del polímero para hidratarse, además la presencia de los sustituyentes

por efecto estérico inhibe el acercamiento de los polímeros y la cristalización. De este

modo la sustitución incrementa el rango de solubilidad en agua y solventes orgánicos.

Al tratarse de moléculas no iónicas, son relativamente insensibles a los cambios de pH

y a la presencia de electrolitos.

El comportamiento reológico de sus soluciones depende de la concentración de

polímero disuelta, el peso molecular, la temperatura de la solución y la presencia de

solutos pero en general presentan un comportamiento pseudoplástico, disminuyendo

Introducción

42

la viscosidad cuando aumenta el esfuerzo de corte. A esfuerzos de corte muy bajos

presentan un comportamiento newtoniano.

Las HPMCs presentan la propiedad de formar geles reversibles al calentar sus

soluciones. En la Figura 1.22 se muestra el comportamiento que presenta una solución

de HPMC al calentarla y posteriormente enfriarla. A bajas temperaturas las moléculas

se encuentran hidratadas pero hay baja interacción entre ellas encontrándose valores

elevados de la viscosidad. Al comenzar el calentamiento los polímeros van perdiendo

el agua de hidratación por lo que la viscosidad disminuye. En el punto de inicio de la

gelificación los polímeros se encuentran suficientemente deshidratados como para que

pueda ocurrir la interacción entre polímeros y se forme el gel. Al enfriar se revierte el

gel por lo que la viscosidad disminuye. Es importante tener en cuenta que tanto la

deshidratación como la asociación son procesos tiempo dependientes por lo que la

velocidad de calentamiento puede afectar la temperatura de gelificación. El efecto del

tiempo de equilibrio entre las formas asociadas y deshidratadas da lugar a histéresis al

enfriar el gel (Grover, 1982).

Las HPMC se utilizan en la formación de películas, como estabilizantes en aderezos

para ensaladas, como agentes barrera al aceite en alimentos fritos y en alimentos

congelados inhiben la pérdida de humedad y la formación de cristales de hielo. Con

respecto a su utilización en productos panificados se han informado diversos

beneficios sobre el volumen específico de pan y la textura de la miga de pan (Rosell y

col., 2001) así como también en la vida útil de pan parcialmente cocido (Bárcenas y

col., 2004).

Figura 1.21. Estructura de una HPMC.

Introducción

43

Figura 1.22. Termogelación de las HPMC (Fuente: Dow Chemical Company, 1997)

1.10.2. Pectinas

Las pectinas son carbohidratos estructurales presentes en la lamela media de las

paredes primarias de las plantas. Desde un punto de vista químico, las pectinas son

heteropolisacáridos solubles en agua conformados por una cadena lineal de residuos

de ácido galacturónico y residuos de metilesteres del ácido galacturónico, los cuales

se encuentran unidos por enlaces (1 4). El número de residuos por cadena se

encuentra entre 200 y 1000 (Christensen, 1982). El grado de esterificación (GE) se

define como el porcentaje de grupos carboxilo esterificados, las pectinas de alto

metoxilo o alto grado de esterificación (PAM) presentan un grado de esterificación

mayor al 50% mientras que las pectinas de bajo metoxilo o bajo grado de esterificación

(PBM) son aquellas que poseen un grado de esterificación inferior al 50% (Figura

1.23). La deesterificación de PAM en medio ácido o alcalino da lugar a PBM. Si la

hidrólisis se realiza en medio amoniacal, la PBM obtenida contendrá residuos de

galacturonamida en su cadena. Con el propósito de estandarizarlas, las pectinas

comerciales se encuentran adicionadas con buffers de grado alimenticio y sales para

Temperatura (°C)

Vis

cosi

dad

(cP

)

Introducción

44

controlar el pH y obtener las características deseadas cuando son utilizadas por su

capacidad gelificante.

Figura 1.23. Pectina de bajo grado de esterificación y amidada.

Las pectinas se clasifican como fibra dietaria, ya que no sufren hidrólisis, digestión ni

absorción en el intestino delgado (Prosky, 1999). Aunque en el intestino delgado las

pectinas pueden ser utilizadas por las bacterias, tienen una carga calórica

insignificante. Se ha informado que su ingesta produce una reducción plasmática del

nivel de colesterol LDL en animales y también de la ateroesclerosis. Su acción parece

estar relacionada a sus propiedades fisicoquímicas como son la capacidad de

retención de agua y sus propiedades espesantes, lo que retardaría el vaciado

estomacal y disminuiría la movilización hacia el íleon que es donde ocurre la absorción

de las grasas (Fernández, 2001).

Además, las pectinas son reconocidas como seguras (GRAS) por la legislación de los

Estados Unidos y la ingesta diaria aceptable (ADI) no es especificada por el comité de

expertos en alimentos de la FAO/OMS (JECFA) para el Codex Alimentarius y ni por el

Comité Científico para la Alimentación Humana (SCF) de la Unión Europea (May,

2000).

En la industria alimentaria las pectinas tienen una amplio rango de aplicación. Su uso

principal es en mermeladas, con 60-70 % de sólidos solubles totales y pH 3,0-3,3, en

los cuales las pectinas de alto metoxilo pueden gelificar, mientras que las pectinas de

bajo metoxilo se emplean en mermeladas y jaleas bajas calorías. En productos lácteos

las pectinas pueden tener dos funciones diferentes, las PAM pueden estabilizar

dispersiones proteicas a pH bajos como los de un yogur mientras que PBM se

comporta como un agente gelificante en presencia de calcio en leche o en otros

Introducción

45

productos más ácidos. Las pectinas también pueden ser utilizadas como una

alternativa a la gelatina en postres con frutas, trifles y rellenos de pastelería. En todos

los casos, el efecto de las pectinas depende del pH, la fuerza iónica, la composición

del medio y la proporción y tipo de edulcorantes presentes en el sistema (May, 2000).

Diversos autores han encontrado efectos favorables del agregado de pectinas en

productos panarios (Ribotta y col., 2005; Gómez y col., 2007b).

46

Objetivos

Objetivo general:

Contribuir a la optimización y al adecuado uso de hidrocoloides en productos

panificados a través de un mejor conocimiento de su efecto sobre la calidad panadera

y de su mecanismo de acción a nivel molecular.

Objetivos específicos:

Evaluar el efecto de diferentes celulosas modificadas y pectinas sobre las

características de la masa a nivel reológico y microestructural

Optimizar variables del proceso de panificación con el empleo de celulosas

modificadas y pectinas, particularmente, cantidad de agua, tiempo de amasado

y de fermentación

Caracterizar los atributos del producto obtenido que afecten la aceptabilidad

por parte del consumidor: volumen de pan, calidad de miga, color

Evaluar el efecto de celulosas modificadas y pectinas sobre el deterioro

producido durante el almacenamiento del pan

Analizar el tipo de interacciones que establecen los diferentes polisacáridos

con los principales componentes de la harina y postular mecanismos que

expliquen los efectos encontrados

Materiales y Métodos

48

2. Materiales y métodos

2.1. Materiales

2.1.1. Harina

Para la preparación de las masas se utilizó harina de trigo comercial 000 (Código

Alimentario Argentino) de la cosecha del año 2007, la cual fue provista por el Molino

Campodónico S.A. (La Plata, Argentina). Los parámetros alveográficos, suministrados

por el molino fueron: P = 96 mm H2O, L=93 mm, W = 326.10-4 J.

A lo largo del período que insumió el trabajo de tesis la harina fue conservada en

envases de plástico herméticos a -20°C. Previo a ser utilizada se la acondicionó en

cámara de 4°C.

2.1.2. Celulosas modificadas

Se emplearon 4 tipos de celulosas modificadas de grado alimentario, cuyas

características brindadas por el proveedor son:

a) Celulosa microcristalina (MCC, FMC Biopolymer, Filadelfia)

La celulosa microcristalina se comercializa co-polimerizada con carboximetilcelulosa

(12 %) para facilitar su dispersión en soluciones acuosas.

Características de la MCC utilizada:

Viscosidad de una dispersión al 1,2%= 61 cps

pH en solución acuosa: 6

Retención en malla de 60 mesh (250 m)= 0% mientras que en una de 325

mesh (44 m)= 57%

b) Carboximetilcelulosa (CMC, Latinoquímica Amtex S.A, Argentina)

La información suministrada por el fabricante sobre la CMC utilizada fue:

grado sustitución de grupos carboximetilo de 0,9 %

pureza: 99,69 %

Viscosidad de una solución al 1% a 25°C determinada empleando un

viscosímetro Brookfield LVF según el método ASTM - D 1439/03: 3640 cps

pH en solución acuosa= 6,87


49

Retención en malla de 60 mesh (250 m)= 22,48% mientras que en una malla

de 200 mesh (74 m)= 49,86%

c) Hidroxipropilmetilceluosa: HPMC F 4M (HPMC, Dow Chemical Company, Estados

Unidos)

29,3% de sustitución de grupos metoxilo

6,0% de grupos hidroxipropilo

La viscosidad a 20°C de una solución acuosa al 2% fue de 4477 cps (USP)

d) Hidroxipropilmetilceluosa: HPMC F 50 (HPMC, Dow Chemical Company, Estados

Unidos)

28,6% de sustitución de grupos metoxilo

5,4% de grupos hidroxipropilo

La viscosidad a 20°C de una solución acuosa al 2% fue de 46 cps (USP)

En base a las características anteriores y a otras declaradas por el fabricante, los

hidrocoloides empleados cumplen con las exigencias de designación, composición,

identificación y pureza que establece el Código Alimentario Argentino (Capítulo XVIII

Art. 1398, 2011)

2.1.3. Pectinas

Se emplearon dos tipos de pectinas cítricas de grado alimentario las cuales se

comercializan estandarizadas con sacarosa y cumplen con los criterios de pureza

establecidos por el Código de Sustancias Químicas Alimenticias (Food Chemicals

Codex), el Comité Mixto FAO/OMS de Expertos en Aditivos Alimentarios (JECFA) y las

directivas de la Unión Europea.

a) Pectina de bajo grado de esterificación y amidada (PBM): Genu Pectin 8001 (CP

Kelco, Estados Unidos) con las siguientes características (brindadas por el proveedor):

pH de una solución 1%= 4,6

La reactividad al calcio se evalúa mediante ensayos en los cuales se preparan

geles con diferente contenido de calcio, para esta pectina se ensayaron 2

niveles: 80 ppm y 160 ppm. El gel formado con 80 ppm de calcio ante una


50

compresión de un 25% presentó una firmeza de 21 g, mientras que para el

formado con 160 ppm de calcio la firmeza fue de 32 g

Tamaño de partícula: retención en tamiz de 250 m menor al 1%

b) Pectina de alto grado de esterificación (PAM): Genu Pectin 105 rapid set (CP Kelco,

Estados Unidos). Se designan como “rapid set” a las pectinas que presentan

temperatura y velocidad de gelificación elevadas.

Grado de esterificación: 69%

pH de una solución 1%= 3,5

grado USA SAG: 150, lo cual equivale a decir que 1 kg de pectina

estandarizada puede formar un gel de composición y fuerza estándar (sólidos

solubles 65%, pH 2,2 – 2,4, fuerza del gel 23,5% SAG) que contenga 150 kg de

azúcar

Tamaño de partícula: retención en tamiz de 250 m menor al 1%

2.1.4. Otros ingredientes Para la preparación de todas las muestras se utilizaron agua destilada, NaCl comercial

(Celusal), y levadura fresca comercial (Calsa S.A.).

2.2. Metodologías

2.2.1. Composición de la harina

Se determinaron el contenido de proteínas, lípidos, cenizas y humedad de la harina

según se describe a continuación. El contenido de hidratos de carbono se calculó por

diferencia.

2.2.1.1. Determinación de proteínas

La determinación del contenido de proteínas es muy importante en harinas debido a

que la mayor parte de las propiedades de la masa presentan alta correlación con el

contenido proteico (Pomeranz, 1987). La técnica empleada fue una modificación de la

técnica ISO 20483:2006 (E). Con esta técnica se determina el contenido total de

nitrógeno por lo que se están determinando también ácidos nucleicos, sales de


51

amonio, compuestos de aromáticos nitrogenados y vitaminas, entre otros, pero dado

que por lo general los alimentos sólo contienen trazas de estos compuestos el error

cometido se considera despreciable (Mattisek, 1998). Se utilizó el método de Kjeldhal,

en el cual el contenido de nitrógeno total se determina por digestión de la muestra en

H2SO4 concentrado en presencia de una mezcla catalizadora, en nuestro caso

formada por K2SO4 y CuSO4.5H2O en una relación 10:1. Posteriormente el amonio se

transforma en NH3 por alcalinización con NaOH 32% y el NH3 liberado se destila y

recibe en una solución de H3BO3 4 % que contiene el indicador de pH Mortimer. Se

tituló con HCl 0,1N hasta viraje del indicador al color rojo inicial. Para determinar el

contenido proteico es necesario emplear un factor que permite convertir gramos de

nitrógeno en gramos de proteína. El factor empleado depende del tipo de proteína, en

el caso de la harina de trigo el factor utilizado es 5,7. La determinación se realizó por

triplicado.

El contenido de nitrógeno se calculó empleando la ecuación 2.1:

100

100H100 m

P N )VV(%N meq0m Ec. 2.1

donde:

%N: cantidad de nitrógeno cada 100 g de harina, en base seca

Vm: Volumen de HCl, en ml, requeridos para titular la muestra

V0: Volumen de HCl , en ml, requeridos para titular el blanco

N: Normalidad del HCl utilizado

Pmeq: Peso del miliequivalente de nitrógeno

m: masa de harina pesada (g)

H: Humedad de la harina

2.2.1.2. Determinación del contenido de lípidos

Se realizó por extracción directa utilizando una modificación de la técnica AACC 30-

25.01 (2000) en la cual se emplea el equipo de Soxhlet. La harina se extrajo con una

mezcla de éter dietílico: éter de petróleo (1:1) llevándose a cabo 6 sifonadas para

lograr una extracción completa. Luego se determinó gravimétricamente el extracto


52

seco, del cual se habían eliminado previamente los solventes. El ensayo se realizó por

triplicado.

El porcentaje de grasa se calculó utilizando la ecuación 2.2 :

100

mmmgrasa % 12

Ec. 2.2

donde:

m2: masa en gramos del balón con grasa después del secado (g)

m1:masa del balón vacío (g)

m: masa de harina (g)

2.2.1.3. Determinación de humedad

Se realizó de acuerdo al método AACC 44-19 (2000), en el cual la muestra (2 g ±

0,001 g) se seca en estufa durante dos horas a 135°C. Se empleó una estufa de

convección forzada (velocidad del aire 0,25m/ seg ) (Estigia, Argentina). El ensayo se

realizó por triplicado.

2.2.1.4. Determinación del contenido de cenizas

El contenido de cenizas es el residuo que queda luego de la combustión completa de

la harina y se relaciona con el grado de extracción de la misma. Se realizó de acuerdo

al método AACC 08-01, para lo cual se pesaron 4 g de harina (pesados a la décima de

miligramo), se carbonizaron sobre mechero y triángulo de pipas y luego se calcinaron

en mufla a 550 °C hasta obtención de peso constante. Las cenizas se enfriaron en

desecador y se pesaron al alcanzar temperatura ambiente. El ensayo se realizó por

duplicado.

2.2.2. Calidad panadera de la harina

2.2.2.1. Farinograma

El farinograma registra la consistencia de una masa durante el amasado y permite

predecir la aptitud panadera de una harina. Se realizó de acuerdo al método IRAM

15855:2000, empleando un equipo Brabender de 300 g de capacidad (Duisburg,

Alemania). La harina, con un contenido de humedad del 14%, se mezcló durante 1 min


53

en la amasadora y se agregó con una bureta un volumen de agua cercano al esperado

para obtener una consistencia de 500 UF. Se repitió este procedimiento hasta lograr la

adición de agua en 25 s y consistencias máximas entre 480 y 520 UF. Los parámetros

determinados fueron:

Absorción de agua (A): volumen de agua necesario para obtener una masa con

una consistencia máxima de 500 UF. Se expresa como mililitros cada 100

gramos de harina (14% de humedad).

Tiempo de desarrollo (td): es el tiempo que transcurre desde que comienza a

agregarse agua y el momento en que se alcanza la máxima consistencia. Se

expresa en minutos.

Estabilidad: se calcula como la diferencia de tiempo entre el punto en que la

parte superior de la curva alcanza por primera vez la línea de 500 Unidades

Farinográficas (UF) y el punto en que la deja. Se expresa en minutos.

Aflojamiento: diferencia en UF entre el centro de la curva en el punto en que

comienza la declinación (tiempo de desarrollo) y el centro de la curva 12

minutos después. Una UF corresponde a un momento de torsión de 100 g.cm,

medido en el eje de la amasadora.

En la Figura 2.1 se señala como fueron determinados los parámetros. El ensayo se

realizo por duplicado.

Figura 2.1. Farinograma. Se señalan los parámetros obtenidos del mismo.

Estabilidad

Aflojamiento

12 minutos

Tiempo de desarrollo

EstabilidadEstabilidad

Aflojamiento

12 minutos

Tiempo de desarrollo


54

2.2.2.2. Alveograma

El alveógrafo evalúa la resistencia de una masa ante una extensión biaxial por lo que

permite simular el comportamiento de la masa durante la fermentación. Según la

norma AACC 54.30.02 (2000) se prepara una masa de humedad constante a partir de

250 g de harina y de una solución de NaCl 2,5 %. Se cortan discos de masa de un

espesor definido los cuales se inflan por una presión de aire. Se forma una burbuja

que se expande a medida que se insufla más aire; el ensayo finaliza cuando la burbuja

formada se rompe. Se registra gráficamente la presión interna de la burbuja en función

del tiempo. El ensayo se realiza por quintuplicado y el software calcula una curva

media de la que se obtienen los parámetros. En la Figura 2.2 se muestra un

alveograma en el cual se indican: la tenacidad (P), la extensibilidad (L) y el trabajo de

deformación (W).

Figura 2.2. Alveograma donde se indican los parámetros: P (tenacidad), L

(extensibilidad) y W (trabajo de deformación).

La máxima sobrepresión o tenacidad (P) se relaciona con la resistencia de la masa a

ser deformada y se calcula como la media de las ordenadas máximas (mm)

multiplicada por 1,1. La extensibilidad (L) se relaciona con la capacidad de


55

estiramiento de la masa y se calcula midiendo la abscisa a partir del origen de las

curvas hasta la caída de la presión, la cual corresponde al momento en que se

produce la ruptura de la masa. Un parámetro que suele calcularse es la relación de

equilibrio o configuración de la curva (P/L). El trabajo de deformación (W) indica la

energía que fue necesaria entregar a la masa para inflar la burbuja hasta su ruptura. El

valor de W nos indica la fuerza panadera de la harina y se relaciona con el potencial

panadero de la misma. Se calcula a partir del área bajo la curva y se expresa en

décimas de milijoules (10-4 J).

2.2.2.3. Determinación del contenido de gluten

La determinación del contenido del gluten de la harina se realizó de acuerdo a la

norma IRAM 15864:1995. A 10,00 g de harina se agregaron 5 ml de agua destilada y

se amasó en el Glutomatic (Perten Instruments, Suecia) durante 1 min luego se lavó la

masa obtenida durante 5 min, empleandose mallas metálicas de 80 m de poro. El

gluten obtenido se centrifugó en una centrífuga 2015 (Perten Instruments, Suecia)

(Figura 2.3) a 6000 rpm durante 1 min. Se registró el peso del gluten que atravesó el

tamiz metálico de 500 m para la determinación del gluten index y el del gluten

húmedo total (m1). El gluten húmedo (GH), cada 100 g de harina, referido a harina de

14 % de humedad se calculó de acuerdo a la ecuación 2.3.

H10086 100

mm

Húmedo Gluten 1 Ec. 2.3

donde:

m1 : masa de gluten húmedo pesada (g)

m: masa de harina pesada (g)

H : humedad de la harina


56

Figura 2.3. Esquema de la centrífuga 2015 (Perten Instruments, Suecia) para la

determinación del gluten index, en azul se indican los tamices metálicos y en rojo

donde se ubicaría el gluten (Adaptado de ISO/ FDIS 21415-2).

El gluten se secó en condiciones estandarizadas durante 5 min a 150 °C en el aparato

Glutork (Perten Instruments, Suecia) y se pesó una vez enfriado. El cálculo del gluten

seco se realizó de acuerdo a la ecuación 2.4:

H10086 100

mmSeco Gluten 2 Ec. 2.4.

La diferencia entre el gluten húmedo y el seco nos proporciona el agua unida al gluten

húmedo según la ecuación 2.5:

GS % - GH % gluten al unida Agua Ec. 2.5

El gluten Index (GI) se calcula a través del cociente entre el gluten que permanece en

el tamiz luego de la centrifugación sobre el gluten húmedo total (Ec. 2.6) y se relaciona

con la calidad del gluten:

total Húmedo Gluten100* tamiz el atraviesa no que GlutenIndex Gluten

Ec. 2.6


57

2.2.2.4. Perfil viscoamilográfico

Se empleó un viscoamilografo rápido (RVA–4, Newport Scientific Pty.LTD.,

Warriewood, Australia) para caracterizar el comportamiento de una suspensión de

harina en agua ante un ciclo de calentamiento / enfriamiento. El ensayo se realizó por

triplicado y de acuerdo al método AACC 76-21 (1999), en el cual a 25,0 ± 0,1 ml de

agua destilada se agregan 3,50 g de harina (14% de humedad); ésta suspensión se

agita en forma vigorosa y se coloca en el RVA. En la Tabla 2.1 se muestra el perfil de

calentamiento / enfriamiento utilizado.

Tabla 2.1. Perfil empleado en el RVA.

Etapa Temperatura /Velocidad Tiempo

1 50°C 0 min, 0 s

2 960 rpm 0 min, 0 s

3 160 rpm 0 min, 10 s

4 50°C 1 min, 0 s

5 95°C 4 min, 42 s

6 95°C 7 min, 12 s

7 50°C 11 min,0 s

Fin del ensayo 50°C 13 min, 0 s

Durante los primeros 10 segundos se realiza una agitación vigorosa para homogenizar

la muestra.

En la Figura 2.4 se muestra un viscoamilograma típico y los parámetros obtenidos a

partir del mismo. Se empleó el programa Thermocicline para Windows (ver 2.4 b 31)

para el cálculo de:

Temperatura de empaste (Te): temperatura en la cual comienza el aumento de

viscosidad

Tiempo en el cual comienza el aumento de la viscosidad (tp)

Viscosidad de pico ( p): máxima viscosidad obtenida durante el calentamiento

hasta 95°C, relacionada con la capacidad de la muestra para ligar agua


58

Viscosidad mínima ( min) durante el mantenimiento de la temperatura en 95°C

o viscosidad de la pasta caliente cuyo valor depende de la habilidad de la

muestra para resistir el calentamiento y el esfuerzo de cizalla

Viscosidad final ( f) o temperatura de la pasta fría: relacionada con la habilidad

de la muestra para formar una pasta viscosa o gel después de la cocción y el

enfriamiento

Inestabilidad: definida como ( p- min), relacionada con la habilidad de la

muestra para resistir el calentamiento y el esfuerzo de cizalla

Asentamiento 1 ( f - min): definido como la diferencia entre la viscosidad final y

la viscosidad mínima. Al enfriar la muestra ocurre una asociación de las

moleculas de almidón formándose un gel por lo que esta zona de la curva se

relaciona con la tendencia a retrogradar de la pasta.

Asentamiento 2 ( f - p): definido como la diferencia entre la viscosidad final y la

viscosidad de pico

Figura 2.4. Perfil viscoamilográfico típico de almidón de trigo y parámetros calculados

a partir del mismo. (Adaptado de Dengate, 1984).

15 0 5 10

Inestabilidad

Tiempo (min)


59

2.2.2.5. Actividad – amilásica.

2.2.2.5.1. Índice de caída de Hagberg (Falling Number)

A través de este ensayo se mide indirectamente la actividad de la enzima -amilasa

presente en la harina. Esta enzima se encuentra en mayores cantidades cuando ha

habido una germinación prematura del grano (por ejemplo por factores climáticos)

ocasionando un deterioro de la calidad panadera. La determinación fue realizada de

acuerdo al método AACC 56.81 (2000). Se coloca una suspensión de harina en agua y

se calienta en un baño de agua hirviendo, mientras se agita durante un minuto. Luego

se libera el agitador desde la parte superior del tubo y se mide el tiempo en segundos

que tarda el agitador en caer una determinada distancia. En este tiempo se incluyen

los 60 segundos de agitación. Dado que este ensayo se basa en la habilidad de la

enzima para hidrolizar el almidón a dextrinas, lo que provoca la licuefacción del gel de

almidón, valores bajos (menores de 200 segundos) se relacionan con una alta

actividad de la enzima y valores elevados (mayores de 300 segundos) con baja

actividad enzimática.

2.2.2.5.2. Numero de agitación (Stirring Number)

El método del número de agitación (SN) también permite determinar indirectamente la

actividad de la enzima –amilasa. El SN se define como la viscosidad aparente,

medida en el RVA, de una suspensión caliente de harina en agua que está sufriendo

licuefacción. El equipo registra la variación de la energía requerida para agitar la

muestra durante el ensayo (Wrigley y Batey, 1996). Debido a la actividad hidrolítica de

la enzima la viscosidad disminuye por lo que valores elevados del SN se relacionan

con una alta actividad enzimática. La determinación se realizó por triplicado y

siguiendo lo estipulado en la norma AACC 22-08.01 (2000). Se preparó una

suspensión de harina en agua, para lo cual se pesaron 3,50 g de harina (14%

humedad) y se colocaron en un recipiente que contenía 25,0 ml de agua destilada. La

muestra así preparada se sometió en el viscoamilógrafo rápido (RVA- 4 Newport) al

programa que se indica en la Tabla 2.2.

La viscosidad final en unidades RVU (Unidades del viscoamilógrafo rápido) se conoce

como SN; 1 RVU equivale a 12 cP. Valores de SN cercanos a 160 RVU indican baja

actividad –amilásica.


60

Tabla 2.2. Protocolo utilizado en el RVA.

Velocidad/ temperatura Tiempo

960 rpm 0 min, 0 s

160 rpm 0 min, 10 s

95°C 3 min, 0 s

Fin del ensayo 3 min, 0 s

2.2.3. Caracterización de los hidrocoloides utilizados

2.2.3.1. Determinación de la pureza y grado de esterificación de las pectinas y del grado de amidación de la pectina de bajo metoxilo

Las determinaciones se realizaron de acuerdo a la técnica descripta en FAO- FNP 52

add 9 (2001). En la Figura 2.5 se muestra el protocolo seguido para realizar la

purificación de las pectinas, en el cual estas se separan de los azúcares de bajo peso

molecular y sales que las acompañan en la presentación comercial por medio de una

serie de lavados con una mezcla de etanol 60% y HCl concentrado (10:0,5).

El grado de esterificación de las pectinas se define como el porcentaje de grupos

carboxilo de los residuos de ácido galacturónico que se encuentran esterificados con

metanol. Para su determinación se partió de la pectina purificada y a través de la serie

de pasos indicados en la Figura 2.6.A (parte superior) se determinó el grado de

esterificación empleando la ecuación 2.7:

100VV

Vciónesterifica de Grado21

2 Ec. 2.7

donde :

V1: ml de NaOH 0,1M utilizados en la primera titulación (titulación de los grupos

carboxilo)

V2: ml de NaOH 0,1M utilizados en la segunda titulación (título de la saponificación)

La determinación del grado de amidación de la pectina de bajo metoxilo se realizó

según se indica en la Figura 2.6 B y se empleó para su cálculo la ecuación 2.8:


61

100)VV(VV

VVamidación de GradosB21

sB Ec. 2.8

donde :

V1: ml de NaOH 0,1M utilizados en la primera titulación (titulación de los grupos

carboxilo)

V2: ml de NaOH 0,1M utilizados en la segunda titulación (título de la saponificación)

VB: ml de NaOH 0,1M utilizados en el blanco de 20 ml de HCl 0,1M

VS: ml de NaOH 0,1M utilizados al titular el HCl en exceso.

El contenido de ácido galacturónico de las pectinas se calculó empleando la ecuación

2.9:

))VV(VV( 19,4icogalacturón ácido de mg sB21 Ec. 2.9

En el caso de la pectina de alto metoxilo, al ser no amidada, sólo se determinan V1 y

V2 y (VB-BS) se considera como cero.

La pureza de las pectinas se calculó como los gramos de ácido galacturónico

presentes cada 100 g de pectina comercial (Ec. 2.10):

comercial pectina de g

icogalacturón ácido de g 100Pureza Ec. 2.10

Se determinó el contenido de cenizas de las dos pectinas comerciales empleadas

según se describe en el ítem 2.2.1.4. El ensayo se realizó por duplicado.


62

Figura 2.5. Purificación de las pectinas

Enfriar y pesar

Secar en estufa a 105 °C

durante 2 horas.

Lavar con 20 ml de etanol 96%

Lavar con etanol 60% hasta

que se encuentre libre de Cl -

Lavar con 15 ml de la mezcla: 5

ml HCl + 100 ml etanol (60%)

Filtrar

5 g pectina +

5 ml HCl + 100 ml etanol

Agitar (10 min)

Determinación por reacción

con AgNO3


63

Figura 2.6. A) Determinación del grado de esterificación. B) Determinación del grado

de amidación en pectinas de bajo metoxilo.

A

Titular con NaOH 0,1 M (V2)

Pectina pura + 100 ml

H2O + 2 ml etanol

Titulación con NaOH 0,1M (V1)

Agregar 20 ml de NaOH 0,5 M

Agitar, dejar reposar 15 minutos

Agregar 20 ml de HCl 0,5 M

Colocar en un balón y agregar 20 ml NaOH 10%

Destilar y recibir erlenmeyer con 20 ml HCl

0,1M

Titular el exceso de HCl con NaOH 0,1 M

(Indicador: Rojo de metilo) (VS)

Realizar Blanco: Titular 20 ml HCl 0,5 M con

NaOH 0,1 M (VB)

B


64

2.2.3.2. Determinación del peso molecular promedio de las pectinas por viscosimetría capilar

2.2.3.2.1. Determinación de la viscosidad intrínseca

La determinación de la viscosidad intrínseca se realizó con un viscosímetro capilar de

Ostwald (Fig. 2.7), el que se colocó en un baño de agua termostizado a 25°C

(Termostato Lauda E100). Para este ensayo se emplearon las pectinas puras

obtenidas según se indicó en el ítem 2.2.3.1. Se midió el tiempo que empleó un

volumen de 3 ml de muestra en fluir a través de un capilar. Para ambas pectinas se

prepararon soluciones en NaCl 0,15 M, las concentraciones empleadas fueron: 1 10-4

g/ml, 6,25 10 –4 g/ml, 1,25 10-3 g/ml, 2,5 10-3 g/ml. Se realizaron diez mediciones para

cada concentración. A partir del tiempo de escurrimiento de las soluciones y del

solvente se determinó la viscosidad relativa ( rel) (Ec. 2.11 y Ec. 2.12).

00

rel tt Ec. 2.11

donde t es el tiempo de elusión de la muestra, t0 el tiempo de elusión del solvente, la

densidad de la muestra y 0 la densidad del solvente. Para soluciones diluidas 0,

por lo que la ecuación 2.11 se reduce a la Ec. 2.12.

tt0

rel Ec. 2.12

Figura.2.7. Viscosímetro de Ostwald (Fuente: Steffe, 1996)


65

A partir de la rel se calculó la viscosidad específica (Ec. 2.13) y con ésta la viscosidad

reducida (Ec. 2.14). Debido a que los sistemas reales no cumplen con las condiciones

de idealidad y a la existencia de fenómenos de asociación, la viscosidad reducida

depende de la concentración (Harding, 1997), definiéndose como la viscosidad

específica por unidad de concentración (C) (mg/g).

1relsp Ec. 2.13

Csp

red Ec. 2.14

El límite de la viscosidad reducida cuando la concentración tiende a cero se define

como la viscosidad intrínseca [ ] (Ec. 2.15). La viscosidad intrínseca se obtuvo por

extrapolación, empleando los criterios de Huggins y Kraemer (Harding, 1997).

Climlim sp

cred

c 00 Ec. 2.15

El criterio de Huggins se basa en que en soluciones diluidas la viscosidad reducida es

función lineal de la concentración, así graficando sp /C en función de la concentración

se obtiene una recta de cuya ordenada al origen es posible determinar la viscosidad

intrínseca según (Ec. 2.16):

C K Hred 1 Ec. 2.16

donde KH es una constante adimensional.

En el criterio de Kraemer se grafica ln( red)/C en función de C obteniéndose una recta

de cuya ordenada al origen podemos obtener la viscosidad intrínseca (Ec.2.17).

CK1C

lnK

red Ec. 2.17

donde Kk es una constante.


66

2.2.3.2.2. Determinación del peso molecular

El peso molecular se determinó empleando la ecuación de Mark – Houwink (Ec.2.18) y

los coeficientes (K y a) determinados por Anger y Berth (1986) para pectinas.

PMK a Ec. 2.18

donde [ ] es la viscosidad intrínseca y K y a son constantes que dependen del tipo de

polímero, solvente y temperatura. El coeficiente a es función de la geometría del

polímero.

2.2.3.3. Determinación del peso molecular promedio de las celulosas por HPLC

Para la determinación del peso molecular de las celulosas solubles (CMC, HPMC F

4M y HPMC F 50) se realizó una cromatografía de exclusión molecular de acuerdo a la

metodología descripta por Piermaría (2008). Se empleó un equipo de cromatografía

líquida de alta resolución (HPLC) (Waters, Milford, Estados Unidos) equipado con una

columna OH-PAK SB – 805HQ (SHODEX, Kawasaki, Japón), al cual se acopló un

refractómetro diferencial (R 410, Waters, Milford, Estados Unidos) como detector. Las

muestras se prepararon en agua bidestilada (0,5 g/l) y se filtraron antes de ser

inyectadas empleando un filtro de nylon de 0,45 m de diámetro de poro (PK150,

Millipore, San Pablo, Brasil). El volumen de muestra inyectado fue de 50 l y la corrida

se realizó a temperatura ambiente empleando NaNO3 0,1M como fase móvil. La

velocidad de flujo fue de 0,95 ml/min (presión 120-130 psi) y se mantuvo constante a

lo largo de toda la corrida. Se emplearon como patrones polímeros de dextrano con

pesos moleculares entre 97000 y 3800000 (ALO-2770, Phenomenex, Torrance, CA).

Se determinó para cada patrón el tiempo de retención y se graficó la curva de

calibración como el logaritmo del peso molecular en función del tiempo de retención,

obteniéndose una recta a partir de la cual se pueden calcular los pesos moleculares.

2.2.3.4. Humedad de los hidrocoloides

Se determinó la humedad de todos los hidrocoloides en estufa a105ºC hasta peso

constante.


67

2.2.4. Caracterización reológica de las masas con hidrocoloide

Se realizaron sobre las mezclas de harina- hidrocoloide, sin y con NaCl, y sobre las

masas ya preparadas ensayos empíricos (ítems 2.2.4.1 y 2.2.4.2) y fundamentales

(ítem 2.2.4.3.). Los ensayos empíricos son ensayos descriptivos, que dependen del

tipo de instrumento utilizado, el tamaño y geometría de la muestra y de las condiciones

específicas en las cuales se realizan. Son útiles para la evaluación del comportamiento

de una muestra durante el procesamiento de la misma y para el control de calidad

durante el proceso de fabricación (Dobraszczyk, 2003a). Así mismo, permiten la

determinación de parámetros que se relacionan con la calidad textural (Bourne, 2002).

En los ensayos fundamentales se miden propiedades reológicas bien definidas las

cuales son independientes de la forma y tamaño de la muestra y de cómo se midieron,

se pueden emplear para realizar cálculos al diseñar un proceso y para realizar el

modelado de sistemas complejos (Dobraszczyk, 2003a).

2.2.4.1. Farinograma Los farinogramas de las mezclas harina – hidrocoloide en ausencia y presencia de

NaCl (2%) se realizaron como se indicó en el ítem 2.2.2.1, siguiendo la norma IRAM

15855:2000. Los niveles empleados para las celulosas modificadas fueron 0,25%,

0,5%, 1,0% y 1,5%, las pectinas se utilizaron en los mismos niveles y además al 2%. A

partir de los farinogramas se determinaron la absorción de agua (A), el tiempo de

desarrollo (td), la estabilidad y el aflojamiento. Además, se calculó el incremento

porcentual de la absorción de agua respecto al control empleando la siguiente

ecuación:

100A

AA%variación0

0 Ec. 2.19

Se graficó el % de variación en función de la concentración de hidrocoloide y se

compararon las pendientes.

2.2.4.2. Ensayos con el texturómetro: perfil de textura (TPA), punción y relajación 2.2.4.2.1. Preparación de las muestras La formulación empleada para la preparación de las masas fue: harina 100 g, agua

destilada según absorción farinográfica, hidrocoloides en dos niveles: 0,5 % y 1,5%


68

para las celulosas modificadas y 1 % y 2% para las pectinas. Las masas se prepararon

sin y con NaCl (2%) y sin el agregado de levadura para evitar la fermentación durante

la medición. Se utilizaron como controles las masas sin agregado de hidrocoloide.

Para la preparación de las masas los ingredientes fueron mezclados en seco durante

un minuto en una amasadora planetaria (Kenwood, Italia), luego se agregó el agua y

se amasó cada mezcla su tiempo de desarrollo farinográfico. Con la finalidad de

favorecer el desarrollo de la red de gluten la masa se laminó 4 veces en una

laminadora manual (luego de cada pasaje por la laminadora la masa se giró 90°),

posteriormente se dejó reposar durante 15 minutos a temperatura ambiente cubierta

con un film para evitar su desecación. A partir de esta masa se cortaron piezas

cilíndricas de 3 cm de diámetro y 1 cm de espesor para los ensayos de textura. Las

masas se prepararon por duplicado.

2.2.4.2.2. Análisis de perfil de textura (TPA)

En el ensayo de perfil de textura la muestra es sometida a dos compresiones

sucesivas con un período de reposo entre ambas (Bourne, 2002).

En la Figura 2.8 se muestra una curva obtenida en este tipo de ensayo y se indican los

parámetros calculados, según se detalla.

Dureza: máxima fuerza registrada durante el primer ciclo de compresión; en

este punto se realiza la máxima deformación del producto.

Cohesividad: cociente entre el área positiva del segundo ciclo (Área 4 + Área 5)

y el área positiva del primer ciclo (Área 1+Área 2); se relaciona con la fuerza de

los enlaces entre los componentes que forman el producto (Szczesniak, 1962;

Bourne, 2002)

Elasticidad: cociente entre la distancia necesaria para alcanzar el máximo del

segundo pico (L3) y la distancia para alcanzar el máximo del primer pico (L1);

se relaciona con la recuperación del material luego de la primer compresión.

Adhesividad: área del pico negativo (Área 3); se relaciona con el trabajo

necesario para vencer las fuerzas de atracción entre la superficie del alimento y

los materiales con los cuales tome contacto (Szczesniak, 1962; Bourne, 2002)

Resiliencia: cociente entre el área del primer ciclo luego del máximo (Área 2) y

el área del primer ciclo hasta alcanzar el máximo (Área 1); se relaciona con la

recuperación instantánea del material.

Consistencia: suma de las áreas del primer (Área 1+Área 2) y del segundo pico

(Área 4 + Área 5).


69

Dado que la masa no presenta fracturabilidad (fuerza con la cual el material se

fractura), aunque se señala en Fig. 2.8, no fue calculada.

Figura 2.8. Curva general del perfil de textura (Fuente: Bourne, 2002)

La masa fue sometida a un ensayo de compresión de dos ciclos utilizando un

texturómetro TA-XT2i (Stable Micro Systems, Surrey, Reino Unido.). Se comprimió

hasta un 40 % de la altura original con una sonda cilíndrica de 7,5 cm de diámetro y se

registró la fuerza en función del tiempo a una velocidad de 0,5 mm/s. Los parámetros

determinados fueron: dureza, cohesividad, elasticidad, adhesividad, resiliencia y

consistencia de la masa. Para el cálculo de los mismos se empleó el software Texture

Expert para Windows, versión 1.2.

2.2.4.2.3. Punción

En los ensayos de punción se determina la fuerza máxima requerida para introducir

una sonda de metal en un alimento, que es una medida de la firmeza y cohesión del

Tiempo (s)

Fuer

za (N

)


70

mismo. En la Figura 2.9 se muestran curvas típicas de alimentos, en las cuales

pueden distinguirse diferentes regiones: al comienzo de las curvas ocurre un aumento

rápido de la fuerza debido a la deformación del material por la sonda (1). El momento

en el cual la sonda lo penetra se evidencia por un cambio de pendiente (2), aquí

ocurre una rotura irreversible del mismo y a este punto se lo llama punto de fluencia

(no observable en la curva E). En el punto de fluencia la fuerza es proporcional al área

y perímetro de la sonda y a las características texturales de la muestra. La tercera

zona (3) de la curva indica el cambio en la tasa de crecimiento del módulo de la fuerza

que es necesaria realizar para que la sonda continúe penetrando en la muestra

(Bourne, 2002). En esta zona se determinó la firmeza de la masa como la máxima

fuerza registrada durante la penetración (4). Luego de este punto, la sonda se retira.

Figura 2.9. Representación esquemática de curvas típicas obtenidas en ensayos de

punción para distintos materiales (Adaptada de Bourne, 2002).

Piezas de masa cilíndricas preparadas de igual modo que en el ítem 2.2.4.2.1. se

sometieron a un ensayo de punción hasta una profundidad de un 40% de su altura

original con el empleo de un texturómetro TA-XT2i (Stable Micro Systems, Surrey,

Reino Unido) y una sonda cilíndrica SMS P/3 (diámetro 3 mm). Se realizó un registro

de la fuerza en función del tiempo del ensayo.

Fuer

za (N

)

A

B

D

E

C 2

3

4

1

Distancia (cm)


71

2.2.4.2.4. Relajación

En los ensayos de relajación la muestra es sometida a una deformación de

compresión constante y se registra la variación del esfuerzo necesario para mantener

la deformación en función del tiempo. En la Figura 2.10 se muestra el comportamiento

presentado por diferentes tipos de materiales en esta clase de ensayo. Mientras, los

sólidos elásticos ideales no presentan relajación, los líquidos viscosos ideales relajan

inmediatamente. Un comportamiento intermedio entre ambos es el que presentan los

materiales viscoelásticos, los cuales relajan en forma gradual y cuyo valor de esfuerzo

final dependerá de la estructura del material, si se trata de un sólido viscoelástico

alcanzará un valor de equilibrio ( e> 0) mientras que en los materiales viscoelásticos

líquidos el esfuerzo final será cero (Steffe, 1996).

Figura 2.10. Arriba: deformación aplicada. Abajo: Comportamiento presentado por

distintos materiales en ensayos de relajación ( e: valor del esfuerzo una vez alcanzado

el equilibrio) (Adaptado de Steffe, 1996).

Para el estudio del comportamiento reológico se utilizan modelos mecánicos

compuestos por resortes y amortiguadores. El resorte es el modelo mecánico para el

sólido ideal por lo que obedece la ley de Hooke (Ec. 2.20).

Material elástico ideal

Material viscoso ideal

Sólido viscoelástico

Líquido viscoelástico

Esf

uerz

o D

efor

mac

ión

Tiempo


72

G Ec. 2.20

donde es el esfuerzo o el esfuerzo cortante (N/m2), G es el módulo elástico y es la

deformación relativa.

El modelo del líquido ideal es el amortiguador, en el cual puede subir y bajar

libremente un pistón siendo la viscosidad del líquido la única resistencia que se opone

a su movimiento. El amortiguador cumple con la ley de Newton (Ec. 2.21):

. Ec. 2.21

donde es el esfuerzo de corte, es el coeficiente de viscosidad y . el gradiente de

velocidad.

Los resortes y amortiguadores se pueden acomodar de diferentes modos para

describir el comportamiento viscoelástico de los materiales. Entre los modelos

viscoelásticos más comunes se tienen el modelo de Maxwell en el cual se asocian en

serie un resorte y un amortiguador con líquido y el de Kelvin en el cual se asocian en

paralelo en resorte y un amortiguador (Figura 2.11).

Figura 2.11. Modelos de Maxwell y Kelvin (Adaptado de Steffe, 1996).

Para el estudio de los ensayos de relajación resulta útil el modelo de Maxwell

generalizado (Ec. 2.22), el cual consiste en varios elementos de Maxwell conectados

en paralelo con un resorte; éste último contempla el esfuerzo de equilibrio presentado

por los sólidos viscoelásticos.

G

G

Modelo de

Maxwell

Modelo de

Kelvin


73

i

in

1ii00

Gt exp AG Ec. 2.22

La ecuación 2.22 también puede escribirse como (Ec. 2.23):

i

n

1iie

t exp A Ec. 2.23

donde e es el esfuerzo de equilibrio y i es el tiempo de relajación de cada elemento

de Maxwell.

En este ensayo se empleó un texturómetro TA-XT2i (Stable Micro Systems, Surrey,

Reino Unido) y una sonda cilíndrica de 7,5 cm de diámetro para la compresión piezas

de masa cilíndricas durante 20 minutos hasta un 40 % de su altura original a una

velocidad de 0,5 mm/s. El borde de las muestras se cubrió con vaselina sólida para

evitar la deshidratación durante el ensayo. Los ensayos se realizaron por triplicado a

temperatura ambiente.

Se registró la fuerza en función del tiempo y las curvas de relajación se ajustaron a

una ecuación exponencial como la dada por la Ec. 2.23.

2.2.4.3. Ensayos dinámicos en reómetro oscilatorio

Los ensayos oscilatorios son muy sensibles a la composición química y a la estructura

de los alimentos por lo que son los métodos dinámicos más ampliamente utilizados

para estudiar el comportamiento viscoelástico de los mismos (Steffe, 1996). La

muestra se somete a un esfuerzo (en un reómetro de esfuerzo controlado) o una

deformación (en un reómetro de velocidad controlada) que varía armónicamente con el

tiempo y se registran el desfasaje entre las oscilaciones del esfuerzo y la deformación

y los cambios en la amplitud de la oscilación. En los reómetros de esfuerzo controlado

se fija la amplitud del esfuerzo y se mide la deformación mientras que en los de

velocidad controlada se fija la deformación y se mide el esfuerzo. Se define como

rango de viscoelasticidad lineal de un material a aquel en el cual las propiedades del

mismo no dependen de la magnitud del esfuerzo aplicado, de la deformación realizada

o de la velocidad de aplicación de la deformación (Figura 2.12).


74

Figura 2.12. Rango de viscoelasticidad lineal (Adaptado de Steffe, 1996).

Si tenemos una muestra a la cual se aplica un esfuerzo de cizalla entre dos platos

paralelos (Fig. 2.13), de forma tal que el plato inferior se encuentra fijo mientras que el

superior se mueve describiendo un movimiento sinusoidal de frecuencia entonces la

deformación del material está dada por la ecuación 2.24.

Figura 2.13. Ensayo oscilatorio dinámico: Esquema de un sistema de platos paralelos

(Fuente: Adaptado de Steffe, 1996).

Plato oscilatorio

Plato estacionario Muestrah

Módulo de almacenamiento

Módulo de pérdida

Valor crítico

Mód

ulos

Región de viscoelasticidad lineal

Esfuerzo o deformación


75

tsen0 Ec. 2.24

donde es la deformación del material, 0 es la amplitud de la deformación, es la

frecuencia angular (rad/s) y t el tiempo (s).

Si la amplitud de la deformación que se aplica es pequeña, de forma tal de

encontrarnos dentro del rango de viscoelasticidad lineal el esfuerzo producido esta

dado por la ecuación 2.25.

t sen0 Ec. 2.25

donde 0 es la amplitud del esfuerzo y es el ángulo de desfasaje, que separa al

esfuerzo realizado de la deformación. En los objetos sólidos ideales, que presentan un

comportamiento elástico, el esfuerzo y la deformación se encuentran en fase ( =0).

Mientras que en un líquido viscoso ideal se presenta una diferencia de fase de 90°

entre el esfuerzo y la deformación (Figura 2.14). Aquellos elementos que presentan

ángulos de desfasaje entre 0° y 90° se denominan viscoelásticos pues presentan un

comportamiento intermedio entre el sólido ideal y el líquido viscoso ideal.

Figura 2.14. Comportamiento mostrado por: A) un sólido ideal; B) un líquido viscoso

ideal.

A B

tiempo (s) tiempo (s)


76

La ecuación 2.25 también puede escribirse como:

.´´G´G Ec. 2.26

donde G´es el módulo de almacenamiento o módulo elástico (Ec. 2.27) y G´´ es el

módulo de pérdida o viscoso (Ec. 2.28). El módulo elástico se encuentra relacionado

con la respuesta del material como un sólido mientras que el módulo viscoso se

relaciona con la respuesta del material como un fluido. Ambos módulos son función de

la frecuencia y se pueden expresar en función de la amplitud y el ángulo de desfasaje:

cos´G0

0 Ec. 2.27

sen´´G0

0 Ec. 2.28

G´ 0 puede interpretarse como la componente del esfuerzo que se encuentra en fase

con la deformación y G´´ 0 puede interpretarse como la componente del esfuerzo que

se encuentra desfasada en 90° de la deformación.

Otras funciones que describen el comportamiento viscoelástico de la muestra y su

dependencia con la frecuencia son el módulo complejo (Ec. 2.29), la viscosidad

compleja (Ec. 2.30) y la tangente del ángulo de desfasaje (Ec. 2.31).

G´´G´*G22

0

0 Ec.2.29

G** Ec. 2.30

´G´´Gtan Ec. 2.31

La tan( ) se vincula con la relación entre la energía perdida por la muestra por ciclo

respecto a la energía almacenada por ciclo (Steffe, 1992).


77

Para la realización de los ensayos en reómetro oscilatorio la masa se preparó como se

describe en el ítem 2.2.4.2.1., se cortaron piezas cilíndricas de 3 cm de diámetro y 2

mm de espesor, las que se cubrieron con un film para evitar su deshidratación y se

mantuvieron refrigeradas hasta 10 minutos antes de realizar la medida. Para la

realización de los ensayos se empleó un reómetro oscilatorio de esfuerzo controlado

Haake RS 600 (Haake, Alemania). Las medidas se realizaron a 25 0,1°C utilizando

como sensor un sistema plato – plato de superficie rugosa con una separación entre

los mismos de 1,5 mm. Se cubrieron los bordes de las muestras con vaselina sólida

para evitar la pérdida de humedad durante el ensayo. Se realizaron barridos de

esfuerzo entre 0,5 y 200 Pa a una frecuencia de 1 Hz para determinar el rango de

viscoelasticidad lineal de las muestras. Se fijó un esfuerzo de 5 Pa, comprendido

dentro del intervalo de viscoelasticidad lineal, para realizar los barridos de frecuencia,

los cuales fueron realizados entre 0,005 y 100 Hz. En ambos ensayos las muestras se

dejaron relajar durante 15 minutos, entre los platos, antes de comenzar la medida. Se

determinaron el módulo elástico (G´), el módulo viscoso (G´´), el módulo complejo, la

tangente del ángulo de desfasaje ( ) y la viscosidad compleja ( *).Se prepararon 2

masas y cada una se midió por triplicado.

2.2.5. Caracterización fisicoquímica y microestructural de las masas

2.2.5.1. Agua

2.2.5.1.1. Ensayo de absorción de agua (WIC)

Se determinó la capacidad de imbibición de agua de la harina y de las mezclas harina-

hidrocoloide, las celulosas modificadas se emplearon al 1,5% y las pectinas al 2%. Se

empleó un equipo de Baumann, el cual consiste en una base perforada sobre la cual

se coloca papel de filtro y que se conecta a una pipeta graduada a través de un tubo

flexible, la base y la pipeta se encuentran en posición horizontal y al mismo nivel

(Figura 2.15). El sistema se llena de agua, se enrasa la pipeta y se coloca una capa

uniforme de muestra (50 mg) sobre el papel de filtro. Se mide la variación del volumen

de agua de la pipeta en función del tiempo hasta que se obtiene un volumen

constante. La capacidad de imbibición (water imbibing capacity: WIC) de agua se

determina como:


78

mezcla de mg

absorbida agua de mlWIC Ec. 2.32

Figura 2.15. Esquema del equipo de Baumann (Dibujo: Ferrero, C.)

2.2.5.1.2. Contenido y disponibilidad de agua

2.2.5.1.2.1. Humedad de la masa

Se realizó de acuerdo al método AACC 44-19 (2000), en el cual la muestra se seca en

estufa durante dos horas a 135°C. Se empleó una estufa de convección forzada

(velocidad del aire 25 cm/ seg) (Estigia, Argentina).

2.2.5.1.2.2. Actividad Acuosa

Se define como actividad acuosa al cociente entre la presión parcial de vapor de agua

en equilibrio con el alimento y la presión de vapor de agua pura a la misma

temperatura. La actividad acuosa se relaciona con la disponibilidad del agua; cuanto

mayor sea la interacción del agua con los constituyentes del alimento, más ligada se

encontrará y menor será el valor de la actividad del agua.

Se determinó la actividad acuosa de las masas a 25°C con el empleo de un equipo

AQUALAB (Decagon Devices, Inc, Pullman, and EUA) que utiliza la técnica del punto


79

de rocío. La muestra se coloca en una cámara sellada que contiene un espejo, se

espera a que se equilibre y condense el vapor de agua sobre el espejo. La

temperatura del espejo es controlada por un circuito Peltier y una célula fotoeléctrica

detecta la condensación sobre el espejo. Un haz de luz es dirigido hacia el espejo y se

refleja en un fotodetector, el cual censa el cambio en la reflectancia cuando ocurre la

condensación en el espejo. Una termocupla detecta la temperatura a la cual ocurre la

condensación. En el equilibrio, la humedad relativa del aire en la cámara es igual a la

actividad de agua de la muestra.

Se utilizó como patrón para calibrar el equipo una solución saturada de K2SO4. El

ensayo se realizó por duplicado.

2.2.5.2. Proteínas

2.2.5.2.1. Gluten húmedo, gluten seco, agua ligada al gluten y relación gluten húmedo/gluten seco

La determinación de los valores de gluten húmedo (GH) y seco (GS) y los parámetros

calculados a partir de ellos (agua ligada al gluten y relación GH/GS) requirió una

modificación del método AACC 38-12 (2000) debido a que no fue posible la formación

de una masa en presencia de los hidrocoloides con los tiempos de amasado factibles

de realizar con el Glutomatic (Perten Instruments, Suecia). Por lo tanto, las masas se

prepararon de igual modo que para los ensayos reológicos tal como se describió en el

ítem 2.2.4.2.1. y luego se realizó solamente la etapa de lavado en el Glutomatic. Se

pesaron aproximadamente 15 g masa y se lavaron durante 5 min. El gluten obtenido

se centrifugo a 6000 rpm en una centrífuga 2015 (Perten Instruments, Suecia) durante

1 min, se pesó el gluten total y este luego se secó a 150°C durante 4 min. El ensayo

se realizó al menos por duplicado.

Los parámetros determinados fueron GH, GS, GH-GS y GH/GS. Para el cálculo de los

mismos se refirió la cantidad de masa pesada a la cantidad de harina a partir de la

cual se había formado.

2.2.5.2.2. Electroforesis desnaturalizante - disociante (SDS-PAGE)

En la electroforesis de proteínas se realiza una separación de las mismas por la

aplicación de un campo eléctrico y éstas se separan en función de su relación

carga/masa. Se suelen realizar en geles de poliacrilamida, los cuales forman una


80

matriz porosa que permite separar a las proteínas en función de su carga y/o tamaño.

El tamaño del poro de los geles es inversamente proporcional a la concentración de

acrilamida y depende de la relación acrilamida/bis-acrilamida, así como también de las

condiciones de polimerización (Shewry, 2003). El detergente dodecil sulfato de sodio

(SDS) es un compuesto aniónico que rompe los puentes de hidrógeno y bloquea la

interacción hidrofóbica, por lo tanto despliega a las proteínas. Además forma

complejos con ellas otorgándoles una carga negativa que enmascara la carga nativa

de la proteína. Debido a que la cantidad de SDS que se une a una proteína es

proporcional a su número de aminoácidos, los complejos proteína-SDS tienen un valor

carga/masa constante. En las electroforesis con geles de poliacrilamida realizadas en

presencia de SDS (SDS-PAGE) las moléculas se separaran en condiciones

desnaturalizantes y en función de su masa molecular. La electroforesis SDS- PAGE se

basa en el método de Laemmli (1970), quien empleó un sistema de buffers y geles

discontinuos. Un gel discontinuo está formado por un gel separador y uno de

apilamiento que presentan diferentes valores de pH y concentración de acrilamida.

Esto permite concentrar las proteínas en una banda estrecha en la interfase entre

ambos geles y por lo tanto las proteínas migran como una banda más definida a lo

largo del gel separador lo cual mejora la resolución de las bandas.

Se realizaron electroforesis SDS-PAGE de las fracciones proteicas obtenidas por

extracción: con propanol 50%, ácido acético 0,1M (secuencia de Osborne modificada)

y de las proteínas obtenidas en condiciones desnaturalizantes, según se detalla a

continuación. Las extracciones se realizaron a partir de harina y masa liofilizada

(preparada según el ítem 2.2.4.2.1) con el máximo nivel de hidrocoloide, sin y con

NaCl.

2.2.5.2.2.1. Extracción secuencial de las fracciones proteicas.

Las fracciones proteicas fueron extraídas en forma secuencial a partir de masa

liofilizada utilizando una modificación de la secuencia de Osborne. Los solventes

empleados fueron agua destilada para extraer las albúminas, Tris- HCl 50 mM (pH 7,8)

conteniendo KCl 100 mM y EDTA 5 mM para la extracción de las globulinas, 1-

propanol al 50% para extraer las gliadinas y una solución de ácido acético 0,1M para

extraer las gluteninas. Se pesaron 3 g de masa liofilizada por tubo de centrífuga y se

agregaron 15 ml del solvente de extracción, se mantuvo con agitación constante

durante 30 min a temperatura ambiente. Luego las suspensiones fueron centrifugadas

(centrífuga Avanti J-25- Beckman Coulter, California, Estados Unidos) a 12096 g


81

durante 15 min a 4 ºC. Este procedimiento se realizó dos veces con cada solvente.

Sólo las proteínas provenientes de la primera extracción con ácido acético se

liofilizaron para realizar la electroforesis.

2.2.5.2.2.2. Extracción en condiciones reductoras

Se realizó una extracción secuencial de las gliadinas y gluteninas a partir de masa

liofilizada y harina según la técnica de Sing y col. (1991) modificada por Nieto y col.

(1997). La extracción se realizó en tubos eppendorf a partir de 200 mg de masa

liofilizada en baño termostático a 65°C. Para la extracción de las gliadinas se utilizó

propanol 50% se incubó 30 min y se centrifugó durante 2 min a 9300 g en una

microcentrífuga eppendorf 5415 R (Hamburgo, Alemania) separándose el

sobrenadante con las gliadinas. Se realizaron sobre el pellet dos extracciones más

para minimizar la posibilidad de gliadinas remanentes en el mismo. Para extraer las

gluteninas, el pellet se incubó con propanol 50% + Tris- HCl 0,08M (pH= 8,0) con

ditiotreitol (DTT) 1% p/v en baño termostático a 65°C durante 30 min y luego se

centrifugó durante 5 min a 9300 g en una microcentrífuga eppendorf 5415 R,

posteriormente se agregó propanol 50% + Tris-HCl 0,08 M (pH= 8,0) + 4-vinilpiridina

1,4% v/v. Se incubó durante 15 min y se centrifugó durante 2 min a 15700 g. En el

sobrenadante se encontraron las gluteninas.

Para realizar las electroforesis a ambas fracciones proteicas se les agregó igual

volumen de buffer de muestra 2X (2X significa que fue preparado de forma tal que

presenta una concentración que duplica al valor de concentración con el cual se

empleara en la muestra).

2.2.5.2.2.3. Reactivos utilizados en la electroforesis SDS-PAGE

Buffer de electrodo o de corrida 5X: Tris base 0,125 M con glicina 0,96 M y

SDS 0,5%, pH = 8,3.

Buffer separador 4X: Tris base 1,5 M, SDS 0,4%, pH 8,8.

Solución de Acrilamida/Bis acrilamida 30,8%

Temed ( N,N,N´,N´, -tetrametiletilendiamina) 0,4%

Persulfato de amonio 10%

Buffer de muestra 2X: Tris 0,37 M, glicerol 25% p/v, SDS 4,0% p/v y azul de

bromofenol 0,1% p/v

Buffer stacking 4X: tris base 0,5 M, SDS 0,4%, pH 6,8


82

El colorante fue preparado disolviendo 1,92 g de Coomasie blue R- 250 en 400

ml de alcohol metílico, 440 ml de agua destilada y 160 ml de ácido acético.

El decolorante utilizado tuvo la siguiente composición: 650 ml de agua, 100 ml

de ácido acético y 250 ml de etanol.

Patrones de masa molecular: se utilizaron en las corridas como patrones A)

proteínas baja masa molecular para los extractos obtenidos con propanol 50%

y con ácido acético 0,1M (condiciones no reductoras) y B) proteínas de alta

masa molecular para los extractos obtenidos en condiciones reductoras. Los

patrones de baja masa molecular fueron: fosforilasa b (97 kDa), albúmina (66

kDa), ovoalbúmina (45 kDa), anhidrasa carbónica (30 kDa), inhibidor de tripsina

(20,1 kDa) y - lactoálbumina (14,4 kDa) (GE Healthcare, Inglaterra), los que

se prepararon disolviéndolos en 200 l de buffer de muestra con -

mercaptoetanol. Los patrones de alta masa molecular utilizados fueron:

miosina (212 kDa), 2-macroglobulina (170), -galactosidasa (116 kDa),

transferrina (76 kDa) y deshidrogenasa glutámica (53 kDa) (Pharmacia,

Biotech, Estados Unidos).

2.2.5.2.2.4. Procedimiento

Para la realización de las electroforesis se emplearon miniplacas en un equipo Mini-

Protean III (BIO-RAD, Inglaterra). Se utilizaron geles de 1 mm de espesor con 10

calles cada uno, en los cuales el gel separador tuvo una concentración de

acrilamida/bisacrialmida de del 12% y el gel apilador o concentrador del 4%. Las

fracciones proteicas liofilizadas fueron resuspendidas en el buffer de muestra. El

volumen de muestra sembrado por calle fue de 15 - 20 l mientras que el volumen

sembrado para los patrones de baja masa molecular fue de 4 l y de 10 l para los

patrones de alta masa molecular. Las corridas se realizaron a voltaje constante (200V)

durante el tiempo necesario (aproximadamente 2 horas). Luego los geles se fijaron y

tiñeron con Coomassie blue R-250 y posteriormente se decoloraron.

Los geles fueron escaneados empleando un escáner HP 4070 y se realizó el análisis

de las masas moleculares de las bandas con el empleo del programa Sigma Gel

versión 1.0 (Jandel Scientific, Estados Unidos).

2.2.5.2.3. Espectroscopía Raman con transformada de Fourier

La espectroscopía Raman con transformada de Fourier permite estudiar la estructura

secundaria de las proteínas.


83

La espectroscopía Raman se basa en el análisis de la luz dispersada por un material

cuando incide sobre él un haz de luz monocromático, láser. La luz dispersada que

presenta igual frecuencia que la luz incidente no aporta información acerca de la

estructura molecular (radiación de Rayleigh) mientras que la que presenta una

frecuencia diferente de la incidente, debida a la interacción con la materia, nos aporta

información acerca de la estructura molecular de la misma y se denomina dispersión

Raman (Fig. 2.17). En el espectro Raman se registra la intensidad de la luz dispersada

en función del desplazamiento del número de onda (cm-1), que se calcula como la

diferencia entre el número de onda de la radiación incidente y la dispersada. Las

bandas observadas ofrecen información acerca del movimiento vibracional de las

moléculas y la intensidad de las mismas depende linealmente de la cantidad de

sustancia presente (Long, 1977). Una desventaja de los espectrómetros Raman que

utilizaban luz láser correspondiente a la zona del visible y ultravioleta para excitar era

la aparición de fluorescencia ya que en algunos casos se podía ocultar la señal

buscada pero el desarrollo de espectrómetros Raman con transformada de Fourier

que emplean luz láser de 1,064 nm correspondiente al infrarrojo cercano como

radiación de excitación minimizó los problemas de fluorescencia debido a que esta

radiación no posee la energía suficiente para excitar a la mayor parte de los estados

electrónicos (Ma, 2002).

Figura 2.17. Diagrama energético, las líneas corresponden a diferentes niveles

vibracionales (Dibujo del autor).

2.2.5.2.3.1. Preparación de la masa

Las masas fueron preparadas de igual modo que en el ítem 2.2.4.2.1. en ausencia y

presencia de NaCl. Se ensayó sólo el mayor nivel de hidrocoloide (1,5% para las

celulosas modificadas y 2% para las pectinas). La masa recién preparada fue

Fotón incidente

Dispersión Raman

V = 1V = 0


84

congelada a -80°C y posteriormente liofilizada. Los ensayos fueron realizados sobre la

masa liofilizada. Para cada formulación se preparó un control en el cual se mezclaron

almidón con KBr, de forma tal que el contenido de almidón fuera igual al presente en la

masa.

2.2.5.2.3.2. Condiciones de los ensayos

Los espectros FT-Raman fueron obtenidos en un espectrómetro Bruker IFS 113 FT-IR

(Ettlingen, Alemania) equipado con un láser Nd: YAG de 1064 nm con una potencia de

500 mW (76 mW en la muestra). Los espectros fueron registrados a temperatura

ambiente, con una resolución de 6 cm-1 y resultaron del promedio de 1000 escaneos.

El procedimiento de ajuste de las curvas se realiza en varias etapas de ajuste iterativo.

Para determinar la forma y posición de las bandas se utiliza el método de la segunda

derivada mediante el cual se localiza a priori la posición y número de bandas a ajustar

en el espectro Raman. Este procedimiento se llevó a cabo asumiendo una mezcla

inicial de curvas Lorentzianas y Gaussianas, con una anchura de banda (FWHH) entre

6-8 cm-1. Las correcciones de la línea de base, normalización, la derivación, ajuste de

la curva y el cálculo del área para las mismas se llevaron a cabo por medio de los

programas Grams/32 (Galáctica Industries Corporation, EE.UU.) y OPUS 4.0 (Bruker

Optics, Alemania). Las curvas resultantes se analizaron teniendo en cuenta las

asignaciones para la región de la banda de Amida I informadas en la literatura (Tu,

1982; Herrero, 2008; Ngarize, 2004). Con el fin de calcular el porcentaje de la

contribución de los diferentes tipos de conformaciones al área total de la curva, las

bandas asignadas a una conformación determinada se sumaron y dividieron por el

área total. Los resultados informados corresponden al promedio de tres muestras de

masas preparadas de manera independiente.

2.2.5.3. Almidón

2.2.5.3.1. Gelatinización por calorimetría diferencial de barrido (DSC)

Esta técnica permite el estudio de diferentes transiciones térmicas que involucran al

almidón y que se hallan vinculadas al proceso de panificación y almacenamiento del

pan (gelatinización y retrogradación).

En la calorimetría diferencial de barrido se mide la diferencia de temperatura entre la

muestra y un material de referencia durante un calentamiento o enfriamiento


85

programados y se compara el flujo de calor (energía/tiempo) de la muestra con el de la

referencia (Choi y col., 2010). La referencia debe ser un material inerte que no sufra

ningún cambio físico ni químico en el rango de temperatura ensayado (Añon, 2000).

Cuando la muestra sufre algún cambio de fase o alguna transición, la energía

absorbida o liberada se refleja en un cambio de temperatura entre la muestra y el

material de referencia, el cual es proporcional al flujo de calor. Las transiciones

térmicas pueden obtenerse al graficar el flujo de calor como función de la temperatura

o el tiempo, obteniéndose picos cuya área es proporcional al cambio de entalpía y la

dirección (hacia arriba o hacia abajo) indica si se trata de un proceso endotérmico o

exotérmico.

Se estudió el efecto de los hidrocoloides en la gelatinización del almidón de trigo tanto

en masa como en sistemas modelo. En este último caso, se extrajo previamente el

almidón y con éste y los hidrocoloides se formularon los distintos sistemas. Las

mediciones se realizaron con un calorímetro Q100 de TA Instruments, Estados Unidos.

2.2.5.3.1.1. Sistemas modelo almidón-hidrocoloide

A) Extracción de almidón

Se realizó una extracción de almidón a partir de masa preparada según se describe en

el ítem 2.2.4.2.1. Se formó una masa a partir de 200 g de harina y la cantidad

adecuada de agua, la que luego se lavó bajo canilla en forma manual, recogiéndose el

agua de lavado ya que en ella se encuentra el almidón. Luego se centrifugó el agua de

lavado en una centrífuga Avanti J-25 (Beckman Coulter, California, Estados Unidos) a

12096 g durante 10 min a 10°C. Se realizó un lavado del pellet con propanol 50 % y se

realizó otra centrifugación a 12096 g a 10°C durante 10 min, por último se secó en

estufa a 30°C (Figura 2.18).

B) Ensayos de gelatinización con sistemas modelo

Se prepararon mezclas almidón – hidrocoloide en presencia y ausencia de NaCl, las

cuales se mezclaron en seco y a las que luego se les agregó agua y se mezclo hasta

formar una pasta homogénea. La cantidad de agua agregada para cada mezcla se

calculó a partir del agua empleada en la preparación de las respectivas masas. En

base a la cantidad de almidón que posee la harina se calculó la cantidad de agua que

debía agregarse en forma proporcional. Se evaluaron los picos correspondientes a la

gelatinización del almidón y a la disociación del complejo amilosa - lípido. Para cada


86

uno se determinaron: la temperatura de inicio, la temperatura del pico y la temperatura

de finalización y el cambio entálpico asociado a la transición térmica. El ensayo se

realizó por duplicado.

Se pesaron entre 6 y 15 mg de muestra en cápsulas de aluminio que se sellaron

herméticamente y se sometieron a una rampa de calentamiento desde 10 °C hasta

130°C a una velocidad de 10°C/min en un calorímetro diferencial de barrido (Q100 TA

Instruments, Estados Unidos).

Figura 2.18. Obtención de almidón a partir de masa

2.2.5.3.1.2. Masa

A) Preparación de las masas

La formulación empleada fue: 100 g de harina, agua según la absorción farinográfica,

celulosas modificadas 1,5% y pectinas 2,0%. Las masas se prepararon sin levadura y

Centrifugación

Secado a 30°C

Centrifugación

Pellet: Lavado con propanol 50%

Gluten Agua de lavado: Almidón

Masa

Lavado bajo canilla


87

sin y con NaCl (2%) en un microfarinógrafo (Brabender, Duisburg, Alemania). Se

realizó una premezcla de los ingredientes durante un minuto, luego se agregó el agua

y se amasó cada mezcla durante un tiempo igual a su tiempo de desarrollo

farinográfico.

B) Gelatinización del almidón en masa

Se pesaron entre 7 – 15 mg de masa en una cápsula de aluminio y se la sometió a un

calentamiento desde 10°C a 130°C a una velocidad de 10°C /min en un calorímetro

diferencial de barrido (Q100 TA Instruments, Estados Unidos). Se utilizó como

referencia una cápsula vacía.

Se evaluaron la gelatinización del almidón y la disociación del complejo amilosa-lípido

(Figura 2.19). Para ambos procesos se determinaron la temperatura de inicio, la

temperatura de pico y la temperatura de finalización, así como también el cambio

entálpico asociado. El ensayo se realizó por duplicado.

Figura 2.19. Termogramas típicos de almidón de trigo y harina. I y II endotermas

correspondientes a la gelatinización del almidón, III: endoterma correspondiente a la

disociación del complejo amilosa-lípido (Adaptada de Ghiasi y col., 1982).

Temperatura (°C)

Fluj

o de

cal

or e

ndot

érm

ico

almidón

harina

I

II

III


88

2.2.5.3.2. Viscoamilogramas

Se realizaron los viscoamilogramas de las mezclas harina- hidrocoloide en ausencia y

presencia de NaCl (2%) de igual modo que se describe en el ítem 2.2.2.4.

2.2.5.4. Microestructura de la masa

2.2.5.4.1. Microscopia electrónica de barrido

La microscopía electrónica de barrido (SEM: scanning electron microscopy) permite

conocer la morfología de la superficie de las muestras a estudiar. La diferencia

principal con la microscopía óptica radica en que emplea un haz de electrones en lugar

de un haz de luz visible, obteniéndose una resolución mucho mayor que la alcanzada

con microscopía óptica. En un microscopio electrónico de barrido los electrones son

emitidos desde un filamento de tungsteno (cátodo) y acelerados en un campo eléctrico

(Figura 2.20). Los electrones son enfocados por un condensador y una lente objetivo

electromagnética sobre la muestra cubierta por un metal pesado (oro, osmio). Bobinas

de barrido mueven el haz de electrones a través de la muestra y los electrones

secundarios liberados del metal son recogidos por un tubo detector fotomultiplicador.

El número de electrones secundarios liberados depende del ángulo del haz de

electrones respecto de la superficie por lo que la imagen obtenida tiene aspecto

tridimensional (Lodish, 2005).

Figura 2.20. Camino óptico seguido por el haz de electrones en un microscopio

electrónico de barrido (Fuente: www. substech.com)

Ánodo

Cátodo: fuente de electrones

Lente condensadora electromagnética

Bovinas de barrido

Lente objetivo electromagnética

Haz de electrones

Detector de electrones secundarios

Muestra


89

Todo el sistema entre la fuente de electrones y el detector se mantiene bajo vacío

debido a que los electrones pueden ser absorbidos por los átomos del aire. La

resolución alcanzada por SEM depende del espesor del recubrimiento metálico y es de

aproximadamente 10 m.

2.2.5.4.1.1. Preparación de las muestras

Se realizaron micrografías de masa a 500X, 3000X y 5000X empleando un

microscopio electrónico (JEOL 35 CF, Japón). Las masas se prepararon sin y con

NaCl (2%), las celulosas modificadas se adicionaron al 1,5% y las pectinas al 2%, se

siguió el procedimiento descripto en el ítem 2.2.4.2.1. para los ensayos reológicos. La

preparación de la muestra consistió en colocar pequeñas porciones de masa en

glutaraldehído al 10% y embeberlas secuencialmente en soluciones de acetona de

concentración creciente para asegurar la deshidratación completa, luego se realizó un

secado por la técnica del punto crítico y se cubrieron con partículas de oro.

Los ensayos fueron realizados en el laboratorio de microscopía electrónica de

CRIBABB (Centro regional de Investigaciones Básicas y Aplicadas de Bahía Blanca).

2.2.5.4.2. Microscopía confocal láser de barrido

La microscopía confocal láser de barrido (CSLM) es una técnica de observación que

ofrece múltiples ventajas frente a la microscopía óptica tradicional ya que permite

obtener imágenes de mayor nitidez y contraste, mayor resolución vertical y horizontal y

además permite obtener secciones ópticas de la muestra a partir de las cuales se

logra obtener una reconstrucción tridimensional de la misma. Esto básicamente se

logra a través de 1) la eliminación de la luz fluorescente procedente de los planos

fuera de foco, 2) la utilización de un láser como fuente de luz lográndose de este modo

que una pequeña región de la muestra sea iluminada con gran intensidad y 3) la

presencia de dos diafragmas (pinhole), uno entre la fuente de luz y el objetivo y otro

entre el objetivo y el detector. En la Figura 2.21 se muestra un esquema del

microscopio.


90

Figura 2.21: Camino óptico en un microscopio confocal (Fuente: Martínez, Servicio de

Procesamiento de imágenes, Universidad de Oviedo, España).

2.2.5.4.2.1. Preparación de las muestras

Se estudiaron las masas control y con hidrocoloide en los niveles más altos (1,5% para

las celulosas modificadas y 2% para las pectinas) en presencia y ausencia de NaCl.

Se realizó un marcado no covalente con rodamina B (Biopack) e isotiocianato de

fluoresceína (Sigma). El contraste obtenido a través de la tinción depende del balance

entre la afinidad de los fluoróforos por las fases a ser teñidas. Se ensayaron agua y

N,N-dimetilformamida (DMF) como solventes para preparar la solución colorante. En la

solución acuosa las concentraciones empleadas fueron FITC 0,01% y rodamina B

0,001% mientras que en DMF se usaron: FITC 1% y rodamina B 0,1%.

Las masas se prepararon como se describe en el ítem 2.2.5.3.1.2.A. Se tomó una

porción de masa y se extendió sobre un portaobjetos con la ayuda de una varilla de

acrílico, inmediatamente se cubrió con la solución que contenía los fluoróforos. Se dejó

una hora en reposo en un recipiente cerrado y en la oscuridad, luego se lavó con el

solvente correspondiente y se cubrió con un portaobjetos. Se utilizaron como controles

las masas sin fluoróforos y las masas con FITC y rodamina B por separado. Las

masas se prepararon por duplicado.


91

2.2.5.4.2.2. Observación microscópica

Se empleó un microscopio confocal invertido LEICA TCS SP5 (Mannheim, Alemania)

equipado con láseres de Argón y HeNe. Los parámetros de captura utilizados fueron:

Resolución: 1024 X 1024 pixeles

Modo de adquisición: xyz

Formato: lif

Objetivos utilizados: HCX PL APO CS 20,0X (inmersión con agua) y HCX PL

APO CS 63,0X (inmersión con aceite)

Apertura numérica: 0,70 para el objetivo de 20 X y 1,40 para el objetivo de 63X

Velocidad de escaneo: 200Hz

Láser de Argon: 20%

Se utilizaron como longitudes de onda de excitación 488 nm (para FITC) y 568 nm

(para rodamina B) y como longitudes de onda de emisión 518 nm y 625 nm para FITC

y rodamina B respectivamente.

Se realizaron observaciones de varios campos con diferentes aumentos: 20 X, 63 X,

63 X + zoom óptico de 3,3 y escaneos en z con un aumento de 63 X + zoom óptico de

3,3 con la finalidad de buscar las mejores condiciones para el estudio de las masas. A

partir de los escaneos en z se logró obtener imágenes tridimensionales de la masa. El

análisis de las imágenes se realizó con el empleo del programa provisto por el

fabricante del microscopio: LAS AF versión 2.2.1. build 4842 y con el programa Image

J 1.43u.

2.2.5.4.3. Resonancia magnética nuclear ( -RMN)

La espectroscopia de resonancia magnética nuclear es una técnica no invasiva que

permite determinar la movilidad molecular de los protones en sistemas complejos a

través de ensayos de relajación (Chinachoti y col., 2008). Los núcleos de los átomos

de hidrógeno poseen un momento angular de spin no nulo por lo cual cuando son

sometidos a un campo magnético se alinean paralelos al mismo, ocasionando la

magnetización masiva de la muestra.

Se puede cambiar la orientación de los núcleos aplicando radiación de radiofrecuencia

que es absorbida por la muestra; cuando cesa la aplicación los núcleos vuelven a su

estado inicial emitiendo una señal. El tipo de onda utilizada habitualmente es la onda

pulsada (con pulsos de pocos microsegundos). Se logra así rotar los núcleos en 90º


92

respecto a la dirección del campo magnético estático, obteniéndose así la máxima

intensidad de señal. El retorno al estado de equilibrio involucra dos procesos de

relajación: la longitudinal o spin-red (T1) y la transversal o spin-spin (T2). La relajación

longitudinal T1 se define como la constante de tiempo que caracteriza la velocidad a la

cual la componente z del vector de magnetización vuelve a su valor de equilibrio. La

relajación transversal se define como la constante de tiempo que caracteriza a la

velocidad de decaimiento de la magnetización en el plano xy.

La medición de la señal en función del tiempo después de aplicado el pulso (curva de

relajación) permite obtener una gran cantidad de información respecto al sistema (Choi

y col. 2010):

- La amplitud inicial de la señal es proporcional al número total de núcleos de

hidrógeno en la muestra.

- Las señales de núcleos correspondientes a diferentes entornos físicos o químicos

decaen a diferentes velocidades constituyendo diferentes componentes

(superpuestas) de la señal observada

-Cada componente de la señal decae con una constante de tiempo característica

denominada “tiempo de relajación”. Los núcleos de fases sólidas decaen más

rápidamente que los de fases líquidas.

Es posible modelar los registros de decaimiento obtenidos con ecuaciones de tipo

exponencial, de uno o más términos:

T

x-expy I2i

n

1ii Ec. 2.33

donde I es la intensidad de la señal de los protones, la cual es proporcional a la

cantidad de protones en la muestra, T2i el tiempo de relajación de la población i de

protones y yi es la intensidad de la señal de los protones en el estado T2i.

Con un equipo de RMN de baja resolución (Minispec, Bruker, Alemania) se

determinaron los tiempos de relajación spin-spin (T2) de los núcleos de hidrógeno

presentes en la masa. Las masas se prepararon con y sin NaCl de igual modo que en

2.2.4.2.1. y los hidrocoloides se utilizaron en dos niveles: las celulosas al 0,5 y 1,5%

mientras que las pectinas al 1 y 2%. El ensayo se realizó a temperatura ambiente y por

duplicado. Se aplicó la secuencia de pulsos Carr-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) con un

tiempo entre pulsos de 200 s. La secuencia de pulsos de eco de spin de CPMG se

utiliza para promediar las inhomogeneidades macroscópicas que podrían causar un


93

ensanchamiento significativo de la señal. El empleo de secuencia de pulsos es

necesario cuando se miden tiempos de relajación del orden de los milisegundos. El

decaimiento observado se modeló con una ecuación exponencial (Ec. 2.33) utilizando

el programa Origin.

2.2.6. Panificación

2.2.6.1. Curvas de fermentación

Las curvas de fermentación se realizaron con la finalidad de evaluar el efecto del

hidrocoloide en esta etapa del proceso de panificación y determinar el tiempo óptimo

de fermentación para cada mezcla harina - hidrocoloide.

2.2.6.1.1. Formulación empleada en las curvas de fermentación

La formulación empleada para la realización de las curvas de fermentación, en base

harina fue: NaCl 2,0%, levadura 3,0 % y cantidad de agua según la absorción

farinográfica. Las celulosas modificadas se utilizaron en cuatro niveles: 0,25%, 0,5%,

1,0% y 1,5%, mientras que las pectinas además se emplearon al 2,0%.

2.2.6.1.2. Elaboración de la masa y fermentación

Las masas se prepararon con el empleo de una amasadora planetaria (Kenwood,

Italia). Los ingredientes secos se premezclaron durante un minuto, la levadura se

disolvió en el agua y se agregó a la mezcla durante el primer minuto de amasado. Los

tiempos de amasado se fijaron de acuerdo al tiempo de desarrollo farinográfico de

cada mezcla. La amasadora planetaria no tiene la misma geometría que la del

farinógrafo y tampoco es posible lograr exactamente la misma velocidad de amasado.

Por ello, para corroborar que el tiempo de desarrollo farinográfico era adecuado se

probaron para diversas muestras tiempos menores y mayores. Se verificó así que la

masa adquiría la consistencia y extensibilidad adecuadas con los tiempos aplicados.

Después del amasado, la masa se dejó reposar durante 15 minutos, se laminó y se

dejó reposar durante otros 15 minutos. Luego, se dividió en piezas de 50 g, se colocó

en la base de una probeta graduada y sobre ella se ubicó un émbolo móvil muy ligero

que se elevó junto con la masa facilitando la lectura del volumen. La probeta se colocó

en una estufa a 30°C y se registró la variación del volumen ( V) a lo largo del tiempo,

las lecturas se realizaron cada 10 min. Se graficó V (cm3) en función del tiempo (min)


94

y se ajustó la curva obtenida mediante distintas ecuaciones para seleccionar la más

adecuada.

Dado que la masa cuando se coloca en el horno continúa dilatándose hasta que se fija

la estructura de la miga, es necesario darle un tiempo de leudado previo menor al

correspondiente al volumen máximo para evitar la excesiva expansión de la masa y el

consecuente colapso. Por lo tanto, se estableció el tiempo de fermentación como el

tiempo necesario para alcanzar tres cuartos del Vmax. Se calcularon las velocidades

iniciales de la fermentación, para lo cual se tomaron los incrementos de volumen

alcanzados durante la primera hora de fermentación y se realizó una regresión lineal.

La pendiente de la recta obtenida corresponde a la velocidad inicial.

2.2.6.2. Formulación empleada para panificar

La formulación empleada para la elaboración de los panes cada 100 g de harina fue:

NaCl 2,0%, levadura 3,0 % y cantidad de agua según la absorción farinográfica. Las

celulosas modificadas se utilizaron en dos niveles 0,5 y 1,5%, mientras que los niveles

empleados para las pectinas fueron 1,0 y 2,0%. Las masas se elaboraron a partir de

400 g de harina. Al pan elaborado sin el agregado de aditivos se lo tomo como control.

La panificación se realizó por duplicado.

2.2.6.3. Protocolo de panificación

El amasado se realizó en una amasadora planetaria (Kenwood, Italia). Los

ingredientes secos fueron mezclados durante un minuto y la levadura se disolvió en el

agua. El tiempo de amasado para cada mezcla fue el tiempo de desarrollo

farinográfico. Durante el primer minuto de amasado a baja velocidad (52 rpm) se

agregó el agua con la levadura, el resto del tiempo se amasó a velocidad 2 (89 rpm).

La masa se dejó reposar durante 15 minutos a temperatura ambiente y se cubrió con

film para evitar su desecación. Luego se laminó en forma manual, se realizaron cuatro

pasadas por la laminadora (Pastafacil, Argentina) con una luz de 0,5 cm entre los

rodillos, y se dejó reposar durante otros 15 minutos. Pasado el tiempo de reposo, la

masa se dividió en porciones de 90 g. Cada una fue sometida a un bollado manual y

se dejó reposar durante 10 minutos. Por último se formaron las piezas de pan francés

con el empleo de una armadora MPZ (Buenos Aires, Argentina). Las piezas se

colocaron en bandejas y se dejaron leudar durante su tiempo de fermentación óptimo,

en una cámara de fermentación a 30 °C (Brito Hnos., Argentina). La cocción se realizó


95

en un horno a convección Aristón XF 995.3 a 210°C durante 26 minutos. Los panes se

dejaron enfriar a temperatura ambiente al menos durante una hora y se colocaron en

bolsas de polietileno para su almacenamiento a 20°C por 1 y 3 días.

2.2.6.4. Caracterización de los panes

2.2.6.4.1. Determinación del volumen específico de pan

La determinación del volumen de pan se realizó por desplazamiento de semillas de

colza empleando un volumenómetro, previa medición del peso de cada pan mediante

la utilización de una balanza granataria. El peso específico se calculó como el cociente

entre el volumen y el peso del pan. Para cada formulación se determinó el volumen

específico de 8 panes, 4 provenientes de cada panificación y cada pan fue medido 15

veces.

2.2.6.4.2. Determinación del color de la corteza de los panes

Se determino el color de la corteza utilizando como medida objetiva de color el espacio

rectangular Hunter L, a, b donde el eje L indica la luminosidad y toma valores entre 0

(negro) y 100 (blanco), en el eje a los valores positivos indican la dirección del rojo y

los negativos la dirección del verde y en el eje b los valores positivos indican la

dirección del amarillo mientras que los negativos la dirección del azul (Fig. 2.22). Se

realizaron 20 medidas del color por panificación con un colorímetro triestímulo Chroma

Meter CR-400 Konica Minolta (Osaka, Japón), previa calibración del mismo con un

patrón provisto por el fabricante (Y = 93,2; x= 0,3133, y= 0,3192).

Figura 2.22. Espacio de color Hunter L, a, b.


96

Además, se calculó el índice de pardeamiento o browning index (BI) (Ecuación 2.34)

que es una medida de la pureza del color marrón (Buera y col., 1985). Este parámetro

ha demostrado presentar una correlación lineal con la concentración de pigmento

marrón por lo que ha resultado de utilidad para la evaluación de los cambios de color

en alimentos que experimentan reacciones de pardeamiento enzimático y no

enzimático. En particular, en panificación ha permitido observar variaciones en el color

del pan debido a modificaciones en la formulaciones empleadas (Shittu y col. 2007 y

2008; Komlenic y col., 2010).

172,0

)31,0(X100BI Ec. 2.34

donde X esta definido por la ecuación 2.35

b 3,012aL 5,645

L 1,75aX Ec. 2.35

2.2.6.4.3 Determinación de la humedad de la miga

Se determinó la humedad de la miga de los panes frescos de acuerdo a la técnica

AACC 44-19 (2000), por secado en estufa de convección forzada (velocidad del aire

25cm/ s) (Estigia, Argentina) durante dos horas a 135°C. El ensayo se realizó por

triplicado.

2.2.6.4.4. Análisis de perfil de textura (TPA) de la miga del pan fresco

Entre las características que se buscan en un pan fresco se encuentran la blandura y

la elasticidad de la miga. Estos atributos pueden ser rápidamente evaluados por el

consumidor al presionar con su dedo la miga del pan. Esta práctica lo lleva a rechazar

aquel producto en el cual la miga es demasiado dura o en la cual la misma permanece

aplastada una vez finalizada la compresión. Es por este motivo que se utilizan ensayos

de compresión entre los ensayos objetivos para evaluar la calidad del pan (Cauvain,

2004a).

Se evaluó la textura de la miga de los panes frescos a través del análisis de perfil de

textura, en el cual la muestra se somete a dos compresiones sucesivas, con un

período de descanso entre ambas. De este modo, se intenta simular el proceso de


97

masticación que experimenta el alimento en la boca. Se ha encontrado buena

correlación entre los valores instrumentales y los obtenidos a través de la evaluación

sensorial (Friedman y col., 1962).

Se utilizó un analizador de textura TA.XT2i (Stable Micro Systems, Surrey, Reino

Unido) equipado con una celda de carga de 25 kg. En este ensayo para cada

formulación se evaluó la textura de 8 panes, 4 panes procedentes de cada

panificación. A partir de cada pan se obtuvieron 2 rodajas de 2 cm de espesor

provenientes de la parte central del mismo. Las rodajas fueron sometidas a dos ciclos

de compresión hasta un 40 % de su altura original usando una sonda de 2,5 cm de

diámetro (SMS P/25) y una velocidad de ensayo de 0,5 mm/seg. Los parámetros

determinados fueron:

Dureza de la miga, que se relaciona con la fuerza necesaria para realizar la

primera mordida

Cohesividad: se compara el trabajo que es necesario realizar en la segunda

mordida con respecto al que fue necesario realizar en la primera

Consistencia: relacionada con el trabajo que es necesario realizar al masticar

en dos oportunidades

Elasticidad: relacionada con la recuperación de la forma original por la muestra

luego de la deformación

Resiliencia: relacionada con la recuperación instantánea del material luego de

la primera compresión

Masticabilidad: se obtuvo como el producto de la cohesividad, la dureza y la

elasticidad y se relaciona con el esfuerzo que es necesario realizar al masticar.

Los cinco primeros parámetros se calcularon de igual modo que en 2.2.4.2.2.

2.2.6.4.5. Análisis dinámico-mecánico de la miga de los panes frescos

En un ensayo dinámico mecánico (DMA) la muestra se somete a un esfuerzo

sinusoidal (Ec. 2.26) perpendicular a la misma, el cual le produce una deformación

sinusoidal dada por la Ec. 2.36.

(t) = 0 sen ( t) Ec. 2.36

donde 0 es la máxima deformación alcanzada y la frecuencia. La ecuación 2.37 nos

muestra la relación existente entre el esfuerzo y la deformación.


98

(t)= E* ( ) (t) Ec. 2.37

donde E* es el módulo dinámico y está representado por:

E*= E´( ) + i E´´( ) Ec. 2.38

donde E´( ), E´´( ) son los módulos elástico y viscoso respectivamente. Para un

polímero viscoelástico, E´ caracteriza su habilidad para almacenar energía

(comportamiento elástico) mientras que E´´ se relaciona con la tendencia del material

a disipar energía (comportamiento viscoso). La tangente del ángulo de desfasaje se

calcula como

E´E´´ tan Ec. 2.39

2.2.6.4.5.1. Preparación de la muestra

Para la preparación de la muestra se siguió la técnica descripta por Ribotta y Le Bail

(2007a). Los panes fueron cortados en forma transversal y a partir de la zona central

de los mismos se obtuvieron rodajas de aproximadamente 1 cm de espesor, las cuales

se comprimieron durante 10 min hasta un 90% de su altura original en un texturómetro

TA.XT2i (Stable Micro Systems, Surrey, Reino Unido) utilizando una sonda cilíndrica

de 7,5 cm de diámetro. A partir de la miga comprimida se cortaron piezas de

geometría rectangular de 60 mm de largo, 15 mm de ancho y espesor inferior a 5 mm

que se congelaron a -18 °C hasta el momento de su utilización.

2.2.6.4.5.2. Caracterización del comportamiento dinámico mecánico (DMA)

Se realizó el análisis dinámico mecánico de la miga proveniente de los panes con el

mayor nivel de hidrocoloide (celulosas modificas 1,5% y pectinas 2,0%). Antes de

realizar el ensayo se midieron las dimensiones de cada muestra con un calibre debido

a que el software las utiliza para el cálculo de los módulos.

Se empleó un analizador dinámico mecánico Q 800 (TA Instrumets, Estados Unidos)

equipado con una mordaza dual cantilever, en la cual la muestra se sujeta por tres

puntos (los extremos y la región central) y la deformación se aplica en la zona central

de la misma (Figura 2.23).


99

Figura 2.23. Mordaza dual cantilever donde se indica como se coloca la muestra

(Fuente: Triton Technology www.http://triton-technology.co.uk)

El equipo se operó en dos modos 1) multi esfuerzo/ deformación y 2) multifrecuencia.

Para la determinación del rango de viscoelasticidad lineal de las muestras el equipo se

operó en el modo multi esfuerzo/deformación, en el cual se registran las propiedades

viscoelásticas a medida que se varía el esfuerzo o la deformación realizada y se

mantienen constantes la temperatura y la frecuencia. En el modo de multifrecuencia se

determinan las propiedades viscoelásticas de la muestra en función de la frecuencia

mientras se realiza una deformación constante (la amplitud de la oscilación se

mantiene constante) en forma perpendicular a la superficie de la muestra y una rampa

de temperatura. Se utilizó una amplitud de 15 m dentro del rango de viscoelasticidad

lineal y una rampa de temperatura desde -100°C a 40 °C a una velocidad de 5°C/min.

Los parámetros determinados fueron los módulos elástico y viscoso y la tangente del

ángulo de desfasaje, los cuales se evaluaron en tres frecuencias: 1, 5 y 10 Hz.

2.2.6.4.6. Análisis del alveolado de la miga

El tipo de alveolado de la miga (cantidad, tamaño, forma y distribución de las burbujas

que quedan atrapadas luego de la fermentación y el horneado) es un atributo

determinante de la calidad del pan. Una miga bien aireada es característica de un

producto de buena calidad en tanto que migas apelmazadas y con un alveolado

deficiente generalmente relacionado a bajos volúmenes de pan pueden conducir al

rechazo del producto.

En cada panificación se realizó el escaneo de 4 rodajas de pan con un escáner HP

4070, el tamaño de las imágenes adquiridas fue de 10 X10 cm y la resolución de 350

dpi. Mediante la utilización del programa ImageJ versión 143 se procedió al análisis de

imagen de la miga. A partir del centro de cada rodaja se obtuvo una imagen de 3,20

cm X 3,20 cm para todas las muestras. Luego la imagen digital en RGB color se

convirtió a imagen de 8 bit en escala de grises y se binarizó con la utilización del

Muestra


100

algoritmo de Huang, el cual se eligió entre otros que ofrece el programa image J

debido a que fue el que mejor reflejó la estructura original de la miga. Para binarizar se

eligió un valor umbral (206) dentro de los grises, de forma tal que los niveles de grises

inferiores al umbral se convirtieron en negro y los mayores en blanco. De este modo

se convirtió la imagen en escala de grises en una imagen binarizada, donde los

alvéolos se representan en negro y las paredes de los mismos en color blanco. Los

resultados del procedimiento descripto se muestran en la Figura 2.24. Antes de

proceder al análisis de las muestras se realizó una calibración utilizando una imagen

de una regla, de este modo una distancia de 1 cm correspondió a 138 pixeles.

Luego se analizó la imagen binarizada determinándose el número de alvéolos, el área

alveolar (promedio y moda), la fracción de aire (relación entre el área alveolar y el área

total), la circularidad y el perímetro alveolar. Se tomo como umbral alveolar 0,002 cm2,

es decir sólo aquellas zonas de la imagen con un área superior al umbral se

consideraron como alvéolos. De esta manera se pueden eliminar las interferencias de

pequeñas imperfecciones de la imagen debido por ejemplo al escaneo.

Figura 2.24. Ejemplo de imagen binarizada según el procedimiento descripto.

La circularidad es un descriptor de forma adimensional que se relaciona con el grado

de compactación. Se calcula como el cociente entre el área del alvéolo y el área de un

círculo con igual perímetro que el mismo. Toma valores entre 0 y 1, correspondiendo

el valor 1 a un círculo perfecto, a medida que el valor se acerca a 0 indica que el

alvéolo presenta una forma más alargada. Se calculó según:

2perímetroárea4adCircularid Ec. 2.40

Imagen RGB color Imagen 8 bit Imagen Binarizada


101

2.2.7. Almacenamiento del pan

Los panes se colocaron en bolsas de polietileno cerradas y se almacenaron durante 1

y 3 días a 20°C. El envejecimiento de los mismos se evaluó mediante la determinación

de la humedad y el análisis de perfil de textura de la miga.

2.2.7.1. Humedad de la miga

La determinación de la humedad de la miga de los panes almacenados durante 1 y 3

días se realizó como se describe en el ítem 2.2.6.4.3. Además se calculó la pérdida

global de humedad porcentual entre el día 3 y el día 0 (Ec. 2.41). El ensayo se realizó

por triplicado.

100H

H-H humedad de pérdida%0

03 Ec. 2.41

donde H3 es la humedad de la miga en el día 3 y H0 es la humedad de la miga en el

día 0.

2.2.7.2. Textura de miga

Se realizó el análisis de perfil de textura de la miga de los panes almacenados durante

1 y 3 días de igual modo que en 2.2.6.4.4.

2.2.7.3. Evaluación de la retrogradación del almidón.

Se evaluó la retrogradación del almidón por calorimetría diferencial de barrido Q100

(TA Instruments).

2.2.7.3.1. Preparación de la masa

La metodología seguida para la preparación de la masa fue la utilizada en

2.2.5.3.1.2.A, se prepararon sólo masas con NaCl. Los hidrocoloides se utilizaron en la

mayor concentración: 1,5% para las celulosas modificadas y 2,0% para las pectinas. El


102

amasado se realizó en un microfarinógrafo Brabender (10 g), con cantidad de agua y

tiempo de desarrollo óptimos.

2.2.7.3.2. Simulación de la cocción

Se pesaron aproximadamente 15 mg de masa en una cápsula de aluminio para DSC y

se sometió a un calentamiento desde 5°C hasta 105°C a una velocidad de 10°C por

minuto, con este proceso se simuló la cocción de la masa.

2.2.7.3.3. Almacenamiento y evaluación de la retrogradación

Las cápsulas fueron almacenadas a 25°C durante 0, 3 y 7 días. Pasado este tiempo se

evaluó el proceso de retrogradación del almidón por DSC. Las corridas se realizaron

en un calorímetro Q100 (TA, Instrumets, USA), con un programa de calentamiento que

consistió en una isoterma de 5 minutos a 5°C y luego una rampa de calentamiento de

5°C / min desde 5°C hasta 140°C. Se determinaron las temperaturas de inicio, de pico

y de finalización de las endotermas del almidón y el cambio de entalpía asociado.

2.2.8. Análisis sensorial

Se realizó la evaluación sensorial de las formulaciones con las cuales se obtuvieron

panes de mejor calidad panadera. En primer lugar se realizó un ensayo de

discriminación (prueba del triángulo) con el que se buscó determinar si existían

diferencias sensoriales perceptibles entre el control y el pan con el agregado de

aditivo. Luego, se realizó un ensayo de aceptabilidad sensorial empleando el método

de la escala hedónica. Para ambos ensayos se utilizó un panel no entrenado.

2.2.8.1. Ensayo de discriminación: prueba del triángulo

La prueba del triángulo es una prueba de discriminación, es decir, se utiliza para

determinar si es posible distinguir dos muestras entre sí a través de la evaluación

sensorial (Watts, 1992). A cada evaluador se le entregan tres muestras codificadas y

se le indica que dos de las muestras son iguales y una es diferente, debiendo luego

probar las muestras e identificar la diferente. En esta prueba, el evaluador debe

señalar a una de las muestras como diferente aunque no la perciba como tal.


103

2.2.8.1.1. Diseño de la prueba del triángulo

Las hipótesis planteadas fueron:

Hipótesis nula (H0): El pan control y el pan elaborado con el agregado de

hidrocoloide no presentan diferencias significativas.

Hipótesis Alternativa (H1): El pan control y el pan elaborado con el agregado de

hidrocoloide son diferentes.

Para un nivel de significancia ( ) del 0,01%, =0,3 y pd = 40% el número mínimo de

evaluadores se obtuvo de una tabla, hallándose que el número mínimo de respuestas

era 30. Por lo cual, se convocaron 30 evaluadores adultos, de ambos sexos y no

entrenados, a los cuales se les solicitó que efectuaran la prueba por duplicado.

2.2.8.1.2. Preparación de las muestras

Los panes control y con agregado de hidrocoloide se elaboraron siguiendo las

condiciones de amasado óptimas según se describe en 2.2.6.3. Los panes se dejaron

enfriar a temperatura ambiente y se obtuvieron 4 rodajas a partir de cada uno. Se

operó de igual modo con los productos con y sin agregado de hidrocoloide.

2.2.8.1.3. Desarrollo de la prueba

Los panelistas recibieron en cada serie dos muestras de pan control (C) y una de pan

con agregado de hidrocoloide (H) o dos rodajas de H y una de C. Así, se prepararon

10 series con las seis combinaciones posibles en el orden de presentación de las

muestras: HHC, CHH, HCH, CCH, HCC y CHC; de este modo cada muestra se sirvió

un número igual de veces. Las muestras fueron asignadas al azar a los evaluadores

según se muestra en el anexo 1.

A cada evaluador se le entregó una planilla de evaluación (anexo 2) y una bandeja con

un número identificatorio conteniendo 6 rodajas codificadas con números de tres

dígitos, los cuales fueron seleccionados de una tabla de números aleatorios. Se

proporcionó agua potable comercial, como agente neutralizante para el enjuague de la

boca entre muestras. La prueba se efectuó entre las 15 y las 17 horas. A cada

evaluador se le indicó que probara las muestras de izquierda a derecha e identificara


104

cual era la diferente. Si lo consideraba necesario podía volver a probar cualquiera de

las muestras de cada trío. Dado que se trata de un prueba de respuesta forzada, se

instruyó a los evaluadores en que “no hay diferencia” no era una respuesta válida, en

ese caso debían elegir al azar la muestra diferente.

2.2.8.2. Ensayo de aceptabilidad: escala hedónica

Se comparó la aceptabilidad del pan control (C) y el pan obtenido con el agregado de

Hidrocoloide (H) y se evaluó el motivo de la preferencia o rechazo por parte del

consumidor. Para lo cual se realizaron preguntas sobre determinados atributos:

apariencia, textura, sabor y aceptabilidad general.

2.2.8.2.1. Desarrollo de la prueba

Se prepararon 60 series con las dos combinaciones posibles CH y HC en el orden de

presentación de las muestras y fueron asignadas al azar a los evaluadores. Los

evaluadores fueron convocados en grupos de 10 personas. A cada evaluador se le

entrego una bandeja conteniendo cada uno de los panes junto con la planilla de

evaluación. Las muestras fueron codificadas con tres dígitos al azar, fueron servidos a

temperatura ambiente y en forma aleatoria. En el anexo 3 se muestra la planilla de

evaluación.

Se proporcionó agua potable comercial, a temperatura similar a la de las muestras,

como agente neutralizante para el enjuague de la boca entre muestras.

A los evaluadores se les indicó que examinaran primero los atributos de una muestra y

luego recién los de la otra.

2.2.9. Análisis Estadístico

2.2.9.1. Análisis de Varianza

En el análisis de varianza (ANOVA)se realiza una separación de la variabilidad total de

una variable en dos componentes: 1) variabilidad entre muestras, la cual es debida a

los efectos del factor en estudio, llamada variación sistemática, 2) variabilidad dentro

de las muestras, la cual expresa la variación aleatoria.

Con el fin de determinar si existían diferencias significativas entre las muestras se

realizó un análisis de varianza de un factor y se compararon las medias por el test de


105

Bonferroni (nivel de confianza del 95%). También se realizaron en algunos casos

ANOVAS bifactoriales. El programa empleado fue Stat Graphics Plus 4.0.

2.2.9.2. Análisis de componentes principales

El análisis de componentes principales es una técnica estadística que permite reducir

el número de variables de trabajo y de este modo facilita el análisis de los resultados.

Se obtienen nuevos componentes independientes entre sí, los cuales son una

combinación lineal de las variables originales. Se realizó el análisis de componentes

principales con el empleo del programa Minitab 15 (Minitab Inc.2006, Estados Unidos).

Resultados y Discusión-Caracterización de los materiales

107

3.1. Composición de la harina

En Tabla 3.1 se muestran los resultados del análisis de composición de la harina de

trigo 000 (Molino Campodónico S.A. La Plata, Buenos Aires, Argentina) empleada para

todos los ensayos realizados en la tesis.

Tabla 3.1 Composición porcentual de la harina

Componente Porcentaje (g/100g)

Humedad 14,2

Proteínas 11,4

Lípidos 1,4

Cenizas 0,678

HDCt * 72,3

*HDCt = 100 - proteínas % - lípidos % - cenizas %- humedad %

La harina empleada presentó la composición porcentual esperada para una harina de

trigo y cumplió con las especificaciones del CAA en cuanto al contenido de humedad

mientras que el contenido de cenizas superó en 1,5 % al máximo valor admitido por el

CAA para este tipo de harina. Esta discrepancia podría atribuirse a que en la técnica

utilizada (AACC 08-01, 2000) la muestra se calcina en mufla a una temperatura inferior

(550 °C) a la especificada en el CAA (900-920°C).

El contenido proteico es un parámetro de calidad importante para las harinas ya que

se relaciona con el contenido de gluten, la absorción de agua, el tiempo de amasado y

la estabilidad de la masa. Además influye sobre los atributos de calidad del producto

terminado (Wheat Marketing Center, 2008). En el caso de la harina utilizada, el

contenido proteico hallado es el esperable para una harina de este tipo, apta para

panificación.

3.2. Calidad panadera de la harina

La calidad panadera de la harina se evaluó mediante los ensayos que se describen a

continuación.


108

3.2.1. Evaluación de la cantidad y calidad del gluten

El gluten es responsable de las características viscoelásticas de la masa determinando

en gran medida su comportamiento en la panificación. Para evaluar la calidad y el

contenido de gluten se determinaron el gluten húmedo (GH), el gluten seco (GS), la

relación GH/GS, el agua unida al gluten (GH-GS) y el gluten index (GI). Los resultados

se muestran en la Tabla 3.2.

Tabla 3.2: valores de GH, GS, GH/GS,

(GH-GS) y GI de la harina

Parámetro Porcentaje

(g/100g)

GH 31,5 ± 1,3

GS 11,0 ± 0,3

GH/GS 2,9 ± 0,2

GH-GS 20,5 ± 1,4

GI 93,4 ± 3,8

media ± DE

Los valores hallados por la harina 000 utilizada muestran que se trata de una harina de

buena calidad, ya que las proteínas del gluten absorben dos veces su peso en agua.

Además el valor de GI indica que se trata de una harina con gluten fuerte. Se

considera que harinas con valores de GI entre 60 y 90 son buenas para panificación,

aquellas con valores superiores a 95 son demasiado fuertes y aquellas con valores

inferiores a 60 son demasiado débiles (Curic y col., 2001).

3.2.2. Farinograma y alveograma

Los ensayos farinográficos permiten predecir el comportamiento que presentará la

harina durante la panificación. Entre los parámetros que se determinan a través de

este ensayo se encuentra la absorción farinográfica de agua, la que se relaciona con

el contenido proteico de la harina. En general, la absorción de agua se incrementa a

medida que lo hacen la cantidad y calidad del gluten (Pomeranz, 1987). Tiempos de

desarrollo y estabilidad elevados y valores bajos de decaimiento se relacionan con

harinas fuertes y con buena tolerancia al amasado (Catterall, 1998). En la Tabla 3.3 se


109

muestran los parámetros farinográficos y alveográficos de la harina. La absorción de

agua se encuentra dentro de los valores establecidos por el CAA para una harina 000

y el tiempo de desarrollo y la estabilidad indican que se trata de una harina adecuada

para panificación. El grado de aflojamiento, relacionado inversamente con la

estabilidad, se encuentra cercano al valor esperado para una harina de buena calidad

(30-50 UF) (Pantanelli, 2003). A partir de los resultados obtenidos en el alveógrafo

puede decirse que se trata de una harina equilibrada con buena relación entre la

tenacidad y la extensibilidad (P/L 1).

Tabla 3.3.Parámetros farinográficos y alveográficos de la harina

Ensayo Parámetro Valor hallado

Absorción de agua 58,2 ± 0,5 ml %

Tiempo de desarrollo 8,3 ± 0,4 min

Estabilidad 15,8 ± 0,4 min

Farin

ogra

ma

Aflojamiento 55 ± 0 UF

P (Tenacidad) 96 mm H2O

L (Extensibilidad) 93 mm

W (Fuerza) 330 10– 4 J

Alv

eogr

ama

P/L 1,03

media ± DE. Coeficiente de variación de parámetros alveográficos:

P: 8%, W: 8%, G: 5% (G= 2,22 L1/2)

3.2.3. Determinación de la actividad -amilásica de la harina

Se evaluó a través de dos ensayos: 1) índice de caída (Falling Number-FN) y 2)

número de agitación (Stirring Number-SN). En el ensayo del índice de caída se obtuvo

un valor de 486 segundos, mientras que el valor del número de agitación (SN) fue de

168 ± 9 RVU, ambos ensayos indican que la actividad enzimática es baja. Según un

informe de INTA (Cuniberti, 2008) sobre harinas de la subregión II norte y V norte,

valores de FN cercanos a 340 s son ideales para una adecuada panificación.


110

3.2.4. Perfil viscoamilográfico de la harina

En el viscoamilógrafo rápido (RVA) se estudia el comportamiento de la harina frente a

un ciclo de calentamiento/enfriamiento; este comportamiento se encuentra asociado a

las características de gelatinización del almidón presente en ella (Beta y col., 2000).

Las propiedades de empaste determinadas para la harina se encuentran influenciadas

por la presencia de los otros componentes: proteínas, pentosanos, cenizas y lípidos

(Chung, 2003). En la Figura 3.1 se muestran el perfil de la harina 000 y la rampa de

calentamiento/enfriamiento utilizada y se indica como se realizó el cálculo de los

parámetros. En la Tabla 3.4 se presentan los valores hallados para los parámetros

determinados, los que se encuentran dentro de los normalmente obtenidos para una

harina argentina (Cuniberti, 2012).

Figura 3.1 . Viscoamilograma de la harina 000 (azul) y rampa de temperatura utilizada

(rojo).

min

Vis

cosi

dad

(cP

)

Newport Scientific Pty Ltd

Tiempo (min) 3 0 6 9 12 15

800

1600

2400

3200

4000

0

50

70

90

Temperatura (°C

)

30

10

p

f

f - m

in

p- min

f - p

Inicio de empaste


111

Tabla 3.4. Parámetros obtenidos en el perfil del RVA

Parámetro Media ± DE

p (cP) 2623 ± 44

min (cP) 1703 ± 49

( p - min) (cP) 919 ± 77

f (cP) 3198 ± 44

te (min) 2,5 ± 0,4

Te (°C) 66,6 ± 0,4

( f - p )(cP) 576 ± 33

( f - min) (cP) 1495 ± 45

La viscosidad de pico, la temperatura de empaste y el asentamiento ( f- min)

determinados con el RVA pueden utilizarse como predictores del endurecimiento que

presentará el pan durante el almacenamiento (Collar, 2003). Estos parámetros están

relacionados con el contenido de amilosa del gránulo de almidón, polisacárido

involucrado en la etapa inicial de la retrogradación. Una mayor liberación de amilosa

durante la gelatinización conduce a viscosidades de pico mayores. Por otro lado, al

enfriarse la pasta de almidón gelatinizado la viscosidad final alcanzada también

dependerá de la cantidad y características de la amilosa exudada. Blazek y Copeland

(2008) caracterizaron almidones extraídos de diferentes trigos australianos

encontrando que para las variedades waxy (ricas en amilopectina), f < p , para las

variedades de alto contenido de amilosa la diferencia entre viscosidad de pico y la

mínima, ( p - min), conocida como inestabilidad y relacionada con la susceptibilidad a

la desintegración del gránulo es muy baja y para los almidones normales el

amilograma es similar al obtenido en el presente trabajo, con valores de f > p e

inestabilidad ( p - min) elevada. Ohm y Chung (1999) encontraron una correlación

negativa entre la temperatura de empaste y el volumen de pan y una relación óptima

de 0,17-0,18 para la relación contenido de proteínas/temperatura de empaste para

obtener un buen volumen de pan.


112

3.2.5. Electroforesis de fracciones proteicas de la harina

Por medio de la electroforesis SDS-PAGE se separaron en base a su masa molecular

las proteínas de la harina que conforman las fracciones correspondientes a las

gliadinas (solubles en propanol 50%) y a las gluteninas solubles en propanol 50% en

presencia de DTT (condiciones reductoras).

En la Figura 3.2 se muestran las electroforesis de los extractos proteicos obtenidos

con propanol 50% (condiciones no reductoras) (A) y propanol 50% con DTT (B), según

se describe en el ítem 2.2.5.2.2 del Capítulo II.

Figura 3.2. Electroforesis SDS-PAGE de extractos proteicos de la harina: A) proteínas

solubles en propanol 50%; B) proteínas solubles en propanol 50% después de ser

reducidas con DTT.

BA

Patrones baja MM

97 66

45

30

20,1

14,4

MM (kDa)

gliadinas LMW-GS

Agregados de gliadinas HMW-GS

MM (kDa)

220170

116

76

53

Patrones alta MM

Agregados proteicos

HMW-GS

LMW-GS


113

En el gel correspondiente a las fracciones solubles en propanol 50%, donde se espera

encontrar fundamentalmente gliadinas, se observaron al menos 5 bandas intensas

entre 30 y 66 kDa, que pueden corresponder a -gliadinas (53 y 48 kDa), y tres

bandas de menor masa molecular (43, 41 y 37 kDa) correspondientes probablemente

a -, - y -gliadinas. En la parte superior del gel se observan 3 bandas nítidas a

cercanas a 97 kDa y algunas más difusas a mayores masas moleculares, que podrían

corresponder a agregados de gliadinas. Aunque las gliadinas son consideradas

monoméricas existen trabajos de diversos autores que han informado sobre la

presencia de polímeros de gliadinas de masas moleculares elevadas (100 - 500 kDa),

que pueden aparecer como oligómeros solubles en alcohol o junto con los polímeros

de gluteninas insolubles en alcohol. A esta fracción se la ha llamado HMW-gliadinas,

agregados de gliadinas o gluteninas solubles en alcohol (Shewry y col., 2003; Hubner

y Bietz, 1993). Las tres bandas muy débiles observables a 20, 18 y 15 kDa

corresponderían a albúminas y globulinas contaminantes.

En la Figura 3.2 B se muestra la electroforesis SDS-PAGE de los extractos obtenidos

a partir del residuo insoluble en propanol 50%, al que se le agregó DTT y se extrajo

con propanol 50% + Tris HCl 0,08 M (pH 8,0). En la parte superior del gel se observan

agregados proteicos de alta masa molecular (superior a 220 kDa). Además se

observan bandas de masa molecular entre 111 y 103 kDa, que corresponderían a

agregados de HMW-GS; y bandas a 96; 82; 78 y 74 kDa las cuales corresponderían a

HMW-GS. Se observan 8 bandas con masas moleculares inferiores a 53 kDa que

corresponderían a subunidades LMW–GS, aunque no puede descartarse la presencia

de -gliadinas.

3.3. Caracterización de los hidrocoloides utilizados

3.3.1 Determinación de la pureza y grado de esterificación de las pectinas y del grado de amidación de la pectina de bajo metoxilo

Debido a que los fabricantes suelen agregar a las pectinas comerciales azúcares

como dextrosa o sacarosa para estandarizar su comportamiento, asegurando de este

modo la obtención de geles de igual dureza siempre que sean empleadas en iguales

condiciones, y a que también se les pueden agregar buffers para controlar el pH, las

pectinas comerciales no poseen 100% de polisacárido.


114

La pureza de las pectinas empleadas se determinó según se describió en el ítem

2.2.3.1. (Capítulo II) y se expresó como gramos de ácido galacturónico cada 100 g de

pectina. En ambos casos la pureza fue del 57%, por este motivo se ensayó un nivel

adicional de pectina, más elevado que el máximo usado para las celulosas

modificadas. Además se determinó el contenido de cenizas para ambas pectinas que

arrojó valores de 2,0% y 2,1% para PAM y PBM, respectivamente. Para la humedad

se hallaron valores de 7,3% para PAM y de 8,0% para PBM.

El grado de esterificación de la pectina de alto metoxilo fue del 67% mientras que para

la pectina de bajo metoxilo fue del 43% y su grado de amidación del 16%. La

determinación del grado de esterificación y amidación es de importancia para

establecer que tipo de interacciones podrían establecer cada una de las pectinas.

Debido a que la función ester es menos hidrofílica que la función carboxilo, cuanto

mayor sea el grado de esterificación que presenta la molécula mayor hidrofobicidad

relativa presentará. Por otro lado, la introducción de la función amida en la pectina de

bajo metoxilo disminuye su hidrofilicidad con respecto a una pectina de igual grado de

esterificación pero sin amidación.

3.3.3. Determinación del PM de las pectinas por viscosimetría capilar

En la Tabla 3.5 se informa el peso molecular promedio para ambas pectinas, los

cuales se obtuvieron con el empleo de la ecuación de Mark – Houwink (Ec. 2.18) y la

utilización los coeficientes determinados por Anger y Berth (1986). La viscosidad

intrínseca [ ], necesaria para determinar el peso molecular, se obtuvo a partir del

empleo de los criterios de Huggins y Kraemer.

Tabla 3.5. Peso molecular promedio obtenido por viscosimetría capilar

Criterio utilizado

para determinar [ ][ ]PBM (ml/g) <PM> PBM [ ]PAM (ml/g) <PM>PAM

Huggins 261,3 5,1 104 247,5 4,7 104

Kraemer 263,2 5,2 104 256,6 5,0 104


115

El peso molecular promedio para PBM se encuentra entre 5,1 104- 5,2 104 y para PAM

entre 4,7 104 y 5,0 104; no habiéndose hallado diferencias significativas (p<0,05) entre

el peso molecular promedio de ambas pectinas.

3.3.4. Determinación del peso molecular promedio de las celulosas por HPLC

Se determinó el peso molecular promedio de las HPMCs con la finalidad de establecer

otra característica, además del grado de sustitución, que pudiera diferenciarlas

estructuralmente. En la Figura 3.2 se muestra la curva de calibración utilizada para el

cálculo del peso molecular promedio (<PM>) de las HPMCs. A partir de un análisis de

regresión por cuadrados mínimos se obtuvo la ecuación de la recta que describe a la

curva de calibración. La ecuación obtenida fue:

13,216t0,8134PM log r Ec. 3.1

donde tr , es el tiempo de retención en la columna. El coeficiente de determinación (r2)

fue 0,9577.

Tr (min)

8,0 8,2 8,4 8,6 8,8 9,0 9,2 9,4 9,6 9,8 10,0 10,2

Log<

PM>

4,8

5,0

5,2

5,4

5,6

5,8

6,0

6,2

6,4

6,6

6,8

Figura 3.2. Curva de calibración obtenida con los patrones de peso molecular entre

9,7 104 y 3,8 106

El <PM> obtenido para HPMC F 4M fue de 4,94 104 Da mientras que el <PM> para

HPMC F 50 fue de 2,99 104. Esta diferencia en el peso molecular, HPMC F 4M es 1,65

veces más pesada que HPMC F 50, era esperable dado que el proveedor informa que


116

una suspensión 2% de HPMC F 4M presenta una viscosidad de 4477 cP mientras que

una de igual concentración de HPMC F 50 tiene una viscosidad de 46 cP.

No se pudo determinar el peso molecular de CMC con esta técnica por dificultades en

hallar condiciones de corrida adecuadas. El peso molecular informado para CMC es

2,5 a 2,7 105 (Du y col., 2009).

Resultados y Discusión-Pectinas

118

4.1. Caracterización fisicoquímica y reológica de las masas

El efecto producido por pectinas de alto metoxilo (PAM) ha sido evaluado en diversos

trabajos encontrándose que pueden afectar la calidad del gluten obtenido (Bárcenas y

col., 2009) y modificar las características reológicas de la masa (Collar y Bollaín, 2005)

conduciendo, en algunos casos, a masas de mayor tenacidad y panes con mayor

volumen específico (Ribotta y col., 2005). También se ha evaluado su empleo en

mezclas con otros hidrocoloides, por ejemplo HPMC, mostrando un efecto antagónico

sobre la tenacidad y extensibilidad de la masa (Bollaín y Collar, 2004; Rosell y col.,

2007a). Por otro lado las PAM, se han empleado en la producción de bizcochuelos

(Gómez y col., 2007) y de panificados libres de gluten (Lazaridou y col., 2007;

Demirkesen y col., 2011).

Sin embargo, el empleo de pectinas de bajo metoxilo (PBM) en productos panificados

se encuentra menos difundido, por lo que resulta interesante evaluar su empleo en

masa panaria y comparar su efecto con el producido por pectinas de alto grado de

esterificación.

En este capítulo se estudia el efecto producido por dos tipos de pectinas, una de alto

grado de esterificación y otra de bajo grado de esterificación y amidada, sobre las

características reológicas de la masa panaria sin y con NaCl. La reología de la masa

se evaluó a través de ensayos empíricos y fundamentales (farinograma, análisis de

perfil de textura de la masa, ensayos dinámicos oscilatorios). Se determinaron distintas

variables del proceso de panificación como absorción de agua, tiempo de amasado y

de fermentación. Finalmente, se evaluó la calidad del producto y su estabilidad durante

el almacenamiento.

4.1.1. Absorción de agua de las mezclas harina – pectina

En los ensayos farinográficos, en general, se observó una relación lineal entre la

absorción de agua (A) y la concentración de pectinas en la formulación, salvo en el

caso de la mezcla sin NaCl y con PAM con la cual sólo para las concentraciones

intermedias se calculó la regresión lineal. En el caso de éstas mezclas, la variación

porcentual de la absorción en función de la cantidad de pectina no fue la misma en

todo el rango. Al incrementar la concentración de pectina se obtuvieron mayores

valores de A tanto en las mezclas sin NaCl (58,6 - 62,5 ml%) como en las mezclas con

NaCl (56,0 - 60,3 ml%). En las Figuras 4.1 y 4.2 se muestra el incremento porcentual

de la absorción farinográfica de agua respecto a la harina para las mezclas harina –


119

pectina en ausencia y presencia de NaCl respectivamente, calculado según la Ec.

2.19.

Figura 4.1. Incremento de la absorción farinográfica (%) en función de la concentración

de pectina en mezclas sin NaCl. b=pendiente de la recta; r2 coeficiente de

determinación. Error relativo promedio: 2,3%.

Figura 4.2. Incremento de la absorción farinográfica de agua al aumentar la

concentración de PBM y PAM en las mezclas con NaCl (2%). b=pendiente de la recta;

r2 coeficiente de determinación. Error relativo promedio: 0,4%.

b = 4,7365R2 = 0,9958

b = 3,727R2 = 0,9468

0,01,02,03,04,05,06,07,08,09,0

10,0

0,00 0,50 1,00 1,50 2,00 2,50

g pectina/100 g de harina

100*

(A-A

0)/A 0

PBM PAM

b=3,73 r2 = 0,9468

b= 4,74 r2 = 0,9958

y = 3,195xR2 = 0,9914

0,001,002,003,004,005,006,007,008,009,00

0,00 0,50 1,00 1,50 2,00 2,50

g pectina/100 g de harina

100*

(A-A

0)/A 0

PBM PAM

b = 3,716R2 = 0,9975b = 3,72 r2= 0,9975

b = 3,20 r2= 0,9914


120

Los valores de A fueron mayores en ausencia de NaCl para una determinada

concentración de pectina.

La absorción de agua farinográfica va a depender principalmente del desarrollo de la

red de gluten, a través de la entrega de energía mecánica durante el amasado. Ukai y

col., (2008) han propuesto que el NaCl promueve un mayor entrecruzamiento entre

cadenas de proteína y también cambios en su estructura secundaria conduciendo a un

mayor desarrollo de la red de gluten. Si tenemos en cuenta que A es la cantidad de

agua necesaria para alcanzar una consistencia de 500 UF, los cambios inducidos por

la presencia de NaCl podrían permitir llegar a esa consistencia óptima con menor

cantidad de agua. Asimismo, la formación de la red de gluten en presencia de

hidrocoloides puede conducir a una matriz más o menos hidratada respecto al control

sin hidrocoloide, de acuerdo al tipo de interacciones y cambios conformacionales que

se puedan establecer. El aumento de hidratación en presencia PAM o PBM indicaría

que la matriz de gluten con hidrocoloide sería capaz de ligar más agua. Esto podría

deberse a cambios en la conformación de la red de gluten ocasionados por el

hidrocoloide que aumentarían la hidratación de las proteínas, sumados a la capacidad

intrínseca de hidratación de las propias pectinas.

Los ensayos de capacidad de imbibición de agua (WIC) permiten caracterizar la

capacidad de absorción de agua de los componentes de la mezcla sin que se haya

formado la red de gluten. Es decir, se evalúa la capacidad de absorber agua en forma

espontánea. En la Figura 4.2. se muestra la capacidad de imbibición de agua (WIC) de

la harina y de las mezclas harina – pectina (2%). La presencia de las pectinas al 2%

Figura 4.2. Capacidad de imbibición de agua (WIC) de harina y mezclas harina-

pectina.

Harina PBM 2% PAM 2%

ml a

gua/

g de

mue

stra

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

a

aa


121

no modificó significativamente la capacidad de imbibición de agua de las mezclas en

relación a la harina, aunque se observó una tendencia a obtener mayores valores de

WIC sobre todo con PAM. Estos resultados indican que podría haber una contribución

intrínseca de las pectinas a la absorción de agua.

4.1.2. Humedad y actividad acuosa

Las masas con pectinas presentaron mayores valores de humedad que las masas

control, ya que para su preparación se utilizó la absorción farinográfica de agua y ésta

resultó mayor. En la Tabla 4.1 se muestran los valores de humedad y actividad acuosa

de las masas sin y con NaCl, en presencia de pectinas (1 y 2%). Los valores de

humedad para las masas sin NaCl y con pectinas se encontraron entre 45,4 % y 45,9

% (control = 44,5 %). En las masas con NaCl el rango de humedad se encontró entre

42,9 % y 44,9 % (control= 43,2 %). Con el mayor nivel de aditivo, las muestras con

NaCl mostraron un aumento significativo de la humedad respecto al control.

La actividad acuosa (aw), que se relaciona con la disponibilidad de agua, no presentó

diferencias significativas debidas al nivel de pectina utilizado; este comportamiento se

presentó tanto en las masas sin NaCl como con NaCl. La actividad acuosa fue

significativamente menor (p<0,05) para las muestras con NaCl (0,969 -0,973) que para

las muestras sin NaCl (0,987 – 0,988). Estos resultados indican que es la presencia de

NaCl la que estaría determinando la disponibilidad del agua.

Tabla 4.1. Humedad y actividad acuosa de las masas.

Masas sin NaCl Masas con NaCl

Pectina

(%) Humedad % Aw Humedad % aw

Control 0 44,5±0,4a 0,988±0,003 a 43,2±0,5a 0,972±0,002 a

1,0 45,0±0,2 ab 0,987±0,006 a 43,8±0,3ab 0,969±0,003 a PBM

2,0 45,9±0,4 b 0,988±0,002 a 44,9±0,3b 0,971±0,001 a

1,0 45,4 ±1,2ab 0,987±0,003 a 42,9±0,3a 0,970±0,000 a PAM

2,0 45,5±0,2 ab 0,985±0,003 a 44,6±1,1b 0,973±0,005 a

media ± DE. En cada columna, letras diferentes indican diferencias significativas

(p<0,05).


122

4.1.3 Capacidad de hidratación de las proteínas de gluten

Para la determinación de los valores de gluten húmedo y seco se realizó una

modificación de la técnica AACC 38-12-02 según se describió en el ítem 2.2.5.2.1 de

la sección Materiales y Métodos. En la Tabla 4.2 se muestran los valores obtenidos

para gluten húmedo (GH), gluten seco (GS) y el agua unida al gluten (GH-GS) a partir

de masas sin y con NaCl.

Tabla 4.2. Gluten húmedo, seco y agua unida al gluten para las masas sin y con

NaCl.


Muestra GH % GS % (GH-GS)

% GH % GS%

(GH-GS)

%

Control 32,0±0,3c 11,0±0,2bc 21,0±0,4d 31,5±0,5a 10,4±0,1bc 21,1±0,4ªb

PBM 1% 30,3±0,6b 10,6±0,3b 19,7±0,3ab 32,3±0,6b 10,5±0,2c 21,8±0,5b

PBM 2% 32,1±0,5c 11,3±0,2c 20,8±0,5cd 31,2±0,3ª 10,3±0,1abc 20,9±0,2a

PAM 1% 30,9±0,8b 10,7±0,2b 20,2±0,6bc 31,7±0,4ab 10,1±0,3ab 21,6±0,3b

PAM 2% 29,0±0,4a 10,1±0,3a 18,9±0,5ª 31,2±0,4a 10,1±0,1a 21,1±0,4ªb

media ± DE. En cada columna, letras diferentes indican diferencias significativas

(p<0,05). Los valores porcentuales se refieren a 100 g de harina.

En las masas sin NaCl, los mayores valores para GH, GS y GH-GS fueron obtenidos

para el control y la masa con PBM 2 %, mientras que los menores valores de GH, GS

y GH-GS correspondieron a las muestras con el mayor nivel de PAM (2 %). En las

masas con NaCl se observó una menor variación de estos parámetros. La relación

GH/GS (no mostrada) no se vio afectada en ausencia de NaCl; en presencia de NaCl

las masas con PAM presentaron valores ligeramente mayores que el control.

Se ha visto que el efecto de las sales sobre las proteínas del gluten en la masa varía

dependiendo del tipo de sal y de la concentración en la cual se encuentra (He y col.,

1992). A bajas concentraciones el efecto parece deberse principalmente a

interacciones iónicas atractivas o repulsivas que permiten o no la interacción entre las

proteínas mientras que a mayores concentraciones (>0,5 M) las fuerzas electrostáticas

serían despreciables, debido al apantallamiento de cargas, y las interacciones

hidrofóbicas serían las responsables de la agregación de las proteínas del gluten

(Preston, 1989). Este efecto del NaCl sería extensivo a las pectinas, favoreciéndose


123

las interacciones hidrofóbicas proteínas-pectina. De hecho, los menores niveles de GH

y GS obtenidos con PAM 2 % en ausencia de NaCl podrían reflejar una cierta labilidad

de la red de gluten que se observa en menor grado en presencia de NaCl.

Estos resultados no indican que haya una mayor cantidad de agua unida a la matriz de

gluten por efecto del agregado de hidrocolode, como podría esperarse de los mayores

niveles de absorción farinográfica observados al agregar pectina. Otros autores

también han informado que PAM afecta la calidad y cantidad del gluten obteniéndose

menores valores de glúten húmedo, seco y gluten index (Bárcenas y col., 2009).

4.1.4. Ensayos reológicos empíricos y fundamentales

4.1.4.1. Farinogramas

En la Figura 4.3 se muestran los valores de tiempo de desarrollo, estabilidad y

aflojamiento farinográficos en las mezclas sin y con NaCl. Al comparar ambos

controles sin hidrocoloide, se observó que el agregado de NaCl ocasionó un

incremento tanto del tiempo de desarrollo como de la estabilidad y una disminución del

aflojamiento, esto último nos señala que la harina con NaCl presenta una mejor

tolerancia al amasado. Dado que no se encontraron diferencias significativas entre los

valores de gluten húmedo y seco de los controles, las diferencias de comportamiento

farinográfico halladas indican una diferencia de calidad de la red y de las uniones entre

las cadenas polipeptídicas. El NaCl conduce a la obtención de una red más fuerte.

Resultados concordantes por la utilización de NaCl en las propiedades reológicas de la

masa fueron hallados por otros autores. Galal y col. (1978) estudiaron el efecto de

ácidos orgánicos y NaCl, y a pesar de haber hallado que al agregarlos por separado

inducían comportamientos opuestos (la presencia de ácidos debilitaba la red y la de

NaCl la reforzaba) al emplearlos juntos, el NaCl pudo revertir la acción de los ácidos

obteniéndose masas más resistentes. El NaCl apantallaría la carga neta positiva que

las proteínas del gluten presentan a pH ácido, disminuyendo de este modo la repulsión

electrostática y permitiendo la interacción intermolecular. Wherle y col. (1997) hallaron

resultados equivalentes, masas más estables y con menor aflojamiento por la

presencia de NaCl, aun en presencia de ácido láctico y ácido acético.

Kinsella y Hale (1984) estudiaron el efecto de aniones de diferente carácter caotrópico

sobre la masa y postularon que ante la presencia de F- y Cl-, se promueven


124

Figura 4.3. Parámetros farinográficos: tiempo de desarrollo farinográfico, estabilidad y

aflojamiento de las masas sin y con NaCl. Dentro de cada grupo de barras, letras

diferentes indican diferencias significativas respecto al control y entre los diferentes

niveles empleados (p<0,05)

0,0

2,04,0

6,0

8,0

10,012,0

14,0

16,0

PBM PAM PBM PAM

Sin sal Con sal

Tiem

po d

e de

sarr

ollo

(min

)

a aa a a a

aab abc

abc bc ca

aa

a a a abab

a

c

cc

0

20

40

60

80

100

120

PBM PAM PBM PAM

Sin sal Con sal

Aflo

jam

ient

o (U

F)

Control 0,25% 0,50% 1% 1,50% 2%

a a a

abbc

c

ab

a

ab

bc

c c

a aa a

c

b

aa a

a

a a

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

30,0

35,0

PBM PAM PBM PAM

Sin sal Con sal

Esta

bilid

ad fa

rinog

ráfic

a ( m

in)

ab abb aba

ab a a a

a a

c bc c b

a a

b aba a a a

sin NaCl

sin NaCl

sin NaCl

con NaCl

con NaCl

con NaCl

ab


125

interacciones hidrofóbicas entre las proteínas del gluten, permaneciendo más

agregadas y resistentes a la hidratación por lo que se necesitan mayores tiempos de

amasado. Sin embargo, la red resultante es mucho más estable en presencia de NaCl.

En el mismo sentido, a través de estudios electroforéticos y de FT-IR, Ukai y col.

(2008) encontraron que el NaCl promueve el reforzamiento de la masa a través de

cambios estructurales (disminución de estructura giro y aumento de hoja plegada )

y mayor entrecruzamiento. Preston (1989) estudió el efecto de sales de sodio con

aniones de la serie liotrópica (Cl-, Br-, ClO4-, I-, SCN-) sobre los parámetros

farinográficos, alevográficos y extensográficos. A bajas concentraciones salinas (0,05-

0,1 M) observó un reforzamiento de la red independientemente del tipo de anión, lo

cual se debería a que las sales apantallarían las cargas de los aminoácidos

permitiendo un aumento de las interacciones proteína-proteína, mientras que a

concentraciones salinas mayores (0,5-1,0 M) sólo los iones no caotrópicos como el Cl-,

que inducen las interacciones hidrofóbicas, reforzaron la red, observándose además

un aumento de la extensibilidad de la masa.

Con respecto a las muestras con pectinas y NaCl, en general, presentaron mayor

tiempo de desarrollo y estabilidad y menor aflojamiento que las respectivas sin NaCl.

El tiempo de desarrollo no fue modificado respecto al control por PBM ni en ausencia

ni en presencia de NaCl mientras que PAM sólo lo hizo en los mayores niveles y en

presencia de NaCl. En las masas sin NaCl, PBM no afectó significativamente la

estabilidad (respecto al control) en ninguno de los niveles ensayados mientras que el

agregado de PAM disminuyó la estabilidad aunque no se hallaron diferencias

significativas entre los niveles empleados. En cambio, en las masas con NaCl, se

observó una disminución de la estabilidad al agregar pectinas en niveles crecientes;

esta disminución fue más pronunciada con la utilización de PAM, llegando hasta un

25% de disminución respecto al control. El aflojamiento varía en sentido inverso a la

estabilidad; en las mezclas sin NaCl se ve un aumento significativo del aflojamiento

respecto al control con los mayores niveles de ambas pectinas (1,5 y 2 %) y en las

masas con NaCl este efecto sólo fue significativo con el agregado de PAM en los

mayores niveles (1,5 y 2 %). En general se ven efectos adversos sobre la masa más

pronunciados con PAM (en los mayores niveles) y en presencia de NaCl.

La disminución de la estabilidad estaría sugiriendo que las interacciones que se

establecen entre las pectinas y las proteínas de la red afectarían negativamente la

calidad de la matriz de gluten. Respecto al carácter de estas interacciones, en

ausencia de NaCl podrían primar las fuerzas de carácter electrostático mientras que

en presencia de NaCl se vería promovida la interacción proteínas-pectina a través de


126

uniones de tipo hidrofóbico, favorecidas además por el apantallamiento de las cargas

de los grupos carboxilo no metilados ni amidados; efecto que ya fue descripto para la

interacción proteína-proteína (Kinsella y col., 1984; Preston, 1989; Melnik y col., 2011).

Por otro lado, si bien ambas pectinas afectan la estabilidad, el hecho de que PAM lo

haga en mayor grado en presencia de NaCl evidenciaría el carácter hidrofóbico de la

interacción, ya que las características estructurales de PAM mencionadas (mayor

grado de esterificación que PBM) se asocian con una mayor hidrofobicidad.

Siendo similares los pesos moleculares, otra característica estructural que podría

contribuir a los diferentes efectos producidos por las pectinas es la distribución de los

grupos carboxilo no sustituidos a lo largo de la cadena (Voragen y col., 2009). En las

pectinas de bajo metoxilo los grupos carboxilo se encuentran agrupados en zonas con

al menos 10 grupos contiguos; esta característica estructural es lo que les otorga la

propiedad de gelificar a través de puentes salinos (modelo tipo “caja de huevo”) (Daas

y col., 2001).

4.1.4.2. Ensayos dinámicos oscilatorios

Se determinó el rango de viscoelasticidad lineal a una frecuencia de 1 Hz para las

masas sin y con NaCl con el objeto de fijar las condiciones para la obtención de los

espectros mecánicos. Los ensayos dinámicos fueron realizados con masas

preparadas con los valores de absorción y tiempo de desarrollo farinográficos.

El rango de viscoelasticidad lineal queda definido por los valores de esfuerzo ( ) en los

cuales los módulos elástico (G´) y viscoso (G´´) permanecen constantes lo cual indica

que no ocurrió un colapso de la estructura de la muestra. En la Figura 4.4 se muestran

las curvas obtenidas al realizar un barrido de esfuerzo para las masas control, con

PBM y con PAM al 2%, con NaCl. En las masas sin NaCl el límite superior del rango

de viscoelasticidad lineal ( lim) se encontró aproximadamente en 10 Pa, no habiéndose

hallado variaciones debido a la presencia de las pectinas (datos no mostrados). Para

el control con NaCl el lim fue mayor que en ausencia de NaCl (15 Pa) lo que muestra

su efecto reforzador sobre la red de gluten. Para las masas con NaCl y pectinas se

obtuvieron valores menores al control, entre 8,5-10 Pa. En base a estos resultados se

eligió un esfuerzo de 5 Pa para realizar los barridos de frecuencia.

En la Figura 4.5 se muestra el comportamiento de los módulos elástico y viscoso en

función de la frecuencia para las masas sin y con NaCl utilizando el mayor nivel de

pectina. Puede observarse que en todo el rango de frecuencia estudiado el módulo


127

elástico presentó valores superiores que los del módulo viscoso, característica del

comportamiento de un sólido viscoelástico.

Figura 4.4. Barridos de esfuerzo a frecuencia constante (1 Hz) para las masas control,

con PBM y PAM 2%, con NaCl.

Figura.4.5. Espectro mecánicos para las masas control y con pectinas A) sin NaCl, B)

con NaCl.

1 10 1002000

4000

6000

8000

10000

12000

14000160001800020000

G´(P

a), G

´´(Pa

)

(Pa)GĆontrol G´´ Control G´PBM G´´PBM G´PAM G´´PAM

1 10 1001000

10000

G´(P

a), G

´´ (P

a)

Frecuencia(Pa)0,01 0,1 1 10 100

1000

10000

G´(P

a), G

´´(Pa

)

Frecuencia (Pa)

A B

GControl GĆontrol GPBM G´PBM GPAM G´PAM( )

,Frecuencia (Hz)

,Frecuencia (Hz)

GĆontrol G´Ćontrol G´PBM G´´PBM G´PAM G´´PAM


128

En la Figura 4.6 se muestran los valores de los módulos G´, G´´, la tangente del

ángulo de desfasaje (tan( )) y la viscosidad compleja ( *) para las masas sin y con

NaCl correspondientes a una frecuencia de 1 Hz. Comparando los controles sin y con

NaCl se observó que las masas con NaCl tenían mayores valores de G’, G’’ y * y

menor valor de tan( ) indicando que se trata de masas más consistentes y con una

mayor contribución elástica que las masas sin NaCl. Esos resultados concuerdan con

el reforzamiento que el agregado de NaCl produciría sobre la red proteica y que fue

discutido previamente. Larsson (2002) encontró también un aumento en G´ al

incrementar el contenido de NaCl pero otros autores (Lynch y col., 2009) han

encontrado el efecto inverso. Esta es una cuestión controversial que los propios

autores atribuyen a otros factores que difieren de un trabajo a otro como son la harina

utilizada, la formulación empleada y las condiciones de amasado (Wherle y col., 1997;

Larsson, 2002; Salvador y col., 2006; Lynch y col., 2009).

Las masas con PAM y NaCl exhibieron valores significativamente menores de ambos

módulos (G’, G’’) y de * y valores significativamente mayores de la tan( )

(comportamiento más viscoso y menos elástico) comparadas con el control. No se

encontraron diferencias significativas entre los distintos niveles de PAM utilizados. En

las masas sin NaCl con PAM al 2% no se observaron diferencias significativas

respecto al control, mientras que al 1% se observó una disminución significativa en G’,

G’’ y * y un aumento en tan( ).

Las masas obtenidas con el agregado de PBM independientemente de la presencia o

no de NaCl, no presentaron diferencias significativas respecto a sus correspondientes

controles ni tampoco diferencias entre los niveles. Si bien no se observa efecto en

todos los casos, el hecho de que el agregado de PAM produzca una masa más

viscosa en presencia de NaCl está de acuerdo con la menor estabilidad farinográfica

encontrada para este sistema (Fig. 4.3) que indica una red más débil. En ausencia de

NaCl este efecto de debilitamiento de la masa con PAM también se pudo observar

aunque no llegó a ser significativo en ambos niveles.


129

Figura 4.6. Parámetros dinámicos de las masas: módulos elástico, viscoso, tangente

del ángulo de desfasaje, viscosidad compleja, a 1Hz. Dentro de cada grupo (sin o con

NaCl) letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).

0

5000

10000

15000

20000

25000G

´ (Pa

) b bab b

a

b

b

a a

ab

sin NaCl con NaCl

01000200030004000500060007000

G´´

(Pa)

b baab

abab

bab

a a

sin NaCl con NaCl

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

tan

ba ab abab

ab b ba a

sin NaCl con NaCl

0500

1000150020002500300035004000

Sin sal Con sal

(Pa)

Control PBM 1% PBM 2% PAM 1% PAM 2%

a a

ab bb

aabb b

b

* (P

a.s)

con NaCl sin NaCl


130

4.1.4.3. Análisis de perfil de textura de las masas

En la Figura 4.7 se muestra un perfil de textura típico de masa, el cálculo de los

parámetros texturales: dureza, cohesividad, consistencia, resiliencia, elasticidad y

adhesividad, se realizó tal como se describe en el Capítulo II (ítem 2.2.4.2.2.).

Figura 4.7. Perfil de textura de masa. Se señalan las áreas y distancias utilizadas para

el cálculo de los parámetros texturales los códigos son los mismos que los detallados

en el ítem 2.2.4.2.2.

En las Figuras 4.8 y 4.9 se muestran los resultados obtenidos en el análisis de perfil de

textura para las masas sin y con NaCl, obtenidas con los valores de absorción y

tiempo de desarrollo farinográficos, de igual modo que para los ensayos dinámicos.

De la comparación de la dureza y la consistencia de los controles con y sin NaCl,

surge que se obtienen masas más blandas en ausencia de NaCl.

Al agregar pectinas, la dureza y la consistencia disminuyeron en comparación con los

controles respectivos pero el efecto fue más pronunciado en presencia de NaCl. No

hay una tendencia clara respecto al efecto del nivel de pectina: en presencia de NaCl

0 10 20 30 40 50 60-1,5

-1,0

-0,5

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

Área 2

L4

Área 5Área 4

Área 3

Fuer

za (N

)

Tiempo (s)

Área 1

Dureza

L1

L2

L3


131

PAM tuvo el mismo efecto en ambos niveles pero PBM disminuyó menos la dureza en

el nivel más alto. En ausencia de NaCl se observa un mantenimiento o disminución de

la dureza al aumentar el nivel de hidrocoloide.

La cohesividad es un parámetro textural que se vincula con la integración de los

componentes de una muestra cuando ésta es sometida a una deformación. En este

caso, el efecto de las pectinas fue diferente dependiendo de la presencia o ausencia

de NaCl. Ambas pectinas en el mayor nivel disminuyeron drásticamente la cohesividad

de las muestras sin NaCl mientras que no la modificaron respecto al control al

emplearlas al 1 %, lo que indica un efecto negativo sobre la integración de los

componentes. En las masas con NaCl, se observa un pequeño incremento de la

cohesividad con el mayor nivel de hidrocoloide, lo cual nos estaría indicando que se

obtiene un efecto positivo sobre este atributo.

Elasticidad y resiliencia están relacionadas con la recuperación de la muestra después

de una deformación. La elasticidad refleja la recuperación después de un período de

reposo entre ciclos y es afectada por las características viscosas de la muestra que

son las que originan el retardo en la recuperación de la altura original. En cambio la

resiliencia describe la recuperación inmediata o instantánea en el primer ciclo, no

interviniendo en este caso la viscosidad por lo que se puede evaluar así la

componente elástica de la muestra (Fiszman y col., 1998). En todos los casos, se

observó una tendencia a disminuir la elasticidad de las masas por la utilización de las

pectinas. En las masas sin NaCl no se observaron diferencias significativas debidas al

tipo de pectina ni al nivel utilizado, mientras que en las masas con NaCl la disminución

de la elasticidad fue menos marcada con el empleo de las pectinas al 2%. La

resiliencia de las masas sin NaCl tendió a aumentar y en las masas con NaCl

disminuyó, no habiendo marcadas diferencias entre niveles y tipo de pectina

empleados.

En cuanto a la adhesividad, en ausencia y presencia de NaCl, se observa una

disminución de la misma debido a la presencia de las pectinas y diferencias de

acuerdo al nivel en que se la utiliza (disminución con el aumento del nivel de

hidrocoloide en ausencia de NaCl y menor influencia del nivel de hidrocoloide en

presencia de NaCl).

Observando las tendencias generales se puede concluir que las pectinas conducen a

a masas más blandas, menos elásticas, menos adhesivas y en algunos casos menos

cohesivas lo que indicaría una marcada interacción con la red de gluten que

dependerá tanto de la presencia de NaCl como del tipo y nivel de pectina.


132

Figura 4.8. Parámetros texturales de las masas: dureza, consistencia, cohesividad.

Dentro de cada grupo (sin o con NaCl) letras diferentes indican diferencias

significativas (p<0,05).

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

Sin sal Con sal

Dur

eza

(N)

aabb

c

d

abcc

ab

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

Sin sal Con sal

Con

sist

enci

a ( N

.s)

aabcc

b aaa

ab

c

0,600,620,640,660,680,700,720,740,76

Sin sal Con sal

Coh

esiv

idad


b b b

a a

a aabbc c

sin NaCl con NaCl

sin NaCl con NaCl

sin NaCl con NaCl


133

Figura 4.9. Parámetros texturales de las masas sin y con NaCl: resiliencia, elasticidad

y adhesividad. Para un tipo de pectina letras diferentes indican diferencias

significativas entre sus niveles o con respecto al control (p>0,05).

0,01,02,03,04,05,06,07,08,09,0

Sin sal Con sal

- A

dhes

ivid

ad (

N*s

)


c cb

b

a

cd

b ab a

0,000,010,020,030,040,050,060,070,080,090,10

Sin sal Con sal

Res

ilienc

iac

b aba aabc c

d

0,780,800,820,840,860,880,900,920,94

Sin sal Con sal

Ela

stic

idad

b aa

a

a

dc

baba

sin NaCl con NaCl

sin NaCl con NaCl

sin NaCl con NaCl


134

4.1.4.3. Punción

En la Figura 4.10 se muestra a modo de ejemplo el tipo de curva obtenida en los

ensayos de punción de la masa, en la que pueden distinguirse diferentes regiones. Al

comenzar el ensayo ocurre un aumento rápido de la fuerza debido a la deformación de

la masa por la sonda, cuando la sonda penetra la masa ocurre una rotura irreversible

de la misma que se evidencia por un cambio de pendiente. La siguiente zona de la

curva registra la magnitud de la fuerza necesaria para que la sonda continúe

penetrando en la matriz; en el caso de la masa, la fuerza continua aumentando luego

de la penetración. En esta zona se determinó la firmeza de la masa como la máxima

fuerza registrada durante la penetración. Luego de este punto, la sonda se retira de la

masa produciéndose una disminución de la fuerza y evidenciándose la adhesividad de

la masa.

Figura 4.10. Ensayo de punción de la masa

En la Tabla 4.3 se muestran los valores de fuerza de penetración de las masas sin y

con NaCl. La presencia de NaCl en la masa control llevó a la obtención de mayores

valores para la fuerza de penetración, lo que se relaciona con una mayor firmeza y

cohesión del producto. Este comportamiento presentado por los controles es similar al

obtenido para la dureza de la masa en el TPA. La presencia de ambas pectinas dio

lugar a masas con menor firmeza. La disminución de la fuerza de penetración fue más

marcada respecto al control en presencia de NaCl (Tabla 4.3).

0 2 4 6 8 10 12 14

-0,15

-0,10

-0,05

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

Fuer

za (N

)

Tiempo (s)

Firmeza

penetración

firmeza


135

Tabla 4.3. Fuerza de penetración (N) en el ensayo de punción

Fuerza de penetración (N) Muestra


Control 0,26 0,03 b 0,33 0,03 c

PBM 1 % 0,23 0,03 a 0,20 0,02 a

PBM 2 % 0,23 0,04 a 0,25 0,03 b

PAM 1 % 0,22 0,02 a 0,22 0,02 a

PAM 2 % 0,23 0,02 a 0,21 0,03 a

media ± DE. Letras diferentes indican diferencias

significativas dentro de una misma columna

(p<0,05).

4.1.4.4. Ensayos de relajación

Después de ser sometida a una deformación, los segmentos de cadena poliméricos de

las macromoléculas presentes en la masa se reacomodan y toman la posición

energéticamente más favorable que es la de menor energía libre, liberándose así los

esfuerzos internos del material.

Peleg y Normand (1983) observaron dos limitaciones importantes de los ensayos de

estrés-relajación en alimentos: 1) cuando son sometidos a grandes deformaciones

generalmente exhiben un comportamiento viscoelástico no lineal por lo que las

constantes de las ecuaciones que describen la relajación dependen tanto de la

deformación como de la historia previa de la muestra; 2) la mayoría de los alimentos

son inestables o biológicamente activos por lo que se dificulta la determinación de

parámetros de equilibrio.

En los ensayos de relajación realizados se registró la fuerza en función del tiempo,

obteniéndose curvas como la mostrada en la Figura 4.11.


136

Figura 4.11. Curva típica de relajación de masa

Los datos se ajustaron con un ecuación exponencial de segundo grado (Ec. 4.1). Esta

ecuación correspondería a dos elementos de Maxwell en paralelo y un resorte también

en paralelo (ítem 2.2.4.2.4- Capítulo II).

e2

21

1texpAtexpA Ec.4.1

donde es el esfuerzo (fuerza / área), e es el esfuerzo de equilibrio, 1 y 2 son los

tiempos de relajación y A1 y A2 son factores preexponenciales.

Al ser la masa un sistema complejo con biopolímeros de diferente naturaleza es

esperable encontrar distintos tiempos de relajación. En este caso, las masas

mostraron una distribución bimodal de tiempos de relajación, resultado que está en

acuerdo con el comportamiento observado por otros autores (Bohlin y Carlson., 1980;

Rao y col., 2001). La obtención de distintos tiempos de relajación refleja la existencia

de una distribución de pesos moleculares en el gluten. Un mayor tiempo de relajación

( ) se relaciona con un decaimiento del esfuerzo más lento en función del tiempo, o

sea, una relajación más lenta (Steffe, 1996). Los menores tiempos de relajación

obtenidos en la masa se vinculan con polímeros pequeños (relajan rápido) mientras

que tiempos de relajación mayores se asocian con polímeros de alto peso molecular

por lo que en la masa se encuentran directamente relacionados con la fracción

insoluble de HMW-gluteninas (Li y col., 2003; Dobraszczyk y Morgenstern, 2003).

0 200 400 600 800 1000 12000,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Fuer

za(N

)

Tiempo (seg)


137

A partir del ajuste de la Ec. 4.1 se obtuvieron el esfuerzo de equilibrio, e y los tiempos

de relajación, 1 y 2 para las masas sin y con NaCl y pectinas, los que se muestran en

la Tabla 4.4. Al comparar los controles entre sí, se observó que la presencia de NaCl llevó a un

marcado aumento de 1 en relación al control sin NaCl (293 min y 233 min

respectivamente) o sea un comportamiento más tendiente al de un sólido (Steffe,

1996).

El efecto de las pectinas varió de acuerdo a la presencia o no de NaCl. En las masas

sin NaCl se obtuvieron, con ambas pectinas, tiempos de relajación significativamente

mayores que para el control; el esfuerzo de equilibrio no varió significativamente en

este caso. Este relajamiento más lento está relacionado probablemente a la asociación

proteína- hidrocoloide que genera matrices que tardan más en llegar a un estado de

equilibrio. En las masas con NaCl sólo se observaron disminuciones significativas

respecto al control en el caso de PAM (1 y 2 %) y no con PBM. Eso significaría que el

agregado de PAM incrementó la contribución viscosa en el sistema, lo cual también se

vio reflejado en los menores valores de esfuerzo de equilibrio. PBM no alteró el tiempo

de relajación pero sí los valores de esfuerzo de equilibrio. Este comportamiento de

PAM en las matrices concuerda con el aumento de tan( ) en los ensayos dinámicos, la

que refleja la contribución relativa de las respuesta elástica y viscosa en un sistema.

Tabla 4.4. Tiempos de relajación ( 1, 2) para las masas sin y con NaCl. Sin NaCl Con NaCl

Muestra e (N/m2) 1 (s) 2 (s) e (N/m2) 1 (s) 2 (s)

Control 25,8 3,0 a 233 7,0 a 6,3 0,3 a 55,5 8,3 c 293 7 b 7,9 0,3 a

PBM 1% 27,4 8,0 a 275 11 b 7,2 0,1 b 23,5 2,9 ab 289 18 ab 8,2 0,7 a

PBM 2% 25,6 11,3a 290 17 b 7,8 0,6 b 40,0 6,5 bc 296 9 b 7,8 0,6 a

PAM 1% 19,5 3,9 a 274 16 b 7,4 0,2 b 15,8 3,2 a 269 12 a 7,6 0,9 a

PAM 2% 25,8 9,6 a 289 13 b 7,2 0,6 b 23,2 8,5 a 275 11 a 7,5 0,3 a

media ± DE. Letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) dentro de una

misma columna.


138

4.1.3.4. Análisis de componentes principales de los principales parámetros reológicos de la masa El análisis por componentes principales (ACP) permite simplificar el estudio cuando se

tiene un gran número de variables, ya que se realiza una combinación de las mismas y

de este modo se obtiene un menor número de parámetros, facilitando el análisis e

interpretación de los resultados. Asimismo, el agrupamiento de variables permite

determinar cuáles de ellas están relacionadas entre sí al quedar asociadas a un mismo

factor.

Para poder determinar tendencias generales, se seleccionaron algunos parámetros

reométricos y texturales de las masas con pectinas al 1,0 % y 2,0 % para ser

analizados por este método. Para la selección se tomó como criterio que los

parámetros permitieran distinguir el comportamiento de las distintas muestras por lo

que, por ejemplo los módulos dinámicos G’ y G’’ no fueron incorporados pero si la

relación entre ellos que está dada por la tangente del ángulo de desfasaje (tan( )). La

elasticidad y el tiempo de relajación ( 1) fueron en principio incluidos pero no quedaron

agrupados junto con las otras variables obligando a considerar nuevos factores. Por

una cuestión de simplificación se optó por las variables de dureza, consistencia,

adhesividad, resiliencia y cohesividad (TPA) y tangente del ángulo de desfasaje

(ensayos dinámicos) que pudieron ser agrupadas en dos componentes explicando la

mayor parte (94,1%) de la varianza observada. El componente 1 (CP1) explicó el

61,1% de la varianza mientras que el componente 2 (CP2) el 33,0%.

Las cargas de ambos componentes y la comunalidad se muestran en la Tabla 4.5. La

carga indica la correlación que existe entre la variable original y el componente,

mientras que la comunalidad expresa la proporción de varianza de la variable extraída

o explicada con m componentes. Si m es igual al número total de variables la

comunalidad será igual a 1.

El CP1 quedó integrado principalmente por la dureza, la consistencia, la adhesividad

(con correlación positiva) y la tan( ) (con correlación negativa) mientras que el CP2,

fundamentalmente por la cohesividad (con correlación positiva) y la resiliencia (con

correlación negativa). La correlación negativa nos esta indicando que una masa más

cohesiva presenta menor capacidad de recuperación luego de ser sometida a una

deformación.


139

Tabla 4.5. Cargas de los componentes y comunalidades

Variable CP1 CP2 Comunalidad

Dureza 0,988 -0,093 0,985

Cohesividad 0,186 0,941 0,919

Resiliencia 0,260 -0,925 0,923

Adhesividad 0,873 0,460 0,973

Consistencia 0,984 -0,140 0,988

Tan -0,925 0,030 0,857

Varianza 3,6638 1,9808 5,6446

% Varianza 0,611 0,330 0,941

En la Figura 4.12 se muestra el gráfico de doble proyección donde se observa la

puntuación para las variables texturales y reométricas analizadas en función de ambos

componentes y la carga de cada variable. El control con NaCl muestra un

comportamiento marcadamente diferente al del control sin NaCl y al de las muestras

con hidrocoloides, lo que se evidencia al haber quedado aislado en el cuadrante

inferior derecho. Esta zona del gráfico corresponde a masas de mayor dureza,

consistencia y menor carácter viscoso. El control sin NaCl, además de presentar un

comportamiento más viscoso, presentó un mayor valor de CP2 por lo que presenta

mayor cohesividad, adhesividad y menor resiliencia que el control con NaCl.

Como tendencias generales, se observa que todas las masas con NaCl y pectinas son

más blandas y cohesivas que el control. Las muestras sin NaCl presentan una mayor

variabilidad aunque todas son menos duras y consistentes que el control y la mayoría

menos cohesivas y más resilientes.

Resulta interesante que para PBM con NaCl el aumento de nivel de pectina implicó un

endurecimiento de la muestra pero sin cambios en la cohesividad/resiliencia. En

cambio, PBM sin NaCl mostró la tendencia opuesta, la muestra fue más blanda y

menos cohesiva al incrementar el nivel de hidrocoloide. La masa con PAM y sin NaCl

perdió drásticamente su cohesividad al pasar de 1 a 2 % de hidrocoloide pero no se

modificó sustancialmente su dureza. El aumento de nivel de PAM en presencia de

NaCl prácticamente no alteró las características de la masa.

Se podría decir en general que la presencia de NaCl ayudó a conservar la cohesividad

en las muestras con pectina, y que la dureza de la masa se afectó por el tipo y nivel de


140

pectina utilizado. En ausencia de NaCl las variaciones texturales fueron mayores

incidiendo en mayor grado el tipo y concentración de hidrocoloide.

Figura 4.12. Análisis por componentes principales (rotación Varimax) de los

parámetros dinámicos (tangente del ángulo de desfasaje) y texturales( adhesividad,

dureza, resiliencia, consistencia y cohesividad) de las masas sin y con NaCl.

Círculos rojos: masas sin NaCl, círculos negros: masas con NaCl. Los números

indican la concentración de hidrocoloide empleada (% p/p base harina).

2,52,0 1,50,50,0 -0,5 -1,0

1,0

0,5

0,0

-0,5

-1,0

-1,5

-2,0

-2,5

PAM 2%

PAM 1% PBM 2%

PBM 1%

Control

PAM 2%

PAM 1%

PBM 2%

PBM 1%

Control

CP2

(33,

0 %

)

CP1 (61,1%)

DurezaConsistencia

Adhesividad

Resiliencia

Cohesividad

tan


141

4.2. Panificación

4.2.1. Curvas de fermentación

Se obtuvieron las curvas de fermentación con todos niveles de pectinas entre 0% y 2%

en masas con NaCl, con el fin de estudiar si se encontraban variaciones en el

comportamiento de las masas durante la fermentación debido a la concentración de

pectina utilizada. Además, las curvas permitieron la obtención del tiempo de

fermentación óptimo como se verá más adelante. En la Figura 4.13 se muestran, a

modo de ejemplo, los datos experimentales que describen el aumento del volumen en

función del tiempo para la masa control y las masas con 2 % de PBM y PAM.

Figura 4.13. Curvas típicas de fermentación de la masa control y de las masas con

pectinas al 2%.

Los datos se modelaron con una ecuación sigmoidea (Ec. 4.2), la cual se seleccionó

empíricamente, en base al ajuste logrado, entre otras ecuaciones.

c

fff ))t*exp(-b-(1*aV Ec. 4.2

donde V es el incremento del volumen, tf es el tiempo (min) y af, bf y cf son

constantes.

0 50 100 150 200 250 300 350 4000

20

40

60

80

100

120

140

160

V(cm

3 )

Tiempo (min)Control PBM 2% PAM 2%


142

El parámetro af corresponde al máximo volumen alcanzado ( V)max por la masa

durante la fermentación. El tiempo de fermentación óptimo se estableció como el

tiempo requerido para alcanzar tres cuartos del volumen máximo y se obtuvo a partir

de la ecuación específica para cada masa. Es necesario no haber alcanzado el

volumen máximo antes de introducir las piezas en el horno para así evitar el colapso

de la masa durante la cocción.

Los parámetros obtenidos al realizar las regresiones de las curvas de fermentación, el

coeficiente de determinación de cada curva y el tiempo de fermentación calculado para

cada masa se muestran en la Tabla 4.5. Como puede observarse la correlación

lograda en todos los casos fue muy buena, ya que los valores de r2 se encontraron

entre 0,9983 y 0,9996.

Tabla 4.5. Parámetros a, b y c de las curvas de fermentación, coeficiente de

determinación (r2) y tiempo de fermentación (tf) de las masas.

Muestra af (cm3) bf (min) cf R2 tf (min)

Control 134,3 ± 1,3 0,0230 ±0,0016 1,57 ± 0,13 0,9992 78

PBM 0,25 % 140,6 ± 0,9 0,0266 ± 0,0017 1,34 ± 0,11 0,9993 62

PBM 0,5 % 132,1 ± 1,3 0,0296 ± 0,0027 1,42 ± 0,17 0,9987 57

PBM 1,0 % 124,9 ± 0,8 0,0314 ± 0,0024 1,5018±0,16 0,9990 56

PBM 1,5 % 126,5 ± 0,7 0,0347 ± 0,0021 1,5976±0,14 0,9994 52

PBM 2,0 % 119,0 ± 0,8 0.0304 ± 0,0021 1,6172±0,16 0,9991 60

PAM 0,25% 135,8 ± 1,2 0,0260 ± 0.0025 1,33 ±0,16 0,9983 63

PAM 0,5 % 138,0 ± 1,0 0,0256 ± 0,0017 1,3511±0,11 0,9992 65

PAM 1,0 % 142,9 ± 0,8 0,0274 ± 0,0013 1,9177±0,13 0,9995 72

PAM 1,5 % 145,6 ± 0,8 0,00258 ±0,0011 1,83 ± 0,11 0,9996 75

PAM 2,0 % 143,5 ± 1,3 0,0244 ± 0,0020 1,50 ± 0,16 0,9987 72

media ± DE.

Los mayores incrementos del volumen fueron obtenidos por las masas que se

prepararon con la pectina de alto metoxilo. Al utilizar la pectina de bajo metoxilo en

concentraciones entre 1 y 2%, los volúmenes finales fueron menores que los


143

obtenidos por la masa control. Al incrementar el nivel de PAM se observa una

tendencia a aumentar del volumen mientras que el efecto contrario se observa con

PBM. Las masas con PAM alcanzaron mayores volúmenes que las masas con PBM,

pero necesitaron mayores tiempos de fermentación. Esto se corresponde con el hecho

de que las masas con PAM 2 % y NaCl fueron más blandas que las masas con PBM 2

% y NaCl (Figura 4.8).

Se calcularon las velocidades iniciales de fermentación, para lo cual se tomaron las

mediciones realizadas dentro de la primera hora del ensayo ya que durante este

período se observó una relación lineal entre el incremento del volumen y el tiempo de

medida. En general, los valores fueron más altos con pectinas (1,6-2,0 cm3/min) que

para el control (1,5 cm3/min). Esto podría estar vinculado con la existencia de sustrato

extra para la levadura debido a los azúcares que acompañan a las pectinas. Por otro

lado, no se observaron diferencias en las velocidades iniciales entre las masas con

PAM y PBM.

4.2.2. Evaluación de la calidad de los panes

4.2.2.1. Volumen específico

Entre los parámetros que determinan la calidad del pan se encuentra el volumen

específico, que depende de la capacidad del gluten para retener el gas producido

durante la fermentación lo cual se encuentra determinado por el adecuado desarrollo

de la red de gluten durante el amasado. El volumen específico de los panes se

muestra en la Figura 4.14. Los panes con PBM al 1 % y 2% presentaron volúmenes

específicos de 3,8 y 3,3 cm3/g, respectivamente y no presentaron diferencias

significativas respecto al control (3,3 cm3/g). Sin embargo, cuando se utilizó PAM el

volumen específico de los panes se incrementó significativamente alcanzándose

valores de 4,0 y 4,2 cm3/g para 1 % y 2 % respectivamente, lo cual indica una buena

performance para ambos niveles de PAM. Este mayor volumen específico obtenido

con PAM no se puede inferir a partir de los datos farinográficos ya que se observó una

disminución de la estabilidad al aumentar el nivel de pectina.

Las masas con PAM resultaron más blandas, según el ensayo de TPA, datos

coincidentes con los mayores valores de tan( ) y los menores valores de 1 de los

ensayos de relajación. Mayores valores de tan ( ) revelan una mayor contribución de

la componente viscosa en la masa respecto a la elástica; una mayor viscosidad o

extensibilidad de la masa influye favorablemente sobre el volumen de pan. Una masa


144

más extensible se expande mejor, lo que se evidencia también en los mayores

volúmenes alcanzados en la fermentación.

Figura 4.14. Volumen específico de los panes (cm3/g) sin y con pectinas. Letras

diferentes indican diferencias significativas ( p<0,05).

4.2.2.2. Color de la corteza

La medición del color de la corteza es un parámetro de calidad útil para evaluar

cambios de formulación y del proceso de elaboración en productos panificados (Shittu

y col., 2007). El color junto con la textura y el flavor pueden determinar la elección o no

del producto por parte del consumidor.

La evaluación del color de la corteza (Tabla 4.7) muestra que la utilización de las

pectinas no ocasionó cambios importantes en el color de los panes, ya que en la

mayoría de los casos no se observaron diferencias significativas entre las diferentes

muestras. El parámetro a tomó valores entre 9,8 y 10,8; b entre 34,2 y 35,7 y L entre

59,9 y 62,6. Estos valores corresponden al color tostado característico de la corteza

del pan debido a la reacción de Maillard.

El BI (Browning index) es un parámetro cuyo cálculo engloba a L, a y b y presenta

importancia en los procesos que ocurren reacciones de pardeamiento (no enzimático o

enzimático) ya que se lo relaciona con la pureza del color marrón (Buera y col.,1985).

Control PBM 1% PBM 2% PAM 1% PAM 2%0

1

2

3

4

5

bVo

lum

en e

spec

ífico

(cm

3 /g)

a

a

a

b


145

En el valor del BI se observó una disminución significativa respecto al control al

emplear las pectinas en el mayor nivel lo que podría deberse a un parcial impedimento

de la difusión de los sustratos dada la presencia de los hidrocoloides.

Tabla 4.7. Parámetros de color L, a, b y BI de la corteza de los panes.

muestra L a b BI

Control 59,3±3,3a 11,1±1,6 bcd 35,9±1,1 de 103,0±12,0 b

PBM 1 % 60,1 ± 3,9 a 10,7 ± 1,9 a 35,5 ± 1,9 b 98,9±10,5 ab

PBM 2 % 61,1 ± 3,4 ab 10,4 ± 1,7 a 34,2 ± 1,9 a 91,9±12,2 a

PAM 1 % 61,1 ± 3,5 ab 10,3 ± 1,9 a 35,5 ± 1,1 b 96,1±11,4 b

PAM 2 % 62,6 ± 3,3 b 9,8 ± 1,8 a 35,5 ± 1,4 b 92,5±11,5 a

media ± DE. En una misma columna, letras diferentes indican

diferencias significativas (p<0,05)

Hay que señalar, que aunque en algunos casos se hallaron diferencias significativas

en los parámetros, éstas pequeñas variaciones, detectables con el colorímetro,

podrían tal vez no serlo por el ojo humano. Además, para todos los productos existe

un rango de color en el que la aceptabilidad del producto no se ve modificada, el cual

depende de la variabilidad en la preferencia entre los consumidores, la edad y el

origen étnico, entre otros, (Mac Dougall, 2002) por lo que las diferencias encontradas

en el color de la corteza podrían no afectar la elección del consumidor.

4.2.2.3. Alveolado de la miga

Las características de la miga dependen en gran medida del número de alvéolos y de

su tamaño. En un pan de buena calidad se espera obtener gran cantidad de alvéolos,

de tamaño y distribución uniforme.

En la Tabla 4.9 se muestran las propiedades estructurales de la miga del pan

obtenidas por análisis de imagen de la miga. En general, no se observaron diferencias

significativas en los parámetros determinados entre el control y los panes con

pectinas. Dado que la estabilización de los alvéolos depende primariamente de la

matriz gluten-almidón y en segundo lugar del líquido lamelar que rodea al alvéolo (Gan

y col., 1995), se pensó que la presencia de las pectinas podría ocasionar un aumento

de la viscosidad del líquido de la lamella lo que podría dificultar la expansión de los


146

alvéolos. Sin embargo, esto no ocurrió dado que no se hallaron diferencias

significativas en el tamaño promedio de los alvéolos, así como tampoco en la moda del

área alveolar (el valor más frecuente) que fue en todos los casos de 0,003 cm2.

En la fracción de aire, la cual mide la fracción de área de la sección transversal de los

alvéolos respecto al área total (Zghal y col., 1999) tampoco se observaron diferencias

significativas. El perímetro se relaciona con la regularidad del contorno alveolar:

menores perímetros se asocian a mayor regularidad para una misma área. Por otro

lado, la circularidad es un indicador de la simetría del alvéolo. Ninguno de estos

descriptores se vio modificado por la utilización de las pectinas.

Tabla 4.9. Análisis del alveolado de la miga.

Muestra Área alveolar

promedio (cm2)

% aire Perímetro (cm) Circularidad

Control 0,013 ± 0,003ab 43,4 ± 3,2 a 0,67 ± 0,06 a 0,40 ± 0,04 a

PBM 1% 0,011 ± 0,000a 42,6 ± 3,0 a 0,62 ± 0,02 a 0,42 ± 0,03 a

PBM 2% 0,012 ± 0,001ab 43,1 ± 2,5 a 0,65 ± 0,05 a 0,41 ± 0,03 a

PAM 1% 0,014 ± 0,002b 46,5 ± 5,3 a 0,66 ± 0,05 a 0,43 ± 0,03 a

PAM 2% 0,014 ± 0,001 b 43,2 ± 2,5 a 0,68 ± 0,05 a 0,43 ± 0,04 a

media ± DE. Letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05)

dentro de una misma columna.

Se observa que a pesar de que se detectaron diferencias en el volumen específico, no

se encontraron diferencias significativas en la estructura alveolar que permitan explicar

las mismas. Esto puede deberse a que en general todos los panes presentaron una

miga aireada lo que responde a que se usó una harina normal para los estándares del

molino, de adecuada calidad panadera y por lo que pequeñas diferencias no serían

detectables por esta metodología. Otra causa a tener en cuenta es la posible falta de

uniformidad del alveolado en toda la superficie de la rodaja (por ejemplo, mayor

compactación en la base o periferia) que no se detectó en estos ensayos ya que se

realizaron únicamente con la parte central de la misma


147

4.2.2.4. Humedad de la miga

En la Tabla 4.8 se muestran los valores obtenidos para la humedad de la miga de los

panes en el día de elaboración y luego de un almacenamiento a 20°C durante 1 y 3

días. Se muestra, además, la pérdida porcentual de humedad respecto al día de

elaboración (Ec. 2.41).

Durante el almacenamiento en todos los casos se observó una pérdida gradual de la

humedad de la miga. Los panes control almacenados durante 3 días a 20°C

disminuyeron su humedad hasta un 14,5 % respecto al valor inicial. Aunque para igual

día de almacenamiento no se observaron diferencias significativas entre los panes con

pectinas y el pan control, con el empleo de PAM se obtuvieron menores porcentajes

de pérdida de humedad que para el control al cabo del almacenamiento, lo cual sería

un aporte beneficioso ya que permitiría conservar mejor la textura de la miga.

Tabla 4.8. Humedad de la miga del pan fresco y almacenado

Muestra día 0 día 1 día 3 % pérdida

Control 44,2 0,5 ab 42,4 0,5 a 37,8 0,5 a 14,5

PBM 1% 43,9 0,1 a 42,3 0,2 a 38,4 1,1 a 12,5

PBM 2% 44,9 0,3 b 43,1 1,2 a 38,5 0,8 a 14,3

PAM1% 44,4 0,2 ab 42,0 1,7 a 38,9 1,4 a 12,4

PAM 2% 44,9 0,3 b 43,5 0,7 a 40,0 2,3 a 10,9

media ± DE. Dentro de una misma columna, letras diferentes indican

diferencias significativas (p<0,05).

4.2.2.5. Análisis de perfil de textura de panes frescos y almacenados

En la miga de pan valores bajos de dureza se relacionan con migas blandas lo cual

constituye un atributo deseado en la misma. Por otro lado, al comer pan se espera que

la miga forme un bolo rápidamente en la boca y que sea necesaria la realización de

cierto esfuerzo al masticar. Esto es controlado en parte por la humedad del producto y

en parte por la resistencia que ofrezcan las paredes de los alvéolos de la miga, lo cual

se encuentra relacionado con la integración alcanzada por los componentes de la

misma y por ende con la cohesividad. Por lo tanto, la cohesividad es un atributo

buscado en los productos de panadería pero deben evitarse valores elevados de la


148

masticabilidad lo cual se relaciona con la realización de un gran esfuerzo al masticar.

Así mismo, en un pan fresco se espera tener una miga elástica lo cual implica que

luego se ser sometida a una compresión la misma retorne a su posición original. La

elasticidad de la miga también se relaciona con la resistencia de las paredes

alveolares. La textura de la miga se encuentra relacionada directamente con otras

características del producto como son la humedad, la densidad y la porosidad. En

general, la dureza presentada por un producto panificado será menor a mayores

valores de humedad y volumen del mismo. Además, el tamaño y distribución de los

alvéolos también influyen en la textura de la miga (Cauvain, 2004).

En la Figura 4.15 se observa un perfil de textura típico para miga de pan donde se

destaca la ausencia de adhesividad.

Figura 4.15. Perfil de textura de la miga de pan.

En las Figuras 4.16. y 4.17 se muestran los atributos texturales de la miga de panes

frescos y almacenados durante 1 y 3 días, sin y con pectinas.

Comparando los atributos de los panes frescos (día 0) se observa que la dureza de las

formulaciones con pectinas fue significativamente menor que para el control. La

consistencia siguió la misma tendencia que la dureza. Para una misma pectina no se

encontraron diferencias entre los niveles utilizados.

Las migas con pectinas fueron significativamente más cohesivas que la del control, lo

que sugiere que se favorece la integración de los componentes en la matriz. A pesar

de que se observó una cierta tendencia a valores mayores, no se hallaron diferencias

significativas en la elasticidad con el agregado de hidrocoloide.


149

La resiliencia fue significativamente mayor para las migas de los panes adicionados

con gomas, lo cual indicaría un efecto positivo de éstas al incrementarse la capacidad

de la miga para recuperar en forma instantánea sus dimensiones originales. La

elasticidad solo fue significativamente mayor con PAM en ambos niveles.

La masticabilidad es el parámetro que se obtiene del producto de la elasticidad por la

cohesividad y la dureza; aunque la cohesividad y la elasticidad aumentaron, la

disminución de la dureza fue mayor, por lo que la masticabilidad fue significativamente

menor para los panes con pectinas, en particular en los preparados con PAM. Otros

autores han encontrado un efecto favorable de las pectinas sobre la miga. Ribotta y

col. (2005) al estudiar el efecto de hidrocoloides comerciales (pectinas, -

carragenanos y alginatos) sobre las propiedades reológicas y la calidad del pan

obtenido, hallaron que las masas con PAM presentaban mayor tenacidad y daban

lugar a panes de mayor volumen. Además, demostraron la existencia de complejos

hidrofílicos entre los grupos carboxilo de las pectinas y las proteínas del gluten. Por

otro lado, Gómez y col. (2007b) emplearon PAM en bizcochuelos y obtuvieron un

producto más duro, menos cohesivo y de mayor volumen que sin agregado de goma.

La miga de pan puede considerarse una espuma sólida; en este tipo de estructuras el

módulo de Young (E) es función del módulo de Young de las paredes de los alvéolos

que lo constituyen (Es) y de la densidad relativa de la espuma, definida como la

relación entre la densidad global ( ) y la densidad de la pared alveolar ( s), de

acuerdo a la expresión: E Es / s 2 (Attenborow y col., 1989). Los resultados del

análisis mecánico de la miga también se ven influidos por características geométricas

de la estructura alveolar tales como tamaño, forma, interconexión entre alvéolos,

espesor de la pared (Chen y col, 1994).

Se observa que el hecho de obtener migas más blandas con PAM, en ambos niveles,

está en acuerdo con el mayor volumen específico (y por lo tanto menor densidad

global) obtenido por estos panes. Sin embargo el agregado de PBM no condujo a

diferencias significativas en el volumen específico y sí en la dureza de la miga. No

habiendo diferencias significativas en las características geométricas de los

alvéolos, se podría concluir que hay diferencias importantes en las características de

la pared alveolar (densidad, módulo de Young) que podrían estar determinadas por la

formulación empleada en cada caso.


150

Figura 4.16.Parámetros texturales de la miga de los panes frescos y almacenados:

dureza, consistencia, cohesividad. Para igual día de almacenamiento letras diferentes

indican diferencias significativas (p< 0,05).

0,02,04,06,08,0

10,012,014,016,0

Control PBM 1 % PBM 2 % PAM 1 % PAM 2 %

Dur

eza

(N)

b

b

b

b

b

b

a

a

a

a

aac

b

b

0

50

100

150

200

250

300


Con

sist

enci

a (N

.s)

a

bc

bc

b

a

abb

a

cd

b ba

a

d

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60


Coh

esiv

idad

día 0 día 1 día 3

aa

ab

b

b

bb

b

bab b

bb

b


151

Figura 4.17.Parámetros texturales de la miga de los panes frescos y almacenados:

resiliencia, elasticidad, masticabilidad. Para igual día de almacenamiento letras

diferentes indican diferencias significativas (p< 0,05).

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60


Res

ilienc

ia

b

b

bb

b

ab b

b

c

b

b

b

a

a

a

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20


Ela

stic

idad

cabc

bcabaa a

ab ab b bab ab b ab

0,00,51,01,52,02,53,03,54,04,55,0


Mas

ticab

ilidad

(N)


cb

b

a

a a a

a

a

b

b

bb

bb


152

Dado que la calidad del pan y su vida útil se relacionan con la textura de la miga es de

importancia estudiar como se modifica con el almacenamiento. En particular, el

incremento de la dureza y pérdida de elasticidad son los cambios más característicos

en relación a la textura de la miga que se informan en la literatura. El endurecimiento

de la miga se debe principalmente a dos motivos, la pérdida de humedad y la

retrogradación del almidón (Pateras, 1998).

El envejecimiento del pan se evaluó a través de los cambios observados en los

parámetros texturales a lo largo del período de almacenamiento, así como también,

por la pérdida de humedad durante el mismo (Tabla 4.8). En todos los casos, los

panes almacenados aumentaron su dureza pero después de 3 días de

almacenamiento, los panes con PAM mantuvieron una miga significativamente más

blanda que el control almacenado igual período. Mientras que la resiliencia y la

cohesividad disminuyeron con el tiempo de almacenamiento. Por otro lado, la

masticabilidad aumentó con el tiempo de almacenamiento, aunque en los panes con

PAM este incremento fue menor. Los valores de la masticabilidad para los panes con

PAM luego de tres días de almacenamiento fueron similares a los obtenidos por el pan

control fresco, lo cual indica un efecto positivo contra el envejecimiento del pan por

parte de este hidrocoloide. En las Tablas 4.9 y 4.10 se muestran los cambios

porcentuales para los atributos texturales durante el almacenamiento. Es remarcable

que las variaciones porcentuales son mayores en los sistemas con hidrocoloides que

en el control. Esto podría sugerir una aceleración de los cambios en presencia de los

hidrocoloides.

Tabla 4.9. Variación porcentual de la dureza, consistencia y cohesividad con el

almacenamiento

Incremento de la

dureza (%)*

Incremento de la

consistencia (%)*

Disminución de la

cohesividad(%)* Muestra

día 1 día 3 día 1 día 3 día 1 día 3

Control 29,9 81,5 26,9 90,2 -11,2 -29,0

PBM 1 % 93,4 184,7 80,5 154,5 -12,2 -29,2

PBM 2 % 74,6 166,3 56,9 125,8 -12,3 -26,8

PAM 1 % 113,1 189,2 95,7 157,1 -11,9 -30,1

PAM 2 % 77,7 201,5 55,6 156,9 -12,1 -29,5

(*) los valores se calcularon como diferencias de las medias


153

Tabla 4.10. Variación porcentual de la resiliencia, elasticidad y masticabilidad con

el almacenamiento

Disminución de la

resiliencia (%)*

Disminución de la

elasticidad (%)*

Incremento de la

masticabilidad (%)* Muestra


Control -24,1 -50,5 -1,2 -4,0 14,7 24,7

PBM 1 % -32,4 -57,8 -7,1 -11,8 62,0 75,8

PBM 2 % -32,0 -53,4 -4,3 -10,5 35,2 63,4

PAM 1 % -28,6 -55,9 -10,3 -13,9 64,6 72,0

PAM 2 % -30,5 -56,3 -14,9 -20,4 32,7 70,2

(*) los valores se calcularon como diferencias de las medias

4.2.3. Evaluación sensorial : Ensayo de discriminación

Se realizó un ensayo triángular en el cual se compararon el pan control con el pan

obtenido con agregado de pectina de alto metoxilo al 2%, ambos preparados en el día.

Dicha elección se basó en los resultados obtenidos por PAM en las pruebas de

evaluación de la calidad panadera. Se realizó el ensayo con las condiciones descriptas

en 2.2.8.1. Se obtuvieron en total 60 respuestas, de las cuales 26 fueron correctas. De

la tabla que indica el número de respuestas necesarias para rechazar la hipótesis nula

(Roessler y col.,1948) surge que para rechazarla con un 1% de confianza se necesitan

30 respuestas correctas por lo tanto se concluyé que no se encontraron diferencias

significativas entre los panes control y con agregado de PAM 2% por lo que se

rechaza la hipótesis alternativa con un 99% de confianza. El nivel exacto de

significancia fue del 6,8% por lo tanto si dijera que las muestras son diferentes existiría

una probabilidad del 6,8% de cometer un error.

Aunque la utilización de PAM ocasionó cambios en la textura de la miga, los cuales

fueron cuantificables con el empleo del texturómetro estas modificaciones en la textura

no estarían brindando al producto fresco características fácilmente distinguibles por

evaluadores no entrenados. Dado que luego del almacenamiento, el pan con PAM

mantiene mejor las características iniciales que el pan control es probable que en

estas condiciones la diferenciación entre ambos hubiera sido más sencilla para un

panel no entrenado.


154

4.3. Conclusiones parciales

La utilización de pectinas comerciales de diferente grado de esterificación en

panificación permite obtener resultados satisfactorios, modificando las características

de las masas y la calidad del pan obtenido. A pesar de comercializarse para otros

fines, es posible utilizar las pectinas en su presentación comercial, que incluye otros

hidratos de carbono de bajo peso molecular.

La adición de pectinas en la formulación condujo a cambios en el comportamiento

farinográfico, lo que también dependió de la ausencia o presencia de NaCl. En todos

los casos aumentaron la absorción farinográfica, particularmente la pectina de alto

metoxilo. La estabilidad fue marcadamente afectada, principalmente en presencia de

NaCl y PAM. Según el análisis de perfil de textura, la adición de PAM en ausencia de

NaCl llevó a la obtención de masas más blandas, más cohesivas y menos elásticas

que las obtenidas por la masa control. PBM mostró un comportamiento diferencial de

acuerdo al nivel utilizado, en el menor nivel y con NaCl siguió la tendencia de PAM. En

ausencia de NaCl si bien las masas fueron más blandas que el control, el

comportamiento de ambas pectinas varió más según el nivel utilizado. Los tiempos de

relajación fueron menores para masas con PAM y NaCl respecto al control (masas

más viscosas). A pesar de que los ensayos dinámicos reflejan el comportamiento de la

masa cuando es sometida a pequeñas deformaciones y no hay ruptura estructural, se

obtuvieron resultados concordantes con lo anterior: las masas con PAM y NaCl

presentaron mayores valores de la tangente del ángulo de desfasaje, indicando mayor

viscosidad de las masas.

El volumen específico de los panes fue mejorado significativamente por la utilización

de PAM, además en este caso se obtuvieron migas más blandas, cohesivas y

resilientes con una estructura alveolar similar a la del pan control. En general, ambas

pectinas ejercieron una acción protectora respecto al envejecimiento del pan (medido

a través de cambios en la textura) pero PAM fue más efectiva.

El efecto desigual presentado por PBM y PAM puede atribuirse al tipo de interacciones

que cada una de las pectinas puede establecer con las proteínas del gluten. Aunque

ambas pectinas pueden establecer interacciones iónicas a través de los grupos

carboxílicos, debido a su grado de esterificación (GE=67%) PAM presenta mayor

capacidad que PBM (GE= 43%) para establecer interacciones hidrofóbicas con las

proteínas, un tipo de interacción que se ve favorecida en presencia de NaCl. Estas

interacciones conducirían a matrices proteicas diferentes que explicarían los cambios,

particularmente reológicos, observados en masa y pan.

Resultados y Discusión- Celulosas Modificadas

156

5.1. Caracterización fisicoquímica y reológica de las masas

Diversos autores han investigado la adición de celulosas modificadas en productos

panificados, comparando su efecto con el de otros aditivos (Armero y Collar, 1996;

Rosell y col.,2001; Guarda y col., 2004; Gómez y col., 2007b). Las celulosas también

se han utilizado en productos panificados precocidos congelados (Bárcenas y col.,

2004) y en productos libres de gluten (Lazaridou y col., 2007). Por otro lado, han

demostrado ser de utilidad para mejorar las características de productos obtenidos por

mezclas de harina de trigo con otras harinas (Angioloni y Collar, 2011) y para

incrementar el contenido de fibra de distintos productos (Angioloni y Collar, 2009). En

general, se ha encontrado que las celulosas modifican las características reológicas de

la masa, los atributos texturales y el volumen específico de bizcochuelos y panes así

como también se ha visto que modifican su vida útil y la aceptabilidad por parte del

consumidor; cabe destacar que su efecto depende del tipo particular de celulosa

empleada y de las características del sistema en estudio.

Ya que, dada la diversidad de las modificaciones químicas que es posible efectuar

sobre la molécula de celulosa, los derivados obtenidos presentan distintas

características estructurales y fisicoquímicas (ítem 1.10.1 – Capítulo I) resulta

interesante comparar el efecto de distintas celulosas sobre una misma formulación

panaria base. En el presente capítulo se estudió el efecto producido por la adición de

celulosas modificadas de diferente estructura química: MCC, CMC y dos tipos de

HPMC (con diferente grado de sustitución) sobre las características reológicas de la

masa y sobre los atributos que determinan la aceptabilidad del pan recién horneado o

almacenado obtenido a partir de la misma. Se determinaron también distintas variables

del proceso de panificación en masas con celulosa: absorción de agua farinográfica,

tiempo de desarrollo de la masa y tiempo de fermentación.

5.1.1. Absorción de agua de las mezclas harina - celulosas modificadas

En los ensayos farinográficos se observó una relación lineal (r2 > 0,93 en todos los

casos) entre la absorción de agua (A) y la concentración de las celulosas modificadas

en la mezcla. Al incrementar la concentración de hidrocoloide se obtuvieron mayores

valores de A, los cuales se vieron modificados por la presencia o ausencia de NaCl.

Se calculó el incremento porcentual de la absorción de agua respecto al control según

la ecuación 2.41 (Capítulo II). En las Figuras 5.1 y 5.2 se muestra el porcentaje de

variación de la absorción de agua en función de la concentración de celulosas


157

modificadas, en ausencia o presencia de NaCl respectivamente. Para la mayoría de

las mezclas, excepto las que contenían HPMC F 50, se observó que en presencia de

NaCl el incremento porcentual en la absorción de agua fue menor que para las

mezclas sin NaCl, lo cual se vio reflejado en una menor pendiente. Así, para el mayor

nivel de celulosa (1,5 %) el rango de A en ausencia de NaCl fue de 59 a 66,7 y en

presencia NaCl fue de 55,4 a 62,5 ml%.


de celulosas modifcadas en mezclas sin NaCl. b = pendiente de la recta. r2=

coeficiente de determinación.

Como ya se mencionó en el capítulo anterior, el efecto de los electrolitos sobre las

propiedades de la masa se basa principalmente en la disociación o asociación

(agregación) de las proteínas del gluten dependiendo del tipo de ion (caotrópico o no

caotrópico) (Salovaara, 1982). Los iones no caotrópicos como el Cl- promueven la

estructuración del agua favoreciéndose la exposición de grupos no polares de las

proteínas lo que permite aumentar la interacción proteína-proteína a través de

interacciones hidrofóbicas (He y col.,1992). De este modo, ésta mayor interacción

proteína-proteína dejaría menos zonas expuestas a la hidratación, conduciendo a una

b = 10,08r2 = 0,985

b = 7,2828r2 = 0,932

b = 3,738r2 = 0,980

b = 6,119r2 = 0,936

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0,00 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20 1,40 1,60 1,80

g celulosa/100 g harina

100*

(A-A

0)/ A

0

MCC CMC HPMC F 4 M HPMC F 50


158

menor capacidad de ligar agua. Otros autores han informado un aumento del

entrecruzamiento proteico en presencia de NaCl, lo que generaría redes más fuertes

(Ukai y col., 2008). Esto último permitiría alcanzar la consistencia de 500 UF en el

farinograma con menores valores de agua.

En particular las HPMCs son, de las celulosas utilizadas, las más hidrofóbicas debido

a su estructura (ítem 1.10.1.3. -Capítulo I); el hecho de que las mezclas que las

contienen sean las de mayor absorción farinográfica indicaría una posible interacción

con las proteínas de gluten que conduce a matrices más hidratatables.

b = 7,799r2 = 0,951

b = 9,097r2 = 0,999

b = 5,433r2 = 0,976

b = 3,562r2 = 0,967

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0,00 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20 1,40 1,60 1,80

g Hidrocoloide/100 g harina

100*

(A-A

0)/ A

0



de celulosas modifcadas en mezclas con NaCl. b = pendiente de la recta. r2=

coeficiente de determinación.

En la Figura 5.3 se muestran los valores obtenidos para la capacidad de imbibición de

agua (WIC) de las mezclas harina - celulosas modificadas (sin NaCl). La mezcla con

HPMC F 4M presentó un valor de WIC significativamente mayor que la harina sin

aditivo, lo que coincide con la mayor absorción de agua farinográfica. Aunque las otras

mezclas no fueron significativamente diferentes al control, se observó una tendencia a

mayores valores de WIC en las harinas con MCC y CMC. Dado que en este ensayo no

se desarrolla la red de gluten estos resultados indican que podría existir una influencia

intrínseca de los hidrocoloides en los valores de A obtenidos. No obstante, las


159

diferencias en la absorción farinográfica probablemente se deban a una combinación

tanto de la mayor o menor absorción del hidrocoloide como de la matriz gluten-

hidrocoloide formada.

Figura 5.3. Capacidad de imbibición de agua (WIC) de las mezclas harina- celulosas

modificadas. Nivel de celulosa: 1,5 % (base harina).

5.1.1.3. Actividad acuosa y humedad

Se determinaron la humedad y la actividad acuosa (aw) de las masas sin y con NaCl

preparadas según se describió en el ítem 2.2.5.1.2.1 (Capítulo II). Los valores de

humedad y aw hallados se muestran en la Tabla 5.1. En la humedad de las masas se

encontraron diferencias significativas respecto al control, dado que en la preparación

de las mismas el agua empleada estuvo determinada por la absorción farinográfica de

cada una. Los valores de humedad se encontraron entre 42,7 % para la masa control

con NaCl y para MCC 0,5% sin NaCl y 45,7% para la masa con HPMC F 4M 1,5% con

NaCl. Sin embargo, en ambos tipos de masas pudo observarse que la actividad

acuosa no presentó diferencias significativas respecto al control por el agregado de

celulosas modificadas.

En todos los casos, las masas sin NaCl presentaron valores significativamente

mayores de aw que las masas con NaCl mientras que en general no se observó una

variación de aw por la presencia de los hidrocoloides. Esto estaría indicando, como se

CONTROL MCC CMC HPMC F4M HPMC F50

ml a

gua/

g d

e m

uest

ra

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

a aa

b

a


160

observó ya en las masas con pectina, que sería el NaCl y no los hidrocoloides el factor

que más afecta a la disponibilidad de agua de las masas.

Tabla 5.1. Humedad y actividad acuosa de las masas sin y con NaCl

Masas sin NaCl Masas con NaCl Muestras

Humedad aw Humedad aw

Control 44,5 ± 0,4 c 0,986 ± 0,002 ab 42,7 ± 0,3 a 0,971 ± 0,002 c

MCC 0,5% 42,7 ± 0,1 a 0,987 ± 0,001 ab 42,9 ± 0,1 a 0,966 ±0,003 ab

MCC 1,5% 45,6 ± 0,1 d 0,987 ± 0,002 b 43,7 ± 0,2 ab 0,968 ± 0,001 abc

CMC 0,5% 44,6 ± 0,3c 0,987 ± 0,001 b 43,0 ± 0,3 a 0,968 ± 0,001 abc

CMC 1,5% 45,5 ± 0,4 d 0,980 ± 0,001 a 44,6 ± 0,1 bc 0,971 ± 0,002 c

HPMC F 4M 0,5% 44,4 ± 0,4 bc 0,987 ± 0,002 b 43,3 ± 0,5 a 0,971 ± 0,002 c

HPMC F 4M 1,5% 45,3 ± 0,7 cd 0,990 ± 0,002 b 45,7 ± 0,2 d 0,967 ± 0,001abc

HPMC F 50 0,5% 43,6 ± 0,0 ab 0,987 ± 0,004 b 43,7 ± 0,5 ab 0,970 ± 0,001 bc

HPMC F 50 1,5 % 43,1 ± 0,2 a 0,990 ± 0,000 b 45,4 ± 0,1 cd 0,965 ± 0,003 a

media ± DE. Letras diferentes, dentro de una misma columna, indican diferencias

significativas (p<0,05)

5.1.1.4. Capacidad de hidratación de las proteínas de gluten

La determinación de los valores de gluten húmedo (GH), gluten seco (GS) y agua

unida al gluten (GH-GS), al igual que en el caso de las pectinas se realizó mediante

una modificación de la técnica AACC 38-12-02, habiéndose preparado la masa como

se describe en el ítem 2.2.4.2.1.(Capítulo II). En la Tabla 5.2 se muestran los

resultados obtenidos.

En el caso de las masas sin NaCl, los valores de GH se encontraron entre 24,4% y

32,1% y los de GS entre 8,6% y 11,3%, mientras que los valores de GH-GS se

encontraron en el rango 15,8% - 21,1%. La relación GH/GS en ningún caso arrojó

diferencias significativas respecto al control cuyo valor fue de 2,9 (resultados no

mostrados). En las muestras sin NaCl, se encontró una disminución significativa en los

valores de gluten húmedo al emplear los máximos niveles de CMC y MCC (24% y 19%

menos que el GH control, respectivamente). También fueron inferiores en estos casos

los valores de GS: para la muestra con CMC fue un 22 % inferior al control y para la


161

muestra con MCC, un 15,5% menos que para el control. Consecuentemente los

valores de GH-GS fueron también significativamente inferiores en estos casos.

Tabla.5.2. Gluten húmedo, gluten seco y agua unida al gluten de las masas sin y con

NaCl.

Masas sin NaCl Masas con NaCl Muestra

GH % GS% GH-GS % GH% GS% GH-GS

%

Control 32,0±0,3d 11,0±0,1de 21,1c 31,5±0,6 cde 10,4±0,1 bc 21,1 cd

0,5% 31,1±0,1cd 11,0±0,0de 20,1bc 31,8±0,3de 10,6±0,3c 21,2 cd MCC

1,5% 26,1±0,6b 9,3±0,3b 16,8a 30,8±0,2 bcd 10,3±0,1 bc 20,5 bc

0,5% 30,0±0,6c 10,2±0,1c 19,8b 31,0±1,0bc 10,4±0,1 bc 20,6 abc

CMC 1,5% 24,4±0,3ª 8,6±0,1a 15,8a 29,9±0,6 ab 10,4±0,2 bc 19,5 ab

0,5% 31,4±0,3d 10,6±0,3cd 20,8bc 30,7±0,4bcd 10,3±0,3bc 20,4 bc HPMC F

4M 1,5% 31,1± 0,2cd 10,7±0,2cd 20,4bc 29,0±0,2 ª 9,9±0,2a 19,1 a

0,5% 32,0±0,4d 11,3±0,1d 20,7bc 32,1±0,5e 10,4±0,1c 21,7 d HPMC F

50 1,5% 32,0±0,2d 11,1±0,0de 20,9bc 30,3±0,3b 10,1±0,1ab 20,2 abc

media ± DE. Letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05), dentro de una

misma columna.

Esta disminución observada en GH y GS indica un efecto negativo de CMC y MCC en

la formación de la red proteica. El efecto producido por MCC podría estar relacionado

a la presencia de CMC ya que MCC se comercializa copolimerizada con 12 % CMC.

No se observó efecto significativo de las HPMCs sobre GH, GS y GH-GS. Bárcenas y

col. (2009) analizando el efecto del agregado de 1% HPMC (con 22% de sustitución de

grupos metilo y 8% de hidroxipropilo) en sistemas gluten-hidrocoloide sin NaCl

observaron que este hidrocoloide no afectaba significativamente los valores de gluten

húmedo y seco, mientras que otras gomas (goma arábiga y pectina) si lo hacían por lo

que propusieron que éstas últimas debilitaban la estructura del gluten.

Para las masas con NaCl, los valores de GH se encontraron entre 29,0% y 32,1%,

mientras que los de GS variaron entre 9,9% y 11,3%. GH-GS tomó valores entre

19,1% y 21,2%. En las masas con NaCl, al agregar hidrocoloide en el mayor nivel se


162

observó una disminución significativa del GH respecto al control (excepto con MCC),

aunque en ningún caso fue superior al 8%. Los valores de GS no presentaron

diferencias significativas respecto al control salvo en el nivel más alto de HPMC F 4M.

GH-GS fue ligeramente inferior con CMC y HPMC F 4M 1,5 %. Los valores de GH/GS

variaron entre 2,9 y 3,1, sin diferencias significativas entre las muestras (resultados no

mostrados). Como ya se vio en el caso de las mezclas con pectina, la cantidad de

agua unida al gluten no varió en forma concordante con la absorción farinográfica.

Estos resultados muestran que el mayor efecto negativo sobre la formación del gluten

se encontró con MCC y CMC en los niveles más elevados en ausencia de NaCl y con

HPMC F 4M y CMC en el nivel más elevado en presencia de NaCl aunque en menor

grado que las masas sin NaCl. Los resultados obtenidos con CMC muestran que es

capaz de interaccionar negativamente con la red de gluten pero que el apantallamiento

de cargas en la molécula en presencia de NaCl podría dificultar esa interacción. Otros

autores han sugerido esta interacción gluten-CMC. Collar y col. (1998) encontraron

que el agregado de CMC en masas con NaCl podía desplazar los lípidos unidos a la

proteína hacia la fracción almidonosa, deduciendo así que CMC podía interaccionar

con el gluten.

5.1.2. Ensayos reológicos empíricos y fundamentales

5.1.2.1. Farinogramas

La realización de los farinogramas permitió evaluar el comportamiento de las mezclas

de harina-celulosa durante el amasado. El tiempo de desarrollo, la estabilidad y el

aflojamiento de las mezclas sin y con NaCl se muestran en las Figuras 5.4, 5.5 y 5.6

respectivamente. El efecto producido por el agregado de NaCl se describió en el

Capítulo correspondiente a pectinas .

El agregado de hidrocoloides afectó el comportamiento farinográfico, tanto en

ausencia como en presencia de NaCl pero en forma diferenciada según el tipo de

celulosa. Los resultados obtenidos para el tiempo de desarrollo se muestran en la

Figura 5.4. En ausencia de NaCl (Figura 5.4 A) CMC fue la celulosa que más afectó al

tiempo de desarrollo; ambas HPMCs y MCC también modificaron el tiempo de

desarrollo pero en menor medida. En todos los casos, el efecto sólo fue significativo en

los mayores niveles. Dado que el tiempo de desarrollo es el tiempo necesario para la

desnaturalización e hidratación de las proteínas del gluten y la obtención de la red, el

incremento del mismo puede estar indicando diferencias en la matriz formada en


163

presencia de hidrocoloides. Las celulosas modificadas pueden afectar la disponibilidad

de agua para el desarrollo de la red y además pueden estar interaccionando

específicamente con las proteínas. En presencia de NaCl (Figura 5.4 B) se observó la

misma tendencia, con un aumento significativo del tiempo de desarrollo sólo en los

mayores niveles de goma para las masas con MCC y HPMCs. En cambio, el agregado

de CMC incrementó significativamente este parámetro en todos los niveles.

La estabilidad de las mezclas sin NaCl (Figura 5.5 A) no se vio modificada respecto a

la del control con la utilización de MCC o las HPMCs mientras que CMC en los

mayores niveles la redujo drásticamente. Inversamente a lo observado en las mezclas

sin NaCl, en las mezclas con NaCl (Figura 5.5 B) la estabilidad no se vio modificada

por el agregado CMC, pero si por el empleo de HPMC a niveles iguales o mayores a

0,25% (dependiendo del tipo de HPMC). El agregado de HPMCs afectó drástica y

negativamente la estabilidad. La incorporación de MCC no afectó este parámetro en

presencia de NaCl.

La estabilidad y el aflojamiento son parámetros vinculados con la tolerancia al

amasado y que se encuentran inversamente relacionados ya que una masa más

estable suele tener un menor aflojamiento. En la Figura 5.6 se muestran los resultados

de aflojamiento, observándose que los valores en las masas sin NaCl fueron mucho

mayores que los obtenidos para las masas con NaCl, lo cual está de acuerdo con el

fortalecimiento de la red de gluten por efecto del NaCl. Como se vio en los casos

anteriores, el efecto de las celulosas modificadas varió de acuerdo a la ausencia o

presencia de NaCl. En las mezclas sin NaCl (Figura 5.6 A) el aflojamiento sólo se vio

incrementado al utilizar CMC en los mayores niveles, las otras celulosas modificadas

no ocasionaron variaciones. En las mezclas con NaCl (Figura 5.6 B) aunque todas las

celulosas en su mayor nivel provocaron un aumento de este parámetro, con HPMC F

4M al 1,5% se observó el máximo aflojamiento (60 UF), el cual es cercano al que

presenta la harina sin NaCl, 55 UF. Esta celulosa fue la que produjo el mayor

decrecimiento en la estabilidad en presencia de NaCl.


164

Figura. 5.4. Tiempo de desarrollo de las mezclas harina - hidrocoloide. A) sin NaCl. B)

con NaCl. Para cada hidrocoloide, letras diferentes indican diferencias significativas

(p<0,05)

MCC CMC HPMCF4M HPMC F50

Tiem

po d

e de

sarr

ollo

(min

)

0

5

10

15

20

25control0,25 0,5 1,0 1,5

aabab b b

aa a

bc

a

b

a

b

aa a

b

a

b

A

MCC CMC HPMCF4M HPMC F50

Tiem

po d

e de

sarr

ollo

(min

)

0

5

10

15

20

25Control0,25 0,5 1,0 1,5

a

aba

bcc

a

b

c

d d

a

b

a

b

aa

ab

b

aa

B


165

Figura 5.5. Estabilidad farinográfica de las mezclas harina – hidrocoloide. A) sin NaCl.

B) con NaCl. Para cada hidrocoloide, letras diferentes indican diferencias significativas

(p<0,05) entre sus niveles.


Esta

bilid

ad (m

in)

0

5

10

15

20

25

30

35

40Control 0,25 0,5 1,0 1,5

aa

aa aa aa

aa a a abb

a

a a

bc

d

A


Esta

bilid

ad (m

in)

0

5

10

15

20

25

30

35

40Control 0,25 0,5 1,0 1,5

cc

b aba

dc

cb

a

abb b ab

aa a

a aa

B


166

Figura 5.6. Grado de aflojamiento de las mezclas A) sin NaCl, B) con NaCl. Para cada

hidrocoloide, letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) entre sus

niveles.


Aflo

jam

ient

o (U

F)

0

20

40

60

80

100Control 0,25 0,5 1,0 1,5

a

aaaaab

a

bc

cbc

a aa

aaa

a

a

a

a

A


Aflo

jam

ient

o (U

F)

0

20

40

60

80

100Control 0,25 0,5 1,0 1,5

ab

b

ab

aba

bb

aaa

aaa

b

c

c

bc

a ab

ab

B


167

Los menores valores de GH y GS encontrados para CMC en la masa sin NaCl (Tabla

5.2) concuerdan con la menor estabilidad de la masa observada en el farinograma. Sin

embargo, en otros casos no se pudo hallar una correlación entre el contenido de

gluten húmedo y seco y los resultados de estabilidad farinográfica. El agregado de

MCC 1,5% lleva a una disminución de la formación de gluten pero no a una menor

estabilidad. Por otro lado, los valores de gluten para ambas HPMCs en las masas con

NaCl fueron similares a los del control, sin embargo, la estabilidad farinográfica

disminuyó respecto al control al incrementar el nivel de hidrocoloide (Figura 6.4.B).

Esto puede explicarse porque la calidad de la red de gluten no depende sólo de la

cantidad de proteína sino que también de las interacciones establecidas; una red más

débil podría constituirse sin una disminución en la cantidad de gluten formado. Este

comportamiento diferencial de las celulosas modificadas se puede vincular con su

diferente estructura química, en particular con su carga y grado de hidrofobicidad.

Mientras que MCC y las HPMCs son moléculas neutras, CMC es una molécula

aniónica. Por otro lado, la presencia de NaCl induce la reestructuración de las

moléculas de agua promoviendo las interacciones hidrofóbicas (Kinsella y Hale, 1984).

Dado que las HPMC son polímeros más hidrofóbicos comparadas con las otras

celulosas, el efecto observado podría deberse al establecimiento de interacciones

hidrofóbicas con las proteínas de la red de gluten, dando lugar a una red más débil y

menos estable. Por otro lado, cuando el sistema no contiene NaCl, no se encuentra

favorecido el establecimiento de interacciones hidrofóbicas por lo que las HPMC no

interaccionarían en el mismo grado con las proteínas del gluten y por este motivo no

se modificaría la estabilidad. En el caso de CMC, el NaCl podría apantallar las cargas

de CMC impidiendo la interacción con las proteínas de la red que se producía en

ausencia de NaCl por lo cual no se modificaría la estabilidad de la masa. Se ha

informado que otras moléculas cargadas como las pectinas o los carragenatos en

ausencia de NaCl interaccionan con las proteínas del gluten a través de complejos

electrostáticos (León y col., 2000 y Ribotta y col., 2005).

5.1.2.3. Ensayos oscilatorios dinámicos

Con la finalidad de obtener el rango de viscoelasticidad lineal para las masas con

celulosas (0,5 y 1,5 %) en ausencia y presencia de NaCl se realizaron los barridos de

esfuerzo a una frecuencia de 1 Hz. En la Figura 5.7 se muestran las curvas obtenidas

para las masas sin NaCl y con NaCl y con el máximo nivel de hidrocoloide.


168

Figura 5.7. Barrido de esfuerzo para la determinación del rango de viscoelasticidad

lineal. A) Masas sin NaCl, B) Masas con NaCl. Nivel de celulosas modificadas

utilizado:1,5%.

El límite superior del rango de viscoelasticidad lineal se encontró entre 7 y 11 Pa para

las masas sin NaCl. El menor valor de lim hallado correspondió a las masas con

HPMC F 4M y F 50 (7 Pa), seguido por CMC (10 Pa) y masas control y MCC (11 Pa).

1 10 100

2000

3000

4000

5000

6000700080009000

10000

20000

G´(

Pa)

(Pa)

1 10 1001000

2000

3000

4000

50006000700080009000

10000

20000

G´(P

a)

(Pa) Control CMC MCC HPMC F4M HPMC F50


169

Se observó que en presencia de NaCl el rango de viscoelasticidad lineal fue mayor

que en ausencia de NaCl para el control (15 Pa) pero resultan similares a los de las

masas sin NaCl en los otros casos (entre 7 Pa para las HPMCs y 12 Pa para CMC y

MCC). La reducción que se verifica en general sobre el rango de viscoelasticidad lineal

al agregar celulosas indica que la matriz comienza a colapsar a esfuerzos menores

siendo por lo tanto más débil.

De acuerdo a los resultados obtenidos, se eligió una deformación de 5 Pa para la

realización de todos los barridos de frecuencia.

Al realizar los barridos de frecuencia (espectros mecánicos), todas las masas

presentaron un comportamiento de sólido viscoelástico dado que el módulo elástico

fue superior al viscoso (G´> G´´) en todo el rango, con una dependencia de ambos

módulos respecto a la frecuencia. En la Figura 5.8 se ejemplifica este comportamiento

con los espectros mecánicos de las masas control, con CMC y con HPMC F 4M en el

mayor nivel y en ausencia y presencia de NaCl.

Figura 5.8. Espectros mecánicos de masas control con CMC y HPMC F 4M en

ausencia y presencia de NaCl.

En la Figura 5.9 se muestran los valores de los módulos elástico y viscoso, de la

tangente del ángulo de desfasaje y de la viscosidad compleja obtenidos por las masas

sin y con NaCl. En las masas sin NaCl preparadas con MCC los parámetros reológicos

dinámicos no presentaron diferencias significativas respecto al control. En el caso de

la masa con CMC no se observó una tendencia clara: en el mayor nivel no se

1 10 1001000

10000

G´(

Pa),

G´´

(Pa)

Frecuencia (Hz)

Gćontrol G´´ control GĆMC G´ĆMC G´HPMC F 4M G´´HPMC F 4M

B

1 10 1001000

10000

G´(P

a), G

´´ (P

a)

Frecuencia (Hz)

GĆontrol G´Ćontrol GĆMC G´ĆMC G´HPMC F 4M G´´HPMC F 4M

A


170

observaron diferencias significativas respecto al control en ningún parámetro y en el

menor nivel disminuyeron la viscosidad compleja y G´. Aunque las diferencias no

fueron significativas, en las masas con HPMCs se observó una tendencia decreciente

en los módulos elástico, viscoso y la viscosidad compleja. La tan( ) aumentó

significativamente al agregar hidrocoloide lo que significa que las masas tuvieron un

comportamiento más viscoso.

Las masas con NaCl presentaron, en general, un aumento de los módulos y de la

viscosidad compleja respecto a las masas sin NaCl. El agregado de hidrocoloide no

alteró los parámetros en el caso de MCC o disminuyó el módulo elástico y la

viscosidad compleja en el caso de las masas con CMC o HPMCs. En éstas se

observaron mayores valores de la tan( ), lo cual indica que estas masas presentan un

comportamiento más viscoso que la masa control. En las masas con HPMCs además

se observó una disminución del módulo viscoso. No se encontró un efecto significativo

del nivel de hidrocoloide empleado.

Rosell y Foegeding (2007) estudiaron el efecto de HPMC sobre las propiedades

viscoelásticas del gluten en ausencia de NaCl y encontraron una disminución de los

módulos elástico y viscoso aunque no encontraron diferencias en tan( ). En nuestro

caso, observamos un efecto similar de las HPMCs sobre estos módulos pero un

aumento de tan( ), lo cual indica que ha ocurrido un cambio en la contribución relativa

de los módulos elástico y viscoso al comportamiento viscoelástico de la masa, debido

probablemente a cambios estructurales ocasionados por el agregado del hidrocoloide.

En el caso de las masas con pectinas se observaron tendencias similares a las

descriptas: disminución de los módulos indicando masas menos consistentes en

presencia de hidrocoloide y un aumento de tan( ) que se relaciona con el incremento

de la respuesta viscosa en el sistema


171

Figura. 5.9. Módulo elástico, módulo viscoso, tangente del ángulo de desfasaje y

viscosidad compleja de las masas sin NaCl (izquierda) y con NaCl (derecha)

evaluados a 1 Hz. Letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05) .

MCC CMC HPMC F4 M HPMC F50

G´(

Pa)

0

5000

10000

15000

20000

25000Control 0,5 % 1,5%

b abab b ab

a

b

abab ab

b

ab


G´(P

a)

0

5000

10000

15000

20000

25000Control 0,5% 1,5%

cbc

c

abcab

c

a

c

ab aba

c


G´´

(Pa)

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000Control 0,5% 1,5%

aa

a

aa

aaa

a

aa

a


G´´

(Pa)

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000Control 0,5% 1,5%

cabc

bc

a

abca

ab

abcbc

c c c


tan

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6Control 0,5% 1,5%

aaba a

d

a

cdbcdab

aabc

abc


tan

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6Control 0,5% 1,5%

dd

aaababc

cdabcd

aabcd

bcd

a


Visc

osid

ad c

ompl

eja

(Pa)

0

1000

2000

3000

4000Control 0,5% 1,5%

b abab

b

a

ab b

abab abab

b


Visc

osid

ad c

ompl

eja

(Pa)

0

1000

2000

3000

4000Control 0,5% 1,5%

d

aba

d

aba

d

abcd

d

abcbcd

cd

con NaCl sin NaCl


172

5.1.2.2. Análisis de perfil de textura

En las Figuras 5.10 y 5.11 se observan los principales atributos texturales (dureza,

consistencia, cohesividad, elasticidad, resiliencia y adhesividad) de las masas sin NaCl

y con NaCl para dos niveles de hidrocoloide, 0,5 y 1,5%. El efecto del NaCl en la masa

sin hidrocoloide fue comentado en el Capítulo anterior.

En las masas sin NaCl (Figura 5.10) se observa que tanto la dureza como la

consistencia disminuyeron debido al empleo de los hidrocoloides en la formulación.

Con el máximo nivel de hidrocoloide se verificó una disminución significativa tanto de

la dureza como de la consistencia en todos los casos. Con el menor nivel de

hidrocoloide (0,5 %) se obtuvieron disminuciones significativas de estos dos atributos

en todos los casos menos con MCC. Con CMC y HPMC F 4M se observó que la

consistencia disminuía en menor grado cuando se agregaba el mayor nivel de

hidrocoloide.

La cohesividad se relaciona con el grado de integración de los componentes de las

muestras, en el caso de las masas con CMC y MCC al 1,5% sin NaCl, la menor

cohesividad se vio reflejada también en los valores de gluten obtenidos, los cuales

fueron marcadamente menores a los del control (Tabla 5.2). La cohesividad no mostró

en general grandes variaciones al incorporarse los hidrocoloides, indicando que éstos

no afectan mayormente la integración de los componentes.

De acuerdo a la Figura 5.11, se observa que la elasticidad, relacionada con la

recuperación retardada, sólo disminuyó significativamente respecto al control con MCC

y CMC mientras que la resiliencia o elasticidad instantánea aumentó con los mayores

niveles de estas dos gomas. Las muestras con HPMC F 50 mostraron igual

disminución de la resiliencia con ambos niveles de este hidrocoloide mientras que las

muestras con HPMC F 4M no mostraron disminución de la resiliencia respecto al

control. Ninguna de las HPMC mostraron cambios en la elasticidad.

En general, todas las celulosas modificadas utilizadas tendieron a disminuir la

adhesividad, siendo esta disminución significativa con el máximo nivel de hidrocoloide

en todos los casos. Esta propiedad de superficie probablemente se ve afectada por

una mayor retención de agua en el sistema derivada de la presencia de las celulosas.

En las masas con NaCl, se observó una disminución significativa de la dureza y de la

consistencia respecto al control en todos los casos y para todos los niveles de

hidrocoloide (Figura 5.10). En el caso de MCC no se observó diferencia en estos

atributos con el aumento del nivel de hidrocoloide. Con CMC se halló una disminución

de la dureza y de la consistencia al aumentar la concentración de hidrocoloide. El


173

efecto opuesto se obtuvo con las HPMCs: al aumentar la concentración de goma

aumentaron tanto la dureza como la consistencia, aunque siguen siendo

significativamente menores al control.

Respecto a la cohesividad, se observó en todos los casos un incremento respecto al

control al utilizar el mayor nivel de hidrocoloide.

La resiliencia (Figura 5.11) disminuyó al agregar celulosas y fue mayor la disminución

con el aumento de la concentración en casi todos los casos. El efecto sobre la

elasticidad resultó mucho menos marcado, obteniéndose menores valores con el nivel

más bajo de hidrocoloide.

La adhesividad disminuyó en todos los casos, con ambos niveles de celulosa. Con el

nivel menor se obtuvieron en general menores adhesividades que con el nivel más

alto.

Las HPMCs generaron en presencia de NaCl matrices más blandas, más cohesivas,

menos resilientes y menos adhesivas que en ausencia de NaCl. Estas moléculas

relativamente, más hidrofóbicas, pueden interactuar mejor con las proteínas de gluten

al favorecerse las interacciones hidrofóbicas en presencia de NaCl como se vio en los

ensayos farinográficos (ítem 5.1.2.1). En los ensayos farinográficos estos

hidrocoloides generaron matrices menos resistentes al amasado (menos estables y

con mayor aflojamiento).

Los resultados con CMC y MCC son de interpretación más compleja. En principio lo

observado para MCC puede estar relacionado, como se vio anteriormente, con el

porcentaje de CMC que tiene esta celulosa copolimerizada. Como caso a destacar, la

CMC condujo a muestras menos cohesivas y menos elásticas, aunque más resilientes,

en ausencia de NaCl, lo que se revirtió en las muestras con NaCl. En ausencia de

NaCl se vio que este hidrocoloide afectaba negativamente los parámetros

farinográficos de estabilidad y aflojamiento probablemente por interacciones de tipo

electrostático con las proteínas del gluten. El agregado de NaCl permitía el

apantallamiento de estas cargas y de este modo mejoraba la resistencia de la masa.

Se puede remarcar además que los resultados de TPA aunque en un rango de

deformaciones muy diferente al de los ensayos dinámicos oscilatorios mostraron

tendencias similares: el ablandamiento de la masa observado en TPA coincide con la

obtención en general de menores valores de módulo elástico dinámico habiéndose

hallado un coeficiente de correlación igual a 0,7698 que indica una relación

moderadamente fuerte entre ambas variables.


174

Figura 5.10. Dureza, consistencia y cohesividad de las masas sin (A) y con NaCl (B).

Letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).


Dur

eza

(N)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5Control 0,5% 1,5%

dd

e e e e

c

ab

c

a

b

B


Dur

eza

(N)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

d

ab ab bc

e e e ee

cda ab

A Control 0,5% 1,5%


Con

sist

enci

a (N

.s)

0

5

10

15

20

25Control 0,5% 1,5%

g g g g

bc

ecdab

a

e

f

d

A


Con

sist

enci

a (N

.s)

0

5

10

15

20

25Control 0,5% 1,5% f f f f

ee

d

bc

d

a

bc

B


Coh

esiv

idad

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0Control 0,5% 1,5%

b b b bb ab cab

aababab

A


Coh

esiv

idad

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0Control0,5%1,5%

b b b bcd

adebc

ebc cdbc

B


175

5.1.3.6. Ensayo de punción

Figura 5.11. Elasticidad, resiliencia y adhesividad de las masas sin (A) y con NaCl (B).

Letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).


Ela

stic

idad

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2Control 0,5% 1,5%

dede dea

bc ba e cd dedebcd

A


Ela

stic

idad

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2 Control 0,5% 1,5%

cdbcd d d dcdc bed

cda

B


Res

ilienc

ia

0,00

0,02

0,04

0,06

0,08

0,10Control 0,5% 1,5%

b b b bba

a

d

cbcbb

A


Res

ilienc

ia

0,00

0,02

0,04

0,06

0,08

0,10 Control 0,5% 1,5% d

c

b

d d

b

a

b b b

a

d

B


-Adh

esiv

idad

(N.s

)

0

2

4

6

8

10Control0,5%1,5%

de de de decd

abb b

a

b

c

e

A


-Adh

esiv

idad

(N.s

)

0

2

4

6

8

10Control 0,5% 1,5%

e

c

de e e

c

b b

c

aba

B


176

5.1.3.6. Ensayos de punción

En la Tabla 5.3 se muestran los resultados obtenidos para las masas sin y con NaCl

en los ensayos de punción. La adición de celulosas modificadas produjo la disminución

de la resistencia a la penetración particularmente en el caso de las masas con NaCl,

donde esta reducción llegó a un 45% respecto al control con CMC. Aunque

significativa en la mayoría de los casos, la disminución en la fuerza de penetración fue

mucho menos marcada en las masas sin NaCl, no superando el 27% respecto al

control. Si bien las masas sin hidrocoloide dieron valores muy diferentes entre sí, se

observó que al agregar hidrocoloide los valores de la fuerza de penetración sin y con

NaCl son similares.

Tabla 5.3. Fuerza de penetración (N) en el ensayo de punción

Masas sin NaCl Masas con NaCl Muestra

Fuerza de penetración (N) Fuerza de penetración (N)

Control 0,26±0,03e 0,33±0,03f

MCC 0,5% 0,24±0,02cd 0,23±0,02cde

MCC 1,5% 0,22±0,2bc 0,25±0,03de

CMC 0,5% 0,22±0,02bc 0,25±0,02e

CMC 1,5% 0,25±0,03e 0,18±0,02 ª

HPMC F 4M 0,5% 0,19±0,01ª 0,21±0,02bcd

HPMC F 4M 1,5% 0,21±0,02ab 0,22±0,02bc

HPMC F 50 0,5% 0,24±0,02cd 0,21±0,02 b

HPMC F 501,5% 0,22±0,03bc 0,21±0,03 bc

media ± DE. En una columna, letras diferentes indican diferencias significativas

(p<0,05).

5.1.3.7. Ensayos de relajación

Al igual que para las masas con pectinas, el comportamiento seguido por las masas en

los ensayos de relajación se modeló con una ecuación de segundo grado (Ec. 4.1),

habiéndose obtenido en todos los casos un coeficiente de determinación (r2) mayor a

0,966. Los resultados para ambos tiempos de relajación ( 1, 2) y el esfuerzo de

equilibrio ( e) para las masas sin y con NaCl se muestran en la Tabla 5.4.


177

En la Tabla 5.4 se observa que existe una diferencia de magnitud notable entre los

tiempos de relajación 1 y 2 y que la mayor variación entre muestras se obtuvo en 1,

como ya se había observado en las masas con pectinas. En ausencia de NaCl, los

tiempos de relajación no fueron significativamente diferentes al control, excepto para

las muestras con CMC (0,5 y 1,5%) cuyos 1 y 2 significativamente mayores que el

control. Esto significa que las muestras con CMC relajan más lentamente, respuesta

característica de sistemas más sólidos. Esta conducta de las muestras con CMC va en

el mismo sentido que el incremento de la resiliencia en el máximo nivel en las masas

sin NaCl pero no se reflejó en la tan( ) de los ensayos dinámicos. En todos los casos

se observó un valor de e remanente lo que demuestra el comportamiento de sólido

viscoelástico de las masas aunque no se observó una tendencia clara en la variación

con respecto al control.

Tabla 5.4. Tiempos de relajación ( 1, 2) para las masas con y sin NaCl.

Sin NaCl Con NaCl Muestra

e (N/m2) 1 (s) 2 (s) e (N/m2) 1 (s) 2 (s)

Control 25,8 3,0cd 233±7 ª 6,3±0,3a 55,5 8,3 e 293±7f 7,9±0,3d

MCC 0,5% 23,0 4,1cd 248±12ab 7,2±0,8abc 52,5 9,6e 279±6def 8,2±0,7d

MCC 1,5% 18,0 2,0bc 241±11ab 7,5±0,9bc 42,9 7,4de 292±13ef 7,7±0,3cd

CMC 0,5% 11,5, 2,6ª 266±7b 8,2±0,8c 16,6 3,1ab 250±10bc 7,1±0,5bc

CMC 1,5% 35,6 4,4d 262±13b 8,3±0,7bc 29,1 3,5cd 248±10b 6,6±0,2b

HPMC F 4M 0,5% 10,5 2,3ª 220±14ª 6,8±0,7abc11,4 3,8ª 250±12bc 6,9±0,3b

HPMC F 4M 1,5% 24,2 6,0c 235±19ª 6,6±0,7ab 25,8 7,2bc 211±7ª 5,3±0,1a

HPMC F 50 0,5% 11,2 1,7a 240±15ª 7,1±0,6abc12,4 2,9ª 270±10cd 7,5±0,3bcd

HPMC F 50 1,5% 11,3 1,2ab 231 ± 6 ª 6,8±0,6abc21,9 5,1bc 272±19de 7,1±0,6bcd


(p<0,05).

En presencia de NaCl, todas las muestras con gomas (excepto MCC) exhibieron

tiempos de relajación ( 1) menores que el control, es decir, relajan más rápidamente lo

cual indica que presentan un comportamiento más viscoso. El valor del esfuerzo de

equilibrio resultó significativamente menor al control en todos los casos, excepto en las

masas con MCC. Estos resultados se encuentran en acuerdo con el efecto de


178

ablandamiento observado en el ensayo de TPA (Figura 5.10) y con el incremento en la

tangente del ángulo de desfasaje (Figura 5.8).

En el valor del esfuerzo de equilibrio no se encontró una tendencia clara, lo que podría

relacionarse con las limitaciones inherentes del ensayo que ya fueron comentadas en

el capítulo de pectinas o también a que este parámetro podría ser más sensible a

dichas limitaciones.

5.1.3.5. Análisis de componentes principales de los parámetros reométricos y texturales

El análisis de componentes principales de las masas con celulosas modificadas al 0,5

% y 1,5 % se realizó empleando los mismos parámetros reométricos y texturales que

en el caso de las masas con pectinas: dureza, consistencia, adhesividad, resiliencia y

cohesividad y tangente del ángulo de desfasaje. Aunque se evaluó la incorporación de

otras variables como por ejemplo la elasticidad y el tiempo de relajación se encontró la

misma dificultad que en las masas con pectinas, éstas variables quedaban agrupadas

en un tercer o cuarto componente y no se aumentaba en gran medida la explicación

de la varianza. Los dos componentes principales explicaron el 87,8% de la varianza y

quedaron integrados de igual modo que en las masas con pectinas. El CP1 explicó el

58,4% de la varianza y se integró principalmente por la dureza, consistencia,

adhesividad (con correlación positiva) y la tan (con correlación negativa) mientras

que el CP2 explicó el 29,4% de la varianza y estuvo integrado fundamentalmente por

la cohesividad (con correlación positiva) y la resiliencia (con correlación negativa).

En la Tabla 5.5 se muestran las cargas de ambos componentes y las comunalidades.

En la Figura 5.12 se muestra el gráfico de doble proyección que muestra la puntuación

para las variables texturales y reométricas analizadas en función de ambos

componentes y la carga de cada variable.

Las masas con NaCl (excepto MCC al 0,5%) quedaron ubicadas en la parte superior

del gráfico y por arriba del control mostrando así que son más cohesivas y menos

resilientes. Por otro lado, un comportamiento menos definido en relación al control

respectivo fue observado en relación a CP2 en las masas sin NaCl.

Se observa con facilidad en el gráfico que el agregado de NaCl en las masas con CMC

al 1,5% provocó un cambio drástico en la cohesividad y la resiliencia (CP2). La masa

con CMC y NaCl fue más cohesiva y menos resiliente que la masa sin NaCl. Este

resultado se encuentra en acuerdo con el comportamiento observado en la estabilidad

farinográfica, cuando la masa no contiene NaCl la estabilidad farinográfica disminuye.


179

Tabla 5.5. Cargas de los componentes y comunalidades

Figura.5.12. Análisis por componentes principales (rotación Varimax) de los

parámetros dinámicos (tangente del ángulo de desfasaje) y texturales(adhesividad,

dureza, resiliencia, consistencia y cohesividad) de las masas sin y con NaCl.

Círculos de color rojo corresponden a las masas sin NaCl y los de color negro a las

masas con NaCl. Los números indican la concentración de hidrocoloide empleada (%

p/p harina).

Variable CP1 CP2 Comunalidad

Dureza 0,979 -0,084 0,966

Cohesividad 0,038 0,931 0,867

Resiliencia 0,236 -0,846 0,771

Adhesividad 0,974 0,134 0,967

Consistencia 0,958 -0,203 0,959

Tan -0,789 0,342 0,739

Varianza 3,5047 1,7651 5,2698

% Varianza 0,584 0,294 0,878

CP1 (58,4%)5 4 3210-1-2-3

2

1

0

-1

-2

-3

F50 1,5%

F50 0,5%

F4M 1,5%

F4M 0,5%

CMC 1,5%

CMC 0,5%

MCC 1,5%

MCC 0,5%

Control

F50 0,5%

F4 M 0,5%

CMC 1,5%

F50 1,5% F4M1,5 %

CMC 0,5%

MCC 1,5%

MCC 0,5%

Control

CP2

(29,

4 %

)

Resiliencia

ConsistenciaDureza

Adhesividad

Cohesividad

tan


180

La mayoría de las muestras con HPMC independientemente de la concentración de

goma y el agregado o no de NaCl, aparecen agrupadas en una región más o menos

delimitada del gráfico (zona superior izquierda), la cual corresponde a masas más

blandas, más cohesivas, menos adhesivas y resilientes. En cambio las muestras con

CMC aparecen mucha más dispersas, en diferentes zonas del gráfico y las masas con

MCC son las que aparecen más cercanas a los respectivos controles.

5.2. Panificación

5.2.1. Curvas de fermentación

El incremento del volumen de la masa panaria durante el leudado, al igual que en el

caso de las masas con pectinas, se describió por medio de la ecuación de Chapman,

una ecuación exponencial de 3 parámetros (Ec. 4.2).

En la Figura 5.13 se muestran los datos experimentales de fermentación de la masa

control y las masas con celulosas al 1,5%; observándose que las masas con CMC y

HPMC F 4M alcanzaron los mayores volúmenes finales.

Figura 5.13. Curvas de fermentación de las masas control y con celulosas modificadas

al 1,5%.

Tiempo (min)

0 100 200 300 400

V (c

m3 )

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

Control

HPMC F4M 1,5% ,

HPMC F50 1,5%

MCC 1,5% CMC 1,5%


181

En la Tabla 5.6 se muestran los parámetros obtenidos a partir de las regresiones de

las curvas de fermentación, el coeficiente de determinación y el tiempo de

fermentación calculado a partir de las regresiones para cada masa. El máximo

incremento del volumen alcanzado durante la fermentación por las masas se

corresponde con el parámetro af de la regresión. El tiempo de fermentación se definió

como el tiempo necesario para alcanzar tres cuartos del volumen máximo.

Tabla 5.6. Parámetros af, bf y cf de las curvas de fermentación, coeficiente de

determinación (r2) y tiempo de fermentación (tf) de las masas.

Muestra af (cm3) bf (min) cf r2 tf (min)

Control 134,3±1,3 0,023±0,002 1,57±0,13 0,9992 77,8

MCC 0,25% 117,1±1,0 0,027±0,002 1,27±0,12 0,9991 60,1

MCC 0,5% 125,24±0,8 0,024±0,001 1,36±0,09 0,9995 69,5

MCC 1% 118,5±0,7 0,030±0,002 1,39±0,11 0,9994 55,5

MCC 1,5% 114,7±1,1 0,032±0,003 1,65±0,20 0,9984 56,7

CMC 0,25% 138,3±1,8 0,029±0,003 1,62±0,20 0,9987 63,3

CMC 0,5% 141,6±0,9 0,026±0,002 1,40±0,11 0,9993 64,4

CMC 1% 139,9±1,4 0,028±0,002 1,69±0,18 0,9989 66,3

CMC 1,5% 162,9±1,2 0,019±0,001 1,08±0,07 0,9992 75,9

HPMC F 4M 0,25% 139,8±1,3 0,025±0,002 1,47±0,14 0,999 68,7

HPMC F 4M 0,5% 141,7±1,1 0,025±0,002 1,63±0,13 0,9993 71,7

HPMC F 4M 1% 129,4±0,8 0,034±0,002 1,97±0,14 0,9994 59,3

HPMC F 4M 1,5% 147,0±1,9 0,028±0,003 1,98±0,27 0,9982 71,0

HPMC F 50 0,25% 133,7±1,2 0,023±0,002 1,38±0,13 0,999 72,9

HPMC F 50 0,5% 140,5±0,8 0,063±0,001 1,84±0,12 0,9995 73,4

HPMC F 50 1% 140,7±0,9 0,028±0,001 1,77±0,13 0,9995 67,7

HPMC F 50 1,5% 132,2±0,7 0,031±0,002 1,66±0,13 0,9994 59,5

media ± DE.

En todas las concentraciones ensayadas las masas con MCC presentaron un menor

incremento del volumen que el control. Este comportamiento nos daría un indicio de lo

que sucederá en la panificación por lo que esperaríamos obtener panes con menor

volumen que el control. Por otro lado, todas las masas obtenidas con CMC superaron


182

el máximo volumen alcanzado por el control. Habiéndose obtenido con CMC al 1,5% el

máximo incremento del volumen entre todas las masas estudiadas. Con HPMC F 50

se obtuvieron también mayores valores de Vmax respecto al control, salvo en la mayor

concentración. El comportamiento de HPMC F 4M resultó menos claro probablemente

por el error experimental, sin embargo en la mayor dosis se encontró un leve

incremento del volumen respecto a la masa control. Rosell y col. (2001) encontraron

que la estabilidad de las masas durante la fermentación era mejorada por el empleo de

HPMC, además, se lograba una mejor retención de gas durante la misma, lo que

explicaría los mayores volúmenes alcanzados.

De lo expuesto surge que CMC en todos los niveles ensayados fue el hidrocoloide que

más favoreció al comportamiento de la masa durante la fermentación ya que permitió

incrementar los máximos volúmenes alcanzados en la misma.

A partir de las mediciones realizadas durante la primera hora de fermentación se

calcularon las velocidades iniciales con la finalidad de evaluar si las celulosas la

modificaban. Los valores de las velocidades iniciales para el incremento de volumen

no mostró grandes variaciones respecto al control, habiéndose encontrado en todos

los casos entre 1,5 y 1,9 cm3/min.

5.2.2. Evaluación de la calidad de los panes

5.2.2.1. Volumen específico

En la Figura 5.14 se muestran los resultados obtenidos para el volumen específico de

pan. La utilización de CMC y ambas HPMC permitió incrementar significativamente el

volumen específico respecto al control. Por otro lado, no se encontraron diferencias

significativas respecto al control en los panes que contenían MCC, 0,5 y 1,5% o HPMC

F 50 1,5%. Con CMC y HPMC F 4M se observó una tendencia al incremento del

volumen con el incremento de la concentración pero no se hallaron diferencias

significativas entre los niveles 0,5 y 1,5%. Rosell y col. (2001) al estudiar el efecto de

HPMC 0,5% sobre las características reológicas y calidad del pan obtenido obtuvieron

también un incremento del volumen específico respecto al control, lo que relacionaron

con una mayor retención de gas durante la fermentación. Resultados similares fueron

encontrados por Guarda y col. (2004) y por Bárcenas y Rosell (2005) con el empleo de

HPMC. Por otro lado, Dodi y col. (2007) no encontraron diferencias significativas en el

volumen específico de pan al emplear CMC en concentraciones 0,2-1,0%


183

Figura 5.14. Volumen específico de pan. Letras diferentes indican diferencias

significativas. (p<0,05).

5.2.2.2. Color de corteza

Al evaluar el color de la corteza de los panes no se encontraron grandes diferencias en

el mismo debido al agregado de las celulosas modificadas (Tabla 5.7).

Se observó escasa variación en los parámetros determinados L, a y b al agregar las

celulosas modificadas. Con HPMC F 50 1,5% se obtuvo el mayor valor de L y el menor

valor de a respecto al control. Con la utilización de CMC 1,5% se obtienen panes con

una corteza más tostada, más rojiza y amarillenta que el control.

Los panes con MCC y HPMC F 50 en el mayor nivel mostraron una disminución

significativa del BI respecto al control mientras que al emplear CMC 1,5% se observó

un aumento significativo del mismo.

volu

men

esp

ecífi

co (c

m3 /g

)

0

1

2

3

4

5

6

CMC 1,5%

HPMC F 4M 0,5%

Control MCC 0,5%

MCC 1,5%

CMC 0,5%

aab a

bc bc c

b

ab

c

HPMC F 4M 1,5%

HPMC F 50 0,5%

HPMC F 50 1,5%


184

Tabla 5.7. Color de la corteza. Parámetros de color L, a, b y BI.

Muestra L a b BI

Control 59,3±3,3 abc 11,1±1,6 bcd 35,9±1,1 de 103,0±12,0 c

MCC 0.5% 60,2±3,1 bc 11,2±1,4 bcd 34,6±1,2 bc 96,1±10,6 bc

MCC 1.5% 61,5±3,8 cd 10,7±1,7 b 34,7±1,3 bc 93,1±11,4 b

CMC 0.5% 61,3±2,9 cd 10,8±1,2 bc 36,2±1,3 de 96,1±10,6 bc

CMC 1.5% 57,1±3,0 a 12,9±1,5 e 36,8±1,4 e 114,1±9,1 d

HPMC F 4M 0.5% 60,8±2,6 cd 10,9±1,2 bcd 35,3±1,1 cd 96,6±8,2 bc

HPMC F 4M 1.5% 58,1±3,6 ab 12,0±1,3 de 34,3±1,3 b 100,8±9,7 c

HPMC F 50 0.5% 58,1±3,6 ab 11,7±1,2 cd 34,2±1,8 b 100,1±8,6 c

HPMC F 50 1.5% 63,1±3,7 d 9,8±1,6 a 32,8±1,4 a 83,2± 11,2 a

media ± DE. Dentro de cada columna, letras diferentes indican diferencias


5.2.2.3. Alveolado de la miga

En la Tabla 5.8 se muestran los parámetros estructurales de la miga del pan control y

de los panes con celulosas modificadas.

Tabla 5.8. Parámetros estructurales de la miga

Muestra Área alveolar media(cm2) % Aire Perímetro

(cm) Circularidad

(adim)

Control 0,013±0,003ab 43,4±3,2ab 0,67±0,06b 0,40±0,04a

MCC 0,5% 0,014±0,003ab 40,9±1,1a 0,67±0,06b 0,42±0,01a

MCC 1,5% 0,012±0,001ab 42,6±3,3ab 0,64±0,03ab 0,41±0,05a

CMC0,5% 0,011± 0,001a 42,8±2,5ab 0,57±0,05a 0,45±0,03a

CMC 1,5% 0,014±0,001ab 45,8±2,7b 0,68±0,04b 0,42±0,02a

HPMC F 4M 0,5% 0,013±0,001ab 42,1±2,1ab 0,67±0,05b 0,41±0,03a

HPMC F 4M 1,5% 0,014±0,002 b 43,1±1,1ab 0,67±0,07b 0,43±0,02a

HPMC F 50 0,5% 0,015±0,002 b 42,7±1,5ab 0,67±0,03b 0,43±0,02a

HPMC F 50 1,5% 0,012±0,002ab 41,2±2,3a 0,64±0,05ab 0,43±0,02a media ± DE. Dentro de cada columna, letras diferentes indican diferencias



185

Al igual que en el caso de las pectinas y probablemente por los motivos detallados en

el capítulo anterior, no se encontraron diferencias significativas en las características

alveolares de la miga entre las diferentes muestras.

Bárcenas y Rosell (2005) habiendo hallado diferencias significativas en el volumen

específico de pan tampoco hallaron diferencias significativas en las características

estructurales de la miga.

5.2.2.4. Humedad de panes frescos y almacenados

En la Tabla 5.9 se muestran los resultados hallados para la humedad de la miga de los

panes frescos y almacenados durante 1 y 3 días a 20°C. La pérdida de humedad fue

calculada como la diferencia entre la humedad de los días 3 y 0 respecto a la

humedad para el día 0. A pesar de que, en general, en los días 0 y 1 no se

encontraron diferencias significativas en la humedad de los panes con adición de

celulosas respecto al control, puede observarse que la pérdida global fue menor para

los panes con celulosas modificadas que para el control, lo cual indicaría que el

agregado de las gomas aumenta la retención de agua. Esto sería un aporte favorable

por parte de las gomas dado que la menor pérdida de agua, ayudaría a obtener una

mayor constancia en la textura a lo largo del tiempo de almacenamiento.

Tabla 5.9. Humedad de la miga del pan fresco y luego de 1 y 3 días

de almacenamiento

día 0 día 1 día 3 % pérdida

Control 44,3 ± 0,5bcd 42,4 ± 0,5 a 37,8 ± 0,6 a 14,6

MCC 0,5% 43,0 ± 0,2 a 42,7 ± 1,1 ab 38,3 ± 1,0 ab 10,9

MCC 1,5% 43,6 ± 0,3 ab 42,6 ± 0,5a 40,7 ± 0,5 cd 6,8

CMC 0,5% 44,6 ± 0,1 d 43,2 ± 0,5 abc 40,6 ± 0,5 cd 9,0

CMC 1,5% 44,3 ± 0,3 cd 43,7 ± 0,8 abc 42,1 ± 0,5 d 5,0

HPMC F 4M 0,5% 44,7 ± 0,5 d 44,5 ± 0,1 bc 40,2 ± 0,8 cd 10,0

HPMC F 4M 1,5% 44,6 ± 0,3 d 44,5 ± 0,3 c 39,9 ± 1,0 bc 10,6

HPMC F 50 0,5% 43,6 ± 0,5 abc 43,5 ± 0,9 abc 40,9 ± 0,2 cd 6,1

HPMC F 50 1,5% 44,3 ± 0,8 d 44,0 ± 1,2 c 40,9 ± 1,0 cd 7,7

media ± DE. Dentro de cada columna, letras diferentes indican

diferencias significativas.


186

5.2.2.5. Análisis de perfil de textura de panes frescos y almacenados

En general, con el agregado de celulosas modificadas se obtuvieron migas con

menores valores de dureza que el control, correspondiendo la miga más blanda a los

panes con CMC 1,5% (Figura 5.15). El efecto de la concentración dependió del tipo de

celulosa modificada utilizada. Un aumento del nivel de CMC ó HPMC F 4M condujo a

una disminución de la dureza de la miga mientras que con un aumento en el nivel de

MCC o HPMC F 50 se obtuvieron migas de mayor dureza.

Con el almacenamiento la dureza de miga se vio incrementada en todos los casos lo

cual está indicando que los hidrocoloides no llegan a inhibir los fenómenos asociados

al envejecimiento del pan. Sin embargo, con la excepción de MCC, todas las gomas

llevaron a una menor dureza de miga respecto al control. Se destacan los resultados

obtenidos con los panes con CMC 1,5% ya que al tercer día de almacenamiento

presentaron valores de dureza de miga similares a los del control el día de

elaboración.

El coeficiente de determinación (r2) entre volumen específico y dureza de la miga fue

de 0,7. Sin embargo, muestras con volúmenes específicos estadísticamente

equivalentes como CMC, en ambos niveles, HPMC F 4M, en ambos niveles, y HPMC

F 50 0,5% mostraron diferencias significativas en la dureza de la miga, presentando

los panes con CMC y HPMC F 4M 1,5% los menores valores de dureza. Dado que en

este caso el valor de es el mismo, las diferencias observadas en la dureza podrían

atribuirse a diferencias en la densidad y/o en el módulo de Young de las paredes

alveolares, como ya se discutió para el caso de las pectinas.

En la Tabla 5.10 se muestra el incremento porcentual en la dureza de la miga para los

días 1 y 3 con respecto al día 0. Al día 1 el menor incremento en la dureza se obtiene

para el control, en los panes con agregado de gomas se duplica o triplica este valor. Al

tercer día de almacenamiento, el pan control y el pan con agregado de HPMC al 1,5%

son los que presentaron menor incremento de la dureza mientras que en los otros

casos se observa la misma tendencia que el día 1. Esto estaría indicando que aunque

con los hidrocoloides se obtienen migas más blandas, la velocidad de endurecimiento

es mayor.

Con la excepción de HPMC F 50 1,5%, el agregado de todos los hidrocoloides permite

obtener migas más cohesivas que para el control (Figura 5.15), esta característica es

favorable dado que estaría indicando que se obtiene una miga menos desgranable.

Con el almacenamiento la cohesividad disminuye, lo cual se ve reflejado en la mayor


187

Figura 5.15. Evolución de la dureza, consistencia y cohesividad de la miga con el

almacenamiento. Letras diferentes indican diferencias significativas entre las muestras

para igual tiempo de almacenamiento (p<0,05).

0,02,04,06,08,0

10,012,014,016,018,0

Control MCC0,5%

MCC1,5%

CMC0,5%

CMC1,5%

HPMC F4M 0,5%

HPMC F4M 1,5%

HPMC F50 0,5%

HPMC F50 1,5%

Dur

eza

(N)

e

cde

bcb

db

de

cd

b

ba

b b b bdc

d

aa

c b c

d

0

50

100

150200

250

300

350

Control MCC0,5%

MCC1,5%

CMC0,5%

CMC1,5%

HPMC F4M 0,5%

HPMC F4M 1,5%

HPMC F50 0,5%

HPMC F50 1,5%

Con

sist

enci

a ( N

.s)

f

bc

ef

aab d bcd

e

d

c

d

ba

c bcc

d bbbba

bb

cc

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

Control MCC0,5%

MCC1,5%

CMC0,5%

CMC1,5%

HPMC F4M 0,5%

HPMC F4M 1,5%

HPMC F50 0,5%

HPMC F50 1,5%

Coh

esiv

idad


a cde bc cd ef c e bc ab

acde bc cd de c e bc ab

ababab ab ab ab ab ab


188

Figura 5.16. Evolución de la resiliencia, elasticidad y masticabilidad de la miga con el

almacenamiento. Letras diferentes indican diferencias significativas entre las muestras

para igual tiempo de almacenamiento (p<0,05).

0,00,51,01,52,02,53,03,54,04,55,0

Control MCC0,5%

MCC1,5%

CMC0,5%

CMC1,5%

HPMC F4M 0,5%

HPMC F4M 1,5%

HPMC F50 0,5%

HPMC F50 1,5%

Mas

ticab

ilida

d(N

)


d

cd

d

b a

cab bc

dd

c

d

ba

bcab

bc

dd

bcd

e

b

a

cdbcd bc bcd

0,000

0,100

0,200

0,300

0,400

0,500

0,600

Control MCC0,5%

MCC1,5%

CMC0,5%

CMC1,5%

HPMC F4M 0,5%

HPMC F4M 1,5%

HPMC F50 0,5%

HPMC F50 1,5%

Res

ilien

cia

a

cd bc bd d d d d

a

a

ab

abc ab abcbc bc bcc c

bc bc bc bcbccd d

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

Control MCC0,5%

MCC1,5%

CMC0,5%

CMC1,5%

HPMC F4M 0,5%

HPMC F4M 1,5%

HPMC F50 0,5%

HPMC F50 1,5%

Ela

stic

idad

acd b d d cd d d c

acd abc bcd d cd d bcd ab

ab ab a ab ab b b b ab


189

facilidad de la misma para desgranarse. En el día 1 de almacenamiento los panes con

agregado de celulosas modificadas presentaron mayor cohesividad que el control

mientras que al día 3 salvo para HPMC F 4M 1,5% no se observaron diferencias

significativas respecto al mismo. En la Tabla 5.10 puede observarse que la

disminución de la cohesividad en el control y las muestras con celulosas fue similar

variando entre 9,6 y 13,9% en el día 1, respecto al pan fresco, y entre 27,9 y 32,1 %

para el día 3.

Tabla 5.10. Variación porcentual de la dureza, consistencia y cohesividad con el

almacenamiento

Incremento de la

dureza (%)*

Incremento de la

consistencia (%)*

Disminución de la

cohesividad (%)* Muestra


Control 29,9 81,5 26,9 90,2 -11,2 -29,0

MCC 0,5% 96,7 210,2 89,5 193,4 -10,6 -30,8

MCC 1,5% 50,6 135,4 42,7 116,0 -10,7 -28,5

CMC 0,5% 88,0 223,9 69,9 186,3 -11,8 -32,1

CMC 1,5% 75,5 221,9 57,8 173,3 -9,6 -31,4

HPMC F 4M 0,5% 68,4 166,2 57,1 132,5 -11,1 -27,9

HPMC F 4 M 1,5% 99,5 241,2 96,4 224,6 -10,4 -31,2

HPMC F 50 0,5% 90,3 175,6 86,3 176,8 -12,7 -29,7

HPMC F 50 1,5% 62,1 65,5 57,9 69,4 -13,9 -29,3

* valores obtenidos a partir de la diferencia de las medias de cada atributo

El pan fresco con aditivos presenta mayor resiliencia que el pan control, lo cual

significa que ante una deformación externa se recupera mejor. Con el tiempo la

resiliencia disminuye en todos los casos, pero el pan control es el más afectado

presentando tanto el día 1 como el día 3 el valor más bajo. Ambas HPMC mostraron

un efecto positivo al permitir obtener migas más resilientes al tercer día de

almacenamiento. Al comparar la disminución porcentual de la resiliencia con respecto

al día 0 (Tabla 5.11), el control es la muestra que presenta menor disminución. Al día

1, el pan con HPMC F 4M 1,5% presentó un comportamiento muy parecido al del

control. En el día 3, la disminución de la resiliencia duplica a los valores del día 1. No

obstante, se obtuvieron con ambas HPMCs los mayores valores de resiliencia al final

del almacenamiento.


190

Tabla 5.11. Variación porcentual de la resiliencia, elasticidad y masticabilidad con el

almacenamiento

Disminución de la

resiliencia (%)*

Disminución de la

elasticidad (%)*

Incremento de la

masticabilidad (%)*Muestra


Control -24,1 -50,5 -1,2 -4,0 14,7 24,7

MCC 0,5% -30,0 -58,6 -11,5 -16,9 54,8 79,7

MCC 1,5% -30,6 -54,7 -2,1 -10,0 30,3 51,7

CMC 0,5% -32,7 -61,7 -7,1 -12,9 54,6 96,5

CMC 1,5% -28,1 -57,7 -12,5 -19,6 36,7 76,1

HPMC F 4M 0,5% -30,5 -54,9 -6,3 -11,6 39,4 69,5

HPMC F 4 M 1,5% -21,5 -55,0 -12,6 -17,4 56,3 94,0

HPMC F 50 0,5% -32,1 -57,2 -4,5 -11,1 59,0 73,0

HPMC F 50 1,5% -27,1 -52,2 -5,5 -7,3 32,8 8,7

* valores obtenidos a partir de la diferencia de las medias de cada atributo

Todas las gomas permitieron aumentar la elasticidad de la miga del pan fresco (Figura

5.16), dado que la elasticidad es un atributo positivo y buscado en miga de pan, esta

modificación respecto al control introducida por la presencia de las celulosas es

favorable. En el pan almacenado durante 1 día la miga presentó una elasticidad similar

a la del control cuando se agregó MCC 1,5% y HPMC F 50 1,5%, en los otros casos la

miga presentó mejores características que el control. Luego de 3 días todas las

muestras presentaron elasticidad igual a la del control. A pesar de esto, la disminución

porcentual de la elasticidad (Tabla 5.11) fue mayor que para el control en todos los

casos. La mayor pérdida de elasticidad se encontró con MCC 0,5%, CMC 1,5% y

HPMC F 4M 1,5%.

En el pan fresco los menores valores de masticabilidad (dureza x cohesividad x

elasticidad) correspondieron a CMC y HPMC F 4M. Además, con estas gomas un

incremento en su concentración ocasionó una disminución de la masticabilidad.

Mientras que con MCC y HPMC F 50 el incremento en la concentración de goma llevó

a mayores valores de masticabilidad. Durante el almacenamiento se observó un

incremento de la masticabilidad de la miga en todos los casos. Sin embargo, con la

utilización de alguna de las celulosas se obtuvieron menores valores que para el

control, en particular los panes con CMC presentaron menores valores de


191

masticabilidad durante los 3 días de almacenamiento. Al comparar el incremento

porcentual respecto al día 0 (Tabla 5.11), las migas de los panes control y con HPMC

F 50 1,5% son las que presentan los menores incrementos.

Si bien las celulosas permitieron obtener mejores atributos texturales que el pan

control, el almacenamiento condujo a un aumento de la dureza y pérdida de

elasticidad, resiliencia y cohesividad, que son cambios desfavorables. Como la mejora

en la textura es grande muchas veces se llega después del almacenamiento a

resultados similares al control o superiores.

El hidrocoloide favorece la retención de humedad, esto que es un hecho favorable

puede sin embargo estar incidiendo en la promoción de la retrogradación por tratarse

de un proceso difusional.

5.3. Evaluación Sensorial

Para la realización del ensayo de discriminación triangular se decidió comparar el pan

control con el pan con CMC 1,5%, esta elección se fundamentó en el comportamiento

mostrado por los panes con CMC en las pruebas de calidad panadera. El diseño de la

prueba se realizó de igual modo que para las pectinas, se evaluaron 30 personas que

efectuaron el ensayo por duplicado. Al comparar el control con el pan obtenido con

CMC 1,5% 25 de las 60 respuestas fueron correctas, es decir, lograron identificar la

muestra diferente del trío. Dado que son necesarias 30 respuestas correctas para

rechazar la hipótesis nula con un 1% de confianza (Roessler y col.,1948) se concluyó

que no habían diferencias significativas entre los panes control y con agregado de

CMC 1,5% ya que para la mayoría de los evaluadores no fue posible distinguir la

muestra del trío. Además, se calculó el nivel de significancia exacto del ensayo el cual

fue 11,00. Por lo tanto, si se dijera que las muestras son diferentes, la probabilidad de

cometer un error sería del 11%.

En este caso, se realizó además un ensayo de aceptabilidad sensorial a través del

método de la escala hedónica. Se evaluaron la apariencia, el sabor, la textura y la

aceptabilidad global del pan. En la Figura 5.17 se muestran los resultados obtenidos.


192

Figura 5.17. Puntaje promedio obtenido por cada atributo en el ensayo de

aceptabilidad sensorial

Tanto el pan control como el pan con agregado de CMC presentaron buena

puntuación en los atributos evaluados. No habiéndose hallado diferencias significativas

en la apariencia, sabor y aceptabilidad global. Sin embargo, en la textura la muestra

con CMC recibió un puntaje significativamente mayor que el control.


Las celulosas modificadas pueden cambiar las características de la masa

dependiendo de su estructura química, concentración y presencia o no de NaCl.

Con una molécula cargada como CMC en ausencia de NaCl se obtuvo una red de

gluten menos estable lo que se evidenció por los parámetros farinográficos. Este

efecto no se observó al agregar NaCl, que puede apantallar las cargas de la molécula

inhibiendo las interacciones electrostáticas que pudiera establecer con las proteínas

del gluten. En particular el efecto de la CMC en ausencia de NaCl sobre las proteínas

del gluten se reflejó en la determinación de gluten húmedo y de gluten seco,

obteniéndose valores muy inferiores al del control. Por otro lado, las celulosas más

hidrofóbicas como ambas HPMCs dan lugar a una red menos estable en presencia de

NaCl, ya que el NaCl promueve las interacciones hidrofóbicas.

El agregado de goma disminuyó los atributos texturales como dureza, consistencia y

adhesividad con respecto al control tanto en las masas sin como con NaCl. En

general, las masas con NaCl mostraron mayor cohesividad y menor resiliencia que el

control. En la mayor parte de las masas con NaCl y adición de hidrocoloide se

obtuvieron menores tiempos de relajación que para el control, indicando un

3

6

9Apariencia

Textura

Sabor

Aceptabilidad global

ControlCMC


193

comportamiento más viscoso. En cambio, en las masas sin NaCl los tiempos de

relajación no fueron significativamente diferentes al control, excepto para las muestras

con CMC en donde los valores superiores obtenidos corresponden a una masa menos

viscosa. En los ensayos en reómetro oscilatorio, se observó un aumento de la

respuesta viscosa del sistema en relación a la respuesta elástica de las masas debido

al agregado de las celulosas modificadas –tanto en sistemas sin como con NaCl- y un

aumento de los módulos cuando en las masas se agregó NaCl, lo cual está de

acuerdo con la mayor consistencia observada en los ensayos de textura.

Respecto a la panificación, algunas gomas como CMC y HPMC F 4M mostraron un

marcado efecto mejorador sobre las características de volumen y textura de miga de

los panes (mayor volumen específico, migas más blandas y cohesivas y con mayor

capacidad de recuperación instantánea o resiliencia). Otras en cambio, como MCC y

HPMC F 50 no mejoraron las características de los panes comparando con el control.

Respecto al efecto durante el almacenamiento, los panes con HPMC F 50 mostraron

el menor incremento de dureza al 3er día, siendo mejor este resultado que con las

otras gomas.

Estos resultados indican que la reología de la masa puede verse modificada por el

agregado de celulosas modificadas de diferente estructura química y además por la

presencia o no de NaCl en la masa. La presencia de NaCl apantalla las cargas como

se vio en el caso de pectinas impidiendo la interacción electrostática negativa con las

proteínas en el caso de CMC así, la CMC debilita las masas en ausencia de NaCl pero

tiene efecto mejorador en combinación con NaCl. Las más hidrofóbicas de las

celulosas utilizadas, HPMCs ven favorecida su acción en presencia de NaCl.

Resultados y Discusión-Microestructura e interacción entre los componentes

195

6.1. Microscopía de la masa Se caracterizó la estructura de las masas sin y con NaCl a través de distintas técnicas

microscópicas, electrónica de barrido (SEM) y láser confocal de barrido (CSLM) .

6.1.1. Microscopía electrónica de barrido (SEM)

Se realizaron micrografías de las masas con tres niveles de magnificación: 500X,

3000X y 5000X, que permiten visualizar con distinto grado de detalle la estructura de

la matriz de gluten. Como ejemplo, en la Figura 6.1, se muestran las micrografías de la

masa control con NaCl y la masa con CMC y con NaCl con los 3 aumentos utilizados.

En particular, la micrografía de menor aumento, permite apreciar la integridad de la red

de gluten.

Figura 6.1: Micrografías de la masa control con NaCl (arriba) y la masa con CMC con

NaCl (abajo). PG: película de gluten, FG: filamento de gluten, GA: gránulo de almidón.

En la Figura 6.2 se muestran micrografías electrónicas representativas de la masa

control y de las masas con ambas pectinas al 2% en ausencia y presencia de NaCl.

500 X 3000 X 5000 X

PG

PG

GA

GA

GA

GAGA

FG

FG

PG

GAGA

GAFG

FG

PG

FGFG

FG


196

Figura 6.2. Micrografías electrónicas de la masa control y de las masas con pectinas al

2% en ausencia de NaCl (izquierda) y presencia de NaCl (derecha). PG: película de

gluten, FG: filamento de gluten, GA: gránulo de almidón. Magnificación: 500X. La barra

roja corresponde a 100 m.

En ambos controles se observaron películas de gluten y zonas con filamentos aunque

con diferentes características. En ambas masas se visualizaron gránulos de almidón

GA

100 m Control sin NaCl 100 m Control con NaCl

100 m PBM 2% sin NaCl PBM 2% con NaCl 100 m

100 m PAM 2% sin NaCl 100 m PAM 2% con NaCl

GA

FG

GAPG

PG

FG

GA

GA

PG

PG

GAGA

PG

FG

PG

FG

GA GAFG

FGPG

PG

FG

GA


197

cubiertos y sin cubrir por la red. En el control sin NaCl se observan filamentos más

gruesos solapados con películas de gluten mientras que en el control con NaCl se

observó una estructura más filamentosa y entrecruzada. En los ensayos farinográficos,

este tipo de estructura más entrecruzada de la masa control con NaCl demostró tolerar

mejor el sobreamasado presentando mayor estabilidad y un menor aflojamiento. En

los ensayos reométricos este tipo de estructura condujo a un comportamiento menos

fluido (menor tan( )).

Al adicionar pectinas en las masas sin NaCl, se observó una menor proporción de las

zonas de películas de gluten y un aspecto más filamentoso respecto a la masa control.

Estos cambios fueron menos marcados en la masa con PBM, mientras que las

características de la masa con PAM fueron muy diferentes a las del control,

observándose una estructura mucho más disgregada. Esta masa evidenció una menor

estabilidad farinográfica respecto al control.

En presencia de NaCl, las masas con pectinas mostraron una estructura más

filamentosa que el control, lo que fue particularmente evidente al emplear PAM. En

este caso, se observó una red de filamentos gruesos y abierta. Las masas con PAM

presentaron una disminución de la estabilidad farinográfica y de la dureza, así como

también con un carácter más viscoso en los ensayos oscilatorios dinámicos, lo que

podría relacionarse con éstas características microscópicas de la matriz. En general, el

empleo de ambas pectinas aumentó la proporción de filamentos de gluten respecto a

los presentes en los controles; la utilización de PAM ocasionó los mayores cambios en

la constitución de la red.

En las Figuras 6.3 y 6.4 se muestran micrografías electrónicas representativas de las

masas control y de las masas obtenidas con el agregado de celulosas modificadas al

1,5% en ausencia y presencia de NaCl. En la Figura 6.3 se puede observar el efecto

del agregado de MCC y CMC sobre la estructura. Al igual que en la Figura 6.2, en la

muestra control (campo diferente al de la Fig. 6.2) pudo observarse que el gluten

forma películas (PG) alrededor de algunos de los gránulos de almidón. Además es

posible ver algunos filamentos. Las muestras con el agregado de MCC mostraron una

estructura aparentemente más disgregada, en particular cuando no se agregó NaCl.

Ambas muestras con CMC exhiben una estructura compacta similar a la del control

pero no se observaron películas de gluten recubriendo los gránulos de almidón y la

estructura resulta menos filamentosa que la del control. No se observaron diferencias

estructurales importantes entre las muestras con CMC sin y con NaCl a través de esta

técnica.


198

Figura. 6.3. Micrografías electrónicas de la masa control y de las masas con MCC y

CMC (1,5%). PG: película de gluten, FG: filamento de gluten, GA: gránulo de almidón.

Magnificación: 500X. La barra roja corresponde a 100 m.

100 m Control sin NaCl

PG

FG

GA

100 m Control con NaCl

100 m MCC sin NaCl 100 m MCC con NaCl

100 m CMC sin NaCl 100 m CMC con NaCl


199

En la Figura 6.4 se muestran las micrografías de masas con HPMC, que mostraron en

general una estructura más filamentosa que MCC y CMC. La muestra con HPMC F 4M

con NaCl mostró una matriz marcadamente filamentosa con hebras más gruesas y

aunque es posible observar también algunas pequeñas porciones de películas de

gluten, hay menor proporción que en el control. La masa con esta celulosa, en

ausencia de NaCl exhibió un aspecto menos filamentoso y una mayor proporción de

películas de gluten. Desde el punto de vista reológico, las masas obtenidas con HPMC

F 4M sin NaCl mostraron una estabilidad similar a la del control, lo cual estaría

indicando una contribución positiva de este tipo de estructura de la red de gluten. La

masa sin NaCl y con HPMC F 50 exhibió una matriz más filamentosa y abierta que el

control y que la muestra con HPMC F 50 con NaCl. Comparando las muestras con

HPMC y NaCl, la matriz de la masa con HPMC F 4M resultó mucho más abierta y

filamentosa que la masa con F 50 y también fue la estructura que presentó menor

estabilidad farinográfica.

Figura. 6.4. Micrografías electrónicas de las masas con HPMC F 4M y HPMC F 50

(1,5%) en ausencia de NaCl (izquierda) y presencia de NaCl (derecha). PG: película

de gluten, FG: filamento de gluten, GA: gránulo de almidón. Magnificación: 500X. La

barra roja corresponde a 100 m.

100 m HPMC F 4M sin NaCl 100 m HPMC F 4M con NaCl

100 m HPMC F 50 sin NaCl 100 m HPMC F 50 con NaCl


200

6.1.2. Microscopía láser confocal de barrido (CSLM)

La microscopía confocal láser de barrido presenta como ventaja frente a otros tipos de

microscopía que es una técnica no invasiva por lo que permite la visualización de la

microestructura con menores alteraciones. Se minimiza así el riesgo de observar

artefactos debidos a modificaciones en la muestra durante su preparación ya que no

necesita ser fijada o deshidratada (Newberry y col., 2003). Por este motivo es una

técnica cuyo uso para el estudio de la microestructura de diferentes sistemas se

encuentra en ascenso, habiéndose empleado con éxito para la evaluación de la

microestructura de masa de harina de trigo destinada a panificación (Dürrenberger y

col., 2001; Li, y col., 2004; Baier-Schenk y col., 2005; Peighmbardoust y col., 2006;

Jekle y Becker, 2011) y producción de pasta (Huang y col., 2010; Sissons y col., 2010;

Aravind, 2012), miga de pan (Primo -Martín y col., 2006 y 2007, Dürrenberger y col.,

2001); y sistemas formados por mezclas de diferentes biopolímeros (Hans Tromp y

col., 2001, van de Velde y col., 2003; Schober y col., 2008; Parada y Aguilera, 2011).

Con la finalidad de encontrar las condiciones óptimas para la visualización de la

estructura de la masa se ensayaron diferentes condiciones: 1) se probaron dos

solventes como medio para la aplicación de los fluoróforos a la masa: N, N-

dimetilformamida (DMF) y agua; 2) se evaluó la utilización de diferentes aumentos:

20X, 63X y 63X+2,1 zoom óptico; 3) se realizaron observaciones en el plano xy y

tomas transversales en el plano xz a partir de las que se realizó una reconstrucción de

la imagen y se la proyectó en el plano.

6.1.2.1. Elección del solvente

a) Fluoróforos disueltos en N,N-dimetilformamida

La utilización de varios marcadores fluorescentes permite observar simultáneamente

múltiples estructuras donde cada fluoróforo marca una en particular, por lo que se

pueden emplear para estudiar la microestructura de sistemas complejos formados por

polisacáridos y proteínas permitiendo determinar su ubicación. Cuando se emplean

fluoróforos que se unen en forma no covalente, el contraste obtenido con las sondas

fluorescentes depende del balance entre la hidrofobicidad de las fases a distinguir y de

la estructura de la matriz que rodea al compuesto que se desea teñir (van Velde y col.,

2003). En este caso, se realizó un teñido no covalente con isotiocianato de

fluoresceína (FITC) y rodamina B disueltos en DMF, los cuales se han empleado para


201

el estudio de la microestructura de masas de harina de trigo (Peighambardoust y col.,

2006) y en masas formadas por gluten y almidón de papa (Parada y Aguilera, 2011).

En la masa, la rodamina B se une a la proteína porque tiene mayor afinidad por ella

mientras que el FITC se puede unir tanto a la proteína como al almidón.

En la Figura 6.5.A se observan las fotografías obtenidas para la masa control con NaCl

cuando ambos fluoróforos (FITC 1% + Rodamina B 0,1%) se prepararon en DMF. En

la parte superior de la Figura se muestran las imágenes obtenidas por la marcación de

cada fluoróforo por separado. Con rodamina B se tiñe sólo la proteína lo que permite

visualizar la red de gluten en color rojo quedando los gránulos de almidón sin teñir

(zonas oscuras). Por otro lado, con FITC se tiñen la proteína y el almidón, ambos en

color verde. Al realizar la superposición de las imágenes tomadas por ambos canales

de adquisición del microscopio se obtiene la foto que se encuentra en la parte inferior

de la Figura 6.5 A, en la cual la proteína se observa de color anaranjado y los gránulos

de almidón de color verde intenso (zonas oscuras en la Figura). De este modo se

confirma que los gránulos de almidón correspondían a las zonas oscuras en la imagen

adquirida con rodamina B. A pesar de que el empleo de los fluoróforos en DMF

permite visualizar tanto a las proteínas de la masa como al almidón se pierde la

apreciación de la estructura de la red de gluten, ya que se observa una estructura

continua debido probablemente a la desnaturalización proteica por el solvente

empleado.

B) Fluoróforos disueltos en agua Al aplicar a la masa la solución conteniendo los colorantes en agua (FITC 0,01% +

rodamina B 0,001%) se obtuvieron imágenes como las de la Figura 6.5 B. En la parte

superior de la Figura se muestran las imágenes obtenidas por la tinción de cada

fluoróforo por separado y abajo la obtenida por superposición de ambos canales de

adquisición. Al igual que cuando los fluoróforos se disolvieron en DMF, con el empleo

de rodamina B se tiñe de color rojo sólo la proteína mientras que al utilizar FITC se

tiñen tanto la proteína como el almidón, visualizándose ambos en color verde. En este

caso es posible observar con mayor nitidez la estructura proteica. A partir de estos

resultados se decidió emplear agua como solvente para la preparación de la solución

colorante ya que ésta permite observar la estructura de la red de gluten en condiciones

más cercanas a las que presenta en la masa que la utilización de DMF.


202

Figura 6.5. Imágenes de la masa control con NaCl obtenidas por microscopía confocal

con un aumento de 63X por superposición de los canales rodamina B y FITC utilizando

distintos disolventes para los fluoróforos: A) con DMF B) con agua.

Superposición de los dos canales

Rodamina B FITC

A

Rodamina B FITC

Superposición de los dos canales

B


203

6.1.2.2. Elección del aumento

En la Figura 6.6 se muestran las imágenes obtenidas para la masa control con NaCl

utilizando dos magnificaciones: A) 20X, B) 63X. Mientras que la imagen obtenida con

un aumento de 20 X permite tener una perspectiva global de la estructura de la masa

con la imagen obtenida a 63X se obtiene un mayor detalle de la microestructura. Por

ejemplo, con el mayor aumento es posible visualizar mejor los gránulos de almidón. Se

priorizó la evaluación de la microestructura en forma global para poder comparar la

matriz de gluten de las distintas formulaciones por lo que se empleó el aumento de

20X.

Figura 6.6. Evaluación del poder de magnificación sobre la imagen obtenida. A) 20X,

B) 63X. Imágenes obtenidas por superposición de los canales de ambos fluoróforos,

rodamina B y FITC.

6.1.2.3. Tipo de secciones ópticas El microscopio confocal ofrece la posibilidad de analizar secciones ópticas

transversales permitiéndonos observar la estructura interna de la muestra sin

necesidad de ningún tipo de preparación especial, lográndolo a través del

desplazamiento del plano focal a través de la muestra. Esta posibilidad representa una

gran ventaja frente a la microscopía óptica con la cual sólo es posible observar la

muestra en el plano xy. En la Figura 6.7 se muestran las secciones ópticas

transversales obtenidas para el control y la proyección obtenida a partir de las mismas.

Se decidió hacer las comparaciones en base a fotografías tomadas en el plano xy y no

A B


204

en la proyección en z ya que no se obtenía una mayor ventaja en la utilización de esta

última y eran en cambio muy largos los tiempos de obtención de cada micrografía.

Figura 6.7. A) Secciones transversales (9 en total) obtenidas con cada fluoróforo, B)

proyección en z para cada fluoróforo, C) imagen obtenida por superposición de ambos

canales.

A

B

C

1 2 3

4 5 6

7 8 9

1 2 3

4 5 6

7 8 9


205

6.1.2.4. Efecto de los hidrocoloides sobre la microestructura de la masa

A partir de los resultados obtenidos en los ensayos previos se tomaron imágenes de la

masa con una magnificación de 20X, empleando agua como disolvente para los

fluoróforos. Antes de realizar la observación de las muestras marcadas se verificó que

la masa no presentara autofluorescencia en las condiciones del ensayo. Se tomaron

por muestra no menos de 10 micrografías. Las que se muestran a continuación son

representativas de la estructura característica de cada masa.

En la Figura 6.8 se muestran las imágenes para las masas control y con pectinas en

ausencia y presencia de NaCl. La masa control sin NaCl presenta una estructura de la

red de gluten mucho más abierta que la masa con NaCl, presentando ésta última los

filamentos de la red de gluten más entrecruzados y con mayor orientación, lo que da

como resultado una red más cerrada. Las manchas rojas que se observan se deben a

depósitos cristalinos de rodamina B que no fueron arrastrados con el lavado. Estas

características de la red más entrecruzada en la masa control con NaCl ya habían sido

observadas con SEM.

En las masas sin NaCl y con PBM se observa una estructura con características

similares a las del control, mientras que con PAM se obtiene una red con hebras más

entrecruzadas y marcadamente orientadas. En este caso se puede apreciar mucho

mejor la orientación de la red proteica que en la fotos obtenidas por SEM.

Al agregar NaCl, en todas las masas se observó un aumento de la orientación de los

filamentos de la red de gluten. Aunque esta mayor orientación se observó en las

masas con ambas pectinas, el cambio fue más evidente en el caso de la masa con

PBM que presentó una red más orientada y entrecruzada que en ausencia de NaCl.

En la masa con PAM, que ya presentaba orientación, al agregar NaCl los cambios

fueron menos pronunciados. En comparación con el control con NaCl, las masas con

ambas pectinas mostraron una estructura más abierta, particularmente con PAM.

Similares resultados se pudieron observar con SEM.

En la Figura 6.9 se muestran las imágenes de las masas con MCC y CMC sin y con

NaCl. En general, las masas con MCC presentaron características similares a los

controles respectivos. En ausencia de NaCl, la red es entrecruzada y abierta mientras

que la masa con NaCl es más orientada y entrecruzada, dando lugar a una estructura

más cerrada. En este caso se pudieron apreciar mejor las estructuras que con el uso

de SEM.


206

Figura 6.8. Masas con pectina de bajo y alto metoxilo en ausencia y presencia de NaCl

(Magnificación 20X). Tamaño de la imagen 775 m x 775 m.

Control sin NaCl Control con NaCl

PBM sin NaCl PBM con NaCl

PAM con NaCl PAM sin NaCl


207

Estas características de la red de gluten pueden relacionarse con el hecho de que las

masas con MCC no hayan presentado diferencias significativas con respecto al control

en la estabilidad y aflojamiento farinográficos, así como tampoco en los ensayos

oscilatorios dinámicos.

Como en el caso anterior, esta técnica permitió apreciar mejor que con SEM las

diferencias microestructurales en las muestras con CMC. La masa con CMC sin NaCl

presentó una estructura filamentosa y orientada pero con muy pocos

entrecruzamientos entre las hebras. Por el contrario, la masa con NaCl presentó una

estructura también filamentosa y orientada pero con mayor entrecruzamiento, con

características parecidas a las del control con NaCl aunque aparentemente más

abierta. Al comparar la masa con CMC sin NaCl respecto al control, se observa que

ante el agregado de CMC la red de gluten se orientó y disminuyó el número de

entrecruzamientos. Estas diferencias observadas en la red de gluten en las masas con

CMC ante la ausencia o agregado de NaCl podrían explicar el diferente

comportamiento reológico presentado por ambas. La masa con CMC sin NaCl tuvo

una baja estabilidad farinográfica y bajo contenido de GH, indicativos de una red débil

mientras que la masa con CMC con NaCl daba lugar a una red más fuerte, de igual

estabilidad farinográfica y contenido de GH que el control, probablemente en relación

con la similitud microestructural de ambas.

En la Figura 6.10 se muestran las masas con ambas HPMCs sin y con NaCl

observándose marcadas diferencias en las mismas por efecto del NaCl. Las masas

con HPMC F 4M sin NaCl muestran una red de gluten formada por filamentos

orientados y agrupados dando lugar a una estructura algo abierta pero mucho más

orientada que el respectivo control. Por otro lado, la masa con HPMC F 50 sin NaCl da

lugar a una red muy abierta de características muy diferentes a las del control. A pesar

de las diferencias estructurales encontradas respecto al control sin NaCl, estas

muestras no presentaron diferencias en la estabilidad farinográfica. En presencia de

NaCl, las masas con ambas HPMCs presentaron una estructura formada por finos

filamentos entrecruzados. La estructura de la red proteica en la masa con HPMC F 4M

con NaCl fue más abierta que la mostrada por la muestra con HPMC F 50 con NaCl, lo

cual puede vincularse como se dijo anteriormente, con la menor estabilidad

farinográfica mostrada por la primera. En general estos resultados son concordantes

con los obtenidos por SEM.


208

Figura 6.9.Microestructura de la masas control, con MCC y CMC en ausencia y

presencia de NaCl (Magnificación 20X). Tamaño de la imagen 775 m x 775 m.

CMC sin NaCl

MCC sin NaCl MCC con NaCl

CMC con NaCl


209

Figura 6.10. Masas con HPMC F 4M y HPMC F50 en ausencia y presencia de NaCl

(Magnificación 20X). Tamaño de la imagen 775 m x 775 m.

En general se puede concluir que un mayor grado de orientación y entrecruzamiento

inducido por el NaCl se puede relacionar con una mejora en la estabilidad farinográfica

y una menor viscosidad de la masa. El agregado de hidrocoloides conduce a redes

más abiertas, lo que estaría vinculado con la menor dureza y en general, mayor

viscosidad, de las masas que los contienen. Estas características de orientación y

entrecruzamiento relacionadas con una red de gluten más fuerte pueden apreciarse

mejor con la microscopía confocal que con SEM.

HPMC F 4M sin NaCl HPMC F 4M con NaCl

HPMC F 50 sin NaCl HPMC F 50 con NaCl


210

6.2. Movilidad molecular en la matriz panaria

El término “movilidad molecular” involucra varios conceptos relacionados con la

estabilidad de un producto, inherentes a su procesamiento o almacenamiento. Lo que

se denomina “movilidad” abarca diferentes tipos de movimientos: desplazamientos

moleculares, deformación, migración de solvente o soluto debido a gradientes de

potenciales químicos o campos eléctricos, difusión molecular, rotación de grupos de

átomos o segmentos poliméricos, alrededor de enlaces covalentes. Normalmente la

movilidad es influida por la temperatura, hidratación del sistema y cambios de estado

físico (transición vítrea, fusión, entre otros) (Roudaut y col., 2004). Se estudió la

movilidad molecular en masa y miga panarias a través de dos técnicas diferentes, con

el objeto de evaluar el efecto de los hidrocoloides sobre la matriz.

6.2.1. Ensayos de relajación T2 por 1H-RMN en masa

Se analizó la movilidad molecular de las matrices de las diferentes masas mediante

ensayos de relajación 1H spin-spin (T2) utilizando la secuencia de Carr-Purcell-

Meiboom-Gill.

En la Figura 6.11 se muestran a modo de ejemplo, las curvas de relajación de los

controles y las masas con HPMC F 50 1,5% sin y con NaCl.

Las curvas de relajación obtenidas se modelaron con una ecuación exponencial de

primer orden (Ec. 6.1) a partir de la cual se obtuvieron los tiempos de relajación

característicos de cada masa.

T

t-exp A I2

1 Ec. 6.1

donde I es la intensidad de la señal del protón en función del tiempo, A1 es la

intensidad inicial, la cual es proporcional a la cantidad de núcleos de hidrógeno en la

muestra y T2 es el tiempo de relajación spin-spin.


211

Figura 6.11. Relajación de las masas control y con HPMC F 50 sin y con NaCl.

La señal obtenida es una combinación de las señales de los diferentes tipos de

protones: los del agua, los del almidón, las proteínas e hidrocoloides presentes, por lo

que el tiempo de relajación observado es un promedio pesado de los tiempos de

relajación de estos. La incidencia en la señal de cada tipo de protón dependerá de su

proporción y de la velocidad de intercambio con el medio (Zimmerman y col., 1957). Si

bien se intentó ajustar los resultados experimentales con expresiones exponenciales

de más de un término no se obtuvieron resultados satisfactorios. El hecho de que el

mejor ajuste se haya obtenido con una ecuación monoexponencial indica que las

poblaciones son indiferenciables en las condiciones de medición utilizadas. Al

respecto, la información disponible en literatura es controversial: algunos autores

(Leung y col., 1979) han informado sobre la existencia de dos poblaciones de protones

en la masa de harina de trigo correspondientes a dos fracciones de movilidad

diferentes pero otros autores (López Da Silva y col., 2007) han supuesto una sola. Las

causas de un decaimiento de tipo monoexponencial pueden ser diversas: intercambio

muy rápido de protones entre fases comparado con el lapso de relajación, pequeña

proporción de una población de protones respecto a la otra, excesiva diferencia o

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90-0.2

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4In

tens

idad

tiempo (ms)

Control sin sal Control con sal HPMC F50 sin sal HPMC F50 con sal


212

similitud entre los tiempos de relajación característicos de cada población que no

puedan ser detectados por el equipo (Leung y col., 1976).

En la Tabla 6.1 se muestran los parámetros obtenidos (A1 y T2) en las regresiones de

las curvas de relajación para las muestras sin y con NaCl, en todos los casos el

coeficiente de determinación (r2) fue superior a 0,999. Mayores tiempos de relajación

(T2) están relacionados con una mayor movilidad molecular en la matriz.

Se encontraron efectos significativos tanto del agregado de sal como del tipo de

hidrocoloide (p<0,05). En general se observa, salvo en el caso de PAM y HPMC F 50

sin sal, mayores tiempos de relajación (comparando con el control respectivo) cuando

se agregan hidrocoloides a la matriz, tanto en ausencia como en presencia de NaCl, lo

que está indicando mayor movilidad molecular.

Tabla 6.1. Tiempos de relajación T2 de las masas sin y con NaCl y con

hidrocoloides

Sin NaCl Con NaCl Muestra

A1 (Volt) T2 (ms) A1(Volt) T2 (ms)

Control 1,70±0,05b 11,7±0,3b 1,76±0,02ab 11,2±0,2a

MCC 1,5% 1,67±0,09b 12,2±0,5b 1,82±0,02b 12,6±0,1c

CMC 1,5% 1,67±0,07b 12,2±0,1bc 1,71±0,08a 11,9±0,3b

HPMC F 4M 1,5% 1,64±0,08b 12,7±0,4c 1,80±0,03ab 13,1±0,1cd

HPMC F 50 1,5% 1,02±0,05a 10,9±0,2a 1,79±0,03ab 13,3±0,2d

Control 1,70±0,05a 11,7±0,3 b 1,76±0,02a 11,2±0,2b

PBM 2% 1,81±0,04b 11,5±0,2b 1,87±0,03b 11,3±0,2b

PAM 2% 1,77±0,02b 10,3±0,1a 1,89±0,02b 10,6±0,1a

media ± DE. En una columna, para cada tipo de hidrocoloide (celulosas o

pectinas) letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).

Lusse y Arnold (1998) estudiaron el fenómeno de relajación en soluciones de

polisacáridos y encontraron diferentes tiempos de relajación, atribuyendo las

diferencias entre distintos polímeros a procesos de reorientación del agua ligada

respecto al sitio de unión y a la movilidad de la cadena principal del polímero. Las

macromoléculas de cadena más rígida presentaron menores tiempos de relajación

(menor movilidad) mientras que las cadenas de polímeros más flexibles daban tiempos

de relajación mayores (mayor movilidad). En el caso del presente trabajo, la movilidad

que se está observando corresponde a un promedio de toda la matriz, por las causas


213

explicadas anteriormente (limitaciones experimentales para distinguir las diferentes

poblaciones de protones) por lo que los tiempos obtenidos reflejarían la movilidad de la

matriz gluten-hidrocoloide-agua en conjunto. Los valores más altos obtenidos, en

general, con las celulosas indican una mayor flexibilidad de la matriz cuando se

agregan hidrocoloides, tanto en ausencia como en presencia de sal. PAM daría

matrices más rígidas, en coincidencia con lo informado por Linlaud y col., (2011) en

masa panaria.

Por otro lado, Esselink y col. (2003) estudiaron el efecto del tiempo de amasado en la

estructura de la red de gluten y hallaron que redes más filamentosas (obtenidas con

mayores tiempos de amasado) arrojaban valores más altos de tiempos de relajación.

Los autores atribuyeron lo observado a la liberación de agua ocasionada por la

disrupción de la red de gluten en la masa sobreamasada. En este trabajo se ha visto,

en los estudios microscópicos (ítem 6.1) que el agregado de hidrocoloides

incrementaba las características filamentosas en la red, disminuyendo la proporción de

láminas o películas de gluten y coincidiendo con mayores tiempos de relajación (salvo

en el caso de PAM y HPMC F 50 sin NaCl).

6.2.2. Ensayos de análisis mecánico diferencial (DMA) en miga

Este tipo de análisis permite el estudio de los fenómenos de movilidad molecular en

las proximidades de la transición vítrea del sistema, en la que un material sólido

amorfo pasa a un estado gomoso o viscoso. La localización de la temperatura de

transición vítrea depende de la cantidad de agua del sistema (Orford y col., 1989) y del

peso molecular medio de los componentes (Orford y col., 1990).

El estudio de esta transición es importante tanto para la caracterización de un material

como para evaluar su estabilidad frente al almacenamiento. Por arriba de la

temperatura de transición vítrea (Tg) la movilidad molecular es suficiente como para

permitir que ocurran cambios dependientes de la difusión molecular. Por debajo de

esta temperatura el material posee una viscosidad extremadamente alta (> 10 12 Pa.s)

y los movimientos moleculares se encuentran restringidos a modos vibracionales y

rotacionales de corto alcance. En estas condiciones los cambios que pueden ocurrir

son muy lentos y se puede considerar que existe estabilidad frente a una gran parte de

procesos de deterioro (Roos, 1995). No obstante, hoy se reconoce que Tg no puede

considerarse un umbral absoluto para la determinación de la estabilidad del sistema ya

que ciertos cambios estarían relacionados con reordenamientos o la posibilidad de


214

movilidad molecular en el estado vítreo (por ejemplo perdida de crocancia o ciertas

reacciones químicas) (Schebor y col., 1999; Champion y col., 2000). Los principales

métodos que se utilizan para la determinación de Tg son calorimetría diferencial de

barrido (DSC), análisis termomecánico dinámico (DMA) y espectroscopía dieléctrica.

La temperatura de transición vítrea determinada por análisis mecánico dinámico

(DMA) suele denominarse T para diferenciarla de la determinada por DSC (Tg) ya que

no son completamente equivalentes debido a que los principios por los cuales se

determinan son diferentes. En DSC la muestra es sometida a un cambio de

temperatura y en DMA la muestra es sometida, además, a un esfuerzo mecánico.

Se obtuvieron los espectros dinámicos mecánicos de la miga de los panes control, y

con el máximo nivel de cada aditivo: celulosas modificadas al 1,5 % y pectinas al 2% y

se evaluaron los módulos elástico o de almacenamiento (E´), viscoso (E´´) y la

tangente del ángulo de desfasaje (tan( )). En la Figuras 6.12, 6.13 y 6.14 se muestran

los espectros típicos obtenidos en miga de pan control y en muestras con hidrocoloide.

Se observa en todos los casos una caída del módulo elástico o de almacenamiento

(E´) y un aumento progresivo de la tan( ) a medida que se incrementa la temperatura

lo cual muestra que aumenta el comportamiento viscoso de la muestra. T suele

identificarse como un pico de tan( ), como una caída en E´ o como un pico en E´´.

Aunque el pico en tan( ) es la forma más común de determinar T , normalmente esta

temperatura es mayor que la que se obtiene con el punto medio de la caída de E´

(Kalichevsky y col., 1992). Probablemente, el uso extendido de la tan( ) para

determinar T se deba a que en los biopolímeros, la caída en E´ en T es menos

abrupta que en los polímeros sintéticos debido a la presencia parcial de cristalinidad y

algún grado de interacción, por ejemplo por puente de hidrógeno (Choi y col., 2010).

Desde un punto de vista físico es más correcto determinar T a partir del máximo

observado en E´´ y, por otro lado, en sistemas de bajo peso molecular el pico en la

tan( ) puede no ser observable (Champion y col., 2000).

En la curva correspondiente al módulo viscoso o de pérdida (E´´) se observaron 2 ó 3

picos dependiendo de la muestra, en algunos casos estos picos también se pueden

observar aunque desplazados y con menor magnitud en los otros módulos. El pico

observado en E´´ cercano a 0°C se atribuye a la fusión del hielo (Tm), el pico cercano a

-30°C se ha atribuido a una relajación la que se asocia a la transición vítrea (T )


215

Figura 6.12. Espectros dinámicos mecánicos de la miga de pan a 1Hz, 5Hz y 10 Hz. A)

control, B) con MCC y C) con CMC.

0.2

0.4

Tan

Del

ta

0

500

1000

1500

2000

0

5000

10000

15000

20000

25000

-120 -100 -80 -60 -40 -20 0 20 40

E´´(M

Pa)

E

´ (M

Pa)

Temperatura (°C)

TT Tm

0.2

0.4

Tan

Del

ta

0

200

400

600

800

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

-100 -80 -60 -40 -20 0 20 40

Temperatura (°C)(°C)

E´´(M

Pa)

E´(

MP

a)

TTmA

0.2

0.4

0.6

Tan

Del

ta

0

500

1000

1500

2000

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

-120 -100 -80 -60 -40 -20 0 20 40

E´ (

MP

a)

E´´(M

Pa)

Temperatura (°C)

TmT

T

B

C


216


con HPMC F 4M; B) con HPMC F 50.

mientras que el pico cercano a -70°C (T ) que fue observado en todas muestras se ha

atribuido a una relajación , por debajo de T (Champion y col., 2000) la cual

correspondería a movimientos moleculares más localizados que persisten en el estado

vítreo (Johary y col., 1976). La fusión del hielo también se reflejó en los otros módulos:

en la tan( ) como un incremento que da lugar a un pico y en E´ como una inflexión en

la curva.

B

0.2

0.4

0.6

Tan

Del

ta

0

20

40

60

80

100

120

140

0

500

1000

1500

2000

2500

-120 -100 -80 -60 -40 -20 0 20 40Temperatura (°C)

E´(

MP

a)

E´´ (M

Pa)

T TTm

0.2

0.4

0.6

0.8

Tan

Del

ta

0

20

40

60

80

100

120

140

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

-100 -80 -60 -40 -20 0 20 40

Temperatura (°C)

E´(

MP

a)

E´´ (M

Pa)

T

Tm

A


217


con PBM; B) con PAM.

Los espectros mecánicos de las muestras con distintos hidrocoloides fueron diferentes

en cuanto a los picos observables. En el caso de las muestras con CMC y MCC (que

tiene un cierto porcentaje de CMC) se observa, más pronunciado que en las otras

muestras, el pico relacionado con la transición vítrea, pudiéndose determinar T (Fig.

6.12). Esta transición no es distinguible en las muestras con HPMC F 50 (Fig. 6.13) ni

tampoco en el control y aparece esbozada en las muestras con pectinas,

particularmente con PAM, y con HPMC F 4M (Fig. 6.14). Por otro lado, la relajación

asociada a T (observada en todas las muestras) está indicando que la matriz tiene

Temperatura (°C)

Temperatura (°C)

0.2

0.4

0.6

0.8

Tan

Del

ta

0

200

400

600

800

1000

1200

0

5000

10000

15000

20000

25000

-100 -80 -60 -40 -20 0 20 40

E´(M

Pa)

E´´ (MPa)

AT Tm

E´(M

Pa)

0.2

0.4

0.6

0.8

Tan

Del

ta

0

200

400

600

0

2000

4000

6000

8000

10000

-100 -80 -60 -40 -20 0 20 40

B TmT T

E´´ (MPa)


218

movilidad rotacional en mayor o menor grado en el estado vítreo. Aunque todavía hay

controversia respecto al origen de las relajaciones , en polisacáridos este evento ha

sido relacionado con la rotación de grupos laterales o con cambios conformacionales

de la cadena principal (Scandola y col., 1991).

En la Tabla 6.2 se muestran las temperaturas T y T determinadas a partir de las

curvas del módulo de pérdida a las tres frecuencias estudiadas: 1, 5 y 10 Hz. En las

tres frecuencias estudiadas el comportamiento fue similar.

Tabla 6.2. Temperaturas de pico correspondientes a las

relajaciones y obtenidas a partir del módulo de pérdida en

los espectros mecánicos

T (°C)

1 Hz 5 Hz 10 Hz

Control -72,8 10,3 -70,7 12,1 -70,3 11,5

MCC -72,5 1,1 -68,6 5,7 -68,6 5,7

CMC -73,1 3,8 -69,5 3,7 -68,9 3,9

HPMC F 4M -74,7 0,1 -72,3 5,3 -71,7 5,6

HPMC F 50 -69,7 1,2 -66,3 1,0 -65,5 1,0

PBM -70,2 2,9 -69,4 2,9 -69,2 2,4

PAM -67,4 0,6 -65,2 1,4 -64,8 2,0

T (°C)

1 Hz 5 Hz 10 Hz

Control - - -

MCC -29,3 0,7 -28,3 0,8 -28,3 0,8

CMC -34,7 8,8 -32,7 9,3 -31,1 9,1

HPMC F 4M - - -

HPMC F 50 - - -

PBM - - -

PAM - - -

media ± DE A través de análisis de varianza, se compararon las temperaturas de pico de las

celulosas entre sí y respecto al control y de las pectinas entre si y respecto al control,


219

no hallándose diferencias significativas, probablemente por las altas desviaciones

estándar obtenidas en algunos casos.

En la muestra control, en los panes obtenidos con ambas HPMC y con las pectinas no

fue posible determinar T con las condiciones empleadas en este ensayo. Ribotta y Le

Bail (2007) se encontraron con una dificultad similar para determinar T en panes

precocidos congelados y almacenados debido a un ensanchamiento en el pico

correspondiente a la transición vítrea y una reducción de su intensidad.

Los resultados obtenidos con DMA sugieren que existe un efecto de los hidrocoloides

sobre los procesos de relajación de la miga asociados a T y T . Sahagian y Goff

(1995) estudiaron las relajaciones moleculares en sistemas sacarosa-hidrocoloide a

través de análisis termomecánico (TMA) y encontraron que las diferentes

macromoléculas utilizadas (xántica, guar, gelatina) afectaban el proceso de relajación

por debajo de la temperatura de transición vítrea. En todos los casos obtenían tiempos

de relajación mayores en presencia de los hidrocoloides. Estos autores concluyeron

que un mayor enredamiento de los polímeros y el solapamiento de cadenas laterales

dificultaban la reorientación molecular inherente a la relajación. Los resultados

obtenidos indicarían que las celulosas y pectinas utilizadas inciden de manera

diferente en la reorientación de los polímeros de la matriz panaria. Si bien hay

diferencias de escala entre los registros, la matriz gluten-almidón-CMC es la que

presenta los picos más pronunciados, sugiriendo un mayor grado de relajación del

sistema, lo que se relacionaría con menores impedimentos en los movimientos de

corto alcance (rotacionales) relacionados con T y en los de mayor alcance

(difusionales) relacionados con T .

6.3. Interacción entre los principales componentes de la masa y los aditivos

6.3.1. Interacción almidón-aditivo

6.3.1.1. Interacción almidón-aditivo en sistemas modelo

6.3.1.1.1. Viscoamilogramas rápidos En el viscoamilógrafo una suspensión de almidón o harina en agua es sometida a un

programa de calentamiento y enfriamiento mientras se ejerce un esfuerzo mecánico. A

lo largo del ensayo se registran los cambios de viscosidad que se pueden relacionar

con el grado de disrupción del gránulo de almidón y la interacción con otros

componentes presentes. Al comenzar el calentamiento, el gránulo de almidón


220

comienza a hidratarse, aumenta de tamaño y se registra un aumento de la viscosidad,

posteriormente el gránulo comienza a abrirse y la amilosa sale hacia el medio

circundante por lo que la viscosidad continua aumentando. En el pico de máxima

viscosidad coexisten gránulos hidratados cuyo tamaño se ha incrementado y amilosa

liberada por lo que la resistencia al flujo es máxima. Luego, debido al efecto de cizalla

producido por la paleta del amilógrafo y al mantenimiento del sistema a una alta

temperatura (95°C) ocurre una mayor ruptura de los gránulos de almidón por lo cual la

viscosidad decrece y se obtiene lo que se conoce como pasta caliente. Al enfriar esta

pasta se verifica un aumento de la viscosidad debido a la formación de un gel por

alineamiento de las moléculas de amilosa; en ese gel se hallan embebidos restos de

gránulos de almidón. Esta región de la curva se conoce como zona de asentamiento

(setback). La concentración de almidón o harina usada en este ensayo no supera los

12 g /100 g pasta por lo que estos sistemas se encuentran muy alejados de la relación

sólidos/agua característica de la masa. Sin embargo las variaciones obtenidas en el

comportamiento amilográfico pueden arrojar evidencias sobre capacidad de

interaccionar entre los componentes, particularmente entre el almidón y los

hidrocoloides.

En la Figura 6.15 se muestran los perfiles viscoamilográficos obtenidos para las

mezclas de harina-hidrocoloide en ausencia y presencia de NaCl, utilizando la máxima

concentración de hidrocoloide (2% para pectinas, 1,5 % para celulosas modificadas).

En general, se puede observar que con la utilización de la CMC en ausencia de NaCl,

y con MCC, CMC y HPMC F 4M en presencia de NaCl se obtuvieron las mayores

variaciones en los perfiles respecto al control.

Doublier y col. (1987) establecieron que las pastas de almidón pueden ser descriptas

como suspensiones de gránulos de almidón hidratados dispersos en un medio

macromolecular continuo, en donde los gránulos hidratados se encuentran formados

principalmente por amilopectina mientras que la amilosa ha sido liberada al medio.

Basándose en este modelo, Alloncle y col. (1989) postularon que los hidrocoloides se

encuentran sólo en la fase continua por lo cual a medida que los gránulos se hidratan

la concentración de los hidrocoloides en esta fase aumenta lo cual da lugar a un

incremento sustancial de la viscosidad. Por este motivo, las mayores diferencias se

observan poco antes y después del pico de viscosidad máxima, etapa del ensayo en

que ya ha habido una hidratación sustancial de los gránulos. Las diferencias

observadas entre los sistemas sin NaCl y con NaCl, podrían relacionarse con las

interacciones posibles entre moléculas de hidrocoloides en cada caso.


221

Figura 6.15. Perfil viscoamilográfico de la harina y las mezclas harina -

hidrocoloide en a) ausencia y b) presencia de NaCl (2%).


0

0

0

00

00 3 6 9 12 1515

1000

0

2000

3000

4000a Control

HPMC F 4M HPMC F 50

Vis

cosi

dad

(cP

)

0 3 6 9 12 15Tiempo (min)

1000

0

2000

3000

4000 Control HPMC F 4M HPMC F 50


00 3 6 9 12 15150 3 6 9 12 15 Tiempo (min)

b

Vis

cosi

dad

(cP

) a


0

0

0

00

00 3 6 9 12 1515

4000

0

2000

3000

Control PBM PAM

1000

Vis

cosi

dad

(cP

)

0 3 6 9 12 15Tiempo (min)

0

Vis

cosi

dad

(cP

)

2000

3000

4000


00 3 6 9 12 1515

1000

Control PBM PAM

b

Tiempo (min) 0 3 6 9 12 15

1000

0

2000

3000

4000


0

0

0

00

0 3 6 9 12 15 Tiempo (min)

Control MCC CMC

a

Vis

cosi

dad(

cP)

1000

2000

3000

4000


0

0

0

00

00 3 6 9 12 1515

Control MCC CMC

0 3 6 9 12 15 Tiempo (min)

b

Vis

cosi

dad

(cP

)

0


222

Así en ausencia de NaCl, se observan perfiles muy parecidos al control con la MCC,

las HPMC y las pectinas mientras que la CMC da un perfil muy diferente que indicaría

por las mayores viscosidades una fuerte hidratación e interacción con otros

componentes como amilosa liberada del granulo y proteína. La presencia de NaCl en

la fase continua podría promover las interacciones hidrofóbicas que pueden

establecerse entre HPMCs y así ocasionar una mayor viscosidad tanto en el máximo

como en el mínimo. Esto se verifica solamente en el caso de HPMC F 4M (Fig. 6.15 ).

En presencia de NaCl existe además la posibilidad de un apantallamiento de las

cargas que favorecería interacciones antes impedidas por estas. El apantallamiento de

cargas podría explicar la mayor viscosidad obtenida en el caso de CMC y MCC, en

este último sistema por tener la MCC comercial una cierta cantidad de CMC en su

composición. No obstante es mucho mayor la diferencia observada en el perfil

amilográfico de los sistemas con CMC en ausencia de NaCl (Figura 6.15), cuya causa

estaría dada por interacciones de tipo electroestático entre la CMC y otros

componentes.

La temperatura de empaste (Te), es la temperatura en la cual el gránulo de almidón

comienza a hincharse lo que se evidencia a través del incremento de la viscosidad. Si

bien la temperatura de empaste se ha tratado de utilizar para estimar la temperatura

de gelatinización, se ha observado que Tp es siempre superior a la temperatura de

gelatinización obtenida por DSC (Bao, 2008).

El ANOVA bifactorial arrojó un efecto significativo del NaCl pero no de los

hidrocoloides en la temperatura de empaste. En los sistemas formados por harina-

hidrocoloide en ausencia de NaCl, Te tomó valores entre 66,2 y 66,9°C y entre 67,4 y

69,3°C en presencia de NaCl. Sobre el efecto producido por los hidrocoloides en la

temperatura de empaste hay resultados contradictorios. Rojas y col. (1999) estudiaron

el efecto de PBM y HPMC K 4M al 0,5 y 1,0% sobre las propiedades de empaste de

una harina de trigo comercial y observaron que ambos hidrocoloides aumentaban

levemente dicha temperatura. Bárcenas y col. (2009) estudiaron el efecto de PAM y

HPMC en concentraciones entre 0 y 1,3% (base almidón) sobre el comportamiento

viscoamilográfico de almidón de trigo, no encontrando diferencias significativas

respecto al control. Estas discrepancias pueden radicar en las diferencias estructurales

entre los hidrocoloides empleados en estos estudios y también en ligeras diferencias

en las condiciones de ensayo.

Se realizó un ANOVA bifactorial para evaluar el efecto de la NaCl y del agregado de

los distintos tipos de celulosa modificada sobre los parámetros amilográficos. Se

encontró efecto significativo del NaCl, del tipo de hidrocoloide e interacción


223

significativa de NaCl x hidrocoloide (p<0,05). En el caso de las mezclas con pectina

se observó efecto significativo del NaCl en todos los parámetros menos en el

asentamiento 1, del hidrocoloide en todos los parámetros e interacción significativa en

todos los casos menos en la inestabilidad (p<0,05).

En la Figura 6.16 se muestran algunos de los parámetros amilográficos obtenidos para

la harina y las mezclas harina-hidrocoloide en ausencia de NaCl.

La viscosidad de pico p, parámetro relacionado con la capacidad de absorción de

agua del almidón y con la facilidad con que se rompe el gránulo (Copeland y col.,

2009), mostró un comportamiento diferencial dependiendo del tipo de hidrocoloide

utilizado. Entre las celulosas, el agregado de MCC y CMC ocasionó un incremento

significativo de la viscosidad de pico con respecto al control, no así las HPMCs. Las

pectinas dieron valores de viscosidad similares entre sí aunque la mezcla con PBM fue

significativamente menor que el control.

Christianson (1982) planteó que el efecto producido por los hidrocoloides sobre la

viscosidad máxima era debido por un lado a las interacciones establecidas entre las

gomas y la amilosa y moléculas de amilopectina de bajo peso molecular solubilizadas

y por otro lado a que por el efecto espesante de los hidrocoloides las fuerzas ejercidas

sobre los gránulos se incrementan, con respecto a suspensiones acuosas y como

consecuencia de estos efectos la ruptura de los gránulos y el exudado de los gránulos

se modifican. La reducción en la viscosidad de pico puede atribuirse a un cierto grado

de impedimento en la hidratación de los gránulos de almidón o la salida de amilosa.

La inestabilidad definida como ( p - min) se relaciona con la resistencia de las

suspensiones gelatinizadas al calentamiento sostenido a alta temperatura y al

cizallado. Este parámetro fue mínimo para la mezcla harina-CMC, no encontrándose

diferencias significativas respecto al control con el empleo de los otros hidrocoloides.

Este hecho es positivo ya que indica una mayor estabilidad de las pastas con CMC.

Durante el enfriamiento de la pasta y posterior mantenimiento de la temperatura en

50°C el comportamiento del sistema esta gobernado por la amilosa: las moléculas de

alinean y forman una red que retiene agua y a los gránulos de almidón fragmentados

determinando de este modo la viscosidad final que alcanza el sistema. El

asentamiento 1, diferencia entre esta viscosidad y la mínima alcanzada ( f - min), y el

asentamiento 2, diferencia entre esta viscosidad y la viscosidad de pico: ( f - p),

permite evaluar la propensión a la retrogradación del sistema.

Comparando las pastas con celulosas modificadas entre sí y respecto al control no se

observaron diferencias en el asentamiento 1 mientras que en el asentamiento 2, CMC

lo incrementa y HPMC F 50 lo disminuye. Se ha postulado que CMC se asociaría con


224

la amilosa en la pasta caliente ocasionando un incremento de la viscosidad pero esta

asociación no sería estable al enfriar (Christianson y col., 1981). Por lo tanto, CMC no

inhibiría la retrogradación de la amilosa, lo que podría explicar el incremento

observado en el asentamiento 2 en la mezcla harina-CMC.

Analizando las pectinas no hubo diferencias respecto al control en el caso del

asentamiento 1 y la mezcla con PBM aumentó significativamente el valor del

asentamiento 2 respecto al control.

En la Figura 6.17 se muestran algunos de los parámetros amilográficos obtenidos para

la harina y las mezclas harina-hidrocoloide en presencia de NaCl.

Figura 6.16. Parámetros viscoamilográficos obtenidos para las mezclas harina de trigo

–hidrocoloide en ausencia de NaCl. Letras minúsculas diferentes indican diferencias

significativas entre celulosas y con el control; letras mayúsculas diferentes indican

diferencias significativas entre pectinas y con el control (p<0,05).

Control MCC CMC 4 5 PBM PAM

f p

(cP

)

0

200

400

600

800

1000

a

bc bcc

ABB

A b

HPMC F 4 M

HPMC F 50


f -

min (c

P)

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

abb ab

ab A A A

HPMC F 4 M

HPMC F 50


pcP

)

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

ABa ab abb

c

AB

HPMC F 4 M

HPMC F 50


pm

in (c

P)

0

200

400

600

800

1000

a

bb

AA

Ab b

HPMC F 4 M

HPMC F 50


225

En las mezclas con celulosas en presencia de NaCl la viscosidad de pico observada

fue mayor que en ausencia de NaCl en todos los casos. Comparando las mezclas con

las distintas celulosas en presencia de NaCl entre sí y respecto al control con NaCl se

observó, como ya se había encontrado en las mezclas sin NaCl, un incremento

significativo con el agregado de MCC y CMC. El agregado de pectinas disminuyo la

viscosidad de pico respecto al control.

La inestabilidad de las pastas calientes ( p - min) disminuyó respecto al control en las

mezclas con MCC, CMC y HPMC F 4M pero se mantuvo igual al control con HPMC F

50. Esto indica que en general las celulosas modificadas tendieron a estabilizar la

pasta en presencia de NaCl frente al tratamiento térmico y el esfuerzo mecánico.

Respecto a las pectinas, PBM tuvo también un efecto estabilizador.

Figura 6.17. Parámetros viscoamilográficos obtenidos para las mezclas harina de trigo

–hidrocoloide-NaCl. Letras minúsculas diferentes indican diferencias significativas

entre celulosas y con el control; letras mayúsculas diferentes indican diferencias

significativas entre pectinas y con el control (p<0,05).

Control MCC CMC f4 f50 PBM PAM

p (c

P)

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

A A a

c b ab abB

HPMC F 4 M

HPMC F 50


p m

in (c

P)

0

200

400

600

800

1000

a

a a

bb

a

ab

B

HPMC F 4 M

HPMC F 50


f p (

cP)

0

200

400

600

800

1000

A a

ab Bbc cc

B

HPMC F 4 M

HPMC F 50


f -

min (c

P)

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

a

A A ab b bb B

HPMC F 4 M

HPMC F 50

A

AB


226

Respecto al asentamiento 1, solo fue disminuido con CMC y con ambas pectinas. El

asentamiento 2 se incrementó en forma equivalente respecto al control con MCC y

HPMC F 4M y disminuyó con PAM.

De acuerdo a estos resultados, se observan más cambios en los perfiles

viscoamilográficos en presencia de NaCl que en ausencia de NaCl. Parte de los

efectos observados estará probablemente vinculado a las proteínas de gluten, que se

han podido hidratar y desplegar por la energía mecánica y el calor entregados a lo que

se suma en algunos de los ensayos la presencia de NaCl. Las proteínas dispersas

estarían por la tanto más disponibles para interactuar con los hidrocoloides y de

acuerdo a la naturaleza de los mismos se darán diferentes efectos en la viscosidad de

pico y en la estabilidad del sistema.

Si tomamos como referencia para evaluar la potencialidad de retrogradación al

asentamiento 1 ya que refleja el cambio de viscosidad entre el final del calentamiento y

el final del ensayo, se observa un escaso efecto de las HPMCs y un efecto protector

de las CMC y pectinas. Como el aumento de viscosidad que refleja el asentamiento se

debe a la interacción entre cadenas de amilosa, una posible explicación es que con las

HPMCs, por impedimento estérico y una mayor hidrofobicidad no se vería tan

favorecida la interacción amilosa-HPMCs como la amilosa-amilosa.

6.3.1.1.2. Gelatinización de almidón

La gelatinización es una transición endotérmica en donde el gránulo nativo de almidón,

en presencia de suficiente cantidad de agua se hidrata y pierde su organización y

cristalinidad. Como se dijo anteriormente, esta transición es importante en el proceso

de panificación durante la etapa de horneado porque contribuye a las características

finales de la miga y además es esencial para hacer digerible al almidón.

Por otro lado es reconocida la influencia del fenómeno de cristalización de amilosa y

amilopectina (retrogradación) en los cambios detectados en la textura de la miga de

pan durante su almacenamiento. En particular la calorimetría diferencial de barrido ha

sido una herramienta útil para la evaluación de este fenómeno (Slade y Levine, 1987).

En el presente trabajo ha sido de interés analizar el efecto de los hidrocoloides tanto

sobre la gelatinización como sobre la retrogradación, teniendo en cuenta que al ser

moléculas hidrofílicas podrían afectar la disponibilidad de agua necesaria para ambos

procesos. En primer término se analizó su influencia en la gelatinización en sistemas

modelo y luego en la masa.

A partir de almidón extraído de la harina 000 según se describe en el ítem 2.2.5.3.1.1

se prepararon mezclas de almidón-hidrocoloide en ausencia y presencia de NaCl las


227

cuales se sometieron a un calentamiento desde 5°C hasta 140°C en el calorímetro

diferencial de barrido.

En la Figura 6.18 se muestran a modo de ejemplo los termogramas típicos para el

sistema almidón sin hidrocoloide (control) sin y con NaCl y para la mezcla almidón-

CMC sin y con NaCl. Se puede apreciar que el pico correspondiente a la gelatinización

del almidón se desdobló en dos endotermas debido a que la gelatinización ocurrió bajo

condiciones de restricción de agua (37,4 g agua/100 g mezcla). El tercer pico

observable corresponde a la disociación del complejo amilosa-lípido. En presencia de

NaCl se observa un corrimiento de las temperaturas características de la segunda

endoterma a valores más altos. El agregado de hidrocoloide no modificó

sustancialmente el tipo de perfil del termograma.

Figura 6.18. Termogramas de almidón y de los sistemas almidón-CMC, ambos en

ausencia y presencia de NaCl. M1 y M2 endotermas de gelatinización, M3 endoterma

de disociación del complejo amilosa-lípido. Ti: temperatura de inicio de gelatinización,

Tp1 y Tp2 temperaturas de pico, Tf: temperatura final

Diversos autores han estudiado esta transición a través de calorimetría diferencial de

barrido utilizando diversas condiciones de disponibilidad de agua (Donovan, 1979;

Biliaderis, 1983, 1992). Dependiendo de la relación almidón/agua el proceso

endotérmico puede transcurrir en una o dos etapas. En los sistemas en donde se tiene

-0.6

-0.5

-0.4

-0.3

-0.2

40 60 80 100 120 140

Control con sal––––––– Control sin sal– – – – CMC sin sal––––– · CMC con sal––– – –

Temperatura (°C)

Fluj

o de

cal

or

endo

térm

ico

(w/g

)

Ti

Tp1 Tp2Tf

M1M2

M3


228

agua en exceso se observa una única endoterma mientras que en sistemas donde la

relación almidón/agua es alta aparece una segunda endoterma a mayores

temperaturas, la cual se convierte en predominante a bajos contenidos de agua.

Mientras la primera transición ocurre prácticamente a temperatura constante, la

segunda endoterma se desplaza a temperaturas mayores a medida que el contenido

de agua disminuye (Biliaderis, 1983, 1986). La aparición de múltiples endotermas ha

sido objeto de diversas explicaciones. Una de las hipótesis es que los cristales menos

estables funden primero dando lugar a la primera endoterma y dejando así menos

agua disponible para los cristales más estables, cuya fusión daría lugar a la segunda

endoterma, a mayores temperaturas (Evans y Haisman, 1982; Zobel, 1984) Según

otros autores (Biliaderis, 1992) el perfil de endotermas múltiples simplemente refleja

procesos de fusión y reorganización granular que ocurren simultáneamente durante la

gelatinización. Se puede generalizar que para contenidos de agua altos, superiores a

60-70% (p/p) se observa una sola endoterma, para contenidos inferiores a 30-40%

(p/p) aparece también una única endoterma a altas temperaturas y para contenidos

intermedios aparecen dos endotermas o desdoblamiento (Roos, 1995).

En la Tabla 6.3 se muestran los valores hallados para la entalpía ( H) y las

temperaturas de inicio (Ti), de ambos picos (Tp1, Tp2) y de finalización (Tf) de

gelatinización en sistemas almidón-celulosa en ausencia y en presencia de NaCl. A

través de un análisis de varianza bifactorial se analizó el efecto tanto de NaCl como de

la presencia de los distintos hidrocoloides y la posible interacción. El NaCl tuvo un

efecto significativo (p< 0,05) sobre todas las temperaturas pero no en la entalpía de

gelatinización. Se encontró un efecto significativo de la presencia de hidrocoloides en

Tp2 , Tf y H. Se detectó interacción significativa NaCl x hidrocoloide sobre la entalpía y

Tp2

En ausencia de NaCl se observa que los hidrocoloides no afectan las temperatura final

pero en presencia de NaCl se observa una tendencia a valores más bajos respecto al

control con NaCl, que llega a ser significativa en el caso de HPMC F 50. Respecto a la

entalpía en general no se ve modificada pero si se observa un valor más alto para

CMC en ausencia de NaCl.

Los resultados correspondientes a los sistemas con pectina se muestran en la Tabla

6.4. Se encontró efecto significativo (p< 0,05) del NaCl en todas las temperaturas y del

hidrocoloide sobre Ti, Tp1 y Tp2 . Sobre H no se observó efecto ni del NaCl ni del

hidrocoloide.


229

Tabla 6.3. Gelatinización del almidón en mezclas almidón-celulosas modificadas

sistema Ti (°C) Tp1 (°C) Tp2 (°C) Tf (°C)

H (J/g

almidón)

Control 52,2±1,02a 59,9±0,0 a 88,1±0,0 a 99,5±0,2 a 10,3±0,2 a

MCC 52,9±0,8 a 60,2±0,1 a 88,3±0,2 a 99,0±1,4 a 11,2±0,6 ab

CMC 53,1±0,8 a 60,6±0,6 a 86,3±0,3 a 96,8±1,4 a 14,0±0,6 b

HPMC F 4M 53,1±0,2 a 60,3±0,5 a 88,1±0,5 a 98,4±0,5 a 11,9±0,6 ab

sin

NaCl

HPMC F 50 53,3±0,3 a 60,5±0,0 a 87,6±1,4 a 97,9±0,2 a 11,7±0,2 ab

Control 58,1±0,1a 67,5±0,4 a 100,0 ± 0,9b 112,5 ± 0,5b 10,8±0,2 a

MCC 57,6± 0,5a 66,7±0,9 a 100,2±0,5 b 111,1±1,6 ab 10,7±0,6 a

CMC 57,7±0,0 a 67,0±0,8 a 95,4±0,3 a 108,7±0,7 ab 11,9±0,4 a

HPMC F 4M 58,4±0,6 a 67,5±1,7 a 92,75±0,9 a 108,2±0,9 ab 10,3±0,0 a

con

NaCl

HPMC F 50 58,5±0,2 a 65,8±0,2 a 93,2±0,7 a 107,5±1,1 a 12,1±0,6 a

media ± DE. En de la misma columna y dentro de cada grupo (sin NaCl, con NaCl),

letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).

Tabla 6.4. Gelatinización del almidón en mezclas almidón- pectinas

sistema Ti (°C) Tp1 (°C) Tp2 (°C) Tf (°C) H (J/g

almidón)

Control 52,2±1,02a 59,9±0,0 a 88,1±0,0 a 99,5±0,2 ab 10,3±0,2 a

PBM 54,5±0,5 a 61,5±0,9 a 87,9±2,0 a 97,3±0,2 a 11,7±1,7 a sin

NaCl PAM 54,1±0,1 a 61,0±0,3 a 89,7±0,1 a 101,8±1,9 b 10,6±0,5 a

Control 58,1±0,1a 67,5±0,4 a 100,0 ± 0,9b 112,5 ± 0,5a 10,8±0,2 a

PBM 58,0±0,5 a 66,7±0,0 a 95,1±0,0 a 109,8±0,7 a 12,1±0,1 b con

NaCl PAM 58,2±0,9 a 66,2±0,5 a 93,2±0,6 a 108±1,9 a 12,6±0,1 b

Los valores se expresan como: media ± DE. Dentro de la misma columna y en cada

grupo (sin NaCl, con NaCl), letras diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).

Analizando las diferencias dentro de cada grupo sin y con NaCl, se observó que en las

masas con pectinas en presencia de NaCl hay una disminución significativa de la

temperatura de pico de la segunda endoterma y un aumento de la entalpía de

gelatinización del almidón.


230

La endoterma correspondiente al complejo amilosa lípido también se vio

significativamente afectada por la presencia de NaCl corriéndose las temperaturas

inicial (108,3ºC), de pico (120,1 ºC) y final (127,4ºC) a valores más altos (118,3ºC,

126,6ºC y 134,8ºC respectivamente). Los resultados completos se muestran en el

Anexo. No hubo un efecto significativo de los hidrocoloides en los niveles empleados.

La movilidad del agua y su capacidad de actuar en la gelatinización se ha visto que

decrece en presencia de sacarosa y de cloruro de sodio (Chinachoti 1991 a, b)

causando un corrimiento a temperaturas más altas. Esto explica los valores obtenidos

al agregar NaCl al sistema modelo. Como se muestra en la Tabla 6.3, los

hidrocoloides no han afectado mayormente los parámetros de gelatinización,

probablemente porque los niveles de agua utilizados aun son suficientes para que

haya disponibilidad de la misma en el proceso. Ferrero y col. (1996) informaron que el

efecto de algunas gomas (guar, xantica, alginato) sobre la temperatura final de

gelatinización era significativo por debajo de ciertos niveles de humedad en sistemas

modelo almidón-hidrocoloide. Este hecho también dependerá de la capacidad de ligar

agua de cada polisacárido. Es interesante destacar lo que se observa al combinar

NaCl e hidrocoloide. Si se comparan los valores de corrimientos de las temperaturas

finales de los sistemas con NaCl+hidrocoloide respecto del control sin NaCl, se

observa que tienen una tendencia a ser menores que el corrimiento producido cuando

sólo se agrega NaCl. Esto está indicando probablemente una interacción NaCl-

hidrocoloide que favorece la disponibilidad de agua para la gelatinización respecto a la

NaCl sola. Chaplin (2011) ha propuesto que los hidrocoloides cargados (como

pectinas y CMC en el caso del presente trabajo) generan una capa de agua de alta

densidad en torno a las moléculas de carbohidrato, la que ha su vez genera una capa

contigua de baja densidad. Por otro lado superficies moleculares hidrofóbicas

favorecen una zona de baja densidad de agua en torno a la molécula. Los iones

caotrópicos, que ligan agua más débilmente tienden a ubicarse en las zonas de menor

densidad donde es más fácil su hidratación. Los iones cosmotrópicos que tienen alta

densidad de carga y ligan agua más fuertemente se ubican preferencialmente en las

zonas de agua de alta densidad. Por sus características, los iones constituyentes del

cloruro de sodio podrían ver favorecida su presencia en zonas cercanas a las

macromoléculas. Esta formación de gradientes inducida por los hidrocoloides podría

generar tal vez una mayor disponibilidad de agua para procesos como el de

gelatinización.


231

Así, aunque el corrimiento a mayores temperaturas por efecto de la NaCl se verifica

aun en las muestras con hidrocoloides, existe una atenuación del mismo debido a la

presencia de estos.

6.3.1.2. Interacción almidón-aditivo en masa

6.3.1.2.1. Gelatinización del almidón

Una vez evaluadas las transiciones en los sistemas modelo se ensayaron las masas

sin y con NaCl y el efecto de los hidrocoloides. Los perfiles de los termogramas

obtenidos fueron similares a los de los sistemas modelo, observándose también un

desdoblamiento en dos picos de la endoterma que se puede atribuir a lo explicado

anteriormente.

Los parámetros de gelatinización de sistemas con celulosas modificadas y pectinas se

muestran en las Tablas 6.5 y 6.6, respectivamente. En el caso de las masas con

celulosas se observó un efecto significativo del NaCl (p<0,05) sobre todas las

temperaturas pero no sobre la entalpía. Hubo un efecto significativo del tipo

hidrocoloide (sobre Ti, Tp2, Tf.) e interacción NaCl x hidrocoloide significativa en

algunos parámetros (Ti, Tp1 y Tf ).

Analizando el efecto del agregado de celulosas sobre las temperaturas dentro de cada

grupo de masas (sin y con NaCl), se destaca el efecto significativo sobre la

temperatura final con todos los hidrocoloides en las masas con NaCl. En las masas sin

NaCl, Tf fue solo afectada significativamente por agregado de HPMC F 4M. Si bien se

observaron en las otras temperaturas unos pocos casos de corrimientos significativos

no se verificó un tendencia general de disminución por agregado de hidrocoloide. La

entalpía de gelatinización tampoco varió dentro de cada grupo por agregado de

hidrocoloide.

En el caso de las pectinas se encontró efecto significativo del NaCl (p< 0,05) sobre

todas las temperaturas pero no sobre la entalpía. Aunque no hubo efecto significativo

del hidrocoloide sobre ningún parámetro, si se verificó efecto significativo NaCl x

hidrocoloide (en Ti, Tp1 Tf y H). Como en los casos anteriores, se observó una

disminución de Tf en las muestras con NaCl por agregado de pectinas.


232

Tabla 6.5. Gelatinización del almidón en masas con celulosas modificadas

Muestra Ti (°C) Tp1 (°C) Tp2 (°C) Tf (°C) H (J/g

almidón)

Control 57,7±0,5 ab 66,2±0,0 ab 86,6±0,8 a 95,3±1,2 b 7,8±0,6 a

MCC 57,5±0,2 ab 66,6±0,1 ab 84,8±0,3 a 94,4±0,0 b 8,3±0,1 a

CMC 58,2±0,6 ab 67,3±0,9 ab 86,1±0,8 a 94,7±0,5 b 7,5±0,6 a

HPMC F 4M 56,6±0,5a 65,1±0,0 a 84,0±1,1 a 91,5±0,2 a 8,7±0,3 a

sin

NaCl

HPMC F 50 58,7±0,3 b 67,8±0,6 b 85,7±0,2 a 94,9±0,4 b 7,7±0,5 a

Control 62,3±0,7 b 72,7±1,2a 92,4±0,5 b 102,9±0,8 c 6,9±0,8 a

MCC 61,0±0,7 ab 71,2±0,2a 90,5±0,4 ab 98,2±0,3 ab 8,2±0,6 a

CMC 59,8±0,5 a 72,4±0,8a 92,4±0,3 b 100,1±0,8 b 8,6±0,4 a

HPMC F 4M 60,8 ±0,7 ab 71,1±1,2a 89,6±0,9 a 98,0±0,6 a 8,5±0,8 a

con

NaCl

HPMC F 50 62,3±1,2 ab 71,9±0,6a 90,8±0,9 ab 99,9±1,0 ab 7,8±0,3 a

media ± DE. Dentro de la misma columna y en cada grupo (sin NaCl, con NaCl), letras

diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).

En general, no se observó efecto de los hidrocoloides sobre las temperaturas

características del complejo amilosa-lípido pero sí un corrimiento a valores más altos

por presencia de NaCl (anexo 4). Por otro lado, se observó un aumento en la entalpía

de disociación debido al agregado de CMC, HPMC F 4M , PBM Y PAM.

Tabla 6.6. Gelatinización del almidón en masas con pectinas Muestra Ti (°C) Tp1 (°C) Tp2 (°C) Tf (°C) H (J/g almidón)

Control 57,7±0,5 a 66,2±0,0 a 86,6±0,8 a 95,3±1,2 a 7,8±0,6 a

PBM 59,7±0,2 a 68,1±0,6 b 87,5±0,3 a 96,5±1,9 a 7,3±0,5 a

Sin NaCl PAM 58,9±0,6 a 67,9±0,4 ab 87,6±0,4 a 96,5±0,3 a 8,0±0,9 a

Control 62,3±0,7 a 72,7±1,2a 92,4±0,5 a 102,9±0,8 b 6,9±0,8 a

PBM 61,0±0,7 a 72,4±0,5 a 90,6±1,6 a 98,9±0,5 a 8,9±0,6 b

Con NaCl PAM 61,8 ±0,8 a 71,9±0,4 a 90,8±0,8 a 98,7±0,4 a 7,5±0,5 ab

media ± DE. Dentro de la misma columna y en cada grupo (sin NaCl, con NaCl), letras

diferentes indican diferencias significativas (p<0,05).


233

Comparando con los resultados obtenidos para el sistema modelo almidón-

hidrocoloide se observa en general la misma tendencia, la presencia de hidrocoloides

compensa parcialmente el efecto de corrimiento a mayores temperaturas observado al

agregar NaCl.

6.3.1.2.2 Retrogradación del almidón en presencia de hidrocoloides

Debido a que la retrogradación de amilopectina es reversible por debajo de los 100°C,

(Miles y col., 1985) es posible su estudio por calorimetría diferencial de barrido. Se

realiza un registro del calor necesario para volver a fundir los cristales de amilopectina

que han cristalizado, por lo que el valor de entalpía obtenido es de igual magnitud pero

signo contrario al de retrogradación. Con la finalidad de evaluar la retrogradación del

almidón se simuló la cocción de la masa en un calorímetro diferencial de barrido (DSC)

y las cápsulas fueron almacenadas durante 3 y 7 días a 20ºC. En estos ensayos se

utilizaron únicamente masas con NaCl, en los mismos niveles que se emplearon en la

panificación. En la Tabla 6.7 se muestran los resultados obtenidos para los sistemas

con celulosas modificadas.

Se registraron algunas diferencias respecto al control en las temperaturas de inicio, de

pico y final de acuerdo al tipo de hidrocoloide utilizado. Luego de 3 días de

almacenamiento, los sistemas con HPMC F 4M y F 50 mostraron una temperatura de

inicio de retrogradación significativamente inferior a las otras masas y al control. La

temperatura final fue significativamente superior con MCC y CMC. Respecto a la

entalpía, solamente el sistema con HPMC F 4M fue significativamente superior al

control.

En líneas generales al pasar de 3 a 7 días de almacenamiento se observa poco

cambio en las temperaturas características y si una tendencia a aumentar la entalpía,

como es esperable dado que aumenta la cantidad de amilopectina retrogradada. Se

debe tener en cuenta que la retrogradación de amilopectina es un proceso a largo

plazo que se desarrolla en el termino de días (Miles y col., 1985) y que el período de

almacenamiento en el presente trabajo se limitó a una semana.


234

Tabla 6.7. Parámetros de las endotermas de retrogradación luego de 3 y 7

días de almacenamiento.

día 3 Muestra

Ti Tp Tf H (J/g)

Control 44,1±0,3c 55,2±0,1a 69,4±0,1a 2,1±0,3a

MCC 44,9±0,0cd 59,3±0,2c 71,2±0,8bc 2,3±0,1a

CMC 45,5±0,2d 58,4±0,4bc 72,0±0,1c 2,1±0,2a

HPMC F 4 M 35,4±0,5a 53,9±0,6a 68,8±0,0a 4,4±0,2b

HPMC F 50 39,3±1,6b 56,3±1,0ab 69,7±0,3ab 2,3±0,3a

día 7

Control 42,9±0,7bc 56,1±0,3 a 69,7±1,1a 3,2±0,4a

MCC 44,1±1,1c 55,9±0,6 a 70,0±0,8a 2,7±0,3 a

CMC 41,2±0,4ab 55,4±0,1a 70,4±1,4a 2,7±0,5 a

HPMC F 4 M 41,7±1,0abc 53,5±2,1a 68,0±0,6a 4,3±0,9a

HPMC F 50 40,0±1,3a 54,7±1,2a 70,0±1,3a 3,8±0,6a

media ± DE. En una columna, letras diferentes indican diferencias


En la Tabla 6.8 se observan los valores obtenidos para los parámetros determinados

en los sistemas con pectinas. En general, a cada tiempo de almacenamiento no se

observaron grandes diferencias ni en las temperaturas ni en las entalpías respecto al

control. Aunque al día 3 de almacenamiento la entalpía de la muestra con PAM fue

significativamente mayor que la del control. En todos los casos, como era de esperar,

en el día 7 de almacenamiento se obtuvieron mayores entalpías respecto al día 3.

Para evaluar el proceso de retrogradación puede calcularse también el índice de

retrogradación (IR) (León y col., 1997; Bárcenas y Rosell, 2005) que se define como el

cociente entre la entalpía de retrogradación y la entalpía de gelatinización (Ec. 6.2).

100*H

HIR%

cióngelatiniza

entoalmacenami del después Ec. 6.2

Los valores hallados para el índice de retrogradación se muestran en la Tabla 6.9.


235

Tabla 6.8. Parámetros de las endotermas de retrogradación de sistemas con

pectina luego de 3 y 7 días de almacenamiento.


(p<0,05).

Tabla 6.9. Índice de retrogradación en sistemas con hidrocoloide

Muestra día 3 día 7

Control 31,4±0,6a 37,2±1,5 ab

MCC 27,8±0,1 a 37,8±6,1 ab

CMC 39,0±5,1 a 34,4±5,7 a

HPMC F 4M 57,2±4,7 b 59,3±9,9 b

HPMC F 50 25,8±2,0 a 40,9±5,6 ab

Control 31,4±0,6b 37,2±1,5 a

PBM 23,0 ± 0,9 a 38,4±0,7 a

PAM 33,9±1,3 b 38,4 ± 0,0 a media ± DE. En una columna para cada tipo de hidrocoloide

(celulosas o pectinas), letras diferentes indican diferencias


Los valores hallados para el IR muestran que en general no hay diferencias

significativas en el porcentaje de almidón retrogradado entre las muestras con los

diferentes hidrocoloides y el control, salvo para la masa con HPMC F 4M que presentó

un valor significativamente mayor de %IR. La tendencia a una mayor retrogradación

observada en el caso de las HPMCs, y particularmente en el caso de HPMC F 4M

día 3 Muestra

Ti Tp Tf H ( J/g almidón)

Control 44,1±0,3a 55,2±0,1a 69,4±0,1a 2,1±0,3a

PBM 44,1±0,9a 56,0±1,0a 67,6±1,3a 1,9±0,0 a

PAM 41,5±0,5a 54,6±1,2a 69,1±0,4a 2,8±0,0 b

día 7

Ti Tp Tf H ( J/g almidón)

Control 42,9±0,7a 56,1±0,3b 69,7±1,1a 3,2±0,4a

PBM 42,2 0,7a 55,6±0,5b 69,0±0,7a 2,5±0,1a

PAM 43,1±0,1a 53,2±1,0a 68,1±1,4a 3,2±0,1a


236

podría relacionarse con el mayor contenido de agua de estas muestras (Tabla 5.1) y la

mayor movilidad molecular del sistema (Tabla 6.1).

Al comparar el IR de los días 3 y 7 se observó un aumento significativo de la

retrogradación con el almacenamiento para el control y las muestras con HPMC F 50 y

las pectinas.

6.3.2. Interacción proteína-aditivo

6.3.2.1. Electroforesis de los extractos proteicos de las masas

Se empleó la técnica SDS-PAGE para el análisis cualitativo de las fracciones proteicas

(gliadinas y gluteninas) que fueron extraídas de masa liofilizada sin y con NaCl. Esta

técnica es ampliamente utilizada en el estudio de las proteínas del gluten para

comparar las proteínas extraídas por diferentes métodos, evaluar los cambios que

ocurren en las proteínas durante el amasado, horneado o durante el almacenamiento y

en programas de mejoramiento genético para determinar la composición de HMW-GS

y LMW-GS (Khan y col., 2003). Por otro lado, este tipo de análisis también es

empleado para determinar el perfil proteico de las harinas y poder relacionarlo con su

calidad panadera a partir de la presencia o ausencia de ciertas subunidades,

particularmente de gluteninas (Orth y Bushuk, 1973; Payne y col., 1979; MacRitchie y

col., 1991; Ponzio y col., 2008).

En el presente trabajo la base proteica es la misma en todas las muestras ya que se

usó un solo tipo de harina por lo que el objetivo fue tratar de inferir, a través de las

diferencias detectadas en los perfiles electroforéticos (por ejemplo, atenuación o

desaparición de bandas) la mayor o menor labilidad de las subunidades en la matriz

gluten-hidrocoloide que pudiera atribuirse a interacciones específicas entre las

proteínas y los polisacáridos.

6.3.2.1.1. Extractos en propanol 50%

En la Figuras 6.19 y 6.20 se muestran los perfiles electroforéticos típicos obtenidos por

SDS-PAGE de extractos en propanol 50 % obtenidos a partir de masa lifiolizada sin y

con NaCl respectivamente. Si bien el empleo de este solvente tiene como objetivo

extraer principalmente gliadinas, se observaron bandas correspondientes a otras

fracciones, particularmente gluteninas. Respecto a esto, Shewry y col. (2003) han

remarcado que en los distintos solventes (soluciones salinas, alcohólicas) es posible


237

hallar remanentes de otras fracciones. Esto hace que no sean esperables, para una

fracción determinada, eficiencias de extracción superiores al 80%. Por otro lado,

tampoco es posible obtener extractos que contengan todas las proteínas, gliadinas o

gluteninas, presentes en la matriz.

La extracción se realizó en condiciones no reductoras ya que la mayoría de las

gliadinas no forman puentes disulfuro intercatenarios por lo que no es necesario el uso

de agentes específicos para separar las distintas subunidades. Tanaka y col. (1973, a)

realizaron electroforesis SDS-PAGE de las proteínas solubles extraíbles en alcohol de

masas, empleando condiciones reductoras y no reductoras, mostrando sus resultados

mínimas diferencias cualitativas y cuantitativas entre ambas condiciones. En los

últimos años se ha informado que las gliadinas pueden formar agregados que

aparecen como oligómeros solubles en alcohol o junto con los polímeros de gluteninas

insolubles en alcohol (Shewry y col., 2003; Hubner y Bietz, 1993) por lo que las

pequeñas diferencias observadas por Tanaka y col. podrían atribuirse a la presencia

de este tipo de agregados. Al no haberse realizado como paso previo la extracción de

albúminas y globulinas (ítem 2.2.5.2.2.2-Capítulo II) se visualizaron bandas

correspondientes a estas fracciones en la parte inferior del gel. Por otro lado, debido a

que las fracciones proteicas de albúminas y globulinas no se ven modificadas por el

amasado y no determinan el comportamiento de la harina durante el mismo (Tanaka y

Bushuk, 1973b) no se realizó una caracterización exhaustiva de éstas.

Los extractos de las masas liofilizadas sin NaCl presentaron igual número de bandas y

en similar posición (Fig. 6.19), habiéndose observado bandas con masas moleculares

entre 68 y 15 kDa.

Figura 6.19. Extractos en propanol 50 % de masa liofilizada sin NaCl. C= control.

Patrones alta MM CCMC MCC

HPMC F50 F4M PBM PAM

97

66

45

30

20,1

14,4

MM (kDa)

Gliadinas y LMW-GS

albúminas y globulinas


238

Las bandas muy tenues correspondientes a mayores masas moleculares (68, 61, 56 y

48,8 kDa) corresponderían a -gliadinas, las de masa molecular intermedia (41; 37;

35; 32) podrían ser asignadas a -, - y -gliadinas o LMW-GS y las bandas

correspondientes a menores masas moleculares (26; 17 y 15 kDa) a albúminas y

globulinas. En algunos casos (HPMC F 50, CMC y MCC) en la parte superior del gel,

se observaron en forma difusa, agregados de alta masa molecular que podrían

corresponder a asociaciones de gliadinas.

Teniendo en cuenta que la extracción se realizó en idénticas condiciones en todas las

masas liofilizadas, la menor intensidad de bandas en la calle correspondiente a masa

con CMC (particularmente en la zona de 41 a 32 kDa) indicaría que en este caso la

extracción se vio dificultada si se compara con el control y las otras masas.

En las masas con NaCl (Figura 6.20), al igual que en el caso de las masas sin NaCl,

todas las muestras presentaron similar perfil electroforético. Se individualizaron

bandas de masas moleculares entre 106 y 15 kDa. En la parte superior del gel se

observaron al menos 4 bandas con masa molecular cercana a 97 kDa que podrían

corresponder a HMW-GS o a agregados de gliadinas (106, 98; 93 y 88 kDa); seguidas

por cinco bandas que de a acuerdo a sus masas moleculares podrían corresponder a

-gliadinas (52, 47 y 42 kDa). Las bandas entre 40 y 37 kDa son también asignables a

gliadinas y/o subunidades de LMW-GS que se pudieran haber coextraído. Por último,

las bandas con masas entre 21 y 15 kDa corresponderían a albúminas y globulinas

también coextraídas.

Figura 6.20. Extractos con propanol 50% a partir de masa liofilizada con NaCl.

97

66

45

30

20,1

14,4

MM (kDa) Subunidades

HMW o agregados de gliadinas

gliadinas

albúminas y globulinas

Patrones alta MM C CMC MCC

HPMC F4M F50 PBM PAM


239

En la calle correspondiente a extracto de la masa con CMC (Fig. 6.20) se observan

bandas más intensas que para el control y las otras muestras. En cambio, en la calle

correspondiente a la masa con HPMC F 4M se observa una menor intensidad de las

bandas (resaltado con las flechas rojas) respecto al control por lo que habría menor

proteína extraída en este caso. Esto permitiría suponer que las características de la

red de gluten formada en presencia de ambos hidrocoloides conduce a una diferente

labilidad de las subunidades proteicas frente al solvente de extracción empleado: en la

masa con CMC en presencia de NaCl la extracción se vería facilitada (al contrario de

lo observado en el caso de las masas sin NaCl) y parece ocurrir lo contrario en

presencia de HPMC F4 M.

Estos resultados contribuirían a la hipótesis de que las interacciones establecidas en la

estructura de la red proteica de las masas no fueron las mismas en ausencia o

presencia de NaCl, lo que conduciría a que, aun en iguales condiciones de extracción,

no se solubilicen las mismas subunidades. En las masas sin NaCl se extrajeron mayor

proporción de las fracciones más livianas mientras que en las masas con NaCl

aparecieron más intensificadas bandas de alta masa molecular y agregados proteicos.

6.3.2.1.2. Extractos en ácido acético en condiciones no reductoras

Las gluteninas son proteínas que se encuentran polimerizadas a través de enlaces

disulfuro formando agregados de alto peso molecular. Por este motivo, se realizó una

extracción en condiciones no reductoras (ácido acético 0,1 M) para su análisis.

Previamente y según se indica en el ítem 2.2.5.2.2.1 del Capítulo II, se hicieron

extracciones con 1) agua, 2) buffer Tris- HCl 50 mM pH 7,8 con KCl 100 mM + EDTA 5

mM y 3) propanol 50 %.

En la Figura 6.21 se muestra la electroforesis SDS-PAGE correspondiente a la

fracción proteica soluble en ácido acético 0,1M obtenida a partir de masa liofilizada sin

NaCl.

En todas las muestras se observaron agregados proteicos de masa molecular superior

a 97 kDa y proteínas con masas moleculares que corresponderían a gliadinas (56-33

kDa), y a albúminas y globulinas (masas inferiores a 25 kDa). Burnouf y Bietz (1989)

observaron que con el empleo de soluciones diluidas de ácido acético junto con HMW-

GS y LMW-GS se coextraen albúminas, globulinas y gliadinas.

La presencia de los hidrocoloides ocasionó cambios en el perfil electroforético. Las

masa control y con MCC mostraron la mayor intensidad de bandas lo que estaría

indicando una mayor extracción mientras que las masas con CMC y PAM presentaron


240

Figura 6.21. Gluteninas extraídas con ácido acético 0,1M a partir de masa liofilizada

sin NaCl .

menores intensidades de banda en la zona de altas masas moleculares (subunidades

HMW-GS y agregados de HMW-GS), y la muestra con PAM también presentó bandas

muy tenues en la zona de gliadinas y LMW.

Se observa además diferencias cualitativas entre las calles. Los extractos de masas

con HPMC F 4M, HPMC F 50 y PBM presentaron la misma banda (muy débil en el

caso de HPMC F 4M) que el control, a 56 kDa (flechas verdes en Fig. 6.21), no así

MCC, CMC y PAM. Por otro lado, en las calles correspondientes a masas con MCC,

HPMC F 4M y CMC se pudieron observar (aunque muy débilmente con CMC) bandas

a 65 kDa (indicadas con flechas rojas) y a 41 kDa (flechas negras) que están

prácticamente ausentes en las otras calles.

Estos resultados estarían sugiriendo diferentes labilidades de las subunidades frente la

extracción en presencia de estos hidrocoloides. Los casos más destacados son los de

las muestras con CMC y PAM. Justamente, las masas con CMC y PAM eran las que

presentaban menor estabilidad farinográfica que el control, indicando una interacción

negativa con la red de gluten. Estos resultados confirmarían la existencia de una

interacción.

La presencia de los hidrocoloides en la matriz no aumentó la intensidad de las bandas

correspondientes a la zona de HMW-GS o agregados de HMW-GS respecto al control

C CMC MCC HPMC

F4M F50 PBM Patrones baja MM PAM

97

66

45

30

20,1

14,4

MM (kDa) Subunidades

HMW-GS y agregados de HMW-GS

Albúminas y globulinas

Gliadinas y LMW-GS


241

(salvo en las calles de las muestras con CMC y PAM donde disminuyó); esto indicaría

que no hubo despolimerización del gluten que condujera a una mayor cantidad de

agregados solubles.

En la Figura 6.22 se muestra la electroforesis SDS-PAGE de los extractos con ácido

acético 0,1M a partir de las masas con NaCl. Se observan bandas mucho más débiles

que en el caso de las muestras sin NaCl lo que era esperable dado que el paso previo

a esta extracción fue con propanol 50%. Como se vio en el inciso anterior, en estas

condiciones, se ve favorecida la extracción a partir de masas con NaCl, por lo que

quedarían menos proteínas disponibles para el paso con ácido acético.

Figura 6.22. Extractos con ácido acético 0,1M a partir de masa liofilizada con NaCl .

6.3.2.1.3. Extractos con propanol 50% en condiciones reductoras

En la Figura 6.23 se muestra la electroforesis SDS- PAGE de los extractos obtenidos a

partir de las masas sin NaCl en condiciones reductoras (con DTT). Estos extractos se

obtuvieron a partir del residuo proveniente de la extracción con propanol 50% cuyos

resultados se discutieron en 6.2.2.1.1. Las bandas obtenidas en el control

correspondieron a agregados de HMW (134, 122 y 108 kDa), subunidades HMW (99,

93 kDa) y además se obtuvieron bandas con masas moleculares inferiores a 53 kDa

(al menos 8 bandas) las cuales podrían corresponder a gliadinas de mayor masa

(probablemente -gliadinas) y subunidades LMW-GS (52, 47 y 44 kDa) y las restantes

97

66

45

30

20,1

14,4

MM (kDa)

Patrones baja MM C CMCMCC

HPMC F4M F50 PBM PAM

Subunidades HMW-GS y agregados de HMW-GS

Albúminas y globulinas

gliadinas


242

Figura 6.23. Gluteninas extraídas en condiciones reductoras (con DTT) a partir de

masa liofilizada sin NaCl

Figura 6.24. Gluteninas extraídas en condiciones reductoras (con DTT) a partir de

masa liofilizada con NaCl

Subunidades HMW y

agregados de HMW

gliadinas LMW albúminas y globulinas

Patrones de alta

MM CCMC MCC HPMC

F50 F4MPBMPAM

MM (kDa)

220 170

116

76

53

Patrones de alta

MM CMC MCC HPMC

F4M F50 PBM PAMC

220 170

116

76

53

MM (kDa)

Subunidades HMW y

agregados de HMW

gliadinas LMW albúminas y globulinas


243

a gliadinas de menor masa (39; 35 kDa); y albúminas y globulinas (25, 20 y 18 kDa).

En todas las muestras se observaron bandas similares y agregados proteicos con

masa molecular superior a 220 kDa que no entraron en el gel separador.

En la Figura 6.24 se muestra la electroforesis SDS-PAGE de los extractos obtenidos a

partir de las masas con NaCl en condiciones reductoras. El perfil de bandas obtenido

fue similar al encontrado en las masas sin NaCl, con bandas entre 116 y 22 kDa y

presencia de agregados proteicos de peso molecular superior a 220 kDa en la parte

superior del gel. Las intensidades de las bandas también fueron similares entre las

masas sin y con NaCl por lo que no existiría gran diferencia en el grado de extracción

de las proteínas en estas condiciones. Este resultado es esperable ya que al ser el

DTT un agente reductor permite la disociación de las gluteninas por ruptura de los

enlaces disulfuro entre subunidades. De este modo es posible extraer las subunidades

LMW-GS y HMW-GS que en la masa se encontraban polimerizadas y por lo tanto no

eran extraíbles.

6.3.2.2. Espectroscopía FT-Raman

A través de esta técnica se obtuvieron los espectros de masa cruda, en los cuales se

analizó la zona correspondiente a la banda Amida I (Figura 6.25). Esta banda suele

utilizarse juntamente con la de Amida III para caracterizar la conformación de las

cadenas polipeptídicas. Si bien en gran parte del espectro las bandas

correspondientes a almidón se superponen con las de proteína, en la zona

correspondiente a Amida I (1650-1660 cm-1), el almidón no interfiere por lo que resulta

una región adecuada para analizar los cambios conformacionales resultantes del

agregado de hidrocoloides.

Dentro de la banda mediante un procedimiento de deconvolución, fiteo y ajuste de las

mismas se pueden encontrar los picos correspondientes a la contribución de las

distintas conformaciones como: hoja plegada antiparalela (1675-1695 cm-1), giro

(1666-1673 cm-1), -hélice (1650-1658 cm-1), estructura al azar (1637-1645 cm-1), -

hélice solvatada (1625-1637 cm-1) y hoja plegada paralela (1613-1625 cm-1)(Tu,

1982; Ngarize, 2004; Herrero, 2008). Cada una de estas conformaciones corresponde

a un mayor o menor grado de plegamiento de la proteína, siendo las estructuras más

compactas la de -hélice y -hélice solvatada y la menos compacta o más

desordenada la estructura al azar.

La incidencia de los hidrocoloides en la estructura proteica puede entonces inferirse de

los cambios producidos en la proporción relativa de cada conformación respecto a la


244

Figura 6.25. Banda amida I para los controles sin y con NaCl. Las bandas se

superpusieron a modo ilustrativo por lo que no están en la misma escala.

masa control. Por otro lado, se pudo analizar también a través de estos ensayos el

efecto del agregado de NaCl. En la Tabla 6.10 se muestra la proporción relativa de las

diferentes conformaciones observadas en las masas sin NaCl.

Se ha visto que estructuras proteicas más ordenadas se relacionan con una mayor

proporción de la conformación -hélice (Ferrer y col., 2008; Ferrer y col., 2011). En

base al porcentaje de esta conformación podríamos establecer que las masas control

y con MCC, fueron las de estructura más compacta, menos desplegada, seguidas por:

masa con PAM, masas con HPMCs (que tienen una proporción similar de

conformación -hélice y distinta proporción de -hélice solvatada), masa con PBM y

masa con CMC.

Comparando la masa control con la masa obtenida con MCC, se observa que aunque

presentan proporciones comparables (61,43 y 55,09 % respectivamente) de

conformación -hélice (no solvatada + solvatada) la distribución de las conformaciones

en la masa con MCC prácticamente no presenta giros (0,88%) y sí una contribución

importante de hoja plegada antiparalela (26,35% de la conformación total).

16201640166016801700

Abs

orba

ncia

0,00

0,02

0,04

0,06

0,08

0,10

0,12 masa control sin NaClmasa control con NaCl

)cm( _

1


245

Tabla. 6.10. Estructura secundaria: porcentajes de las diferentes conformaciones en

las masas sin NaCl.

proporción relativa (%) Masas sin

NaCl hoja -antiparalela

giro

-helice

al azar

-helice solvatada

hoja -paralela

Control 14,19 13,25 52,61 7,65 8,82 3,52

MCC 26,35 0,88 48,09 11,16 7,00 6,39

CMC 6,84 40,65 10,69 36,20 1,69 3,79

HPMC F 4M 19,64 12,19 24,94 13,10 6,70 23,42

HPMC F 50 26,66 11,64 22,78 5,87 23,24 9,76

PAM 22,62 14,50 35,66 9,38 13,62 4,20

PBM 24,99 12,98 18,26 17,91 4,44 21,45

(DE= 0,6-0,7)

La masa preparada con CMC presenta el mínimo porcentaje (12,38%) de estructura

-hélice (no solvatada + solvatada) por lo cual las cadenas polipeptídicas se

encontrarían más desplegadas, lo que se ve reflejado en un aumento del porcentaje

de estructura al azar (36,20%) y de giros (40,65 %).

En general, las masas obtenidas con HPMC F 4M y PBM presentan una distribución

de conformaciones similar, encontrándose alrededor de un 40-45% de estructura de

hoja plegada (paralela y antiparalela) y 12% de giros . Sin embargo HPMC F 4M

presentó contribuciones algo mayores (31,6 %) de conformación -hélice (no

solvatada + solvatada) respecto a la PBM (22,7 % ).

En las masas con HPMC F 50 o PAM se obtuvieron porcentajes de estructura -hélice

(no solvatada + solvatada) de 46,02 % y 49,3 % respectivamente, que resultaron

mayores que para las masas con HPMC F 4 M y PBM. A su vez, esos porcentajes

fueron menores que para las masas control y con MCC. Esto es indicativo de que

tanto la masa con PAM como con HPMC F 50 presentan un menor desplegamiento de

la red proteica. En los ensayos de 1H-RMN se había observado, en ausencia de sal,

que las masas con PAM y con HPMC F 50 tenían una movilidad significativamente


246

menor que la masa sin hidrocoloide lo que se podía atribuir a una estructura menos

flexible.

Al agregar NaCl se observó en la masa control (Tabla 6.11) una disminución de la

proporción de la conformación -hélice y un aumento de la conformación hoja plegada

antiparalela y paralela respecto al control sin NaCl, lo que estaría indicando un

mayor desplegamiento de la estructura cuando se agrega la sal. El aumento de

conformación hoja plegada se vio acompañado de la disminución de giros .

Observaciones similares fueron informadas por Ukai y col. (2008) en proteínas de

gluten utilizando FT-IR. Estos autores hallaron que el aumento en la concentración de

NaCl producía una disminución de la estructura giro y un aumento en la estructura

de hoja plegada .

Tabla 6.11. Estructura secundaria: porcentajes de las diferentes conformaciones en las

con NaCl.

proporción relativa (%) Masas con

NaCl Hoja -

antiparalela

Giro -hélice al azar -hélice

solvatada Hoja -paralela

Control 28,4 1,20 39,25 - 18,37 13,18

MCC 16,18 17,51 15,29 15,46 2,26 33,26

CMC 14,66 34,03 3,95 27,58 4,67 15,09

HPMC F 4M 11,99 11,19 16,94 27,10 3,92 28,87

HPMC F 50 14,91 37,80 16,47 - 15,22 15,61

PAM 21,91 4,15 46,37 5,27 8,27 14,06

PBM 14,82 10,00 46,94 6,75 11,07 10,29

(DE= 0,6-0,7)

En las masas con celulosas modificadas en presencia de NaCl se observa una

disminución del porcentaje de la conformación -hélice con respecto a la masa control.

La contribución de -hélice solvatada también disminuyó marcadamente salvo en el


247

caso de HPMC F 50. En general, las contribuciones de -hélice y -hélice solvatada

fueron menores en presencia de NaCl respecto a las masas sin NaCl. Esto indica una

mayor contribución de estructuras menos ordenadas en presencia de sal. En particular

la muestra con HPMC F 4M presentó un importante aumento de la estructura al azar

(27,1%). Las masas con HPMCs y NaCl fueron las que dieron los valores de mayor

movilidad en los ensayos de 1H-RMN.

Por otro lado, en las masas preparadas con ambas pectinas se observan mayores

porcentajes (54,64% con PAM y 58,01 % con PBM) de estructura -hélice (no

solvatada + solvatada) que los obtenidos en las masas con pectinas sin NaCl. Estos

valores son similares a los del control con sal (57,62%). Ambas pectinas presentaban

los menores valores de movilidad en masas con sal respecto a los otros hidrocoloides

en los ensayos de 1H-RMN.

La masa con CMC y NaCl presentó la estructura más desordenada dado que las

conformaciones presentes en mayor proporción fueron la estructura al azar y los giros

, las cuales representaron el 61,61 % de contribución. Esta masa presentó el menor

porcentaje de estructura -hélice (3,95 %) y de -hélice solvatada (4,67%). Si

comparamos la masa con CMC y NaCl respecto a CMC sin NaCl observamos que se

desfavorece aún más la formación de -hélice pero se favorece la formación de

estructuras plegada paralela y antiparalela y hay una menor contribución de

estructuras al azar y giros que en ausencia de NaCl.


A través del análisis microscópico se observaron importantes cambios en la red por

agregado de hidrocoloides y/o NaCl. Ambas técnicas, SEM y CSLM permitieron

visualizar las mismas tendencias pero resultó más adecuada la microscopía láser

confocal para apreciar algunos rasgos particulares de la red, como la orientación.

El agregado de NaCl condujo a una red de gluten más entrecruzada y orientada que

en la masa sin sal. Con algunos hidrocoloides se logró una apreciable orientación y

entrecruzamiento en presencia de NaCl (CMC, MCC, PBM). Otros condujeron a redes

mas abiertas (PAM + NaCl, HPMCs sin o con NaCl) con mayor o menor grado de

orientación. En general, relacionando estos resultados con los farinográficos se pudo

concluir que un mayor entrecruzamiento y orientación, correspondía en general a

masas con una mayor estabilidad farinográfica. El ejemplo más marcado de esta

relación se observó con CMC. Como se explicó, al ser CMC una molécula cargada

podría interactuar negativamente con la red de gluten dando lugar a una estructura


248

más débil tal como se refleja en los ensayos reológicos y que corresponde a una red

menos entrecruzada y más abierta como se observó por microscopía. El agregado de

NaCl evitaría esta interacción negativa entre gluten y CMC y la red que se obtiene es

diferente, visualizándose más entrecruzada y orientada.

Existe una diferencia de conformación proteica inducida por los distintos hidrocoloides

que varía en presencia o ausencia de sal y que se relaciona con lo observado a nivel

microscópico. Los ensayos FT- Raman indicaron una disminución de la estructura de

-hélice de las proteínas con aumento de estructuras menos ordenadas en todos los

casos excepto cuando se agregaron pectinas en presencia de NaCl. En la masa con

CMC y sin NaCl, las conformaciones predominantes fueron al azar y giros , lo que

indica un mayor desplegamiento proteico. Esto permitiría una mayor interacción, en

este caso negativa desde el punto de vista de la estabilidad. En presencia de NaCl, las

masas con CMC también presentaron un mayor desplegamiento pero con un aumento

de la contribución de hojas plegadas ; estas masas presentaron mayor estabilidad

farinográfica. Un aumento de estructura hojas plegadas también se observó en el

control al agregar sal por lo que se podría inferir que esta relacionada con matrices

más estables, que son las que se observan como más orientadas y entrecruzadas en

el microscopio. En otros casos como el de las HPMCs y las pectinas no fue posible

relacionar los cambios en la estabilidad de la masa con algún cambio particular de la

estructura secundaria que fuera inducido por el hidrocoloide. Los resultados de

electroforesis SDS-PAGE confirmaron que existe un efecto diferencial de los

hidrocoloides sobre la masa, dependiente de la presencia o no de NaCl. Al incorporar

CMC a la masa con NaCl se observó un incremento en la capacidad de extracción de

subunidades proteicas con propanol 50% lo que estaría indicando una mayor labilidad

respecto a la red de gluten. Las proteínas en las masas con HPMC F 4M y sal fueron

menos lábiles. En las masas sin NaCl y con CMC se observó una atenuación de las

bandas lo que sugiere una menor extracción, probablemente porque las proteínas

están más fuertemente asociadas a la red.

Los ensayos de DMA y RMN también indicaron un efecto diferencial de los

hidrocoloides sobre la movilidad molecular de la matriz tanto de masa cruda como de

miga. En masas sin sal la mayor movilidad se obtuvo en presencia de MCC, CMC y

HPMC F 4M. En masas con sal todas las celulosas aumentaron la movilidad respecto

al control. Si bien no se pudieron cuantificar diferencias en los ensayos de DMA de

miga, los sistemas con CMC presentaron transiciones más marcadas sugiriendo

mayores movilidades. Respecto a la interacción de los hidrocoloides con el almidón,

los ensayos viscoamilográficos en sistemas harina-agua indicaron un potencial efecto


249

inhibitorio sobre la retogradación (de amilosa) por parte de CMC y pectinas; en la

masa no se vieron mayores efectos sobre la gelatinización ni sobre la retrogradación

de amilopectina.

Conclusiones

251

7.1. Conclusiones Efecto sobre la masa y variables de proceso

El efecto provocado por los hidrocoloides en el comportamiento reológico de la

masa depende tanto de la estructura química del hidrocoloide como de la

presencia de otros componentes, debido a que esto determina el tipo de

interacciones que pueden establecerse en la masa. Se pudo demostrar que la

presencia de NaCl provoca un comportamiento diferencial de la estabilidad de

la masa ante el agregado de CMC y HPMC debido a que su presencia modifica

las interacciones que se establecen entre estos hidrocoloides y las proteínas

del gluten.

El NaCl tuvo un efecto importante sobre las características de la masa:

aumento del tiempo de desarrollo, de estabilidad farinográfica, de la dureza y

consistencia de la masa, aumento de la elasticidad y resiliencia, disminución de

la cohesividad, aumento de la adhesividad, de los módulos dinámicos y la

viscosidad compleja. Incrementó significativamente los tiempos de relajación.

De las pectinas fue PAM la que modificó más las características de las masas

mientras que entre las celulosas se destacaron CMC y HPMC dependiendo su

efecto de la presencia o ausencia de NaCl. MCC fue la celulosa que menos

incidencia tuvo, en general, sobre las características de la masa.

La presencia de los hidrocoloides modificó variables del proceso de

panificación: en todos los casos su incorporación aumentó marcadamente la

absorción de agua y en general se necesitaron modificar los tiempos de

desarrollo y fermentación.

Los ensayos de relajación en texturómetro mostraron diferencias de acuerdo a

la presencia o no de NaCl y el aditivo utilizado: en ausencia de sal ambas

pectinas y CMC aumentaron los tiempos de relajación respecto al control (el

sistema tiende a un comportamiento de sólido viscoelástico) mientras que en

presencia de sal PAM, CMC y HPMCs lo disminuyen; el material relaja más

rápidamente (se acerca más a un liquido viscoelástico). Estos cambios son de

importancia en el proceso de panificación ya que durante el mismo la masa se

deja reposar.

Las masas obtenidas con hidrocoloides resultaron en general más blandas,

menos consistentes y menos adhesivas tanto en ausencia como en presencia

de NaCl. La resiliencia (elasticidad instantánea) y cohesividad (relacionada con

Conclusiones

252

la integración de los componentes del sistema) variaron en forma opuesta una

respecto de la otra y las variaciones dependieron del hidrocoloide, la

concentración utilizada y la presencia o no de NaCl.

La masa es un sistema viscoelástico y el tipo de comportamiento, en general,

no fue modificado por la presencia de hidrocoloides. A través de los ensayos

dinámicos, que permiten discriminar las respuestas elástica y viscosa de un

material, se verificó que el agregado de hidrocoloides da lugar a masas más

viscosas

Efecto sobre el pan y su conservación

Se obtuvieron mayores volúmenes específicos que para el control (pan sin el

agregado de aditivos) con PAM, CMC y HPMC particularmente con HPMC F

4M. Sin embargo, en ningún caso se encontró un efecto negativo de los

hidrocoloides sobre el volumen específico.

El alveolado de la miga de los panes con hidrocoloides presentó características

similares a las del control y el color de la corteza se modificó muy poco no

viéndose alterada la aceptabilidad.

Con todos los hidrocoloides se obtuvieron panes con migas más blandas, de

mayor cohesividad, resiliencia y elasticidad, todas características buscadas en

un producto panificado. Además, con todos los hidrocoloides se obtuvieron

migas con menores valores de masticabilidad que el control, característica

también buscada. Por lo tanto, todas estas variaciones dan lugar a un producto

panificado con mejores atributos texturales que el control.

Los hidrocoloides permitieron en general una mejor retención de la humedad lo

que junto con las variaciones ocasionadas en los parámetros texturales de la

miga permitieron una mejor conservación del pan. Aunque no evitan el

aumento de la firmeza, así como tampoco, la pérdida de elasticidad durante el

almacenamiento, la dureza final es menor que la lograda sin el uso de

hidrocoloides por lo que su utilización es ventajosa.

Efecto sobre la microestructura

Los hidrocoloides interaccionan con la red de gluten según su carga y la

presencia o no de NaCl. En ausencia de NaCl, CMC y PAM al ser moléculas

cargadas pueden, probablemente, establecer interacciones electrostáticas.

Conclusiones

253

CMC conduce a redes mas débiles mientras que la influencia de las pectinas

es menor.

En presencia de NaCl hay apantallamiento de cargas y se promoverían las

interacciones hidrofóbicas proteína-hidrocoloide en aquellos casos en que la

estructura del hidrocoloide lo permita. En estas condiciones, las HPMCs y PAM

dieron redes menos estables. MCC es la celulosa que menos influye, tanto en

presencia como en ausencia de NaCl.

El NaCl promueve la orientación y el entrecruzamiento en la matriz de gluten y

los hidrocoloides parecen reforzar este efecto en algunos casos generando

matrices más orientadas y entrecruzadas.

Las matrices con hidrocoloide serían más móviles (movimientos rotacionales,

de corto alcance) en algunos casos (celulosas) y más rígidas en otros

(pectinas)

Los hidrocoloides pueden inducir cambios conformacionales, que dependerán

de la presencia o ausencia de sal en el sistema. Las celulosas en ausencia y

presencia de NaCl promueven el desplegamiento de las proteínas

(desordenamiento) (menor estructura de hélice y aparición de hoja plegada

paralela y antiparalela).

La labilidad de las proteínas de la red de gluten se ve afectada por las

características de las matrices obtenidas.

El agregado de celulosas modificadas o pectinas en masa no afectaría

sustancialmente la gelatinización de almidón ni la retrogradación de

amilopectina, fenómenos involucrados en la panificación y conservación del

pan.

El principal efecto de los hidrocoloides estudiados se observó sobre las proteínas del gluten, debido a que conducen a cambios conformacionales que modifican las características de la red. Estos cambios dependen de las interacciones químicas que cada polisacárido puede establecer y de las condiciones del medio y explicarían, a nivel macroscópico, las diferencias observadas en el comportamiento reológico de la masa y en los atributos de calidad del pan.

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Estados Unidos.

Anexos

280

Anexo 1

Planilla en la cual se indica que muestra recibió cada evaluador Evaluador M358 M135 M886 M687 M500 M104

1 C H C 1 H C C 2 C H H 2 C H C 3 C H C 3 H C C 4 C H C 4 H C H 5 C C H 5 C H C 6 C C H 6 C H H 7 H C H 7 C H C 8 C H H 8 H C H 9 H H C 9 H C C 10 C H H 10 H C C 11 C H H 11 C H C 12 H C H 12 H C H 13 C C H 13 C H C 14 C H C 14 H C H 15 H C H 15 H C H 16 H H C 16 C H H 17 C C H 17 H C C 18 H C C 18 H C H 19 C C H 19 H C H 20 C H C 20 C H H 21 H C H 21 C H H 22 H H C 22 C H C 23 C H H 23 C H C 24 H C C 24 H C H 25 H C H 25 C H C 26 H C C 26 C H C 27 H C C 27 C H H 28 H H C 28 H C H 29 H H C 29 H C H 30 H C C 30 C H C

Anexos

281

Anexo 2

Planilla de evaluación prueba del triángulo

PRUEBA DEL TRIANGULO

Nombre: ............................................... Evaluador N°: ....................................... Fecha: ...../....../......

Ud. Recibirá dos grupos de tres muestras. Dos de estas muestras son idénticas y la otra es diferente. Por favor, circule el número de la muestra diferente.

358 135 886

687 500 104

Anexos

282

Anexo 3

Planilla de evaluación utilizada en el ensayo de escala hedónica ACEPTABILIDAD DE PAN POR ATRIBUTOS Nombre:………………………………………………………………………………………………………………………………………… Consumidor N°……………………………………….. Utilizando la siguiente escala, por favor evalúe la aceptabilidad de cada atributo. Primero evalúe todos los atributos de la muestra 616 y luego recién la 534. MUESTRA N° 616 Disgusta Gusta Apariencia Textura Sabor Aceptabilidad global MUESTRA N° 534 Disgusta Gusta Apariencia Textura Sabor Aceptabilidad global

Anexos

283

Anexo 4

Datos calorimétricos complejo amilosa-lípido en sistemas modelo Disociación del complejo amilosa -lípido en sistemas modelo con celulosas

modificadas

Muestra Ti (°C) Tp(a-lip) (°C) Tf(°C) H (J/g

masa seca)

Control 107,8±2,8 a 119,5±0,4 b 126,7±0,6 ab 1,7±3,2 a

MCC 1,5% 111,1±0,1 a 119,2±0,4 ab 128,9±1,1 b 1,6±0,1 a

CMC 1,5% 108,7±0,2 a 117,1±0,3 a 123,6±1,8 a 1,4±0,2 a

HPMC F 4M 1,5 % 109,1±1,2 a 118,1±1,2 ab 125,8±0,4 ab 1,3±0,3 a

Sin

sal

HPMC F 50 1,5% 109,1±1,1 a 118,2±0,3 ab 126,5±0,6 ab 1,5±0,2 a

Control 118,3±0,4a 126,6±0,6 b 134,8±0,4 a 1,4±0,0 a

MCC 1,5% 118,3±0,2 a 126,6±0,7 b 132,5±1,1 a 1,3±0,0 a

CMC 1,5% 113,0±0,9 a 124,0±0,6 a 132,3±0,0 a 1,8±0,4 a

HPMC F 4M 1,5% 114,3±2,4 a 124±0,1 a 132,6±1,4 a 1,3±0,3 a

Con

sal

HPMC F 50 1,5% 112,9±2,1 a 122,7±0,2 a 131,0±1,2 a 1,7±0,5 a

media ± DE.En cada columna y en cada grupo (sin NaCl , con NaCl) letras diferentes

indican diferencias significativas (p<0,05).

Disociación del complejo amilosa -lípido en sistemas modelo con pectinas

Muestra Ti(°C)) Tp(a-lip)(°C) Tf(°C) H (J/g

masa seca)

Control 107,8±2,8 a 119,5±0,4 b 126,7±0,6 a 1,7±3,2 a

PBM 2% 110,1±1,3 a 117,8±0,7 a 125,8±1,1a 1,2±0,5a Sin sal

PAM 2% 111,2±0,6a 120,6±0,0b 128,3±0,3a 1,6±0,0a

Control 118,3±0,4c 126,6±0,6b 134,8±0,4b 1,4±0,0a

PBM 2% 113,9±0,0b 123,8±0,4a 132,8±0,5a 1,5±0,0a Con sal

PAM 2% 111,6±0,1a 122,6±0,5a 131,5±0,3a 1,9±0,1b

media ± DE. En cada columna y en cada grupo (sin NaCl , con NaCl) letras diferentes


Anexos

284

Anexo 5 Disociación del complejo amilosa lípido en masas sin sal y con celulosas modificadas

Muestra Ti (°C) Tp(a-lip) (°C) Tf(°C) H (J/g masa

seca)

Control 99,4 ± 1,6 a 112,4 ± 0,3 a 119,5 ± 0,6 a 1,5 ± 0,1 a

MCC 1.5% 98,4 ± 1,8 a 112,6 ± 0,2 a 119,4 ± 0,3 a 1,6±0,3 a

CMC 1.5% 99,3 ± 2,8 a 112,4 ± 0,7 a 119,4 ± 1,6 a 1,7 ± 0,3 a

HPMC F 4M 1.5% 98,4 ± 2,3 a 110,8 ± 0,5 a 118,3 ± 0,7 a 1,6 ± 0,3 a

Sin

sal

HPMC F 50 1.5% 96,5±0,7 a 110,9±0,7 a 118,6±0,6 a 1,5 ± 0,0 a

Control 117,0 ± 0,3 b 124,6 ± 0,8 c 0,5 ± 0,0 a 107,4±1,3 a

MCC 1.5% 116,0 ± 0,6 ab 122,4 ± 0,3 ab 1,1 ± 0,2 ab 105,9 ±0,9 a

CMC 1.5% 117,1 ± 0,4 b 124,2 ± 0,1 bc 1,3 ± 0,2 b 105,8 ± 1,7 a

HPMC F 4M 1.5% 115,2 ± 0,7 a 121,9 ± 0,9 a 1,3 ± 0,3 b 104,9 ± 1,0 a

Con

sal

HPMC F 50 1.5% 116,6 ± 0,2 ab 124,0 ± 0,2 bc 1,1 ± 0,0 ab 105,3± 0,7 a



Disociación del complejo amilosa lípido en las masas con sal y pectinas

Muestra Ti(°C)) Tp(a-lip)(°C) Tf(°C) H (J/g

masa seca)

Control 99,4±1,6 a 112,4±0,3 a 119,5±0,6 a 1,5±0,1 a

PBM 2% 100,4±1,7 a 113,4±1,6 a 119,4±0,9 a 1,4±0,2 a Sin sal

PAM 2% 100,8±0,6 a 113,6±0,3 a 120,9±0,2 a 1,4±0,0 a

Control 107,4±1,3 b 117,0±0,3 a 124,6±0,8a 0,5±0,0 a

PBM 2% 105±1,0 a 115,9±0,6 a 122,4±0,4 a 1,3±0,2 b Con sal

PAM 2% 105,5±0,3 ab 116,3±0,4 a 122,7±1,3 a 1,2±0,2 b


indican diferencias significativas (p<0,05)..

Glosario

286

Glosario

A

Å: angstrom

A: Absorción farinográfica de agua

A1:

a: exponente a de Mark – Houwink

AACC: Approved Methods of the American Association of Cereal Chemists

ADI: acceptable daily intake (ingesta diaria aceptable)

af: máximo volumen alcanzado durante la fermentación

ANOVA: análisis de varianza

Art: artículo

aw: actividad acuosa

B

BI: browning index (índice de pardeamiento)

bf : coeficiente b de la curva de fermentación

C

C: control

°C: grados centígrados

C*: concentración crítica

cm3: centímetro cúbico

CAA: código Alimentario Argentino

cf :coeficiente c de la curva de fermentación

CMC: Carboximetil celulosa sódica

Cm: centímetro

cP : centipoise

CSLM: confocal scanning laser microscopy (Microscopía láser confocal de barrido)

CV: Coeficiente de variación

Glosario

287

D

Da: Dalton

DATEM: ésteres de mono y diglicéridos del ácido diacetiltartárico

DE: desvío estándar

Dec.: decreto

DMA: análisis mecánico diferencial

DMF: N,N-dimetilformamida

DSC: calorimetría diferencial de barrido.

DTT: ditiotreitol

E

E´: módulo elástico o de almacenamiento

E´´ : módulo viscoso o de pérdida

E*: módulo dinámico

Ec: ecuación

EDTA: ácido etilendiamino tetracético

F

FAO: Food and Agriculture Organization of the United Nations (Organización de las

Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura)

FG: filamento de gluten

FG: filamento de gluten

Fig: figura

FITC: isotiocianato de fluoresceína

FN: falling number (índice de caída de Hagberg)

FT-Raman: espectroscopía raman por transformada de Fourier

G

g: gramo

G: módulo elástico.

G´: módulo de almacenamiento

Glosario

288

G´´: módulo de pérdida

G*: módulo complejo

GA: gránulos de almidón

GE: grado de esterificación

GH: gluten húmedo

GI: gluten index

GRAS: generalmente reconocido como seguro

Gs: grado de sustitución

GS: gluten seco

H

H: humedad de la harina

H0: humedad de la miga del pan fresco

H3 :humedad de la miga luego de 3 días de almacenamiento

ha: hectárea

HDCt : hidratos de carbono totales

HMW-GS: high molecular weight glutenin subunit (subunidad de glutenina de alto peso

molecular)

HPMC: hidroxipropilmetilcelulosa

Hz: hertz 1H-RMN: resonancia magnética nuclear de protón

I

I: intensidad de la señal del protón (RMN)

INTA: Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria

J

J: joule (julio)

JECFA: Joint FAO/WHO Expert Committee on Food Additives (Comité Mixto FAO

/OMS de Expertos en Aditivos Alimentarios)

Glosario

289

K

K: constante de Mark – Houwink

kDa: kilodaltons

KH: constante adimensional de Huggins

Kk: constante de Kramer

L

l: litro

L: extensibilidad

LDL: low density lipoprotein (lipoproteína de baja densidad)

LMW-GS: low molecular weight glutenin subunit (subunidad de glutenina de bajo peso

molécular).

M

m: masa de harina

M: molar

M1: primera endoterma de gelatinización

M2: segunda endoterma de gelatinización

M3: endoterma de disociación del complejo amilosa-lípido

MAGyP: Ministerio de Agrícultura, Ganadería y Pesca

max: máximo

MCC: celulosa microcristalina

mg: miligramo

mín: mínimo

min: minuto

mm: milímetro

MM: masa molecular

N

N: Normalidad

%N: cantidad de nitrógeno cada 100 g de harina (en base seca)

Glosario

290

NOA: Noroeste Argentino

NEA: Noreste Argentino

O

OMS: Organización Mundial para la Salud

P

P: tenacidad

Pa: pascal

PAM: pectina de alto metoxilo o alto grado de sustitución

PBM: pectina de bajo metoxilo o bajo grado de sustitución

PCA: análisis de componentes pricipales

PG: película de gluten

PG: película de gluten

<PM>: peso molecular promedio

Pmeq: peso del miliequivalente

psi: pounds per square inch (libra por pulgada cuadrada)

R

r2 : coeficiente de determinación

rpm: revoluciones por minuto

RVA: viscoamilógrafo rápido

RVU: unidades del viscoamilógrafo rápido

S

s: segundos

SCF: Scientific Committee for Food (Comité Científico de la Alimentación Humana)

SDS: dodecil sulfato de sodio

SDS-PAGE: electroforesis desnaturalizante - disociante

SEM: scanning electron microscope (microscopía electrónica de barrido)

SENASA: Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria

Glosario

291

Sm: grado de sustitución molar.

SN: stirring number (número de agitación).

SSL: estearoil lactilato de sodio

Tt: tiempo

t0: tiempo de elusión del solvente

T2: tiempo de relajación spin-spin

T : temperatura de transición vítrea determinada por DMA

T : temperatura de la relajación

tan( ): tangente del ángulo de desfasaje

td: tiempo de desarrollo farinográfico

Te: temperatura de empaste

Temed: N,N,N´,N´, -tetrametiletilendiamina

tf: tiempo de fermentación

Tg: temperatura de transición vítrea

Ti: temperatura de inicio (DSC)

Tp1: temperatura del pico 1 (DSC)

Tp2 :temperatura del pico 2 (DSC)

Tm: temperatura de fusión del hielo

tn: toneladas

TPA: texture profile analysis (ensayo de perfil de textura)

tr: tiempo de retención en la columna

U

UF: unidades farinográficas

USP: United States Pharmacopeia (Farmacopea de los Estados Unidos)

V

Vm: volumen de HCl, en ml, requeridos para titular la muestra

V0: volumen de HCl , en ml, requeridos para titular el blanco

Glosario

292

W

W: trabajo de deformación

WIC: water imbibing capacity (capacidad de imbibición de agua)

Alfabeto griego

: nivel de significancia

.: gradiente de velocidad

: deformación relativa del material

0: amplitud de la deformación

: ángulo de desfasaje

H: entalpía

V: variación de volumen

Vmax: máximo incremento del volumen alcanzado en la fermentación

0 : máxima deformación

(t): deformación sinusoidal perpendicular a la muestra (DMA)

*: viscosidad compleja

Glosario

293

[ ]: viscosidad intrínseca

red: viscosidad reducida

f : viscosidad final en el viscoamilograma

min: viscosidad mínima en el viscoamilograma

p: viscosidad de pico en el viscoamilograma

rel: viscosidad relativa

i : tiempo de relajación

: coeficiente de viscosidad

l: microlitro

m: micrómetros

: densidad de la muestra

0: densidad del solvente

: esfuerzo

0: amplitud del esfuerzo

e: valor del esfuerzo una vez alcanzado el equilibrio

: esfuerzo (reometría)

Glosario

294

lim: límite superior del rango de viscoelasticidad lineal

_

: número de onda (cm-1)

: desplazamiento del número de onda

: frecuencia

Símbolos :aproximadamente

<: menor

<: mayor

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