Efecto de la Suplementación Nitrogenada de bagazo de caña de azucar sobre el incremento de los...

Y

Efecto de la Suplementación Nitrogenada de Bagazo de Caña de Azúcar sobre el Incremento de los Rendimientos del Hongo Ostra Pleurotus

ostreatus (AGARICALES: TRICHOLOMATACEAE)

Edwin Gudiel Morales Cutzal

Proyecto de Graduación

para obtener el título de

Ingeniero Agrónomo

con el grado académico de

Licenciatura en Ciencias Agrícolas

Guácimo, Limón, Costa Rica

2009

iii

La Universidad EARTH certifica que el Proyecto de Graduación titulado

Efecto de la Suplementación Nitrogenada del Bagazo de Caña de Azúcar sobre el Incremento de los Rendimientos del Hongo Ostra

Pleurotus ostreatus (AGARICALES: TRICHOLOMATACEAE)

Presentado por

Edwin Gudiel Morales Cutzal

Reúne las condiciones para obtener el título de Ingeniero Agrónomo

con el grado académico de Licenciatura

Decano de Asuntos Académicos

Manuel Cerrato, Ph.D.

Asesor

Fritz Elango, Ph. D

Diciembre 2009

v

Dedicatoria

Este documento se lo dedico al señor Jesucristo, ser maravilloso y el motivo de mi vivir. A mi

querida madre Francisca Cutzal y hermanos que han sido mi inspiración para luchar cada día.

Agradecimiento

Agradezco al señor todopoderoso, quién por su gracia me ha dado esta vida y de permitirme

lograr mis sueños, a él le agradezco infinitamente todo.

Al Grupo Cristiano de la EARTH (JOCRER) por darme la oportunidad de convivir y aprender

sobre la vida y desarrollar mi vida espiritual.

A mi querida madre, por haberme apoyado en todo momento en mi vida académica, en lo

emocional y espiritual.

Agradezco a mis hermanos que me han enseñado a vivir y aprender de ellos.

Agradezco a mi asesor Fritz Elango quien me brindó incondicionalmente su apoyo durante la

investigación.

A mis amigos, amigas, compañeros y compañeras de la EARTH por apoyarme en diferentes

momentos de mi vida en la universidad.

vii

Resumen

Con el propósito de mejorar el rendimiento (eficiencia biológica) del hongo ostra Pleurotus

ostreatus producido a partir del bagazo de caña de azúcar, el presente estudio evaluó

diferentes niveles de suplementación nitrogenada orgánica (semolina de arroz) e inorgánica

(nitrato de amonio). En la primera prueba, se comparó la eficiencia biológica (E. B.) de 4 niveles

de semolina de arroz y cuatro del nitrato de amonio. Los rendimientos no demostraron

diferencias estadísticamente significativas entre los diferentes niveles de ambos suplementos.

La segunda prueba evaluó tres niveles de ambos tipos de suplementos en bagazo de caña

composteado y no composteado. No se encontró diferencias estadísticamente significativas con

sustratos composteados, a diferencia del sustrato no composteado que si presentó diferencias

entre los niveles de suplementación. 20 % de semolina en bagazo de caña no composteado

aumentó los rendimientos con una eficiencia biológica de 50,5 %, pero con más altos niveles de

contaminación por el hongo Trichoderma sp.,y Neurospora spp., principalmente. Por otro lado,

el 0,5 % de nitrato de amonio presentó una E. B. significativa de 46,6 %.

Palabras clave: Hongo ostra, bagazo de caña, suplementación, nitrato de amonio, semolina de

arroz, eficiencia biológica, sustrato composteado.

viii

Abstract

With the aim of increasing oyster mushroom yields produced from sugarcane bagasse, the

present study evaluated different levels of organic (rice bran) and inorganic (ammonium nitrate)

nitrogen supplements. The first trial evaluated four levels of rice bran and four levels of

ammonium nitrate supplements. No statistically significant yield differences were obtained by

both types of supplements. The second trial evaluated levels of both types of supplements in

composted and non-composted sugarcane bagasse. No statistically significant differences were

found among the treatments of the composted substrate, whereas statistically significant yield

differences were obtained in the non-composted treatments. The non-composted bagasse

supplemented with 20 % rice bran gave the highest yield increases with a biological efficiency

(B. E.) of 50,5 %, but the inorganic supplement caused an increase in fungal contamination by

Trichoderma sp., and Neurospora spp. On the other hand, a 0,5 % of ammonium nitrate

supplement gave the highest statistically significant yield increase with a biological efficiency of

46,6 %.

Key words: Oyster mushroom, sugarcane bagasse, supplements, ammonium nitrate, rice bran,

biological efficiency, composted substrate.

ix

Lista de Contenido

Página

Dedicatoria ................................................................................................................................... v

Agradecimiento ............................................................................................................................ v

Resumen ..................................................................................................................................... vii

Abstract ..................................................................................................................................... viii

Lista de Contenido ..................................................................................................................... ix

1 Introducción ........................................................................................................................... 1

2 Objetivos ................................................................................................................................. 7

2.1 Objetivos Específicos ................................................................................................... 7

3 Materiales y Métodos ............................................................................................................. 8

3.1 Ubicación del Proyecto ................................................................................................ 8 3.2 Obtención y Preparación del Cultivo Puro ................................................................... 8 3.3 Preparación de la Semilla del Hongo o Spawn ............................................................ 8 3.4 Obtención y Preparación del Sustrato ......................................................................... 9 3.5 Pasteurización del Sustrato ....................................................................................... 11 3.6 Inoculación de los Sustratos ...................................................................................... 11 3.7 Colonización y Fructificación ...................................................................................... 12

3.7.1 Primera Prueba .............................................................................................. 12 3.7.2 Segunda Prueba ............................................................................................ 13

3.8 Recolección de Datos y Criterios de Evaluación ....................................................... 14

4 Resultados y Discusión ...................................................................................................... 15

4.1 Resultados de la Primera Prueba .............................................................................. 15 4.2 Resultados de la Segunda Prueba ............................................................................ 17

4.2.1 Colonización de los tratamientos ................................................................... 18 4.2.2 Contaminación de los tratamientos ................................................................ 21 4.2.3 Eficiencia biológica de los tratamientos ......................................................... 22 4.2.4 Eficiencia biológica entre los tratamientos composteados y no composteados

....................................................................................................................... 24 4.3 Conclusiones y Recomendaciones Finales ............................................................... 25

5 Lista de Referencias Bibliográficas ................................................................................... 27

6 Anexos .................................................................................................................................. 29

6.1 Anexo 1. Termómetro de Máximos y Mínimos Usado para la Medición de la Temperatura ............................................................................................................... 29

6.2 Anexo 2. Medidor de Humedad y Temperatura Modelo TH4-7F, de la Marca DICKSON Utilizado para la Medición de la Humedad y Temperatura del Cuarto de Producción de Hongos ............................................................................................... 29

x

6.3 Anexo 3. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Eficiencia Biológica (%) de los Tratamientos de la Primera Prueba ................................................................. 29

6.4 Anexo 4. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 6 Días de los Tratamientos Composteados de la Segunda Prueba ............................. 30

6.5 Anexo 4. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 12 Días de los Tratamientos Composteados de la Segunda Prueba ............................. 30

6.6 Anexo 5. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 6 Días de los Tratamientos No Composteados de la Segunda Prueba ........................ 30

6.7 Anexo 5. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 12 Días de los Tratamientos No Composteados de la Segunda Prueba ........................ 31

6.8 Anexo 6. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Eficiencia Biológica (%) de los Tratamientos de la Segunda Prueba ............................................................... 31

6.9 Anexo 7. Resultado de los análisis de varianza de las variables evaluadas ............. 32 6.10 Anexo 8. Test de tukey para las medias de la variable eficiencia biológica de los

tratamientos no composteados .................................................................................. 32

Efecto de la Suplementación Nitrogenada del Bagazo de Caña de Azúcar sobre los Rendimientos del Hongo Ostra

1

1 Introducción

El cultivo de los hongos comestibles se ha venido desarrollando desde más de 200 años en

Europa con el cultivo del champiñón Agaricus bisporus y en Asia con la especie Lentinula

edodes y Auricularia spp. En América fue iniciado como una actividad de interés durante la

segunda mitad del siglo XX (Sánchez y Royse, 2001).

A nivel mundial la producción de hongos comestibles se ha incrementado más de 35 veces,

desde las 24 000 t en 1962 a 8 500 000 t en el 2002. Además, se han observado cambios en

las especies cultivadas. En 1997 la especie más cultivada fue el champiñón A. bisporus que

representaba el 31,8 % de la producción mundial, siguiendo la especie L. edodes con un 25,4 %

y P. ostreatus representando el 14,2 % de la producción mundial de hongos comestibles

(Rodríguez, 2007).

En 1994 China era el país de mayor productor de Pleurotus spp., representando el 82,0 % de la

producción mundial de esta especie. Mientras que en los países de América en 1998 el mayor

productor era México con un 47,53 % de la producción de Pleurotus spp., siguiendo Estados

Unidos, Canadá y Brasil con 23,65 %, 14,79 % y 11,72 % respectivamente (Sánchez y Royse,

2001). El Pleurotus ostreatus es uno de los hongos mas cultivados, sus características

nutricionales lo hacen importante por presentar un contenido rico en proteínas, fibra, hidratos de

carbono, vitaminas y minerales, además de poseer un sabor y olor únicos. En general el hongo

ostra se considera de importancia medicinal por llevar a cabo actividades antibacteriales,

antiviral, anti tumores, hematológicas y ayuda a la reducción de los niveles de colesterol

(Rodríguez, 2005).

Sánchez y Royse (2001) afirman que el hongo ostra, es un cultivo con una ventaja apreciable

por crecer en una amplia variedad de materias primas; por ejemplo, en el trópico se utiliza el

aserrín, rastrojo de arroz, aserrín mezclado con hojas de guaje Leucaena spp., y combinaciones

de olote de maíz, cáscara de semilla y ramas de algodón, bagazo y hojas de caña, tallos y

hojas de maíz, pastos, cascara de arroz, lirio acuático y entre otros como la pulpa de café que

es utilizado en países cafetaleros tal es el caso de México (Chang y Quimio, 1982 ), su

capacidad de crecer en una amplia biodiversidad de materiales y por las propiedades

medicinales son razones por la que es una de las especies más producidas a nivel mundial.

Los hongos pertenecen al grupo de los microorganismos heterótrofos que no poseen clorofila y

no son capaces de sintetizar los hidratos de carbono para su nutrición. Sin embargo, los

obtienen a partir de los organismos muertos, razón por la cual son llamados también

organismos saprofitos (Vedder, 1991). La base de obtener los nutrientes de los organismos

muertos es la capacidad oxidativa e hidrolítica que les confiere la secreción de un amplio

espectro de enzimas. Así es como el sustrato escogido para la producción de hongos

comestibles debe contener una fuente de carbono y una fuente de nitrógeno que suplan las

necesidades nutritivas para el desarrollo del hongo.


2

Debido a la diversidad de materiales que se pueden utilizar como substrato, el material a usar

dependerá de la disponibilidad en el lugar de producción. Costa Rica es un país con una

producción de caña para la fabricación de azúcar de aproximadamente 56 200 hectáreas y se

asegura que se siembra este cultivo casi en todo el país, el bagazo de caña como residuo de la

industria azucarera es utilizada también para diversos motivos como; producción de

biocombustible, alimentación animal, abonos y entre otros (Chaves, 2008).

Sánchez y Royse (2001) estiman que de 1000 kg de caña de azúcar se genera 231 kg de

bagazo, tomando en cuenta la alta producción de caña de azúcar en Costa Rica, existe una

gran oportunidad de utilizar este residuo para la producción de hongos comestibles, dando de

esta forma un valor agregado a un material que podría ser desechado por los productores

azucareros y además se contribuye a evitar problemas ambientales. Es así como el bagazo de

caña es un material de interés para la producción del hongo P. ostreatus.

Chang y Quimio (1982) confirman que un proceso de compostaje de los sustratos que se

utilizan para el crecimiento y producción de los hongos pueden dar mejores resultados. Sin

embargo, menciona también que para el caso del bagazo de caña de azúcar, este puede ser o

no ser composteado.

Mientras Sánchez y Royse (2001) de igual manera mencionan que para la producción del

hongo ostra no se requiere de un proceso de composteo complejo y prolongado. Sin embargo,

afirman buenos resultados al tratar al bagazo de caña alrededor de 15 días de fermentación

(Cuadro 1), mientras otros materiales como la pulpa de café que también muestra rendimientos

aceptables si se hacen mezclas con materiales orgánicos con 2 % de cal y de 2 a 3 días de

composteo a una temperatura de 50 oC a 60 oC.

En general, Chang y Quimio (1982) afirman que los sustratos pueden ser composteados de 6 a

30 días y para una descomposición rápida se le puede dar de 3 a 4 días, dependiendo del tipo

de sustrato. Además, encontraron que en Puerto Rico utilizaban el bagazo de caña sin ningún

proceso de composteo.

Moda et al. (2005) evaluaron el lavado de bagazo de caña en agua con flujo continuo durante

una hora como reemplazo del proceso de compostaje y pasteurización en agua caliente a 80 oC

durante dos horas del bagazo. Los resultados dieron que para el lavado del bagazo se

encuentra una eficiencia biológica de 19,6 % y 44 % de contaminación, para el caso de la

pasteurización del bagazo la eficiencia biológica fue de 13,86 %, con 70 % de contaminación.

Moda et al. (2005) concluyeron que no hay diferencias estadísticas entre ambos resultados, por

lo tanto recomiendan utilizar el lavado en agua a temperatura ambiente del bagazo para reducir

costos. Además que, el grado de contaminación resultó ser menor en comparación al método

de pasteurización.

En el Cuadro 1 se muestra la eficiencia biológica (E. B.) que representa la mediación porcentual

del rendimiento fresco de carpóforos a partir del peso seco del sustrato pasteurizado (Stamets,

2000) en algunas mezclas de sustratos de bagazo de caña con otros materiales. Así como la

eficiencia biológica de otros sustratos. Sánchez (1997) demostró que el bagazo de caña dio


3

mejores resultados que el desecho de palmito y paja de arroz, dando como rendimiento un

promedio de 15,5 Kg/m2 de sustrato, sin señalar la E. B. de los materiales.

Cuadro 1. Ejemplos de la eficiencia biológica de algunas mezclas de sustrato a base de bagazo de caña y otros tipos de sustratos para P. ostreatus. †

Sustrato Eficiencia biológica (%)

Bagazo de caña de azúcar (50%) Pulpa de Café (50%) 96,9

Bagazo de caña de azúcar (50%) Paja de cebada (50%) 66,0

Bagazo de caña de azúcar (66,6%) (15 días fermentado) Espiga de maíz (33,3%) 105,0

Cascarilla de arroz Harina de avena (2%) 38,0

Paja de arroz 79,2

Cascarilla de arroz 56,1 Aserrín de pino (suplementados con salvado de arroz) 44,8

Residuo de algodón 92,0

Pulpa de café (5 días de fermentación) 175,8

Jacinto de agua 125,7 † Sánchez y Royse (2001).

Sánchez y Royse (2001) señalan al bagazo de caña como un subproducto de la industria

azucarera mus utilizado para la producción de hongos, presentando un contenido de 0,18 % de

nitrógeno y una relación C:N (carbono:nitrógeno) de 314:1 (Sánchez y Royse, 2001.),

encontrándose este ultimo valor por arriba de 40:1 que es la relación optima determinado por

estos mismos autores.

Por otro lado, Arias y Flores (2006) confirman que la relación de C:N entre 30:1 a 300:1 en los

sustratos son aceptables para la colonización del micelio, y que además, confirman que

notificaron por medio de colonización in vitro (en cajas petri de cristal) que las relaciones C:N

entre los 100 a 200 fueron los que presentaron mejores resultados de colonización en

comparación con los de baja relación de C:N.

Se ha observado que para la especie Pleurotus ostreatus, es muy frecuente utilizar en el

bagazo de caña de azúcar algún tipo de suplemento nitrogenado para aumentar el nivel de este

elemento y además para mejorar la relación carbono-nitrógeno en la mezcla. En otras

investigaciones aseguran que la suplementación de harinas de girasol, algodón y soja en paja

de arroz ha incrementado de 50 % a 100 % los rendimientos en comparación de los sustratos

no suplementados (Sánchez y Royse, 2001).

Moda et al. (2005) evaluaron el bagazo de caña para el cultivo de Pleurotus sajor caju con dos

tipos de suplementos nutricionales. El primero consistió en harina de maíz (suplemento

orgánico), aplicando un 10 % del peso húmedo del sustrato. El segundo fue una aplicación de


4

un suplemento mineral, obtenido de un cultivo hidropónico de lechuga con la siguiente

composición en 200 mL de agua destilada: 7,5 nitrato de calcio, 5,0 g de nitrato de potasio; 1,5

g de fosfato mono amonio; 4,0 g de sulfato de magnesio, 0,25 mL de hierro EDTA; y 1,0 mL de

una solución de micronutrientes. La aplicación de esta solución mineral se realizó 10 días

después del inicio de la incubación a una concentración de 10 mL por bolsa de sustrato que

contiene 465 g de bagazo de caña húmedo.

El resultado favoreció a la suplementación mineral ya que dio una diferencia estadística a

comparación a la suplementación orgánica, al dar una eficiencia biológica de 30,03 %, mientras

que para la suplementación orgánica se encontró una eficiencia biológica de 15,66 %. Además,

hubo un tercer tratamiento (control) sin ninguna suplementación, dando como resultado un

26,62 % de eficiencia biológica. Los datos obtenidos para determinar la eficiencia biológica fue

de la recolección de datos durante un período de 50 días de cosecha (Moda et al., 2005).

El uso de los suplementos nutricionales fortalece el contenido de grasa y fibra, pero se usa

principalmente por el aumento del contenido de nitrógeno en los sustratos (Cuadro 2), entre

ellos están los suplementos orgánicos, llamados de liberación lenta y los suplementos

inorgánicos.

Existe comercialmente un suplemento nutricional de liberación lenta, compuesta por soya

entera con una cobertura de parafina o soya desnaturalizada y harinas de plumas. Estas son

agregadas en rangos de 3 % a 6 % del peso del sustrato seco. El uso de este suplemento han

demostrado que al utilizar el rango de 6 %, el rendimiento aumenta arriba del 90 %, además su

aplicación en rango de 3 % durante la colonización del sustrato permite que la producción

reduzca de 2 a 3 días. Confirman además que el uso de suplementos nutricionales puede

causar sobrecalentamiento de los sustratos. Sin embargo, para evitar problemas en el sustrato

como contaminación, los productores necesitan tener un sistema adecuado de aeración o

regulación de temperatura (CAS, 2003).

Tomando en cuenta que en costa Rica hay una producción considerable del cultivo de arroz, de

la cual como producto secundario se obtiene la semolina o harina a partir del proceso industrial

de este producto, se hace fácil la disponibilidad de este material para usarse como suplemento

nutricional para la producción de hongos, siendo este un producto orgánico que se considera

que el efecto de la liberación de los nutrientes actuará lentamente a lo largo del proceso de

colonización y fructificación del hongo. La cantidad de este material a utilizar depende del tipo

de sustrato que se está utilizando. En el bagazo de caña es muy común utilizar semolina de

arroz desde un rango de 10 % a 20 % sobre el peso seco del sustrato (Chang y Quimio, 1982).

Resultados obtenidos por Viteri (2003) al evaluar la semolina de arroz en bagazo de caña

encontró que, una combinación del 80 % de bagazo y un 20 % de semolina de arroz se obtiene

una eficiencia biológica de 7,37 %.


5

Cuadro 2. Composición química del salvado de arroz (%, sms). †

Material

Materia Orgánica

N Total

Grasa Bruta

Fibra Bruta

Extracto libre de N

Cenizas

C:N

Salvado de arroz (entero) 88,5 2,32 18,3 11,8 43,9 11,5 22,1 † Sánchez y Royse (2001).

Por otro lado, para determinar el efecto de un suplemento de liberación lenta, se evalúa también

el comportamiento del nitrato de amonio (NH4NO3) como suplemento inorgánico de liberación a

corto plazo.

Zadrazil (1980) demostró en una investigación el efecto del nitrato de amonio como suplemento

del sustrato de paja de trigo para la especie Pleurotus sajor caju, comprobando tres niveles de

nitrato de amonio en solución con agua, siendo estos; 0,75 %, 2,25 % y 3,75 % del peso seco

de la paja de trigo, dando como resultado en los dos primeros niveles rendimientos por encima

del control (sustrato sin nitrato de amonio), mientras que el nivel más alto de nitrato de amonio

dio un rendimiento por debajo del control. Los rendimientos encontrados para los tres niveles de

nitrato de amonio son; 4,69 %, 5,03 % y 2,93 %, respectivamente.

En la misma investigación, Zadrazil (1980) demostró que la suplementación de la paja de trigo

con material orgánico (Harina de soya y harina de alfalfa) aumenta la eficiencia biológica en un

300 % y con la suplementación inorgánica (nitrato de amonio) incrementa un 50 %.

Es importante considerar que las fuentes de nitrógeno puede influir en el cambio del pH del

medio, en el caso del genero Pleurotus spp., acidifica el medio al degradar el amonio presente

en el sustrato, tomando en cuenta que el hongo Pleurotus spp., se desarrolla adecuadamente

entre pH 5 y 6. Además, la mayoría de los contaminantes que se encuentran durante el proceso

del cultivo de hongos encuentran condiciones adecuadas para su desarrollo en valores bajos de

pH.

El Trichoderma hamatum es uno de los principales contaminantes del Pleurotus spp., éste

reduce notablemente su crecimiento a pH 7, y es totalmente inhibida a pH de 8,5 (Sánchez y

Royse, 2001). Considerando estos puntos, parte de la evaluación del nitrato de amonio en el

bagazo de caña fue determinar su efecto sobre la contaminación del sustrato.

Diferentes técnicas y tipos de materiales que se utilizan para la producción del cultivo del hongo

ostra han sido mencionados anteriormente, de tal forma que existe información que sirve como

guía a los productores de hongos para trabajar con el cultivo. Sin embargo, se cree que algunos

métodos como por ejemplo la pasteurización, la forma de empleo y cantidad de suplementos

nutricionales, compostajes y entre otras técnicas, pueden ser un factor importante para los

costos de producción, además de que algunos métodos de producción que utilizan equipos

difícilmente disponibles para pequeños productores pueden afectar sus crecimientos en el

ámbito empresarial (Chang et al., 1993).

El cultivo de ostra es considerablemente fácil de producir, es tercero a nivel mundial en

producción, pero los rendimientos no siempre son rentables (Chang et al., 1993). Además,


6

señala que las producciones de algunos sectores de Europa no han tenido aumentos

considerables en su producción, y se cree que es por los bajos rendimientos encontrados y el

costo principalmente de labores, materiales y el uso de la energía que se emplea durante los

procesos de producción. Por lo que se cree que aún existe la forma de mejorar técnicas de

producción, tomando en cuenta que en cada región existen factores ambientales, disponibilidad

de materias primas y de equipos que pueden influir sobre los métodos de producción a utilizar

en el cultivo.


7

2 Objetivos

Evaluar el efecto de la suplementación nitrogenada del bagazo de caña para el incremento de

la productividad del hongo ostra.

2.1 Objetivos Específicos

Evaluar niveles de suplemento nutricional orgánico e inorgánico sobre la colonización,

contaminación y rendimiento en el cultivo del hongo P. ostreatus.

Determinar el efecto del composteado del bagazo de caña sobre la producción del hongo P.

ostreatus.


8

3 Materiales y Métodos

3.1 Ubicación del Proyecto

La evaluación de los métodos de producción del hongo Pleurotus ostreatus fue realizado en las

instalaciones de la universidad EARTH, ubicada en Las Mercedes, Guácimo, Limón, Costa

Rica. El clima de la región es de Trópico Húmedo y la zona de vida, de acuerdo con el Sistema

de Holdridge, es Bosque Húmedo Tropical, con una temperatura promedio anual de 27 oC, con

86 % de humedad relativa en promedio y la precipitación media anual es de aproximadamente

3400 mm.

3.2 Obtención y Preparación del Cultivo Puro

El cultivo puro de P. ostreatus proveniente de Sara Buri, Tailandia fue extraída de un medio

inclinado de Agar Papa Dextrosa (APD) para ser transferido y multiplicado por medio del tejido

micelial a cajas petri que también contenían medios de APD (Figura 1). Este proceso se llevó a

cabo en el Laboratorio de Ciencias Naturales de la Universidad EARTH, con la debida asepsia

que se debe controlar para evitar las posibles contaminaciones del medio de cultivo. Desde el

momento de la transferencia del cultivo puro a las cajas petri con APD, se esperaron 7 días y el

micelio fue utilizado en la inoculación del sustrato para la obtención de la semilla del hongo.

Figura 1. Medios de agar papa dextrosa con el micelio del hongo ostra.

3.3 Preparación de la Semilla del Hongo o Spawn

La semilla del hongo que comúnmente llamado Spawn fue preparada en el Laboratorio de

Ciencias Naturales de la Universidad EARTH, en esta fase se preparó semilla de grano a base

de sorgo, para ello fue necesario limpiar y lavar debidamente la semilla y darle un proceso de

cocción durante 25 minutos, aproximadamente. Después de la cocción de la semilla, se escurrió

el agua por un minuto por medio de un colador de plástico, enseguida se extendió sobre papel


9

periódico, se secaron las semillas durante una hora para darle la humedad adecuada (60% a

70%) que requiere el hongo para desarrollarse adecuadamente en el sustrato.

Después del secado de la semilla, se le mezcló 1 % de carbonato de calcio (CaCO3) y 1 % de

yeso (CaSO4) del peso total del grano. Se procedió a embolsar semilla en bolsas de polietileno

de alta densidad, de 25 cm de ancho por 35 cm de largo, con una cantidad de 200 g de semilla

de sorgo por bolsa. Estas bolsas fueron dobladas y engrapadas para asegurar que estén bien

cerradas, posteriormente se procedió a autoclavarlas por 25 minutos, a 121 oC y una presión de

1,05 kg/cm2.

Al encontrarse la semilla de sorgo a temperatura ambiente (27 0C) después de la esterilización

en el autoclave, se procedió a inocular con el micelio del hongo reproducido anteriormente en el

medio de cultivo APD, colocando en la semilla de sorgo esterilizado de 4 a 5 porciones de

aproximadamente 1 cm2 del micelio del hongo (Figura 2). Quince días después de la

inoculación del hongo a la semilla de sorgo, el spawn con un 100 % de colonización quedó listo

para ser utilizado en la inoculación del sustrato en bagazo de caña. Durante este tiempo, el

“spawn” fue incubado en el laboratorio de Ciencias Naturales de la Universidad EARTH, a una

temperatura promedio de 28 oC, estando dentro del rango 24 oC a 29 oC recomendado por Arias

y Flores (2006) para la fase de incubación.

Figura 2. Preparación del spawn con semilla de sorgo.

3.4 Obtención y Preparación del Sustrato

El bagazo de caña evaluado fue obtenido en dos diferentes lugares, que para el caso de la

primera prueba, el bagazo de caña se obtuvo de los ingenios azucareros de la zona de


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Guanacaste. Mientras para la segunda prueba de la investigación, el bagazo de caña de azúcar

fue adquirido de la Hacienda Juan Viñas, de la zona de Turrialba de Costa Rica.

Según el Cuadro 3, el bagazo de caña de azúcar se evaluó en dos condiciones, el primero sin

ningún proceso de composteo, mientras la segunda con un proceso de composteo que duró 6

días. El composteo que se le dio al bagazo de caña fue un proceso simple y corto, que

básicamente consistió en el humedecimiento del material hasta llevarla a un porcentaje de

humedad alrededor del 70 %, posteriormente dicho material fue amonticulado sobre un piso de

concreto bajo techo, y con una cobertura plástica durante los 6 días. Además, durante este

tiempo el montículo recibió dos volteos, para su debida homogenización.

Después de compostear el sustrato, se procedió a hacer las mezclas tanto del material

composteado como del no composteado. Las mezclas fueron hechas según los niveles de

suplementación que se observa en el Cuadro 3, en este proceso el nitrato de amonio fue

aplicado en el materia en solución con agua, de tal forma que este ingrediente fuese

homogéneo en todas las partes. Las diferentes mezclas fueron llevadas a una humedad

aproximado de 70 %, con el fin de darle las condiciones adecuadas al hongo para su

crecimiento y desarrollo. En este proceso un tratamiento como testigo fue importante tomar en

cuenta durante el proceso de evaluación, es por eso que se dejó un control para el material

composteado y uno para el material no composteado, teniendo como resultado dos

tratamientos de control.

Con el sustrato ya preparado, se procedió a llenar las bolsas de polietileno de alta densidad (25

cm X 35 cm), resistentes al calor, asegurando que el sustrato quede bien compactado para no

dejar espacios vacios, ya que esto puede impedir la buena colonización del hongo en el

sustrato. La bolsas fueron cerradas con una boquilla de PVC de un largo de 3 cm, que a la vez

es asegurada con una liga de hule para evitar la remoción de la misma, finalmente se colocó

dentro del tubo PVC una porción de algodón para sellar la bolsa. El proceso de preparación del

sustrato se puede ver en la Figura 3.

Figura 3. Preparación de los tratamientos.


11

3.5 Pasteurización del Sustrato

La pasteurización del sustrato es importante para evitar posible desarrollo de algún

microorganismo presente en el sustrato que pueda competir con el hongo P. ostreatus, por tal

razón este proceso es clave para el éxito del cultivo. Para la pasteurización (Figura 4), se

utilizaron estañónes de metales con un aproximado de 15 % de agua con respecto al volumen

total del estañon (calderas), esto con el fin de que el vapor del agua calentado por medio de

madera pasteurice el sustrato contenido en ello, proceso que llevó alrededor de 3 horas donde

logró elevar la temperatura interna a 90 oC, la cual fue medida por medio de un termómetro de

suelo.

Figura 4. Proceso de la pasteurización de los sustratos.

3.6 Inoculación de los Sustratos

La actividad seguida de la pasteurización consiste en la inoculación de los sustratos

pasteurizado, estos, se inocularon con el spawn preparado anteriormente en el laboratorio con

21 días de preparación previa, almacenadas a temperatura de ambiente (26 oC a 28 oC). Cada

unidad experimental o bolsas de sustrato fueron inoculadas con el spawn a razón de 2 % a 3 %

del peso del sustrato pasteurizado. El algodón que tapaba el orificio del tubo PVC fue quitado

para la incorporación del spawn de semilla de sorgo colonizado por el micelio de hongo,

quedando así esta semilla por encima del sustrato donde el hongo empieza la fase de

colonización, al finalizar la inoculación se procede nuevamente a tapar el orificio con la misma

porción de algodón.

Durante el proceso de inoculación se utilizaron guantes, mascarilla, mechero y una tijera

debidamente esterilizadas con alcohol al 70 %, siendo este un proceso que necesita de la

mayor asepsia posible para evitar cualquier fuente de contaminación.


12

3.7 Colonización y Fructificación

La metodología y condiciones de la fase de colonización y fructificación se describirán según la

prueba, debido a que para la obtención de resultados se realizaron dos experimentos en

diferentes tiempos que a continuación se detallan.

3.7.1 Primera Prueba

Se realizo una primera prueba de los tratamientos para tomar los primeros datos a analizar. Y

además, tomando en cuenta los resultados de la primera prueba se diseño el experimento de la

segunda prueba. Para ello, se tomaron en cuenta los siguientes factores.

Niveles de suplementación orgánica e inorgánica.

Comportamiento del nitrato de amonio como factor de contaminación de otros tipos de

hongos.

Dosis de agua utilizada en el momento de la mezcla del sustrato para una humedad

aproximado de 70 %.

La primera prueba consistió en la evaluación del sustrato de bagazo de caña no composteado

en 4 niveles de concentración de nitrato de amonio y 4 niveles de semolina de arroz (Cuadro 3),

mas el control (sin suplementación) siendo en total 9 tratamientos con 6 repeticiones.

Desarrollando un diseño experimental de bloques completamente al azar. Siendo la unidad

experimental una bolsa con 1000 g de sustrato húmedo. El análisis de los resultados se realizó

con la ayuda de un software estadístico, en la que se incluyó un análisis de varianza para

determinar diferencias significativas entre medias utilizando la prueba de Tukey (Grupo InfoStat,

2009).

Esta primera prueba fue realizada en el cuarto de producción de hongos de la Finca Orgánica

de la Universidad EARTH. En dicho lugar fueron colocadas las bolsas para el proceso de

colonización hasta la cosecha.

Ya con el sustrato debidamente inoculado, las bolsas fueron colocadas al cuarto de

colonización donde se brindaron las condiciones apropiadas de luz, temperatura y humedad. La

temperatura se mantuvo a lo largo del periodo de colonización aproximadamente entre 25 oC a

30 oC, y con una humedad relativa alrededor del 75 %. Estas condiciones permite la

colonización adecuada del hongo del género Pleurotus, ya que se desarrolla a una temperatura

entre 0 oC a 35 oC y un optimo de 30 oC. Por otro lado, este hongo se desarrolla a una humedad

entre 60 % a 100 %, aunque la humedad optima encontrada para este género es de 85 % a 100

% (Sánchez y Royse, 2001).

En promedio el tiempo de colonización de los sustratos fue llevado a cabo durante 20 días.

Después de este período de tiempo, las bolsas fueron colocadas en el cuarto que cuenta con

sistema de riego, la cual fue importante para regular la temperatura y humedad durante la fase

de desarrollo de primordios y producción. La temperatura medida a través de un termómetro de

mínimos y máximos (Anexo 1) mostró una temperatura que va desde 25 oC a 28 oC y una


13

humedad relativa muy variada que va desde los 80 % al 100 %, tomando en cuenta que el

sistema de riego se activaba durante 15 a 30 minutos, dos veces por día.

Cuadro 3. Tratamientos de la primera prueba del bagazo de caña con suplementación orgánica e inorgánica.

Tratamiento Componentes del sustrato de bagazo de caña no composteado

T1 (control) Bagazo de caña de azúcar + sin suplemento

T2 Bagazo de caña de azúcar + 0,5 % de NH4NO3

T3 Bagazo de caña de azúcar + 1 % de NH4NO3



T6 Bagazo de caña de azúcar + 5 % de Semolina de arroz




3.7.2 Segunda Prueba

Según los resultados generados en la primera prueba de esta evaluación, se realizó una

segunda prueba tomando en cuenta las variables y factores analizados anteriormente. La

segunda prueba consistió en 14 tratamientos con 7 repeticiones cada uno, tal como se puede

apreciar en el Cuadro 4. En este experimento se utilizaron 4 niveles de suplementación

correspondientes a materiales orgánicos e inorgánicos, utilizando para ello 0 %, 10 %, 15 % y

20 % de semolina de arroz y 0 %, 0,5 %, 1 % y 1,5 % de nitrato de amonio, respectivamente,

siendo estos porcentajes en base al peso seco del bagazo de caña.

A diferencia de la primera prueba, esta segunda varía en que cada tratamiento se evaluó el

bagazo en dos diferentes condiciones, siendo el primero en un sustrato composteado y el

segundo en un sustrato no composteado.

Esta segunda prueba fue hecha en un cuarto diferente a la primera prueba; esta fue, bajo las

instalaciones hecha de madera y cubierta con material de sarán, ubicada en el jardín de plantas

ornamentales de la Universidad EARTH.

La temperatura y humedad del cuarto de producción durante la fase de colonización estuvo

entre 24 oC a 32 oC y de 80% a 95 % de humedad relativa. Esta fase de colonización duró en

promedio 18 días. Enseguida de esta fase, al mismo cuarto se le dio las condiciones de

temperatura y humedad adecuada para el inicio de la productividad. En la fase de cosecha la

temperatura estaba entre 23 oC a 32 oC, y una media de 29 oC, mientras la humedad relativa

variaba de 75 % a 100 %. Estas condiciones ambientales se aproximan del rango recomendado

por Sánchez y Royse (2001), donde el rango de temperatura para Pleurotus es de 0 oC a 35 oC,

y una humedad entre 85 % a 100 %.Tanto la temperatura como la humedad fue medida a

través de un lector de temperatura y humedad modelo TH4-7F, de la marca DICKSON

(Anexo 2).


14

Cuadro 4. Tratamientos de la segunda prueba del bagazo de caña con suplementación orgánica e inorgánica.

Tratamiento Componentes del sustrato de bagazo de caña composteado

T1 (Control 1) Bagazo de caña de azúcar + sin suplemento







Tratamiento Componentes del sustrato de bagazo de caña no composteado

T8 (Control 2) Bagazo de caña de azúcar + sin suplemento







3.8 Recolección de Datos y Criterios de Evaluación

Los indicadores para determinar el efecto de los factores sobre los tratamientos son las

siguientes variables: porcentaje de contaminación del sustrato, tiempo de colonización del

sustrato y la eficiencia biológica (rendimiento en peso del hongo comestible sobre el peso seco

del sustrato pasteurizado)

La recolección de los datos se realizó durante la fase de colonización y fructificación del hongo,

los datos recolectados para este proyecto se encuentran las siguientes variables:

Colonización de los sustratos por tratamiento (%)

Contaminación de los sustratos (%)

Eficiencia biológica (%)

Para la eficiencia biológica, se utilizó la siguiente ecuación para su determinación:

Eficiencia biológica %R

P 100 (1)


15

4 Resultados y Discusión

4.1 Resultados de la Primera Prueba

Los resultados obtenidos de la primera prueba fueron principalmente de la eficiencia biológica

de cada uno de los tratamientos y repeticiones (Cuadro 3), Los resultados obtenidos fueron

convertidos a eficiencia biológica según la Ecuación 1.

Cuadro 5. Eficiencia biológica de los tratamientos.

Tratamiento Componentes del sustrato de bagazo de caña sin compostear E. B. (%)

T1 Bagazo de caña de azúcar + sin suplemento 0,00

T2 Bagazo de caña de azúcar + 0,5 % de NH4NO3 0,00

T3 Bagazo de caña de azúcar + 1 % de NH4NO3 C†

T4 Bagazo de caña de azúcar + 1,5 % de NH4NO3 C†

T5 Bagazo de caña de azúcar + 2,0 % de NH4NO3 C†

T6 Bagazo de caña de azúcar + 5 % de Semolina de arroz 30,93



T9 Bagazo de caña de azúcar + 20 % de Semolina de arroz 47,34 † Tratamiento contaminado.

Los resultados mostrados en el Cuadro 5 son las cosechas realizadas en un período de 30

días. Además, el período de cosecha se inició 2 semanas después de la colonización de los

sustratos. Los tratamientos T3, T4, y T5 que consiste en los niveles altos de nitrato de amonio

tuvieron una contaminación en un 100 %, principalmente del hongo Trichoderma sp y

Neurospora spp., dicha contaminación fue observada entre la primera y segunda semana de

haber inoculado los sustratos, por lo tanto estos tratamientos fueron retirados del cuarto de

producción, por esta razón no hubo cosecha en estos tratamientos.

En el Cuadro 5 se observan las variaciones de eficiencia biológicas entre tratamientos, es

notable según esta gráfica, la no presencia de producción de los tratamientos 1 y 2, que

corresponden a 0 % y 0,5 % de suplemento inorgánico (nitrato de amonio). Ambos tratamientos

tuvieron una colonización total, con cero contaminación. Sin embargo, durante el tiempo de

toma de datos, estos tratamientos no tuvieron producción de hongos.

Según Sánchez y Royse (2001), la relación de carbono nitrógeno del bagazo de caña es de

314:1, y el optimo para el hongo ostra es de 40:1. Por lo tanto, al no haber suplementado el

bagazo de caña o suplementar con nitrato de amonio un nivel bajo (0,5 %), siendo estos

suplementos para enriquecer el contenido de nitrógeno en el sustrato y mejorar las relación

carbono nitrógeno, estos tratamientos pudieron no haber mejorado estas condiciones, dando

como resultado dificultades para el desarrollo de primordios y por ende las producción de

hongos en el sustrato.


16

Figura 5. Eficiencia biológica de los tratamientos evaluados en la primera prueba.

Por otro lado, los tratamientos de 6 a 9, que corresponden a los sustratos con suplementación

orgánica (semolina de arroz), presentaron variaciones en eficiencia biológica según se muestra

en el Cuadro 5. Además, estos mismos valores se pueden apreciar de mejor manera en la

Figura 5, donde los tratamientos 1 a 5 no presentan ninguna barra en la grafica debido a que no

hubo producción en estos, mientras los tratamientos 6 en adelante presentan claramente su

producción expresado en eficiencia biológica. Sin embargo, el análisis estadístico entre los

tratamientos 6 a 9 (Cuadro 6), indica que no existen diferencias significativas de las medias de

los tratamientos, ya que el análisis de varianza indica que el valor “p” de los tratamientos es

mayor a 0,05 (p > 0,05).

Cuadro 6. Análisis de varianza (SC tipo III)† de la eficiencia biológica de la primera prueba.

F.V. SC gl CM F p-valor

Modelo 1975,90 8 246,99 0,34 0,9385

Tratamiento 998,76 3 332,92 0,45 0,7196

Repetición 977,15 5 195,43 0,27 0,9251

Error 11046,01 15 736,40

Total 13021,91 23 † Grupo InfoStat (2009).

A partir de los resultados de la primera prueba se concluye lo siguiente:

Según los resultados de los tratamientos T3, T4 y T5, que son suplementados por altas

concentraciones de nitrato de amonio pudo haber influido en el 100 % de la contaminación

del sustrato.

El factor pasteurización, en este caso no se considera haber influido en la contaminación,

debido a que este factor fue constante en cada una de los tratamientos, y por no haber


17

encontrado contaminación en los demás tratamientos, se omite el efecto de esto en el

resultado sobre la contaminación. Además, Quimio et al. 1990., indica una duración de

pasteurización de 4 a 6 horas, con una temperatura de 65 oC, de tal forma que, la

temperatura de 90 oC durante más de 3 horas que se le dio al sustrato utilizado en esta

prueba, pudo haber sido suficiente para la descontaminación.

Además, en esta primera prueba la aplicación del nitrato de amonio en el sustrato no fue

hecha en dilución con agua, sino fue aplicada en forma de grano en el material, por lo tanto

se considera que no se logró una mezcla totalmente homogénea en el sustrato, es decir,

que fue posible que en algunas partes de la mezcla tuvieron altas concentraciones de nitrato

de amonio que pudo haber influido en el crecimiento de otros microorganismos, además

estos tipos de suplementos pueden causar calentamiento en el sustrato y la contaminación

del mimo (CAS, 2003).

A partir de la contaminación de los tratamientos mencionados, en la segunda prueba se

tomó los niveles 0,5 %, 1 % y 1,5 % de nitrato de amonio para realizar la segunda

evaluación de estos tratamientos, de esta manera el 2 % de nitrato amonio que es el nivel

más alto de este material fue excluido del experimento.

También a partir de estos resultados, la aplicación del nitrato de amonio en la segunda

prueba se realizó por medio de la dilución de este suplemento inorgánico en agua, con el fin

de ver el efecto de una mayor homogenización del nitrato de amonio en el sustrato.

Parte de los tratamientos y métodos considerados en la segunda prueba se debe a los

resultados obtenidos en esta primera prueba.

4.2 Resultados de la Segunda Prueba

En la segunda prueba, el bagazo de caña composteado durante un período de 6 días tuvo un

cambio de pH de 6,04 a 5,80. De acuerdo con Sánchez y Royse (2001), Los resultados están

dentro del rango óptimo de pH requerido por el género Pleurotus, que va de un pH de 6 a 7.

El pH de la mezcla de los sustratos de cada tratamiento fue determinado antes de la inoculación

del hongo y después de la cosecha. Los resultados obtenidos indican que el pH de todos los

tratamientos se situaron entre los 5,5 a 6,1. Tomando en cuenta lo recomendado por Sánchez y

Royse (2001), estos valores están dentro del rango optimo; Además, el hongo puede también

tolerar un rango mayor a este, que está entre 4 y 7 (Sánchez y Royse, 2001). De tal manera,

que este factor no tuvo efecto sobre la colonización y fructificación del hongo en ninguno de los

tratamientos.

Una de las variables a evaluar tal como se describió anteriormente, es la colonización de los

sustratos, del cual en esta segunda prueba se encontraron resultados de colonización a los 6

días y 12 días después de inoculación o de haber iniciado el proceso de colonización. Así

también, la contaminación de las repeticiones en los tratamientos fueron evaluados, y el

rendimiento de la producción de hongo en el sustrato representado en porcentaje de eficiencia


18

biológica (% E.B.) fue determinado para cada uno de los tratamientos. Los resultados de las

variables mencionados se observan en el Cuadro 7, según tratamiento y variable.

Cuadro 7. Resultados de las variables medidos durante el período de evaluación de los tratamientos.

Tratamiento Colonización A los 6 días (%)

Colonización a los 12 días (%)

Contaminación (%)

Eficiencia biológica

(%)

T1 (Control 1) 33,5 88,6 28,6 24,10

T2 37,7 76,6 28,6 30,70

T3 38,2 93,4 28,6 43,62

T4 30,5 81,0 0,0 38,77

T5 45,7 98,1 0,0 30,11

T6 41,9 86,5 14,3 40,85

T7 35,7 85,5 0,0 41,67

T8 (Control 2) 37,4 77,7 14,3 15,70

T9 36,8 83,9 14,3 46,60

T10 33,9 73,8 0,0 36,75

T11 22,1 61,0 14,3 26,21

T12 28,9 75,8 0,0 28,52

T13 35,8 71,4 0,0 32,77

T14 31,6 74,3 28,6 50,48

4.2.1 Colonización de los tratamientos

A los 6 días y 12 días de haber inoculado los tratamientos con el hongo ostra, se procedió a la

toma de datos para determinar el porcentaje de colonización de cada repetición, dando los

resultados mostrados en el Cuadro 7, así también la colonización se puede observar en la

Figura 6.

El tiempo en promedio encontrado para todos los tratamientos incluyendo el sustrato

composteado y no composteado fue de 18 días, después de este período los tratamientos

fueron manejados según la condiciones de la fase de fructificación.


19

Figura 6. Colonización de los tratamientos evaluados a los 6 y 7 días después del inicio de la colonización o spawn run.

En la Figura 6, están distribuidos todos los tratamientos, incluyendo los diferentes niveles de

suplementación orgánica e inorgánica, y también los tratamientos composteados y no

composteados. Además, la grafica muestra los resultados del porcentaje de colonización a los 6

y 12 días después de la inoculación del hongo.

Tanto a los 6 días como a los 12 días, los tratamientos varían entre sí en cuanto al porcentaje

de colonización. Sin embargo, para visualizar diferencias estadísticas significativas entre

tratamiento, fue necesario realizar un análisis de varianza para su determinación.

Según los análisis de varianza para los tratamientos composteados (Cuadro 8), el valor de “p”

es mayor a 0,05 (p > 0,05), por lo que se considera que no existe estadísticamente diferencias

significativas en el porcentaje de colonización entre los tratamientos evaluados a los 6 días.

Esto indica que las condiciones tanto ambientales como de manejo fueron homogéneos para

todos los tratamientos. Y que además, el factor suplementación tuvo un efecto igual en los

diferentes niveles aportados.

Cuadro 8. Análisis de varianza (SC tipo III) † para la variable colonización a los 6 días de los tratamientos composteados.

F.V. SC gl CM F p-valor Modelo 3070,46 12 255,87 0,92 0,5365 Tratamiento 1086,22 6 181,04 0,65 0,6884 Repetición 1984,24 6 330,71 1,19 0,3333 Error 9998,22 36 277,73 Total 13068,68 48 † Grupo InfoStat (2009).


20

El porcentaje de colonización a los 12 días después de la inoculación del hongo de los

tratamientos composteados, no tuvieron diferencias estadísticamente significativas, ya que

según el Cuadro 9, el valor de “p” es mayor a 0,05 (p > 0,05).

Cuadro 9. Análisis de varianza (SC tipo III)† de la colonización a los 12 días de los tratamientos composteados.


Modelo 4784,48 12 398,71 1,51 0,1654

Tratamiento 2192,03 6 365,34 1,38 0,2474

Repetición 2592,45 6 432,07 1,64 0,1653

Error 9499,89 36 263,89


El Cuadro 10 muestra el análisis de varianza de la colonización a los 6 días para los

tratamientos no composteados, encontrando un valor de “p” mayor a 0,05 (p > 0,05), indicando

de esta manera que no existe diferencias estadísticamente significativas del porcentaje de

colonización entre tratamientos a los 6 días de colonización. Por lo tanto se considera que los

tratamientos composteados en esta prueba aportaron las mismas condiciones al hongo para su

desarrollo durante la fase de colonización.

Cuadro 10. Análisis de varianza (SC tipo I)† para la variable colonización a los 6 días de los tratamientos no composteados.


Por otro lado, los porcentajes de colonización a los 12 de días de los tratamientos “no

composteados” también fueron evaluados por un análisis de varianza (Cuadro 11), dando un

valor de “p” mayor a 0,05 (p > 0,05). Por lo tanto, se considera que estadísticamente no hay

diferencias significativas entre los tratamientos para esta variable.

Cuadro 11. Análisis de varianza (SC tipo III)† para la variable colonización a los 12 días de los tratamientos no composteados.



21

4.2.2 Contaminación de los tratamientos

La contaminación se evaluó entre la semana 1 y 2 después del inicio de la colonización del

hongo, es representado por medio de la Figura 7, donde se pueden observar los 14

tratamientos, incluyendo el tratamiento control del bagazo de caña composteado y el control del

bagazo de caña no composteado.

Figura 7. Contaminación de los tratamientos a los 15 días del inicio de la colonización.

Según la Figura 7, los tratamientos T1 control (tratamiento composteado sin suplementación),

T2 y T3, tuvieron el porcentaje de contaminación más alto, que corresponde a un 28 % (2 de 7

repeticiones) de contaminación, mientras que los tratamientos T6, T8 control 2, T9 y T11

tuvieron una sola contaminada, es decir un 14 % de contaminación en estos tratamientos.

La contaminación en esta segunda prueba no presenta el mismo efecto de contaminación como

en la primera prueba, ya que en este caso el porcentaje de contaminación para los tratamientos

contaminados fueron menores; además, la contaminación ocurrió tanto en tratamientos

suplementados con nitrato de amonio, así como en tratamientos suplementados con semolina

de arroz. A diferencia de la primera prueba, donde la contaminación ocurrió en un 100 %

únicamente en los tratamientos suplementados con nitrato de amonio.

Una de las razones por la cual se cree que los tratamientos con nitrato de amonio no tuvieron

altos porcentajes de contaminación y que además en esta segunda prueba la contaminación

ocurrió también en la suplementación orgánica, es que en esta prueba, a diferencia de la

primera, se aplicó el nitrato de amonio en solución con agua. Por lo tanto, realizando este

proceso, el nitrato de amonio tuvo una mejor distribución en el sustrato, evitando de esta


22

manera altas concentraciones en partes específicas del sustrato y por ende se evita el

calentamiento de esas zonas de acumulación, impidiendo así, posibles contaminaciones del

sustrato (CAS, 2003).

Por otro lado, es importante mencionar que el proceso de pasteurización que se le dio a cada

tratamiento, fue homogéneo y suficiente, debido a que en este proceso se logró una

temperatura alrededor de 90 oC, durante un periodo de 3 o 4 horas, siendo una temperatura

adecuada ya que está por encima de lo recomendado por Quimio et al., 1990, donde

recomiendan de 4 a 5 horas y una temperatura mayor a 65 oC.

4.2.3 Eficiencia biológica de los tratamientos

En la eficiencia biológica se tomo en cuenta la ecuación que considera el peso seco del sustrato

y el peso de la producción del hongo (Ecuación 1) El resultado encontrado está descrito para

cada uno de los tratamientos en el cuadro 8 y representados en la Figura 8. En esta última, se

observan gráficamente las medias de las 7 repeticiones de cada tratamiento, mostrando de esta

manera variaciones entre tratamientos. Sin embargo, fue necesario el análisis estadístico para

determinar diferencias significativas.

Figura 8. Eficiencia biológica de los tratamientos composteados y no composteados.

Se realizó el análisis de varianza de los tratamientos composteados y no composteados en los

diferentes niveles de suplementación con nitrato de amonio y semolina de arroz. Sin embargo,

se realizó un análisis de varianza por aparte para todos los tratamientos composteados y por

aparte los tratamientos no composteados.


23

Para el caso de los tratamientos composteados, el análisis de varianza descrita en el

Cuadro 12, demuestra un valor de “p” mayor a 0,05 (p > 0,05). Por lo tanto, considerando este

resultado, los tratamientos con diferentes niveles de suplementación con nitrato de amonio y

semolina de arroz con un proceso de compostaje, no presentan diferencias estadísticamente

significativas.

Cuadro 12. Análisis de varianza (SC tipo I) † para la variable eficiencia biológica para los tratamientos composteados.


Modelo 7353,55 12 612,80 2,94 0,0087

Tratamiento 1770,22 6 295,04 1,42 0,2427

Repetición 5583,33 6 930,55 4,46 0,0026

Error 6046,67 29 208,51


Según el análisis estadístico para la variable eficiencia biológica para los tratamientos no

composteados (Cuadro 13), existen diferencias estadísticas entre los tratamientos evaluados,

ya que para los resultados de los tratamientos se encontró un valor de “p” mayor a 0,05 (p >

0,05), indicando de esta forma que existe al menos un tratamiento con diferencia

estadísticamente significativa con otros tratamientos.

Cuadro 13. Análisis de varianza (SC tipo I) † para la variable eficiencia biológica para los tratamientos no composteados.


Modelo 5608,21 12 467,35 1,91 0,0710

Tratamiento 5004,79 6 834,13 3,41 0,0102

Repetición 603,41 6 100,57 0,41 0,8658

Error 7819,96 32 244,37


A partir del resultado encontrado según el Cuadro 13, el cual indica que existe diferencia

estadísticamente significativa entre los tratamientos evaluados para la variable eficiencia

biológica, se hizo un análisis de varianza para las medias para determinar cual o cuales

tratamientos fueron estadísticamente diferentes.

De acuerdo a los resultados mostrados en el Cuadro 14, del análisis de varianza de las medias

de la variable eficiencia biológica, indica que existe diferencias estadísticamente significativas

entre el tratamiento T8 con los tratamientos T9 y T4, mientras entre los tratamientos restantes

no existe diferencias significativas.


24

Cuadro 14. Análisis estadístico de las medias (Test: Tukey)† de la eficiencia biológica de los

tratamientos no composteados.

Tratamiento Medias n

T8 15,70 6 A

T11 26,21 7 A B

T12 28,52 7 A B

T13 32,77 7 A B

T10 36,75 7 A B

T9 46,60 6 B

T14 50,48 5 B † Letras distintas indican diferencias significativas (p<= 0,05).

El T8 corresponde al tratamiento con sustratos no composteados y con 0 % de suplementación

(control), que aunque este tratamiento no tuvo diferencias significativas con los dos tratamientos

con niveles más altos de nitrato de amonio (1,0 % y 1,5 %) y tampoco con los dos tratamientos

con los niveles más bajo de semolina de arroz (10 % y 15 %), si lo tuvo con el tratamiento con el

nivel más bajo de nitrato de amonio (0,5 %) y con el nivel más alto de semolina de arroz (20 %).

Con estas diferencias estadísticamente significativas encontradas, se analizan algunos posibles

factores que afectaron los tratamientos para este resultado. Para ellos es importante recordar

que altos contenidos de suplementos inorgánicos pueden causar otros efectos, principalmente

el sobrecalentamiento del sustrato (CAS, 2003). Este efecto pudo haber influido en los

tratamientos evaluados, ya que los tratamientos con mayor contenido de nitrato de amonio no

dieron mayores rendimientos, tomando en cuenta que el menor nivel de suplemento si logró un

mayor resultado.

Por otro lado, los tratamientos con semolina de arroz (suplemento orgánico) tuvo mayor efecto y

con diferencias estadísticamente significativa con el control (sin suplementación), en este caso

el efecto fue contrario a la de nitrato de amonio, ya que fue el tratamiento con mayor nivel de

suplementación (20 %) el que tuvo diferencia con el control. Indicando de esta forma que el

suplemento orgánico puede comportase de manera diferente con respecto a suplementos

inorgánicos en cuanto a los rendimientos del hongo.

4.2.4 Eficiencia biológica entre los tratamientos composteados y no composteados

Tomando los mismos promedios de la eficiencia biológica de los tratamientos evaluados

(Cuadro 7), se calculó el promedió general de los tratamientos composteados y no

composteados, dando como resultado un promedio de 36,92 % de eficiencia biológica para los

tratamientos composteados, siendo este un valor mayor a 33,10 % de eficiencia biológica que

corresponde al promedio de los tratamientos no composteados (Cuadro 15).


25

Cuadro 15. Promedio de la eficiencia biológica de los tratamientos composteados y no composteados.

Tratamiento Eficiencia biológica (%)

Composteado 36,92

no composteado 33,10

Para los tratamientos composteados y no composteados, se procedió a realizar el análisis de

varianza (Cuadro 16), dando como resultado que para los tratamientos el valor de “p” es mayor

a 0,05 (p > 0,05), determinando de esta manera que no existe diferencias entre ambos

tratamientos, por lo que se considera que el efecto de los 6 días de compostaje no tuvo

mayores efectos estadísticos sobre el rendimiento del hongo, aun cuando este diera una

eficiencia mayor a la eficiencia de los sustratos sin ningún proceso de compostaje.

Cuadro 16. Análisis de varianza (SC tipo I)† de la eficiencia biológica de los tratamientos composteados y no composteados.


Modelo 19121,08 47 406,83 1,98 0,0154

Tratamiento 317,94 1 317,94 1,55 0,2213

Repetición 18803,14 46 408,76 1,99 0,0151

Error 8025,25 39 205,78


Tomando en cuenta estos resultados y según lo que mencionan Chang y Quimio (1982) que los

sustratos composteados pueden mejorar el rendimiento del hongo, y para el caso del bagazo de

caña este puede ser o no composteado. No existe en realidad necesidad de compostear este

material, ya que también esto implica costos en mano de obra y materiales. Aunque es

importante considerar que el proceso de compostaje puede recibir otro tipo de manejo para

mejorar los diferentes contenidos y condiciones del sustrato, principalmente en la relación de

carbono nitrógeno, ya que este componente del sustrato es mejorado cuando se le hace un

proceso de compostaje, teniendo a principio un valor alto y logrando obtener al final del proceso

una relación más baja (Vedder, 1991).

4.3 Conclusiones y Recomendaciones Finales

Los resultados de la variable eficiencia biológica de los tratamientos no composteados en la

primera prueba con la segunda prueba, fueron diferentes, ya que en la primera no hubo ningún

tratamiento estadísticamente diferente y significativo, mientras en la segunda prueba si

hubieron diferencias significativas, por lo que indica que esta diferencia entre pruebas puede

haber sido por el manejo de algún factor determinante como; método de aplicación de los

suplementos, calidad de la semilla de hongo, calidad del bagazo de caña o las diferencias entre


26

condiciones climáticas (temperatura y humedad). Por lo tanto, se recomienda seguir realizando

pruebas con los mismos tratamientos evaluados en la segunda prueba

La contaminación que es un factor importante para lograr rendimientos altos en la producción

de hongos, fueron evaluados en las dos pruebas realizadas. En la primera prueba el nitrato de

amonio mostró un efecto directo sobre la contaminación de los sustratos. Sin embargo, se

considera que el método de aplicación de este suplemento no fue la más apropiada, ya que al

realizar la segunda prueba, el nitrato de amonio fue diluido en agua antes de aplicarlo, dando

este método mejores resultados, de tal manera que se recomienda para otras pruebas, el uso

del nitrato de amonio en dilución con agua, para lograr una mayor homogeneidad en el sustrato.

Se recomienda utilizar un 20 % de semolina de arroz como suplemento orgánico, ya que los

resultados de la segunda prueba para los tratamientos no composteados el tratamiento con

este porcentaje de semolina de arroz dio el mayor promedio de eficiencia biológica y

estadísticamente diferente a los demás tratamientos, con excepción al tratamiento con 0,5 % de

nitrato de amonio.

El compostaje da mayor rendimiento (36,92 % de E. B.) que el sustrato no composteado (33,10

% de E. B.). Sin embargo, no es significativamente diferente según el análisis estadístico, por lo

cual, se recomienda continuar realizando pruebas con estos tratamientos con el fin de seguir

analizando mayores resultados.

Un alto contenido de nitrato de amonio puede arriesgar a generar efectos secundarios en el

sustrato, principalmente en la contaminación de los sustratos. Además, menor concentración de

este suplemento, es capaz de mejorar el rendimiento que los niveles altos. Por otro lado, en la

segunda prueba donde los tratamientos no fueron composteados, el contenido alto de semolina

de arroz (20 %) logró buenos resultados a pesar de haber encontrado uno de los niveles altos

de contaminación (28,6 %) con relación a los otros tratamientos con semolina.

De tal manera que es posible realizar combinaciones de suplementos (orgánicos con

inorgánicos) para mejorar las condiciones y disponibilidad de nutrientes en el sustrato, por lo

que se recomienda realizar estas pruebas como parte del objetivo que trata de incrementar el

rendimiento del hongo ostra, utilizando el bagazo de caña, como materia reutilizable con un

gran potencial para su uso en el cultivo de hongos comestibles.


27

5 Lista de Referencias Bibliográficas

Arias, N. y Flores, JC. 2006. Efecto de microorganismos eficaces (EM) sobre la producción de hongo ostra Pleurotus ostreatus (Agaricales: tricholomataceae) a partir de remanentes agrícolas. [Proyecto de Graduación Lic. Ing. Agr.], Guácimo (CR) : Universidad EARTH. 55 p.

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29

6 Anexos

6.1 Anexo 1. Termómetro de Máximos y Mínimos Usado para la Medición de la Temperatura

6.2 Anexo 2. Medidor de Humedad y Temperatura Modelo TH4-7F, de la Marca DICKSON Utilizado para la Medición de la Humedad y Temperatura del Cuarto de Producción de Hongos

6.3 Anexo 3. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Eficiencia Biológica (%) de los Tratamientos de la Primera Prueba

Tratamientos

Repeticiones

1 2 3 4 5 6

T6 29,60 40,80 50,52 64,68 45,60 48,20

T7 26,40 25,98 55,72 52,05 33,60 71,16

T8 76,78 73,92 106,80 21,60 34,09 50,82

T9 20,68 41,80 4,68 66,34 87,44 63,13


30

6.4 Anexo 4. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 6 Días de los Tratamientos Composteados de la Segunda Prueba

Tratamientos

Repeticiones

1 2 3 4 5 6 7

T1 42,1 50,0 18,2 18,2 40,0 30,9 34,8

T2 47,6 20,0 35,0 35,0 31,6 52,4 42,1

T3 0,0 10,0 42,1 55,0 50,0 50,0 60,0

T4 0,0 31,8 38,9 33,3 12,0 55,6 42,1

T5 75,0 36,8 21,1 35,0 37,5 44,4 70,0

T6 47,4 33,3 33,3 55,0 46,0 33,3 45,0

T7 30,0 63,6 0,0 31,8 40,9 38,1 45,5

6.5 Anexo 4. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 12 Días de los Tratamientos Composteados de la Segunda Prueba

Tratamientos

Repeticiones

1 2 3 4 5 6 7

T1 100,0 100,0 90,9 61,8 90,0 100,0 77,4

T2 71,4 70,0 80,0 80,0 94,7 100,0 94,7

T3 73,7 100,0 100,0 100,0 80,0 100,0 100,0

T4 42,9 72,7 72,2 100,0 85,0 94,4 100,0

T5 100,0 100,0 91,6 100,0 100,0 100,0 95,0

T6 81,1 100,0 57,1 90,0 82,0 100,0 95,0

T7 85,0 100,0 63,6 54,5 95,5 100,0 100,0

6.6 Anexo 5. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 6 Días de los Tratamientos No Composteados de la Segunda Prueba

Tratamientos

Repeticiones

1 2 3 4 5 6 7

T8 54,5 26,1 31,8 C† 39,1 29,6 43,5

T9 61,9 30,0 29,4 10,0 46,7 36,0 43,5

T10 52,4 30,0 22,7 0,0 36,4 28,2 67,8

T11 0,0 31,8 26,1 0,0 48,7 26,1 C†

T12 41,7 14,3 26,1 28,0 37,4 23,6 31,3

T13 58,3 18,2 63,6 27,3 25,0 27,2 31,3

T14 43,5 33,3 13,0 52,0 26,1 26,1 27,3


31

6.7 Anexo 5. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Colonización (%) a los 12 Días de los Tratamientos No Composteados de la Segunda Prueba

Tratamientos

Repeticiones

1 2 3 4 5 6 7

T8 81,8 80,0 100,0 C† 65,2 65,2 73,9

T9 95,2 92,0 100,0 35,0 100,0 65,0 100,0

T10 95,2 65,0 54,5 33,0 81,8 100,0 87,0

T11 47,3 56,4 76,5 36,0 78,3 71,3 C†

T12 87,5 66,7 87,0 68,0 60,9 100,0 60,9

T13 77,1 75,5 59,1 68,2 87,5 76,0 56,5

T14 60,9 100,0 87,0 56,0 73,9 71,3 70,9

† Sustratos eliminados por contaminación.

6.8 Anexo 6. Datos Utilizados para el Análisis Estadístico de la Eficiencia Biológica (%) de los Tratamientos de la Segunda Prueba

Tratamientos

Repeticiones

1 2 3 4 5 6 7

T1 18,00 C† 15,54 C† 25,00 37,82 35,00

T2 13,22 C† 32,16 C† 19,93 18,58 69,60

T3 C† 40,00 C† 61,37 11,62 41,40 68,35

T4 39,00 39,76 42,00 27,10 29,12 32,35 81,29

T5 19,56 27,71 26,04 23,16 27,00 20,01 69,39

T6 28,00 27,55 C† 59,23 15,58 65,60 52,00

T7 38,00 42,00 49,92 46,20 20,91 65,52 29,10

T8 10,50 19,20 13,60 C† 17,60 15,34 14,90

T9 48,80 43,60 56,80 C† 46,00 11,05 70,31

T10 23,36 21,72 26,32 34,00 38,00 37,80 76,02

T11 20,20 20,40 29,50 32,50 29,50 28,40 23,00

T12 25,00 28,60 33,20 54,16 28,00 9,58 21,09

T13 32,00 34,20 34,00 23,87 23,36 45,48 36,44

T14 50,40 28,39 C† 45,43 C† 94,66 33,06

† Sustratos eliminados por contaminación.


32

6.9 Anexo 7. Resultado de los análisis de varianza de las variables evaluadas

Variable para el análisis de varianza N R² R² Aj CV Eficiencia biológica de la primera prueba 24 0,15 0,00 54,62 Colonización a los 6 días de los tratamientos composteados 49 0,23 0,00 44,34 Colonización a los 12 días de los tratamientos composteados 49 0,33 0,11 18,65 Colonización a los 6 días de los tratamientos no composteados 47 0,35 0,12 45,25 Colonización a los 12 días de los tratamientos no composteados 47 0,41 0,20 21,67 Eficiencia biológica para los tratamientos composteados 42 0,55 0,36 39,11 Eficiencia biológica para los tratamientos no composteados 45 0,42 0,20 47,23 Eficiencia biológica de los tratamientos composteados y no composteados 87 0,70 0,35 41,05

6.10 Anexo 8. Test de tukey para las medias de la variable eficiencia biológica de los tratamientos no composteados

Variable Alfa DMS Error gl Eficiencia biológica de los tratamientos no composteados 0,05 27,52295 244,3739 32

Efecto de la Suplementación Nitrogenada de bagazo de caña de azucar sobre el incremento de los...

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