EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD BIOCONTROLADORA DE …
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UNIVERSIDAD DE TALCA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD BIOCONTROLADORA DE DOS CEPAS NATIVAS DE TRICHODERMA SPP. SOBRE AISLADOS DE HONGOS BASIDIOMYCETES ASOCIADOS A MUERTE DE BRAZOS EN KIWI MEMORIA DE TITULO CLAUDIO ANDRES HUMERES VALENZUELA TALCA – CHILE 2004
Transcript of EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD BIOCONTROLADORA DE …
UNIVERSIDAD DE TALCA
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA
EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD BIOCONTROLADORA DE DOS CEPAS NATIVAS DE TRICHODERMA SPP. SOBRE AISLADOS DE
HONGOS BASIDIOMYCETES ASOCIADOS A MUERTE DE BRAZOS EN KIWI
MEMORIA DE TITULO
CLAUDIO ANDRES HUMERES VALENZUELA
TALCA – CHILE
2004
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA
EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD BIOCONTROLADORA DE DOS CEPAS NATIVAS DE TRICHODERMA SPP. SOBRE
AISLADOS DE HONGOS BASIDIOMYCETES ASOCIADOS A MUERTE DE BRAZOS EN KIWI
Por
CLAUDIO ANDRES HUMERES VALENZUELA
MEMORIA DE TITULO
Presentada a la Universidad de Talca como parte de los requisitos para optar
al Titulo de
INGENIERO AGRÒNOMO
Talca, 2004
Hoja de aprobación Profesor Guía: Ing. Agr. M. Sc. Ph. Dr. Mauricio Lolas C. Profesor Escuela Agronomía Universidad de Talca
Profesor Informante: Ing. Agr. M. Sc. Dr. Claudio Sandoval B. Profesor Escuela Agronomía Universidad de Talca
Fecha de presentación de Tesis: 23 de Abril 2004
Agradecimientos
En primer lugar deseo dar las gracias a mi familia por su comprensión y apoyo
incondicional en todos los momentos de mi vida.
También agradecer a mi profesor guía e informante don Mauricio Lolas y Claudio
Sandoval por sus sugerencias y consejos para llevar a feliz termino este trabajo.
A todos mis amigos con los cuales compartí gratos momentos y me brindaron su
ayuda para no desistir en aquellos periodos complicados en mi paso por esta Universidad y
que estuvieron hasta el final a mi lado, a todos ellos sinceramente muchas gracias.
RESUMEN
El efecto inhibitorio de Trichoderma spp. Cepas nativas Trailes y Queule sobre el
crecimiento de 8 aislados de hongos Basidiomycota colectados desde madera de plantas de
kiwi , fue evaluado in vitro. Ambos hongos (biocontrolador y Basidiomycota) fueron enfrentados
en placas petri, en donde ambos fueron sembrados como trozos de micelio circulares de 5 mm
de diámetro proveniente de cultivos puros. Se realizaron dos ensayos a temperaturas de 25 y
4ºC los cuáles fueron detenidos cuando se observó alrededor de un 50 % de crecimiento de las
placas testigo del patógeno u ocurriera contacto entre los hongos ubicados en cultivos duales.
A 25 ºC el análisis estadístico arrojo que la interacción Trichoderma spp. - Basidiomycota
resultó ser altamente significativa (p < 0,001), obteniéndose porcentajes de inhibición de los
hongos Basidiomycota que fluctuaron entre 85,9 y 25,1 %. La cepa de Trichoderma sp.
utilizada tuvo un efecto inhibitorio similar, siendo ambas cepas igualmente efectivas. El análisis
de varianza del ensayo a 4 ºC para la interacción Trichoderma spp. – Basidio reflejo ser no
significativo (p = 0,70) en el porcentaje de inhibición del fitopatógeno. También, la cepa de
Trichoderma sp. utilizada tuvo un efecto inhibitorio similar a esta temperatura de incubación. El
tipo de aislado Basidiomycota tuvo un efecto altamente significativo (p = 0.00) presentando
porcentajes de inhibición que oscilaron entre 49,1 y 20,2 %. Aunque en ambos ensayos se
logró establecer la capacidad biocontroladora de Trichoderma spp. sobre los aislados
fitopatógenos , se obtuvo que a una temperatura de 25 ºC se alcanzó un mayor crecimiento de
Trichoderma spp. y un mayor porcentaje de inhibición del patógeno en comparación con el
ensayo a 4 ºC , postulándose que a esta temperatura actuaría un mecanismo de
micoparasitismo. Por otra parte, a 4ºC se observó un crecimiento casi nulo de Trichoderma
spp. operando un mecanismo de inhibición de liberación de sustancias inhibidoras que
difunden a través del agar.
ABTRACT
The inhibitory effect of the Trichoderma spp. native strains “Trailes” and “Queule” on
eight isolates of Basidiomycota fungi collected from kiwi. Plants, was evaluated in vitro. Aga
pieces, containing the biocontroller and the pathogenic fungi, were placed in petri slistes, each
one at one side of the plate. These were kept at two different temperatures (25 and 4 ºC) until
the pathogenic fungi covered 50% of the surface of the petri dish or both (the biocontroller and
the basidiomycota isolate) get in contact. The statistical analysis of the essay performed at 25
ºC showed differences (p= 0,001) for the interaction Trichoderma spp – basidiomycota
isolate.with inhibition percentages of 85,9 and 25,1% Both strains, “Queule” and “Trailes” were
effective as biocontroller. On the other hand, at 4 ºC. No statistical differences were found for
the interaction Trichoderma spp. And basidiomycota isolate ( p=0,70). The inhibition
percentages marged between 49,1 and 20,2% even flough at both temperaturas Trichoderma
spp resulted as a good biocontroller of the different basidiomycota isolates, at 25 ºC
Trichoderma spp preseted a higher growing rate and a better behavior as a biocontroller wsich
could be explained by a mycoparasition mechanism at the high temperature. At 4 ºCthe control
effect would be related with a release of inhibitory substances by Trichoderma spp.
ÍNDICE DE MATERIAS
Página
I. INTRODUCCIÓN 1 II. REVISION BIBLIOGRÁFICA 3 2.1 Antecedentes del cultivo 3 2.1.2 Descripción de la planta 3 2.1.3 Variedades 3 2.1.4 Aspectos agronómicos 4 2.2 Enfermedades del kiwi 5 2.2.1 Plateado en kiwi 5 2.2.2 Estrategias de control de la enfermedad 6 2.3 Control biológico de la enfermedad 7 2.4 Trichoderma spp 8 2.4.1 Morfología y taxonomía 8 2.4.2 Control de hongos fitopatógenos con Trichoderma spp. 8 III. MATERIALES Y MÉTODOS 11 3.1 Ubicación del ensayo 10 3.2 Recolección de muestras 10 3.3 Metodología de aislamiento de hongo fitopatógenos desde basidiocarpos 10 3.4 Inhibición del crecimiento del micelio 12 IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 14 4.1 Recolección de muestras 14 4.2 Evaluación de la capacidad biocontroladora de Trichoderma spp. sobre hongos Basidiomycetes colectados de plantas de Kiwi
18
4.3 Identificación taxonómica de los aislados Basidiomycota encontrados en madera con sintomatología de “muerte de brazos y plantas de Kiwi”
26
4.4 Discusión Final 27
V. CONCLUSIONES 29 VI. BIBLIOGRAFÍA 30
ÌNDICE DE CUADROS
Página Capítulo III
3.1 Tratamientos in vitro utilizados para determinar la capacidad antagonista de Trichoderma spp (T) sobre aislados de hongos basidiomycetes en kiwi (B).
13
Capítulo IV 4.1Caracterización de los basidiocarpos presentes en madera de kiwi y total de muestras recolectadas en cada lugar visitado por zona de producción.
15
4.2 Inhibición del crecimiento de aislados de hongos basidiomycetes colectados desde plantas de kiwi, en cultivos duales incubados in vitro por 5 días a 25 ºC.
20
4.3 Inhibición del crecimiento de aislados de hongos fitopatógenos colectados desde plantas de kiwi, en cultivos duales incubados in vitro por 30 días a 3 ºC.
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ÍNDICE DE FIGURAS
Página Capítulo II
2.1 Planta de kiwi con hojas senescentes atacada por “plateado” 6 2.2 Morfología de Trichoderma spp. 9 2.3 Micoparasitismo de Pythium por parte de una cepa de Trichoderma spp. sobre la superficie de una semilla de arveja
10
Capítulo III
3.1 Cultivo dual in vitro de los hongos Trichoderma spp y aislados de hongos fitopatóge 13
Capítulo IV
4.1 Basidiocarpo colectado en terreno que corresponde a aislados B1,B2 y B3 16 4.2 Basidiocarpo colectado en terreno que corresponde a aislados B4, B6 y B8 16 4.3 Basidiocarpo colectado en terreno que corresponde a aislados B5 y B7 17 4.4 Basidiocarpo colectado en terreno sin obtención de aislados 17 4.5 Basidiocarpo colectado en terreno sin obtención de aislados 18 4.6 Efectividad biocontroladora de Trichoderma spp. sobre aislados de hongos Basidiomycetes colectados de plantas de kiwi ( Tº de incubación de 25 ºC).
20
4.7 Trichoderma parceanamosum cepa nativa Trailes con el aislado basidiomycete B2, incubadas a una Tº de 25º C.
21
4.8 Placas testigos del crecimiento final de Trichoderma spp transcurridos 10 días de incubación a 25º C.
21
4.9 Placas testigos del crecimiento final de aislados de Basidiomycetes transcurridos 10 días de incubación a 25 ºC.
22
4.10 Inhibición del crecimiento de aislados fitopatógenos frente a cepas de Trichoderm 22 4.11 Cultivo dual de Trichoderma spp (lado izquierdo de la placa) con el aislado Basidiomycete B2, durante 30 días a de 4 ºC de temperatura.
25
4.12 Cultivo dual de Trichoderma spp con el aislado Basidiomycete B2 y B3, incubada durante 10 días a una temperatura de 4 ºC.
25
Página
4.13 Placas testigos del crecimiento de Trichoderma spp. transcurridos 10 días de incubación a 4 ºC.
25
1
I. INTRODUCCIÒN
El kiwi cuyo nombre científico es Actinidia deliciosa (anteriormente denominada Actinidia
chinensis) pertenece a la familia Actinidiaceae. Originario de China, fue introducido en nuestro país
en el año 1974 (Rosenberg, 1988), realizándose las primeras plantaciones comerciales en el año
1978 (Kulczewski, 1988).
Considerado a comienzos de los años 80 como un fruto exótico, el kiwi ha tenido uno de
los desarrollos más rápidos vistos en la producción, comercialización y aceptación de una fruta en
el mundo. Su producción mundial aumentó de 200.000 toneladas en 1985 a cerca de un millón en
la actualidad. Chile es el tercer mayor productor a nivel mundial con 145.000 toneladas tras Italia y
Nueva Zelandia, con una superficie de aproximadamente 8.000 hectáreas que se distribuyen
desde la tercera a la décima región (Fernández, 1988).
La introducción de nuevas especies de plantas y su cultivo en nuevas zonas geográficas
involucra por una parte el riesgo potencial de introducir nuevas plagas y enfermedades, y por otra
el que plagas o enfermedades, existentes en la nueva región geográfica afecten esta nueva
especie (Latorre, 1992). En este aspecto el kiwi no es la excepción, y en especial sus frutos se han
visto afectados por diferentes bacteriosis y micosis. Sin embargo debido a condiciones climáticas,
manejo agronómico y factores de la planta, ninguna de las enfermedades ha logrado tener la
severidad necesaria para comprometer el desarrollo del cultivo; por lo tanto el control de éstas no
se ha transformado en una limitante económica importante (Latorre, 1992).
El “plateado“ o “mal del plomo” es una enfermedad provocada por el hongo basidiomicete
Chondrostereum purpureum (=Stereum purpureum), de presencia mundial y que se encuentra
ampliamente distribuida en nuestro país, presentándose con mayor intensidad entre la V y VII
2
regiones. El hongo ataca y afecta la madera de numerosos huéspedes, especialmente arboles
frutales de hoja caduca. Durante la primavera de 1990, plantas adultas de kiwi expresaron
síntomas característicos de esta enfermedad tales como cambios en la coloración, marchitez y
deformación de las hojas, retraso en la brotación y coloración café en la madera de las ramas, que
comprometían la planta tanto a nivel externo como interno (Alvarez, 1991). Posteriormente,
Calderón (2002) pudo asociar distintos aislados de hongos Basidiomycetes a muerte de brazos en
plantas adultas de kiwi, estableciéndose que además de la enfermedad “plateado”, existen otras
expresiones de daño causado por estos agentes patógenos. Desde esa fecha en adelante, la
incidencia y severidad de este síndrome ha aumentado drásticamente en las zonas productoras,
siendo insuficientes los métodos de control descritos por la literatura tanto chilena como extranjera
(M. Kulczewski, mencionado por Calderon, 2002).
Considerando lo anterior, el presente proyecto de memoria tiene como objetivo general,
evaluar la posibilidad de controlar hongos basidiomycetes involucrados en “muerte de brazos” en
kiwi localizados en tres sectores de la VII región, mediante el uso de aislados nativos del hongo
Trichoderma spp. Por otra parte como objetivo especifico se plantea comparar la acción
biocontroladora in vitro de Trichoderma parceanamosum cepa nativa Trailes y T. harzianum cepa
nativa Queule sobre los aislados antes mencionados.
3
II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1 Antecedentes del cultivo
El kiwi es una planta de clima subtropical, de hoja caduca, que requiere un periodo de frío
invernal para salir del receso. Posee un hábito de crecimiento trepador, semejante a una
enredadera que se debe apoyar necesariamente en alguna estructura de conducción para su
desarrollo (CORFO, 1989).
2.1.2 Descripción de la planta
Desde el punto de vista reproductivo, el kiwi es una planta dioca, donde existen plantas
machos y plantas hembras. Las flores nacen en racimos de 2 a 3 unidades en las axilas de las
hojas ubicadas en los 6 a 8 nudos basales del brote en crecimiento. La inducción floral ocurre
durante el verano, pero la diferenciación de estas flores sólo se observa entre salidas de invierno y
días antes de floración. El fruto es una baya de forma elipsoidal, cuya piel es de color pardo,
cubierta de vellosidades. La pulpa es de color verde esmeralda con una gran cantidad de semillas
dispuestas en forma radial (CORFO, 1989).
2.1.3 Variedades
Por tratarse de una planta dioica, es necesario considerar en el huerto tanto variedades
femeninas (que producen la fruta), como masculinas (que producen el polen indispensable para
obtener cuajas abundantes y de buen calibre). Entre las variedades hembras la única cultivada en
Chile y que constituye sobre el 90% de la producción mundial es Hayward, debido a su mayor
calibre de fruta y buena conservación en almacenaje y transporte. Las variedades machos
plantadas son Matua y Tomuri que han producido cuajas cercana al 100% de las flores y con buen
calibre a la cosecha (Kulczewski, 1988).
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2.1.4 Aspectos agronómicos
El mercado del kiwi se caracteriza por un alto grado de competencia internacional,
exigiendo altos parámetros de calidad con respecto al calibre, contenido de azúcar y color del fruto.
Estos, están determinados a la cosecha por el genotipo, manejo del huerto y factores climáticos, y
después de esta por los tratamientos que afectan la fenología del fruto. Con respecto al manejo de
huerto es fundamental realizar labores culturales adecuadas en cuanto a poda, polinización,
nutrición y uso de biorreguladores que permitan la obtención de altos rendimientos y calidades
óptimas (Costa, 1994).
El sistema de conducción es uno de los aspectos más importantes para determinar la
productividad y calidad de un cultivo de kiwi, entendiéndose por esto la poda que será necesaria
realizar a lo largo de la vida de la planta y la forma en que se guiará el crecimiento de esta
(CORFO, 1989). Así debe realizarse una poda formativa en invierno para guiar la estructura de la
planta (tronco y dos brazos laterales) y una poda de producción que se realiza tanto en verano
como en invierno con el objetivo de proveer a la planta de una estructura racional de ramas
productivas, que permita una buena distribución de cargadores, un eficiente uso del espacio y una
buena exposición a la luz (Godoy y Arpaia, 2002).
La plantación de kiwi necesita de un alambrado y una postación para soportar las
vigorosas plantas por muchos años. La postación debe hacerse en el primer año de plantación.
Los primeros sistemas consistían en cercas de varios alambres similares a la espaldera. Luego se
desarrolló un sistema en pérgola, o cerca de un sólo alambre. Posteriormente, buscando mayor
control de las plantas, comenzó la práctica del “T-bar” (terminación en T sobre los postes) para dar
mayor estabilidad a las plantas. Estas estructuras llevan un alambre en el centro y otro en cada
extremo de la cruceta (uniendo las T), y sobre ellos crece la planta. En huertos de la VII región se
ha encontrado que en condiciones óptimas en pérgolas se pueden llegar a producir 55 t/ha y 40-
45 t en barra T, sin embargo normalmente estos huertos producen 30-40 t/ha (Rosenberg, 1988).
5
2.2 Enfermedades del kiwi
A través del tiempo el kiwi se ha comportado como un frutal comparativamente más sano
que los demás, ya que ha sido poco atacado por plagas y enfermedades. Sin embargo, se han
detectado ciertos problemas fitosanitarios como nemátodos (Meloidogyne spp.), que restringen el
crecimiento de plantas nuevas (Kulczewski, 1988). También se han identificado enfermedades
fungosas como pudrición de raíces causada por Phytophthora spp.; pudrición gris en frutos cuyo
agente causal es Botrytis cinerea; y pudrición carbonosa de raíces ocasionada por el hongo
Macrophomina phaseolina (Latorre, 1992).
2.2.1 Plateado en kiwi
Las plantas de kiwi atacadas por el plateado, presentan síntomas que pueden
comprometer desde cargador hasta brazos completos (Figura 2.1). En primavera, la enfermedad se
manifiesta por un retraso en la brotación, follaje escaso, (debido a la defoliación prematura) y
coloración gris metálica en las hojas. Avanzada la estación, las hojas alcanzan un menor tamaño,
muestran sectores necróticos en su lámina y una deformación (acucharamiento) que termina con el
secado y caída de estas. La coloración café producida por la enfermedad puede llegar hasta el
xilema del tronco principal, comprometiendo a la planta en su totalidad (Álvarez, 1991).
En 1991, Álvarez et al., determinaron que el organismo descrito como agente causal de la
enfermedad denominada “plateado del kiwi” correspondía al hongo basidiomycete Chondrostereum
purpureum. Este constituye un patógeno muy polífago que se disemina a través del viento o por
medio de plantas contaminadas en forma incipiente. A nivel mundial, se presenta en zonas de
clima templado, sin embargo es más severa en regiones con inviernos suaves y húmedos (Percy,
1996).
6
Figura 2.1 Planta de kiwi con hojas senescentes atacada por “plateado”.
2.2.2 Estrategias de control de la enfermedad
Para el control de la enfermedad, existen manejos con preventivos y curativos. Para
prevenir la enfermedad es necesario evitar la poda en días con alta humedad relativa, lluvias o
lloviznas ya que las heridas de poda efectuadas sobre la madera son la principal entrada del
patógeno mediante sus esporas diseminadas por la lluvia. Así, se deberán cubrir los cortes en
madera de dos o más años con pastas fungicidas.
Con el propósito de disminuir las fuentes de inóculo, se debe destruir la madera afectada
eliminada en poda y los cuerpos frutales del hongo presentes en álamos, sauces y eucaliptus o los
formados en los postes cercanos.
Como medidas curativas en primavera, las plantas deberían examinarse cuidadosamente
con el propósito de detectar hojas que muestren “plateado”. Adicionalmente debe detectarse
aquella madera que muestre tinción café oscura, la que tiene que extirparse y quemarse (Alvarez,
1991).
7
2.3 Control biológico de enfermedades
El control biológico se refiere, por un lado, al fenómeno natural que consiste en la
regulación del número de plantas y animales por medio de enemigos naturales (parásitos,
predadores y patógenos), y por otro lado a la manipulación de esos agentes naturales por el
hombre para reducir las pérdidas en agricultura, forestación o productos comerciales (Zerba, 1994).
Uno de los organismos biocontroladores más exitosos para el control de enfermedades por
patógenos del suelo ha sido el hongo micoparásito Trichoderma spp. hace 72 años Weindling
(1932), vislumbró el potencial para el uso de Trichoderma como agente de control biológico. Este
investigador, el primero en demostrar que había actividad micoparasítica de hongos de este género
hacia patógenos como Rhizoctonia solani. Varias especies de Trichoderma spp han sido probadas
como agentes de biocontrol. Entre ellas T. harzianum T. viride y T. virens. Han sido las más
efectivas en controlar diversas especies de hongos fitopatógenos de suelo que son de importancia
agrícola y económica.
Los tratamientos con Trichoderma spp. deben ser combinados con otras prácticas
agrícolas para el control de los hongos fitopatógenos, surgiendo lo que se conoce como manejo
integral de pestes. Ahmad y Baker (1987) produjeron mutantes de T. harzianum tolerantes a
Benomyl que pueden ser usados en el campo con dosis subletales de este fungicida. También se
puede combinar el uso de T. harzianurn con dosis bajas de bromuro de metilo, captan,
pentacloronitrobenceno (PCNB) o con solarización. Asimismo, las limitaciones de una sola cepa
para crecer en distintas condiciones de temperatura, pH, tipo de suelo, etc. condujeron a la práctica
de mezclar distintas cepas de Trichoderma spp. para conseguir un biocontrol adecuado en una
amplia variedad de situaciones.
8
2.4 Trichoderma spp.
Persoon en 1974 propuso el genero Trichoderma con cuatro especies, de las cuales solo
una, T. viridae, pertenece ahora al género. Anteriormente en el año 1926, Abbott consideró que
había cuatro especies en el género, lo cuál fue aceptado por Gilman en 1957. Rifai en 1969 revisó
el género Trichoderma para incluir nueve especies más, y esto ha sido hasta ahora generalmente
aceptado (Cook y Baker, 1989). Sin embargo, muchos aislados encontrados en el suelo no se
ajustan exactamente a alguna de las nueve especies (Chet, 1987).
2.4.1 Morfología y taxonomía
Trichoderma pertenece a un género de hongos saprófitos, siendo habitantes comunes del
suelo y reconocidos por sus esporas verdes.
Pertenece a la subdivisión Deuteromycotina, clase Hyphomycetes, familia Moniliaceae.
Posee conidióforos erectos o arrastrados, altamente ramificados, más o menos cónicos, débil o
fuertemente verticilados. Las fiálides tienen apariencia de un juego de bolos en racimos o
separadas, desde las cuales son sostenidas las conidias no septadas, subglobosas a elipsoidales y
viscosas, a menudo reunidas en forma de pelota a la entrada de éstas (Figura 2.2). Comúnmente
forma clamidosporas, intercaladas o raramente terminales, las cuales son globosas a elipsoidales,
hialinas y de pared suave. Las colonias en cultivo usualmente son de rápido crecimiento, flocosas,
suaves, blancas a verdes (Rifai, 1969, citado por Cook y Baker, 1989).
2.4.2 Control de hongos fitopatógenos con Trichoderma spp.
El género Trichoderma ha sido evaluado por muchos investigadores por su eficacia en el
biocontrol de hongos patógenos de plantas (Beagle y Papavizas, 1985). Desde 1930 se conocen
las capacidades micoparásitas de Trichoderma spp., y desde entonces se ha investigado su uso
9
como controlador de enfermedades fungosas (Cook y Baker, 1989), convirtiéndose en el hongo
antagonista más estudiado, con publicaciones que demuestran su efecto contra patógenos como
Armillaria mellea, Sclerotium rolfsii, Fusarium sp., Verticillium dahliae y Gliocladium sp., entre otros
(Wainwright, 1992).
El método de control de Trichoderma contra hongos fitopatógenos es principalmente a
través de competencia y predación. Los micelios rodean a las hifas del hongo presa, produciendo
un estrangulamiento, seguido de una penetración que termina por desintegrar a las mismas.
Posterior a esto, el micoparásito se alimenta de este sustrato (Figura 2.3). Es sabido que algunas
razas de Trichoderma producen antibióticos que actúan sobre Rhizoctonia solani y Sclerotium
rolfsii produciendo una degradación de sus hifas (Cook y Baker, 1989).
Figura 2.2 Morfología Trichoderma spp.
Fuente www.doctorfungus.org/thefungi
10
Figura 2.3 Micoparasitismo de Pythium por parte de una cepa de Trichoderma sobre la superficie de una semilla de arveja. La cepa de Trichoderma fue coloreada con un tinte anaranjado fluorescente, mientras que Pythium fue coloreado con un tinte verde.
Fuente www.iicasaninet.net
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III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Ubicación del ensayo
El ensayo se realizó en el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Ciencias Agrarias,
ubicado en las dependencias de la Universidad de Talca.
3.2 Recolección de muestras
Durante el mes de Agosto de 2003, se realizó una recolección de plantas en 3 huertos de
kiwi ubicados en la localidad de Curicó, Molina y Talca en la séptima región. Las plantas fueron
seleccionadas de acuerdo a la presencia de signos (basidiocarpos) presentes en ellas,
originándose desde los sectores de ésta con sintomatología de muerte de brazos. Tanto madera
afectada como basidiocarpos presentes fueron colectados y llevados rápidamente al Laboratorio
de Fitopatología para su procesamiento.
3.3 Metodología de aislamiento de hongo fitopatógenos desde madera infectada y de
basidiocarpos
Para aislar el hongo, trozos de madera de la zona de origen del basidiocarpo, fueron
separados y lavados abundantemente con agua destilada estéril para retirar posibles restos de
polvo. Luego, estos trozos fueron desinfectados superficialmente con alcohol al 75% por un minuto,
y nuevamente enjuagados con abundante agua destilada estéril. Posteriormente, trocitos de este
tejido desinfectado fueron sembrados asépticamente en placas Petri que contenían agar-extracto
de malta (AEM, 2%). Las placas fueron incubadas a 25°C por 15 días, y posteriormente trozos de
micelio de los crecimientos fungosos obtenidos fueron replicados nuevamente en placas Petri con
12
AEM al 2% e incubados a 25°C por 15 días para la obtención de cultivos puros. Posteriormente
éstos fueron mantenidos a una temperatura de 4 °C hasta ser analizados. La determinación de
hongos Basidiomycota fue realizada de acuerdo a caracteres morfológicos, principalmente a través
de la presencia de fíbulas o conexiones laterales entre dos células de la hifa dicariótica de estos
hongos (Lazo, 2001)
3.4 Inhibición del crecimiento del micelio
A fin de evaluar la actividad antagónica de cepas biocontroladoras de Trichoderma spp.
en los aislados puros obtenidos, se realizó una siembra conjunta de ambos hongos ubicados uno
frente al otro en bordes opuestos (cultivos duales) de la misma placa Petri, (Figura 3.1). Como
medio de cultivo, se utilizó AEM y como testigos se utilizó la siembra única del aislado
Basidiomycete y de Trichoderma spp, en uno de los bordes de la placa Petri con AEM. Las cepas
nativas del hongo Trichoderma spp. utilizadas fueron: T. harzianum cepa Queule y T.
parceanamosum cepa Trailes. Se realizaron dos ensayos a diferentes temperaturas de incubación,
4 y 25 ºC, los cuales fueron dispuestos en un diseño completamente al azar con arreglo factorial
2×8, (2 cepas de Trichoderma spp y 8 aislados Basidiomycetes) (Cuadro 3.1). Cada tratamiento
constó con 5 repeticiones y la inhibición observada fue medida en cm y comparada con el
crecimiento del testigo. Con los resultados obtenidos, se calcularon las medias y su desviación
estándar de la inhibición lograda para cada combinación Trichoderma spp. / Basidiomycete. Del
mismo modo, los datos de inhibición, fueron sometidos a un análisis de varianza (ANDEVA) y en
caso de existir diferencias significativas, las medias fueron diferenciadas con el test Tukey (HSD)
(P ≤ 0.05).
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Figura 3.1 Cultivo dual in vitro de los hongos Trichoderma spp y aislados de hongos fitopatógenos.
Cuadro 3.1 Tratamientos in vitro utilizados para determinar la capacidad antagonista de Trichoderma spp (T) sobre aislados de hongos basidiomycetes en kiwi (B).
Tratamientos
T1B1 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 1 T1B2 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 2 T1B3 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 3 T1B4 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 4 T1B5 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 5 T1B6 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 6 T1B7 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 7 T1B8 Cepa Trailes (Trichoderma parcenamosum) v/s aislado Basidiomycete 8 T2B1 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 1 T2B2 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 2 T2B3 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 3 T2B4 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 4 T2B5 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 5 T2B6 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 6 T2B7 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 7 T2B8 Cepa Queule (Trichoderma harzianum) v/s aislado Basidiomycete 8
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IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Recolección de muestras
Durante la visita a cada uno de los huertos prospectados, se detectaron plantas con
estructuras micóticas de reproducción (basidiocarpos) sobre ramas o brazos principales. Estas
estructuras presentaban diferencias morfológicas entre si, por lo tanto en base a esta
diferenciación se colectó un total de 19 muestras de basidiocarpos, los que fueron agrupados
según características relevantes. En prospecciones anteriores, Calderón (2002), observó estas
mismas formaciones sobre ramas o brazos, que presentaban síntomas de marchitez y necrosis de
la lámina foliar, así como muerte generalizada de brazos y plantas (Cuadro 4.1).
Los basidiocarpos colectados son presentados en las Figuras 4.1 a 4.5, correspondiendo
cada una a un hongo Basidiomycete diferente. Una propuesta de identificación no corroborada es
presentada en una sección siguiente, utilizando las claves propuestas por The National Audobon
Society (2001) y Lazo (2001). Con los aislados fungosos obtenidos se procedió a realizar los
estudios de antagonismo con los hongos biocontroladores nativos Trichoderma harzianum y T.
parceanamosum.
15
Cuadro 4.1. Caracterización de los basidiocarpos presentes en madera de kiwi y total de muestras recolectadas en cada lugar visitado por zona de producción.
Tipo de basidiocarpo Zona Huerto N° de
muestras colectadas
Rotulación aislados
obtenidos
Curicó La Montaña (Teno) 5 B1
Molina LaFavorita 1 B2
Basidiocarpo resupinado, poroso de color grisáceo, con márgenes blanco grisáceos y de extremos secos ennegrecidos, creciendo encima de la madera. Basidioesporas de 4-6 x 3 µm (tamaño promedio de 200 basidioesporas); hialinas, unicelulares. Talca
Los Alpes (San
Clemente) 1 B3
Curicó La Montaña (Teno) 3 B4
B6 Basidiocarpo resupinado-repisa poroso (tubos largos rojizo) lignificado, coloración pardo-rojizo, con bordes irregulares. No se consiguió recolectar las basidiosporas desde el carpóforo.
Molina LaFavorita 3 B8
Curicó La Montaña (Teno) 2 B5
Basidiocarpo poroso (tubos cortos) parcialmente lignificado, extensivo, de superficie afelpada plana, coloración parda-rojiza clara, con crecimiento resupinado. No se consiguió recolectar las basidiosporas desde el carpóforo.
Talca Los Alpes
(San Clemente)
2 B7
Basidiocarpo blanco velloso, con forma de concha, con margen lobulado. Basidiosporas 4-5 x 1-1,5 µm (tamaño promedio de 200 basidioesporas); hialinas, cilindricas. No fue posible obtener micelio de los cultivos practicados.
Curicó La Montaña (Teno) 1 --
Basidiocarpo color púrpura, resupinado, aterciopelado velloso, con basidiosporas de 6-8 x 2,5-3 µm (tamaño promedio de 200 basidioesporas); hialinas. No fue posible obtener micelio de los cultivos practicados
Curicó La Montaña (Teno) 1 --
16
Figura 4.1 Basidiocarpo resupinado, poroso de color grisáceo, con márgenes blanco grisáceos y de extremos secos ennegrecidos, creciendo encima de la madera. Estructura correspondería a aislados B1, B2 y B3.
Figura 4.2 Basidiocarpo resupinado-repisa poroso (tubos largos rojizo) lignificado, coloración pardo-rojizo, con bordes irregulares. Estructura correspondería a aislados B4, B6 y B8.
17
Figura 4.3 Basidiocarpo poroso (tubos cortos) parcialmente lignificado, extensivo, de superficie afelpada plana, coloración parda-rojiza clara, con crecimiento resupinado. Estructura correspondería a aislados B5 y B7.
Figura 4.4 Basidiocarpo blanco velloso, con forma de concha, con margen lobulado. No fue posible aislar micelio de este carpóforo.
18
Figura 4.5 Basidiocarpo color púrpura, resupinado, aterciopelado velloso, con basidiosporas de 6-8 x 2,5-3 µm (tamaño promedio de 200 basidioesporas); hialinas. No fue posible aislar micelio de este carpóforo.
4.2 Evaluación de la capacidad biocontroladora de Trichoderma parceanamosum cepa
nativa Trailes y T. harzianum cepa nativa Queule sobre hongos Basidiomycetes colectados
de plantas de Kiwi
Ensayo a 25°C
Luego de 5 días de incubación en cultivos duales, ambas cepas nativas de T.
parceanamosum y T. harzianum lograron un 45,9 y 43,9% de inhibición, respectivamente, del
crecimiento de los aislados Basidiomycetes colectados desde las plantas enfermas de kiwi (Cuadro
4.2). Para ambas cepas del biocontrolador, el análisis de varianza reveló que no existirían
diferencias significativas (P=0,143) para los porcentajes de inhibición del crecimiento alcanzado.
19
La inhibición del crecimiento de los hongos Basidiomycetes enfrentados a ambas cepas de
Trichoderma spp. resultó altamente significativa (P < 0,001) con valores que fluctuaron entre 29,6 y
76,3%, alcanzado por los aislados B4 y B7 (Cuadro 4.2 ).
Lo anterior, demuestra la capacidad antagonista de ambas cepas de Trichoderma spp.
sobre los distintos aislados colectados. Considerando el efecto conjunto de ambas cepas de
Trichoderma spp. y los distintos aislados de Basidiomycetes, la interacción obtenida fue altamente
significativa (P < 0,001). De lo anterior, se desprende que algún aislado Basidiomycete fue
grandemente inhibido en su crecimiento por un aislado del biocontrolador, sin embargo al mismo
tiempo fue pobremente inhibido por el otro aislado de Trichoderma. Este fue el caso del aislado
Basidiomycete B2, el cual fue inhibido en casi un 50% de su crecimiento por la cepa Trailes de T.
parceanamosum y sólo un 25% con la cepa Queule de T. harzianum. Por otra parte, el aislado B4
fue inhibido en casi un 90% por la cepa Queule y solo un 67% por la cepa Trailes (Figura 4.6). Lo
anterior nos indicaría una actividad selectiva de las cepas de Trichoderma en el biocontrol de
hongos. Según lo observado por Lo et al. (1998) en siembras duales de Trichoderma spp y
Rhizoctonia solana, se registrarían dos tipos de interacciones, las cuales pueden ser tipificadas
como reacción tipo 1 y reacción tipo 2. En la reacción tipo 1, las hifas del fitopatógeno se aprecian
dañadas y con un menor crecimiento en la proximidad de las hifas de Trichoderma spp., indicando
la acción de toxinas y/o enzimas extracelulares; a antibióticos solubles en agua o antibióticos
volátiles liberados por el agente biocontrolador. La reacción Tipo 2 consistiría en el enrollamiento
de Trichoderma spp. sobre Rhizoctonia, y la utilización de las hifas del hongo como sustrato. En
este ensayo no fue posible verificar el tipo de reacción involucrada en la inhibición del crecimiento
de los aislados Basidiomycetes, sin embargo se observó en todos los casos una detención del
crecimiento del hongo Basidiomycete y una posterior colonización del hongo Trichoderma en toda
la superficie de la placa (Figura 4.7, 4.8 y 4.9). Pareciera que existiría liberación de ciertos
compuestos inhibitorios y posteriormente la utilización del micelio de los hongos Basidiomycete
como sustrato al igual que el medio de cultivo de la placa Petri.
20
Cuadro 4.2 Inhibición del crecimiento de aislados de hongos basidiomycetes colectados desde plantas de kiwi, en cultivos duales incubados in vitro por 5 días a 25 ºC.
Inhibición del crecimiento (%)¹
Aislados Basidiomycetes (B)
B1 B2 B3 B4 B5 B6 B7 B8
Significancia
Trichoderma spp. (T)
Trailes (1) Queule (2)
Significancia Interacción (B × T)
Significancia
44,2 36,8 44,9 76,3 47,8 35,3 29,6 44,5
**²
45,9 43,9
n.s²
**
¹ Porcentaje de inhibición con respecto a los testigos de aislados de basidiomycetes, el cual creció en las mismas condiciones de incubación pero sin la presencia del hongo biocontrolador. ² p<0.01 n.s. No Significativo (p > 0.05).
Figura 4.6 Efectividad biocontroladora de Trichoderma parceanamosum cepa nativa Trailes y Trichoderma harzianum cepa nativa Queule sobre aislados de hongos Basidiomycetes colectados de plantas de Kiwi ( Tº de incubación de 25 ºC).
21
Figura 4.7 Al centro e izquierda de la imagen se observa el cultivo dual de Trichoderma Parceanamosum cepa nativa Trailes (lado izquierdo de la placa) con el aislado de basidiomycete nº 2 (lado derecho de la placa); a la derecha, placa testigo sin el biocontrolador, incubadas a una Tº de 25º C.
Figura 4.8 Placas testigos del crecimiento final de Trichoderma spp transcurridos 10 días de
incubación a 25º C.
22
Figura 4.9 Placas testigos del crecimiento final de aislados de Basidiomycetes transcurridos 10 días de incubación a 25 ºC.
Ensayo a 4º C
La Figura 4.10 muestra el porcentaje de inhibición de los ocho aislados de hongos
fitopatógenos ejercido por las dos cepas de Trichoderma spp en estudio. A 4º C, el tipo de aislado
fitopatógeno presentó influencias altamente significativas (P < 0,001) sobre el porcentaje de
inhibición ejercido por ambas cepas de Trichoderma sp. Esta inhibición fluctuó entre 49,1 y 20,2%
para los aislados B8 y B6, respectivamente (Cuadro 4.3).
a a
b
c
b
c
b
a
0
10
20
30
40
50
60
1 2 3 4 5 6 7 8
BASIDIOS
INH
IBIC
ION
(%)
Figura 4.10 Inhibición del crecimiento de aislados fitopatógenos frente a cepas de Trichoderma spp., comparadas con tratamientos testigos (cultivos individuales) de hongos Basidiomicetes incubados a 4 ºC. Las evaluaciones fueron hechas hasta que las placas testigos alcanzaron alrededor de un 50 % de cubrimiento de la placa o se observara contacto físico entre hifas del biocontrolador y fitopatógeno en los cultivos duales.
23
La inhibición otorgada por ambas cepas nativas de Trichoderma spp. no presentó
diferencias significativas (P = 0,20), alcanzando valores cercanos a 37 % para la cepa Trailes y de
35 % para la cepa Queule.
La interacción entre los aislados de los hongos fitopatógenos y las cepas nativas de
Trichoderma spp, no fue significativo (P = 0.70). A pesar de existir una clara inhibición del
crecimiento de los aislados fitopatógenos por parte de las cepas de Trichoderma spp., en términos
generales éstos no presentaron mayor crecimiento miceliar a 4 ºC (Figura 4.11, 4.12 y 4.13).
Cuadro 4.3 Inhibición del crecimiento de aislados de hongos fitopatógenos colectados desde plantas de kiwi, en cultivos duales incubados in vitro por 30 días a 4 ºC.
Inhibición del crecimiento (%)¹ Aislados Basidiomycetes (B)
B1 B2 B3 B4 B5 B6 B7 B8
Significancia
Trichoderma spp. (T)
Trailes (1) Queule (2)
Significancia Interacción (B × T)
Significancia
47,8 47
32,6 20,8 35,6 20,2 34,5 49,1
**²
36,8 35,1
n.s²
n.s²
¹ Porcentaje de inhibición con respecto a los testigos de aislados fitopatógenos, el cual creció en las mismas condiciones de incubación pero sin la presencia del hongo biocontrolador. ² ** P<0.01 n.s. No Significativo.
Investigaciones realizadas por Jalil et al. (1997) sobre las temperaturas de crecimiento de
Trichoderma spp. señalan que la temperatura de activación del crecimiento miceliar de T.
harzianum fue de 8 a 10 ºC y su temperatura óptima de crecimiento de 25 a 28 °C, alcanzando un
máximo de 35 ºC. Estos datos señalan la alta capacidad de Trichoderma spp de tolerar un amplio
24
rango de temperaturas. Autores como McBeath y Adelman (1991) aislaron una cepa en los suelos
de Alaska, y a pesar de ser un aislamiento de climas fríos, registrando crecimiento aún a los 4 °C,
toleró una temperatura máxima para su desarrollo de 33 °C. Sin embargo, el hecho de que logre
crecer a una temperatura diferente a la imperante del sitio donde fue aislado, no es garantía que
exprese su antagonismo hacia un patógeno determinado. Acevedo y Arcia (1988) demostraron que
aislamientos de zonas frías no son eficientes biocontroladores en zonas cálidas y viceversa. Así
mismo, en trabajos realizados por Rodríguez y Arcia (1993), se refleja que no necesariamente las
temperaturas óptimas para el crecimiento (25 a 30 °C), son las temperaturas óptimas para
expresar su antagonismo, ya que esas mismas cepas de Trichoderma mostraron una habilidad
antagónica prácticamente nula a 30 °C. Las cepas nativas Trailes y Queule de Trichoderma spp.
de este estudio, lograron un mínimo o nulo crecimiento, sin embargo, aunque menor que a los 25
ºC, existió una clara inhibición del crecimiento de los aislados fitopatógenos a 4 ºC.
A diferencia de Harman et al. (1981), quienes sugieren que el micoparasitismo es el
principal mecanismo de acción de Trichoderma spp., otros autores como McAllister et al. (1994)
indican que en la relación antagónica Trichoderma spp - Glomus mossae, a pesar de estar las hifas
en contacto, no se observa el enrollamiento, afirmando que no es el micoparasitismo el mecanismo
de acción sino la producción de antibióticos péptidos. Así mismo Henis et al. (1983) al describir la
acción de Trichoderma sobre esclerocios de Sclerotium rolfssi resaltan que la capacidad de
penetración es importante pero no la única propiedad requerida por Trichoderma para ser un
eficiente biocontrolador, ya que algunos esclerocios que fueron penetrados mantuvieron su firmeza
y no fueron degradados en su interior. García y Zambrano (1991) evaluaron el tipo de antagonismo
de tres aislamientos de Trichoderma ante Macrophomina phaseolina y concluyeron que la
antibiosis parece ser el mecanismo de acción en esta relación, pero que hace falta continuar
investigando sobre los posibles antibióticos producidos. A 4ºC, las cepas nativas Trailes y Queule
de Trichoderma spp. de este estudio, podrían presentar este mecanismo de control, produciéndose
compuestos inhibitorios que difunden a través del agar y que restringirían el crecimiento de los
aislados fitopatógenos.
25
Figura 4.11 Cultivo dual de Trichoderma spp (lado izquierdo de la placa) con el aislado Basidiomycete 2 (lado derecho de la placa) y la placa testigo sin el biocontrolador, incubadas durante 30 días a de 4 ºC de temperatura.
Figura 4.12 Cultivo dual de Trichoderma spp (lado derecho de la placa) con el aislado Basidiomycete 2 y 3 (lado izquierdo de la placa), incubadas durante 10 días a una temperatura de 4 ºC.
Figura 4.13 Placas testigos del crecimiento de Trichoderma spp. transcurridos 10 días de incubación a 4 ºC.
26
4.3 Identificación taxonómica de los aislados Basidiomycota encontrados en madera con
sintomatología de “muerte de brazos y plantas de Kiwi”
En base a las características morfológicas de las muestras colectadas y utilizando las
claves sugeridas por Lazo (2001) y la National Audubon Society (2001), se sugiere que los
basidiocarpos encontrados podrían pertenecer a los siguientes géneros:
B1, B2 Y B3: Bjerkandera adusta (Willd.: Fr.) Karst. En nuestro país este hongo
basidiomycota ha sido encontrado afectando a plantas de frambueso, provocando marchitez,
muerte de cañas y pudrición blanca en la parte basal de la mismas y de la raíz principal,
provocando la muerte de la planta (Montealegre, 1994). Así también, utiliza como hospederos tanto
a árboles nativos como introducidos, ya sea se encuentren vivos o muertos que se ubiquen en la
zona central de nuestro país, principalmente Eucaliptus globulus. En otras regiones del mundo
este hongo esta ampliamente diseminado en áreas templadas del hemisferio norte. Es capaz de
metaboliizar enzimas oxidativas que degradan la lignina causando pudrición blanca “white rot” en
las especies que parásita. Además se ha observado su capacidad de secretar metabolitos
secundarios clorados, que causarían degradación de la madera de las plantas que
infecta.(http://www.geocities.com/collegepark/lounge/3110/genera/bjerkandera.htm, consultado el 1
de abril 2004).
B5 y B7: Estos basidiocarpos no pudieron ser identificados en base a la literatura
consultada.
B4, B6 y B8: Phellinus spp. A este grupo de hongos Basidiomycotina se le ha visto
afectando especies frutales, tales como almendro, durazneros y nectarino, ciruelas, damascos y
cerezos en una amplia zona de distribución a nivel mundial (Adaskaveg y Ogawa, 1990). En todos
los casos, se observó una muerte progresiva de las plantas afectadas y la presencia de
basidiocarpos, similares a los encontrados en este estudio en madera de Kiwi.
27
B9: Schyzophyllum commune Fr.:Fr. Hongo Basidiomycotina, que utiliza como hospederos
a una amplia gama de especies vegetales, principalmente especies forestales. Distribuyéndose
ampliamente a nivel mundial (http://botit.botany.wisc.edu/tomsfungi/feb2000.html. Consultado el 1
de abril de 2004). Este hongo interviene en los procesos degradativos de la madera,
caracterizándose por ser un agente micótico involucrado en la pudrición blanca de la madera de
árboles forestales y frutícolas. En muchos casos, se le ha visto asociado a otros hongos de este
grupo causando muertes súbitas en árboles frutales. Es así como, Berghdal y French (1985) lo
vieron asociado a Irpex lacteus y Trametes versicolor causando esta muerte violenta de manzanos
de 3 años de edad en Minnesota, E.E.U.U.
B10: Chondrostereum purpureum. (Pers.:Fr) Pouzar. Este hongo Basidiomycota, tiene una
amplia distribución a nivel mundial, afectando a una amplia gama de especies vegetales tales
como nectarinos, durazneros, almendros, ciruelos y damascos, causándoles la enfermedad
conocida como Plateado. Otros huéspedes de menor importancia son el manzano y el cerezo. Los
basidiocarpos generalmente se encuentran sobre madera muerta presentando 1- 2,5 milímetros de
grosor con una línea negra visible en la sección transversal
(http://www.pfc.forestry.ca/diseases/CTD/Group/Sap/sap1_e.html. Consultado el 1 de abril del
2004). En nuestro país la enfermedad fue asociada por primera vez a plantas de kiwi por Alvarez
(1991), quien observó síntomas característicos de esta enfermedad tales como cambios en la
coloración (plateado), marchitez y deformación de las hojas, retraso en la brotación y coloración
café en la madera de las ramas, que comprometían la planta tanto a nivel externo como interno.
4.4 Discusión Final
Según los antecedentes hasta la fecha registrados, el hongo Chondrostereum
purpureum, causante de la enfermedad “Plateado del duraznero” (Alvarez et al , 1991), sería el
principal causante de la enfermedad “Plateado” en plantas de kiwi, originando los problemas
28
descritos en la sección II. Sin embargo en la investigación realizada por Calderón (2002) se postula
la asociación de hongos del grupo Basidiomycotina con una sintomatología de “muerte de brazos y
plantas”, que ha ido aumentando con el paso de los años en los huertos de kiwi de la VII región.
Pareciera que estos hongos son capaces de causar sintomatologías similares y en muchas
situaciones se les ha visto asociado entre ellos, utilizando el mismo sustrato (Adaskaveg y Ogawa,
1990). La mayoría de este grupo de hongos Basidiomycotina son capaces de secretar toxinas y
enzimas oxidasas capaces de ser movilizadas por la corriente transpiratoria a otros sectores de la
planta (Kendrick, 1992). Por lo tanto, la sintomatología de plateado puede ser confundida entre
hongos de este grupo.
A pesar de los numerosos estudios existentes tanto para el control de Chondrostereum
purpureum en nuestro país (Pinto de Torres et al., 1994) y de los otros hongos encontrados
(Agrios, 1997), pareciera que aún no se han desarrollados medidas eficaces para detener el
avance de estas enfermedades. En kiwi se están realizando trabajos de extirpación de brazos
afectados, rebajando hasta aquel sector de la madera sin decoloración por causa del hongo. De
esta forma, se privilegia la reubicación de cargadores que luego se transformaran en brazos,
reemplazando ya los extirpados. Por lo tanto en la actualidad existe una suerte de convivencia con
la enfermedad, debido a que no existen medidas de control de esta.
En base a lo anterior, la presente investigación postularía la posibilidad de usar
Trichoderma spp. cepas nativas Trailes y Queule, dentro de un plan de manejo fitosanitario como
agentes biocontroladores de los hongos Basidiomycotina que están afectando las plantas de kiwi
en esta Región.
29
V. CONCLUSIONES
Las prospecciones realizadas en huertos de kiwi en la zona de Curico, Molina y Talca,
establecieron la presencia de un complejo de hongos basidiomycetes (Bjerkandera adusta,
Phellinus spp, Chyzophyllum commune, Chodrostereum purpureum), los cuales corroboraron las
observaciones realizadas por Calderon en el 2002.
Las cepas nativas Trailes y Queule de Trichoderma spp., presentaron capacidad
biocontroladora in vitro sobre aislados de hongos fitopatógenos colectados desde plantas de kiwi
(Actinidia deliciosa) tanto a temperaturas de incubación de 25 como a 4 ºC. Esta inhibición fluctuó
entre 25,1 y 85,9 % del crecimiento a 25 ºC y entre 20,2 y 49,1% para 4 ºC.
A 25 ºC, las cepas de Trichoderma spp. lograron enfrentar el crecimiento de los aislados
fitopatógenos e incluso crecer por encima del mismo, cubriéndolo finalmente en su totalidad. Lo
anterior sugeriría la acción de un mecanismo de micoparasitismo y la existencia de cierta
especificidad en la relación biocontrolador – fitopatógeno.
A 4 ºC, hubo un mínimo crecimiento de Trichoderma spp., siendo la norma general que
este fuera nulo. Sin embargo, la presencia de inhibición del crecimiento de los aislados
fitopatógenos sugeriría que a esta temperatura operaria un mecanismo de producción de
antibióticos, los cuales difundirían a través del agar.
30
VI. BIBLIOGRAFÍA
Acevedo, R.; Arcia, A. 1988. Control Biológico de Sclerotium cepivorum por Trichoderma sp. In vitro. (Resumen). Fitopatol. Venez. 1(1):34. Adaskaveg, J. and Ogawa, J. 1990. Wood Decay Pathology of Fruit and Nut trees in California. Plant Disease 74 (5): 341-352. Agrios, G. 1997.Plant Pathology, IV Ed. Academic Press, San Diego, 635 pp Ahmad, J. and Baker, R. (1987). Phytopathology, Trichoderma spp. 77, 358. Alvarez, M. Elorriaga, A. Pinilla, B. 1991. Determinación de plateado en kiwi. Revista Frutícola 12: 10-12. Beagle, J. and Papavizas, G. 1985. Survival and Proliferation of Propagules of Trichoderma spp. and Gliocladium virens in soil and plant rhizospheres. Phytopathology 75:729-732. Bergdah, D.R. and French, D.W. 1985. Association of wood decay fungi witch decline and mortality of apple trees in Minnesotta. Plant Disease 69: 887- 890. Calderon, franco. 2002. Asociación de diferentes agentes micóticos a la muerte de brazos y plantas de kiwi cultivadas en la VII región. Tesis de grado. Talca, Universidad de Talca, Facultad de Ciencias Agrarias, Escuela de Agronomía. Chet, I. 1987. Innovative approaches to plant disease control. John Wiley and Sons, New York. 372 p. Cook, R. and Baker, K. 1989. The nature of practice of Biological Control of Plant Pathogens. Second Edition. USA. 539p. CORFO, 1989. Kiwis, situación actual y perspectivas. Santiago, Chile. 77p. Fernández, R. 1988. Producción de kiwi, Situación de kiwi en Chile y perspectivas futuras. Ediciones Universidad Católica de Chile.469 p. García, R. y Zambrano, C. 1991. Evaluación del tipo de Antagonismo de Trichoderma harzianum ante Macrophomina phaseolina “In vitro”. (Resumen). XII Congreso Venezolano de Fitopatología, Maturín, Estado Monagas - Venezuela.
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