Practicas_Parasitol_PlanUnico2012.pdf

PRÁCTICAS DE LABORATORIO

1. MUESTRAS Y EXÁMENES ÚTILES PARA LA BÚSQUEDA

DE PARÁSITOS INTESTINALES

I. OBJETIVOS 1. Explicar los procedimientos de obtención y

manejo de materia fecal para realizar estudios microscópicos.

2. Describir los procedimientos de laboratorio

frecuentemente usados en el diagnóstico de parasitosis intestinales.

3. Describir el procedimiento para conservar

materia fecal con solución de formaldehido. 4. Describir el examen coproparasitoscópico

directo en fresco. 5. Describir el examen coproparasitoscópico

de sedimentación simple. II. INTRODUCCIÓN El diagnóstico de las parasitosis intestinales depende del hallazgo de huevos, larvas o adultos de helmintos y quistes o trofozoítos de protozoos en heces, por lo tanto, la recolección y el manejo adecuado de las muestras fecales son indispensables para la identificación correcta de los parásitos en el laboratorio. Son factores que interfieren con el examen de las heces, la ingestión de medicamentos previa a su recolección y las muestras viejas o conservadas de manera inadecuada. La cantidad de materia fecal suficiente para un examen rutinario, es una muestra del tamaño de una nuez o de dos o tres cucharadas soperas. La materia fecal se deposita en un recipiente de boca ancha con tapa hermética y limpia; no debe contaminarse con agua, orina o cualquier otro material extraño; no debe obtenerse de la taza del baño ni del suelo.

En lactantes, la muestra se obtiene mediante la cucharilla rectal, si el examen requerido es el microscópico en fresco. Las muestras, deben ser etiquetadas con el nombre del paciente, número de muestra, fecha y hora de colección. Generalmente, se recomienda examinar tres muestras, en días sucesivos, durante un periodo de siete a diez días. Dependiendo de la consistencia de la materia fecal, se elige el procedimiento para la búsqueda de trofozoítos, quistes, ooquistes, huevos o larvas (ver esquema). Si las heces son blandas, diarreicas y líquidas, deben examinarse dentro de las dos primeras horas de haber sido recolectadas; si esto no es posible, se adiciona una solución conservadora, por ejemplo: alcohol de polivinilo (PVA), merthiolate-iodo-formol (MIF) o Schaudin. Las heces formadas pueden ser examinadas durante el mismo día de su colección; si no es posible, pueden ser refrigeradas durante 24-48 h o conservadas en solución de formaldehido 10%.

PROGRAMA ACADÉMICO DE LA ASIGNATURA DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

IV. PARASITOLOGIA – SEGUNDO AÑO, 2011-2012

La proporción en que se usan las soluciones conservadoras, es de una parte de materia fecal y tres de la solución; las heces pueden mantenerse así durante semanas o meses. Otras muestras útiles en la búsqueda de parásitos intestinales son el contenido duodenal, raspado perianal, aspirado rectal o material obtenido por rectosigmoidoscopia. Existe una diversidad de exámenes útiles en el diagnóstico de parasitosis intestinales, la selección del examen adecuado, dependerá de la consistencia de la materia fecal o de los síntomas del paciente. Los exámenes frecuentemente utilizados son el directo en fresco y los de concentración, que se basan en los principios físicos de flotación o sedimentación. El examen en fresco es el más sencillo y se recomienda para la búsqueda de trofozoítos de protozoos, en muestras pastosas, diarreicas o líquidas. Los exámenes de concentración se recomiendan para la demostración de quistes, ooquistes, huevos o larvas. III. MATERIAL 1. Para conservar materia fecal en solución de

formaldehido 10%: a) Un frasco con 200 ml de solución de

formaldehido al 10%. b) Una probeta graduada de 100 ml. c) Un frasco conteniendo aproximada-mente

50 g de materia fecal con huevos y quistes de parásitos.

d) Un frasco (Gerber) con etiqueta. e) Abatelenguas de madera.

2. Para realizar el examen coproparasitos-

cópico en fresco: a) Frascos gotero con lugol. b) Frascos gotero con solución de NaCl a

0.85%. c) Aplicadores de madera. d) Portaobjetos de 26 x 76 mm. e) Cubreobjetos de 22 x 22 mm. f) Microscopio. g) Diapositivas

3. Para realizar el examen de sedimentación simple: a) Tubos cónicos de 15 ml. b) Frasco (Gerber). c) Pipetas Pasteur de tallo largo con bulbo

de caucho.

d) Cuadros de gasa de 12 x 12 cm. e) Embudos de plástico de 12 cm de

diámetro y tallo corto. f) Abatelenguas de madera. g) Portaobjetos de 26x76 mm. h) Cubreobjetos de 22x22 mm. i) Diapositivas.

IV. MÉTODO 1. Conservación de materia fecal en solución

de formaldehido: Demostración con diapositivas a) Con un abatelenguas, colocar apro-

ximadamente 5 g de materia fecal en el frasco de vidrio.

b) Añadir 15 ml de solución de for-maldehido caliente y mezclar con el abatelenguas hasta obtener una suspensión homogénea.

c) Etiquetar el frasco, con el nombre del paciente, número de muestra y fecha.

2. Coproparasitoscópico microscópico en fres-

co: Demostración con diapositivas a) Colocar una gota de solución NaCl al

0.85%, en un portaobjetos. b) Con un aplicador obtener aproximada-

mente 2 mg de la materia fecal y mezclarla en la gota de solución salina.

c) Hacer una suspensión uniforme y retirar los detritos macroscópicos.

d) Colocar un cubreobjetos y hacer la observación microscópica inmedia-tamente con los objetivos 10X y 40X.

e) En otro portaobjetos colocar una gota de lugol y continuar como con la gota de solución salina.

3. Coproparasitoscópico por sedimentación

simple: Demostración con diapositivas a) Con un abatelenguas colocar apro-

ximadamente 10 g de heces, en el frasco de vidrio.

b) Añadir 50 ml de agua de la llave. Hacer una suspensión homogénea.

c) Filtrar a través de la gasa y recoger el filtrado en el tubo cónico.

d) Dejar sedimentar durante 30 min. e) Decantar el sobrenadante. f) Con la pipeta Pasteur colocar una gota

del sedimento en un portaobjetos. g) Si el sedimento es grueso añadir una

gotita de solución salina.

h) Cubrir con una laminilla y observar en el microscopio con los objetivos 10X y 40X.

i) Colocar una gota del sedimento en otro portaobjetos y teñirla con lugol.

j) Cubrirla con una laminilla y observar en el microscopio con los objetivos 10X y 40X.

CUESTIONARIO PARA RESPONDER DURANTE LA PRÁCTICA Con el apoyo de la información recibida en el laboratorio conteste las siguientes preguntas: 1. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la búsqueda de huevos, quistes o larvas en heces?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

2. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la búsqueda de trofozoítos en heces?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

3. ¿Cuáles son las indicaciones para el uso de la cucharilla rectal?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

4. ¿Por qué se recomienda qué en los exámenes coproparasitoscópicos por concentración se estudien tres muestras seriadas de materia fecal?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

5. ¿Cuál es la función de las sustancias conservadoras como el alcohol polivinílico o el merthiolate-iodo-formol en los estudios coproparasitoscópicos?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

6. ¿Qué entiende por examen coproparasitoscópico cualitativo?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________


2.

MUESTRAS Y EXÁMENES ÚTILES PARA LA BÚSQUEDA DE PARÁSITOS EXTRAINTESTINALES

I. OBJETIVOS 1. Enlistar cinco ejemplos de muestras útiles

para la búsqueda de parásitos extraintestinales.

2. Describir como se realiza un frote san-guíneo y su tinción con colorante de Giemsa.

3. Enlistar cinco parasitosis en las que la biopsia es un recurso útil para su diagnóstico.

4. Describir la biopsia de músculo de rata infectada con Trichinella spiralis.

II. INTRODUCCIÓN La identificación de parásitos de localización extraintestinal, depende de su demostración en sangre, tejidos, exudados, esputo, aspirados, orina o LCR. La detección de parásitos sanguíneos (protozoos y helmintos) se logra mediante un examen directo en fresco, frote o gota gruesa. Mediante el examen directo en fresco se pueden detectar hemoflagelados o microfilarias, debido a su motilidad o a su gran tamaño. Sin embargo, es necesario realizar preparaciones teñidas, para visualizar las características morfológicas específicas, ya sea en extendido delgado o gota gruesa. En los exudados vaginal, uretral u orina, la búsqueda e identificación de Trichomonas vaginalis, se logra mediante el examen directo en fresco en base a su motilidad. En algunas parasitosis, la biopsia puede resultar de gran utilidad en la búsqueda del agente etiológico, p.e. trichinellosis,

onchocercosis, leishmaniasis y toxoplasmosis; ocasionalmente en cisticercosis. El material de biopsia, puede ser útil para hacer examen directo, comprimiendo la muestra entre dos portaobjetos o para hacer improntas (leishmaniasis). Si la biopsia es obtenida durante un proceso quirúrgico, puede fijarse y hacer cortes histológicos. Otros recursos útiles para el aislamiento de algunos protozoos sanguíneos, son el hemocultivo (medio NNN), el xenodiagnóstico y la inoculación en ratones. III. MATERIAL 1. Frote sanguíneo del ratón: Demostración con

diapositivas a) Torundas con etanol a 70 %. b) Un frasco gotero con metanol. c) Frascos con colorante de Giemsa. d) Frascos gotero con aceite de inmersión e) Soportes para portaobjetos. f) Pipetas Pasteur, con bulbo de caucho. g) Papel limpia lentes.

2. Examen directo en fresco, de sangre del ratón: Demostración con diapositivas Por laboratorio: a) Un ratón infectado con T. cruzi. b) Un par de guantes para cirujano. c) Unas tijeras rectas. d) Un frasco gotero con solución de NaCl a

0.85%. e) Portaobjetos 26x76 mm. f) Cubreobjetos 22x22 mm.

3. Describir como se realiza una biopsia de tejido

muscular: Demostración con diapositivas a) Fragmentos de tejido muscular, de rata in-

fectada con Trichinella spiralis, comprimidos entre dos portaobjetos.


IV. MÉTODO 1. Frote sanguíneo. Demostración con

diapositivas a) Con unas tijeras cortar el extremo distal

de la cola del ratón. b) Colocar una gota pequeña de sangre en

el extremo de un portaobjetos. c) Colocar sobre la gota el extremo de otro

porta-objetos y dejar que se extienda a lo largo del borde. Procurar que entre ambos portaobjetos se forme un ángulo de aproximadamente 45°.

d) Con movimiento firme hacer el exten-dido. Este debe cubrir aproximadamente, tres cuartas partes del portaobjetos y no presentar “escalones” o alguna otra irregularidad.

e) Dejar secar el extendido a temperatura ambiente.

f) Inclinar la preparación y escurrirle metanol para fijarlo.

g) Colocar el frote, ya fijado, sobre el soporte para portaobjetos, cubrirlo con el colorante de Giemsa y dejarlo actuar durante 30 min.

h) Lavar al chorro de agua de la llave, en forma suave y breve.

i) Observar en el microscopio con el objetivo 100X.

2. Examen directo en fresco de sangre.

Demostración con diapositivas. a) Cortar con las tijeras un pequeño frag-

mento de la porción distal de la cola del ratón infectado con T. cruzi.

b) Observar en el microscopio con los ob-jetivos de 40X y 100X.

3. Biopsia de músculo de rata: Demos-

tración con diapositivas a) Observar en el microscopio con el ob-

jetivo 10X y luego con el de 40X. CUESTIONARIO PARA RESPONDER DURANTE LA PRÁCTICA Con el apoyo de la información recibida en el laboratorio, conteste las siguientes preguntas: 1. Escriba cinco parasitosis extraintestinales en las que sea de utilidad diagnóstica la biopsia:

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

2. Mencione dos protozoosis extraintestinales en las que el frote de sangre sea de utilidad diagnóstica: _________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

3. ¿Qué parásitos extraintestinales se pueden demostrar mediante un examen directo en fresco?: _________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

4. En el hombre ¿en qué productos biológicos se puede realizar la búsqueda de Trichomonas vaginalis?: _________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

_________________________________________

5. Correlaciona las siguientes columnas: ( ) Impronta A) Leishmaniasis

cutánea

( ) Frote y gota gruesa intestinal

B) Amibiasis

( ) Cultivo de heces

C) Tricomoniasis urogenital

( ) Examen directo de

secreción vaginal

D) Malaria

( ) Xenodiagnóstico americana

E) Tripanosomiasis


3 y 4.

DIAGNÓSTICO DE GIARDIASIS Y CRIPTOSPORIDIOSIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los exámenes de laboratorio

utilizados para el diagnóstico de la giardiasis y criptosporidiosis.

2. Mencionar los productos en que debe

buscarse Giardia lamblia y Cryptosporidium sp.

3. Reconocer microscópicamente trofozoítos

y quistes de G. lamblia. 4. Reconocer microscópicamente los ooquis-

tes de Cryptosporidium sp. II. INTRODUCCIÓN Giardia lamblia es un enteropatógeno flagelado que se localiza usualmente en las criptas de la mucosa del duodeno y la porción inicial del yeyuno. Clínicamente hay datos que permiten sospechar el diagnóstico de giardiasis, sin embargo es recomendable confirmarlo mediante exámenes de laboratorio. El producto idóneo para buscar G. lamblia, es la materia fecal y el tipo de examen que se realice, dependerá de su consistencia; así, en el caso de evacuaciones líquidas o pastosas el examen indicado será microscópico directo en fresco, para realizar la búsqueda de trofozoítos, con su característica forma piriforme y su disco suctor en el tercio anterior, así como un par de núcleos y cuatro pares de flagelos que le confieren su movilidad característica (fig. 4.1, pág.68). Si las heces son formadas se emplearán métodos de concentración por flotación o sedimentación para realizar la búsqueda de quistes. Éstos presentan una forma ovoidal

con dos a cuatro núcleos en su interior. A los lados de los núcleos pueden verse los flagelos retraídos, así como sus axonemas ubicados longitudinalmente al diámetro mayor del quiste (fig. 4.2, pág. 68). Tanto en heces diarreicas como en formadas es posible realizar la búsqueda de antígeno mediante las técnicas de ELISA y CIEF. Cuando no se logre encontrar G. lamblia después de practicar varios exámenes de materia fecal, deberá recurrirse al estudio microscópico de contenido duodenal obtenido por sondeo o si se cuenta con otros instrumentos como la cápsula de Beal, Crosby-Kugler-Watson; ésta última también sirve para obtener biopsia. Actualmente se puede recurrir a técnicas inmunológicas tales como: hemaglutinación indirecta, ELISA, CIEF e immunoblot. La cryptosporidiosis es una entidad en la que el agente etiológico se reconoció como patógeno para el hombre hasta 1976, en esa época se asoció en pacientes con síndrome de inmunodeficiencia adquirida o inmuno-comprometidos y actualmente también en individuos inmunocompetentes. El agente causal, Cryptosporidium, se localiza en el intestino delgado, por lo tanto el producto donde debe buscarse es la materia fecal y el método más eficiente es el de concentración por flotación con sacarosa (Sheather), donde se estudia el sobrenadante microscópicamente en contraste de fase. Para reconocer los ooquistes con menos dificultad se puede recurrir a diferentes tinciones, entre otras: Giemsa, Ziehl-Neelsen modificado o Kinyoun.


4.2 Quistes de Giardia lamblia con su característica forma ovoidal. 1000X.

4.3 Ooquiste de Cryptosporidium sp. (O) teñido en tinción de Kinyoun. Obsérvense las levaduras

circundantes (L). Colección: O. Vázquez, inmersión

Con ésta última tinción los ooquistes se observan como estructuras redondeadas de aproximadamente 5 µm de diámetro con una pared oquística no refringente, que se tiñen de un color rojo brillante. Ocasionalmente es posible ver delineados en su interior cuatro esporozoítos (fig. 5.3, pág. 183). También se puede recurrir a la técnica de inmunofluorescencia directa (heces) con anticuerpos monoclonales; determinación de anticuerpos IgG e IgM por inmunofluorescencia y ELISA. III. MATERIAL 1. Un frasco con materia fecal que con-tenga

quistes de G. lamblia. 2. Serie de transparencias con el proce-

dimiento de la cápsula de Beal. 3. Preparaciones fijas con trofozoítos y

quistes de G. lamblia. 4. Papel limpia lentes. 5. Frasco con aceite para inmersión. 6. Preparaciones fijas con ooquistes de

Cryptosporidium sp. 7. Una preparación de heces de ratón con

Cryptosporidium sp. fijada con metanol. 8. Microscopios. 9. Portaobjetos de 26x76 mm. 10. Cubreobjetos 22x22 mm. 11. Diapositivas. 12. Material para la tinción de Kinyoun IV. MÉTODO 1. Observar las preparaciones fijas en el

microscopio, con los objetivos 40X y 100X e identificar quistes y trofozoítos de G. lamblia y ooquistes de Cryptosporidum sp.

2. Tinción de Kinyoun: a) Preparar un extendido de heces frescas o

conservadas en formol; dejar secar al aire.

b) Fijar la preparación con metanol durante 1 min, dejar secar.

c) Cubrir la preparación con carbol-fuscina y teñir durante 5 min.

d) Lavar con alcohol-ácido y enjuagar con agua de la llave.

e) Teñir con azul de metileno de Löeffler durante 1 min; lavar con agua de la llave y dejar secar al aire.

f) Examinar la preparación en el microscopio, con los objetivos 10X, 40X y 100X. Los ooquistes de Cryptosporidium se tiñen de color cereza.

4.1 Trofozoítos de Giardia lamblia, mostrando su típica forma piriforme, así como sus flagelos. Microscopia de contraste de

fases. Colección: M. Ponce-Martínez, 1000X.



A

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA En base a la información recibida en el laboratorio conteste las siguientes preguntas. 1. Mencione dos productos biológicos útiles para realizar el diagnóstico de la giardiasis: ____________________________________

____________________________________

2. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para el diagnóstico de la giardiasis aguda?: ____________________________________

____________________________________

3. ¿Cuál es la fase del parásito que se observa en este examen?: ____________________________________

____________________________________

4. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para el diagnóstico de la giardiasis crónica?: ____________________________________

____________________________________

5. ¿Cual es la indicación para solicitar exámenes especiales como el sondeo duodenal o la cápsula de Crosby-Kugler-Watson?: ____________________________________

____________________________________

6. Con el apoyo de los siguientes esquemas escriba: 6A. Nombre del parásito y fase en la que se encuentra. ____________________________________

____________________________________

Nombre de las estructuras señaladas con flechas:

a.___________________________________

b.___________________________________

c.___________________________________

B C

6B. Nombre del parásito y fase en la que se encuentra: ____________________________________

____________________________________ Nombre de las estructuras señaladas con flechas: a.___________________________________

b.___________________________________

c.___________________________________

d.___________________________________

e.___________________________________

6C.1 Nombre del parásito y fase en la que se encuentra. 6C 2. Exámenes de laboratorio útiles para su

diagnóstico. 6C 3. Nombre de las estructuras señaladas con

flechas. 6C.1.__________________________________

______________________________________

6C.2. _________________________________

______________________________________

______________________________________

______________________________________

6C.3. a. _______________________________



5. DIAGNÓSTICO DE AMIBIASIS

I. OBJETIVOS 1. Analizar y discutir las ventajas y desventajas

de los recursos de laboratorio, disponibles actualmente para el diagnóstico de los diferentes cuadros clínicos de entamoebosis.

2. Mencionar las indicaciones de cada uno de

los exámenes de laboratorio utilizados en el diagnóstico de amibiasis.

3. Citar los productos útiles que deben tomarse

para la búsqueda de Entamoeba histolytica. 4. Reconocer microscópicamente trofozoítos y

quistes de E. histolytica. II. INTRODUCCIÓN Una de las protozoosis intestinales con las que se enfrenta el médico con cierta frecuencia es la amibiasis. Desde el punto de vista clínico esta parasitosis es similar a otras entidades por lo que es muy importante recurrir a diferentes exámenes de laboratorio, que permitan poner en evidencia al agente etiológico que es E. histolytica. Ahora bien, es relativamente fácil la búsqueda de trofozoítos y quistes de este protozoo, en la materia fecal. Los trofozoítos miden de 10 a 65 micrómetros de diámetro. En su citoplasma se puede diferenciar el ectoplasma hialino hacia la periferia, así como un endoplasma granuloso con aspecto de vidrio molido. Su núcleo, localizado hacia el centro muestra un endosoma central, con gránulos de cromatina pequeños adosados a la membrana nuclear. Los trofozoítos poseen movimiento activo, resultante de la formación de seudópodos (prolongaciones digitiformes de endoplasma) fig. 5.1 pág. 71).

Los quistes de E. histolytica miden de 5 a 20 micrómetros con una forma ovoide o esférica dada por su pared quística. En los quistes maduros se pueden observar cuatro núcleos con cariosoma central y cromatina fina periférica (fig. 5.2 pág. 71). El diagnóstico también se puede realizar durante la búsqueda de antígeno en heces con la técnica de ELISA. Pero cuando se aloja fuera del intestino por ejemplo en hígado, pulmón u otros tejidos, no es fácil su hallazgo por los métodos de laboratorio rutinarios, sino que se tiene que recurrir a la biopsia o la detección de anticuerpos específicos mediante técnicas como: contrainmunoelectroforesis, inmunodifusión, ELISA, inmunoelectroforesis hemagluti-nación indirecta, inmunofluorescencia o fijación del complemento. En el intestino es posible encontrar protozoos u otros elementos que en un examen microscópico de heces, pueden llegar a confundirse con E. histolytica tales como: E. coli, E. hartmanni, Endolimax nana o macrófagos, entonces es necesario conocer sus características morfológicas para evitar errores de diagnóstico, que en última instancia perjudican al enfermo. Por lo comentado, es importante para el estudiante de medicina que en un futuro atenderá pacientes, se familiarice con los distintos métodos de laboratorio con los que se cuenta actualmente para realizar correctamente el diagnóstico de los diferentes tipos clínicos de amibiasis, sus ventajas y desventajas, los productos que deben tomarse para buscar E. histolytica y por último, interpretar los resultados que le proporciona el laboratorio, efectuando una correlación razonable con los datos clínicos que presente el paciente.


III. MATERIAL 1. Un frasco con heces que contengan quistes

de E. histolytica, E. coli y Endolimax nana. 2. Pipetas Pasteur y bulbos de caucho. 3. Portaobjetos de 26x76 mm. 4. Cubreobjetos de 22x22 mm. 5. Aplicadores de madera. 6. Medio de cultivo con trofozoítos de E.

histolytica. 7. Aceite para inmersión 8. Frasco gotero con solución salina isotónica. 9. Frasco gotero con lugol parasitológico. 10. Microscopios ópticos. 11. Preparaciones fijas de heces con

trofozoítos y/o quistes de E. histolytica, E. coli y E. nana.

12. Preparaciones con cortes histológicos de tejidos con trofozoítos de E. histolytica.

13. Diapositivas. IV. MÉTODO 1. Realizar un examen directo en fresco, a

partir del medio de cultivo y observar la morfología y movilidad de los trofozoítos de E. histolytica con los objetivos 10X, 40X.

2. Realizar un examen coproparasitoscópico

en fresco: a) Colocar una gota de solución de cloruro

de sodio a 0.85% sobre un portaobjetos. b) Tomar con un aplicador apro-

ximadamente 2 mg de la materia fecal y mezclarla con la gota de solución salina.

c) Hacer una suspensión uniforme y retirar los detritos macroscópicos.

d) Cubrir con una laminilla y efectuar la observación microscópica, con los objetivos 10X y 40X.

e) En otro portaobjetos depositar una gota de lugol.

f) Continuar con los incisos b) al d). 3. Hacer una preparación teñida con lugol de

las heces formadas para identificar y diferenciar quistes de E. histolytica, E. coli y E. nana. Hacer la observación microscópica con los objetivos de 10X y 40X.

4. Observar microscópicamente las prepara-

ciones con cortes de tejido, con los objetivos de 10X, 40X y 100X. Describir la morfología de los trofozoítos de E. histolytica.

5. Observar microscópicamente las prepara-ciones fijas de materia fecal, con objetivos 10X y 100X, para identificar trofozoítos de E. histolytica y quistes de E. histolytica, E. coli y E. nana.

5.1 Examen microscópico en fresco de materia fecal. Obsérvese un trofozoíto de Entamoeba histolytica con

varios eritrocitos fagocitados. Colección: R. Álvarez, 40X.

5.2 Quiste de Entamoeba histolytica en el que se aprecian cuatro núcleos con su cariosoma central. Colección: J.

Tay, 100X.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA 1. Correlaciona las siguientes columnas anotando la letra correcta en el paréntesis

correspondiente:

A) Examen de elección en el diagnóstico de la entamoebosis intestinal aguda.

( ) Hemaglutinación indirecta.

B) El método de laboratorio más adecuado para confirmar el diagnóstico del absceso hepático entamoebiano es.

( ) Examen directo en fresco. ( ) Impronta.

C) Es de utilidad para buscar trofozoítos en Entamoeba histolytica en úlceras cutáneas.

( ) Coproparasitoscópico de concentración

flotación de tipo cualitativo. D) Para la confirmación diagnóstica de una

entamoebosis intestinal crónica es de utilidad realizar.

2. En el siguiente esquema, escriba lo que a continuación se indica.

2A.Nombre del parásito y fase en la que se encuentra: ___________________________________ 2B. Nombre de las estructuras señaladas con letras: a.___________________________________ b.___________________________________

c.___________________________________ d.___________________________________

e.___________________________________ f.___________________________________

g.___________________________________


3 Con base a la información recibida en el laboratorio, escriba los nombres de las estructuras parasitarias que se muestran en las siguientes fotografías:


6.1 Trofozoítos de Balantidium coli en un examen directo en fresco de materia fecal. Colección: R. Álvarez, 40X.

6.

DIAGNÓSTICO DE BALANTIDIASIS Y BLASTOCISTOSIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los exámenes de laboratorio

utilizados para el diagnóstico de balantidiasis y blastocistosis.

2. Mencionar los productos en los cuales

deben buscarse Balantidium coli y Blastocystis hominis.

3. Reconcer trofozoítos de B. coli en cortes

histológicos. II. INTRODUCCIÓN La balantidiasis es una protozoosis cuyas manifestaciones clínicas son muy similares a las que se presentan en la amibiasis, shigelosis y otras, por lo que debe recurrirse a exámenes de laboratorio para demostrar el agente etiológico: Balantidium coli. Esta protozoosis es quizá la más fácil de diagnosticar con exámenes de laboratorio que son sencillos, rápidos y baratos. Ahora bien, el tipo de examen dependerá de la consistencia de la materia fecal que es el producto que debe estudiarse; si es líquida o pastosa debe recurrirse al examen microscópico directo en fresco. En el que se deberán buscar trofozoítos grandes (58-120 µm) de forma ovoidal, rodeados de cilios. En su citoplasma es posible observar vacuolas alimenticias y contráctiles, así como un macronúcleo en forma de riñón (fig. 6.1, pág. 75). Si la materia fecal es formada, deberá estudiarse por métodos de concentración para buscar quistes. Éstos presentan forma esférica o ligeramente ovoidal y miden de 40 a 65 µm y se encuentran rodeados por una pared quística gruesa transparente en el interior de la cual se observa al macronúcleo y una hilera de cilios (fig. 6.2, pág. 76).

Blastocystis hominis por mucho tiempo fue confundido con levaduras intestinales del hombre debido a su frecuente presencia en las heces. Actualmente, con los avances en ultramicroscopia y medios de cultivo, se ha logrado establecer claramente taxonómi-camente su posición de protozoo. La clasificación taxonómica lo incluye como un rizopoda del orden Amoebidae, y se propone su ubicación en el suborden Blastocystina. Morfológicamente son células esféricas, de tamaño variable, multinucleadas, con membrana limitante, sin forma quística y gran cantidad de organelos y con mitocondria. Se multiplican principalmente por fisión binaria, pero también mediante endodiogenia y esquizogonia. Su hábitat es el intestino del hombre y de otros primates.


III. MATERIAL 1. Pipeta Pasteur con bulbo de caucho. 2. Cultivo de ciliados. 3. Aceite para inmersión. 4. Corte histológico de colon, con trofozoítos

de B. coli. 5. Portaobjetos 26x76 mm. 6. Cubreobjetos 22x22 mm. 7. Diapositivas. 8. Preparaciones fijas de B. hominis IV. MÉTODO 1. Examen en fresco del cultivo de ciliados. a) Observar las preparaciones fijas de corte de intestino con B.coli en el microscopio, con los objetivos 10X y 40X. b) Identificar protozoos ciliados.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Con base en la información recibida durante su práctica de laboratorio, escriba lo que a continuación se le indica: 1. Nombre del parásito y fase en la que se

encuentra. 2. Exámenes de laboratorio útiles para su

diagnóstico. 3. Nombre de las estructuras señaladas con

flechas.

1.________________________________

_________________________________

2. ________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

3. a. ______________________________

b. ________________________________

c. ________________________________

d. ________________________________

6.2 Trofozoíto de Balantidium coli en el que se aprecia el macronúcleo de forma arriñonada. Colección: I. de Haro,

40X.



7.

DIAGNÓSTICO DE TENIASIS E HIMENOLEPIASIS

I. OBJETIVOS 1. Mencionar los exámenes de laboratorio

empleados para el diagnóstico de teniosis, sus ventajas y limitaciones.

2. Elaborar un cuadro sinóptico, seña-lando

las diferencias morfológicas que existen entre Taenia solium y Taenia saginata.

3. Reconocer en preparaciones fijas, es-

cólices y proglótidos grávidos de T. solium y T. saginata.

4. Enlistar los exámenes coproparasitos-

cópicos útiles para el diagnóstico de la himenolepiasis.

5. Identificar microscópicamente las es-

tructuras que elimina en heces un paciente con himenolepiasis.

II. INTRODUCCIÓN Los agentes etiológicos de la teniosis: Taenia solium y T. saginata, se localizan en el intestino delgado del hombre, que es el único huésped definitivo de estos céstodos. Un dato importante que orienta al diagnóstico de teaniosis, es el antecedente de la expulsión de proglótidos en las heces en forma espontánea, lo cual es frecuente en el caso de T. saginata, aunque a veces también sucede en el caso de infección por T. solium. El individuo que aloja una tenia puede eliminar proglótidos junto con las heces, los cuales miden de 10 a 20 mm de longitud por 5 a 7 mm de ancho y son blanquecinos. Ocasionalmente se pueden encontrar huevos en la materia fecal y deben reportarse como Taenia sp., ya que es imposible distinguir

microscópicamente a qué especie de Taenia corresponden (fig. 7.1, pág. 77).

Independientemente de que solamente los huevos de T. solium son infectantes para el hombre; es recomendable que todos los proglótidos de Taenia solium que se manipulen en el laboratorio, se manejen con cuidado. Los procedimientos para la búsqueda de huevos de Taenia sp. en heces, como el examen coproparasitoscópico, tienen una sensibilidad de alrededor de 50 %. Otro recurso es el método de Graham. Para identificar específicamente a los proglótidos grávidos, se requiere aclararlos con solución alcohol-formol-ácido acético (AFA) o teñirlos con carmín de Semichón para poder realizar el conteo de las ramas uterinas. T. saginata posee entre 14 y 20 a cada lado del útero, mientras que T. solium solamente presenta de 7 a 13 (fig. 7.2, pág. 78 y fig. 7.3, pág. 78).

7.1 Huevo de Taenia sp. mostrando su característica cubierta radiada y el embrión hexacanto en su interior. Microscopia de contraste

interferencial diferencial de Nomarski. Colección: O. Vázquez, 1650X.

10.2 Proglótido de Taenia solium donde se aprecian las ramas uterinas.

Contraste con tinta negra. Colección: J. Zayman.

10.3 Proglótido grávido de Taenia saginata mostrando sus ramas uterinas.

Técnica de contraste con tinta negra. Colección: J. Zayman.

10.4 Escólex de Taenia solium mostrando su rostelo con una doble

corona de ganchos y cuatro ventosas. Colección: J. Tay.

10.5 Escólex de Taenia saginata mostrando sus cuatro ventosas.

Colección: J. Tay.

En pacientes con el antecedente de eliminación de proglótidos se recomienda que, después del tratamiento, se colecte la materia fecal eliminada a las 24, 48 y 72 horas y que se envíe al laboratorio cada día, en donde mediante el tamizado de las mismas se buscarán los proglótidos y el escólex para identificación de especie y comprobación de eliminación del parásito (figs. 7.4 y 7.5, pág. 78).

Posiblemente el método de elección a futuro, será el de hibridación directa utilizando sondas de DNA marcadas con radioactividad, que detecta hasta un huevo y además distingue las dos especies de Taenia. Otra técnica prometedora es la detección de antígenos en heces mediante la técnica de ELISA.



La himenolepiasis es una parasitosis causada por céstodos del género Hymenolepis; principalmente por la especie nana, que afecta frecuentemente a niños. Ocasionalmente el hombre se infecta con H. diminuta, que tiene como huéspedes definitivos a ratas y ratones. Hymenolepis nana es el céstodo más pequeño que parasita al intestino delgado (íleon) de los humanos, donde se encuentra en gran cantidad, a veces varios miles. Mide de 3 a 4 cm de longitud por 1 a 2 mm de ancho; presenta un escólex con cuatro ventosas y un rostelo retráctil armado con una corona de ganchos; la cadena estrobilar la constituyen proglótidos trapezoidales. Los huevos salen en las heces al desintegrarse los proglótidos grávidos que se caracterizan por tener una corteza gruesa y transparente, provista de engrosamientos polares, de los que sale un par de filamentos y dentro se encuentra el embrión hexacanto (fig. 7.6). Los huevos de H. diminuta son similares a los de H. nana, pero son más grandes y sin filamentos polares. El diagnóstico de la himenolepiasis en el laboratorio, se logra fácilmente por la observación de huevos en las heces de los individuos infectados, mediante exámenes coproparasitoscópicos de concentración por flotación (Faust, Willis), por sedimentación simple o método de Ritchie. También es útil el examen microscópico en fresco (fig. 7.7). Los adultos de H. nana, rara vez se encuentran en las heces, debido al tamaño tan pequeño y a la destrucción que sufren en el intestino.

7.6 Huevo de Hymenolepis nana. Obsérvese los engrosamientos polares y su embrión hexacanto.

Microscopia de campo claro 1000X.

7.7 Huevo de Hymenolepis diminuta en el que se aprecia el embrión hexacanto.

Microscopia de campo claro 1000X.

III. MATERIAL 1. Un frasco con proglótidos de T.saginata,

conservados en AFA. 2. Estereomicroscopio. 3. Preparaciones fijas con proglótido in-

maduro, maduro y grávido de T. solium, proglótido inmaduro, maduro y grávido de T. saginata y huevos de Taenia sp.

4. Microscopios. 5. Diapositivas. 6. Un frasco conteniendo materia fecal con

huevos de H. nana. 7. Aplicadores de madera. 8. Frascos gotero con lugol. 9. Frascos gotero con solución salina. 10. Portaobjetos de 26x76 mm. 11. Cubreobjetos de 22x22 mm. 12. Preparaciones permanentes con adultos,

huevos y cisticercoides de H. nana. IV. MÉTODO 1. Observación macroscópica de los pro-

glótidos contenidos en el frasco. 2. Observar con el microscopio estereos-

cópico las preparaciones fijas con los objetivos 10X y 40X.

3. Hacer un examen coproparasitoscópico en

fresco (ver Práctica 1). 4. Observar al microscopio las preparaciones fijas con los objetivos 10X y 40X. CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA 1. En base a las estructuras señaladas en los escólex abajo esquematizados haga la identificación de la especie de Taenia a la que corresponde cada uno:

____________________________________ 2. De acuerdo a los proglótidos esquematizados abajo escriba a que especie de Taenia corresponde cada uno y en que fase se encuentran: A) B) A) __________________________________

____________________________________

____________________________________

B) __________________________________

____________________________________

____________________________________

3. ¿Cuál es el método de laboratorio de elección para el diagnóstico de la teniasis? ____________________________________


Con base en la información recibida en el laboratorio, escriba los nombres de las estructuras parasitarias esquematizadas a continuación: ____________________________________ ____________________________________ A continuación conteste las siguientes preguntas de manera breve y concisa. 1. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la himenolepiasis?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

2. ¿Cuáles son las características morfológicas de un adulto de Hymenolepis nana?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________


8 y 9. DIAGNÓSTICO DE GEOHELMINTIASIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los exámenes de laboratorio útiles

en el diagnóstico de las geohelmintiasis. 2. Discutir la utilidad de los exámenes cuan-

titativos en la valoración de la intensidad de las infecciones por geohelmintos.

3. Diferenciar macroscópicamente adultos de

Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura y uncinarias.

4. Identificar microscópicamente huevos de A.

lumbricoides, T. trichiura y uncinarias, así como larvas rabditoides de Strongyloides stercoralis.

II. INTRODUCCIÓN Los agentes etiológicos de las geohelmintiasis son: T. trichiura, A. lumbricoides, S. stercoralis, Necator americanus y Ancylostoma duodenale. Todos excepto T. trichiura tienen ciclo migratorio por hígado, corazón, pulmones para finalmente establecerse en intestino delgado. T. trichiura se localiza en el ciego. Una vez establecidos los adultos en el intestino delgado o grueso y cuando alcanzan su madurez sexual, se eliminan las formas diagnósticas en la materia fecal; así por medio de métodos de concentración por flotación o sedimentación se llega al diagnóstico. En la tricocefalosis el diagnóstico se establece por el hallazgo de huevos en las heces (fig. 8.1, pág. 82). El diagnóstico se puede establecer por medio de la observación directa de los adultos, al efectuar la rectosigmoidoscopia o en la mucosa rectal prolapsada (fig. 8.2, pág. 82). El diagnóstico de la ascariasis se fundamenta en el hallazgo de huevos en las heces.

También resultan útiles en el diagnóstico de las ascariasis, las pruebas inmunológicas, sobre todo en etapas tempranas de la infección: hemaglutinación indirecta, contrainmunoelectroforesis (CIEF) e inmunodifusión (fig. 8.3, pág. 84). En la ascariasis masiva los pacientes pueden eliminar adultos por la boca, narinas y otros orificios; también pueden observarse en estudios radiológicos cuando se utiliza medio de contraste. En el empiema por ruptura de un absceso hepático ocasionado por A. lumbricoides, puede buscarse huevos en el aspirado pleural. En la necatoriasis, mediante exámenes CPS cualitativos, no es posible definir la especie de uncinaria de que se trate, debido a que en la fase de huevo, comparten características morfológicas. La diferenciación entre N. americanus y A. duodenale, se logra con las características morfológicas de las larvas filariformes obtenidas en el cultivo de heces (Harada-Mori) (fig. 8.4, pág. 84). El diagnóstico de la estrongiloidosis, se logra en el laboratorio con la demostración de larvas o huevos en muestras de heces, esputo o contenido duodenal obtenido por aspiración o cápsula de Beal. En las heces recientes, se pueden identificar larvas rabditoides y en heces que han permanecido a temperatura ambiente durante 24 h, si se encuentran larvas deben diferenciarse de las de uncinarias. Los exámenes CPS utilizados frecuentemente para la identificación de larvas de S. stercoralis son los de concentración (Faust, Willis). El de Baermann es un procedimiento sencillo y sensible en estrongiloidosis asintomática, cuya importancia se ha incrementado en pacientes inmunocomprometidos y que se encuentran en riesgo de desarrollar autoinfección interna que lleva a una complicación fulminante y fatal.


8.1 Huevos de Trichuris trichiura mostrando su característica forma de barril y sus tapones polares mucilaginosos, así como

la masa embrionaria interior. Microscopia de campo claro. Colección: J. Tay, 400X.

8.2 Prolapso rectal por Trichuris trichiura, obsérvense los parásitos adheridos a la mucosa rectal prolapsada.

Colección: F. Beltrán.

En las geohelmintiasis es importante valorar la intensidad de la infección (leve moderada o grave) o la eficacia del tratamiento, mediante exámenes CPS cuantitativos como: Stoll, Kato-Miura o Kato-Katz.

Ocasionalmente en los exámenes de las heces no se detectan huevos, aun haciéndolos en forma correcta y esto puede deberse a que los helmintos sean machos o a que no hayan alcanzado la madurez sexual. III. MATERIAL 1. Frasco con adultos de A. lumbricoides.

2. Frasco conteniendo materia fecal con larvas de S. stercoralis y huevos de A. lumbricoides, T. trichiura y uncinarias.

3. Cajas de Petri. 4. Pipetas Pasteur con bulbo de caucho.

5. Cuadros de celofán de 22x30 mm, en solución de verde de malaquita-glicerol. 6. Toallas de papel absorbente. 7. Pinzas. 8. Frasco gotero con lugol. 9. Aplicadores de madera. 10. Portaobjetos de 26x76 mm. 11. Cubreobjetos de 22x22 mm. 12. Microscopios ópticos. 13. Estereomicroscopios. 14. Cultivos de Harada-Mori (demostrativos). 15. Dispositivos de Baermann. 16. Frasco con adultos de T. trichiura. 17. Preparaciones fijas de geohelmintos. 18. Diapositivas. IV. MÉTODO 1. Colocar en una caja de Petri, un adulto de A. lumbricoides. a) Identificar las características morfológicas macroscópicas con el estereomicroscopio. 2. Método de Kato-Miura. a) Colocar aproximadamente 50 mg de heces en un portaobjetos y cubrirlo con un cuadro de celofán. b) Invertir la preparación, colocarla sobre una toalla de papel absorbente y presionar para distribuir uniformemente la materia fecal. c) Dejar la preparación en la estufa a 40°C durante 30 min o una hora a temperatura ambiente. Así se aclaran las heces pero no los huevos de las helmintias. 3. Observar las preparaciones fijas de los

geohelmintos.


8.3 Huevos fértiles de Ascaris lumbricoides corticados y decorticados mostrando en su interior la masa embrionaria (ME) en desarrollo.

Colección: R. Álvarez.


8.4 Huevo de uncinaria mostrando su pared delgada y masa embrionaria interna en proceso de blastogénesis. 400X.


DIFERENCIAS ENTRE LARVAS FILARIFORMES (F3)

Característica diferencial Necator americanus Ancylostoma duodenale Strongyloides stercoralis

Tamaño sin vaina

590 µm 660 µm 500 µm

Tamaño con vaina

650 µm 720 µm Generalmente sin vaina

Extremo bucal

Redondeado Aplanado (chato) Redondeado

Espículas bucales

Oscuras, gruesas,

quitinosas

Menos visibles Ausentes

Extremo anterior

Igual de ancho que el esófago

Menos ancho que el esófago

Igual de ancho que el esófago

Extremo caudal

Agudo, muy afilado Cónico Aplanado, bífido

Extremo caudal (vaina)

Estriaciones netas Estriaciones conspicuas

Elaboró: Dra. Irene de Haro Arteaga, 2002.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Relacione los enunciados con las imágenes presentadas y anote la letra correspondiente en cada paréntesis:

A. Huevo infértil de Ascaris lumbricoides (óvulo). B. Huevo fértil decorticado de A. lumbricoides. C. Huevo larvado de segundo estadio de A. lumbricoides. D. Huevo fértil corticado de A. lumbricoides. E. A. lumbricoides hembra. F. A. lumbricoides macho.

Conteste las siguientes preguntas: 1. ¿Cuál es el examen de laboratorio más adecuado para realizar el diagnóstico de la ascariosis?: ____________________________________

____________________________________

2. ¿Cuál es el criterio para realizar un diagnóstico de tricocefalosis masiva mediante exámenes de laboratorio?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

3. ¿Cuál es la forma diagnóstica más frecuentemente encontrada en heces en la estrongiloidosis?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

4. ¿Mediante qué examen de laboratorio se

puede establecer el diagnóstico de

necatoriasis masiva?:

____________________________________

____________________________________

____________________________________

5. ¿Qué resultado espera encontrar en un coproparasitoscópico cuantitativo para considerar a una ascariasis como masiva?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

6. ¿En qué situaciones es posible encontrar todos los exámenes coproparasitoscópicos negativos a pesar de estar cursando el paciente con ascariasis intestinal?: ____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________


10. DIAGNÓSTICO DE ENTEROBIASIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los exámenes de laboratorio, útiles

en la búsqueda de Enterobius vermicularis. 2. Describir el método de Graham. 3. Discutir las condiciones en que se debe practicar el Graham a un paciente. II. INTRODUCCIÓN La enterobiasis es una parasitosis que afecta frecuentemente a grupos de personas que viven en hacinamiento; se adquiere por la ingestión de huevos de E. vermicularis, a través de la contaminación de las manos al rascarse la región perianal y posteriormente llevárselas a la boca; otro mecanismo es por contagio por la convivencia con individuos portadores del parásito o por diseminación de huevos por el polvo. Los gusanos adultos se localizan en la región íleocecal del intestino, donde permanecen adosados por medio de sus expansiones cuticulares cefálicas (alulas). Para establecer el diagnóstico de certeza, es necesario demostrar los adultos en heces o huevos del parásito en la región perianal del huésped, mediante el método de Graham. Por este método, los huevos quedan adheridos a un trozo de cinta adhesiva transparente. Los huevos de E. vermicularis miden aproximadamente 60 µm de largo por 20 a 30 de ancho. Son de forma ovalada, aplanados por uno de sus lados, con uno de sus extremos más ancho que el otro. Se encuentran rodeados por una capa transparente refringente con dos cubiertas (fig. 10.1, pág. 88).

El estudio debe realizarse por la mañana, antes de que el sujeto haya defecado o se haya bañado, es recomendable hacerlo en tres días sucesivos. También es conveniente recomendar a la madre que no le aplique talcos ni aceites al niño en la región perianal ya que esto puede interferir con la lectura de las muestras. El diagnóstico específico, también puede establecerse mediante la identificación de adultos (hembras) que abandonan el intestino durante la noche. Estos gusanos son pequeños, blanquecinos y de aspecto filiforme (fig. 10.2, pág. 88). III. MATERIAL 1. Preparaciones fijas con huevos de E.

vermicularis. 2. Preparaciones fijas con adultos de E.

vermicularis. 3. Preparaciones fijas con corte histológico

de apéndice. 4. Microscopios. 5. Diapositivas. IV. MÉTODO DE GRAHAM 1. Sobre el extremo de un abatelenguas, colocar 8 cm de cinta adhesiva transparente con la parte engomada hacia afuera y sostenerla contra el abatelenguas con los dedos índice y pulgar: a) Colocar al paciente de manera que quede expuesta la región perianal; presionar la cinta


10.1 Huevos de Enterobius vermicularis mostrando en su interior una larva en desarrollo, enrollada

sobre si misma. Microscopia de campo claro 1000X. Colección: R. Álvarez.

adhesiva contra dicha región hacia la izquierda y la derecha, teniendo cuidado de cubrir toda el área entre la mucosa y la piel. b) Pegar la cinta sobre un portaobjetos y rotular con los datos del paciente. c) Examinar la preparación en el microscopio con los objetivos de 10X y 40X. 2. Observar las preparaciones fijas con los objetivos 10X y 40X.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Con base a la información recibida en el laboratorio y apoyándose en los esquemas inferiores escriba: A. Nombre del parásito y fase en que se encuentra. B. Tipo de examen de laboratorio más adecuado para su identificación. C. El nombre de la estructura señalada con la flecha.

A.________________________________

B.________________________________

C.________________________________

A.__________________________________

B.__________________________________

C.__________________________________

10.2 Ejemplares adultos de Enterobius vermicularis macho y hembra.

Colección: R. Álvarez.


11.1 Trofozoítos de Toxoplasma gondii provenientes de exudado peritoneal, nótese su característica forma de arco. Tinción de Giemsa. Colección: R. Álvarez. Microscopia de

campo claro 1000X.


11. DIAGNÓSTICO DE TOXOPLASMOSIS

I. OBJETIVOS 1. Mencionar los exámenes de laboratorio

directos indirectos que se usan para el diagnóstico de toxoplasmosis.

2. Interpretar los resultados de los métodos

indirectos y correlacionarlos con los diferentes tipos clínicos de toxoplasmosis.

3. Reconocer microscópicamente trofozoítos

y quistes de Toxoplasma gondii. II. INTRODUCCIÓN El diagnóstico clínico de esta protozoosis no es fácil debido entre otras causas a que el agente etiológico, Toxoplasma gondii, es el parásito más diseminado en el mundo. Esto trae como consecuencia que la toxoplasmosis pueda coexistir con cualquier otra enfermedad, sin una relación causa-efecto entre esta parasitosis y la sintomatología del paciente. Resulta muy difícil y con frecuencia imposible, establecer el diagnóstico sin la ayuda del laboratorio y aún así en muchas ocasiones, tampoco se logra. Los métodos de laboratorio pueden ser directos e indirectos. Los primeros ayudan a demostrar la presencia del parásito y los segundos a detectar anticuerpos específicos. Métodos directos Toxoplasma gondii se puede encontrar por medio del examen microscópico en fresco, con tinción y en presenta grandes dificultades y rara vez es concluyente. En este sentido, la técnica de la inmunoperoxidasa es muy útil ya que es altamente sensible y específica, sin embargo, tiene la desventaja de que es

muy laboriosa, costosa y no se práctica en cualquier laboratorio de análisis clínicos (fig. 11.1). El aislamiento del parásito en animales de experimentación a partir de productos tales como: lesiones papulosas de piel, ganglios, aspirado de médula ósea, placenta, útero, líquido cefalorraquídeo, humor acuoso, lágrimas, saliva, orina, leche, materia fecal, a pesar de ser un método de diagnóstico directo muy útil, tiene la desventaja de que es muy laborioso, requiere de mucho tiempo para obtener el resultado y su rendimiento es muy bajo. También se recomienda la demostración del parásito en cultivo de tejidos, el cual tiene entre otras desventajas, el de que solamente se practica en laboratorios especializados.

Métodos indirectos En la práctica médica el diagnóstico de la toxoplasmosis se basa fundamentalmente,

en la detección de anticuerpos específicos mediante reacciones serológicas como la de Sabin-Feldman, también conocida como prueba del colorante o dyetest, es altamente específica y sensible, sin embargo, las dificultades técnicas en su realización limitan su empleo, por lo que en la actualidad prácticamente está en desuso. Otras reacciones utilizadas son: inmunofluorescencia indirecta, hemaglutina-ción indirecta, fijación del complemento y ELISA. La variedad de antígenos que posee T. gondii explica el empleo de diferentes técnicas serológicas. Cada una de ellas tiene su valor y limitantes, por eso es indispensable asociar por lo menos dos, para establecer de manera confiable el diagnóstico. En los casos con sospecha de toxoplasmosis evolutiva, es recomendable repetir los exámenes con dos a tres semanas de intervalo para seguir la cinética de los anticuerpos. III. MATERIAL 1. Frasco gotero con colorante de Giemsa. 2. Papel limpialentes. 3. Aceite para inmersión. 4. Frote de exudado peritoneal de ratón

infectado con T. gondii. 5. Preparación permanente con trofozoítos

de T. gondii. Teñidos. 6. Microscopios. 7. Diapositivas 8. Preparación permanente con quistes de T.

gondii (teñidos). IV. MÉTODO 1. Tinción del frote de exudado peritoneal: a) Cubrir el frote con colorante de Giemsa y

dejar actuar durante 30 min. b) Lavar al chorro de agua suavemente por

tiempo breve. c) Dejar secar al aire. 2. Observar en el microscopio, con el objetivo

100X.

a) Observar en el microscopio la preparación fija con el objetivo 100X.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA 1. ¿Qué exámenes de laboratorio son de utilidad para el diagnóstico serológico de la toxoplasmosis?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 2. ¿Qué examen de laboratorio de tipo serológico requiere de toxoplasmas vivos para su realización?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 3. ¿Qué resultados espera encontrar en una serología para la detección de anticuerpos en un paciente inmunodeprimido con toxoplasmosis?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 4. ¿Qué tipo de inmunoglobulinas debe de solicitar para realizar el diagnóstico confirmatorio de una toxoplasmosis congénita y por qué?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 5. ¿Qué utilidad tienen los exámenes parasitoscópicos en el diagnóstico de latoxoplasmosis?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________


12. DIAGNÓSTICO DE MALARIA

I. OBJETIVOS 1. Mencionar los exámenes parasitoscópicos

y serológicos utilizados en el diagnóstico de la malaria.

2. Analizar las ventajas y desventajas de

cada uno de ellos. 3. Citar los productos en los que se puede

demostrar en forma directa o indirecta a Plasmodium sp.

4. Describir y ejecutar en forma correcta un

frote y gota gruesa de sangre. 5. Reconocer microscópicamente las dife-

rentes fases de Plasmodium sp. en frotes teñidos.

II. INTRODUCCIÓN El diagnóstico de la malaria, debe sospecharse en un paciente con síndrome febril de etiología no determinada y que viva o haya permanecido en zonas donde la malaria sea endémica o que haya sido transfundido. El diagnóstico de certeza se establece mediante la demostración de plasmodios en la sangre, esto se logra, realizando un frote y gota gruesa de sangre obtenida momentos antes del acceso febril. Es conveniente tomar varias muestras en cada caso, para tener una mayor seguridad de encontrarlos. Este método permite la identificación morfológica de las fases evolutivas del ciclo eritrocítico y la diferenciación entre las especies de Plasmodium. Tanto en pacientes en los que la parasitemia es baja resulta difícil encontrar a los parásitos por los métodos rutinarios, así como algunos casos en que los datos epidemiológicos y clínicos sean muy

sugestivos, se puede recurrir a la concentración de una muestra de sangre y a partir de esta realizar el frote y gota gruesa (método de Knott) o bien, también se puede realizar la técnica de QBC (Cuantitative Buffy Coat). En forma indirecta se puede investigar la presencia de Plasmodium sp. en un paciente, mediante reacciones serológicas tales como: inmunofluorescencia indirecta, hemaglutinación indirecta, ELISA y radioinmunoensayo. III. MATERIAL 1. Un ratón infectado con Plasmodium yoellii. 2. Portaobjetos 26x76 mm desengrasados. 3. Soporte para portaobjetos. 4. Papel limpialentes. 5. Frasco gotero con metanol. 6. Frasco gotero con colorante de Giemsa. 7. Aceite para inmersión. 8. Microscopios. 9. Preparaciones fijas de Plasmodium vivax,

P.malariae, P. falciparum. 10. Diapositivas IV. MÉTODO 1. Frote y gota gruesa de sangre de ratón: a) Hacer un frote con sangre de la cola de

ratón que cubra aproximadamente 3/4 partes del portaobjetos.

b) En el extremo libre colocar una gotita de sangre y usando la esquina de un portaobjetos, extenderla con movimiento rotatorio, a manera de formar una pequeña área de aproximadamente un centímetro de diámetro (gota gruesa).

c) Colocar el frote ligeramente inclinado y dejar escurrir metanol y lavar la gota gruesa con agua.

d) Dejar secar al aire ambos portaobjetos.


e) Colocar ambas preparaciones, sobre el soporte y cubrirlas con colorante de Giemsa.

f) Dejar actuar el colorante durante 30 minutos, agitando dos veces la gota gruesa para remover la hemoglobina.

g) Lavar con el chorro de agua suavemente, por tiempo breve.

h) Dejar secar al aire. i) Observar al microscopio, con el objetivo

100X. 2. Observar al microscopio las preparaciones fijas con el objetivo 100X e identificar los estadios de trofozoítos, esquizontes y gametocitos. CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA 1. Identifique a que fase corresponde cada una de las estructuras parasitarias señaladas en los siguientes esquemas:

A continuación conteste las preguntas o complete los enunciados: 2. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección, para realizar el diagnóstico de la malaria?: ____________________________________ 3. Para llevar a cabo el diagnóstico de especie en la malaria. ¿En qué momento es conveniente tomar la muestra?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 4. Describa brevemente como se realiza un frotis de sangre periférica. ¿Con qué colorantes se puede teñir y cuál es su utilidad diagnóstica?: _________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________

ERITROCITOS PARASITADOS


13.1 Impronta obtenida del borde de una úlcera del pabellón auricular de un paciente con leishmaniasis cutánea.

Obsérvese el acúmulo de amastigotes de Leishmania. Tinción de Wright. Microscopia de campo claro 1000X.

Colección: J. Tay.

13. DIAGNÓSTICO DE LEISHMANIASIS

I. OBJETIVOS 1. Esquematizar la fase de amastigote y

promastigote de Leishmania sp. 2. Analizar los recursos de laboratorio útiles

para identificar Leishmania mexicana y L. chagasi.

3. Reconocer amastigotes de L. mexicana en

cortes histológicos de lesiones cutáneas. 4. Identificar microscópicamente amastigotes

de L. chagasi en impronta de bazo. II. INTRODUCCIÓN La leishmaniasis es una histoparasitosis producida por protozoos del género Leishmania, de localización intracelular; caracterizada por lesiones cutáneas, mococutáneas o viscerales y cuyo agente causal es transmitido por la picadura de mosquitos del género Lutzomyia. En su ciclo biológico, las especies del género Leishmania, presentan una fase de amastigote y otra de promastigote. Las diferentes especies de Leishmania son indistinguibles con esta morfología. En las lesiones causadas por L. mexicana, los amastigotes pueden identificarse en improntas o cortes histológicos. Otros recursos útiles para el aislamiento de este protozoo, son el cultivo en NNN, las pruebas inmunológicas, siendo la de fijación del complemento la más usada (fig. 13.1). En la leishmaniasis visceral, causada por L. chagasi, para la identificación de amastigotes, se ha utilizado la biopsia de médula ósea y de ganglios linfáticos. También se ha recurrido al cultivo de tales muestras, en el medio de NNN.

Las pruebas inmunológicas útiles en el diagnóstico de la leishmaniasis visceral, incluyen la intradermorreacción de Montenegro, la reacción de fijación del complemento, inmunofluorescencia indirecta y ELISA. III. MATERIAL 1. Un tubo de medio de cultivo de NNN. 2. Frascos gotero con colorante de Giemsa. 3. Pipetas Pasteur estériles, con bulbo de

caucho. 4. Frascos gotero con aceite para inmersión. 5. Frascos gotero con metanol. 6. Papel limpialentes. 7. Portaobjetos 26x76 mm. 8. Cubreobjetos 22x22 mm. 9. Microscopios. 10. Preparaciones fijas de L. mexicana y L.

chagasi. 11. Diapositivas.


IV. MÉTODO 1. Con una pipeta Pasteur, aspirar un poco

de líquido del medio de NNN, colocar una gota sobre un portaobjetos y cubrirla con un cubreobjetos. a) Observar al microscopio con los objetivos 10X y 40X.

2. En otro portaobjetos colocar una gota del

medio de cultivo, extenderla y dejarla secar.

a) Fijar la preparación con metanol y dejarla secar al aire.

b) Cubrirla con colorante de Giemsa y dejarlo actuar durante 30 min.

c) Lavar con agua de la llave a chorro suave y dejar secar al aire.

d) Observar en el microscopio con los objetivos 10X y 40X.

3. Observar en el microscopio las prepa-

raciones fijas, con el objetivo 100X. CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA 1. ¿Qué exámenes de laboratorio son útiles para el diagnóstico de la leishmaniasis cutánea?: ____________________________________

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2. ¿Qué estructuras espera encontrar para confirmar el diagnóstico?: ____________________________________

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3. En el caso de leishmaniasis visceral ¿cuál es el material biológico más adecuado para la búsqueda del agente etiológico?: ____________________________________

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4. ¿Cuál es el medio de cultivo para el aislamiento de leishmaniasis?: ____________________________________

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5. ¿Qué fase del parásito se desarrolla en este medio?: ____________________________________

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6. Describa clara y brevemente la forma de realizar una impronta cutánea: ____________________________________

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14. DIAGNÓSTICO DE TRYPANOSOMIASIS

I. OBJETIVOS 1. Esquematizar las fases de amastigote, epimastigote y tripomastigote de Trypanosoma cruzi. 2. Identificar microscópicamente las fases de vida de T. cruzi, en cortes histológicos, sangre fresca y frote sanguíneo de ratón y en medio de cultivo NNN. 3. Analizar la utilidad de los recursos de diagnóstico, en las tres fases clínicas de la trypanosomiasis americana. II. INTRODUCCIÓN La trypanosomiasis americana o enfermedad de Chagas es causada por el flagelado T. cruzi, que generalmente es transmitido al humano por las heces de un artrópodo. El parásito en el humano, afecta células del sistema reticulo endotelial, particularmente las de miocardio, esófago y colon. Si bien en un paciente, los datos clínicos y epidemiológicos pueden hacer sospechar de la trypanosomiasis, los exámenes parasicológicos pertinentes confirman la presencia del agente causal. Examen de sangre. Las pruebas clásicas para la detección de tripomastigotes, son el examen directo y los extendidos (delgados o gruesos) teñidos con Giemsa; sin embargo, es recomendable hacer técnicas de concentración de sangre mediante los métodos de Stront o Woo (hematócrito) (fig. 14.1). Aislamiento. El cultivo de sangre en medios de NNN y la inoculación en ratones de laboratorio, permiten el aislamiento del parásito pero el tiempo que requiere (tres a cuatro semanas) limitan su uso para el

diagnóstico. En los tejidos de dichos animales es posible observar nidos de amastigotes (fig. 14.2, pág. 96). Xenodiagnóstico. Es un método útil para detectar al parásito durante la fase crónica de la enfermedad. Se basa en la multiplicación de T. cruzi en el tubo digestivo de triatóminos y el examen posterior de sus heces durante uno a tres meses. Existen además, pruebas inmunológicas que de manera indirecta apoyan al diagnóstico durante la fase crónica y son útiles en estudios epidemiológicos. Las más usadas son inmunofluorescencia indirecta, hemaglu-tinación indirecta, contrainmunoelectro-foresis, doble difusión y ELISA. La reacción de fijación del complemento, fue la primera prueba serológica de uso general, sin embargo, por dificultades técnicas ha caído en desuso. En los casos de trypanosomiasis americana congénita, la detección de IgM específica, puede contribuir a confirmar un diagnóstico.

14.1 Tripomastigote sanguíneo de Trypanosoma cruzi en frote de sangre periférica en el que se puede observar el flagelo, membrana ondulantes y el cinetoplasto. Tinción de Giemsa.

Microscopia de campo claro 1000X. Colección: J. Tay.


III. MATERIAL 1. Tubo con medio de cultivo de NNN. 2. Ejemplares de Triatoma sp. 3. Ratón infectado con T. cruzi. 4. Frasco gotero con solución salina. 5. Guantes. 6. Pipetas Pasteur estériles. 7. Aceite para inmersión. 8. Portaobjetos de 26x76 mm. 9. Cubreobjetos de 22x22 mm. 10. Papel limpia lentes. 11. Preparaciones fijas de T. cruzi. Teñidos 12. Microscopios. 13. Diapositivas. IV. MÉTODO 1. Junto a la flama del mechero, destapar el

tubo con medio de cultivo y aspirar el líquido con una pipeta Pasteur.

a) Depositar una gota sobre un portaobjetos y cubrirla con una laminilla.

b) Observar al microscopio con los objetivos 10X y 40X.

2. El profesor cortará con tijeras, un pequeño

fragmento de la porción distal de la cola del ratón.

a) Colocar una gota de sangre en un por-taobjetos y añadir una gotita de solución salina.

b) Mezclar con la esquina del cubreobjetos y cubrir la preparación.

c) Observar al microscopio con los objetivos 10X y 40X.

3. Observar en el microscopio las preparaciones fijas con los objetivos 40X y 100X.

14.2 Nidos de amastigotes obtenidos de tejidos de un ratón inoculado con T. cruzi.

Colección: J. Tay, 1000X.



CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Anote el nombre y las características morfológicas de las siguientes fases parasitarias: A. _______________________________________________________________________________ _______________________________________________________________________________ _______________________________________________________________________________ B. _______________________________________________________________________________ _______________________________________________________________________________ _______________________________________________________________________________ D.

15. DIAGNÓSTICO DE CISTICERCOSIS E HIDATIDOSIS

I. OBJETIVOS 1. Reconocer al metacéstodo de T. solium en

carne de cerdo. 2. Describir las características morfológicas

del metacéstodo de T. solium, en un corte histopatológico de cerebro.

3. Mencionar las ventajas y limitaciones de

las técnicas empleadas en el diagnóstico inmunológico de la cisticercosis.

4. Enlistar los estudios inmunológicos y su

utilidad en el diagnóstico de la hidatidosis. 5. Discutir la utilidad de la intradermorrea-

cción de Casoni. 6. Observar cortes histológicos de quiste

hidatídico. 7. Observar macroscópicamente un quiste

hidatídico. II. INTRODUCCIÓN La forma larvaria de T. solium (cisticerco), que causa en el humano y en algunos animales la cisticercosis, se ha encontrado alojada en diferentes órganos y tejidos causando una sintomatología muy variada, lo cual hace muy difícil efectuar el diagnóstico desde el punto de vista clínico. La imagenología y el laboratorio, ofrecen una ayuda muy valiosa en el diagnóstico de esta enfermedad. En el primer caso se pueden utilizar la radiografía simple de cráneo, tomografía axial computarizada (TAC) y resonancia magnética nuclear (RMN). En el laboratorio se puede realizar el estudio citoquímico de líquido cefalorraquídeo, en el que se encuentran: aumento de la albúmina, pleocitosis a base de linfocitos, disminución de la glucosa y a veces eosinofilia.

Métodos inmunológicos Para el diagnóstico inmunológico de esta parasitosis, existen métodos que ayudan a detectar anticuerpos producidos por el huésped, en respuesta a la presencia de la forma larvaria de T. solium en su organismo. La utilidad de cada prueba es variable debido a factores tales como: antígeno usado, sensibilidad de la prueba, concentración de anticuerpos en la muestra analizada (LCR o suero), intensidad de la respuesta inmune del huésped que a su vez depende del número de parásitos, localización y estado evolutivo del mismo; además depende también del tiempo de evolución del padecimiento. En la mayoría de la pruebas inmunológicas que se usan, se emplea un extracto crudo de forma larvaria de T. solium, obtenido de carne de cerdo infectada, pero produce reacciones cruzadas con otros parásitos. Existe una fracción para “antígeno B” que disminuye la posibilidad de reacciones cruzadas, no permite el diagnóstico diferencial entre cisticercosis e hidatidosis y probablemente de otras enfermedades por céstodos. Entre las pruebas inmunológicas frecuentemente utilizadas se encuentran: la hemaglutinación indirecta (HAI), la inmunoelectroforesis (IE), la inmunofluore-cencia indirecta (IFI), la de ELISA y el immunoblot. La presencia de la etapa larvaria de céstodos del género Echinococcus, en el humano y herbívoros, se conoce como hidatidosis. La especie más frecuente es E. granulosus, cuya fase adulta se localiza en el intestino de perros. El hombre actúa como huésped intermediario al ingerir alimentos contaminados con huevos de E. granulosus.



El quiste hidatídico en el humano, generalmente se localiza en hígado. Es una vesícula unilocular cuya pared está constituida por: a) Cutícula. Membrana más externa, lisa, de

color blanco, laminada y acelular. b) Membrana germinativa. Es una capa

sincicial a partir de la que se forman vesículas hijas, vesículas prolígeras y protoescólices (fig.15.1 y 15.2, pág. 100).

El quiste se encuentra cubierto por una capa de tejido conectivo, producida por el huésped. En el diagnóstico integral de la hidatidosis, deben considerarse datos epidemiológicos, clínicos, pruebas de inmunodiagnóstico y datos de estudios por imagen. Las pruebas inmunológicas útiles para confirmar el diagnóstico de hidatidosis incluyen: doble difusión, contra-inmunoelectroforesis, inmunoelectroforesis, hemaglutinación indirecta, inmunofluorescencia indirecta, ELISA, electrosinéresis e immunoblot. De estas pruebas, las tres primeras, con la detección del arco 5 de Capron, tienen alta especificidad y buena sensibilidad en la hidatidosis hepática, pero sensibilidad baja en la pulmonar. La prueba de ELISA tiene alta sensibilidad, especialmente en la hidatidosis hepática. En la interpretación de las pruebas de inmunodiagnóstico, debe tenerse en consideración que existen reacciones cruzadas con otras especies de Echinococcus y con el cisticerco de Taenia solium. En el diagnóstico integral de la hidatidosis, son de gran utilidad tanto estudios inmunológicos como estudios por imagen. Otro método útil, es el examen microscópico de cualquiera de los elementos figurados del quiste hidatídico, cuando éste se haya roto y comunicado con el exterior. Ante la sospecha de hidatidosis, está contraindicado hacer punción del quiste, porque puede desencadenarse choque anafiláctico y la

muerte del paciente o una hidatidosis secundaria. III. MATERIAL 1. Un frasco con un quiste hidatídico. 2. Portaobjetos 26x76 mm. 3. Cubreobjetos 22x22 mm. 4. Preparaciones con corte histológico de

quiste hidatídico. 5. Microscopios. 6. Diapositivas. 7. Un fragmento de carne de cerdo con

cisticercos. 8. Una caja de Petri. 9. Solución salina al 0.85 %, 100 ml. 10. Estereomicroscopio. 11. Portaobjetos de 26x76 mm. 12. Una preparación con corte histológico de

cerebro, con formas larvarias de T. solium. IV. MÉTODO 1. Disecar formas larvarias de T. solium, de

la carne de cerdo y colocarlas en la caja de Petri con solución salina.

2. Comprimir una vesícula entre dos porta-

objetos y presionar hasta aplastarla. 3. Observar al microscopio con los objetivos

10X y 40X. Identificar la corona de ganchos y ventosas los cuerpos calcáreos, que son pequeñas masas redondas de carbonato de calcio, que se encuentran en el parénquima del céstodo y que semejan granos de arena muy refráctiles.

4. Observar al microscopio óptico la pre-

paración con corte histológico de cerebro, con los objetivos 10X y 40X. Identificar la reacción inflamatoria, alrededor de la forma larvaria de T. solium.

5. Observación macroscópica del quiste

hidatídico. 6. Observar al microscopio la preparación fija

con los objetivos 10X y 40X.

15.1 Quiste hidatídico en cerebro nótese su gran tamaño. Colección: Dr. Zyeman.

15.2 Arenillas hidatídicas de un quiste hidatídico en las que se observa el escólex y los ganchos. Colección: Departamento de Microbiología y Parasitología.

Tomografía de cráneo mostrando un cisticerco en fosa posterior. Foto cortesía: J. Tay.


CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA 1. Se trata de paciente masculino de 45 años de edad con historia de cefalea crónica, actualmente con datos de cráneo hipertensivo. En los estudios de rayos X y tomografía axial computada* se encontraron imágenes sugestivas de cisticercos. Su líquido cefalorraquídeo presentó aumento de proteínas sin otros datos.

A. ¿Qué estudio es necesario para hacer el diagnóstico definitivo?: ___________________________________ ___________________________________ B. Con base a la información anterior y la recibida en su práctica de laboratorio, escriba tres exámenes de laboratorio inmunológicos que le sirvan para avalar el diagnóstico: ___________________________________ ___________________________________ ___________________________________ *Conteste las siguientes preguntas de manera breve y concisa: 1. De las pruebas inmunológicas utilizadas en el diagnóstico de la hidatidosis, ¿cuales tienen alta sensibilidad y especificidad en la hidatidosis hepática?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________


2. Desde el punto de vista microscópico, ¿qué estructuras se deben encontrar en el contenido de un quiste hidatídico para realizar la identificación?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 3. ¿Cuál es la razón por la que la reacción de Casoni da frecuentemente falsas positivas?: ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ 4. En el esquema inferior escriba el nombre de las estructuras señaladas con letras: A. __________________________________ B. __________________________________ C. __________________________________ D. __________________________________ E. __________________________________

16. DIAGNÓSTICO DE FASCIOLOSIS Y PARAGONIMIASIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los exámenes inmunológicos útiles

en el diagnóstico de fasciolosis y paragonimiasis.

2. Discutir la utilidad de los exámenes

parasitoscópicos usados, para el diagnóstico de fasciolosis y paragonimiasis.

3. Identificar microscópicamente la fase

parasitaria diagnóstica de Fasciola hepatica y Paragonimus mexicanus.

4. Observar macroscópicamente y microscó-

picamente adultos de F. hepatica. II. INTRODUCCIÓN La fasciolosis es una zoonosis causada por el tremátodo Fasciola hepatica que tiene como hospederos definitivos a animales herbívoros y humanos, en los que se localiza en los conductos biliares intrahepáticos. La sospecha clínica de fasciolosis se establece mediante la sintomatología del paciente y tomando en consideración los antecedentes epidemiológicos y hábitos de alimentación. El diagnóstico se debe confirmar mediante métodos directos durante la fase de estado o indirectos durante la fase migratoria o de invasión. Los métodos directos consisten en la búsqueda de huevos en heces mediante exámenes coproparasitoscópicos de sedimentación simple, Ritchie o en el contenido biliar obtenido mediante sondeo o cápsula de Beal. Otro método directo es el macroscópico, ante el hallazgo de adultos, durante el acto quirúrgico de vías biliares (fig. 16.1 y 16.2, pág. 103).

En la etapa migratoria de F. hepatica (periodo prepatente), el paciente no elimina huevos en las heces, por lo que el diagnóstico debe basarse en pruebas inmunológicas que incluyen: ELISA, inmunoelectroforesis, contrainmunoelectrofo-resis, doble difusión, hemaglutinación indirecta e immunoblot. Las tres primeras técnicas, tienen un alto grado de sensibilidad y especificidad, lo cual las hace recomendables para su empleo rutinario en el laboratorio. Otras pruebas de laboratorio que coadyuvan en el diagnóstico de la fasciolosis son: las pruebas de funcionamiento hepático, cuya normalización constituye un índice de curación de la parasitosis. La paragonimiasis es una zoonosis causada por otro tremátodo: Paragonimus sp. y en nuestro país por la especie P. mexicanus. Se adquiere por ingestión de cangrejos, langostinos y camarones de agua dulce infectados o mal cocidos (cebiche). El adulto se localiza en pulmón, sin embargo, las formas juveniles pueden tener migraciones erráticas a diversos órganos. El diagnóstico parasitoscópico se hace por identificación de huevos en esputo, líquido pleural e incluso en materia fecal (por deglución). También se han desarrollado pruebas serológicas (RFC) y especialmente una intradermoreacción. III. MATERIAL 1. Un fragmento de hígado con F. hepatica. 2. Caja de Petri. 3. Pipetas Pasteur con bulbo de caucho. 4. Agujas de disección. 5. Solución salina.


16.2 Adulto de Fasciola hepatica mostrando su forma foliacea, cono cefálico,útero, testículos y ventosas ventral

y cefálica. Colección: I. de Haro.

6. Tubos con caracoles del género Stagnicola.

7. Portaobjetos 26x76 mm. 8. Cubreobjetos 22x22 mm. 9. Microscopios ópticos. 10. Estereomicroscopios. 11. Preparaciones fijas de F. hepatica:

adultos, huevos y adulto en conducto biliar. P mexicanus: adulto.

12. Diapositivas.

IV. MÉTODO 1. Disecar los conductos biliares, analizar las

alteraciones patológicas y obtener los adultos de F. hepatica.

2. Depositar unos adultos en cajas de Petri,

lavarlos con solución salina y observarlos en el estereomicroscopio.

3. Colocar unos adultos en otra caja de Petri

con solución salina y con una aguja de disección, hacer cortes en la región donde se localiza el útero, haciendo una suspensión de huevos. 4. Colocar una gota de la suspensión en

un portaobjetos y cubrirla con una laminilla.

a) Observar al microscopio con los objetivos 10X y 40X.

5. Observar en el estereomicroscopio las preparaciones permanentes con adulto de F. hepatica y P. mexicanus. 6. Observar al microscopio las preparaciones de huevos y corte histológico de conducto biliar con los objetivos 10X y 40X. 7. Observar en el estereomicroscopio los caracoles del género Stagnicola.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Con base a la información recibida en el

laboratorio y con el apoyo en los esquemas inferiores, escriba:

A. Nombre del parásito y fase en la que se encuentra.

B. Tipo de examen de laboratorio más

adecuado para su identificación. C. El nombre de las estructuras señaladas con flechas.

16.1 Huevo operculado de Fasciola hepatica teñido con lugol. Microscopia de campo claro.

Colección: J. Tay, 400X.


A.__________________________________ B.__________________________________ C.__________________________________ ____________________________________ ____________________________________ ____________________________________ A.__________________________________

B.__________________________________

C.__________________________________


17.1 Biopsia de músculo estriado mostrando larvas de Trichinella spiralis (T.s), obsérvese su disposición en

"espiral". Tinción tricrómico de Masson.


17. DIAGNÓSTICO DE TRIQUINOSIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los procedimientos parasitos-

cópicos e inmunológicos, útiles para el diagnóstico de triquinosis.

2. Identificar larvas de Trichinella spiralis en

corte histológico de músculo. 3. Realizar triquinoscopia e identificar larvas

de T. spiralis en músculo de rata. II. INTRODUCCIÓN La trichinellosis es una helmintosis causada por T. spiralis, que se caracteriza por síndrome febril, signos óculopalpebrales, mialgias y eosinofilia. Esta parasitosis usualmente se sospecha por la sintomatología y los antecedentes de ingestión de carne de cerdo infectada cruda o poco cocida. En el laboratorio, el diagnóstico de triquinosis, rara vez se logra mediante la identificación de adultos y larvas. Durante la fase intestinal de la infección, se puede realizar el diagnóstico mediante la identificación de adultos en heces en un examen coproparasitoscópico. Durante la fase de estado, el diagnóstico de certeza se logra mediante la demostración de larvas en biopsia de músculo deltoides, bíceps, gemelos o pectorales. La presencia de larvas se evidencia comprimiendo un fragmento de músculo entre dos portaobjetos (fig. 17.1). El fragmento de biopsia debe ser de aproximadamente un gramo (1.5x1x0.5 cm). Este procedimiento por lo general se procura evitar en niños cuando se cuenta con otros recursos diagnósticos (serología) debido a lo cruento del procedimiento. La toma de la biopsia se recomienda después del día 25 de iniciada la infección ya que antes de este tiempo, las larvas pueden no estar enrolladas, lo que dificulta y

disminuye la sensibilidad del estudio. En estas circunstancias, es recomendable realizar digestión con jugo gástrico artificial y lectura del sedimiento al microscopio. Otro examen de laboratorio, aunque poco utilizado, es el xenodiagnóstico; para practicarlo, se alimenta a una rata con biopsia de tejidos de un paciente en estudio y en una semana o menos, pueden detectarse adultos en intestino y larvas en los tejidos. En aproximadamente un mes las larvas pueden ser identificadas en fragmentos de músculo comprimido entre dos portaobjetos o digerido en jugo gástrico artificial. Otras pruebas útiles para confirmar el diagnóstico de triquinosis, son las pruebas inmunológicas como la de floculación con bentonita y aglutinación con látex, que tienen la ventaja de no permanecer positivas más de un año, por lo tanto una prueba fuertemente positiva indica una infección reciente. La prueba de ELISA ha demostrado tener 100 % de sensibilidad y especificidad en pacientes con una semana de haber adquirido la infección. Otra prueba inmunológica útil es la hemaglutinación indirecta.

III. MATERIAL 1. Microscopios. 2. Fragmentos de músculo de rata infectada

con T. spiralis entre dos láminas. 3. Preparaciones con corte histológico de

músculo con larvas de T. spiralis. 4. Diapositivas. IV. MÉTODO 1. Observar los fragmentos de músculo de

rata en el microscopio con los objetivos 10X y 40X.

2. Observar las preparaciones fijas en el microscopio con los objetivos 10X y 40X.

CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Con base en la información recibida en el laboratorio y con el apoyo en el esquema inferior escriba: A. Nombre del parásito y fase en la que se encuentra. B. Tipo de examen de laboratorio más adecuado para su identificación. C. El nombre de las estructuras señaladas con flechas. A.__________________________________

B.__________________________________

C.__________________________________

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18. DIAGNÓSTICO DE ONCOCERCOSIS

I. OBJETIVOS 1. Enlistar los métodos de laboratorio y de

gabinete para confirmar el diagnóstico de oncocercosis.

2. Precisar la indicación y utilidad de cada

método. II. INTRODUCCIÓN La oncocercosis es una filariosis ocasionada por el nemátodo Onchocerca volvulus, el cual en su estadio de adulto es de color blanco, filiforme y conestriaciones transversales en su cutícula; la infección se adquiere por la picadura de moscos de género Simulium que albergan las formas infectantes. Los adultos de O. volvulus que se encuentran en nódulos subcutáneos se localizan en las regiones del arco pélvico, temporal y occipital del cráneo. Las microfilarias generalmente se encuentran en ganglios linfáticos y piel, en la proximidad de los nódulos subcutáneos y en la conjuntiva corneal. Excepcionalmente se localizan en sangre periférica, orina y esputo; después de la administración de dietilcarbamazina, los pacientes pueden eliminar microfilarias en la orina. Se confirma la presencia del parásito en su estadio de larva o adulto mediante los siguientes estudios: a) Extirpación y disección de nódulos

subcutáneos (oncocercomas). b) Biopsia de piel de la región escapular. c) Examen de sedimento urinario. d) Observación de la cámara anterior del ojo

con lámpara de hendidura.

Otra manera de realizar el diagnóstico es mediante la técnica de ELISA que se está utilizando con resultados prometedores. III. MATERIAL 1. Frasco con nódulos subcutáneos que

contienen O. volvulus. 2. Microscopios ópticos. 3. Microscopios estereoscópicos. 4. Una preparación fija con corte histológico

de oncocercoma. 5. Diapositivas. IV. MÉTODO 1. Observar los oncocercomas con el

microscopio estereoscópico. 2. Observar la preparación fija al microscopio

con los objetivos 10X y 40X.


CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Se trata de un paciente masculino de 40 años de edad, que ha habitado toda su vida en la región del Soconusco, Chiapas. Iniciando su padecimiento actual hace aproximadamente año y medio, con la aparición de nódulos subcutáneos de consistencia fibrosa en el cuero cabelludo, no dolorosos, no fijos a planos profundos y que han aumentado de tamaño lentamente. 1. En este paciente ¿cuál es el diagnóstico clínico más probable?: ____________________________________

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2. Mencione dos exámenes parasitoscópicos de laboratorio que sirvan para confirmar su diagnóstico clínico: ____________________________________

____________________________________

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3. ¿Qué estructuras esperaría encontrar en estos exámenes?: ____________________________________

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4. Describa brevemente qué estructuras parasitarias esperaría encontrar en el interior de los nódulos: ____________________________________

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5. Mencione un método inmunológico auxiliar en el diagnóstico de esta enfermedad: ____________________________________

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Foto cortesía: J. Tay.


19. ARTROPÓDOS DE IMPORTANCIA MÉDICA

I. INSECTOS I. OBJETIVOS 1. Mencionar las características generales de

los artrópodos. 2. Clasificar mediante una clave pictórica al-

gunos de ellos. 3. Identificar las principales características

morfológicas de algunos artrópodos. II. INTRODUCCIÓN Los artrópodos son metazoos que se caracterizan por tener sus patas articuladas, simetría bilateral, cuerpo cubierto por quitina y dimorfismo sexual. Su morfología es muy variada y dependiendo de ella se puede establecer el grupo taxonómico al que pertenecen. Muchos artrópodos tienen importancia médica ya que pueden ser transmisores de protozoos, helmintos, virus, bacterias y pueden causar lesiones o reacciones alérgicas. III. MATERIAL 1. Serie de diapositivas mostrando la mor-

fología de algunos artrópodos. 2. Caja entomológica con ejemplares de

Triatoma spp., Rhodnius spp., Dipetalogaster sp., Blatella sp., Periplaneta sp., Vespa sp.

3. Microscopio esteroscópico. 4. Laminillas permanentes de diversos

artrópodos. 5. Microscopio óptico.

IV. MÉTODO 1. Siguiendo las instrucciones del profesor y

en base a la clave pictórica referente a artrópodos, clasificar los artrópodos proporcionados.

2. Observación macro y microscópica de los

especímenes y laminillas.


20. ARTROPÓDOS DE IMPORTANCIA MÉDICA

II. ARÁCNIDOS Y ÁCAROS I. OBJETIVOS 1. Identificar las principales características

morfológicas de algunos artrópodos de la clase Acárida (ácaros y garrapatas):

Orden Familia Género Ixodida Ixodidae

Argasidae

Rhipicephalus Amblyoma Ornithodoros

Prostigmata Demodicidae Trombiculidae

Demodex Eutrombicula

Astigmata Epidermoptidae Sarcoptidae

Dermatophagoides Sarcoptes

2. Identificar las principales características morfológicas de algunos artrópodos de la clase Arachnida (arañas y alacranes): Orden Familia Género Aranea Theriididae

Loxoscelidae Latrodectus Loxosceles

Scorpionida Buthidae Centruroides

II. INTRODUCCIÓN La clase Acárida comprende varios órdenes, entre los que se encuentran Ixodida con dos familias: Ixodidae (garrapatas duras) y Argasidae (garrapatas blandas), que tienen importancia médica porque son transmisoras de diversos agentes patógenos, así como por el daño directo que producen. Los órdenes Prostigmata y Astigmata incluyen familias de acáros que son importantes como transmisores de agentes patógenos o causantes de alergias. En la clase Arachnida existen artrópodos que ocupan un lugar importante ya que causan lesiones traumáticas, intoxicaciones,

invalidez y muerte. Los más importantes, por la patología que ocasionan al hombre son: Latrodectus mactans, Loxosceles sp. Y Centruroides sp. III. MATERIAL 1. Microscopio óptico. 2. Frascos con ejemplares de Centruroides

spp.; incluidos en acrílico. 3. Preparaciones con ejemplares de ixódidos

y argásidos. 4. Serie de diapositivas. 5. Microscopios esteroscópicos. 6. Pinzas de disección sin dientes. IV. MÉTODO 1. Observar macroscópicamente y micros-

cópicamente las preparaciones y el material proporcionado.

2. Describir sus características morfológicas

principales.


CUESTIONARIO PARA RESOLVER DURANTE LA PRÁCTICA Con base a la información recibida en el laboratorio y con ayuda de su libro de texto, complete el siguiente cuadro:

Morfología macroscópica Género y especie Agente que transmite o enfermedad que produce


Morfología macroscópica Género y especie Agente que transmite o enfermedad que produce


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