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UNIVERSIDAD DE GRANADA FACULTAD DE CIENCIAS

Departamento de Biología Animal y Ecología

SELECCIÓN PARENTAL Y DIETA COMO

ESTRATEGIAS DE ATENUACIÓN DEL

ESTRÉS CRÓNICO EN LA TRUCHA

Oncorhynchus mykiss (Walbaum, 1792)

Cristina Trenzado Romero

TESIS DOCTORAL

Granada, 2004

Editor: Editorial de la Universidad de GranadaAutor: Cristina Elena Trenzado RomeroD.L.: Gr. 117- 2008ISBN: 978-84-338-4757-7

SELECCIÓN PARENTAL Y DIETA COMO ESTRATEGIAS

DE ATENUACIÓN DEL ESTRÉS CRÓNICO EN LA

TRUCHA Oncorhynchus mykiss (Walbaum 1792)

Memoria para optar al grado de Doctor en Ciencias Biológicas presentada por la

licenciada:

Dª Cristina Trenzado Romero

DIRECTORES DEL TRABAJO:

Prof. Dr. D. Manuel de la Higuera González Dra. Dª. Amalia E. Morales Hernández

LA ASPIRANTE:

Lda. Dª. Cristina Trenzado Romero

Los trabajos de investigación que se recogen en la presente memoria se han

llevado a cabo gracias al apoyo económico del proyecto de investigación titulado:

“Selective Breeding for stress Tolerance in Aquacultured Fish” FAIR-CT95-0152,

financiado por la Comisión Europea.

Los trabajos de investigación que se exponen en esta memoria han sido realizados

en la Unidad de Fisiología Animal del Departamento de Biología Animal y Ecología de

la Universidad de Granada.

Asimismo, algunos de los resultados recogidos en esta memoria han sido

presentados en:

- VIII Internacional Symposium of Nutrition and Feeding of Fish. Las Palmas

de Gran Canaria, Spain, 1998.

- IX Congreso Nacional de Acuicultura, Cádiz, 2003.

Cuando se inicia un trabajo, sea cual sea, lo importante es contar con unos buenos cimientos y que el

material utilizado sea de la mayor calidad posible; cada pieza, por pequeña que sea, cumple una función

imprescindible para obtener un buen resultado. En este caso, me puedo considerar afortunada de que este proyecto

haya contado con esos “ingredientes” a los que debo mi agradecimiento:

Me gustaría agradecer a los Dres. Manuel de la Higuera González y Amalia E. Morales Hernández que me

brindaran la posibilidad de realizar este trabajo bajo su dirección y sobre todo, su disponibilidad y paciencia a lo

largo de todo este tiempo.

A Pablo y Manuel Medina, de Piscifactorías Andaluzas (Loja, Granada) por haber facilitado, de manera

desinteresada, los animales utilizados en los ensayos.

A D. José Linares, de la casa Koipe, por haber aportado información necesaria en la búsqueda de fuentes

lipídicas adecuadas para la elaboración de las dietas.

A los Dres. Ramón Carmona y Mª del Valle Ostos, por su inestimable ayuda y colaboración en toda la

parte de histología de este trabajo.

Al Dr. José M. Palma por haber querido compartir sus amplios conocimientos en el “metabolismo de

especies de oxígeno reactivo” de una manera tan desinteresada y por ser tan infinitamente paciente en todo lo que

se refiere a las electroforesis.

Al Dr. Juan B. Barroso, por su colaboración con los análisis de la iNOS y poner a nuestra disposición

información sobre el tema.

Al Dr. Manuel García Gallego, mi tutor de doctorado, orientador en mis inicios como alumna interna,

profesor de fisiología animal, consejero en temas de ácidos grasos, distribuidor de programas informáticos (y algún

que otro ordenador y monitor…), “solucionador” de problemas en general…..y sobre todo una buenísima persona.

A la Dra. Ana Sanz Rus, por su disponibilidad en todo momento para solucionar cualquier cosa, científica o

del alma. Por ser todo espíritu y empatía.

A la Dra. Mary Carmen Hidalgo, por todo su apoyo mostrado resolviendo mis innumerables dudas en

toda la parte experimental de la tesis, ya se que soy muy preguntona…pero es que no lo puedo evitar.

A los Dres. Gabriel Cardenete, Laura García, Félix Hidalgo y Eugenio Martín, por su amistad, siempre ha

habido un momento en que vuestra presencia ha sido esencial.

A José Antonio y Manolo (viernes), siempre dispuestos a prestar material, poner un sello, hacer una

fotocopia o dar un abrazo. Los más nombrados en todas las tesis….por algo será. Sois una pareja insustituible.

Al Dr. Tom Pottinger y a Tobby Carrick, por haberme dado la posibilidad de conocer otra forma de

investigar, gracias por tener plena confianza en mí desde el primer momento y por vuestra paciencia con mi

“perfecto” inglés.

A la gente del Dpto. de Bioquímica y Biología Molecular, mi segundo departamento, por poner a mi

disposición tantísimas cosas que me han hecho falta en un momento dado (hielo picado, congelador de -80 ºC,

centrífuga, etc.). Al Dr. José A. Lupiáñez (siempre con una sonrisa amable), Mónica (por su eficiencia en los comienzos

de nuestro experimento compartiendo animales), también a María y Loli.

No quiero olvidar a Rafa y Juan de mantenimiento, muchísimas gracias por acudir a solucionar los

problemas del “sótano”. Habéis sido imprescindibles. En serio.

A Alí, nuestro flamante doctor. Muchísimas gracias por tu dedicación y ayuda con algunas técnicas de estrés

oxidativo, y por abrir de vez en cuanto “el cofre de los tesoros” para prestar algún material que he necesitado.

A Fernando, Ferni, Fernandito……..ponga lo que ponga sigue siendo igual de buena persona. Gracias por

esas magníficas disecciones (“ver Imagen IV. 1”) y por tu infinita paciencia con mis dudas y cuestiones metafísicas,

espero no haberte causado una úlcera de estómago.

A Rosa, el hecho de estar en el mismo departamento ha sido la excusa perfecta para encontrar a una

amiga como tu, tantas horas de dietas y análisis compartidas y desinteresadas, tantos buenos y menos buenos

momentos…muchísimas gracias Rous, por ser simplemente tú.

A Ana “la portuguesa”, muchísimas gracias por ser mi otra mitad en el segundo ensayo, desde el

mantenimiento de animales (tan esclavo!) hasta la parte analítca. No lo olvido.

A Andrea (del Perú), Beta, Carmen, Manolo Peula, Paco, Pelayo, siempre dispuestos a ayudar haciendo

dietas, análisis de composición, las fotos de los peces….lo que fuera…. También a María, José Ignacio, Miriam y

Ana Belén, por su ayuda en la última etapa de los análisis.

No quiero olvidar a Amalia, por ayudarme tantísimo con los últimos análisis de estrés oxidativo, por todo

lo que se refiere a cuestiones informáticas, creo que estas líneas no son suficientes para agradecerte todo lo que me

has ayudado.

A Laura, pieza clave en los análisis de ácidos grasos, gracias por estar a mi lado mientras “descubríamos”

la técnica de extracción de lípidos. No olvido tu ayuda en los últimos análisis de los aceites de las dietas.

A mis amigas de biológicas, a Marisa (por tener siempre la cámara de fotos preparada), a Estefanía por

estar siempre ahí (como las estrellas).

A mis hermanos Ali y Ché y a mis primos y tíos. A Jose, por valorar tanto el trabajo que he hecho, por

haberte quitado tantas horas… Gracias por tu apoyo en los momentos más difíciles. A Nelly, mi madre, por

haberme dado el privilegio de vivir 30 años al lado de alguien tan especial como ella…aprendiendo de tí. A mi

padre, ya sabes toda la ayuda que me has prestado y la paciencia que has tenido conmigo. Gracias por estar a mi

lado.

Después de estos años de trabajo uno se da cuenta del valor de estar rodeado de buena gente.

A Nelly y Manolo, mis padres

A Jose

ÍNDICE DE ABREVIATURAS Aa: Aminoácido. AAT: Alanina aminotransferasa. ACTH: Hormona adenocorticotropina. ADN: Ácido desoxiribonucleico. ADP: Adenosín difosfato. AGE: Ácidos grasos esenciales. AMP: Adenosín monofosfato. ANF: Factor atrial natriurético ANOVA: Análisis de la varianza. ARN: Ácido ribonucleico. ATP: Adenosín trifosfato. AVT: Arginina vasotocina. BHT: 2,6-Di-tert-butil-4-metilfenol. C: Grupo de truchas control. CAT: Catalasa. CEC: Coeficiente de eficacia en el crecimiento. Cit. C: Citrocromo C. CCMH: Concentración corpuscular media de hemoglobina. CO2: Dióxido de carbono. CoQ: Coenzima Q. CRH: Hormona liberadora de corticotropina. CS: Citrato sintasa. CT: Colesterol total. CTE: Cadena de transporte electrónico. CV: Coeficiente de variación. DHA: Ácido docosahexanoico. DHAP: Dihidroxiacetona fosfato. DTNB: 5,5’-Ditio-bis-2-acido nitrobenzoico. DTT: Ditiotreitol. EA: Eficacia alimentaria. EDTA: Ácido Etilen diamino tetracético. eNOS: Óxido nítrico sintasa endotelial. EPA: Ácido eicosapentanoico. FAD: Flavín adenín dinucleótido. FBPasa: Fructosa bisfosfatasa. FC: Factor de condición.

FE: Energía perdida en heces. GAS: Síndrome de adaptación general. GDH: Glutamato deshidrogenasa. GDP: Guanosín difosfato. GE: Energía bruta del alimento ingerido. GH: Hormona del crecimiento. GK: Glicerol quinasa. GOT: Glutamato/oxalacetato transaminasa. GTP:Guanosín trifosfato. G6Pasa: Glucosa 6-fosfatasa. GPasa: Glucógeno fosforilasa. GSasa: Glucógeno sintetasa. G3PDH: Glicerol 3-fosfato deshidrogenasa. G6PDH: Glucosa 6-fosfato deshidrogenasa. GPX: Glutation peroxidasa. GPO: Glicerol fosfato oxidasa. GR: Glutation reductasa. GSH: Glutation reducido. GSSG: Gutation en su forma oxidada. Hb: Hemoglobina HCM: Hemoglobina corpuscular media. HDL: Lipoproteínas de alta densidad. HHI: Eje hipotálmo-hipófisis-tejido interrenal. HK: Hexoquinasa. HO2•: Radical hidroperoxilo. H2O2: Peróxido de hidrógeno. HOAD: Hidroxiacil Coenzima A deshidrogenasa. HOCl: Ácido hipocloroso. HR: Truchas con alta respuesta de estrés. HSP: Proteínas de choque térmico. HUFAs: Ácidos grasos altamente insaturados. ICA: Índice de conversión del alimento. IDH: Isocitrato deshidrogenasa. IGF-1: Factor de crecimiento insulínico tipo 1. IgM: Inmunoglobulina M. IHS: Índice hepatosomático. iNOS: Óxido nítrico sintasa inducible. Km: Constante de Michaelis de una enzima.

αKG: α−cetoglutarato. LDH: Lactato deshidrogenasa. LDL: Lipoproteínas de baja densidad. LPL: Lipoprotein lipasa. LR: Grupo de truchas con baja respuesta de estrés. MCH: Hormona concentradora de melanina. MDA: Malondialdehído. MDH: Malato deshidrogenasa. ME: Energía metabolizable. MELN: Material extractivo libre de nitrógeno. MEm: Energía metabolizable para el mantenimiento. MEp: Energía metabolizable para síntesis. MSH: Hormona melanotrofina. MUFAs: Ácidos grasos monoinsaturados. NAD: Nicotín adenín dinucleótido. NADP: Nicotín adenín dinucleótido fosfato. NH3: Amoniaco. NO•: Óxido nítrico. NO2• −: Dióxido de nitrógeno. NOS: Óxido nítrico sintasa. nNOS: Óxido nítrico sintasa neuronal. NBT: Nitro blue tetrazolium. O2: Oxígeno molecular. O2• −: Radical superóxido. 1O2: Oxígeno singlete. O3: Ozono. OCl−: Ión hipoclorito. •OH: Radical hidroxilo.

11β-OHA: 11beta-hidroxyandostenediona. ONOO• −: Peroxinitrito. OAA: Oxalacetato. PAGE: Electroforesis en gel de poliacrilamida. PC: Piruvato carboxilasa. PDH: Piruvato deshidrogenasa. PEP: Fosfoenolpiruvato. PEPCK: Fosfoenol piruvato carboxiquinasa. PFK: Fosfofructo quinasa. 6PG: 6-Fosfogluconato.

6PGDH: 6-Fosfogluconato deshidrogenasa. PGI: Fosfoglucosa isomerasa. PGM: Fosfoglucomutasa. PI: Fosfatidil inositol. PK: Piruvato quinasa. PO2: Presión de oxígeno. POD: Peroxidasa. PPV: Valor productivo de la proteína. PUFAs: Ácidos grasos poliinsaturados. PVDF: Polivinil difluoruro. RO•: Radical alcoxilo. RO2•: Radical peroxilo. ROS: Especies de oxígeno reactivo. RNS: Especies de nitrógeno reactivo. SAFAs: Ácidos grasos saturados. SDS: Dodecil sulfato sodico. sf / ss: Sustancia fresca / sustancia seca SOD: Superóxido dismutasa. T3: Triyodotironina. T4: Tiroxina. TAT: Tirosina aminotransferasa. TBA: Ácido tiobarbitúrico TCA: Ácido Tricloroacético. TCI: Tasa de crecimiento instantáneo. TEMED: Teramilen-etilen-diamina. TG: Triglicéridos. TPI: Triosa fosfato isomerasa. Tris: Tris(hidroximetil aminometano). UDP: Uridín difosfato. UE: Energía perdida en orina. UQ: Ubiquinona / Coenzima Q. UQH2: Ubiquinol / Coenzima Q reducido. UTP: Uridín trifosfato. VCM: Volumen corpuscular medio. VíaPP: Vía de las pentosas fosfato. VLDL: Lipoproteínas de muy baja densidad. Vss / Vmax: Velocidad subsaturante / velocidad máxima. XOD: Xantina oxidasa.

ÍNDICE

I. OBJETO .…….………………………………………………………………………………………………… 1 II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ..….………………………………………………………………………. 7

1. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................................................... 9

2. AGENTES ESTRESANTES ASOCIADOS AL CULTIVO INTENSIVO ……………………………………….. 11 2.1. Densidad de peces ……………………………………………………………………………………….. 12

3. ETAPAS DE LA RESPUESTA DE ESTRÉS …………………………………………………………….…… 15

3.1. Respuesta primaria …….…….….….….….…….….…….…………………………………………….. 18

3.1.1. Papel de las calecolaminas ………………….….…….…………………….…..…....... 18 3.1.2. Papel de los corticoides …………………………………………………………..…….... 21 3.1.3. Interación entre cortisol y catecolaminas …………………………………………..…… 30 3.1.4. Otras respuestas endocrinas asociadas al estrés ………………………….………… 31

3.2. Respuesta secundaria ………………………………………………………………………………….. 32

3.2.1. Alteraciones fisiológicas y hematológicas ………………………………….…………..... 32

Índice

II

3.2.2. Alteraciones metabólicas ……………………………………………………………… 35 3.2.2.1. Activación de la glucogenolisis …………………………………………… 35 3.2.2.2. Activación del metabolismo central ………………………………………. 37 3.2.3. Factores que pueden modificar la respuesta secundaria de estrés ……………… 46 3.3. Respuesta terciaria ………………………………………………………………………………… 49 3.3.1. Crecimiento ……………………………………………………………………………... 50

3.3.1.1. Efecto de la respuesta de estrés sobre las hormonas que controlan el crecimiento ……………………………………………………………........... 51

3.3.1.2. Efecto de la respuesta de estrés sobre algunos índices nutricionales y de crecimiento …………………………………………………………………... 55

3.3.1.3. Establecimiento de jerarquías entre individuos y efectos sobre el crecimiento …………………………………………………………………… 60

3.3.2. Respuesta inmune …………………………………………………………………….. 62 3.3.3. Reproducción …………………………………………………………………………… 63

4. PAPEL DE LOS HUFAS COMO ÁCIDOS GRASOS ESENCIALES EN LOS PECES …………………… 64 4.1. Síntesis y necesidades de HUFAS ……………………………………………………………… 65 4.2. Influencia de la dieta en la composición corporal de ácidos grasos ………………………… 67 4.3. ¿A qué se debe la importancia de los HUFAS? .................................................................. 69 4.4. Susceptibilidad a la oxidación en los HUFAS …………………………………………………. 71 4.5. Patologías y síndromes asociados a la carencia de HUFAS ……………………………….. 71

5. IMPORTANCIA DE LAS VITAMINAS E Y C EN EL CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE LOS PECES …………………………………………………………………………………………………………. 73 5.1. Vitamina E …………………………………………………………………………………………. 73 5.2. Vitamina C …………………………………………………………………………………………. 75 6. EL ESTRÉS OXIDATIVO …………………………………………………………………………………….. 76 6.1. Aspectos generales ………………………………………………………………………………. 77

6.1.1. Radicales libres ………………………………………………………………………. 77 6.1.2. Metales de transición ………………………….…………………………………….. 79 6.1.3. Origen de los radicales libres ………………………………………………………… 80 6.1.4. Defensas antioxidantes………………………………………………………………….. 83 6.1.4.1. Moléculas antioxidantes …………………………………………………... 83 6.1.4.2. Enzimas antioxidantes …………………………………………………….. 86 6.1.5. Peroxidación lipidica …………………………………………………………………… 91 6.1.6. Daños causados a biomoléculas ……………………………………………………... 94

Índice

III

6.1.7. Sistemas reparadores …………………………………………………………………. 95 6.2. Factores que afectan a la respuesta antioxidante en peces …………………………………. 95 6.2.1. Tasa metabólica y consumo de O2 …………………………………………………… 95 6.2.2. Influencia de agentes contaminantes …………………………………………….. 97 6.2.3. Influencia de la composición de la dieta …………………………………………….. 99

7. ESTRATEGIAS QUE TIENDEN A PALIAR LOS EFECTOS DE LOS AGENTES ESTRESANTES EN EL CULTIVO INTENSIVO …………………………………………………………… 103

7.1. Selección de razas con una respuesta de estrés atenuada ………………………………… 103 7.2. Elaboración de dietas suplementadas con HUFAS y vitaminas E y C …………………….. 107

III. MATERIAL Y MÉTODOS …………………………………………………………………………. 111

1. DISEÑO EXPERIMENTAL ………………………………………………………………………………… 113 1.1. ENSAYO 1: Efecto de la densidad de peces en truchas arco iris con diferente grado de respuesta de estrés ……………………………………………………. 113

1.2. ENSAYO 2: Efecto de la densidad de peces en truchas arco iris con diferente disponibilidad de HUFAs y de vitaminas E y C en la dieta ……………………………………. 114

2. ANIMALES Y MANTENIMIENTO ……………………………………………….………………………... 117 2.1. Acuario experimental ………………………………………………………………………........... 118

3. ALIMENTACIÓN ………………………………………………………………..…………………………... 119 3.1. Dietas experimentales …………………………………………………………………………….. 119

4. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL ………………………………………………………………………. 125

4.1. Control de peso e ingesta ……………………………………………………………………….. .. 125 4.2. Toma de muestras …………………………………………………………………………………. 126 4.2.1. Análisis de composición ……………………………………………………………….. 126 4.2.2. Preparaciones histológicas …………………………………………………………… 126 4.2.3. Toma de muestras de sangre …………………………………………………………. 127 4.2.4. Toma de muestras de tejidos ………………………………………………………….. 128

5. MÉTODOS ANALÍTICOS …………………………………………………………………………………. 129

5.1. Composición ……………………………………………………………………………………….. 129 5.1.1. Humedad ……………………………………………………………………………….. 129 5.1.2. Cenizas ………………………………………………………………………………… 129

Índice

IV

5.1.3. Lípidos ………………………………………………………………………. 129 5.1.4. Proteina ……………………………………………………………...……… 130 5.1.5. MELN ………………………………………………………………………… 130 5.2. Tratamiento histológico de las muestras …………………………………………….. 130 5.3. Determinación de la composición de ácidos grasos ………………………………… 131 5.4. Parámetros hematológicos …………………………………………………………….. 132 5.4.1. Hematocrito ………………………………………………………………….. 132 5.4.2. Hemoglobina ………………………………………………………………... 132 5.4.3. Recuento de glóbulos rojos ………………………………………………... 133 5.4.4. Índices hematológicos ……………………………………………………… 133 5.5. Determinación de los niveles cortisol plasmático …………………………………... 134 5.6. Determinación de la glucosa plasmática …………………………………………….. 134 5.7. Determinación del glucógeno tisular …………………………………………………. 135 5.8. Cuantificación de proteínas solubles ……………………………………………....... 136 5.9. Determinación de lípidos plasmáticos ……………………………………………….. 138 5.9.1. Lípidos totales ……………………………………………………………….. 138 5.9.2. Triglicéridos ………………………………………………………..………… 138 5.9.3. Colesterol total ………………………………………………………………. 139 5.9.4. Colesterol HDL y LDL ………………………………………………………. 139 5.10. Determinación de la actividad de enzimas pertenecientes al Metabolismo intermediario ……………………………………………………………………............. 140 5.10.1. Fosfofructoquinasa (PFK) ………………………………………………….. 140 5.10.2. Piruvato quinasa (PK) ……………………………………………………... 142 5.10.3. Fructosa 1,6-bisfosfatasa (FBPasa) ………………………………………. 143 5.10.4. Alanina aminotransferasa (AAT) …………………………………………... 145 5.10.5. Glucosa 6-P deshidrogenasa (G6PDH) …………………………………... 147 5.10.6. Cálculo de actividades enzimáticas ……………………………………..… 148 5.11. Determinación de la actividad de enzimas asociadas al Metabolismo de especies de oxígeno y nitrógeno reactivo ……………………………………….. 149 5.11.1. Catalasa (CAT) ……………………………………………………………… 149 5.11.2. Glutation peroxidasa (GPX) ………………………………………………. 150 5.11.3. Glutation reductasa (GR) …………………………………………………... 152 5.11.4. Superóxido dismutasa (SOD) ……………………………………………... 153

Índice

V

5.11.5 Niveles de peroxidación lipídica …………………………………………... 158 5.11.6. Detección inmunoelectroforética de proteínas asociadas a la enzima Óxido nítrico sintasa (NOS) ………………………………..… 160 5.12. Índices biológicos ………………………………………………………………………. 161 5.12.1. Crecimiento y eficacia alimentaria …………………………………….…… 161 5.12.2. Utilización de la proteína …………………………………………….......... 161 5.12.3. Índices biométricos …………………………………………………………. 163 5.13. Tratamiento estadístico ………………………………………………………………... 163

IV. RESULTADOS ………………………………………………………..……………………….. 165

1. ENSAYO 1 ………………………………………………………………………………………...… 167

1.1. Crecimiento, ingesta e índices nutricionales …………………………………………. 167 1.2. Longitud e índices biométricos ……………………………………………………….. 170 1.3. Composición corporal ………………………………………………………….……….. 172 1.4. Parámetros hematológicos ……………………………………………………….….... 174 1.5. Glucosa plasmática y glucógeno hepático …………………………………….…….. 175 1.6. Metabolismo intermediario ……………………………………………………….……. 176

2. ENSAYO 2 …………………………………………………………………………………..…….… 178

2.1. Crecimiento, ingesta, índices nutricionales y mortalidad ………………..…………. 178 2.2. Longitud e índices biométricos ……………………………………………………….. 181 2.3. Dispersión de peso ……………………………………………………………………... 183 2.4. Composición corporal ………………………………………………………………….. 186 2.5. Porcentaje de lípidos y ácidos grasos en hígado y músculo ……………………… 188 2.6. Alteraciones y lesiones macroscópicas ………………………………………….…… 197 2.7. Estudio histológico de hígado y branquias ………………………………….……….. 199

2.7.1. Hígado …………………………………………………………………………… 199 2.7.2. Branquias ………………………………………………………………………... 203

2.8. Parámetros hematológicos …………………………………………………………… 205 2.9. Parámetros plasmáticos y glucógeno tisular ……………………………………….. 210 2.10. Lípidos plasmáticos ……………………………………………………………….…… 215

Índice

VI

2.11. Metabolismo de especies de oxígeno reactivo (ROS) ……………………………. 220 2.11.1. Actividad de enzimas antioxidantes y niveles de MDA ……………...... 220 2.11.2. Formas isoenzimáticas de la SOD en geles de poliacrilamida ………. 237 2.12. Metabolismo de especies de nitrógeno reactivo (RNS) …………………………... 241

V. DISCUSIÓN ……………………………………………………………………………..……… 243

1. ENSAYO 1 ……………………………………………….…………………………………...……. 245

1.1. Efecto sobre el crecimiento y la utilización nutritiva de la dieta ….…….…….….. 245 1.2. Efecto sobre determinados parámetros hematológicos y el metabolismo

intermediario …………………………………………………………………….......… 250 2. ENSAYO 2 …………………………………………………………….……………………….….. 257

2.1. Efecto sobre el crecimiento y la utilización nutritiva de la dieta……………………… 257 2.2. Estudio histológico sobre el efecto de las diferentes dietas experimentales en hígado y branquias de trucha arco iris……………………………………………… 269 2.3. Efecto sobre parámetros e índices hematológicos……………………………………. 273 2.4. Efecto sobre determinados parámetros plasmáticos y glucógeno tisular………….. .281 2.5. Efecto sobre el metabolismo de especies de oxígeno reactivo……………………… 289 2.6. Influencia sobre la actividad iNOS en hígado…………………………………………. 308

VI. CONCLUSIONES ………………………………………………………………………...….... 313

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................... 317

I.- OBJETO

I.- Objeto

3

Existe un interés creciente por el bienestar de los animales de granja. Grupos de

presión a favor del bienestar de los animales han sugerido que muchas de las prácticas

actuales comprometen dicho bienestar. Anticipándose al creciente interés público por el

tema, el Consejo Europeo viene dando recomendaciones específicas para la protección

de los peces cultivados, reconociendo la importancia de la producción ética, entre otras

razones, para que el consumidor perciba un producto de calidad. En un reciente informe

elevado al Consejo Europeo se subraya la densidad de las poblaciones cultivadas como

un asunto prioritario y se recomienda una legislación adecuada que las limite para

asegurar un adecuado bienestar de los animales.

El concepto de bienestar es de difícil definición pero, en términos generales, se

refiere a la calidad de vida, el estado físico y mental del animal con relación a su

ambiente. Una legislación adecuada debería evitar el sufrimiento y la mala adaptación a

las condiciones de producción. Es un hecho admitido que los peces pueden

experimentar una respuesta de estrés y que, independientemente de que lleguen o no a

un estado de sufrimiento, el estado de bienestar puede ser detectado por alteraciones

más o menos sensibles del funcionamiento normal del organismo. La dificultad está en

establecer la escala entre un estado de bienestar pobre y optimo, entre aceptable e

inaceptable, y obrar en consecuencia.

El estrés es un componente ambiental inevitable en la producción piscícola. Esto

es así, fundamentalmente, porque las prácticas habituales de piscifactoría están, de

necesidad, en compromiso con las exigencias económicas de la producción a gran

escala. En las actividades de cultivo los peces están repetidamente expuestos a

situaciones de estrés agudo (manejo, transporte, tratamientos profilácticos, etc.) y, en

muchos casos, a un estrés crónico o continuado que es fruto de las altas densidades de

producción. Esta situación, habitual en las piscifactorías, por exigencias de tipo

económico, da lugar a toda una serie de situaciones interrelacionadas que agudizan y

mantienen las condiciones estresantes. Entre ellas, se podrían citar la disminución de la

calidad del agua y disponibilidad de oxígeno (solucionada en muchos casos por el

suministro externo), la competencia por el alimento, el establecimiento de jerarquías de

dominancia y sumisión, la mayor incidencia y posibilidad de transmisión de patologías,

I.- Objeto

4

etc. Las condiciones de un cultivo son especialmente inadecuadas para peces que son

territoriales o solitarios en condiciones naturales, como algunos salmónidos, en los que

las interacciones agonísticas pueden ser particularmente estresantes.

La respuesta fisiológica de los peces a un estímulo de estrés es adaptativa e

inespecífica, básicamente neuroendocrina, que pondrá en marcha una cascada de

acontecimientos fisiológicos y metabólicos necesarios para hacer frente a la situación

adversa. Cuando los peces están expuestos a un desafío crónicamente repetido, la

respuesta de estrés deja de ser adaptativa para transformarse en maladaptativa. En tales

circunstancias extremas, los mecanismos de respuesta, forzados al límite, se traducen en

efectos negativos sobre el crecimiento, reproducción, respuesta inmune, calidad del

músculo como producto final de consumo, etc. En términos generales, se podría decir

que la domesticación entendida, de acuerdo con Price (1984), como “ el proceso por el

cual una población de animales se adapta a la cautividad impuesta por los humanos,

gracias a la combinación de la selección de cambios genéticos a lo largo de

generaciones y el desarrollo de adaptaciones inducidas por el ambiente que se repiten

en cada generación”, no ha avanzado tanto con los peces cultivados como con otras

especies ganaderas.

Como indicador de una situación de estrés agudo se emplea habitualmente el

nivel plasmático de cortisol; sin embargo, en condiciones de estrés crónico, como las

que puedan darse en determinadas circunstancias de cultivo, puede llegar a producirse

una adaptación al estrés en la que el número de receptores para la hormona, y no las

concentraciones plasmáticas de cortisol, sea el mecanismo íntimo que subyace en la

respuesta de estrés. En este sentido, pruebas realizadas por la doctoranda en el Centre

for Ecology and Hydrology del Reino Unido parecen indicar que, a largo plazo, la

modificación del número de receptores, más que los niveles de cortisol, forma parte de

la respuesta adaptativa de la trucha al estrés crónico, al menos cuando los individuos

parentales han sido seleccionados por su alta o baja respuesta al estrés agudo en función

de los niveles plasmáticos de cortisol.

I.- Objeto

5

De entre los aspectos que, en último término, pueden verse más afectados por

una situación crónica de estrés, el crecimiento es el más relevante, al menos desde el

punto de vista práctico. El estrés inhibe el crecimiento al ejercer efectos metabólicos

concretos (aumento del consumo de oxígeno para obtención de energía, aumento de la

glucemia por movilización del glucógeno y activación de la gluconeogénesis, aumento

de las disponibilidades de aminoácidos libres por inhibición de la síntesis de proteínas

y/o activación de su catabolismo, aumento de la actividad transaminásica, etc.) y afectar

los mecanismos endocrinos que regulan el crecimiento. El mayor consumo de oxígeno

tiende a generar mayor cantidad de especies derivadas del oxígeno, muy reactivas, que

desembocan en una situación de estrés oxidativo que se sumaría a los efectos generales

de la respuesta de estrés.

Ya que el estrés es un componente ambiental inevitable en los cultivos a gran

escala con alta densidad de peces, se planteó un proyecto coordinado, del que formamos

parte con otros grupos europeos (FAIR nº CT95-0152), con el objetivo de investigar la

posibilidad de que la capacidad de respuesta a situaciones estresantes de carácter

crónico tenga un componente genético seleccionable. En este sentido, parte de este

trabajo tiene por objeto investigar esta posibilidad. La obtención de líneas parentales

con diferente respuesta al estrés podría dar lugar a generaciones en las que la mayor

tolerancia de los peces, por disminución de los efectos indeseables del estrés crónico,

supondría una ventaja respecto a los de menor tolerancia que daría lugar, en último

término, a una mejora cualitativa de resultados en las explotaciones acuícolas.

Otra vía alternativa de actuación, dirigida a reducir las consecuencias negativas

de una situación de estrés crónico, surge de la existencia de pruebas experimentales que

sustentan la posibilidad de que algunos nutrientes actúen mejorando la respuesta de los

peces a determinados agentes estresantes habituales en acuicultura. Este es el caso de

los HUFA n-3 y de las vitaminas C y E que aumentan la resistencia a determinadas

enfermedades y mejoran la tolerancia a determinadas situaciones de estrés como la

hipoxia. Por otra parte, la vitamina E es el principal antioxidante liposoluble de las

membranas celulares, protegiendo de la oxidación a los lípidos de membrana. Los

tejidos de los peces tienen altas concentraciones de ácidos grasos poliinsaturados que

I.- Objeto

6

son vulnerables a la peroxidación lipídica, como mecanismo antioxidante la vitamina E

parece interaccionar sinérgicamente con la vitamina C.

La selección de un carácter heredable de baja respuesta al estrés y la

potenciación de la capacidad antioxidante de la dieta, como líneas de actuación para

aliviar las consecuencias del estrés crónico por alta densidad de peces, han sido los

objetivos fundamentales que justifican la realización de este trabajo.

II.- REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

II.- Revisión Bibliográfica

9

1. INTRODUCCIÓN

Uno de los principales objetivos de los estudios de crecimiento y desarrollo en

cultivo de peces es la búsqueda de aquellas situaciones que favorezcan una mejora en las

condiciones de cría, encaminadas a la obtención de una producción óptima y una mejor

calidad del producto.

Actualmente, podemos considerar que existen dos tipos de cultivo:

Cultivo extensivo

En él, las condiciones de mantenimiento de los animales son similares a las

naturales. El agua es el medio que les provee de organismos que les sirven de alimento, es

el espacio físico en donde viven, y es la fuente de oxígeno atmosférico disuelto. Además, es

donde se van a diluir o absorber los residuos tóxicos. El hecho de que todas estas

funciones estén atribuidas a un mismo medio hace que se limite el número de individuos

que pueden permanecer en esas condiciones.

Cultivo intensivo

La necesidad de obtener una mayor producción, en un espacio y tiempo limitados,

da lugar a este tipo de cultivo, que se caracteriza por un aumento de la densidad de peces en

el medio. Esto supone un aporte de nutrientes adicional, en forma de dieta, así como una

aireación suplementaria y una mayor absorción y acumulación de tóxicos en el agua. Así,

por ejemplo, en el caso de la carpa (Cyprinus carpio), se ha conseguido pasar de cultivos

extensivos de 200 Kg/Ha a 2 x106 Kg/ Ha.

Este tipo de cultivo trae consigo una serie de ventajas: el agua sólo actúa como

espacio de vida, el aporte de comida es controlable e incluso se puede automatizar, se

establece un flujo de renovación de agua que aporta oxígeno y elimina residuos, el espacio


10

físico requerido se reduce y, en general, existe un mayor control sobre el cultivo y sus

condiciones.

Por otro lado, existen una serie de inconvenientes: un incremento en los costes de

mantenimiento, una influencia más acusada de las condiciones de cultivo sobre los

resultados finales en cuanto a producción y calidad, una mayor incidencia y propagación de

enfermedades y una necesidad de evitar o minimizar todas aquellas alteraciones

fisiológicas asociadas a altas densidades de cultivo.

Es bien sabido (García-Rejón y Morales, 1989b; Pickering, 1992; Wendelaar-

Bonga, 1997) que, en la práctica de la acuicultura existen una serie de factores relacionados

con las condiciones de mantenimiento que pueden afectar negativamente a la producción.

Los peces, al igual que el resto de los seres vivos, poseen mecanismos para hacer frente a

condiciones adversas, produciéndose respuestas encaminadas a contrarrestar los efectos

negativos derivados de aquellas. Por tanto, podríamos definir como agente estresante a

todo aquel que genera una respuesta en el pez, encaminada a mantener la homeostasis

frente a un estímulo externo que causa una alteración en su equilibrio interno. En algunos

casos este propósito se consigue, pero otras veces, las condiciones adversas superan la

capacidad de respuesta del pez, lo que puede repercutir en el desarrollo del animal. Por

tanto, los límites que determinan si un animal se encuentra en estado de estrés son algo

amplios, ya que debemos considerar que una cosa es la respuesta dirigida al

restablecimiento del equilibrio y otra son los efectos negativos ocasionados en el pez

cuando el equilibrio no se alcanza. En ambos casos hay una respuesta, pero las

consecuencias son muy diferentes.

La gravedad de los efectos de la respuesta de estrés va a depender de la intensidad

con que actúe el agente estresante, así como del tiempo de actuación y permanencia de éste.

Esto último es lo que nos permite hacer una distinción entre estrés agudo y crónico,

pudiendo desembocar este último en una adaptación del organismo, pero con el

inconveniente de tener que destinar, de manera prolongada, parte de los recursos

energéticos a hacer frente a una determinada situación adversa.


11

Por último, el impacto del agente estresante no sólo va a depender de su intensidad

y duración sino también del estado (nutricional, de desarrollo, etc.) en que se encuentre el

animal (Wedemeyer, 1996, Wendelaar-Bonga, 1997). Este aspecto es de gran importancia

ya que, en determinadas situaciones de estrés, podría generarse un desequilibrio de los

sistemas antioxidantes, conduciendo, en algunos casos, a una situación de estrés oxidativo

(Tort et al., 1996) que estaría muy influenciada por la composición de la dieta (Jackson,

1994). Todo esto, unido a una posible existencia de un componente genético en la

capacidad de respuesta del pez para enfrentarse a situaciones adversas (Fevolden et al.,

2002; Pottinger y Carrick, 1999b), trae consigo la aparición de líneas de investigación

encaminadas a la búsqueda de estrategias que eviten o minimicen aquellos factores que

puedan afectar a la producción y calidad de los peces.

2. AGENTES ESTRESANTES ASOCIADOS AL CULTIVO

INTENSIVO

El hecho de que estos animales se encuentren en un medio acuático va a ser un

condicionante básico a la hora de determinar aquellos factores que pueden repercutir

negativamente en su desarrollo.

Básicamente, podríamos clasificar aquellos factores que pueden generar una

respuesta de estrés en tres grupos:

Cambios ambientales

En general, todos aquellos que se refieren al estado y calidad del agua del cultivo:

temperatura, turbidez, salinidad, concentración de oxígeno, pH, presencia de compuestos

tóxicos (cuyos títulos pueden variar según las condiciones físicas y químicas del agua) y

compuestos químicos (teniendo en cuenta que sus límites nocivos pueden variar según el

tipo, tamaño y estado del pez).


12

Interacciones animales

Predación, parásitos, competencia por el espacio, comida o pareja sexual. Se ha

comprobado que, al compartir un mismo espacio varios peces, al inicio existen

comportamientos realmente agresivos en la búsqueda de la dominancia del territorio, hasta

que se establecen las jerarquías; después, las interacciones sociales suelen ser menos

intensas, los conflictos suelen ser menores y existe una relación relativamente estable ente

dominante y dominado. Como consecuencia de esto, se ha observado una disminución de

crecimiento en los peces dominados que puede ser la consecuencia de un aumento del gasto

calórico al estar sometidos a estrés crónico, un menor acceso a la comida o una anorexia

provocada por el estado de estrés (Wedemeyer, 1997).

Interacciones humanas

Entre ellas, destacan las propias de la práctica en acuicultura (manipulación,

transporte, densidad de cultivo, tratamientos preventivos, etc.).

2.1. DENSIDAD DE PECES

Si tenemos en cuenta que el sistema actual de producción en acuicultura es el

cultivo intensivo, estaremos situando la densidad de peces como uno de los agentes

causantes de estrés crónico que pueden influir, de manera importante, en la producción.

En el cultivo intensivo existe una tendencia dirigida a conseguir una mayor

producción en el menor espacio y tiempo posibles, pero la moneda que habrá que pagar a

cambio (Wedemeyer, 1997) es una "flujo-dependencia" en estos medios de cultivo con el

fin de mantener un buen nivel de renovación del agua donde se encuentran los animales. La

biomasa que un flujo de agua determinado puede soportar va a estar limitada por la

actividad metabólica de los peces, que determinará el consumo de oxígeno y la producción

de deshechos. Un flujo apropiado impedirá que la concentración de oxígeno descienda


13

hasta niveles mortales y que los productos de deshecho excretados aumenten hasta títulos

tóxicos. Con relación a esto, Westers (1984) propone un índice (R), que refleja el recambio

de agua producido en una hora (volumen/tiempo). Se ha comprobado que si este índice

presenta valores altos, se puede mantener una densidad de cultivo alta cubriéndose las

necesidades de oxígeno y dilución de metabolitos.

Un segundo factor a tener en cuenta sería la falta de espacio necesario para un buen

desarrollo de los individuos. Es bien sabido el establecimiento de relaciones de dominancia

entre individuos cuando existen limitaciones en cuanto a espacio y disponibilidad de

alimento. A este respecto es interesante destacar el problema de erosión de las aletas, así

como el aumento de la probabilidad de contagio horizontal de patógenos, al haber mayor

posibilidad de contacto entre los animales.

A todo esto hay que añadir la necesidad de un aporte externo de nutrientes para

poder mantener una carga elevada de peces, con lo que se deben tener en cuenta los

posibles restos de dieta no consumidos que pueden actuar también como contaminantes,

produciéndose un descenso del oxígeno y un aumento de dióxido de carbono y amonio

como consecuencia de su descomposición.

Por otro lado, también existen diferencias interespecíficas en cuanto a las

necesidades de oxígeno, habiéndose encontrado que son mayores en trucha arco iris que en

otras especies como el salmón real (Oncorhynchus tshawytscha) o Atlántico (Salmo salar)

o; sin embargo, se ha encontrado que las primeras presentan mayor capacidad de resistencia

a situaciones de alta densidad. Esto puede deberse a que existe cierto grado de

domesticación adquirido que hace que la trucha se vea menos afectada por los factores

comportamentales, así como una mayor tolerancia fisiológica a las condiciones de altas

densidades de cultivo. No obstante, es interesante destacar el resultado obtenido en

experimentos con trucha arco iris, donde la suplementación de oxígeno, hasta condiciones

hiperóxicas, daba lugar a unos efectos estresantes similares a los producidos por la hipoxia

(Caldwell y Hinshaw, 1994).


14

En resumen, podríamos entender el efecto negativo de la densidad de cultivo,

asociado a la acuicultura intensiva, desde dos puntos de vista:

Desde un punto de vista metabólico: el hecho de tener que hacer frente a un mayor

consumo de oxígeno, eliminación de excretas (CO2, NH3) así como de aquellos restos de

dieta administrada no consumidos, hace que sea necesario un incremento en la capacidad

de renovación del agua en la que se encuentran los animales. En este caso las unidades de

expresión más correctas para este parámetro serían peso/ flujo.

Desde un punto de vista comportamental: en donde se tiene en cuenta la idea del

espacio y los efectos del establecimiento de jerarquías así como de las competencias

provocadas por un exceso de individuos. En este caso las unidades serían peso/ unidad de

volumen.

Desde ambas perspectivas, destacaríamos como principal causa de estrés la primera,

estando el establecimiento de jerarquías en un segundo plano (Wedemeyer, 1997).

Una actuación dirigida a controlar aquellos factores que puedan resultar

determinantes a la hora de interferir en la buena marcha del cultivo, podría contribuir a una

mejora en los resultados. A este respecto, es bien sabido el papel de la densidad de cultivo

como principal agente estresante asociado a la acuicultura (Wedemeyer, 1996).

Para poder desarrollar una línea de investigación efectiva (Pickering, 1992) es

fundamental conocer las distintas etapas que se producen en la respuesta de estrés, ya que

ésta va a suponer una movilización integrada a diferentes niveles del organismo. De esta

forma, podrían llegar a establecerse aquellos puntos clave para poner de manifiesto el

estado de estrés y que permitan modificar o reconducir sus consecuencias, con el fin de

mejorar los resultados de producción del cultivo.


15

3. ETAPAS DE LA RESPUESTA DE ESTRÉS

El concepto de estrés es muy amplio, ya que abarcaría un estado concreto en los

seres vivos, encaminado a hacer frente a situaciones adversas (García-Rejón y Morales,

1989a; Pickering, 1992; Wedemeyer, 1996). Por esto, parece lógico pensar que, utilizando

un enfoque darwiniano, se pueda entender como un proceso de selección natural con fines

evolutivos. Siguiendo esta idea, sólo permanecerían aquellos individuos con una mayor

capacidad de respuesta a alteraciones externas.

Los efectos de los agentes estresantes se pueden clasificar como directos,

caracterizados por variaciones a nivel hormonal, fisiológico, metabólico y celular,

generándose, como consecuencia de éstos, unos efectos indirectos que afectarían a la

población o comunidad de la especie, alterando las relaciones tróficas del sistema. Así,

podemos entender que el estrés viene dado como una respuesta adaptativa (capacidad para

poder responder a situaciones adversas) y una respuesta maladaptativa, cuando los

mecanismos se fuerzan más allá de sus límites en detrimento de la salud (Barton e Iwama,

1991). Como ya se comentó previamente, cuando el agente estresante actúa durante un

corto período de tiempo (minutos, horas) estaremos hablando de estrés agudo. Por el

contrario, si el agente actúa durante varias horas, días e incluso semanas hablaremos de

estrés crónico (Pickering, 1992). A este respecto, se podría establecer una relación directa

entre la duración del agente estresante y el paso de una respuesta adaptativa a

maladaptativa (Pickering, 1989; Pickering y Pottinger, 1989).


16

Figura II.1.- Efectos generales de la respuesta de estrés (Barton e Iwama, 1991)

AGENTE ESTRESANTE (manipulación, densidad de cultivo, contaminantes, etc.)

RESPUESTA DE ESTRÉS

ADAPTATIVAS

↑ Cortisol plasmático

↑ Catecolaminas plasmáticas

↑ Flujo sanguíneo en branquias

↑ Glucosa plasmática

↑ Actividad muscular

MALADAPTATIVAS

↑ Flujo iones/agua

↑ Acidosis metabólica

↓ Linfocitos circulantes

↓ Inmunocompetencia

↓ Capacidad reproductora

↓ Capacidad para el crecimiento


17

De una forma más esquemática, Selye (1973) define el estado de estrés como una

respuesta inespecífica dividida en tres fases: primero hay una señal de alarma, como un

efecto inicial al estímulo, que se sigue de un estado de respuesta, en el que el organismo

intenta mantener el equilibrio interno, llegándose, por último, al estado de exhaustividad,

si la respuesta no es del todo eficiente y el organismo es incapaz de hacer frente al agente

estresante, pudiendo desembocar en alguna patología e incluso la muerte. A estas tres fases,

que se van a dar de forma general, como respuesta ante una alteración externa, Selye las

definió como GAS o Síndrome de Adaptación General.

Wedemeyer (1996) concreta la fase de respuesta en tres niveles de actuación:

- Respuesta primaria: En la que se producen una serie de cambios endocrinos,

como consecuencia de la actuación de los centros cerebrales, que culminará en la liberación

masiva de catecolaminas y corticoides, hormonas asociadas a la respuesta de estrés.

- Respuesta secundaria: En donde se dan los cambios producidos como

consecuencia de la liberación hormonal. Estos cambios ocurren a nivel fisiológico,

metabólico y tisular, incluyendo, entre otros efectos, un aumento del ritmo cardíaco, una

movilización de los substratos energéticos y alteraciones del equilibrio hidromineral.

- Respuesta terciaria: Se produce como consecuencia de las dos respuestas

anteriores, dando lugar a una disminución en el crecimiento y la resistencia a

enfermedades, así como alteraciones en la capacidad reproductora. También se verá

afectada la capacidad para hacer frente a otras situaciones estresantes adicionales

(Wedemeyer, 1996; Wendelaar-Bonga, 1997).

- Por último, podemos considerar una respuesta cuaternaria, si ampliamos el nivel

de afectación hasta estratos superiores. La alteración de una población de peces puede

afectar negativamente al ecosistema, mediante una alteración del flujo energético en la

cadena trófica del ecosistema donde se encuentre esa población.


18

3.1. RESPUESTA PRIMARIA

En la respuesta ante un agente estresante, los cambios producidos a nivel

neuroendocrino van a ser imprescindibles para que se pueda llevar a cabo la cascada de

acontecimientos fisiológicos y metabólicos, encaminada a proporcionar los substratos

energéticos necesarios para hacer frente a las situaciones adversas (van der Boon, 1991;

Pickering, 1992, 1993a; Wendelaar-Bonga, 1997).

La reacción generalizada y común, en situaciones de estrés, viene dada por una

liberación de catecolaminas y corticoides, de tal forma que el incremento de estas

hormonas generalmente se asocia a estados de estrés en el animal. Autores como Munck

(1984) explican esta secreción de corticoides como un medio de protección del pez frente a

sus propios mecanismos de defensa, contrarrestándolos.

3.1.1. Papel de las catecolaminas

La primera respuesta y la más rápida es la de catecolaminas: adrenalina,

nor-adrenalina y dopamina, aunque esta última en menor grado. Su liberación se asocia a

situaciones de estrés agudo severo y que está relacionada con alteraciones de tipo

respiratorio como:

- Hipoxia: Parece ser que el desencadenante de la liberación hormonal se debe a

valores críticos de PO2, asociados a un descenso en la saturación de la

hemoglobina (Hb)-02.

- Acidosis: Un incremento de la tasa respiratoria va a generar un aumento de CO2

que produce una bajada del pH plasmático dando lugar a una disminución de la

afinidad de la Hb-O2 (efecto Root–Bohr).


19

- Ejercicio exhaustivo y manipulación: Se produce un incremento de las

necesidades de oxígeno y, tras el ejercicio, el lactato producido por un aumento

del metabolismo anaerobio contribuye a la bajada del pH.

- Aumento de Tª: Da lugar a una disminución del contenido de oxígeno del

agua, también se produce un incremento en la tasa metabólica del animal así

como un engrosamiento del epitelio de las branquias que dificulta el

intercambio gaseoso (Reid et. al, 1998).

Para tener en cuenta la acción de las catecolaminas se establecen dos vías de

estudio:

1) Una vía AFERENTE, en la que se estudian las rutas y procesos de secreción de

las hormonas.

A este respecto, se puede establecer que la secreción de catecolaminas en teleósteos

se realiza en el tejido cromafín, cuyas células se encuentran principalmente dispersas o

formando grupos en las paredes de la vena cardinal posterior, así como en la parte anterior

o cabeza del riñón asociadas al tejido linfoide (Hathaway y Epple, 1989; Pickering, 1993a;

Reid et. al, 1994). Las hormonas se encuentran almacenadas en una serie de gránulos

celulares que presentan diferencias de densidad en función del tipo de hormona almacenada

(Reid et al. 1998).

El tejido cromafín se encuentra inervado por fibras nerviosas simpáticas

preganglionares. Por medio de neurotransmisores de los centros nerviosos se activa el eje

simpático-tejido cromafín. La secreción de estas hormonas es rápida, ya que existe una

reserva en este tejido con el fin de permitir que la respuesta sea inmediata, aunque se ha

visto que los niveles de hormona en estos tejidos no decrecen, lo que parece indicar una

síntesis hormonal para compensar la cantidad liberada (Reid et al., 1994). Esta secreción se

asocia a una activación de fibras colinérgicas, que se traducirá en una activación de la

maquinaria enzimática de síntesis, así como de la secreción hormonal. En cuanto a esto


20

último, parece que los receptores adrenérgicos nicotínicos del tejido cromafín juegan un

papel realmente importante, ya que se generará una apertura de los canales de calcio de

membrana produciéndose un incremento de su concentración celular, que desembocará en

la secreción de catecolaminas (Furimsky et al., 1997).

Por otro lado, se ha puesto de manifiesto la existencia de otras vías de activación

no colinérgicas, realizándose experimentos en los que se observó que cuando las fibras que

inervan el tejido cromafín se seccionaban, no se evitaba totalmente la secreción de

catecolaminas (Perry et al., 1991). Esta activación no colinérgica puede estar mediada por

agentes no humorales (↑ K+, ↑ acidosis, ↓ oxígeno) los cuales, en algunos casos, también

pueden estar implicados en la activación colinérgica, o bien por agentes humorales (Reid et

al., 1998; Perry y Bernier, 1999), entre los que se encuentran:

- Serotonina, cuya presencia se ha detectado en el tejido cromafín.

- Angiotensina II, para la cual existen receptores en las células del tejido

cromafín.

- Péptidos natriuréticos, opiáceos, etc., en determinadas especies se han

encontrado asociados al tejido cromafín.

- ACTH, hormona asociada a situaciones de estrés de la que también se han

encontrado receptores en el tejido cromafín.

- Cortisol, generalmente su activación es colinérgica aunque también hay

indicios de que puede sensibilizar al tejido cromafín frente a determinados

activadores de secreción no colinérgicos.

- Catecolaminas, en algunas especies se ha encontrado un efecto activador de su

propia secreción.


21

Los niveles de catecolaminas en reposo se pueden conocer mediante muestras

sanguíneas de peces canulados y, generalmente, son inferiores a 5 nM. Ante un estrés

agudo se produce un rápido aumento de los niveles de estas hormonas, que pueden llegar a

alcanzar títulos superiores 100 nM en un plazo de 1-3 minutos, aunque estos elevados

niveles desaparecen rápidamente, lo que pone de manifiesto el poco tiempo de actuación de

las catecolaminas. Si el estrés es crónico, los niveles de catecolaminas pueden mantenerse

durante horas e incluso días. Una forma de compensar los altos niveles de catecolaminas en

sangre es mediante la modulación de sus receptores en las células diana. También se ha

observado una disminución de la capacidad de respuesta del tejido cromafín (síntesis de

catecolaminas) a estimulaciones colinérgicas, después de un prolongado estrés físico (Reid

et al., 1994; Wendelaar-Bonga, 1997).

2) Con respecto a la actuación de la vía EFERENTE, en líneas generales (este

aspecto se tratará de forma más amplia en la respuesta secundaria al estrés), se puede

concretar que la secreción de catecolaminas trae asociada una serie de efectos:

- Mayor aporte de oxígeno mediante un aumento de la presión sanguínea y ritmo

cardíaco y, especialmente en las branquias, una mayor vascularización asociada a un

aumento de la superficie de intercambio gaseoso. También se produce una mejora de la

capacidad de transporte de oxígeno en sangre, incrementando los niveles plasmáticos de

glóbulos rojos y la afinidad Hb-O2.

-Activación de rutas glucogenolíticas, gluconeogénicas, así como de movilización

lipídica, con fines energéticos (Perry y Reid, 1993; Pickering, 1993a).

3.1.2. Papel de los corticoides Se ha comprobado que hay una relación más o menos clara entre la respuesta de

estrés y el aumento de los niveles de cortisol plasmático (Pickering 1992, 1993a; Sumpter,

1997; Ruane y Komen, 2003) observándose, incluso, una relación cuantitativa entre la

intensidad del estímulo y el grado de aumento de cortisol (Flos et al., 1988; Spotte y


22

Anderson, 1989; Foo y Lamb, 1993b; Vazzana et al., 2002). Por otro lado, diversos autores

han puesto de manifiesto casos en los que una situación de estrés no está asociada a un

aumento de esta hormona; Vijayan et al. (1990) no observaron ningún efecto de una alta

densidad de cultivo, durante 30 días, sobre los niveles de cortisol plasmático. Ocurre algo

similar al administrar determinados niveles estresantes de Cd (Schreck y Lorz, 1978),

pesticidas como endrinas (Grant y Mehrle, 1973), o ante infecciones por ciertos parásitos

sanguíneos (Laydley et al., 1988). A este respecto Ruane y Komen (2003) proponen que la

medida de cortisol en el agua donde se encuentran los animales puede ser de gran utilidad a

la hora de evaluar la respuesta de estrés a altas densidades de cultivo. Esto podría explicar

situaciones de estrés en las que no se observa un incremento de cortisol debido a que parte

de este podría haber sido excretado vía branquias, heces u orina al medio acuático.

Por otro lado, existen otros corticoesteroides como la cortisona, con una velocidad

de incremento en situaciones de estrés superior al cortisol (Pottinger y Moran, 1993),

alcanzándose títulos de 100-200 ng/ml en plazos de 10-20 minutos.

Al igual que se observó para las catecolaminas, en la acción de los corticoides

se establecen dos vías de estudio:

1) Vía AFERENTE

La secreción de cortisol es más lenta que la de las catecolaminas ya que, a

diferencia de éstas, no se encuentra almacenado y su síntesis tiene que ir precedida de una

cascada hormonal que desembocará en su secreción.

La liberación del cortisol está mediada por la activación del eje hipotálamo-

hipófisis-tejido interrenal (HHI) (Pickering 1992, 1993a). Este tejido se encuentra

distribuido a lo largo del riñón de una forma difusa, sin formar ningún órgano determinado.

El eje HHI en salmónidos se activa en respuesta a la mayoría de agentes estresantes

(contaminantes, acidificantes, hipoxia, cambios de salinidad, interacción social, predación,

manipulación en acuicultura). De hecho, ya en larvas de algunos teleósteos, se observó un


23

incremento de los niveles de cortisol tras la eclosión, lo que sugiere una activación del eje

HHI en estadíos de desarrollo muy tempranos (Sampath-Kumar et al. 1997). Asimismo, en

doradas (Sparus aurata), se ha puesto de manifiesto una activación de este eje en

situaciones de alta densidad de cultivo (Rotllant et al., 2000).

La secuencia parte de una serie de neutrotransmisores cerebrales que promueven la

liberación de la CRH (hormona liberadora de corticotropina) por parte de las neuronas que

se encuentran en la zona del hipotálamo. Este neuropéptido es transportado por los axones

desde el hipotálamo a la hipófisis anterior, donde se encargará de activar la producción de

ACTH (hormona adrenocorticotrópica), de la que claramente se sabe que es la responsable

de la síntesis y liberación de cortisol en el tejido interrenal (van der Boon et al., 1991;

Sumpter, 1997; Belanger et al., 2001). La relación entre el estrés y la activación del eje

HHI se puso de manifiesto tras observar que tres minutos de estrés agudo daban lugar a una

rápida liberación de ACTH, alcanzándose un pico en los niveles plasmáticos de esta

hormona en tan solo cinco minutos (Sumpter et al., 1986). Si el estrés persiste, estos

niveles de ACTH pueden disminuir a títulos basales (Balm y Pottinguer, 1995), como

mecanismo regulador, para evitar una elevación de los niveles del cortisol, mediante una

bajada de actividad de las células hipofisiarias productoras de ACTH.

Los niveles basales de cortisol pueden variar dentro de unos límites (en función de

la época, estado de maduración, etc.), y se considera que en un pez no estresado deben de

ser inferiores a 5 ng/ml, pudiendo alcanzar valores de hasta 200 ng/ml en salmónidos

sometidos a situaciones de estrés crónico (Pickering y Pottinguer, 1989). En el caso del

estrés agudo, por manipulación, confinamiento a corto plazo, etc., los niveles de cortisol se

pueden elevar por unas pocas horas; sin embargo, cuando la trucha se somete a un estrés

crónico o estrés agudo repetido, la elevación de los niveles de cortisol puede permanecer

durante días o incluso semanas, sufriendo después un descenso a títulos basales,

posiblemente debido a mecanismos de aclimatación (Pickering y Pottinger, 1989). Esto

explicaría los resultados obtenidos en experimentos en los que se demuestra que la

respuesta en la secreción de cortisol depende de la intensidad y duración del estímulo. Si es

agudo se produce un aumento rápido que se estabiliza a las pocas horas y si es crónico el


24

incremento se mantiene más tiempo aunque no de una forma tan acusada (Pottinger et al.,

1995; Tort et al. 1996).

2) Vía EFERENTE

Los efectos derivados de la liberación de cortisol van a ir encaminados a producir

una serie de cambios fisiológicos y metabólicos con el fin de combatir aquellos

desequilibrios producidos en el animal ante una situación de estrés. Básicamente (se

explicará de forma más detallada en la respuesta secundaria), su acción será

complementaria a la de las catecolaminas, dando lugar a una serie de variaciones

hematológicas con el fin de favorecer un mayor aporte de oxígeno, así como a cambios

metabólicos encaminados a movilizar metabolitos que cubran un incremento de las

necesidades energéticas asociado a situaciones de estrés (Barton e Iwama, 1991). Como ya

veremos más adelante, un efecto continuado del cortisol a estos niveles, puede desembocar,

a largo plazo, en una serie de problemas asociados al crecimiento, resistencia a

enfermedades y calidad en la reproducción de los animales.

La regulación de los efectos del cortisol se puede realizar sobre cuatro puntos de

actuación:

1) En el HHI

Se ha comprobado que, en el eje HHI, existen una serie de hormonas que van a

intervenir en la secreción del cortisol regulando la acción de la CRH y de la ACTH.

La urotensina I presenta una estructura similar a la de la CRH, comprobandose que

estimula la secreción de ACTH en la hipófisis (Tran et al., 1990). La producción de AVT

(arginina vasotocina) a la altura del hipotálamo, se asoció en un principio al estrés

ocasionado por cambios de aguas dulces a aguas marinas, pero hoy en día se considera que

forma parte de la respuesta generalizada de estrés, activando la secreción de ACTH

(Sumpter, 1997; Gilchriest et al., 2000).También parece existir cierta relación entre la


25

vasopresina y la estimulación de la producción de ACTH (Fryer y Lederis, 1986). Quizás,

como se ha demostrado en mamíferos, la secreción conjunta de vasopresina y CRH ejerza

un efecto sinérgico en la estimulación de ACTH en los peces (Sumpter, 1997).

Figura II.2.- El eje hipotálamo-hipófisis-interrenal y su interacción con otras hormonas. Las flechas

continuas indican una acción estimuladora mientras que las líneas discontinuas acción inhibidora

(Sumpter, 1997).

Por otro lado, la hipófisis, además de ACTH, secreta β-endorfinas y α-MSH

(melanotrofinas), que también potencian la síntesis de cortisol en el tejido interrenal

actuando, asimismo, de forma sinérgica con la ACTH (Balm et al., 1995). Experimentos de

estrés crónico por confinamiento en dorada han reflejado un incremento rápido de α-MSH

HIPOTÁLAMO

CRH

HIPÓFISIS

ACTH

TEJIDO INTERRENAL

CORTISOL

AVTUrotensina IVasopresina

ANFAngiotensina

Urotensina I y II

β -endorfinas α -MSH

MCH


26

asociado a un aumento gradual de β-endorfinas (Arends et al., 1999). También, recientes

estudios han puesto de manifiesto un descenso de las reservas hipofisiarias de ACTH, β-

endorfinas y α-MSH tras estrés por manipulación y confinamiento (Rotllant, et al., 2001).

La angiotensina, urotensina I y II, y ANF (factor atrial natriurético) actuarían

activando el tejido interrenal para aumentar la producción de cortisol (Wendelaar- Bonga,

1997). En cuanto a la regulación de la MCH (hormona concentradora de melanina),

secretada por la hipófisis, parece que tiene un papel depresor sobre el eje HHI, inhibiendo

la síntesis de CRH y ACTH además de α-MSH (Green et al., 1992; Sumpter 1997). Green

y Baker (1991) realizaron experimentos en los que tras situaciones de estrés por

manipulación se producía un incremento en los niveles de MCH, lo que apoyaría la idea

del efecto modulador de esta hormona sobre el eje HHI. Por último, se ha observado que el

propio cortisol ejerce un efecto inhibidor de su secreción a nivel del hipotálamo, hipófisis y

tejido interrenal (Sumpter, 1997).

2) Regulación de los niveles plasmáticos de cortisol

La persistencia de la actuación del agente estresante hace necesarios una serie de

mecanismos de adaptación que eviten títulos tan altos de cortisol durante períodos de

tiempo prolongados.

Existen diversos experimentos, en los que se induce un estrés crónico por alta

densidad de cultivo, que reflejan un descenso de los niveles de cortisol plasmático aún en

permanencia de las condiciones estresantes (Pickering y Stewart, 1984; Vijayan y

Leatherland, 1990; Vazzana et al., 2002). Así, Pickering y Pottinger (1987) observaron una

aclimatación en los niveles de cortisol que, en el caso de la trucha común, se alcanzaba a

los seis días, y en la trucha arco iris a los diez días. Asimismo, en experimentos con truchas

(Pottinger et al., 1995), ciprínidos (Pottinger et al., 2000) y doradas (Arends et al., 1999)

sometidas a estrés crónico por confinamiento, se produce un aumento de los niveles

plasmáticos de cortisol que a las pocas horas se estabiliza. Situaciones de estrés agudo

repetido pueden también dar lugar a una aclimatación en la secreción de cortisol. Así, en


27

experimentos en los que el factor estresante era una disminución del volumen del tanque se

observaron unos máximos de cortisol que volvían a valores iniciales en un plazo de 24 horas.

Cuando se repetía dicha situación de estrés agudo cada cierto tiempo, llegaba un momento en

que el incremento de cortisol se veía disminuido, alcanzando unos picos menores a los

anteriores y con un período de recuperación más corto (Einarsdóttir y Nilssen, 1996).

Esta respuesta generalizada podría deberse a una atrofia o aclimatación del tejido

interrenal, ocasionado por una inhibición en la liberación de las hormonas que promueven

su secreción en este tejido (Barton et al., 1987; Barton e Iwama, 1991; Rotllant et al.,

2000). De esta manera, se observa que situaciones mantenidas de alta densidad de cultivo

hacen que el animal estresado sea incapaz de responder a factores estresantes adicionales.

Esto se pone de manifiesto con la administración in vitro de ACTH en células interrenales,

observándose una activación de la secreción de cortisol más patente en las células de

aquellos animales sometidos a baja densidad de cultivo. Parece ser que en los otros

animales el tejido interrenal se inactiva o es incapaz de responder a factores estresantes

adicionales (Vijayan y Leatherland, 1990). Barton et al. (1987) demostraron una atrofia del

tejido interrenal debido a la ausencia de estimulación por ACTH, inhibida por la

administración continuada de cortisol. Por otro lado, Pickering y Stewart (1984) discuten el

descenso de cortisol proponiendo un posible incremento en la tasa de degradación de esta

hormona como mecanismo adaptativo. Asimismo, Vijayan y Leatherland (1990)

encontraron un incremento de la captación hepática de cortisol con fines degradativos.

Otro recurso que se ha observado en embriones de salmónidos es la habilidad que

presentan para inactivar o detoxificar el cortisol, con el fin de protegerse de los efectos

adversos de esta potente hormona, desviando los productos de su catabolismo a la síntesis

de otros compuestos como 11β-OHA (11beta-hidroxyandostenediona) (Khan et al., 1997).

No sólo la etapa de desarrollo sino también el grado de maduración sexual va a

influir en la capacidad de regulación de la síntesis de cortisol. Así, se ha visto que tras

someter a truchas maduras e inmaduras a un período de confinamiento de 24 horas, los

peces inmaduros presentaban picos de cortisol mayores. Parece ser que en los animales


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maduros existe un mayor control de la secreción de cortisol, modulada por el

hipotálamo/hipófisis, que se refleja en títulos más bajos de ACTH (Pottinguer et al., 1995).

3) Sensibilidad de tejidos diana

La aclimatación al estrés crónico no sólo implica la reducción de los niveles de

cortisol sino que también actúa sobre la capacidad de respuesta de los tejidos diana

(Pickering, 1992). La activación del eje hipófisis-interrenal da lugar a importantes cambios

en la naturaleza de los receptores de las células diana del cortisol. Los receptores no son

estructuras estáticas, incluso muchos de sus parámetros, como afinidad, localización y

turnover, pueden verse alterados (Sumpter, 1997).Parece ser que la presencia de la

hormona puede actuar modificando algunos de estos parámetros e incluso en el proceso de

trascripción del gen que codifica el receptor.

Se ha puesto de manifiesto que el estrés crónico provoca un descenso significativo

en la afinidad de los receptores de cortisol en salmónidos (Maule y Schreck, 1991;

Trenzado et al., 2003). Pottinger (1990) demostró un descenso del 40% en la capacidad de

unión del cortisol a receptores citosólicos hepáticos, tras 96 horas de confinamiento con

respecto a peces control. Posteriores experimentos (Pottinger et al., 1994a) han puesto de

manifiesto que el estrés crónico por confinamiento durante 14 días da lugar a un

decremento del 60% en el número de receptores celulares hepáticos del cortisol. A esto

hay que sumar un aparente descenso en la afinidad de dichos receptores por el cortisol. De

esta manera, se consigue una disminución en la sensibilidad de las células diana frente al

cortisol, con lo que se compensa el efecto continuado de la hormona en situaciones de

estrés crónico. Según Pottinger et al. (2000), los elevados niveles de cortisol, presentes en

ciertos ciprínidos (Leuciscus cefalus) en situaciones de reposo (50-100 ng/ml) y estrés

crónico o agudo (1500 ng/ml), con respecto a los datos existentes en salmónidos como la

trucha arco iris, revelaron que mientras la abundancia de receptores era similar en ambas

especies, la afinidad era ocho veces inferior en el caso del ciprínido, lo que supone, en esta

especie, una estrategia de alta resistencia a la acción de los corticoides.


29

4) Proteínas reguladoras

En el caso del cortisol se ha comprobado la existencia de mecanismos que evitan el

efecto prolongado de esta hormona. Así, parte del cortisol secretado por el tejido interrenal

se une de forma reversible a proteínas sanguíneas biológicamente inertes, de manera que se

produce la inactivación de éste. Entre estas proteínas podríamos destacar la transcortina

(glucoproteína) y, en el caso de que ésta se encuentre saturada, la albúmina. La cantidad

de cortisol unido formando complejos es de un 30-55% de los niveles presentes. Este tipo

de unión tiene también una función protectora que evita la metabolización e inactivación de

esta hormona en el hígado (van der Boon et al., 1991).

También se ha puesto de manifiesto, en situaciones de respuesta de estrés, la

presencia de una serie de proteínas que, aunque no regulan directamente los efectos del

cortisol, tienen como finalidad la protección y la restauración del tejido dañado así como el

proporcionar a las células una mayor capacidad de defensa frente a los agentes estresantes.

Entre estas proteínas se encuentran las metalotioneínas, que constituirían puntos de unión

para quelar metales tóxicos. Tort et al. (1996) comprobaron, en trucha arco iris, que

exposiciones a cadmio provocaban un aumento de los niveles de cortisol que iba asociado a

un aumento de los niveles de metalotioneína. Dang et al. (2000) también observaron el

efecto del cobre sobre el incremento de metalotioneínas en el epitelio branquial de trucha

arco iris. Las ubiquitinas tendrían un papel mediador en la proteolisis no lisosomal de

células estresadas. Se han encontrado efectos estimuladores del cortisol sobre la secreción

de ubiquitinas así como de metalotioneínas en respuesta al estrés por confinamiento

(Wendelaar-Bonga, 1997). Las HSP (proteínas de choque térmico), producidas ante

cambios bruscos de Tª, tendrían una función de reparación y degradación de proteínas

alteradas o desnaturalizadas bajo situaciones de estrés (Basu et al., 2002). La presencia de

HSP también se ha asociado a otros tipos de estrés, como situaciones de dominancia entre

especies (Kagawa et al., 1999). Con relación al cortisol, Basu et al. (2001) encontraron

que, en situaciones de estrés físico asociado a incrementos de temperatura, esta hormona

tenía un efecto supresor en la expresión de las HSP, observándose, en cambio, un

incremento de éstas tras la liberación de catecolaminas (Basu et al., 2002). Recientes


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estudios (Basu et al., 2003) han puesto de manifiesto el papel de estás proteínas incrementando

la funcionalidad de los receptores de glucocorticoides, mediante su unión a estos, con el fin de

asegurar una mayor eficacia en la respuesta de estrés mediada por el cortisol.

El hecho de que las HSP se asocien a una respuesta de estrés no implica

necesariamente que su presencia sea indicativa de que el animal se encuentre estresado, ya

que puede ocurrir que simplemente sea un mecanismo de defensa a nivel tisular o celular

sin que el factor adverso alcance títulos tan altos como para promover una respuesta

integrada frente al estrés (Wendelaar-Bonga, 1997).

3.1.3. Interacción entre cortisol y catecolaminas

La tendencia actual, en el estudio de la activación endocrina asociada a la respuesta

de estrés, ha sido la de separar las dos vías que dan lugar a la síntesis de corticoides y

catecolaminas, estudiándose de forma paralela. Esto puede llevar a pensar, de manera

errónea, que ambas hormonas actúan por separado, sin conexión. La poca información que

se tiene al respecto sugiere un importante grado de interacción entre ambas hormonas.

Se ha visto que la liberación de catecolaminas da lugar a una activación del eje HHI

en los receptores adrenérgicos en células del hipotálamo y de la hipófisis, que podría estar

asociada, como ocurre en mamíferos, al aumento de CRH y ACTH (Sumpter, 1997), pero

también se ha observado el efecto recíproco. Se sabe que el nivel de actuación de las

catecolaminas es mediante α y β-adrenoreceptores con una serie de reacciones en cascada

en la célula diana de catecolaminas en las que estaría implicado el AMP cíclico y el ión

calcio entre otros (Fabri et al. 1998). Parece ser que el aumento de los niveles de cortisol,

asociado al estrés crónico, va a dar lugar a una síntesis de β-adrenoreceptores en el

citoplasma de las células diana (como los glóbulos rojos y hepatocitos) por medio de un

aumento en su transcripción génica, y que dichos receptores, en situaciones de estrés

agudo, pasarán a la superficie celular con el fin de incrementar la actividad de las

catecolaminas. Por tanto, la elevación crónica del cortisol va a influir en la efectividad de la

acción de las catecolaminas ante una situación de estrés agudo (Reid y Perry, 1991; Perry


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et al., 1993). Por otro lado, Dugan y Moon (1998) observaron que elevaciones crónicas de

cortisol no daban lugar a alteraciones en los receptores adrenérgicos de células hepáticas.

Sin embargo, según Jönsson et al. (1983), un incremento de cortisol tras situaciones de

estrés también podría ejercer su acción acelerando la tasa de síntesis de catecolaminas. De

esta manera, la acción conjunta de ambas hormonas iría encaminada a potenciar la

respuesta de estrés con el fin de hacer frente al agente estresante en el menor tiempo

posible y, de este modo, evitar las consecuencias negativas de un tiempo de actuación

prolongado del mismo (Sumpter, 1997).

3.1.4. Otras respuestas endocrinas asociadas al estrés

La respuesta endocrina va a estar interconectada con otra serie de hormonas que

también pueden verse afectadas por una situación de estrés.

En el capítulo destinado a los efectos del estrés y del cortisol sobre el crecimiento

(3.3.1.1), veremos su relación y consecuencias sobre determinadas hormonas que

intervienen en la regulación de la síntesis tisular, como la hormona del crecimiento (GH),

las hormonas tiroideas y los esteroides.

Otras hormonas de la hipófisis que también están implicadas en la respuesta

integrada de estrés son:

La prolactina está asociada a la regulación de la permeabilidad del tegumento y

relacionada con el control osmótico. En general, parece que sí existe una correlación entre

los niveles de prolactina y los efectos del estrés, ya que se ha comprobado que, en

situaciones de estrés agudo, el incremento de cortisol va unido a un aumento de pr

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