UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR … · A nuestro tutor Dr. Renán Mena quien confió en nosotras, y...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

CARRERA DE MEDICINA VETERIANARIA Y ZOOTECNIA

Caracterización de ectoparásitos y determinación de las enfermedades

hematozoáricas y bacterianas presentes en la población canina y felina

del cantón Puerto López.

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de Médico Veterinario y Zootecnista.

Autores: María Fernanda Sarango Carrillo, Cinthya Carolina Álvarez García Tutor: Dr. Renan Patricio Mena Pérez Cotutor: Dra. Nadia Valeria López Paredes

Quito, octubre 2017

ii

DERECHOS DEL AUTOR

Nosotras, María Fernanda Sarango Carrillo y Cinthya Carolina Álvarez

García, en calidad de autoras del trabajo de Investigación

CARACTERIZACIÓN DE ECTOPARÁSITOS Y DETERMINACIÓN DE LAS

ENFERMEDADES HEMATOZOÁRICAS Y BACTERIANAS PRESENTES

EN LA POBLACIÓN CANINA Y FELINA DEL CANTÓN PUERTO LÓPEZ,

autorizamos a la Universidad Central del Ecuador hacer uso de todos los

contenidos que nos pertenecen o parte de los que contiene esta obra, con

fines estrictamente académicos o de investigación. Los derechos que como

autoras nos corresponden, con excepción de la presente autorización,

seguirán vigentes a nuestro favor, de conformidad con lo establecido en los

artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertenecientes a la Ley de Propiedad

Intelectual y su Reglamento. Asimismo, autorizamos a la Universidad

Central del Ecuador para que realice la digitalización y publicación de este

trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo

dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior A los 09

días del mes de octubre de 2017

---------------------------------------- -------------------------------

María Fernanda Sarango Carrillo Cinthya Carolina Álvarez García,

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR

En mi carácter de Tutor del Trabajo de Grado presentado por las señoritas

María Fernanda Sarango Carrillo y Cinthya Carolina Álvarez para optar el

Titulo o Grado de Médico Veterinario y Zootecnista cuyo título es:


ENFERMEDADES HEMATOZOÁRICAS Y BACTERIANAS PRESENTES

EN LA POBLACIÓN CANINA Y FELINA DEL CANTÓN PUERTO LÓPEZ.

Considero que dicho trabajo reúne todos los requisitos y méritos para ser

sometido a la presentación pública y evaluación por parte del jurado

examinador que se designe.

En la ciudad de Quito a los días 28 días del mes de Julio de 2017 Dr. Renán

Patricio Mena

Dr. Renán Patricio Mena Pérez

CI:

Tutor

Dra. Nadia Valeria López Paredes

CI:

Cotutor

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El tribunal constituido por: Dr. Fernando Pazmiño, Dra. Juliette Cadier y

Dra. Yolanda Cedeño, luego de receptar la presentación oral del trabajo de

titulación previo a la obtención del título de Médico Veterinario y

Zootécnista, presentado por las señoritas Cinthya Carolina Álvarez García

y María Fernanda Sarango Carrillo.

Con el título: Caracterización de ectoparásitos y determinación de las

enfermedades hematozoáricas y bacterianas presentes en la población

canina y felina del cantón puerto López.

Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado)_________________

Fecha: _________________________________

Para constancia de lo actuado firman:

Nombre y Apellido Calificación Firma

Presidente Dr. Fernando Pazmiño _________ ____________

Vocal 1 Dra. Juliette Cadier _________ ____________

Vocal 2 Dra. Yolanda Cedeño _________ ____________

v

DEDICATORIA

Dedico este trabajo a Dios, quien me ha bendecido infinitamente con salud,

familia, amigos, retos, metas, y la grandiosa oportunidad de levantarme

cada día y luchar por ellos. También a mis padres Gloria y Carlos, quienes

me acompañaron en mi formación, con amor, paciencia, y su apoyo

incondicional. A mis hermanos, quienes estuvieron siempre ahí, en

momentos buenos y malos. A mis profesores, quienes compartieron su

conocimiento con entrega y liderazgo. A mis amigos, con los que compartí

grandes retos y momentos inolvidables a lo largo de este este camino.

.

María Fernanda

vi

DEDICATORIA

En primer lugar, este trabajo va dedicado a Dios por brindarme la vida y la

afición por los animales, a mis padres que siempre me dieron todo su amor

y apoyo durante mi carrera, lo que me ha permitido conseguir este objetivo

de culminar la carrera.

Además, quiero agradecer a todos los docentes que me brindaron sus

conocimientos para hoy ponerlos en práctica en mi vida profesional, y por

ultimo a mis queridos amigos con los que he compartido muy gratos

momentos y han sido mi apoyo en momentos difíciles de mi vida.

Cinthya Carolina Álvarez García

vii

AGRADECIMIENTOS

Queremos agradecer la colaboración de la Dra. Sandra Enríquez, quién con

mucha paciencia y entrega nos orientó en el desarrollo de este trabajo de

investigación, especialmente en la caracterización de ectoparásitos.

A nuestro tutor Dr. Renán Mena quien confió en nosotras, y nos lideró en

la realización de este proyecto.

A nuestra querida cotutora Nadia López quien nos apoyó en los momentos

más críticos.

A la Dra. Jazmín, quien nos brindó su asesoría técnica, en cuanto a la

identificación de agentes infecciosos.

Al Dr. Richard Rodríguez, director del Centro Internacional de Zoonosis,

quien nos permitió el uso de materiales e instalaciones del lugar para el

procesamiento de las muestras.

Al Dr. Edison Encalada, quien nos bridó su asesoría.

viii

CONTENIDO

DERECHOS DEL AUTOR .......................................................................... ii

APROBACIÓN DEL TUTOR ...................................................................... iii

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ..................... iv

DEDICATORIA .......................................................................................... v

AGRADECIMIENTOS ............................................................................... vii

CONTENIDO ........................................................................................... viii

LISTA DE TABLAS ................................................................................... xii

LISTA DE FIGURAS ................................................................................ xiii

LISTA DE ANEXOS .................................................................................. xv

RESUMEN ............................................................................................... xiv

CAPÍTULO I ............................................................................................... 1

1.1 INTRODUCCIÓN .............................................................................. 1

1.2 OBJETIVOS ..................................................................................... 3

1.3 HIPÓTESIS ...................................................................................... 3

CAPÍTULO II .............................................................................................. 4

2. MARCO TEÓRICO ............................................................................. 4

2.1. Epidemiología de las enfermedades Hematozoáricas y

bacterianas. ......................................................................................... 4

2.2 Enfermedades Hematozoáricas y Bacterianas .............................. 7

2.2.1 Ehrlichiosis ............................................................................. 9

Signos Clínicos ............................................................................ 9

Etiología ....................................................................................... 9

Patogenia .................................................................................... 9

Diagnóstico mediante observación directa de frotis sanguíneos 10

2.2.2 Anaplasmosis Granulocitotrópica ......................................... 11

Signos clínicos ........................................................................... 11

Etiología ..................................................................................... 11

Patogenia .................................................................................. 11

Diagnóstico mediante observación directa de Frotis sanguíneos

.................................................................................................. 12

2.2.3 Anaplasmosis Trombocitotrópica ......................................... 12

Etiología ..................................................................................... 12

Patogenia .................................................................................. 13

ix


.................................................................................................. 13

2.2.4 Borreliosis ............................................................................ 14

Etiología ..................................................................................... 15

Patogenia .................................................................................. 15

Diagnóstico mediante observación directa de Frotis sanguíneos.

.................................................................................................. 15

2.2.5 Micoplasmosis Felina o Anemia Infecciosa Felina ............... 16

Signos clínicos: .......................................................................... 16

Etiología ..................................................................................... 16


2.2.6 Babesiosis ............................................................................ 18

Signos Clínicos .......................................................................... 18

Etiología ..................................................................................... 19

Patogenia .................................................................................. 19


2.3 Diagnóstico de Enfermedades Hematozoáricas y Bacterianas ... 21

Frotis Sanguíneos ......................................................................... 21

ELISA ............................................................................................ 21

PCR............................................................................................... 21

Hemograma y Bioquímica ............................................................. 21

2.4 Tratamiento para las enfermedades hematozoáricas y bacterianas

.......................................................................................................... 22

2.5 Vectores de enfermedades hematozoáricas y bacterianas ......... 22

2.5.1 Garrapatas- Orden Acari ...................................................... 22

Familia Ixodidae ........................................................................ 23

Características Generales ...................................................... 23

Ciclo de vida de las garrapatas ................................................. 24

Garrapata de un solo hospedador ......................................... 24

Garrapata de dos hospedadores ........................................... 25

Garrapata de tres hospedadores ........................................... 26

Rhipicephalus sanguineus. .................................................... 26

Amblyomma ........................................................................... 27

Amblyomma cajennense ........................................................ 27

x

2.5.2 Pulgas .................................................................................. 28

Pulgas - Orden Siphonaptera .................................................... 28

Ctenocephalides canis y Ctenocephalides felis ......................... 29

Echidnophaga gallinacea ........................................................... 30

Pulex irritans .............................................................................. 30

Ciclo biológico ........................................................................... 31

Transmisión de enfermedades ................................................. 31

2.5.3 Piojos ................................................................................... 32

Piojos - Orden Phthiraptera ....................................................... 32

Anoplura .................................................................................... 33

Suborden Linognathus ............................................................... 33

Mallophaga ................................................................................ 33

Trichodectes .............................................................................. 34

Felicola ...................................................................................... 34

Suborden Amblycera ................................................................. 34

Transmisión de enfermedades .................................................. 35

2.5.4 Control de ectoparásitos ...................................................... 35

Garrapatas ................................................................................. 36

Pulgas ........................................................................................ 36

Piojos ......................................................................................... 37

2.4.5 Diagnóstico de la presencia de ectoparásitos ...................... 37

CAPÍTULO III ........................................................................................... 38

Materiales y Métodos ............................................................................ 38

3.1 Materiales .................................................................................... 38

3.2 Metodología ................................................................................. 39

Métodos de evaluación ................................................................. 40

Procedimiento de la Investigación ................................................. 40

Fase de campo (muestreo) ........................................................ 40

Extracción de muestra sanguínea .......................................... 41

Técnica para la realización de un frotis .................................. 41

Técnica de Tinción Wright in situ ........................................... 42

Recolección de ectoparásitos ................................................ 42

Fase de laboratorio .................................................................... 43

Identificación de hemoparásitos y bacterias .......................... 43

xi

Identificación de Ectoparásitos .............................................. 43

CAPÍTULO IV ........................................................................................... 54

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................. 54

4.1 Comportamiento de los datos básicos de los pacientes en estudio

.......................................................................................................... 54

4.2 Comportamiento de la Infestación por ectoparásitos................... 54

Pulgas ........................................................................................... 55

Piojos ............................................................................................ 58

Garrapatas .................................................................................... 59

4.3 Comportamiento de la infestación por hemoparásitos y bacterias

.......................................................................................................... 62

Pacientes positivos a Anaplasma phagocytophilum y Anaplasma

platys ............................................................................................. 64

Pacientes positivos a Mycoplasma ............................................... 65

Pacientes positivos a Ehrlichia sp. ................................................ 65

Pacientes positivos a Babesia Sp. ................................................ 66

4.4 Comportamiento de Coinfecciones a hemoparásitos y bacterias 67

4.5 Relación entre el nivel de infestación de los ectoparásitos y la

presencia de angentes hematozoarios y bacterianos. ...................... 69

4.6 Comportamiento de infecciones a hemoparásitos y bacterias de

acuerdo a factores intrínsecos y extrínsecos de los pacientes. ......... 71

Pacientes positivos en relación a la Edad ..................................... 71

Pacientes positivos en relación a la aplicación de antiparasitarios

externos. ....................................................................................... 72

4.7 Relación del tipo de hábitat y la presencia de ectoparásitos ....... 73

CAPÍTULO V............................................................................................ 75

Conclusiones ........................................................................................... 75

Bibliografía ............................................................................................... 76

Anexos ..................................................................................................... 85

xii

LISTA DE TABLAS

Tabla 1 Principales enfermedades transmitidas por vectores ................... 8

Tabla 2 Especies de Babesia en caninos y felinos. ................................. 19

Tabla 3 Piojos encontrados en animales domésticos .............................. 33

Tabla 4 Variable Independiente ............................................................... 40

Tabla 5 Variable Dependiente ................................................................. 40

Tabla 6 Clave dicotómica para la familia Ixodidadae ............................... 44

Tabla 7 Claves para identificación de los estadios y sexo de garrapatas.

................................................................................................................. 47

Tabla 8 Animales muestreados de acuerdo a la especie y al género. ..... 54

Tabla 9 Distribución de los animales muestreados por edad en caninos y

felinos ...................................................................................................... 54

Tabla 10 Distribución de los animales muestreados frente a la infestación

de pulgas. ................................................................................................ 56

Tabla 11 Frecuencia de Ctenocephalides felis de los animales

muestreados. ........................................................................................... 58

Tabla 12 Frecuencia de Pulex irritans en los individuos muestreados. ... 58

Tabla 13 Frecuencia de Echidnophaga gallinacea en los individuos

muestreados ............................................................................................ 58

Tabla 14 Frecuencia de Ctenocephalides canis en los individuos

muestreados. ........................................................................................... 58

Tabla 15 Resultados de animales positivos a pediculosis en el cantón

Puerto López............................................................................................ 59

Tabla 16 Caracterización de las garrapatas encontradas en los individuos

del estudio. .............................................................................................. 61

Tabla 17 Tipo de garrapatas encontradas en los individuos. .................. 62

Tabla 18 Número de pacientes positivos a hemoparásitos y bacterias. .. 63

Tabla 19 Número de pacientes positivos a los distintos hemoparásitos y

bacterias. ................................................................................................. 66

Tabla 20 Análisis comparativo entre cinco Estudios de Ecuador, para

determinar la prevalencia de agentes hematozoáricos y bacterianos. ..... 67

Tabla 21 Número de pacientes positivos a confecciones entre

hemoparásitos y bacterias. ...................................................................... 68

Tabla 22 Análisis comparativo de tres Estudios realizados en Ecuador,

para la identificación de coinfecciones entre agentes hematozoáricos y

bacterianos. ............................................................................................. 69

Tabla 23 Relación entre el nivel de infestación de los ectoparásitos y la

presencia de angentes hematozoarios y bacterianos .............................. 70

Tabla 24 Relación entre la presencia de ectoparásitos y hemoparásitos y

bacterias. ................................................................................................. 71

Tabla 25 Número de pacientes positivos a hemoparásitos y bacterias, de

acuerdo a la edad .................................................................................... 71

xiii

Tabla 26 Clasificación de la presencia de hemoparásitos y bacterias, en

relación a la edad de los pacientes .......................................................... 72


desparasitación externa ........................................................................... 73

Tabla 28 Relación del tipo de hábitat y la presencia de ectoparásitos .... 74

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 Extensión de sangre en canino, con Ehrlichia canis en un

neutrófilo. (Giemsa; aumento original x 1000). ........................................ 10

Figura 2 Frotis sanguíneo de canino con presencia de mórula de Ehrlichia

canis en un neutrófilo. 100x ..................................................................... 10

Figura 3 Frotis sanguíneo de canino de 3 años, con mórula de

A.Phagocytophilum en neutrófilo. Tinción Wright. 100x ........................... 12

Figura 4 Frotis sanguíneo de canino de 2 años, con cuerpos de inclusión

intrapalquetarios de A. Platys Tinción Wright. 100x. “Flecha” .................. 14

Figura 5 Frotis sanguíneos de canino, con cuerpos de inclusión de A.

platys en plaquetas. Giemsa; aumento original x1000. ............................ 14

Figura 6 Extensión de sangre de un canino con presencia de

espiroquetas asociado a Borrelia spp. Microscopía directa. 100x ........... 15

Figura 7 Frotis sanguíneo, canino, con bastones y nódulos en eritrocitos,

asociados a Micoplasma canis. Wright. Aumento x1000. ........................ 17

Figura 8 Frotis sanguíneo, felino de 1 año, con presencia de bastones y

nódulos en eritrocitos asociados Micoplasma. Giemsa, 100x. ................. 18

Figura 9 Extensión de sangre de un canino que muestra Babesia canis en

tres eritrocitos. (Wright; aumento original x1000)..................................... 20

Figura 10 Extensión de sangre de un canino que muestra Babesia canis

en tres eritrocitos. (Wright; aumento original x100) .................................. 20

Figura 11 Ciclo de vida de las garrapatas de un solo hospedador.......... 25

Figura 12 Ciclo de vida de las garrapatas de dos hospedadores............ 25

Figura 13 Ciclo de vida de las garrapatas de tres hospedadores. .......... 26

Figura 14 Aspecto dorsal de R. Sanguineus ........................................... 27

Figura 15 Amblyomma cajennense, vista dorsal. .................................... 28

Figura 16 Ctenocephalides felis, la pulga del gato, A. Macho, B. Hembra

................................................................................................................. 29

Figura 17 Echidnophaga gallinacea. A. Macho, B. Hembra .................... 30

Figura 18 Pulex irritans: A. Macho, B. Hembra ....................................... 30

Figura 19 Ciclo de vida del Orden Siphonaptera..................................... 31

Figura 20 Heterodoxus spiniger, vista dorsal .......................................... 34

Figura 21 Ciclo de vida del Orden Phthirapter ........................................ 35

Figura 22 Mapa del Cantón Puerto López .............................................. 39

Figura 23 Técnica para realizar el frotis de sangre ................................. 41

Figura 24 División del frotis sanguíneo en tres campos ópticos ............. 43

Figura 25 Posición del surco anal y presencia de festones .................... 45

xiv

Figura 26 Forma de Gnatosoma, si es más largo que ancho, o si es igual

de ancho .................................................................................................. 46

Figura 27 Forma de base de Capitulum, rectangular o hexagonal:......... 46

Figura 28 Tamaño de las espuelas en la Coxa I, tamaño de los palpos en

relación al hipostomun, y número de placas adanales en el caso de los

machos. ................................................................................................... 47

Figura 29 Claves para identificación de los estadios de garrapatas ....... 48

Figura 30 Claves para identificación del sexo de garrapatas .................. 48

Figura 31 Rhipicephalus sanguineus, vista dorsal (Hembra y Macho). ... 49

Figura 32 Clave dicotómica de Amblyomma cajennense. ....................... 49

Figura 33 Claves taxonómicas de las pulgas Ctenocephalides canis y

Ctnocephalides felis. ................................................................................ 50

Figura 34 Clave taxonómica de la cabeza de la pulga Echidnophaga

gallinácea ................................................................................................. 50

Figura 35 Detalle estructural de la cabeza de la pulga Pulex irritans. ..... 51

Figura 36 Claves taxonómicas para diferencia el género las pulgas. ..... 51

Figura 37 Clave pictórica para algunas pulgas. ...................................... 52

Figura 38 Clave taxonómica para identificar al suborden Amblycera ...... 53

Figura 39 Clave taxonómica para identificar a la familia Boopidae y

género Heterodoxus ................................................................................ 53

xv

LISTA DE ANEXOS

Anexo 1 Tabulación de los datos de los pacientes muestreados. ........... 85

Anexo 2 Encuesta epidemiológica (Parte I) ............................................ 92

Anexo 3 Encuesta epidemiológica (Parte II) ........................................... 93

Anexo 4 Autorización del propietario para tomas de muestras biológicas

................................................................................................................. 94

Anexo 5 Equipo de trabajo, de la Universidad Central del Ecuador, de la

Facultad de Medicina Veterinaria. ............................................................ 95

Anexo 6 Recepción de los pacientes que asistieron a la campaña de

esterilización, para su debido registro de datos. ...................................... 95

Anexo 7 Paciente canino de 3 años con presencia de garrapatas en el

pabellón de la oreja. ................................................................................. 96

Anexo 8 Conservación de los ectoparásitos en Alcohol potable al 95%. 96

Anexo 9 Toma de muestra sanguínea de yugular, canino de 2 años de

edad. ........................................................................................................ 96

Anexo 10 Paciente canino con infestación de garrapatas. ...................... 97

Anexo 11 Elaboración de los frotis in situ. .............................................. 97

Anexo 12 Recolección de ectoparásitos ................................................. 97

Anexo 13 Paciente felino con infestación de pulgas. .............................. 98

Anexo 14 Observación de los frotis Sanguíneos en el Centro

Internacional de Zoonosis. ....................................................................... 98

Anexo 15 Observación de los Ectoparásitos ........................................... 99

Anexo 16 Pulga Ctenocephalides canis, Hembra. .................................. 99

Anexo 17 Pulga Pulex irritans; Hembra. ................................................. 99

Anexo 18 Pulga Echidnophaga gallinácea; Macho. .............................. 100

Anexo 19 Garrapata Rhipicephalus sanguineus; Macho. ..................... 100

Anexo 20 Garrapata Amblyoma cajennese; Macho. ............................. 100

Anexo 21 Piojo Heterodoxus spiniger; Macho ...................................... 101

xiv

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

CARRERA DE MEDICINA VETERIANARIA Y ZOOTECNIA


ENFERMEDADES HEMATOZOÁRICAS Y BACTERIANAS PRESENTES EN

LA POBLACIÓN CANINA Y FELINA DEL CANTÓN PUERTO LÓPEZ.

Autoras: María Fernanda Sarango Carrillo, Cinthya Carolina Álvarez García

Tutor: Dr. Renan Mena

Cotutor: Dra. Nadia Lòpez

Asesor científico: Dra. Sandra Enríquez

Fecha: Octubre 2017

RESUMEN

El objetivo del presente estudio fue determinar la presencia de ectoparásitos en

caninos y felinos para su posterior caracterización y adicionalmente determinar

la presencia de agentes infecciosos como hemoparásitos y bacterias en los frotis

sanguíneos. Para esto se muestrearon a 147 pacientes (129 caninos y 18 felinos)

que acudieron a la campaña gratuita de esterilización que se realizó en el cantón

Puerto López, provincia de Manabí-Ecuador.

Los ectoparásitos fueron recolectados de cada paciente y colocados en tubos de

tapa roja de 10cc, con alcohol potable al 96%, para su adecuada conservación y

transporte. Se tomaron muestras de sangre de la vena yugular en tubos EDTA

de 1cc y posteriormente se realizaron frotis sanguíneos de las muestras

obtenidas en el laboratorio. Adicionalmente, se tomaron muestras de los

capilares de la oreja de cada paciente y se realizaron frotis sanguíneos in situ.

En este estudio se determinó que, 109 de 147 pacientes muestreados

equivalente al 74%, eran positivos a ectoparásitos, donde el 53% de pacientes

presentaron garrapatas, de los cuales, el 95% pertenecían a la especie

xv

Rhipicephalus sanguineus y el 5% de la especie Amblyoma cajennense. En el

caso de las pulgas se identificaron 4 especies, de las cuáles 66% corresponden

a Ctenocephalides felis, 29% a Pulex irritans, 4% a Echidnophaga gallinácea

(hen flea), y solo el 1% a Ctenocephalides canis. La única especie de piojos

recolectados correspondía a Heterodoxus spinger.

En cuanto a los hemoparásitos y bacterias identificadas, mediante observación

directa de frotis sanguíneos, coloreados con tinción Wright, se obtuvieron los

siguientes resultados, 108 de 147 pacientes muestreados, equivalente al 73%

fueron positivos a la presencia de alguno de estos agentes. Del total de pacientes

el 33% fueron postivos a Anaplasma phagocytophilum, el 12% a Anaplasma

platys, el 15% a Ehrlichia y por último Babesia con el 2%.

xvi

CENTRAL UNIVERSITY OF THE ECUADOR

FACULTY OF VETERINARY MEDICINE AND ANIMAL HUSBANDRY

CAREER OF VETERINARY MEDICINE AND ANIMAL HUSBANDRY

CHARACTERISATION OF ECTOPARASITES AND DETERMINATION OF

THE ILLNESSES HEMATOZOARICAS AND BACTERIAL PRESENT IN THE

CANINE AND FELINE POPULATION OF THE CANTON PUERTO LOPEZ.

Authors: Maria Fernanda Sarango Carrillo, Cinthya Carolina Álvarez García

Tutor: Dr. Renan Mena

Co-tutor: Dra. Nadia Lòpez

Scientific adviser: Dra. Sandra Enríquez

SUMMARY

The aim of the present study was to determine the presence and later

characterization of ectoparasites. Also, to analyze blood smears in search of

infectious agents such as hemoparasites and bacteria. For this, 147 patients (129

canines and 18 felines) that to the free spaying campaign performed at Puerto

Lopez city in the province of Manabi in Ecuador were sampled.

The ectoparasites, when present, were collected from each patient and placed in

10 cm red cap tubes with 96% alcohol, for its adequate preservation and

transport. Blood samples were taken in 1cm tubes with EDTA to be used later for

blood smears in the laboratory. Additionally, blood from ear capillaries were

sampled and blood smears where done in situ.

In this study, it was determined that 109 out of 147 of the sampled animals,

equivalent to 74%, were positive to ectoparasites. From this group, 53% had

ticks, 95% of them belonged to Rhipicephalus sanguineus and the 5% to

Amblyoma cajennense. In the case of fleas, 4 species were identified, 66%

correspond to Ctenocephalides felis, 29% to Pulex irritans, 4% to Echidnophaga

xvii

gallinácea (hen flea), and only 1% to Ctenocephalides canis. The only lice specie

identified was Heterodoxus spinger.

In the direct observation of blood smears with Wright stainig, hemoparasites and

bacteria were identified in 108 out of 147 patients. This is, about 73% were

positive to either one of these agents. From this group, 33% were positive to

Anaplasma phagocytophilum, and 12% to Anaplasma platys, 15% to Ehrlichia

and Babesia with 2%.

1

CAPÍTULO I

1.1 INTRODUCCIÓN

Para la Organización Mundial de la Salud, las enfermedades transmitidas por

vectores representan una gran preocupación para la población, generando cada

año más de 1000 millones de casos y 1 millón de defunciones. Estas patologías

representan aproximadamente 17% de todas las enfermedades infecciosas del

mundo (OMS, 2016).

La transmisión de dichas enfermedades son generalmente por garrapatas

pertenecientes a la familia Ixodidae y otros vectores como pulgas y piojos

(Estrada, 2015; OMS, 2016).

Las garrapatas son artrópodos que pertenecen taxonómicamente a la subclase

Acari, son los principales vectores de enfermedades hematozoáricas y

bacterianas, sin embargo, no debemos dejar de lado otros ectoparásitos que

participan en la trasmisión de varias patologías, para las personas y para los

animales, como son pulgas y piojos pertenecientes a la clase Insecta (Bowman,

Lynn, & Eberhard, 2011).

Las garrapatas tienen una gran habilidad de adaptarse a distintos

medioambientes, por esta razón es que, su distribución ha crecido

drásticamente. Como se muestra en varias zonas del Ecuador, la infestación por

garrapatas en animales domésticos se detecta cada vez con más frecuencia,

incluso en zonas con temperaturas relativamente bajas (Mena, 2015). Las

pulgas al igual que las garrapatas se distribuyen en todo el mundo, siendo uno

de los ectoparásitos más comunes en los animales domésticos, incluso los

huevos, las larvas y adultos se encuentran en el medio ambiente del animal,

como el suelo, la cama, alfombras, entre otros, siendo un importante vector para

enfermedades hematozoáricas, bacterianas, o endoparasitarias (ESCCAP,

2009). Los piojos se clasifican en picadores y masticadores, estos tienen una

gran especificidad de hospedador, para lo cual en los caninos, las especies

principales son Trichodectes canis, Heterodoxus spiniger y Linognathus

setosus, además de ser un hospedador intermediario para el Dipylidium

2

caninum; a los felinos afecta una sola especie de piojo la cual es Felicola

subrostratus (Bowman et al., 2011).

La forma como estos agentes se propagan es muy particular, ya que muchos

animales podrían ser positivos a la presencia de estos agentes en su organismo,

pero no desarrollar la enfermedad, por lo cual estos animales pueden actuar

como reservorios, y ser una fuente para la propagación de los mismos (Manzano

Román, Días Martín, & Perez Sanchéz, 2013). Entre las enfermedades con más

importancia en medicina veterinaria y humana tenemos a la anaplasmosis,

ehrlichiosis, babesiosis, enfermedad de Lyme, entre otras y las enfermedades

transmitidas por pulgas como micoplasmosis (Lappin, 2010; Robles, Camacho,

Verdugo, Guajardo, & Del Campo, 2015).

Las enfermedades descritas anteriormente son causadas por distintos agentes

infecciosos que incluyen virus, bacterias, parásitos protozoos y helmintos,

pudiendo llegar a ser muy patógenas en perros y gatos produciendo hasta la

muerte de los mismos. El diagnóstico y control tienen cierto grado de dificultad

debido a que los signos clínicos son inespecíficos (ESCCAP, 2012)

3

1.2 OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL

Caracterizar ectoparásitos en la población canina y felina del cantón Puerto

López y determinar la presencia de enfermedades hematozoáricas y bacterianas

presentes en dicha zona.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1. Caracterizar los ectoparásitos presentes en las mascotas caninas y

felinas del cantón Puerto López.

2. Determinar por medio de frotis sanguíneos la presencia de enfermedades

hematozoáricas y bacterianas presentes en caninos y felinos del cantón

Puerto López.

1.3 HIPÓTESIS

HIPÓTESIS 0

En el cantón Puerto López, la presencia de ectoparásitos en las mascotas no

tiene relación significativa con presencia de agentes infecciosos hematozoáricos

y bacterianos.

HIPÓTESIS 1

En el cantón Puerto López, la presencia de ectoparásitos en las mascotas si

tiene relación significativa con la presencia de agentes infecciosos

hematozoáricos y bacterianos.

4

CAPÍTULO II

2. MARCO TEÓRICO

2.1. Epidemiología de las enfermedades Hematozoáricas y bacterianas.

A nivel mundial y regional la distribución de estas enfermedades es muy

importante, por ejemplo la anaplasmosis granulocitrópica canina, fue estudiada

en zonas endémicas de California donde se determinó que el 47,3% de los

perros muestreados en un condado eran seropositivos; mientras que la

anaplasmosis trombocitotrópica canina se han determinado perros infectados

especialmente en el Sur y Sureste de Estados Unidos, Europa, Suramérica,

Australia y África (Lappin, 2007). De igual manera la anaplasmosis

granulocitrópica felina se ha reportado en gatos expuestos naturalmente, los

cuales frecuentemente son seropositivos, en países como Brasil, Kenia, Italia,

Estados Unidos, Suecia, Dinamarca, Irlanda (Lappin, 2010). Estas

enfermedades son causadas por Anaplasma phagocytophilum, causando fiebre

y politaritis en ambas especies (ESCCAP, 2012). La anaplasmosis

trombocitotrópica, es causada por el Anaplasma platys, la cual provoca

trombocitopenia en los caninos y se presenta en las personas como

anaplasmosis granulocítica humana. Según el CDC, en el 2010 se reportó 1700

casos de anaplasmosis en humanos en Estados Unidos (CDC, 2016). En

Uruguay en el año 2016 se obtuvo una prevalencia de 4,2% de A. platys,

(Carvalho, Armua-Fernandez, Sosa, Félix, & Venzal, 2017).

Un monitoreo mediante IDEXX SNAP® 4Dx en Colombia demostró una

prevalencia del 40% de Anaplasma phagocytophilum en la ciudad de

Barranquilla (Mccown, Monterroso, & Cardona, 2015).

Mientras que en un estudio realizado en el 2016, en la Ciudad de Guayaquil -

Ecuador, mediante IDEXX SNAP® 4Dx, se obtuvo una prevalencia del 3% de

anaplasmosis en la población canina de dicha ciudad , mientras que en la

ciudad de Santo Domingo, por el mismo método de diagnóstico se obtuvo el

5

47.72% de prevalencia en anaplasmosis canina (Tutachá, 2016) (Calvache,

2014).

La ehrlichiosis monocitrotrópica canina causada por E. canis, E. chaffeensis y

Neoricketsia riticii, se ha descrito en su mayoría en el Sureste de Estados Unidos

y la costa del Golfo y lugares donde hay gran cantidad de Rhipicephalus

sanguineus. La importancia de su estudio radica en que causan ehrlichiosis

mononuclear humana (Lappin, 2007).

La ehrlichiosis monocitrotrópica felina, causada por E. canis, E. chaffeensis y E.

spp., se ha descrito en varios países como Estados Unidos, Kenia, Francia,

Brasil, y Tailandia (Lappin, 2010).

En tres estudios donde se utilizó IDEXX SNAP® 4Dx, para la detección de E.

canis se obtuvieron las siguientes seroprevalencia; en Colombia, 41% y un 18%

para Barranquilla y Medellín respectivamente, (Mccown et al., 2015), 41% en

Santo Domingo-Ecuador (Calvache, 2014), y 41,5% en Brasil, estudio realizado

en una población felina (Braga et al., 2014).

La babesiosis ha reemergido como una infección de amplia distribución global

(Gray, 2006) , con más de 1800 casos que han sido reportados al CDC (Centro

de control y prevención de Enfermedades Infecciosas) en año 2014 en EE.UU

(CDC, 2016). Los principales vectores para transmisión de esta bacteria son las

garrapatas del género I. scapularis, I. pacificus e I. persulcatus, pertenecientes

al complejo Ixodes ricinus (Tylor, Coop, & Wall, 2007).

La babesia canina o también denominada piroplasmosis canina provoca

destrucción de los glóbulos rojos, anemia, y es causada por protozoos

intracelulares del género Babesia, las especies que afectan de forma natural a

los caninos y felinos son B. canis y B. gibsoni (Mena, 2015) .

En el año 2005 se encontró en Guatemala una prevalencia de 95,8% para B.

bovis en ganado, 89,6% para B. bigemina en ganado, y 92,7% para B. equi en

caballos (Teglas et al., 2005). En América del sur se han venido reportando

consistentemente casos de babesiosis humana en los últimos veinte años, por

ejemplo, en Venezuela, un estudio demostró una prevalencia de B. bigemina

42,2%; B. bovis, 22,1%; B. caballi, 30% y B. equi, 6% (Zárate, 2016). En el

Ecuador, se conoce que la enfermedad es endémica, sin embargo los estudios

6

realizados sobre su presencia y distribución son escasos, uno de los estudios

realizados determinó casos positivos en provincias de Duran 41%, Santa Elena

47%, Babahoyo 15% (Balao, 2014). Por otro lado en la ciudad de Loja un estudio

realizado a 100 perros se obtuvo una prevalencia de 44% de babesiosis canina

(Zárate, 2016).

La enfermedad de Lyme se ha distribuido en muchas partes de Europa y Asia,

por lo cual es muy importante investigar la presencia o ausencia en países de

América del Sur. Esta enfermedad es causada por la bacteria Borrelia burgdorferi

sensu lato, produciendo un cuadro clínico de artritis juvenil, fiebre recurrente, y

signos neurológicos (Lappin, 2007; Stanchi, 2007). Fue reportada por primera

vez en Estados Unidos en 1977 en Old Lyme-Connecticut (Lappin, 2010;

Orestes, Ferrer, Ramírez, & Lavastida, 2012). En Estados Unidos en el 2015 se

reportaron 38.000 casos positivos para esta enfermedad (CDC, 2016). Según un

estudio realizado por Calvache, en Ecuador se obtuvo una prevalencia de

4.76% en caninos en la ciudad de Santo Domingo (Calvache, 2014).

Entre las enfermedades transmitidas por pulgas, tenemos micoplasmosis, dicha

enfermedad es de distribución mundial, con mayor incidencia en zonas cálidas.

Un estudio realizado el 2010 en Barcelona-España, de 191 gatos, el 3.7 % fueron

positivos a M. haemofelis (Ventura, 2010). 7 En Ecuador se obtuvo una

prevalencia de 37.25% de la ciudad de Guayaquil de 400 felinos muestreados

(Gonzáles, 2014).

Esta enfermedad causa anemia infecciosa en el gato, es de gran importancia

debido a que su transmisión puede ocurrir de las madres a los cachorros por

vía láctea o transplacentaria, también puede extenderse por mordeduras entre

los gatos y en forma iatrogénica por transfusiones de sangre (Stanchi, 2007), por

lo cual compromete de forma importante la salud y el bienestar de las mascotas

felinas en zonas tropicales de nuestro país, principalmente en la costa

Ecuatoriana. Por otro lado, tenemos Mycoplasma haemocanis, que causa

inflamación de articulaciones (conocida como poliartritis, fiebre, acumulación

ocular de fluidos, enrojecimiento ocular, descarga ocular o conjuntivitis, una

condición e la que la mayoría del tejido ocular se inflama. Los síntomas

respiratorios generalmente son leves, donde los estornudos son la mayor

molestia (do Nascimento, Santos, Guimaraes, SanMiguel, & Messick, 2012). En

7

Chile, ciudad de Valdivia se obtuvo una prevalencia del 11.9% en Mycoplasma

Haemocanis en el año del 2016 (Soto et al., 2017). En Estados Unidos a través

de un estudio por de PCR en la población canina, se obtuvo 4.9% de prevalencia

en el año 2010 (Barker et al., 2010). En dos ciudades de Argentina se obtuvo

una prevalencia global de 77.1% de M. haemocanis (Mascarelli, Tartara,

Pereyra, & Maggi, 2016).

En la actualidad las condiciones socioeconómicas de zonas vulnerables en la

costa ecuatoriana, por ejemplo el Cantón Puerto López, así como las condiciones

climáticas con humedad aproximada de 70% y temperatura de 25 a 27°C y la

influencia del cambio climático en los últimos años, favorecen el desarrollo de

ectoparásitos macroscópicos como garrapatas, piojos y pulgas, los cuales son

importantes transmisores de enfermedades hematozoáricas y bacterianas para

la creciente población canina y felina de la zona, que su vez actúa como focos

de proliferación representando un alto riesgo para la población humana, ya que

muchas de estas enfermedades son zoonósicas (ESCCAP, 2009; Jacho, 2015).

2.2 Enfermedades Hematozoáricas y Bacterianas

Las enfermedades hematozoáricas y bacterianas pueden ser transmitidas por

varios vectores artrópodos como son garrapatas, dípteros, piojos y pulgas

(ESCCAP, 2012). En la actualidad estas enfermedades han tomado gran

importancia en la medicina veterinaria y en la rama de la salud pública (CDC,

2016).

Esto se debe a que algunas de ellas son zoonósicas, y son casos del día a día

en las clínicas veterinarias. Una de las razones porque su distribución ha

incrementado y ya no se presenten únicamente en zonas cálidas-húmedas es

debido a los cambios climáticos que han surgido en los últimos tiempos debido

al calentamiento global, lo que ha provocado la adaptación de las garrapatas a

zonas de altura (Mena, 2015).

Los hematozoarios y bacterias requieren del torrente sanguíneo para su

multiplicación ya sea dentro o fuera de los glóbulos rojos y blancos, ocasionando

graves daños para la salud del animal infectado (Bowman et al., 2011).

Las enfermedades con más relevancia son la anaplasmosis y la ehrlichiosis que

están causadas por una bacteria gram negativa, pertenecientes a la rikettsias,

8

se consideran que son parásitos intracelulares obligados (Gómez & Guida,

2010).

La enfermedad de Lyme es causada por una espiroqueta, denominada de

Borrelia Burgdorferi, es una enfermedad de gran impacto para la salud pública

debido a que es zoonótica, teniendo mucha relevancia en países endémicos

como en Europa y Estados Unidos (AVEPA, 2012). Por otro lado la babesiosis,

es causada por un parásito protozoario del género Babesia, este es transmitida

por garrapatas duras, su distribución es mundial (Garcia, 2012).

Mycoplasma haemocanis y Mycoplasma haemofelis son bacterias Gram

positivas, de distribución mundial, en los gatos el M. haemofelis provoca anemia

infecciosa felina y dicha enfermedad tiene un mal pronóstico para los animales

infectados (Murphy & Papasouliotis, 2013).

Tabla 1 Principales enfermedades transmitidas por vectores

ENFERMEDADES TRASMITIDAS POR VECTORES

Enfermedad Agente Causal Hospedador Vector

Babesiosis

Babesia canis

Perro

Dermacentor reticulatus

Babesia vogeli Rhipicephalus

sanguineus

Babesia gibsoni Dermacentor spp.

Enfermedad de Lyme Borrelia burgdorferi

Roedores,

perro, gatos,

humanos

Ixodes ricinus,

I. hexagonus,

I. persulcatus

Ehrlichiosis Ehrlichia canis Perro y gato Rhipicephalus

sanguineus

Anaplasmosis

granulocítica

Anaplasma

phagocytophilum

Perros, gato y

humanos Ixodes ricinus

Anaplasmosis

trombocitopénica Anaplasma platys Perro

Rhipicephalus

sanguineus

Mycoplasmosis

Mycoplasma

haemocanis Perro

Pulgas y se sospecha

de garrapata Mycoplasma

haemofelis Gato

Fuente: (ESCCAP, 2012)

9

2.2.1 Ehrlichiosis

El agente causal de dicha enfermedad es Ehrlichia spp, patógeno de distribución

mundial ya que se han reportado algunos casos en varios continentes (León,

Demedio, & Marquez, 2008).

La “Ehrlichiosis monocítica canina, enfermedad del perro rastreador,

pancitopenia canina tropical, fiebre canina hemorrágica, y tifus canino”

(Cartagena Yarce, Ríos Osorio, & Cardona Arias, 2015; Huerto & Dámaso,

2015), es una enfermedad que afecta principalmente a los caninos, pero también

puede afectar a humanos, venados y equinos, es transmitida por la picadura de

las garrapatas del género Rhipicephalus sanguineus (AVEPA, 2012).

Signos Clínicos

Como cita (Pacheco & Loza, 2013), la ehrlichiosis se presentan en tres fases:

Fase aguda. - se puede observar fiebre, petequias, equimosis, epistaxis,

anorexia y depresión.

Fase Subclínica. - el tiempo de esta fase puede tener una duración de

semanas o meses, en la cual no hay signos específicos, pero existe una

notable pancitopenia.

Fase crónica. - es una de las fases más complicadas para el paciente, ya

que empieza a presentar fallas multisistémicas (Gómez & Guida, 2010).

Etiología

Ehrlichia spp, es un microrganismo intracelular obligado, gramnegativo y de

forma cocoidal (ESCCAP, 2012), mide aproximadamente 0.5 mm y se localizan

intracelularmente en los linfocitos y neutrófilos, formando agregados

denominados mórulas (Cartagena Yarce et al., 2015; Huerto & Dámaso, 2015).

En la actualidad las enfermedades rickettsiales en los caninos son causadas por:

E. canis que causan ehrlichiosis monocítica canina y E. ewingii que causan

Ehrlichiosis granulocítica canina (Guitiérrez & Pérez, 2017).

Patogenia

Los caninos son infectados a través de la picadura de la garrapata R. sanguineus

(todas las fases: larva, ninfa, adulto (ESCCAP, 2012).

10

Una vez que haya ocurrido la infección, las bacterias ingresan al torrente

sanguíneo y linfático, localizándose en el hígado y bazo donde se van a replicar

por fisión binaria y luego se diseminan a otros órganos a través de los

macrófagos (Lappin, 2010). Dicha enfermedad tiene un periodo de incubación

de 8-20 días, se presentan tres fases: la fase aguda, que puede durar de 2- 4

semanas y si no es tratada correctamente puede pasar a fase subclínica, en esta

fase los animales infectados pueden ser portadores durante años sin que

presenten signos clínicos. La fase crónica de dicha enfermedad tiene un

pronóstico desfavorable ya que los animales podrían morir por hemorragia o por

una infección secundaria (Tylor et al., 2007).

Diagnóstico mediante observación directa de frotis sanguíneos

En las extensiones de sangre teñidos con Giemsa o Wright, se observa una

mórula en los neutrófilos, figuras 1 y 2 (Murphy & Papasouliotis, 2013;

Valenciano, Cowell, Rizzi, & Tyler, 2016).

Figura 1 Extensión de sangre en canino, con Ehrlichia canis en un neutrófilo (flecha). (Giemsa; aumento original x 1000).

Fuente: (Valenciano et al., 2016)

Figura 2 Frotis sanguíneo de canino con presencia de mórula de Ehrlichia canis en un

neutrófilo. 100x

11

Anaplasmosis Canina y Felina.

2.2.2 Anaplasmosis Granulocitotrópica

Enfermedad causada por una bacteria gram negativas intracelulares obligados,

clasificadas en el orden Rickettsiales, conocido como Anaplasma

phagocytophilum, agente transmitido generalmente por garrapatas del género

Ixodes (Syke & Foley, 2014).

Signos clínicos

A pesar de que, en muchos casos los signos clínicos son muy inespecíficos, los

hallazgos clínicos más comunes son fiebre de 39.2ºC, letargia, depresión y

anorexia, descritos en el 75% de los casos, mientras que más del 50% presentan

debilidad musculoesquelética, rigidez, intolerancia a caminar, úlceras e incluso

cojera, un pequeño porcentaje de pacientes presentan dolor en las

articulaciones. En el caso de los gatos se ha reportado fiebre, anorexia y letargia,

aunque en general se presentó con mucho menos frecuencia que en perros y

se resolvieron rápidamente (Genetics, 2013; Greene, 2008; Syke & Foley, 2014).

Etiología

A. phagocytophilum, es un patógeno intracelular obligado, causante de

anaplasmosis granulocítica en varias especies incluidos los humanos. Es

organismo gramnegativo, no móvil, cocoide o elipsoide, su tamaño puede variar

entre 0.2 a 2 um de diámetro (Lappin, 2010; Syke & Foley, 2014).

Patogenia

Para que se pueda producir la trasmisión de A. phagocytophilum, desde una

garrapata infectada al hospedador, esta debe estar alimentándose del mismo

aproximadamente entre 36 y 48 horas. La transmisión transestadio entre

garrapatas generalmente ocurre porque las larvas se alimentan de sangre

infectada, y al convertirse en ninfas estas siguen conservando al agente (Greene,

2008).

Una vez en el interior del organismo el A. phagocytophilum, se adapta para vivir

dentro de los neutrófilos, se adhiere a la superficie e ingresa al citoplasma para

ubicarse en el núcleo, reduce la oxidación de productos del neutrófilo lo que

permite la supervivencia de este agente (Syke & Foley, 2014).

12


Mediante este método diagnóstico se puede observar A. phagocytophilum, que

forma una mórula en el citoplasma de los neutrófilos, figura 3, en varios estudios

se ha presentado cierta dificultad para diferenciarlo de ehrlichiosis (Greene,

2008; Valenciano, Cowell, Rizzi, & Tyler, 2016).

Figura 3 Frotis sanguíneo de canino de 3 años, con mórula de A.Phagocytophilum en

neutrófilo. Tinción Wright. 100x

2.2.3 Anaplasmosis Trombocitotrópica

Es una enfermedad de distribución mundial, muy común en perros y poco

frecuente en gatos, es causada por Anaplasma platys trasmitida por la garrapata

Ripicephalus sanguineus, debido a que el ADN de este agente se ha encontrado

frecuentemente en este vector alrededor de todo el mundo. A menudo esta

infección puede presentarse de forma conjunta con la infección por E. canis

(Genetics, 2013; Greene, 2008; Syke & Foley, 2014).

Signos clínicos

Muchos de los caninos con A. platys presentan una infección subclínica, es decir

que no desarrollan signos clínicos, pero en pacientes que sí presentan

sintomatología, generalmente se observa anemia severa, fiebre, ptialismo,

hemorragias petequiales, sangrado de encías, depresión, anorexia, entre otros

(Greene, 2008; Syke & Foley, 2014).

Etiología

Anaplasma Platys, causante de Anaplasmosis trombocitotrópica, es un

organismo intraplaquetario obligado. Su tamaño varía entre 350 - 125nm, posee

forma ovalada o se puede parecer a un poroto rodeado de una membrana

(Lappin, 2010).

13

Fue reportado por primera vez en el año 1978 en Estados Unidos, después en

Europa, Asia, América del Sur, Medio Oriente y Australia (Cabezas, Alberdi,

Valdés, Villar, & de la Fuente, 2017; Matei et al., 2016; Syke & Foley, 2014).

Patogenia

La infección de Anaplasma platys ocurre una vez que ingresa al organismo del

hospedador, al parecer atacan a las plaquetas, mediante adherencia a la

superficie y posteriormente endocitosis, generalmente se forma de 1 a 3

vacuolas revestidas de una membrana, que puede contener de 1 a 15

organismos por vacuola. La replicación del organismo dentro de la plaqueta, da

como resultado la formación de una mórula (Lappin, 2010). También se han

encontrado organismos de A. platys en macrófagos 14 días después de la

infección, pero posiblemente estos son el destino de las plaquetas infectadas y

no necesariamente un sitio de replicación (Greene, 2008).


En el diagnóstico mediante extensiones de sangre, se va a observar organismos

intracelulares en el citoplasma de las plaquetas, estos aparecen como cúmulos

de color azul- negro dentro de las mismas como se observa en las figuras 4 y 5

(Valenciano et al., 2016).

En un estudio realizado en Venezuela donde se reportaron casos de A. platys en

dos mujeres, expuestas anteriormente al vector Rhipicephalus sanguineus, aquí

se observó cuerpos de inclusión intraplaquetarios en frotis de capa blanda

(Valenciano et al., 2016). Al observar frotis sanguíneos de caninos, se determinó

una doble membrana bien definida, característica de la familia

Anaplasmataceae, y el espacio intravacuolar era claro, mientras que, en

organismos de casos humanos, las membranas de los organismos se

14

espesaban y el espacio intravacuolar parecía electronegativo (Arraga et al.,

2014).

Figura 4 Frotis sanguíneo de canino de 2 años, con cuerpos de inclusión

intrapalquetarios de A. Platys Tinción Wright. 100x. “Flecha”


Figura 5 Frotis sanguíneos de canino, con cuerpos de inclusión de A. platys en

plaquetas. (Flecha) (Giemsa; aumento original x1000).

2.2.4 Borreliosis

Es una enfermedad bacteriana zoonótica que es causada por una espiroqueta

denominada Borrelia burgdorferi, es transmitida por garrapatas del género

“Ixodes, ricinus, Ixodes. scapularis e Ixodes. pacificus” (Gómez & Guida, 2010).

Los signos clínicos en los perros son fiebre, letargo, reacciones inflamatorias

locales, dolor, poliatritis, anomalías renales y digestivas, eritema migrans

(AVEPA, 2012). Su distribución es mundial, siendo zonas endémicas EEUU y

Europa (Meléndez, Skinner, & Salas, 2014).

15

Etiología

Las espiroquetas se clasifican dentro de 3 familias filogenéticas: Spiroquetaceae,

Braquispiraceae y Lepstospiraceae. La primera contiene tres géneros: Borrelia,

Leptospira y Treponema (Meléndez et al., 2014). La Borrelia burgdorferi sensu

lato es una bacteria gramnegativa, helicoidal, microaerofílica, que mide 0.33 x

10-20 μm de diámetro (Murphy & Papasouliotis, 2013).

Patogenia

La Borrelia burgdorferi se trasmite por la mordedura de las garrapatas del género

Ixodes (ESCCAP, 2012). Los venados cola blanca son portadores de las formas

adultas de las garrapatas y a partir de estos se infestan otros mamíferos

menores, como ratones y liebres (Bowman et al., 2011).

Las garrapatas se contagian al ingerir sangre de un hospedador infectado por

dicha bacteria, los cuales atraviesan la pared intestinal y se diseminan a las

glándulas salivales e infectan al huésped a través de la saliva. Generalmente

las garrapatas nacen libres de infección por B. burgdorferi, ya que en este caso

no hay transmisión transovárica (ESCCAP, 2012).

Diagnóstico mediante observación directa de Frotis sanguíneos.

En los frotis de sanfre se va a observar la presencia de bacterias en forma de

espiroquetas lo que va asociar a enfermedad de Lyme como se indica en la

figura 6, una vez que se hayan encontrado este tipo de organismos se justifica

realizar otras pruebas para confirmar su diagnóstico (Valenciano et al., 2016).


Figura 6 Extensión de sangre de un canino con presencia de espiroquetas asociado a

Borrelia spp. (Flecha). Microscopía directa. 100x

16

2.2.5 Micoplasmosis Felina o Anemia Infecciosa Felina

Enfermedad de distribución mundial, también llamada anemia infecciosa felina,

causada por Mycoplasma haemofelis (Mhf), Candidatus Mycoplasma

haemominutum (CMhm) y Candidatus Mycoplasma turicensis, siendo Mhf el más

patógeno de los tres, el cual generalmente produce la enfermedad clínica (S.

Marquez, 2015) .

Afecta a gatos domésticos de todas las edades, razas o sexo. Un estudio en

Dinamarca estableció que los gatos mayores de 8 años tuvieron una mayor

prevalencia a dicha enfermedad, también se obtuvo un resultado similar para

Candidatus Mycoplasma haemominutum, con un 14,9% de gatos positivos,

1,5% a Mycoplasma haemofelis, y 0% para Candidatus Mycoplasma turicensis,

con prevalencias similares a varios países europeos (Greene, 2008; Rosenqvist

et al., 2016).

Adicionalmente se corrieron pruebas de PCR en vectores de este patógeno,

donde se han detectado ADN de hematoplasma en la pulga de gato

Ctenocephalides felis y garrapatas (Rosenqvist et al., 2016).

Signos clínicos:

Los pacientes afectados pueden presentar mucosas pálidas e ictéricas, fiebre,

taquicardia, deshidratación, linfadenopatía mesentérica, disnea, depresión,

caquexia, debilidad, vómitos, letargia y anorexia, a la palpación abdominal

esplenomegalia (Greene, 2008)

En la fase aguda de la enfermedad la temperatura puede aumentar

considerablemente. Cuando la enfermedad aparece de forma gradual, el

paciente puede presentar anemia leve, pérdida de peso, y permanecer alerta,

mientras que una presentación rápida con descenso marcado del hematocrito,

puede ocasionar depresión marcada (Armijos, Arriola, & Aleman, 2013; Greene,

2008).

Etiología

Los agentes involucrados son bacterias gram negativas de pequeño tamaño, los

cuales carecen de pared celular y de flagelos (Syke & Foley, 2014). Son

intracelulares obligadas que sobreviven únicamente dentro de los eritrocitos.

17

Mycoplasma haemofelis (Mhf), Candidatus Mycoplasma haemominutum (Mhm)

y Candidatus Mycoplasma Turicensis (Mtc), actualmente se los ha clasificado

dentro de la familia Mycoplasmaceae, debido a la presencia del gen 16 ARNr,

estos agentes contienen ADN y ARN, y se replican mediante fisión binaria,

(Greene, 2008).


En frotis sanguíneos se observan como cocos, anillos o bastones pequeños 0.3

a 0.8um que se adhieren a los eritrocitos (Valenciano et al., 2016).

En frotis de capa gruesa casi todos estos patógenos se observan como cocos, y

eventualmente se pueden observar en forma de anillo o bastón. En cuanto a la

morfología de estos patógenos, M. haemominutum, según la literatura podría

medir aproximadamente la mitad de M. haemofelis (Greene, 2008; Valenciano

et al., 2016).

Mediante este método diagnóstico, también se puede observar a naturaleza

epicelular de estos agentes, ya que se notan como focos en la superficie de los

eritrocitos, como se puede observar en la figura 7 y 8. Generalmente los

eritrocitos pierden su forma normal bicóncava y podrían adquirir una forma

esferoide (Greene, 2008). Para la observación de los frotis se ha utilizado con

éxito las tinciones Diff Quick y Wright (Armijos et al., 2013).

En casos reportados de Mhf, se pudo notar un descenso del número de

eritrocitos y valores anormales de hemoglobina y hematocrito, recuento

aumentado de reticulocitos y presencia de eritrocitos nucleados (Greene, 2008;

Syke & Foley, 2014).

Figura 7 Frotis sanguíneo, canino, con bastones y nódulos en eritrocitos, asociados a Micoplasma canis. Wright. Aumento x1000.


https://www.google.com/search?q=tincion+wright&spell=1&sa=X&ved=0ahUKEwiflZWQ_vzVAhVFQiYKHS2mBWYQvwUIIigA

18

Figura 8 Frotis sanguíneo, felino de 1 año, con presencia de bastones y nódulos en

eritrocitos asociados Micoplasma. Giemsa, 100x.

Micoplasmosis o Haemobartonelosis Canina

Enfermedad causada por el Mycoplasma haemocanis (Haemobartonella canis).

De forma experimental se ha demostrado la transmisión por el vector

Ripicephalus sanguineus, transmisión transestadio, y transovárica en

garrapatas, por lo cual se sugiere que este vector, puede ser un importante

reservorio del agente (Syke & Foley, 2014) Según la literatura consultada, la

enfermedad clínica en caninos no se presenta de forma común, a menos que el

paciente haya pasado previamente por una esplenectomía, o que existan

paralelamente otras enfermedades como babesiosis o ehrlichiosis, o incluso en

perros con medicación inmunosupresora, o con alguna lesión del bazo (Greene,

2008; Syke & Foley, 2014).

2.2.6 Babesiosis

La Babesiosis es producida por un parásito protozoarico intraeritrocitario que es

trasmitida a través de las garrapatas del género Dermacentor reticulatus y

Rhipicephalus sanguineus (Balao, 2014) Siendo esta última una de las especies

endémicas del Ecuador. “Existen diferentes especies y cepas de Babesia y, por

lo tanto, su patogenicidad puede variar” (Murphy & Papasouliotis, 2013).

Signos Clínicos

Generalmente la Babesiosis causa anemia hemolítica, anorexia, fiebre, letargia,

trombocitopenia, hepatoesplenomegalia, hemoglobinuria, ictericia, y en

ocasiones shock hipotensivo (ESCCAP, 2012).

19

Etiología

El género Babesia pertenece al phylum Apicomplexa, un linaje eucariota a

principios de la ramificación, que se caracteriza por la presencia de un complejo

apical y un citoesqueleto único distinto de la de otros eucariotas(Muñoz, 2017).

Poseen una reproducción sexual y asexual; los gametos no tienen flagelos y se

alimentan por pinocitosis a partir de glóbulos rojos (Garcia, 2012). En la tabla 2,

se pueden apreciar las especies de Babesia con interés veterinario.

Tabla 2 Especies de Babesia en caninos y felinos.

Agente Causal Tamaño Hospedador Vector

Babesia canis Grande Perro Dermacentor reticulatus

Babesia vogeli Grande Perro Rhipicephalus

sanguineus

Babesia gibsoni Pequeña Perro

Rhipicephalus sanguineus4

Haemaphysalis spp. Dermacentor spp.

Babesia spp. Pequeña /

Grande Gato Rhipicephalus spp.

Fuente: (ESCCAP, 2012)

Patogenia

La Babesia tiene como hospedador definitivo diferentes especies de garrapatas,

siendo Riphicephalus sanguienus la más común en nuestro medio (Ibáñez,

Figueroa, & Bautista, 2015). Después de la ingesta de sangre, los merozoitos

penetran el epitelio intestinal de dicho ectoparásito donde se multiplican y migran

hacia diferentes órganos incluyendo los ovarios y las glándulas salivales

(Pacheco & Loza, 2013). Su transmisión transovárica ocurre en las babesias de

tamaño grande, y así sus larvas son una fuente importante de infección

(ESCCAP, 2012). De esta forma las larvas que nacen de huevos infectados

tendrán los esporozoitos en sus glándulas salivales (Pacheco & Loza, 2013).

Los caninos y felinos toman el papel de hospedador intermediario, en el cual se

reproducen en forma asexual, al ser picado por la garrapata, se da de manera

inmediata una parasitemia transitoria que dura 4 días, para luego de 15 días

pasar a una parasitemia más intensa. Los esporozoitos penetran directamente

20

en los eritrocitos, donde se desarrollan todas las fases del parásito. “Primero se

producen dos merozoitos por fisión binaria, después se lisa el glóbulo rojo y cada

merozoito invade un nuevo eritrocito produciéndose merogonias sucesivamente”

(Dominguez et al., 2012).


La presencia de organismos de Babesia intraeritrocíticos, durante la evaluación

del frotis sanguíneo como se observa en las figuras 9 y 10, es diagnóstico de

Babesiosis, cabe recalcar que la ausencia de estos parásitos no descarta

infección, ya que esta puede ser subclínica (Murphy & Papasouliotis, 2013).

Figura 9 Extensión de sangre de un canino que muestra Babesia canis en tres

eritrocitos (Flecha). (Wright; aumento original x1000)


Figura 10 Extensión de sangre de un canino que muestra Babesia canis en tres

eritrocitos (Flecha). (Wright; aumento original x100)

21

2.3 Diagnóstico de Enfermedades Hematozoáricas y Bacterianas

Frotis Sanguíneos

En la descripción de cada enfermedad mencionada anteriormente, se describe

con detalle las características de cada agente en la observación directa del frotis

sanguíneo (Greene, 2008; Syke & Foley, 2014).

ELISA

Es un método rápido para el diagnóstico de estas enfermedades, pero en el caso

de Anaplasmosis puede existir una reacción cruzada entre A. phagocytophilum,

A. platys y E. Canis (Greene, 2008; Lappin, 2010). En medicina veterinaria se

utiliza comúnmente la prueba rápida SNAP 4DX, la cual se basa en la unión

antígeno-anticuerpo, por lo cual, si un paciente resulta positivo, no

necesariamente está enfermo, ya que los títulos de anticuerpos también se

presentan en infecciones subclínicas o incluso después de ser tratados, por lo

que es muy importante analizar la historia clínica del paciente, los signos clìnicos

y adjuntar exámenes hematológicos que permitan confirmar el diagnóstico de la

enfermedad (Ramírez, 2016).

PCR

Es el método más específico de todos, la amplificación del ADN de estos

agentes, es muy efectiva para tener un diagnóstico certero, por ejemplo, existen

ensayos de PCR que amplifican ADN de Ehrlichia, Anaplasma, y Neorickettsia,

con primers que abarcan a todos estos agentes, y luego se utiliza un PCR

especìfico de la especie. En el caso de A. platys por ejemplo, se ha obtenido un

diagnóstico preciso en la prueba molecular, realizada tres días post infección

experimental (Greene, 2008). En el caso de Mycoplasma spp, se ha desarrolado

PCR cuantitativa competitiva, que permite diferenciar entre M. haemofelis, M.

canis y M. haemominutum (Greene, 2008; Syke & Foley, 2014).

Hemograma y Bioquímica

En la clínica diaria, el análisis sanguíneo es muy usado para encaminar el

diagnóstico de estas enfermedades, no se utiliza como un método específico,

pero si como diagnóstico presuntivo de una enfermedad hematozoárica por los

22

diferentes cambios que se producen en el paciente, como trombocitopenia en el

caso de A. platys, leucocitosis por A. phagocytophilum, también se producen

cambios como hipoproteinemia, anemia, entre otras (Greene, 2008; Syke &

Foley, 2014). Un ejemplo concreto, es el estudio realizado en 97 caninos con

aprente signos clínicos de enfermedad, y 20 pacientes aparentemente sanos, en

Perú, donde se determinó que existe una relación significativa entre el examen

hematológico de los pacientes y la prueba Elisa indirecta, es decir se confirmó

estadísticamente que trombocitopenia, leucopenia y anemia son muy frecuentes

en Ehrlichiosis canina (Hoyos S., Li E., Alvarado S., Suárez A., & Díaz C., 2007).

Cultivo de organismos

Se han logrado aislar algunos de estos agentes, en cultivos de sangre entera,

generalmente se utiliza este método con el objetivo de amplificar posteriormente

el ADN de estos patógenos (Murphy & Papasouliotis, 2013).

2.4 Tratamiento para las enfermedades hematozoáricas y bacterianas

El fármaco de elección para el tratamiento de dichas enfermedades es la

doxiciclina a una dosis de 10 mg/kg/día durante un periodo mínimo de un mes,

simultáneamente se puede aplicar dipropionato de imidocarb a una dosis de

1mg/kg/IM en dosis única (ESCCAP, 2012; Ramsey, 2014). Conjuntamente en

el caso de existir nefropatía, se debe administrar el antibiótico conjuntamente

con inhibidores de la enzima angiotensina, como el enalaprilo, 0,5mg/kg, VO/SID

o BID. Si dentro de los signos clínicos existe poliatritis se deberá administrar

como la prednisona 2.2mg/kg/VO/ SID (AVEPA, 2012).

2.5 Vectores de enfermedades hematozoáricas y bacterianas

2.5.1 Garrapatas- Orden Acari

Las garrapatas son artrópodos, ectoparásitos hematófagos, de la Clase

Arachnida, Suborden Parasitiformes, Orden Ixódida, de acuerdo a esta

clasificación, los ixódidos engloban tres familias Ixodidae, Argasidae y

Nuttalliellidae, las de la primera familia se conocen como garrapatas duras, la

segunda familia garrapatas blandas y la última solo se ha descrito una especie

llamada Nuttalliella namaqua (Bowman et al., 2011; Robles et al., 2015)

23

En la familia Ixodidae, se conocen alrededor de unas 600 especies, repartidas

en 12 géneros, y en la Familia Argasidae se conocen unas 190 especies

repartidas en cuatro géneros. Las garrapatas duras se caracterizan por poseer

un escudo que consiste en una placa esclerótica. Todas las garrapatas tienen

las piezas bucales (gnathosoma o capítulo), separadas del cuerpo (idiosoma).

Las piezas bucales en los ixódidos son anteriores, mientras que en los argásidos

se encuentra en su parte ventral (Robles et al., 2015).

Las garrapatas están presentes en todo el planeta, desde el Ártico a las regiones

tropicales del mundo, con alrededor de 900 especies descritas (Robles et al.,

2015). La mayor concentración de especies se encuentra en zonas tropicales y

subtropicales (Bowman et al., 2011).

La importancia de su estudio radica en que, son ectoparásitos capaces de

causar parálisis, irritación, alergias, y lo más importante son vectores de

importantes enfermedades infecciosas para las personas y los animales

(ESCCAP, 2016). Transmiten patógenos como bacterias, helmintos, protozoos y

virus (Robles et al., 2015)

La importancia epidemiológica, se basa en que son consideradas después de

los mosquitos como los vectores que más enfermedades transmiten, con más de

100 000 casos en personas reportados en todo el mundo (Estrada, 2015; Robles

et al., 2015).

Hoy en día, es muy importante tomar en cuenta la capacidad que han

desarrollado estos artrópodos para adaptarse al cambio climático, y las

constantes variaciones de temperatura, en todas las regiones, esta cualidad de

las garrapatas se evidencia con su presencia en zonas que normalmente eran

consideradas libres de garrapatas (Mena, 2015).

Familia Ixodidae

Características Generales

Son artrópodos que se encuentran ubicados taxonómicamente en la clase

Arachnida, cuya principal característica es que en su vida adulta y ninfa poseen

cuatro pares de patas, mientras que las larvas poseen tres pares de patas; su

cuerpo está dividido en dos regiones, cefalotórax y abdomen (Gállego, 2007;

Polanco & Ríos, 2016)

24

Esta familia es conocida también como garrapatas duras, y son las principales

transmisoras de enfermedades para los animales y las personas, poseen un

engrosamiento de la cutícula en forma de escudo la cual en los machos cubre

toda la superficie dorsal, mientras que en la hembra cubre solo la mitad anterior,

esto se debe a que el cuerpo de la hembra se debe dilatar al comer (Bowman et

al., 2011; Manzano Román et al., 2013).

El alimento de dichas garrapatas en estadios adultos inmaduros es de sangre,

otros líquidos tisulares y desechos celulares (Bowman et al., 2011). Poseen un

par de ojos que están ubicados en los márgenes laterales del escudo, posee una

serie de pliegues a lo largo de su margen denominado festones, y además que

este puede manifestar patrones coloreados en su superficie al cual se lo

denomina escudo ornamentado, como también puede no presentar dicho patrón

y se los denomina escudo sin ornamentar (Bowman, 2014).

Las garrapatas poseen aperturas respiratorias que están unidas a la tráquea, las

cuales se denominan estigmas y se encuentran atrás del último par de patas

(Brisola, 2011). Su aparato digestivo se encuentra en el extremo anterior, y está

compuesto por la base del capítulo continuo al cuerpo, sobre esta porción se

encuentran los palpos uno a cada lado del par de quelíceros que presentan unas

cuchillas de gran tamaño y del hipostoma que tiene numerosos dientes pequeños

(Brisola, 2011).

Ciclo de vida de las garrapatas

Generalmente las garrapatas del genero Ixodes viven en el medio ambiente y se

fijan a los hospedadores cuando estos pasan. “Presentan dos mudas: la primera

de larva a ninfa y la segunda de ninfa a adulto” (Bowman, 2014).

El ciclo biológico de las garrapatas duras va a depender del número de

hospedadores que necesitan para llegar del estadio larval al de adultos y se

clasifican en:

Garrapata de un solo hospedador

Son aquellas garrapatas que pasan de estado larval al de adulto sin cambiar de

hospedador y lo abandona solamente cuando están totalmente llenas de sangre

y desprendiéndose de él para ovopositar en el suelo (Manzano Román et al.,

2013; Polanco & Ríos, 2016).

25

Figura 11 Ciclo de vida de las garrapatas de un solo hospedador

Fuente: (Polanco & Ríos, 2016)

Garrapata de dos hospedadores

Estas garrapatas cumplen sus dos fases: de larva y de ninfa en un mismo

hospedador, para luego abandonarlo y mudar en el suelo en donde se va a

transformar en adultas y por último buscar un segundo hospedador para

completar su ciclo de vida (Rhipicephalus evertsi, Hyalomma marginatum)

(Polanco & Ríos, 2016).

Figura 12 Ciclo de vida de las garrapatas de dos hospedadores.


26

Garrapata de tres hospedadores

Estas garrapatas se caracterizan por parasitar en estado larval a un hospedador,

al que abandonan después de haberse alimentado, se dejan caer al suelo para

inmediatamente mudar a ninfas los cuales suben a parasitar a un segundo

hospedador, que es nuevamente abandonado para transformarse en adulto en

el suelo, y vuelven a parasitar a un hospedador para culminar su ciclo biológico.

(Amblyomma, Ixodes, Rhipicephalus sanguineus) (Bowman, 2014; Manzano

Román et al., 2013).

Figura 13 Ciclo de vida de las garrapatas de tres hospedadores.


Rhipicephalus sanguineus.

Considerada entre las garrapatas más comunes a nivel mundial, especialmente

en caninos por lo que es conocida como la garrapata marrón del perro, pero

también puede parasitar a otros animales y a personas (Brisola, 2011). Originaria

de África y descrita en muchos países de América, desde Canadá hasta

Argentina, en los cuales se ha reportado un creciente número de casos de

parasitismo humano con R. Sanguineus, especialmente en altas temperaturas

donde se reproducen y se alimentan con mayor rapidez, representa un potencial

riesgo para la salud de las personas (Robles et al., 2015).

Se ha descrito que este vector es capaz de transmitir patógenos, como Babesia

canis, Ehrlichia canis, Rickettsia conorii, Babesia vogeli Hepatozoon canis y

Rickettsia rickettsii, entre otros (Bowman, 2014).

27

En cuanto a las claves taxonómicas, para la identificación de esta especie de

garrapatas, se ha llevado a cabo un estudio largo y una descripción de más de

100 años, para establecer estas características morfológicas estándares y

típicas de las especies (Navarrete, Rodriguez, & Valle, 2013; Robles et al., 2015).

Figura 14 Aspecto dorsal de R. Sanguineus

Fuente: Las Autoras

Amblyomma

Las garrapatas del genero Amblyomma atacan principalmente al ganado bovino,

pero también al ganado ovino, equinos y animales domésticos (Bowman, 2014).

Incluye aproximadamente 100 especies de garrapatas, este género tiene como

característica que el aparato bucal es más largo que la base del capítulo y el

segundo artejo de los palpos es más larga que el tercero, poseen un escudo

ornamentado, ojos y festones, carece de escudo adanal. Las especies que

atacan a estos mamíferos son: A. americanun, A. maculatum, A. cajennense, y

A. imitator, su ciclo biológico es de tres hospedadores (Guillén & Muños, 2015).

Amblyomma cajennense

Las garrapatas Amblyomma cajennense, están distribuidas en toda América

Latina. En América del Sur, son frecuentes desde la costa del Pacífico hasta las

costas atlánticas, extendiéndose hacia el sur de Chile. Dentro de los Estados

Unidos, las garrapatas del género Amblyomma cajennense habitan en los

estados del sur y del oeste, especialmente los de las Montañas Rocosas, por

esta razón en esta región son vectores de la enfermedad de la fiebre maculosa

28

de las Montañas Rocosas causada por la bacteria Rickettsia rickettsii (Bowman

et al., 2011).

Las principales características de dicha especie son “palpos largos y delgados,

escudo ornamentado, base del capítulo sub-rectangular, coxa II y III cada una

con espinas en forma de una placa saliente, coxa IV del macho con una espina

larga y aguda” (Navarrete et al., 2013)

Figura 15 Amblyomma cajennense, vista dorsal.

Fuente: Las Autoras

2.5.2 Pulgas

Pulgas - Orden Siphonaptera

Las pulgas son insectos hematófagos, ya que se alimentan de la sangre de

algunos animales como perros, gatos, cerdos, aves, roedores y humanos; estos

ectoparásitos son ápteros, presentan un cuerpo aplanado lateralmente, un

abdomen de gran tamaño, poseen el tercer par de patas fuertes adaptadas para

el salto y piezas bucales puntiagudas para perforar la piel y poder ingerir el

alimento (sangre) (Bowman et al., 2011). Dicho ectoparásito puede ser vectores

de enfermedades, por ejemplo, Rickettsia felis o Bartonella henselae que es

transmitida por la pulga del gato (Ctenocephalides felis). La infestación de

pulgas es de distribución mundial causando así la enfermedad dermatológica

más común de los perros, además de ser la causa principal de dermatitis miliar

felina (Dryden & Broce, 2003).

29

Ctenocephalides canis y Ctenocephalides felis

Son ectoparásitos de un rango muy amplio en mamíferos domésticos y

silvestres, como son perros, gatos, bovinos y nosotros los humanos (ESCCAP,

2009). Esta especie se diferencia de Echidnophaga, Xenopsylla y Pulex irritans

por presentar ctenidias o peines genal como pronotal, mientras que la pulga del

conejo tiene una semejanza debido a que tiene las dos ctenidias pero se puede

distinguir ya que si posee una línea trazada a lo largo de los dientes genales y

corre paralela al eje largo de la cabeza corresponde a Ctenocephalides, pero si

si está inclinado a un ángulo es Cediospylla (Bowman et al., 2011).

Por otro lado las pulgas Ctenocephalides canis se diferencia de Ctenocephalides

felis, por los siguientes puntos: la C. felis, posee una cabeza que es el doble de

larga que alta y puntiaguda, las primeras y segundas espinas genales tienen las

misma longitud, tiene aproximadamente 16 dientecillos, mientras que la cabeza

de C. canis es menos del doble de larga que de alta y redondeada, la primera

espina genal es más corta que la segunda, tienen aproximadamente 18

dientecillos (Brisola, 2011). Otra característica en la que nos debemos fijar es en

la tibia posterior ya que normalmente C. canis presenta dos, mientras que C. felis

presenta una sola seta (Smit, 1957).

Figura 16 Ctenocephalides felis, la pulga del gato, A. Macho, B. Hembra

30

Echidnophaga gallinacea

Se conoce como la pulga de aves de corral, ataca a todas las clases de animales

domésticos como a aves, perros, gatos, conejos, caballos y humanos, tiene una

distribución muy amplia debido en todo el mundo se dedican a la producción

avícola. Se caracterizan por tener cabezas angulares, desprovistas de peine

genal y pronatal (Bowman, 2014).

Figura 17 Echidnophaga gallinacea. A. Macho, B. Hembra

Pulex irritans

Conocida como la pulga del hombre, de distribución mundial, puede infestar a

varias especies como el hombre, perros, gatos, cerdos entre otros, se diferencia

de las otras especies debido a que carecen de ctenidia genal y pronaltal, y una

de las características en especial que posee la pulga Pulex irritans es una seta

ocular debajo del ojo (Bowman, 2014).

Figura 18 Pulex irritans: A. Macho, B. Hembra

31

Ciclo biológico

La metamorfosis de las pulgas consiste en huevo, estadio larvario 1,2 y 3, pupa

y adulto. Las pulgas hembras tardan en poner los huevos de dos a tres días en

su hospedador (perro o gato), generalmente los huevos caen fuera del pelaje

repartiendose así de esta manera en el ambiente donde el hospedador habita;

las larvas L1 empiezan a eclocionar al 4 día, las cuales se alimentan de las heces

de la pulga adulta, después de dos semanas bajo condiciones húmedas y

caliente mudan dos veces y se transforman de L2 a L3 , son de color parduzco

y 5 mm de longitud y se van a localizar dentro de un capullo que dura entre 5 y

19 días, en este estadio la pulga se encuentra bien protegida dentro de dicho

capullo que ellos mismo lo han tejido, lo que les hace resistente al factores

ambientales e insecticidas (Bowman, 2014). Los adultos empiezan a emerger

después de haber permanecido en reposo dentro del capullo hasta detectar

vibración, presión, calor, humedad o dióxido de carbono del hospedador. La

mayoría de las pulgas pasa el invierno en el estado de larva o pupa con mejor

supervivencia y crecimiento durante inviernos cálidos y húmedos y la primavera

(García y Suárez 2010).

Figura 19 Ciclo de vida del Orden Siphonaptera

Fuente: (Brouwer S.A, 2011).

Transmisión de enfermedades

Se ha encontrado que más de 20 tipos diferentes de patógenos se han asociado

con especies de Ctenocephalides como vectores biológicos o huéspedes

32

intermedios, incluyendo bacterias, protozoos y helmintos, Lo que representa un

riesgo potencial para la salud de los seres humano (Linardi & Santos, 2012).

Las pulgas Ctenocephalides canis y felis, son hospedadores intermediarios del

cestodo Dipylidium caninum, la cual adquiere la infección durante el estadio

larvario, ya que en esta fase posee un aparato bucal masticador ingiriendo

materiales solidos como los huevos de este cestodo, formando así un cisticerco

que se desarrolla a partir del huevo donde pasa por el proceso de metamorfosis

hasta la pulga adulta y de esta manera infesta a perros o gatos y también es

vector del nematodo filarido D. reconditum, los cuales son ingeridos por una

pulga adulta al chupar la sangre de un hospedador infectado (Bowman, 2014).

El C. felis puede ser vector de panleucopenia felina, Haemobartonella felis

productora de la anemia infecciosa felina, tifus murino o Rickettsia mooseri

(Linardi & Santos, 2012).

2.5.3 Piojos

Piojos - Orden Phthiraptera

Son insectos ápteros, aplanados dorsal ventralmente, producen daños

dermatológicos en los animales afectados (ESCCAP, 2009). Existen dos tipos

de piojos, que son los hematófagos representados por el suborden Anoplura, y

los piojos masticadores que corresponden a los Mallophaga. Los piojos

hematófagos poseen un aparato bucal picador compuesto por tres estiletes, que

se encuentran ocultos en la cabeza, mientras que lo malófagos poseen un

aparato bucal con mandíbulas fuertes en la cara ventral de su ancha cabeza

(Bowman, 2014).

Los piojos importantes en los animales domésticos y de interés veterinario en el

perro y gato (tabla 3), son del suborden Anoplura y al subgrupo Ischnocera, que

comprende piojos masticadores clasificados anteriormente como Mallophaga,

(ESCCAP, 2009). La distribución del Orden Phthiraptera es mundial y el área de

distribución potencial de cada taxón coincide en su mayoría con aquélla de su

respectivo hospedador (Pérez, 2015).

33

Tabla 3 Piojos encontrados en animales domésticos

Hospedador Anoplura Mallophaga

Perro Linognathus setosus Trichodectes canis

Hterodoxus spiniger

Gato Ninguno Felicola subrostratus

Vaca

Haematopinus eurysternus

Haematopinus quadripertusus

Haematopinus tuberculatus

Linognathus vituli

Solenopotes capillatus

Damalinia bovis

Caballo Haematopinus aisini Damalinia equi

Cerdo Haematopinus suis Ninguno

Oveja

Linognathus ovis

Linognathus pedalis

Linognathus africanus

Linognathus stenopsis

Damalinia ovis

Rata /Ratón Polyplax spinulosa

Polyplax serrate Ninguno

Humanos

Pediculus humanus capitis

Pediculus humanus humanus

Pthirus pubis

Elaborado por: Las Autoras

Fuente: (Bowman et al., 2011)

Anoplura

Esta especie de piojos tienes una especie de garra en el tarso, que sirve para

agarrarse de los pelos o de las plumas de sus hospedadores, el tamaño de dicha

garra va a estar relacionado el diámetro del pelo y es muy importante para el

establecimiento de la especificidad del hospedador y de la zona corporal

(Bowman, 2014; Pérez, 2015).

Suborden Linognathus

En estos piojos el primer par de garras tasarles es menor que el segundo y el

tercero, y la parte del abdomen no están esclerosados (Gállego, 2007).

Mallophaga

Los piojos masticadores se alimentan de diversos materiales procedentes de la

epidermis, algunos ingieren directamente la queratina de las plumas; en el perro

el piojo Heterodoxus spiniger se alimenta de la sangre. Los piojos malófagos

tienden a causar irritación cuando estos se encuentran en gran número. Existen

34

tres subórdenes de piojos masticadores: Ischnocera, Amblycera, y

Rhynchophthirina (Bowman et al., 2011).

Suborden Ischnocera

Este orden posee unas antenas prominentes formadas por tres segmentos

articulados en las especies que infestan a los mamíferos, todos ellos carecen de

palpos maxilares (Brisola, 2011; Pérez, 2015)

Trichodectes

T. canis, también llamado el piojo masticador canino, que toma un papel de

hospedador intermediario de la Taenia Dipylidium caninum (Bowman, 2014).

Felicola

Es el único piojo que infesta a los gatos, tiene una característica particular por

poseer una cabeza triangular (Pérez, 2015).

Suborden Amblycera

Poseen unos palpos maxilares formando 4 segmentos y unas antenas en forma

de maza que radican en unos surcos cefálicos, la especie que parasita al perro

es Heterodoxus spiniger (Bowman, 2014).

Figura 20 Heterodoxus spiniger, vista dorsal

35

Ciclo Biológico

El ciclo bilógico dura aproximadamente de 4 - 6 semanas, las hembras de ambos

tipos de piojos ponen huevos a los cuales se los denomina liendres, estos

quedan adheridos a los pelos o plumas del animal. La hembra puede poner de

30 a 60 huevos en toda su vida. Las ninfas emergen de los huevos después de

1 o 2 semanas están son similares a los piojos adultos, pero más pequeños; y

por ultimo para que alcancen el estadio de adulto deben mudar 5 veces

aproximadamente, véase la figura 21 (ESCCAP, 2009).

Figura 21 Ciclo de vida del Orden Phthirapter

Fuente: (Merial, 2012).

Transmisión de enfermedades

Los piojos son transmisores de enfermedades causadas por Rickettsias

(Quintero, Hidalgo, & Rodas, 2012); el piojo masticador del perro, Trichodectes

canis, puede actuar como hospedador intermediario de Dipylidium caninum

(ESCCAP, 2009).

2.5.4 Control de ectoparásitos

El control de estos ectoparásitos es fundamental en los animales que adquieren

cualquiera de estas especies, ya que puede generar problemas de lesiones

cutáneas, reducir la respuesta inmunológica, ser transmisores de enfermedades,

entre otras enfermedades (ESCCAP, 2012).

36

Por lo cual las acciones de control y prevención de los ectoparásitos en las

mascotas, se deben tomar a lo largo de todo el año para reducir los riesgos de

infestación y los vacíos de protección entre tratamientos (Burgio, 2014).

Garrapatas

Al igual que las pulgas, las garrapatas pueden encontrarse en todo lo largo de la

superficie del animal, teniendo mayor preferencia en zonas ventrales, piel fina,

orejas, axilas, espacios interdigitales (Flores, Méndez, & Nina, 2008). Y según

la clase de garrapata se puede evidenciar una reacción inflamatoria más o

menos intensa, pero el principal problema que puede ocasionar las garrapatas

es que funciona como vector de otras enfermedades, poniendo en riesgo la salud

del animal (ESCCAP, 2009; Mena, 2015).

Para la prevención de infestaciones por garrapatas se deberá tomar en cuenta

las siguientes consideraciones:

Evitar el acceso del animal hacia zonas donde exista presencia de

garrapatas.

Inspeccionar periódicamente a los animales en busca de garrapatas.

Tratamiento con acaricidas.

Para el caso de felinos se deberá tener consideraciones diferentes por los

hábitos de limpieza que desarrollan estos (ESCCAP, 2016).

Pulgas

El control de pulgas se basa principalmente en:

Eliminación de la infestación mediante el uso de antiparasitarios externos,

se deberá no solo tratar al animal con signos clínicos sino a todos los

animales que han estado en contacto con él.

Control de todo el ciclo biológico de las pulgas, se deberá no solo controlar

los estados adultos de las pulgas sino también buscar la eliminación de

huevos, larvas y pupas.

Para la prevención de futuras infestaciones por pulgas, siempre se deberá llevar

a cabo programas de cuidado de las mascotas. Estos se adaptarán a las

diferentes condiciones en que se presente el paciente, verificando

37

principalmente el estado de la infestación y el entorno en donde está el animal

(García & Suárez, 2010).

Piojos

Las infestaciones producidas por piojos se van a presentar por carecimiento de

pelo en la zona afectada, además que hay presencia de huevos adheridos en el

pelo y piojos adultos (Burgio, 2014).

El tratamiento varía con lo expuesto contra garrapatas y pulgas, no hay uno

específico para piojos, se podrá utilizar insecticidas que ayudarán de forma

eficaz para contrarrestar la infestación por estos ectoparásitos, la forma más

regular para prevenir la infestación es la revisión y desinfección de cama y

utensilios que son utilizados por los animales, además de detección continua de

lugares en donde permanece el animal para posibles contagios a otros animales

(ESCCAP, 2016).

2.4.5 Diagnóstico de la presencia de ectoparásitos

A los ectoparásitos se los pueden ubicar a lo largo de todo el cuerpo del animal,

pero en mayor cantidad en las zonas ventrales y donde la piel del paciente es

más fina. Cuando existe gran cantidad de sangre perdida, puede ocasionar una

anemia (Flores et al., 2008).

El diagnóstico de pulgas puede resultar complicado, tiene influencia la raza del

animal, longitud y espesor del manto. Pueden también presentarse signos con

dermatitis alérgica por pulgas, en donde la observación clínica asociada a la

respuesta del tratamiento y sus diagnósticos diferenciales, son esenciales

(ESCCAP, 2016).

El diagnóstico de las garrapatas, se lo hace mediante la observación de las

mismas, ciertas ocasiones se la puede determinar por las reacciones cutáneas

o nódulos inflamatorios que se van a producir después de la picadura de la

garrapatas (Bowman et al., 2011)

El diagnóstico de los piojos se lo va a realizar por inspección donde se encontrará

descamación, lesiones necróticas cuando son piojos hematófagos, se detectará

también piojos o los huevos en el pelaje (Pérez, 2015)

38

CAPÍTULO III

Materiales y Métodos

3.1 Materiales

De Campo

1. Encuestas epidemiológicas.

2. Jeringas Estériles de 5ml.

3. Coolers.

4. Pinzas anatómicas.

5. Alcohol potable 96%

6. Guantes de manejo.

7. Tubos tapa lila con anticoagulante EDTA, de 1 ml.

8. Tubos tapa roja 10ml para la recolección de ectoparásitos

De laboratorio

1. Ectoparásitos recolectados

2. Muestras sanguíneas recolectadas.

3. Portaobjetos

4. Cubre objetos

5. Cajas Petri.

6. Cápsula de porcelana

7. Guantes de manejo

8. Pinzas anatómicas

9. Agujas y pinceles para manejo de ectoparásitos.

10. Zoom Stereo.

11. Microscopio Electrónico.

Reactivos

1. Tinción Wright

2. KOH

3. Agua destilada

4. Alcohol potable 96%

39

Animales muestreados: caninos y felinos que asisten a campaña de

esterilización realizada por el municipio del cantón Puerto López

3.2 Metodología

En este proyecto de investigación de tipo analítico observacional, mediante su

trabajo en campo y en el laboratorio, se procedió con la recolección y

caracterización de ectoparásitos, frotis sanguíneo y microscopía electrónica con

tinción Wright para la observación directa de hemoparásitos y bacterias, con el

fin de comparar los resultados obtenidos y correlacionar las variables ; pacientes

positivos y negativos a ectoparásitos y presencia o ausencia de agentes


Unidades experimentales

Para el estudio fueron considerados caninos y felinos del cantón de Puerto

López, los cuales asistieron a la campaña de esterilización realizada por el GAD

del cantón, el muestreo de dichos animales se efectuó durante tres días,

simultáneamente con la realización de encuestas epidemiológicas realizadas a

los propietarios de las mascotas.

Cantón Puerto López

N° Habitantes: 20 451

Viviendas: 6098

Población canina aproximada: 7000

Población felina aproximada: 3000

Figura 22 Mapa del Cantón Puerto López

Fuente (Romero, 2015)

40

Datos a Tomarse y Métodos de evaluación

Métodos de evaluación

Tabla 4 Variable Independiente

Concepto Categoría Indicador Valoración Técnica

Recolección y caracterización de ectoparásitos en canino y felinos.

Enfermedades ectoparasitarias

Número, género

y especie de ectoparásitos.

Positivos o negativos a

ectoparásito.

Claves dicotómicas para llegar a la especie de los ectoparásitos.

Tabla 5 Variable Dependiente

Concepto Categoría Indicador Valoración Técnica

Determinar la presencia o ausencia de

agentes hematozoáricos y

bacterianos.

Enfermedades Hematozoáricas

y bactrianas.

Casos positivos o negativos a los agentes


Observación directa de

Hemoparásitos y bacterias en

frotis sanguíneos.

Microscopía electrónica para Hemoparásitos

y bacterias.

Procedimiento de la Investigación

Fase de campo (muestreo)

El muestreo de los animales tuvo una duración de tres días, este se realizó

conjuntamente con una campaña de esterilización en caninos y felinos cercanos

a la zona que fue totalmente gratuita; una vez tomadas las muestras de

ectoparásitos y de sangre entera ( las cuales fueron tomadas en tubos de

ensayos tapa roja y tubo EDTA para realizar los frotis sanguíneos), se llevaron

las muestras al Centro Internacional de Zoonosis para su debida observación y

caracterización de ectoparásitos y la lectura de los frotis sanguíneos para la

análisis de la presencia de hemoparásitos y bacterias intracelulares previamente

teñidos con Wright (Valenciano et al., 2016).

41

Extracción de muestra sanguínea

Para la extracción de sangre se realizao a travéz de la vena yugular para lo cual

se debe colocar al animal de decúbito esternal, el cuello debe estar totalmente

extendido con la cabeza hacia arriba y sus extremidades anteriores

completamente extendidas. Con el pulgar de la mano se debe distender la vena

realizando presión en la zona lateral de la traquea para realzar torniquete,

enseguida insertar la aguja con el bisel hacia arriba en un ángulo como de 30

grados (Gordillo, 2010). En el intante que se punsiona la vena yugular se

observa el retronó de sangre a travez de la aguja; una vez que se obtenga la

muestra de sangre se debe depositar en el tubo tapa lila con anticoagulante

EDTA, de 1 ml. Se retira la aguja conjuntamente con la jeringa y se debe aplicar

presión sobre el sitio de la punción durante unos 60 segundos para evitar la

hemorragia y que no se forme hematoma (Carr & Rodak, 2014).

Después se procedió a realizar la punción de los capilares de una oreja de cada

paciente, para la extracción de una gota de sangre que nos permitió realizar los

frotis sanguíneos in situ.

Técnica para la realización de un frotis

Se depositó una gota de sangre en la parte central de un portaobjetos muy limpio

(libre de pelusas y grasa). Con otro portaobjetos (tomado lateralmente entre las

yemas de los dedos) se deslizó sobre toda la superficie del portaobjetos, de

manera que se pueda obtener una fina película de sangre como se indica en la

figura 23 (Carr & Rodak, 2014).

Figura 23 Técnica para realizar el frotis de sangre

Fuente: (Carr & Rodak, 2014)

42

Técnica de Tinción Wright in situ

Se realizó el secado de la extensión al aire y sin dejar de transcurrir más de 1

hora, sin fijar la extensión se procedió a la tinción, se añadió cantidad suficiente

de colorante cubriéndola totalmente evitando la evaporación. Transcurridos 5 –

7 minutos se añadió al líquido colorante una cantidad igual de solución

amortiguadora (en su defecto agua destilada) evitando que la mezcla se rebase

del portaobjetos y por último, transcurridos 20 - 25 minutos se lavo la extensión

con agua del grifo hasta que las partes más delgadas adquirieron una tonalidad

amarillenta o rosada lo cual debe hacerse en posición horizontal (Carr & Rodak,

2014).

Recolección de ectoparásitos

Para la recolección de estos especímenes, en el caso de las garrapatas se utilizó

una técnica especial, para no romper el hipostoma de las mismas (incrustado en

la piel de los animales), ya que esta estructura nos permitió identificar

adecuadamente su especie en el laboratorio. Esta técnica consistió en ubicar a

la garrapata verticalmente hacia arriba, con una pinza o con las yemas de dos

dedos, se realizó movimientos circulares con el objetivo de remover el hipostoma

de su lugar, y por último se realizó un tirón rápido pero firme de la parte anterior

del cuerpo de la garrapata, hacia caudal (Brisola, 2011).

En el caso de las pulgas y piojos se obtendrán las muestras con pinzas

adecuadas para su adecuada captura y conservación de sus estructuras.

(González, Moreno, & Hermosilla, 2008). Todos los ectoparásitos serán

recolectados en tubos de ensayo de 10ml con alcohol potable al 96% para su

conservación.

Se realizó el conteo de pulgas, garraptas y piojos encontrados en toda la

superficie del animal, para determinar el grado de infestación por lo cual, el nivel

bajo correspondia a, pulgas y piojos n < 20, garrapatas n < 10, nivel moderado

a 20 < n < 60 pulgas y piojos, 10 < n < 30 garrapatas y nivel alto a pulgas y piojos

n > 60 y para garrapatas n > 30 (Flores et al., 2008).

43

Fase de laboratorio

Identificación de hemoparásitos y bacterias

Descripción del método para la identificación

Para la observación de los frotis y la determinación de la presencia de

hemoparásitos o bacterias, se realizó de la siguiente manera: una vez teñidos

adecuadamente los frotis, se eligió para su examen microscópico, una zona de

la preparación sanguínea en la que las células no estén superpuestas y en la

que se observa la morfología de las mismas (monocapa) (Valenciano et al.,

2016), una vez elegida la zona que se va analizar, se utilizó el lente de 100x

conjuntamente con aceite de inmersión, en el cual se analizaron tres campos,

dividiendo cada uno en dos (figura 24), en el que se observó la presencia de

agentes infecciosos y se marcó si existe positividad o no, para los distintos

agentes que se deseen analizar; para esto se analizaron dos frotis sanguíneos

de cada paciente y seis campos por cada frotis, es decir en total se analizaron

doce campos por cada paciente.

Figura 24 División del frotis sanguíneo en tres campos ópticos

Identificación de Ectoparásitos

Una vez en el laboratorio se aplican claves dicotómicas, basadas en la

identificación de estructuras morfológicas (Zárate, 2016), y se realizará el conteo

de ectoparásitos por cada canino y felino muestreados.

Garrapatas

Para Identificación de la especie de la garrapata, la fase de vida en la que se

encuentra (larva, ninfa, adulta), identificación del sexo y la identificación del

género se lo realizó mediante claves dicotómicas específicas.

44

Claves dicotómicas para identificación de los géneros de adultos de la

familia Ixodidae.

En la caracterización e identificación de las garrapatas, se corrió la siguiente

clave dicotómica en cada uno de los especímenes recolectados, para llegar a

determinar el género y la especie de la garrapata (tabla 6. Debido a a mayor

incidencia de garrapatas reportadas en mamíferos, pertenecientes a la familia

Ixodidae, decidimos optar en primer lugar por correr esta clave (Navarrete et al.,

2013).

Tabla 6 Clave dicotómica para la familia Ixodidadae

Fuente: (Navarrete et al., 2013).

1. Se analizó el surco anal, para determinar si está presente, y en qué

posición se encuentra (pre anal o post anal), además se observó si tiene

o no los festones. Esta sola característica, nos permitió determinar si

perteneces a la especie Ixodes, o si se debe continuar analizando las

características del ejemplar, (figura 25) (Navarrete et al., 2013).

1- Surco anal claramente marcado, pre anal. Ojos e festones ausentes

Inornato______________________________________________Ixodes

Surco anal post anal o ausente_________________________________2

2- Gnatossoma longo, ornato o inornato _________________Amblyomma.

Gnatossoma curto, siempre inornato __________________________3

3- Basis capitulum rectangular__________________________________4

Basis capitulum hexagonal___________________________________5

4-Ojos ausentes, presenta 11 festones_________________Haemaphysalis

Ojos presentes, presenta 7 festones, peritrema en forma de disco

de teléfono________________________________________Anocentor

5-Coxa I con dos espuelas largas, palpos tan largos como

hipostomum. Con festones. Machos con 2 placas

adanales________________________________________Rhipicephalus

sanguineus.

Coxa I con dos espuelas muy pequeñas, palpos más curtos

que hipostomum. Sin festones. Machos con 4 placas

adanales___________________________________________ Boophilus

45

2. Al descartar que pertenezca a la especie Ixodes, se analizó la forma del

Gnatosoma, si es más largo o que ancho, o si es igual de ancho que largo,

para determinar si la especie es Amblyomma, o se debe continuar a la

siguiente característica (Figura 26).

3. Se observó si la base del capitulum, es de forma rectangular o hexagonal,

para según esto seguir con la siguiente característica. (Figura 27).

4. Si tiene ojos ausentes o presentes, y el número de festones (Figura 25).

5. Se observó la coxa I, el tamaño de las espuelas, si los palpos son más

cortos o largos que el Hipostomum, y el número de placas adanales en el

caso de los machos; Figura 28 (Navarrete et al., 2013).

Figura 25 Posición del surco anal y presencia de festones

46

Fuente: (Navarrete et al., 2013)

Figura 26 Forma de Gnatosoma, si es más largo que ancho, o si es igual de ancho

que largo.


Figura 27 Forma de base de Capitulum, rectangular o hexagonal:


Base de

Capitulum

47

Figura 28 Tamaño de las espuelas en la Coxa I, tamaño de los palpos en relación al

hipostomun, y número de placas adanales en el caso de los machos.


Claves para identificación de los estadios y sexo de garrapatas.

Una vez identificada la especie de cada garrapata, se procedió a determinar el

estadio de los mismos y el sexo de los mismos. Así pues se diferenció entre

larvas, ninfas, garrapatas adultas y entre machos y hembras (Navarrete et al.,

2013).

La siguiente clave dicotómica, se corrió con la misma metodología que la descrita

anteriormente, (tabla 7).

Tabla 7 Claves para identificación de los estadios y sexo de garrapatas.


1- Presentan seis patas_______________________________________Larvas

Presentan ocho patas________________________________________2

2- Orificio genital ausente. Escudo en la parte anterior do idiossoma.

Basis capitulum sin áreas porosas_____________________________Ninfas

Orificio genital presente. _________________________________________3

3- Escudo en la parte anterior do idiossoma. Basis capitulum con

áreas porosas____________________________________Adulto (Hembras)

Escudo en toda cara dorsal do idiossoma. Basis capitulum sin

áreas porosas____________________________________Adulto (machos) (Navarrete

et al., 2013).

48

Figura 29 Claves para identificación de los estadios de garrapatas


Figura 30 Claves para identificación del sexo de garrapatas

4 pares de patas Con peritrema. Con abertura genital.

3 pares de patas Sin peritrema Sin abertura genital.

4 pares de patas Con peritrema. Sin abertura genital.

49


Figura31 Rhipicephalus sanguineus, vista dorsal (Hembra y Macho).

Fuente: (Brisola 2011)

Figura 32 Clave dicotómica de Amblyomma cajennense.


50

Pulgas

Para la Identificación de las distintas especies de pulgas, identificación del sexo

e identificación del género se lo realizó mediante las siguientes claves

taxonómicas.

Figura 33 Claves taxonómicas de las pulgas Ctenocephalides canis y Ctnocephalides

felis.

Fuente: (Smit, 1957)

Figura 34 Clave taxonómica de la cabeza de la pulga Echidnophaga gallinácea


51

Figura 35 Detalle estructural de la cabeza de la pulga Pulex irritans.


Figura 36 Claves taxonómicas para diferencia el género las pulgas.


52

Figura 37 Clave pictórica para algunas pulgas.

Fuente: (Pratt, 2013)

Piojos

Para Identificación de la única especie de piojos encontrados en tres perros, se

siguió una clave taxonómica en la cual nos llegó a determinar que dicho piojo

pertenece al orden Phthiraptera, grupo Mallophaga, suborden Amblycera,

familia Boopiida, género Heterodoxus spiniger (Brisola, 2011).

53

Figura 38 Clave taxonómica para identificar al suborden Amblycera

Fuente: (Brisola, 2011)

Figura 39 Clave taxonómica para identificar a la familia Boopidae y género

Heterodoxus

Fuente: (Brisola, 2011)

54

CAPÍTULO IV

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 Comportamiento de los datos básicos de los pacientes en estudio

Tabla 8 Animales muestreados de acuerdo a la especie y al género.

Especie de animales

Animales muestreados

Número de animales Porcentaje de animales

Hembras Machos Hembras Machos Total

Caninos 129 95 34 74% 26% 100%

Felinos 18 13 5 72% 28% 100%

Total 147 108 39

Los animales muestreados que llegaron a la campaña de esterilización, que se

realizó en el cantón Puerto López, corresponden a caninos 87,7% (n=129/147),

y felinos 12,24% (n=18/147) (tabla 8). En lo que respecta a la edad de los

pacientes, el 49% (n= 73/147) fueron adultos y el 51% (n=74/147) cachorros,

(tabla 9); no hubo la presencia de animales geriátricos debido a que cada 6

meses se llevan a cabo las campañas de esterilización en dicho cantón, ya que

se maneja un proyecto con el nombre de “Propuesta estratégica para controlar

la proliferación de animales caninos en las calles y playas de Puerto López”

realizado por el GAD del cantón Puerto López (MAE 2016).

Tabla 9 Distribución de los animales muestreados por edad en caninos y

felinos

4.2 Comportamiento de la Infestación por ectoparásitos

En cuanto a los animales positivos a ectoparásitos como se indica en la figura

40, entre garrapatas, pulgas y piojos, se obtuvo que el 74% (n=109/147)

ANÁLISIS

EDAD

TOTAL DE

ANIMALES

PORCENTAJE CANINOS FELINOS

CACHORROS

0-12 meses

63 49% 49% 61%

ADULTOS

1 – 7 años

66 51% 51% 39%

TOTAL 129 100% 100% 100%

55

presentaron ectoparásitos, y el 26% (n= 38/147) no presentaron ningún tipo de

ectoparásito; en relación con otro estudio realizado en el cantón Balao provincia

del Guayas, se obtuvo un 83.9% de pacientes positivos a ectoparásitos (Lojano,

2016), y en Manaos - Brasil donde se obtuvo un 80.8% de prevalencia a

ectoparásitos en caninos y un 72.7% en felinos (Moreira & Albertino, 2006), por

lo cual podemos decir que el alto porcentaje de animales positivos a

ectoparásitos en dichas zonas de Puerto López se debe a que es una región

tropical con temperaturas altas que oscila entre 25 a 27 °C, con precipitación

media anual, y con una humedad del 77%, predisponente a la gran presencia de

ectoparásitos, acompañado de que los propietarios no toman las medidas de

prevención, como son las desparasitaciones externas e internas de los caninos

y felinos, fumigaciones constantes, entre otras.

Figura 40 Porcentaje de Pacientes Muestreados Positivos a ectoparásitos.

Pulgas

En lo que respecta a infestación de pulgas, en el total de pacientes muestreados,

se determinó que el 56% (n=83/147) fueron positivos. Al analizar los datos, de

los 18 felinos muestreados el 56% era positivos a pulgas, y de los 129 caninos

el 57% fueron positivos (tabla 10). En relación a otros estudios, en la provincia

del Guayas, cantón de Balao se obtuvo de un total de 180 animales

muestreados, el 66% padecían de pulicosis (Lojano, 2016), y en la Comunidad

Jardines de Mancha y en el distrito de Pachacamac en Perú, se analizaron 99

animales (caninos), de los cuales el 76,7% fueron positivos a dicha infestación

por pulgas, sabiendo que las pulgas ocupan una gran variedad de hábitats y son

74%

26%

PACIENTES POSITIVOS A ECTOPARASITOS

POSITIVOS A ECTOPARASITOS NEGATIVOS A ECTOPARASITOS

56

casi cosmopolitas debido a que se encuentran desde los desiertos hasta los x

tropicales; es decir su distribución es mundial, por lo cual se debería tener un

adecuado manejo sanitario para controlar infestaciones de pulgas, ya sea en

ambiente o en las mascotas, cosa que en dicho cantón no se la realiza como es

debido (Télles 2016).

Tabla 10 Distribución de los animales muestreados frente a la infestación de

pulgas.

Resultados de las especies de pulgas encontradas en el estudio, y su

distribución de acuerdo al género de las mismas

En la figura 41 se observa que, de los animales muestreados se recolectó 602

pulgas, de las cuales 65% (n=391/602) correspondieron a Ctenocephalides felis

(61% hembras y el 39% macho), siendo la especie de más predominio (tabla 11),

seguida por la especie Pulex irritans con el 30% (n=183/602), (62% hembras y

el 38% machos) (tabla 12) ; el 4% (n=22/602) correspondió Echidnophaga

gallinácea (59% hembras y el 41% machos) (tabla 13); y por último se

identificaron el 1% (n= 6/602) de Ctenocephalides canis (67%hembras y el 33%

machos) como se indica en la (tabla 14). Con relación a otras investigaciones

afines, un estudio realizado en Quito se estableció que 73,3% corresponden al

género Ctenocephalides canis, el 23,51% a Ctenocephalides felis y el 3,14% al

género Pulex irritans; siendo Ctenocephalides canis la más representativa

(Andrango & Morales, 2013). Por otro lado en el hospital veterinario para

pequeñas especies de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la

Universidad Autónoma de México se obtuvo que la especie de pulga que más

predominaba, al igual que en esta investigación fue Ctenocephalides felis con

53.73%, seguida de Ctenocephalides canis, con 45,8% y el 0,4% para Pulex

irritans (Guzmán, Quijano, & Barbosa, 2014). De acuerdo a un artículo de

revisión podemos corroborar que la alta prevalencia de Ctenocephalides canis

ANIMALES INFESTADOS POR PULGAS

Animales muestreados Caninos Felinos

Número % Número % Número %

Animales positivos 83 56% 73 57% 10 56%

Animales negativos 64 44% 56 43% 8 44%

TOTAL 147 100% 129 100 18 100

57

en los distintos barrios de Quito se debe a que esta especie de pulgas se

encuentra en zonas de bajas temperaturas, mientras que en zonas calientes

como lo es Puerto López predominan las pulgas Ctenocephalides felis (Linardi &

Santos, 2012).

En el caso de las especie Pulex irritans, el presentarse un alto porcentaje en los

animales muestreados se debe a que, no necesariamente va a tener como

hospedador definitivo al humano si no que a los animales de sangre caliente

como las ratas, perros gatos, cerdos, zorros, entre otros; ; ocurriendo de igual

forma con la presencia Echidnophaga gallinácea (García & Suárez, 2010). Por

otro lado en el caso del género de las pulgas, se asume que existen más

hembras que machos debido a que las hembras se suben y se alimentan de su

hospedador durante períodos prolongados (4-19 días) caso contrario ocurre con

los machos que se alimentan por períodos más cortos (Galloway, Andruschak,

& Underwood, 2000).

Figura 41.- Porcentaje de las distintas especies de pulgas encontradas en caninos y felinos del

canto Puerto López.

30%

1%

65%

4%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

Pulex irritans Ctenocephalides canis Ctenocephalides felis Echidnophaga gallinacea

ESPECIES DE PULGAS

58

Tabla 11 Frecuencia de Ctenocephalides felis de los animales muestreados.

Número de Pulgas Porcentaje

Ctenocephalides felis hembras 239 61%

Ctenocephalides felis

machos

152 39%

Total 391 100,0

Tabla 12 Frecuencia de Pulex irritans en los individuos muestreados.

Tabla 13 Frecuencia de Echidnophaga gallinacea en los individuos

muestreados

Tabla 14 Frecuencia de Ctenocephalides canis en los individuos muestreados.


Ctenocephalides canis hembras

4 67%

Ctenocephalides canis

machos

2 33%

Total 6 100,0

Piojos

En el caso de los piojos se obtuvo, el 2% (n=3/147) de los animales

muestreados presentaron pediculosis, (tabla 15), se puede apreciar que la

especie que se encontró fue Heterodoxus spinger. En relación a un estudio


Pulex irritans hembras 113 62%

Pulex irritans machos 70 38%

Total 183 100%


Echidnophaga gallinacea hembras

13 59%

Echidnophaga gallinacea

machos

3 41%

Total 22 100,0

59

realizado en Guatemala se determinó que de 699 pacientes entre ellos caninos

y felinos únicamente 3 pacientes presentaron pediculosis pertenecientes a la

especie Heterodoxus spinger (Orellana, 2017). Podemos decir que la presencia

de piojos en los animales muestreados en el cantón Puerto López es baja debido

a que estos ectoparásitos predominan en época invernal o en zonas de baja

temperatura (Drugueri, 2004).

Tabla 15 Resultados de animales positivos a pediculosis en el cantón Puerto

López.

Garrapatas

En la figura 42, se observa que del total de los animales muestreados el 53%

(n=77/147) de ellos fueron positivos a la presencia de garrapatas en el cantón

de Puerto López, mientras que el 47% (n=70/147) no tuvo presencia de

garrapatas. Los pacientes se clasificaron por el nivel de infestación, estadio y

género de las garrapatas los caninos y felinos que llegaron a la campaña de

esterilización (tabla 16). En relación al estudio realizado, en el cantón San Miguel

de los Bancos, los animales muestreados en la misma época del año, Octubre y

Noviembre, se reportó una prevalencia de 60% (Bustillos, Carrillo, Jacho,

Enríquez, & Rodríguez, 2015); y en otro estudio realizado en Buenos Aires, con

condiciones climáticas similares a Puerto López, se reportan prevalencia de

pacientes positivos a garrapatas de 63% (Debárbora, Oscherov, Guglielmone, &

Nava, 2011). El haberse presentado un alto porcentaje de infestación de

garrapatas en los animales muestreados en el cantón Puerto López se debe a

que, es una región tropical y reúne las características de desarrollo ideal para

estos ectoparásitos, además de que lo los propietarios no utilizan un adecuado

método profilácticos para el control de dichos ectoparásitos.

PEDICULOSIS NÚMERO DE ANIMALES PORCENTAJE

Animales positivos Heterodoxus spinger

3 2%

Animales Negativos 144 98%

TOTAL 147 100%

60

Con respecto a las garrapatas machos en los animales muestreados, se

determinó que en la especie canina, 51 perros presentaron nivel bajo de

garrapatas, 1 perro presentó un nivel moderado y 2 perros presentaron alto nivel

de garrapatas, mientras que 75 caninos fueron negativos a garrapatas machos;

por otro lado en los felinos 5 de ellos presentaron nivel bajo de garrapatas

machos y los 13 restantes fueron negativos. En las garrapatas hembras se

estableció que en los caninos, 39 de ellos presentaron nivel bajo de garrapatas

hembras y 2 caninos presentaron nivel moderado, mientras que 88 caninos no

presentaron garrapatas hembras; en los felinos 3 de ellos presentaron un nivel

bajo de garrapatas hembras y el 15 restantes no presentaron este género de

garrapata.

Con relación al estadio de las garrapatas recolectadas en la investigación

tenemos en caninos 16 de ellos presentaron nivel bajo de garrapatas en estadio

larvario y 1 canino presentó nivel moderado, en la especie felina los 18 no

presentaron garrapatas en estadio larvario. Por otro lado en el estadio de ninfa,

se determinó que 25 caninos presentaron un nivel bajo de infestación y 99

caninos no presentaron garrapatas en estadio de ninfa, mientras que en felinos

1 de ellos presento un bajo nivel de infestación y 17 no presentaron infestación

de garrapatas en dicho estadio.

Se puede asumir que, existe una mayor presencia de garrapatas machos en

comparación a garrapatas hembras, debido a que las garrapatas del género

macho se alimentan episódicamente y permanecen en su hospedador por

semanas o meses, caso contrario ocurre con las hembras las cuales se

alimentan de sus hospedadores por un período de 7 a 12 días, para luego

depositar los huevos en sitios húmedos, cálidos y protegidos del calor extremo,

después de lo cual la hembra muere, mientras que los estados de larva y ninfa

se alimentan por períodos de tiempo más cortos siendo esta la razón del por qué

hay un bajo número de caninos y felinos que presenten un nivel de infestación

bajo de garrapatas en estadio larvario y de ninfa (Polanco & Ríos, 2016).

61

53%47%

NÚMERO DE PACIENTES

POSITIVOS NEGATIVOS

Tabla 16 Caracterización de las garrapatas encontradas en los individuos del

estudio.

Genero /Estadio Larvario ESPECIE

Canino Felino

Garrapatas macho

Ausencia 75 13

Bajo 51 5

Moderado 1 0

Alto 2 0

Garrapatas hembra

Ausencia 88 15

Bajo 39 3

Moderado 2 0

Alto 0 0

Larvas

Ausencia 112 18

Bajo 16 0

Moderado 1 0

Alto 0 0

Ninfas

Ausencia 99 17

Bajo 25 1

Moderado 5 0

Alto 0 0

Figura 42 Porcentaje de Pacientes positivos y negativos a Garrapatas en el cantón Puerto López.

Especies de garrapatas caracterizadas

En el presente estudio se recolectó, n=522 garrapatas tanto en caninos y felinos

muestreadas en el Cantón de Puerto López, en el cual se identificó dos especies

62

de garrapatas: Riphicephalus sanguineus 97% (n=509/522)) y 3% (n=13/522)

Amblyoma cajennense.

Se determinó que el 2% (n= 3/147) de los animales muestreados (tabla 17),

presentaron garrapatas pertenecientes a la especie Amblyoma cajennense

mientras que el 50,3% (n=74/146) de animales presentaron garrapatas

pertenecientes a la especie Riphicephalus sanguineus y el 47,6% (n=70/147)

fueron negativos a garrapatas. Estudios ejecutados en México, en áreas rurales

del municipio de Matamoros, Coahuila y en Sinaloa, se determinó una

prevalencia del 100% para Riphicephalus sanguineus, lo mismo se determinó en

Silveria- Brasil donde se recolectó 7318 garrapatas, de las cuales 100% era de

la especie R. sanguineus (Dantas, Aguiar, & Brandão, 2006; Robles et al., 2015).

El haberse presentado un alto porcentaje para Riphicephalus sanguineus en este

estudio en caninos, se debe a que dicha garrapata se encuentra distribuida en

todo el mundo, siendo una de las especies más cosmopolita para los caninos y

es por esta razón que es conocida también como la garrapatas marrón del perro

(Robles et al., 2015). Caso contrario ocurre con la garrapata Amblyoma

cajennense la cual es más específica para los bovinos y grandes animales. Cabe

recalcar que la comparación de estudios se la realizó con otros países debido a

que no existen estudios en el Ecuador con respecto a la presencia de garrapatas

en caninos o felinos.

Tabla 17 Tipo de garrapatas encontradas en los individuos.

Garrapatas

Número de

Pacientes Porcentaje

No hay presencia de garrapatas 70 47,6

Amblyoma cajennense 3 2,0

Rhipicephalus sanguineus 74 50,3

Total 147 100,0

4.3 Comportamiento de la infestación por hemoparásitos y bacterias

En la presente investigación realizada en caninos y felinos del Cantón Puerto

López, se determinó un de 73% (n=108/147) (tabla 18), de pacientes positivos

para hemoparásitos y bacterias, cuyo resultado es similar al que se obtuvo en

otro estudio realizado por serología en Guayaquil, en el año 2016, donde se

63

determinó un porcentaje de 76% de pacientes positivos a estos agentes

infecciosos (Tutachá, 2016). Al analizar estos datos, se pudo apreciar que, los

pacientes muestreados en ambos estudios, vivían bajo condiciones similares,

con acceso libre a la calle, malas condiciones alimenticias, y además ambas

zonas tropicales tienen condiciones climáticas parecidas, con temperaturas entre

23 y 25°C, y humedad de 75% (Tutachá, 2016).

Sin embargo, en otro estudio realizado en 2005, en Managua-Nicaragua, donde

se muestrearon a 220 caninos que asistieron a una campaña gratuita de

vacunación contra la rabia. Se obtuvo, mediante observación directa de frotis

sanguíneos, una prevalencia a hemoparásitos y bacterias del 17.7%, en una

zona con temperatura de 33ºC, y humedad relativa de 75%, (Angulo &

Rodríguez, 2005), por lo cual se puede asumir que las condiciones climáticas

similares, no son el único factor que determina una mayor o menor presencia de

estos agentes infecciosos en los pacientes, ya que también depende de factores

como el manejo de los animales y el control de ectoparásitos.

Por ejemplo al comparar los resultados de esta investigación con el estudio

realizado en Nicaragua, el porcentaje de animales positivos a hemoparásitos y

bacterias es mayor con un 73% en Puerto López frente a un 17% en Nicaragua

(Angulo & Rodríguez, 2005) . Al igual que el porcentaje de animales positivos a

la presencia de ectoparásitos, con un 74% frente a un 58% respectivamente, es

decir que la presencia de ectoparásitos podría tener una influencia directa en la

presencia de agentes infecciosos.

Tabla 18 Número de pacientes positivos a hemoparásitos y bacterias.

HEMOPARÁSITOS Y BACTERIAS

Patógenos Total

Pacientes Porcentaje

Caninos Número

Caninos Porcentaje

Felinos Número

Felinos Porcentaje

Positivos 108 73,40% 93 72,02% 15 83,3%

Negativos 39 26,50% 36 24,4% 3 16,6%

Pacientes Muestreados

147 100% 129 100% 18 100%

64

Pacientes positivos a diferentes agentes infecciosos de acuerdo a la

especie de los hospedadores

En este estudio se obtuvo los siguientes porcentajes de pacientes positivos a los

distintos agentes infecciosos; en caninos Anaplasma phagocytophilum, se

presentó con 37,9% (n=45/116), Mycoplasma 24% (n=31/116), Anaplasma

platys 12,4% (n=16/116), Ehrlichia spp 13,9 %(n=16/116). Mientras que en

felinos, A.phagocytophilum se presentó con 22,2% (n=4/18), Mycoplasma 27,7%

(n=5/18), Anaplasma platys 11,1% (n=2/18), Ehrlichia spp 11,1 %(n=2/18).

Pacientes positivos a Anaplasma phagocytophilum y Anaplasma platys

Al analizar los datos anteriores se puede apreciar que, los agentes de anaplasma

son los de mayor presentación, con un porcentaje de 50% de pacientes positivos

entre A. Phagocytophilum y A. Platys, resultado similar al obtenido en Santo

Domingo, donde se muestrearon a 100 caninos de 10 clínicas veterinarias, y se

obtuvo una prevalencia de A.phagocytophilum-A.platys de 52% (Calvache,

2014), mientras que en Puerto López al sumar las prevalencias de ambos

agentes, se obtuvo 50,3%. Debido a los resultados obtenidos en ambos estudios,

se puede atribuir un alto porcentaje de la presencia de estos agentes infecciosos,

al alto nivel de la presencia del vector “Rhipicephalus sanguineus” en estas

zonas (ESCCAP 2016). Esto se corrobora, con el estudio realizado en South-

África donde se muestrearon a 90 caninos y 14 felinos, y además se examinaron

mediante PCR a 276 garrapatas Rhipicephalus sanguineus, donde se obtuvo

18% para A.phagocytophilum (Mtshali, Nakao, Sugimoto, & Thekisoe, 2017).

En el año 2016 en la ciudad de Guayaquil, se obtuvo que de 100 animales, 21%

fueron positivos a Anaplasma spp, (Tutachá, 2016), por otro lado en Colombia

en el año 2014, se muestreó en tres cuidades donde se tuvo una prevalencia del

33% para Anaplasma phagocytophilum (Mccown et al., 2015).

En esta investigación, para A. platys, se obtuvo un 12,4% en caninos, y 11% en

felinos resultados que coinciden con un estudio relaizado en Kenya, mediante

PCR, en 216 perros y 22 gatos callejeros que mantienen contacto con las

personas, los autores sugieren que este porcentaje podría estar influenciado por

la presencia de otras de especies de garrapatas Rhipicephalus por ejemplo, R.

ungorged turanicus en Israel y R. evertsi en Sudáfrica (Matei et al., 2016), sin

65

embrago en este estudio Rhipicephalus sanguineus fue el único vector

identificado con la capacidad de transmitir este agente.

Pacientes positivos a Mycoplasma

En esta investigación, mediante observación directa de frotis sanguíneos se

determinó un 27,7% (n=5/18) (tabla 19), para Mycoplasma en felinos, mientras

que en otros estudios, como Sumpango - Guatemala, se analizaron frotis

sanguíneos de 30 gatos, de los cuales 29 resultaron positivos a la presencia de

este agente, que equivale al 96,7%, estos felinos provienen de un refugio donde

se rescata animales abandonados para rehabilitarlos y darlos en adopción, los

factores climáticos que influyen en esta zona, son temperatura promedio es de

17°C, humedad relativa de 66%, y con una altitud de 1900msnm (Benard, 2014),

lo cual sugiere que la condición de salud de los pacientes podría influir de manera

significativa en la presencia de este agente.

Mientras que en la ciudad de Machala, en parroquias urbanas, se utilizó el mismo

método y se evaluó el frotis sanguíneo de 152 gatos, donde solo el 7,9% fueron

positivos a la presencia de Mycoplasma (Martínez, 2012).

En cuanto a la incidencia que Mycoplasma en caninos, en esta investigación se

obtuvo un 24,4 % (n=31/128) de pacientes positivos (tabla 19), mientras que un

estudio realizado en Nicaragua arrojó una prevalencia de 32%, el mismo que se

llevó a cabo en 272 caninos mediante observación directa de frotis sanguíneos

(Mairena & Rojas, 2013).

En este esudio se detectó de forma importante la presencia de Mycoplasma spp,

tanto en felinos como en caninos, lo cual podría explicarse porque la presencia

del vector C. felis, que transmite este agente infeccioso (Sykes 2014), se

encuentra distribuido en gatos y perros significativamente.

Pacientes positivos a Ehrlichia sp.

En este estudio, realizado en Puerto López se determinó un porcentaje de

pacientes positivos para Ehrlichia de 14,7% (n=22/147) (tabla 19), frente a 7%

obtenido en el estudio de Santo Domingo descrito anteriormente, donde cabe

mencionar que las características climatológicas difieren un poco, con las de la

zona de este estudio, por ejemplo la altura de Puerto López es de 1 a 20 msnm,

66

mientras que Santo Domingo se encuentra a una altura de 655msnm (Calvache,

2014).

En la ciudad de Cuenca, donde se realizó frotis sanguíneos, para determinar la

presencia de estos agentes, se determinó una mayor prevalencia para Ehrlichia

con 56%, lo cual difiere con nuestro estudio donde obtuvimos el 15% para

pacientes positivos a Ehrlichia spp (Domínguez, 2008).

Pacientes positivos a Babesia Sp.

En cuanto al porcentajde de pacientes positivos a Babesia spp, en esta

investigación se determinó 2% (n=3/147) (tabla 19), coincidiendo con otro

estudio llevado a cabo en Cúcuta-Colombia se determinó una prevalencaia de

2% para Babesia, estos datos se obtuvieron después de realizar PCR. En esta

zona se registra temperatura de 30°C, humedad relativa de 57%, altura de 320

msnm (Arenas, Vélez, Rincón, & González, 2016).

En Managua-Nicaragua, se realizó un estudio en 2005 donde las condiciones

climáticas son parecidas, a las de Puerto López, y se obtuvo una prevalencia de

0,77% para Babesia canis, frente a 2% en Puerto López (Angulo & Rodríguez,

2005).

Tabla 19 Número de pacientes positivos a los distintos hemoparásitos y

bacterias.

Agentes Identificados

Pacientes Positivos

Porcentaje

Caninos Positivos

Porcentaje Felinos Positivos

Porcentaje

Mycoplasma sp 36 24,4%

31 24% 5

27,7%

Anaplasma platys

18 12,06%

16 12,4% 2 11,1%

Anaplasma phagocytophilu

m 49 33,3% 45 37,9% 4 22,2%

Ehrlichia sp 22 14,7% 18 13,9% 2 11,1%

Babesia sp 3 2% 3 2,3% 0 0

67

Análisis de cinco Estudios de Ecuador, para determinar la prevalencia de

agentes hematozoáricos y bacterianos

Por otro lado, en la presente investigación se han obtenido diferentes

porcentajes, para varios agentes infecciosos, y al analizar estos resultados frente

a estudios serológicos realizados en nuestro país, (tabla 21), se puede apreciar,

resultados para A. phagocytophilum en Puerto López y Santo Domingo, con 38%

y 47% respectivamente. Mientras que la presencia de Ehrlichia spp con 17% en

Puerto López, 33% en Santo Domingo y 50% en Guayaquil.

Tabla 20 Análisis comparativo entre cinco Estudios de Ecuador, para

determinar la prevalencia de agentes hematozoáricos y bacterianos.

Estudios / Infecciones

Sara

ngo &

Álv

are

z F

rotis

San

guín

eos (

Puert

o L

ópez)

Dom

íngu

ez

F

rotis

San

guín

eos (C

uenca)

Calv

ache

Sna

p 4

Dx P

lus (

IDE

XX

)®

(Santo

Do

min

go)

Tuta

cha

Sna

p 4

Dx P

lus (

IDE

XX

)®

(Guayaqu

il)

Márq

uez

Sn

ap

4D

x P

lus (

IDE

XX

)®

(Mila

gro

)

Seg

ovia

Sna

p 4

Dx P

lus (

IDE

XX

)®

(Quito)

A. phagocytophilum 38,28% 3,13% 47.62% 3% 9% 32%

A. platys 14,06%

Ehrlichia 17,19% 56,25% 33,33% 50% 25% 56%

Babesia 2,34% 40,63%

Borrelia burgdorferi 4,76%

Mycoplasma 28,13%

Elaborado por: las Autoras

Fuente: (Calvache, 2014; Domínguez, 2008; I. Marquez, 2011; Segovia, 2015; Tutachá, 2016).

4.4 Comportamiento de Coinfecciones a hemoparásitos y bacterias

En la tabla 21, se puede observar, la clasificación y la proporción de las distintas

coinfecciones encontradas en los pacientes caninos y felinos muestreados, de

los cuales, los pacientes positivos a más de un agente, representan el mayor

número, A. phagocytophilum-A. Platys, presentes en 9 pacientes,

correspondientes a 36% de las coinfecciones.

68

A diferencia de la investigación realizada en Guayaquil, donde la mayor

prevalencia para una la presentación simultánea de dos agentes, es para

Ehrlichia-Anaplasma, con un 51% del total de coinfecciones detectadas

(Tutachá, 2016).

Tabla 21 Número de pacientes positivos a confecciones entre hemoparásitos y

bacterias.

Análisis de tres Estudios realizados en Ecuador, para la identificación de

coinfecciones entre agentes hematozoáricos y bacterianos.

En nuestro país, se han llevado a cabo varios estudios para determinar el

comportamiento de estas enfermedades, y la forma como se presentan las

diferentes coinfecciones de estos agentes, por lo cual, en la siguiente tabla se

pretendió comparar estudios serológicos con esta investigación donde se realizó

observación directa de frotis sanguíneos, los resultados para A.

Phagocytophilum y A. Platys, en Puerto López es de 36% y en Santo Domingo

es de 47,62%. En cuanto a la prevalencia de Ehrlichia spp, y Anaplasma, se

presentan prevalencias parecidas entre el Puerto López con un 24% y Guayaquil

con 18%.

COINFECCIONES.

COOINFECCIONES NÚMERO POSITIVOS POSITIVOS %

A. phagocytophilum- A.

Platys 9 36,00

A. phagocytophilum- A.

Platys- Ehrlichia 2 8,00

A. phagocytophilum-

Ehrlichia 4 16,00

Micoplasmosis- A.

platys 2 8,00

Micoplasmosis- A.

phagocytophilum 6 24,00

Micoplasmosis- Ehrlichia 1 4,00

Micoplasmosis- Babesia 1 4,00

25 100,00

69

Tabla 22 Análisis comparativo de tres Estudios realizados en Ecuador, para la

identificación de coinfecciones entre agentes hematozoáricos y bacterianos.

Estudios / Coinfecciones

Sarango &

Álvarez Frotis

Sanguineos

Calvache

Snap 4Dx Plus

(IDEXX)®

Tutacha

Snap 4Dx Plus

(IDEXX)®

A. phagocytophilum - A.

platys 36% 47.62% 3%

Ehrlichia - Anaplasma 24% 18%

Mycoplasma -Anaplasma 32%

Mycoplasma - Ehrlichia 4%

Mycoplasma - Babesia 1%

Fuente: Investigación directa, (Calvache, 2014; Tutachá, 2016)

4.5 Relación entre el nivel de infestación de los ectoparásitos y la

presencia de angentes hematozoarios y bacterianos.

De acuerdo al nivel de infestación de ectoparásitos (tabla 23), el número de los

pacientes positivos se mostraron variables y de forma insdista, es decir no se

observa una predisposición de los pacientes con mayor nivel de ectoparásitos

a la presencia de agentes infecciosos, esto se confirma con la prueba estadística

de Chi2 que muestra que no existe relación significativa entre estas variables

(tabla 24), esto se puede explicar debido a que algunos pacientes usaron en

algún momento un producto para el control de ectoparásitos, los cuales son

vectores de los agentes infecciosis identificados en este estudio.

70

Tabla 23 Relación entre el nivel de infestación de los ectoparásitos y la presencia de angentes hematozoarios y bacterianos

Presencia de ectoparásitos A. platys Ehrlichia sp. Babesia sp. Micoplasma sp. A.phagocytophilum

Negativo Positivo Negativo Positivo Negativo Positivo Negativo Positivo Negativo Positivo

GARRAPATAS

Ausencia 53 15 57 11 68 0 52 16 45 23

Bajo 51 8 51 8 59 0 48 11 38 21

Moderado 13 1 9 5 14 0 9 5 10 4

Alto 3 0 3 0 3 0 0 3 3 0

Total 117 24 120 24 144 0 109 35 96 48

PULGAS

Ausencia 51 11 52 10 62 0 47 15 40 22

Bajo 66 12 65 13 78 0 60 18 53 25

Moderado 2 1 3 0 3 0 2 1 2 1

Alto 1 0 0 1 1 0 0 1 1 0

Total 120 24 120 24 144 0 109 35 96 48

PIOJOS

Ausencia 118 24 118 24 142 0 107 35 95 47

Bajo 2 0 2 0 2 0 2 0 1 1

Moderado 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Alto 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Total 120 24 120 24 144 0 109 35 96 48

71

Utilizando el Chi Cuadrado de Fisher se observó que p=0.252 (tabla 24), por lo

que, no se encuentra relación significativa entre las dos variables analizadas. Por

lo que se acepta la hipótesis cero y se rechaza la hipótesis alternativa.

Tabla 24 Relación entre la presencia de ectoparásitos y hemoparásitos y

bacterias.

4.6 Comportamiento de infecciones a hemoparásitos y bacterias de

acuerdo a factores intrínsecos y extrínsecos de los pacientes.

Pacientes positivos en relación a la Edad

En el caso del análisis realizado, entre la presencia hemoparásitos y bacterias y

la edad de los pacientes, a continuación se puede a preciar que en este estudio,

de todos los pacientes positivos, la mayor cantidad son cachorros con un 53%,

mientras que los adultos representan el 47% (tabla 25), lo que difiere con el

estudio en Santo Domingo, donde la mayor prevalencia era para perros adultos,

19% para pacientes entre 7 meses y 7 años, y 25% entre 8 y 12 años, y solo un

12% para pacientes menores de 7 meses (Calvache, 2014).

Tabla 25 Número de pacientes positivos a hemoparásitos y bacterias, de

acuerdo a la edad

Chi cuadrado de Fisher Valor df

Significación

exacta

Razón de verosimilitud 2,779 1

Prueba exacta de Fisher 0,252

EDAD

PACIENTES

NÚMERO DE

PACIENTES

POSITIVOS

PORCENTAJE %

CACHORROS 70

53,43%

ADULTOS 61 46,56%

TOTAL 131 100%

72

La incidencia de los diferentes patógenos presentes, difieren según la edad de

los pacientes, de tal forma que, en cachorros, existe una prevalencia para A.

phagocytophilum de 34%, mientras que en adultos se presenta con un 40%. En

el caso A. Platys, en cambio existe una mayor brecha, ya que en cachorros la

prevalencia es de 24% y los adultos de solo 11%. Mycoplasma en cambio, se

presenta en mayor cantidad en pacientes adultos, con una prevalencia de 31%

frente a 24% que se presenta en cachorros (tabla 26). Ehrlichia y Babesia,

presentan prevalencias bastante similares en ambos grupos de pacientes.

Tabla 26 Clasificación de la presencia de hemoparásitos y bacterias, en

relación a la edad de los pacientes

Pacientes positivos en relación a la aplicación de antiparasitarios

externos.

Con respecto a los 147 animales que fueron muestreados, se consideró un dato

muy importante como es la desparasitación externa (tabla 27), por lo tanto, de

los animales que no fueron desparasitados, el 44% (n=64/147), presentaron

diferentes niveles de infestación por garrapatas, 47,6% (n=70/147) presentaron

pulgas, y 1,3% (n=2/147) fueron positivos a pediculosis. Mientras que, en los

animales que, si se utilizó antiparasitarios externos, 8,8% (n=13/147)

presentaron garrapatas, 8,8% (n=13/147) presentaron pulgas, y 0,6% (n=1/147)

fueron positivos a pediculosis. Estos resultados, se puede atribuir a que, el uso

de productos para el control de ectoparásitos influye de forma directa en la

presencia y nivel en el que se presentan los mismos.

AGENTES ADULTOS ADULTOS

% CACHORROS

CACHORROS %

Micoplasma 19 31,15 17 24,29

Anaplasma platys 7 11,48 17 24,29

A. phagocytophilum 25 40,98 24 34,29

Ehrlichia 9 14,75 10 14,29

Babesia 1 1,64 2 2,86

TOTAL 61 100,00 70 100,00

73

Por otro lado, la presencia de ectoparásitos en algunos animales que, si fueron

desparasitados, se puede atribuir al uso incorrecto de los productos, ya que al

no usarlos mensulamente y de forma prolongada, estos no logran cubrir todos

los estadios y romper el ciclo biológico de los vectores. Por ejemplo una larva

de garrapata puede permanecer ivernando durante un año en el medio ambiente,

por lo que el uso del producto adecuado y la desinfección del ambiente es muy

importante para un adecuado control (Mena, 2015).


desparasitación externa

4.7 Relación del tipo de hábitat y la presencia de ectoparásitos

En la tabla 28, al analizar el medio ambiente en el que viven los animales

muestreados, con relación a la presencia de ectoparásitos, se determinó que los

animales que viven en el interior presentaron ectoparásitos en distintos niveles

de infestación, esto se podría atribuir a que dichos animales tienden a salir en

algún momento de sus hogares o tienen un patio con áreas verdes, los cuales

Presencia de ectoparásitos Desparasitación externa

No % Si %

Garrapatas Ausencia de

garrapatas 59 40%5 11 7,4%

Bajo 52

44%

8

8,8% Moderado 10 4

Alto 2 1

Pulgas Ausencia de

pulgas 53 36% 11 7,4%

Bajo 68

47,6%

11

8,8% Moderado 2 1

Alto 0 1

Piojos Ausencia de

piojos 121 82,3% 23 15,6%

Bajo 2

1,3%

1

0,6% Moderado 0 0

Alto 0 0

74

pueden estar infestados por dichos ectoparásitos o por otro lado tuvieron

contacto con algún otro animal del exterior. Con respecto a los animales que

viven en los exteriores, se puede explicar un alto nivel de ectoparásitos por la

falta de control sanitario y el uso de productos antiparasitarios externos.

(ESCCAP, 2016).

Tabla 28 Relación del tipo de hábitat y la presencia de ectoparásitos

Presencia de ectoparásitos

Hábitat

Exterior Interior Exterior e

interior

GARRAPAS

Ausencia de garrapatas 34 25 11

Bajo 18 29 13

Moderado 7 3 4

Alto 0 2 1

PULGAS

Ausencia de pulgas 23 28 13

Bajo 36 28 15

Moderado 0 3 0

Alto 0 0 1

PIOJOS

Ausencia de piojos 59 59 26

Bajo 0 0 3

Moderado 0 0 0

Alto 0 0 0

75

CAPÍTULO V

Conclusiones

En esta investigación, donde se muestreó a 129 caninos y 18 felinos, se

determinó 76% (n=112/147) de pacientes positivos a ectoparásitos entre

pulgas, garrapatas y piojos.

Se caracterizó las siguientes especies de garrapatas; R. sanguineus 95%

y Amblyoma cajennense 5% de pacientes positivos a esta especie. Las

especies de pulgas caracterizadas fueron Ctenocephalides felis, 66%,

Pulex irritans 29%, Echidnophaga gallinácea 4%, y solo el 1% para

Ctenocephalides canis. La única especie de piojo caracterizada fue

Heterodoxus spiniger, con un 2,04% de pacientes positivos.

Se obtuvo 73% (n=107/147) de pacientes positivos a hemoparásitos y

bacterias, los agentes identificados fueron: A. phagocytophilum con 33%,

A. platys 12%, Ehrlichia 15%, y por último Babesia con 2%.

76

Bibliografía

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endoparasitosis gastrointestinales asociadas en caninos de tres parroquias

de la zona urbana (El Condado, San Juan y Quitumbe) del D.M.Q.

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Zárate, V. (2016). “Prevalencia de babesia spp. en perros (Canis familiaris) atendidos en las clínicas veterinarias de la ciudad de Loja y hospital docente veterinario ‘Cesar Agusto Guerrero’ de la Universidad Nacional de Loja.” Universidad Nacional de Loja. Retrieved from http://dspace.unl.edu.ec/jspui/bitstream/123456789/9896/1/TESIS Vanessa Alexandra Zárate Rosillo.pdf

85

Anexos

Anexo 1 Tabulación de los datos de los pacientes muestreados.

N PACIENT

E

SEXO

ESPECIE

EDAD Parroquia

GARRAPATA

S

PULGAS

ECTOPARASITOS

Micoplasma

A. platy

s

A.phagocytophilu

m

Ehrlichia

Babesia

HEMOPARASITO

S

PCC

1 PL00

1 H

CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

2 PL00

2 H

CANINO

ADULTO

Salango

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

POSITIVO

2,5

3 PL00

3 H

CANINO

CACHORRO

Salango

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

4 PL00

4 H

CANINO

CACHORRO

Salango

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

5 PL00

5 H

CANINO

ADULTO

Salango

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

6 PL00

6 H

CANINO

ADULTO

Machalilla

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

7 PL00

7 H

FELINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,5

8 PL00

8 H

CANINO

ADULTO

Salango

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

9 PL00

9 H

CANINO

ADULTO

Salango

NO NO NO POSITI

VO POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

10

PL010

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

11

PL011

H FELINO

CACHORRO

Machalilla

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

12

PL012

H CANINO

ADULTO

Salango

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

13

PL013

H CANINO

ADULTO

Salango

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

14

PL014

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

NO SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

15

PL015

H FELINO

ADULTO

Salango

NO SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

16

PL016

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

17

PL017

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

86

18

PL018

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

19

PL019

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

1.5

20

PL020

H FELINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,5

21

PL021

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

22

PL022

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

5

23

PL023

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

24

PL024

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

25

PL025

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

26

PL026

h CANINO

ADULTO

Salango

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

27

PL027

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

28

PL028

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

29

PL029

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

30

PL030

H CANINO

ADULTO

Machalilla

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

31

PL031

M FELINO

CACHORRO

Machalilla

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

32

PL032

H FELINO

CACHORRO

Machalilla

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,5

33

PL033

H CANINO

ADULTO

Machalilla

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,5

34

PL034

H CANINO

ADULTO

Machalilla

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,3

35

PL035

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

4

36

PL036

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

37

PL037

H CANINO

ADULTO

Salango

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

1,5

38

PL038

M CANINO

ADULTO

Salango

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

4

39

PL039

H CANINO

ADULTO

Salango

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

87

40

PL040

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

41

PL041

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

42

PL042

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

43

PL043

H CANINO

ADULTO

Machalilla

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

44

PL044

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2,5

45

PL045

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

46

PL046

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

47

PL047

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

48

PL048

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

49

PL049

M FELINO

ADULTO

Machalilla

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,5

50

PL050

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

51

PL051

H CANINO

CACHORRO

Salango

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

52

PL052

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

53

PL053

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,7

54

PL054

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

1.5

55

PL055

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2,7

56

PL056

H CANINO

CACHORRO

Salango

NO SI SI POSITI

VO POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

57

PL057

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

58

PL058

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

59

PL059

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

60

PL060

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

61

PL061

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

88

62

PL062

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

63

PL063

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2,5

64

PL064

H FELINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

65

PL065

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2,75

66

PL066

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

67

PL067

H FELINO

ADULTO

Salango

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

68

PL068

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

69

PL069

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

70

PL070

H CANINO

ADULTO

Salango

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

71

PL071

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

72

PL072

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

73

PL073

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

74

PL074

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

75

PL075

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

76

PL076

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

77

PL077

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

78

PL078

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

79

PL079

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

1,5

80

PL080

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

81

PL081

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

82

PL082

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

83

PL083

H FELINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

89

84

PL084

H FELINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

85

PL085

H FELINO

CACHORRO

Salango

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

86

PL086

H FELINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

87

PL087

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

88

PL088

H CANINO

CACHORRO

Salango

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

89

PL089

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

90

PL090

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

POSITIVO

3

91

PL091

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

92

PL092

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

93

PL093

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

94

PL094

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

95

PL095

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

96

PL096

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

97

PL097

H CANINO

CACHORRO

Machalilla

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

98

PL098

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

99

PL099

H CANINO

ADULTO

Salango

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

100

PL100

H CANINO

ADULTO

Salango

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

1.5

101

PL101

H CANINO

CACHORRO

Salango

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

102

PL102

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

103

PL103

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

104

PL104

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

105

PL105

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

90

106

PL106

M CANINO

ADULTO

Machalilla

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

107

PL107

M CANINO

ADULTO

Salango

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

108

PL108

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

109

PL109

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

110

PL110

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

111

PL111

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

112

PL112

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

113

PL113

M FELINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

114

PL114

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

115

PL115

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

116

PL116

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

117

PL117

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

118

PL118

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

119

PL119

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

120

PL120

H FELINO

CACHORRO

Salango

NO SI SI NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

121

PL121

M FELINO

ADULTO

Salango

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

122

PL122

M CANINO

CACHORRO

Salango

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

123

PL123

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

124

PL124

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

125

PL125

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

126

PL126

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

127

PL127

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

91

128

PL128

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

2

129

PL129

H CANINO

ADULTO

Salango

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

130

PL130

H CANINO

ADULTO

Machalilla

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

131

PL131

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

132

PL132

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

133

PL133

H FELINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

134

PL134

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

135

PL135

M CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

136

PL136

H CANINO

ADULTO

Salango

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

137

PL137

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

138

PL138

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

139

PL139

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

140

PL140

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

POSITIVO

POSITIVO POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

3

141

PL141

H CANINO

ADULTO

Machalilla

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

2

142

PL142

H CANINO

ADULTO

Machalilla

SI SI SI POSITI

VO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

143

PL143

M FELINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

2

144

PL144

H CANINO

ADULTO

Salango

SI NO SI NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

POSITIVO

3

145

PL145

H CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O POSITIVO

NEGATIV

O

POSITIVO

POSITIVO

2

146

PL146

M CANINO

CACHORRO

Puerto Lopez

NO NO NO NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

147

PL147

H CANINO

ADULTO

Puerto Lopez

SI SI SI NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIVO

NEGATIV

O

NEGATIV

O

NEGATIVO

3

92

Anexo 2 Encuesta epidemiológica (Parte I)

93

Anexo 3 Encuesta epidemiológica (Parte II)

94

Anexo 4 Autorización del propietario para tomas de muestras biológicas

95

Anexo 5 Equipo de trabajo, de la Universidad Central del Ecuador, de la

Facultad de Medicina Veterinaria.

Fotografía de: Las Autoras (Puerto López 2016)

Anexo 6 Recepción de los pacientes que asistieron a la campaña de

esterilización, para su debido registro de datos.


96

Anexo 7 Paciente canino de 3 años con presencia de garrapatas en el pabellón

de la oreja.


Anexo 8 Conservación de los ectoparásitos en Alcohol potable al 95%.


Anexo 9 Toma de muestra sanguínea de yugular, canino de 2 años de edad.


97

Anexo 10 Paciente canino con infestación de garrapatas.


Anexo 11 Elaboración de los frotis in situ.


Anexo 12 Recolección de ectoparásitos


98

Anexo 13 Paciente felino con infestación de pulgas.


Anexo 14 Observación de los frotis Sanguíneos en el Centro Internacional de

Zoonosis.

Fotografías de: Las Autoras CIZ (Centro Internacional de Zoonosis).

99

Anexo 15 Observación de los Ectoparásitos

Fotografía de: CIZ (Centro Internacional de Zoonosis).

Anexo 16 Pulga Ctenocephalides canis, Hembra.

Fotografía de: Las Autoras, CIZ (Centro Internacional de Zoonosis).

Anexo 17 Pulga Pulex irritans; Hembra.

Fotografía de: Las Autoras. CIZ (Centro Internacional de Zoonosis).

100

Anexo 18 Pulga Echidnophaga gallinácea; Macho.

Fotografía de: Las Autoras. CIZ (Centro Internacional de Zoonosis).

Anexo 19 Garrapata Rhipicephalus sanguineus; Macho.


Anexo 20 Garrapata Amblyoma cajennese; Macho.


101

Anexo 21 Piojo Heterodoxus spiniger; Macho


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