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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA

CARRERA DE INGENIERÍA QUÍMICA

OBTENCIÓN DE SAPONINAS DE LOS FRUTOS DE LA Solanum marginatum

Y ANÁLISIS DE SUS PROPIEDADES COMO SURFACTANTE

TRABAJO DE GRADO, PARA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE

INGENIERA QUÍMICA

AUTOR: JENNY ANDREA MÉNDEZ MARTÍNEZ

QUITO

2016

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA

CARRERA DE INGENIERÍA QUÍMICA



TRABAJO DE GRADO, PARA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE

INGENIERA QUÍMICA

AUTOR: JENNY ANDREA MÉNDEZ MARTÍNEZ

TUTOR: DR. ULLRICH RAINER STAHL., Ph. D.

QUITO

2016

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR

En calidad de tutor, luego del estudio y análisis realizado sobre el Trabajo de Grado presentado

por la señorita: MÉNDEZ MARTÍNEZ JENNY ANDREA que titula “OBTENCIÓN DE

SAPONINAS DE LOS FRUTOS DE LA Solanum marginatum Y ANÁLISIS DE SUS

PROPIEDADES COMO SURFACTANTE”, sobre el particular informo que el Trabajo de

Grado tiene valor académico y utiliza conocimientos de la Ingeniería Química que han resuelto

el problema y los objetivos planteados, por lo que declaro mi conformidad con el mismo.

En la ciudad de Quito, a los 8 días del mes de enero de 2016.

_________________________

Dr. Ullrich Stahl., Ph. D.

PROFESOR TUTOR

iv

AUTORIZACIÓN DE LA TUTORÍA INTELECTUAL

Yo, JENNY ANDREA MÉNDEZ MARTÍNEZ en calidad de autor del Trabajo de Grado

realizado sobre “OBTENCIÓN DE SAPONINAS DE LOS FRUTOS DE LA Solanum

marginatum Y ANÁLISIS DE SUS PROPIEDADES COMO SURFACTANTE”, por la

presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR hacer uso de todos los

contenidos que me pertenecen o de parte de los que contiene esta obra, con fines estrictamente

académicos o de investigación.

Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,

seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los Artículos 5, 6, 8, 19 y

demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.

Quito, 08 de enero de 2016

_________________________

Jenny Andrea Méndez Martínez

C.I. 172080478-8

[email protected]

mailto:[email protected]

v

DEDICATORIA

Este Trabajo de Grado

está dedicado con mucho

amor a mis padres Carlos

y Elena; por ser el pilar

fundamental de mi vida

y el más claro ejemplo de

esfuerzo y perseverancia.

A mis hermanas Carla y

Naomi, por brindarme

su apoyo incondicional

en cada una de las metas

que me he propuesto.

vi

AGRADECIMIENTOS

A Dios por darme fuerzas para enfrentar los retos que estuvieron en el camino previo a la

culminación del presente trabajo. A mi familia y mi novio, por ser mi soporte en todo momento,

por toda su paciencia y cariño.

A la Universidad Central del Ecuador, particularmente a la Facultad de Ingeniería Química por

la formación que me ha brindado a través de sus excelentes profesionales. Al Dr. Ullrich Stahl,

por su dirección en el desarrollo de cada objetivo. A la Ing. Ana Rodríguez e Ing. Sergio

Medina, por sus consejos y sugerencias que aportaron en la presentación de este trabajo.

A la Dra. Lourdes Cuadrado, Ing. Christian Larenas, Ing. Danny Sinche, Ing. Roberto León,

Ing. Diego Flores, Ing. Carlos Guepud e Ing. Edison Osorio por su asesoría durante el desarrollo

experimental, y por la prestación de sus instalaciones.

vii

CONTENIDO

pág.

LISTA DE TABLAS…………………………………………………………………………..xiii

LISTA DE FIGURAS…………………………………………………………………….……xvi

LISTA DE GRÁFICOS…………………………………………………………….................xvii

LISTA DE ANEXOS…………………………………………………………………….…..xviii

LISTA DE ABREVIATURAS………………………………………………………….….….xix

RESUMEN…...…………………………………………………………………………….…..xx

ABSTRACT…………………………………………………………………………………....xxi

INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………………..1

1. MARCO TEÓRICO .............................................................................................................. 4

1.1. Solanum marginatum………………………. ............................................................. …….4

1.1.1. Descripción del fruto. ...................................................................................................... 5

1.1.2. Hábitat ............................................................................................................................ 5

1.1.3. Clasificación Taxonómica ............................................................................................... 6

1.1.4. Importancia ..................................................................................................................... 6

1.2. Saponinas ........................................................................................................................... 7

1.2.1. Saponinas Triterpénicas. ................................................................................................. 9

1.2.2. Saponinas Esteroidales.................................................................................................. 10

1.2.3. Características y propiedades de las saponinas ............................................................. 11

1.2.4. Usos de las saponinas. .................................................................................................. 12

1.2.5. Análisis de saponinas .................................................................................................... 14

1.2.5.1. Ensayo de Espuma. ..................................................................................................... 14

1.2.5.2. Ensayo de Hemólisis ................................................................................................... 14

viii

1.2.5.3. Ensayo de Liebermann-Buchard……………………………………………………………...14

1.2.5.4. Espectroscopía Infrarroja. .......................................................................................... 14

1.2.5.5. Cromatografía ............................................................................................................ 15

1.3. Extracción líquido - líquido .............................................................................................. 16

1.3.1. Características de la Extracción líquido - líquido .......................................................... 16

1.4. Extracción sólido - líquido................................................................................................ 17

1.4.1. Factores que determinan la velocidad de extracción ...................................................... 17

1.4.1.1. Solvente. ..................................................................................................................... 17

1.4.1.2. Tamaño de partícula. .................................................................................................. 17

1.4.1.3. Temperatura ............................................................................................................... 17

1.4.1.4. Agitación del sistema .................................................................................................. 17

1.4.2. Extracción mediante Soxhlet. ......................................................................................... 18

1.5. Surfactantes ..................................................................................................................... 19

1.5.1. Historia de los surfactantes. .......................................................................................... 19

1.5.2. Características y propiedades de los surfactantes .......................................................... 20

1.5.2.1. Tensión superficial ..................................................................................................... 20

1.5.2.2. Dispersión .................................................................................................................. 21

1.5.2.3. Ángulo de Contacto .................................................................................................... 21

1.5.2.4. Adsorción ................................................................................................................... 21

1.5.2.5. Energía Libre Superficial ........................................................................................... 22

1.5.2.6. Equilibrio Hidrófilo – Lipófilo .................................................................................... 22

1.5.3. Clasificación por su naturaleza electroquímica ............................................................. 23

1.5.3.1. Surfactantes No Iónicos .............................................................................................. 23

1.5.3.2. Surfactantes Iónicos ................................................................................................... 23

1.6. Biosufactantes .................................................................................................................. 25

2. METODOLOGÍA ............................................................................................................... 27

2.1. Ubicación del área de investigación .................................................................................. 27

2.2. Materia prima ................................................................................................................... 27

2.3. Materiales y Equipos ........................................................................................................ 27

2.4. Sustancias y Reactivos ..................................................................................................... 29

2.5. Procedimiento para obtención de extractos ricos en saponinas .......................................... 30

ix

2.5.1. Procedimiento para semilla y pericarpo………………………………………………………30

2.5.1.1. Recolección de la materia prima. ................................................................................ 30

2.5.1.2. Lavado ....................................................................................................................... 30

2.5.1.3. Secado. ....................................................................................................................... 30

2.5.1.4. Molienda .................................................................................................................... 30

2.5.1.5. Desengrasado............................................................................................................. 30

2.5.1.6. Destilación. ................................................................................................................ 31

2.5.1.7. Extracción .................................................................................................................. 31

2.5.1.8. Destilación. ................................................................................................................ 31

2.5.1.9. Filtración. .................................................................................................................. 31

2.5.1.10. Evaporación ............................................................................................................. 31

2.5.1.11. Secado. ..................................................................................................................... 31

2.5.2. Procedimiento para el mucílago .................................................................................... 32

2.5.2.1. Recolección de la materia prima. ................................................................................ 32

2.5.2.2. Lavado ....................................................................................................................... 32

2.5.2.3. Filtración ................................................................................................................... 32

2.5.2.4. Decantación ............................................................................................................... 32

2.5.2.5. Destilación ................................................................................................................. 32

2.5.2.6. Evaporación. .............................................................................................................. 32

2.5.2.7. Secado. ....................................................................................................................... 32

2.5.3. Procedimiento para Análisis del extracto ...................................................................... 32

2.5.3.1. Análisis Fitoquímico ................................................................................................... 32

2.5.4. Procedimiento para Análisis de tensiometría ................................................................. 34

2.6. Diseño Experimental ........................................................................................................ 37

2.6.1. Parámetros fijos ............................................................................................................ 37

2.6.2. Parámetros variables .................................................................................................... 37

3. DATOS EXPERIMENTALES ........................................................................................... 40

3.1. Pruebas preliminares ........................................................................................................ 40

3.1.1. Datos para semilla y pericarpo...................................................................................... 40

3.1.1.1. Recolección del fruto .................................................................................................. 40

3.1.1.2. Secado ........................................................................................................................ 40

3.1.1.3. Molienda …………………………………………………………………………………...........41

x

3.1.1.4. Desengrasado............................................................................................................. 41

3.1.1.5. Destilación del solvente apolar ................................................................................... 42

3.1.1.6. Extracción .................................................................................................................. 43

3.1.1.7. Destilación del solvente polar ..................................................................................... 45

3.1.1.8. Concentración y secado .............................................................................................. 45

3.1.2. Datos para el mucílago ................................................................................................. 47

3.1.2.1. Lavado ....................................................................................................................... 47

3.1.2.2. Filtración ................................................................................................................... 47

3.1.2.3. Decantación ............................................................................................................... 47

3.1.2.4. Destilación ................................................................................................................. 48

3.1.2.5. Evaporación y secado. ................................................................................................ 48

3.2. Pruebas finales ................................................................................................................. 49

3.3. Análisis del extracto ......................................................................................................... 52

3.3.1. Determinación de saponinas mediante el Método Espumoso .......................................... 52

3.3.2. Determinación de saponinas mediante HPLC ................................................................ 52

3.4. Análisis de tensiometría ................................................................................................... 53

3.4.1. Reducción de la tensión superficial ................................................................................ 53

3.5. Análisis estadístico ........................................................................................................... 54

4. CÁLCULOS ....................................................................................................................... 55


4.1.1. Cálculos para semilla y pericarpo ................................................................................. 55

4.1.1.1. Secado. Determinación de humedad por pérdida de peso ............................................ 55

4.1.1.2. Desengrasado. Determinación de grasa cruda ............................................................ 55

4.1.1.3. Destilación. Determinación del porcentaje de recuperación del solvente apolar ......... 56

4.1.1.4. Destilación. Determinación del porcentaje de recuperación del solvente polar ........... 56

4.1.1.5. Evaporación y secado. Determinación del rendimiento de saponinas .......................... 57

4.1.2. Cálculos para el mucílago ............................................................................................. 57

4.1.2.1. Lavado. Determinación de la masa de mucílago ......................................................... 57

4.1.2.2. Evaporación y secado. Determinación del rendimiento de saponinas .......................... 58

4.1.3. Resultados generales ..................................................................................................... 58

4.1.3.1. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base húmeda ...................................... 58

xi

4.1.3.2. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base seca ........................................... 59

4.2. Pruebas finales ................................................................................................................. 60

4.2.1. Extracción.- Determinación de la polaridad de una solución ......................................... 60

4.2.2. Extracción.- Determinación del cambio de polaridad de una solución ........................... 61


4.3.1. Determinación del contenido de saponinas mediante el método espumoso ..................... 61

4.3.2. Determinación del contenido de saponinas mediante HPLC ......................................... 62


4.4.1. Reducción de la Tensión superficial............................................................................... 63


5. RESULTADOS .................................................................................................................. 65


5.1.1. Resultados del procedimiento para semilla y pericarpo ................................................. 65

5.1.1.1. Secado.- Determinación de humedad por pérdida de peso .......................................... 65

5.1.1.2. Desengrasado.- Determinación de grasa cruda .......................................................... 65

5.1.1.3. Destilación.- Determinación del porcentaje de recuperación del solvente apolar ........ 66

5.1.1.4. Destilación.- Determinación del porcentaje de recuperación del solvente polar .......... 67

5.1.1.5. Evaporación y secado.- Determinación del rendimiento de saponinas ......................... 67

5.1.2. Resultados del procedimiento para el mucílago ............................................................. 69

5.1.2.1. Lavado ....................................................................................................................... 69

5.1.2.2. Evaporación y secado ................................................................................................. 69

5.1.3. Resultados generales ..................................................................................................... 70

5.1.3.1. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base húmeda ...................................... 70

5.1.3.2. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base seca ........................................... 71

5.2. Pruebas finales ................................................................................................................. 72


5.3.1. Determinación del contenido de saponinas mediante el método espumoso ..................... 76

5.3.2. Determinación del contenido de saponinas mediante HPLC .......................................... 77



xii

5.5.1. Análisis para masa de extracto rico en saponinas .......................................................... 79

5.5.1.1. Reglas de decisión para el Análisis de los tiempos de extracción ................................ 79

5.5.1.2. Reglas de decisión para el Análisis de temperaturas de extracción. ............................ 79

5.5.1.3. Reglas de decisión para el Análisis de Interacción AB ................................................ 79

5.5.2. Análisis para la tensión superficial de las soluciones de los extractos ............................ 82

5.5.2.1. Reglas de decisión para el Análisis de los tiempos de extracción ................................ 83

5.5.2.2. Reglas de decisión para el Análisis de temperaturas de extracción ............................. 83

5.5.2.3. Reglas de decisión para el Análisis de Interacción AB ................................................ 83

6. DISCUSIÓN ....................................................................................................................... 86

7. CONCLUSIONES .............................................................................................................. 89

8. RECOMENDACIONES ..................................................................................................... 91

CITAS BIBLIOGRÁFICAS………………………………………………………..……...…...92

BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………………...………...97

ANEXOS…………………..………………………………………………………..……...…...99

xiii

LISTA DE TABLAS

pág.

Tabla 1. Clasificación Taxonómica de Solanum marginatum ..................................................... 6

Tabla 2. Actividades Biológicas de las saponinas .................................................................... 12

Tabla 3. Relación entre límites HLB y aplicaciones de surfactantes ......................................... 22

Tabla 4. Ejemplos de Biosurfactantes No Iónicos .................................................................... 25

Tabla 5. Aplicaciones o propiedades de los Biosurfactantes No Iónicos ................................... 26

Tabla 6. Análisis para reconocimiento de Grupos Fitoquímicos ............................................... 33

Tabla 7. Diseño factorial para el proceso de extracción ............................................................ 38

Tabla 8. Diseño factorial (a*b)*n ............................................................................................ 38

Tabla 9. Selección del fruto .................................................................................................... 40

Tabla 10. Composición de semilla y pericarpo en base húmeda ............................................... 40

Tabla 11. Composición de semilla y pericarpo en base seca .................................................... 41

Tabla 12. Tamaño de partícula de semilla y pericarpo.............................................................. 41

Tabla 13. Propiedades de los solventes apolares usados ........................................................... 41

Tabla 14. Selección del solvente apolar para desengrasado ...................................................... 42

Tabla 15. Cantidad de grasa presente en semilla ...................................................................... 42

Tabla 16. Recuperación de solvente apolar .............................................................................. 42

Tabla 17. Propiedades de los solventes polares usados............................................................. 43

Tabla 18. Selección del método de extracción ......................................................................... 43

Tabla 19. Selección del tamaño de partícula ............................................................................ 43

Tabla 20. Selección de la relación masa/solvente ..................................................................... 43

Tabla 21. Selección de la materia prima .................................................................................. 44

Tabla 22. Selección de solventes ............................................................................................. 44

Tabla 23. Selección de la concentración de solvente ................................................................ 44

Tabla 24. Recuperación del solvente polar............................................................................... 45

Tabla 25. Masa de saponinas presentes en el concentrado ........................................................ 45

Tabla 26. Selección de polaridad del etanol en la extracción .................................................... 46

Tabla 27. Determinación del mucílago presente en los frutos ................................................... 47

Tabla 28. Filtración del agua de lavado de las semillas ............................................................ 47

xiv

Tabla 29. Decantación del agua de lavado filtrada ................................................................... 47

Tabla 30. Destilación de la solución decantada ........................................................................ 48

Tabla 31. Destilación de la solución emulsionada .................................................................... 48

Tabla 32. Determinación de saponinas a partir de muestras no decantadas ............................... 48

Tabla 33. Determinación de saponinas a partir de muestras decantadas .................................... 48

Tabla 34. Parámetros previos a considerarse en la extracción .................................................. 49

Tabla 35. Factores de estudio en la extracción ......................................................................... 49

Tabla 36. Selección de temperatura y tiempo de operación a T1 .............................................. 50


Tabla 38. Determinación de saponinas a T1 y T2 .................................................................... 52

Tabla 39. Variables para estándares y muestras ....................................................................... 52

Tabla 40. Tensión superficial de las soluciones del extracto rico en saponinas ......................... 53

Tabla 41. Evaluación de la tensión superficial en solventes y soluciones.................................. 53

Tabla 42. Datos para extracto rico en saponinas....................................................................... 54

Tabla 43. Datos para Análisis de tensiometría ......................................................................... 54

Tabla 44. ANOVA de dos vías con interacción ....................................................................... 64

Tabla 45. Humedad presente en semilla y pericarpo ................................................................ 65

Tabla 46. Selección del solvente apolar para desengrasado ...................................................... 65

Tabla 47. Masa de grasa presente en semilla ............................................................................ 66

Tabla 48. Recuperación de solvente apolar .............................................................................. 66

Tabla 49. Recuperación de solvente polar ................................................................................ 67

Tabla 50. Selección de la concentración de solvente ................................................................ 67

Tabla 51. Resultados de la selección de la concentración de solvente y polaridad .................... 68

Tabla 52. Masa de mucílago presente en el fruto ..................................................................... 69

Tabla 53. Rendimiento de saponinas a partir de muestras decantadas ....................................... 69

Tabla 54. Rendimiento de saponinas a partir de muestras no decantadas .................................. 69

Tabla 55. Composición de materia prima alimentada en base húmeda ..................................... 70

Tabla 56. Rendimiento de extracto rico en saponinas en base húmeda .................................... 70

Tabla 57. Cantidad de agua presente en semillas y pericarpo ................................................... 71

Tabla 58. Composición de materia prima alimentada en base seca ........................................... 71

Tabla 59. Rendimiento de extracto rico en saponinas en base húmeda ..................................... 71



Tabla 62. Análisis fitoquímico correspondiente a las muestras de las pruebas preliminares ...... 75

Tabla 63. Caracterización general de los extractos ricos en saponinas ...................................... 76

Tabla 64. Cantidad de saponinas a T1 ..................................................................................... 76

xv

Tabla 65. Cantidad de saponinas a T2 ..................................................................................... 76

Tabla 66. Concentración de saponinas ..................................................................................... 77

Tabla 67. Evaluación de la tensión superficial……………………………………………….....77

Tabla 68. Análisis de Varianza para extracto rico en saponinas………………………………..79

Tabla 69. Comparación de la razón F para ANOVA de extracto rico en saponinas ................... 80

Tabla 70. Comparación del Valor de Probabilidad para ANOVA extracto rico en saponinas. ... 80

Tabla 71. Pruebas de Múltiples rangos para extracto rico en saponinas por tiempo .................. 80

Tabla 72. Comparación de Medias para rangos de extracto rico en saponinas por tiempo ......... 80

Tabla 73. Comparación de Diferencias para rangos de extracto rico en saponinas por tiempo .. 80

Tabla 74. Pruebas de Múltiples rangos de extracto rico en saponinas por temperatura .............. 81

Tabla 75. Comparación de Medias para rangos de extracto de saponinas por temperatura ........ 81

Tabla 76. Comparación de Diferencias para rangos de extracto de saponinas por temperatura .. 81

Tabla 77. Análisis de Varianza para tensión superficial ........................................................... 82

Tabla 78. Comparación de la razón F para ANOVA de la tensión superficial ........................... 83

Tabla 79. Comparación del Valor de Probabilidad para ANOVA de la tensión superficial ....... 83

Tabla 80. Pruebas de Múltiples rangos para la tensión superficial por tiempo .......................... 84

Tabla 81. Comparación de Medias para rangos de la tensión superficial por tiempo ................. 84

Tabla 82. Comparación de Diferencias para rangos de la tensión superficial por tiempo .......... 85

xvi

LISTA DE FIGURAS

pág.

Figura 1. Solanum marginatum ................................................................................................. 4

Figura 2. Fruto de Solanum marginatum.................................................................................... 5

Figura 3. Estructura de la saponina ............................................................................................ 7

Figura 4. Estructura del Esteroato de Sodio (jabón común) ........................................................ 8

Figura 5. Cambio de posición del radical en el aglicón .............................................................. 8

Figura 6. Estructura del Aglicón Triterpénico ............................................................................ 9

Figura 7. Estructura del Ácido Oleanólico ................................................................................. 9

Figura 8. Estructura base del Aglicón Esteroidal...................................................................... 10

Figura 9. Estructura de la Diosgenina ...................................................................................... 10

Figura 10. Extracción líquido – líquido ................................................................................... 16

Figura 11. Equipo de Extracción Soxhlet ................................................................................. 18

Figura 12. Interacción de una molécula anfifílica en la interfaz aceite/agua ............................. 19

Figura 13. Estructura química del Dodecilsulfato Sódico ......................................................... 20

Figura 14. Ángulo de Contacto entre un líquido y un sólido ..................................................... 21

Figura 15. Estructura del Etoxil - p – nonilfenol ...................................................................... 23

Figura 16. Estructura del Sulfonato de Alquilbenceno Lineal (LAS) ........................................ 24

Figura 17. Estructura del Cloruro de Amonio Hexadecil Trimetilo .......................................... 24

Figura 18. Estructura de la Betaína .......................................................................................... 25

xvii

LISTA DE GRÁFICOS

pág.

Gráfico 1. Curva de calibración Área - Concentración del estándar de saponinas ..................... 63

Gráfico 2. Selección de la temperatura de extracción ............................................................... 74

Gráfico 3. Selección del tiempo para la extracción .................................................................. 74

Gráfico 4. Tensión superficial de los extractos......................................................................... 78

Gráfico 5. Tensión superficial del agua destilada y soluciones surfactantes .............................. 78

Gráfico 6. Selección del tiempo para extracto rico en saponinas .............................................. 81

Gráfico 7. Selección de la temperatura para extracto rico en saponinas .................................... 82

Gráfico 8. Interacción AB para la tensión superficial ............................................................... 84

Gráfico 9. Selección del tiempo de extracción para la tensión superficial ................................. 85

xviii

LISTA DE ANEXOS

pág.

Anexo A. Granulometría de las semillas de Solanum marginatum ....................................... 1000

Anexo B. Granulometría de los pericarpos de Solanum marginatum .................................... 1022

Anexo C. Procedimiento para semillas y pericarpo .............................................................. 1044

Anexo D. Procedimiento para mucílago ............................................................................ 10909

Anexo E. Constante dieléctrica de diferentes componentes .................................................. 1122

Anexo F. Análisis fitoquímicos ........................................................................................... 1133

Anexo G. Determinación de saponinas mediante la Norma NTE INEN 1672 ....................... 1155

Anexo H. Análisis de tensiometría ...................................................................................... 1166

Anexo J. Cuantificación de saponinas ................................................................................... 117

Anexo K. Cuantificación en HPLC de estándares de saponina Quillaja bark .......................... 118

Anexo L. Cuantificación en HPLC de extractos ricos en saponinas de Solanum

marginatum ........................................................................................................................ 1200

xix

LISTA DE ABREVIATURAS

AD Agua destilada

E Extracto de Solanum marginatum

E1 Solución de extractos etanólicos

E2 Solución de extractos metanólicos

EP Éter de Petróleo

EtOH Etanol

HLB Balance Hidrófilo – Lipófilo

M Masa

MeOH Metanol

MTBE Metil Éter Tert Butílico

No. Número de ensayo

No. F Número de alimentación de materia prima al proceso

P Extracto rico en saponinas a partir de pericarpo

R Rendimiento

S Extracto rico en saponinas a partir de semillas

U Extracto rico en saponinas a partir de mucílago

T20 Solución del surfactante comercial Tween 20

T80 Solución del surfactante comercial Tween 80

Γ Tensión superficial

xx



RESUMEN

Obtención de saponinas de los frutos de Solanum marginatum y análisis de sus propiedades

surfactantes. Para ello, en una etapa preliminar se procede a la extracción en Soxhlet de

saponinas de las semillas y pericarpo previamente secados y molidos, utilizando tres solventes:

metanol, etanol y agua destilada, y tres tamaños de partícula: 2, 1 y 0,25 mm. El extracto de las

semillas, utilizando metanol y un tamaño de partícula de 0,25 mm, contiene la mayor cantidad

de saponinas con un rendimiento del 11,04% y el de pericarpo del 3,68%. El extracto obtenido

del mucílago del fruto por extracción líquido – líquido tiene un rendimiento del 6,06%. En la

segunda etapa se estudian las variables: temperatura y tiempo de extracción en el Soxhlet,

reportándose en Statgraphics sus valores óptimos de 76,57°C y 8 h. A la vez en los ensayos de

tensiometría, la solución de la muestra óptima corresponde al valor de 40,4 mN/m cercano a los

valores de 40,2 y 42,9 mN/m de los surfactantes comerciales Tween 20 y Tween 80

respectivamente.

Se caracterizan los extractos mediante un análisis fitoquímico y por medio del HPLC se

cuantifican las saponinas presentes, determinándose en la muestra óptima una concentración de

6,57% de Ácido Oleanólico.

PALABRAS CLAVES: Solanum marginatum/ SAPONINAS/ EXTRACCIÓN SOXHLET/

EXTRACCIÓN LÍQUIDO–LÍQUIDO/ TENSIÓN SUPERFICIAL/ SURFACTANTE / HPLC/

xxi

OBTAINING SAPONINS FROM FRUITS OF Solanum marginatum

AND ANALYSIS OF ITS PROPERTIES AS SURFACTANT

ABSTRACT

Obtaining saponins from fruits of Solanum marginatum and analysis of its properties as

surfactant. For this purpose, in a preliminary step a Soxhlet extraction of saponins from the

seeds and the pericarp previously dried and ground was made using three solvents: methanol,

ethanol and distilled water, and three particles sizes: 2, 1 and 0.25 mm.

The extract from the seeds using methanol and a particle size of 0.25 mm contains the

maximum of saponins with a yield of 11.04% and 3.68% for the pericarp. The extract obtained

from mucilage of the fruit by liquid-liquid extraction has a yield of 6.06%.

In the second stage, the following variables were studied: temperature and time of the Soxhlet

extraction, reporting in Statgraphics their optimum value of 40.4 mN/m, close to the values of

40.2 and 42.9 mN/m of the commercial surfactants Tween 20 and Tween 80, respectively.

The extracts were characterized by a phytochemical analysis and via HPLC, the present

saponins were quantified, determining the optimum sample with a concentration of 6,57% of

Oleanolic Acid.

KEY WORDS: Solanum marginatum/ SAPONINS/ SOXHLET EXTRACTION/ LIQUID -

LIQUID EXTRACTION/ SURFACE TENSION/ SURFACTANT/ HPLC/

1

INTRODUCCIÓN

Los antecedentes históricos, describen que los habitantes de Sumeria fueron los primeros en

usar una pastilla similar al jabón para la limpieza de la lana. Con el transcurso del tiempo los

jabones pasaron a producirse mediante la saponificación de la materia prima natural (aceites o

grasas de origen animal y vegetal) con álcali, teniendo en su estructura cadenas de sales de

ácidos grasos. Es así como la reacción de saponificación pasó a ser el origen de la

industrialización del jabón, que tuvo una gran demanda después de la Segunda Guerra Mundial.

Alrededor de 1930 se empezaron a desarrollar los primeros surfactantes sintéticos en Alemania.

Se obtienen los surfactantes de origen petrolero de cortes ligeros de Destilación Atmosférica y

de procesos de Craqueo Catalítico, la disponibilidad de la materia prima en esta época hizo que

se reemplacen los ácidos grasos por radicales alquilo sintéticos. Unos años después, los

surfactantes sintéticos no iónicos surgieron por el avance del vapocraqueo para la producción de

etileno empleado como materia prima de polímeros. En los últimos 30 años los tensoactivos no

iónicos han alcanzado el segundo orden en importancia después de los tensoactivos aniónicos.

Posteriormente, aparecen los surfactantes anfóteros y catiónicos, cuya limitación es su alto costo

de producción.

Debido a la implementación de nuevas leyes de gestión y control ambiental, cambios en los

precios y disponibilidad de las materias primas, y a la disminución de las reservas petroleras

mundiales, la Industria de los surfactantes continuamente está desarrollando productos de mejor

tecnología y formulados en un menor lapso de tiempo. Actualmente, ésta industria mantiene la

expectativa de implementar procesos de investigación que minimicen el impacto al medio

ambiente, utilizando como alternativa componentes naturales; por ejemplo: las saponinas.

Las saponinas se caracterizan ya que al contactarse con el agua, y agitarse, disminuyen su

tensión superficial y forman una espuma persistente. Esto debe a que presentan en su estructura

un núcleo triterpénico o esteroidal hidrofóbico y otra parte hidrofílica constituida por unidades

de monosacáridos, comportándose así como moléculas anfifílicas.

Estos metabolitos secundarios poseen diversas actividades biológicas, tales como su acción

anticancerígena, antiinflamatoria, antiviral, insecticida, antimicrobiana, antirreumática entre

2

otras, siendo de gran importancia en la Industria Farmacéutica. Presentan propiedades

pesticidas, fungicidas y herbicidas; por lo que se usan en la Agricultura. Se aplican en la

Industria Alimentaria, Cosmética, Textil y Farmacéutica por sus propiedades espumantes,

emulsificantes y detergentes.

Las saponinas se encuentran ampliamente distribuidas en el reino vegetal y muy escasamente en

animales marinos. Existe un conocimiento ancestral de que los frutos maduros y machacados de

la planta Solanum marginatum sirven como “jabón” para remover la suciedad de la ropa, y

como shampoo para el lavado del cabello. Esto se debe a la presencia de saponinas en la

composición química de la planta.

Solanum marginatum, es un arbusto nativo de África, naturalizado en los Andes de Sudamérica

a elevadas altitudes. Se encuentra como maleza en potreros, pastizales, y a las afueras de las

grandes ciudades, conocida comúnmente en el Ecuador como Lulu, Sacha Lulu, y en inglés

como Purple African Nightshade o White-marginated Nightshade. En Sur África, México, y

Ecuador se han usado los frutos y hojas para aliviar el reuma, contra infecciones de la piel,

diarrea y bronquitis, como cicatrizante de heridas y úlceras.

En el Ecuador, no se tienen referencias de estudios acerca de la extracción de saponinas de esta

planta; por lo que se quiere presentar esta tesis como un tema innovador. Siendo así, se

considera que las principales ventajas de la obtención de saponinas a partir de la materia prima

vegetal son: la biodegradabilidad, un menor costo de producción, la minimización de los

residuos, y la futura formulación de productos de limpieza ecológicos que eviten la exposición a

una cantidad de químicos, reduciendo de esta manera la contaminación, y resguardando el

medio ambiente.

Estos extractos pueden ser usados en diferentes tipos de industrias que requieran ejecutar

procesos de reducción de la tensión superficial, específicamente en el caso de ser empleado en

la piel logrará evitar la irritación y enrojecimiento, síntomas característicos que padecen algunas

personas que no soportan el contacto con productos industriales que generalmente contienen

sosa y potasa cáustica.

Se plantea la investigación de métodos y técnicas para el aislamiento de saponinas de la planta

Solanum marginatum, se desea determinar sus propiedades como agente surfactante y efectuar

comparaciones acerca de su efectividad frente a otros detergentes comerciales.

3

El presente estudio se enfoca en la operación de extracción, para lo cual se usan distintos tipos

de solventes como: agua, metanol y etanol por su disponibilidad y bajo costo, y se desea

alcanzar la optimización evaluando las variables: tiempo y temperatura en el proceso de

extracción obteniendo la mayor concentración de saponina en los extractos.

Se obtuvo un rendimiento general del 20,78% de extracto rico en saponinas con respecto a la

materia prima total alimentada en el proceso, la saponina extraída de la semilla representa un

11,04%, seguido del mucílago con un 6,06% y finalmente el pericarpo con 3,68%.

En la actualidad, se exige la ejecución de procesos sostenibles que pasen a ocupar un espacio

dentro del desarrollo de la Ingeniería Química Verde, siendo fundamental el aporte de proyectos

como éste Trabajo de Grado titulado: “OBTENCIÓN DE SAPONINAS DE LOS FRUTOS DE

LA Solanum marginatum Y ANÁLISIS DE SUS PROPIEDADES COMO SURFACTANTE”.

4

1. MARCO TEÓRICO

1.1. Solanum marginatum

Es un arbusto nativo de Etiopía-África, naturalizado en los Andes de Sudamérica a elevadas

altitudes, conocido en inglés como Purple African Nightshade o White-marginated Nightshade

y comúnmente en el Ecuador como Lulu o Sacha Lulu. Tiene una altura promedio de 1,5 m

pudiendo alcanzar hasta 1,8 m, está provisto de un tallo principal con numerosas ramas, cubierto

por pelos dendraidos y espinas.

Las hojas tienen un margen blanco, motivo del nombre marginatum (marginado), llegan a medir

hasta 25 cm de largo. También tienen espinas, la cara superior es de color verde oscuro y casi

sin pelos mientras que la cara inferior presenta abundantes pelos blancos. Las flores son blancas

con una estrella púrpura, cubiertas con pelos ramificados y en una de las flores de cada

inflorescencia se exhiben algunas espinas.

Fuente: GIL, M. Solanaceae Solanum Marginatum L.f. [en línea]. Revista Flora Vascular de

Canarias. 2015 [Fecha de consulta: 19 de enero de 2015].

Figura 1. Solanum marginatum

5

1.1.1. Descripción del fruto. El fruto es una baya globosa de hasta 5 cm de diámetro, de color

verde cuando está inmaduro y amarillo cuando está maduro. Posee un exocarpo duro y un

mesocarpo jugoso, con abundantes y aplanadas semillas amarillas de 3 mm de ancho y 4 - 4,5

mm de largo. No es comestible, diferenciándose de otros frutos del mismo género como son: la

naranjilla, pepino, papa, berenjena y tomate.

Fuente: GOVERNMENT OF SOUTH AUSTRALIA - Department of Environment, Water and

Natural Resources. Solanum marginatum [en línea]. Australia: Electronic Flora of South

Australia (eFloraSA). 2010 [Fecha de consulta: 10 de diciembre de 2015]. Disponible en:

<http://www.flora.sa.gov.au >.

Figura 2. Fruto de Solanum marginatum

1.1.2. Hábitat. Se localiza en Australia, África (Macaronesia, Azores, las Islas Canarias),

Nueva Zelanda, al Noroeste de Estados Unidos (California), México, y en América del Sur

(Bolivia, Colombia, Ecuador y Chile). Su distribución altitudinal está entre los 1650 a 3500

msnm, habita en climas cálidos y templados, y su germinación se da a una temperatura

promedio de 19 °C. Se encuentra como maleza en potreros y pastizales a las afueras de las

grandes ciudades. Nee y Taylor (1983) menciona que esta planta exótica crece en campos secos,

de poco regadío, junto a arbustos espinosos, legumbres y cactus, y en zonas lluviosas a la

sombra de las montañas.1

6

1.1.3. Clasificación Taxonómica. El Departamento de Agricultura de los Estados Unidos

(USDA) y el Servicio de Conservación de Recursos Naturales (NRCS) 2015 en su revista on-

line The PLANTS Database proveen la siguiente información:2

Tabla 1. Clasificación Taxonómica de Solanum marginatum

1.1.4. Importancia. Como una referencia se tiene que el género Solanum tiene propiedades

medicinales, motivo al cual se atribuye su nombre que proviene de la palabra latina Solari que

significa “aliviar”; siendo así que las hojas y frutos molidos de Solanum marginatum en agua se

recomiendan para el alivio del reumatismo, como cicatrizante de heridas y úlceras, contra

infecciones en la piel, diarrea, bronquitis y tos (Márquez et al., 1999; Rzedowski, 2001).3

La Familia de las Solanáceas es conocida por su alto contenido de alcaloides, los cuales se

encuentran en todas partes de las plantas. Solanum marginatum es una fuente potencial de

Solasodina, por lo que se usa en la producción de hormonas esteroides. Se han aislado

principalmente de los frutos, compuestos como esteroles y glicoalcaloides (Márquez et al.,

1999).4 Ancestralmente, los frutos maduros y las semillas machacadas servían como “jabón”

para el lavado de la ropa.

7

1.2. Saponinas

Las saponinas son compuestos secundarios de origen vegetal, que se encuentran en

dicotiledóneas y más frecuentemente en monocotiledóneas (Liliáceas, Dioscoreáceas y

Amarilidáceas). En una sola planta se pueden encontrar varios de estos compuestos; por

ejemplo: la soya contiene 12 saponinas distintas y la quinua más de 20.

Las saponinas están formadas por Hidratos de Carbono (azúcares) y una sapogenina (aglicona)

mediante el enlace glicosídico que siempre se forma con el Oxígeno del Carbono tres de la

sapogenina (Ver Figura 3). Se encuentran dentro del grupo de los Glicósidos Heterósidos; ya

que por hidrólisis ácida queda libre la sapogenina. Su actividad glicosidasa se presencia en los

azúcares de la serie D (glucosa, galactosa, xilosa) en la forma β, y en los azúcares de la serie L

(arabinosa y ramnosa) en la forma α.

Fuente: RUIZ, Fernando y RUBIO, María. Sapogeninas [en línea]. Valencia. 2014 [Fecha de

consulta: 5 de marzo de 2015].

Figura 3. Estructura de la saponina

hidrofóbico

hidrofílico

8

La palabra saponina deriva del latín sapo = jabón por la similitud con su estructura, posee un

extremo hidrofílico y otro extremo marcadamente hidrofóbico. Su fórmula química no está

exactamente definida. Kobert (1960) indica que su composición corresponde a la fórmula

general según lo cita (Tapia, M., et al; 1979).5

Fuente: INSTITUTO LATINOAMERICANO DE LA COMUNICACIÓN EDUCATIVA

(ILCE). Jabones y Detergentes [en línea]. México, D.F: Biblioteca Digital del ILCE. 2013

[Fecha de consulta: 14 de noviembre de 2015]. Disponible en:

<http://bibliotecadigital.ilce.edu.mx>.

Figura 4. Estructura del Esteroato de Sodio (jabón común)

Marcano y Hasegawa (2002) manifiestan que un mismo aglicón puede formar otros glicósidos

al cambiarse la posición de un radical o el tipo de azúcar enlazado (Ver Figura 5).6

Figura 5. Cambio de posición del radical en el aglicón

De acuerdo a la naturaleza del aglicón, las saponinas se clasifican de la siguiente manera:

9

1.2.1. Saponinas Triterpénicas. Son aquellas cuyo aglicón es un grupo terpenoide pentacíclico

de 30 átomos de Carbono (Ver Figura 6). Entre los más conocidos están: el Ácido Oleanólico y

la Hederagenina. Se encuentran principalmente en las plantas dicotiledóneas como por ejemplo:

el ginseng, la quinua. Son de reacción ligeramente ácida y su sabor es menos amargo que en las

Saponinas Esteroidales.

Figura 6. Estructura del Aglicón Triterpénico

Fuente: FLORES, Yonny., et al. Oleanane-type triterpenes and derivatives from seed coat of

bolivian CHENOPODIUM QUINOA GENOTYPE “SALAR”. Revista Boliviana de Química

SciELO, 22(1), 2005.

Figura 7. Estructura del Ácido Oleanólico

10

1.2.2. Saponinas Esteroidales. Son aquellos cuyos compuestos se caracterizan por presentar un

anillo de 1,2-ciclopentanofenantreno (Ver Figura 8). Estas saponinas poseen una aglicona que

corresponde a un grupo esteroidal de 27 átomos de Carbono (Ver Figura 9); siendo las más

conocidas: la Tigogenina, Gitogenina y Digitogenina. Son menos abundantes en la naturaleza,

de carácter neutro, se encuentran principalmente en las monocotiledóneas (Liliáceas,

Amarilidáceas, Dioscoreáceas) como por ejemplo: la yuca y en las dicotiledóneas (Fabáceas,

Solanáceas). En el reino animal se encuentran la estrella y pepino de mar.

Figura 8. Estructura base del Aglicón Esteroidal

Fuente: WIKIMEDIA COMMONS, the free media repository. Estructura general de

espirostanos [en línea]. California: Fundación Wikimedia, 2011 [Fecha de consulta: 16 de

noviembre de 2015]. Disponible en: < https://es.wikipedia.org/wiki/Espirostano>.

Figura 9. Estructura de la Diosgenina

11

1.2.3. Características y propiedades de las saponinas

Físicas:

Tienen un sabor amargo.

Son altamente termoestables.

Presentan una apariencia gomosa o cristalina.

Tienen un elevado peso molecular de 600-2700 Da.

Químicas:

Favorecen la formación de emulsiones.

Son muy solubles en agua y alcohol; por lo que la agitación de sus soluciones acuosas e

hidroalcohólicas producen la formación de una espuma estable y abundante.

Se les confieren propiedades detergentes; ya que su aglicón esteroide o triterpénico es

soluble en lípidos y sus azúcares son solubles en agua.

Su aislamiento y purificación son procedimientos dificultosos.7

Tienen la propiedad de ligar amoníaco.8

Biológicas:

Son parte del aparato de defensa vegetal contra patógenos y herbívoros.9

Se caracterizan por ser biodegradables, no contaminantes de las aguas.

Presentan propiedades antibacterianas sobre todo en bacterias Gram positivo.10

En el ser humano ocasionan irritación de la mucosa nasal, una muestra en polvo de la misma

causa estornudos.11

Son inocuas para el ser humano al ser ingeridas por vía oral, por ejemplo: la zarzaparrilla es

una bebida refrescante rica en saponinas. Los medicamentos a base de saponinas pueden ser

administrados por vía oral, según Poulson, mencionado por Gandallaris (1948).12

Son altamente tóxicas para el ser humano, cuando se administran por vía endovenosa.

Provocan la hemólisis; es decir la destrucción de la membrana de los glóbulos rojos de la

sangre, expulsando la hemoglobina al torrente sanguíneo.13

Su toxicidad es letal para los animales de sangre fría, por ejemplo en animales acuáticos

como: peces, esponjas, corales.

Se consideran antinutricionales; ya que causan impermeabilidad intestinal14

, en aves y

porcinos interfieren con la absorción de colesterol, ácidos grasos y vitaminas liposolubles.15

En estudios recientes, se señalan que algunas saponinas tienen propiedades anticancerígenas,

12

así como también hipolcolesteromizantes e inmunoestimulatorias (Berry et al., 1988; Rao y

Koratkar, 1997; Kaufman et al., 1999; Cheeke, 2000).16

Disminuyen la tensión superficial de las soluciones acuosas; por lo que se los considera

como agentes tensoactivos.

De manera más general (Romo; 2006) enuncia las actividades biológicas de los glicósidos:17

Tabla 2. Actividades Biológicas de las saponinas

ACTIVIDADES BIOLÓGICAS

Analgésica Antifúngica Antiinflamatoria Antimicrobiana

Antienvejecimiento Antiulcerante Antiviral Cardiovascular

Cosmética Edulcorante Espermicida Expectorante

Hemolítica Hormonal Insecticida Repelente

1.2.4. Usos de las saponinas

Las saponinas se han usado desde la antigüedad como:

Agentes limpiadores de uso doméstico, para lavar la ropa, y también han sido aprovechadas

sobre todo por las mujeres andinas para lavarse el cabello.

Veneno de flecha para ser utilizados durante las guerras.

Venenos para los peces; para esto los pueblos nativos maceraban la materia vegetal que las

contenía. Marcano y Hasegawa (2002) describen que las saponinas penetran a las células de

las agallas y causan la exclusión de los electrolitos celulares.18

Actualmente, los estudios de saponinas son muy avanzados; por lo que se las emplean:

En la inhibición de caries dentales.19

Como expectorantes en jarabes; ya que elevan la actividad de la capa superior de la mucosa

y provocan un aumento de secreciones de las glándulas.

En la estimulación sobre el sistema nervioso central y en la prevención de úlceras

provocadas por el estrés (Marcano & Hasegawa; 2002).20

13

En el desarrollo de vacunas, según lo examinado por Vega-Gálvez et al. (2010). Como

componentes de vacunas de uso veterinario (Cheeke 1999) c.p. (Federación Mediterránea de

Sanidad y Producción de Rumiantes; 2006).21

Las vacunas también están dirigidas contra

patógenos intracelulares, además de para vacunas terapéuticas contra el cáncer (Bazile et al;

2014).22

Se usa un derivado de saponinas como adyuvante en la vacuna contra la fiebre

aftosa veterinaria.

En Farmacéutica, la Diosgenina se usa como materia prima en el proceso industrial de

fabricación de Cortisona y hormonas sexuales como la progesterona.

En medicamentos se emplea contra problemas cerebrales, hormonales, dermatológicos, y

renales.

Como espermicidas; por lo que sirve como precursor de hormonas para el control de la

natalidad.23

En Cosmética se utilizan como sustancias neutras productoras de espuma, para la

preparación de dentríficos, en pomadas u otras preparaciones de uso dermatológico.

En la inhibición de los protozoos y bacterias ruminales productoras de amoníaco en los

rumiantes; ya que se da una interacción entre las saponinas y el colesterol de las membranas

causando la lisis de las células, el amoníaco generado en el rumen es ligado y se neutralizan

sus efectos al convertirlo en otro tipo de compuesto nitrogenado no tóxico (Federación

Mediterránea de Sanidad y Producción de Rumiantes; 2006).24

Como agentes controladores de hongos fitopatógenos, provocando la inhibición de su

crecimiento (Montes-Belmont, 2009).25

En estudios in vitro se ha visto la inhibición

completa del crecimiento de los hongos ruminales al adicionarse sólo 2,25 μg/mL de

saponinas (Federación Mediterránea de Sanidad y Producción de Rumiantes; 2006).26

En la industria alimenticia como agentes para eliminar el colesterol de productos lácteos,

modificadores del sabor y conservantes.27

Como alimento de algunos animales, en los que se ha observado un aumento de su

crecimiento, como una mayor producción de leche y lana.28

Como agentes limpiadores de la contaminación producida por vertidos tóxicos.

Como alternativa para una solución a la contaminación de las aguas por causa del uso de los

detergentes sintéticos.29

Como antidiabéticos, se comprobó su actividad al administrarse saponinas esteroidales a

ratones, existiendo una reducción en los valores sanguíneos de glucosa (Balderas; 2015).

14

1.2.5. Análisis de saponinas

Vioque (2000) afirma que los efectos biológicos que provocan las saponinas dependen de su

estructura química, por lo que su caracterización química es importante.30

Hasta hace poco la

investigación en esta área era muy limitada por la falta de métodos de análisis específicos y

selectivos. Oleszek y Bialy (2006) complementan que la separación de saponinas es todavía un

procedimiento complicado, debido a que la mayoría de los tipos de saponinas de una planta

están en mezcla con varios componentes de muy similares polaridades.31

Esta situación, ya no constituye un problema en la actualidad debido al desarrollo de métodos

más exactos que se fundamentan en la Cromatografía. Para la determinación cualitativa y

cuantitativa de saponinas se aplican los siguientes ensayos:

1.2.5.1. Ensayo de Espuma. Rea y León (1966) describen que es un ensayo sencillo y aplicable

en el lugar de experimentación. Para esto se pone la muestra en una probeta con agua, se agita

vigorosamente por unos minutos y se observa la formación de espuma (Tapia et al; 1979).32

La

altura de la espuma formada da una idea del posible contenido de saponina que presenta la

muestra. Varios autores consideran que esta prueba es presuntiva debido a que existen otras

sustancias que interfieren formando espuma.

1.2.5.2. Ensayo de Hemólisis. A una suspensión de glóbulos rojos se le adiciona una solución

salina diluida, y se mezcla con igual volumen de una solución de la muestra que se presume que

contiene saponinas. Si la muestra contiene saponinas, se observa la ruptura o lisis de los

glóbulos rojos.33

1.2.5.3. Ensayo de Liebermann-Buchard. Se toma un pequeño volumen de la muestra en

solución, se evapora y al residuo se le adiciona el Reactivo de Liebermann-Burchard (Anhídrido

Acético y Ácido Sulfúrico). La prueba es positiva para esteroides si se exhiben colores que van

desde el azul, azul verdoso hasta el verde; mientras que es positiva para los triterpenos, si se

observa una coloración rosada, roja o violeta. Estas coloraciones pueden variar por

interferencias producidas por compuestos orgánicos coloreados, como carotenos y xantófilas.

1.2.5.4. Espectroscopía Infrarroja. Wall y sus colaboradores hicieron posible la determinación

de saponinas por este método de análisis muy rápido y específico, mediante el cual se obtiene la

lectura de las bandas en la región de 850 – 1000 cm-1.

15

Las cuatro bandas características en un Espectro Infrarrojo son: 850 – 860 cm-1

, 900 cm-1

, 920

cm-1

y 985-987 cm-1

. Las bandas de 900 cm-1

y 920 cm-1

permiten la determinación de la

estereoquímica del Carbono 25; si la banda de 900 cm-1

es más intensa que la de 920 cm-1

, la

configuración es de una isosapogenina, mientras que en el caso contrario, la configuración es de

una neosapogenina.

1.2.5.5. Cromatografía. Mediante este método se obtienen compuestos individuales puros de

una mezcla y se determina también su proporción. Las técnicas cromatográficas más usadas son:

Cromatografía de Capa Fina. Thin Layer Chromatography (TLC). Es una técnica de

adsorción sólido-líquido que se utiliza en la separación de componentes de una mezcla,

durante el ascenso por capilaridad de la fase móvil a través de la fase estacionaria delgada de

absorbente adherida a un soporte; es decir, se basa en la afinidad y velocidad de migración

que presenta un compuesto con las diferentes fases móviles y estacionarias. Es una

herramienta analítica muy usada debido a su bajo costo, fácil implementación y alta

sensibilidad.

Cromatografía Líquida de Alta Resolución. High-Performance Liquid Chromatography

(HPLC), es la mejor técnica y el método más ampliamente utilizado para la determinación de

Saponinas. La identificación de los picos en los cromatogramas de HPLC se basa en la

comparación de los tiempos de retención con patrones auténticos de las muestras observadas

(Oleszek; 2002).34

Sin embargo, la falta de cromóforos en la estructura de las saponinas

limita la elección del método por detección UV, en lo cual coinciden los autores (Oleszek y

Bialy; 2006, NEGI et. al, 2011).35; 36

La mayor parte de las saponinas de origen natural son separadas por las columnas C18 y ODS

usando como fase móvil mezclas de MeOH/H2O y CH3CN/H2O con o sin la adición de ácidos.

Los métodos de HPLC - ELSD (detección de dispersión de luz por evaporación), HPLC -MS

(espectrometría de masas), y HPLC-RI (Índice de Refracción) se han desarrollado para superar

el problema de detección de saponinas por el detector de UV (NEGI et. al, 2011).37

Ambas técnicas cromatográficas usan el Factor de Retención (Retention Factor Rf), que

corresponde al valor de cada punto de separación en la placa de cromatografía o columna, y se

expresa como la distancia migrada del compuesto sobre la distancia total recorrida por el

disolvente. Estos puntos separados aparecen después de una separación completa de la mezcla.

16

1.3. Extracción líquido - líquido

Es una operación unitaria por el cual se pone en contacto una mezcla líquida con otro líquido

inmiscible y de diferente densidad, separándose uno o más componentes de la mezcla. La

inmiscibilidad de los disolventes es importante ya que facilita la separación. Por lo general uno

de los disolventes es el agua. La Extracción líquido - líquido más simple se realiza en un

embudo de decantación, donde los dos líquidos inmiscibles son sacudidos para aumentar el área

superficial entre las fases. Después de haber permanecido en reposo se elimina la fase requerida

al abrirse la ampolla o llave de paso.

Fuente: SALAZAR, Javier. Métodos de separación de mezclas [en línea]. s.f. [Fecha de

consulta: 5 de agosto de 2015]. Disponible en: <http://tiempodeexito.com>.

Figura 10. Extracción líquido – líquido

1.3.1. Características de la Extracción líquido - líquido

El disolvente de extracción es inmiscible con la mezcla líquida que contiene el componente a

extraerse.

El componente a extraerse es más soluble en el disolvente de extracción que en el disolvente

que lo contiene.

Los componentes que no requieren extraerse no son solubles en el disolvente de extracción.

http://tiempodeexito.com/

17

1.4. Extracción sólido - líquido

Es una operación unitaria que consiste en la separación de un componente o grupo de

componentes de un sólido al ponerse en contacto con un solvente apropiado, en el que es

insoluble el resto del sólido (inerte). El mecanismo de la Extracción sólido-líquido depende de

la diferencia de solubilidades. Durante la extracción, la concentración de soluto en el solvente

aumenta y la velocidad de extracción disminuye progresivamente, esto se debe a la disminución

del gradiente de concentración y al aumento de la viscosidad del extracto.38

1.4.1. Factores que determinan la velocidad de extracción. En toda extracción, los factores

responsables de la velocidad de transferencia de masa son:

1.4.1.1. Solvente. Debe ser lo más selectivo, de baja viscosidad para que pueda circular

libremente. El tipo de compuestos a extraer dependerá fundamentalmente de la polaridad del

disolvente elegido y de la solubilidad entre el compuesto a extraerse y el solvente. Lamarque

(2008) recomienda que se analice la Serie Eluotrópica de solventes con el fin de que se

encuentre la afinidad más selectiva.39

Polaridad y solubilidad: “Lo semejante disuelve lo

semejante”, la polaridad de las moléculas del disolvente de extracción deben ser similares a las

del compuesto a extraerse. De otra manera, para que dos sustancias sean solubles entre sí, las

fuerzas intermoleculares de sus moléculas deben ser similares. La constante dieléctrica (δ),

indica la capacidad de asociación entre las moléculas de un solvente y las sustancias extraíbles

así como el índice de polaridad, al incrementarse la polaridad del disolvente se tiene un

incremento similar en la constante dieléctrica.

1.4.1.2. Tamaño de partícula. El material con un tamaño de partícula pequeño proporciona un

área interfacial más grande favoreciendo el contacto entre el sólido y el líquido, y permite que la

distancia que el soluto recorra mediante difusión sea menor.

1.4.1.3. Temperatura. En la mayoría de los casos la solubilidad del material que está siendo

extraído, se incrementa con la temperatura aumentando la velocidad de reacción.

1.4.1.4. Agitación del sistema. Se requiere una elevada agitación del fluido cuando la difusión

del soluto es baja, de esta manera se incrementa la transferencia de masa desde la superficie de

las partículas al seno del líquido o solución.40

18

1.4.2. Extracción mediante Soxhlet. Es un método semicontinuo, que consiste en el

calentamiento del disolvente a su punto de ebullición, los vapores del disolvente ascienden, se

condensan en el refrigerante y el disolvente condensado cae gota a gota sobre la muestra sólida

contenida dentro de un cartucho o bolsa de celulosa. El disolvente con la parte soluble de la

muestra (soluto) pasa al balón de vidrio por efecto de sifón, donde nuevamente el disolvente es

vaporizado, repitiéndose el proceso hasta el agotamiento deseado de la muestra.

Fuente: THE LARGEST NETWORK OF TEACHERS IN THE WORLD (TES). Equipo

Soxhet [en línea]. 2015 [Fecha de consulta: 9 de agosto de 2015]. Disponible en:

<https://ainstrumental.wikispaces.com>.

Figura 11. Equipo de Extracción Soxhlet

https://ainstrumental.wikispaces.com/

19

1.5. Surfactantes

Los autores (Salager y Fernández, 2004) mencionan que el término surfactante proviene de la

contracción inglesa “surface-active substances” que indica la fuerte tendencia de las sustancias

anfifílicas en migrar hacia una superficie o interfase.41

La palabra anfífilo usada inicialmente por Paul Winsor, proviene de dos raíces griegas “amphi”

que significa ambos lados y “philos” amigo. Una sustancia anfifílica es aquella que tiene una

doble afinidad, es decir presenta una parte polar y otra apolar. La parte polar es conocida como

hidrófila por su afinidad con los solventes polares, particularmente el agua, contiene

heteroátomos tales como Oxígeno, Azufre, Nitrógeno y Fósforo que están presentes en grupos

funcionales como: alcoholes, tioles, éteres, ésteres, ácidos, sulfatos, sulfonatos, fosfatos, aminas

y amidas. El grupo apolar es conocido como lipofílico por su afinidad con solventes orgánicos

no polares en particular hidrocarburos, aceites o grasas, está compuesto en general por un

hidrocarburo parafínico, cicloparafínico o aromático.

Fuente: ROMSTED, Laurence. Surfactant Science and Technology. Retrospects and prospects,

CRC Press Taylor & Francis Group, New Jersey, 2014. p. 172

Figura 12. Interacción de una molécula anfifílica en la interfaz aceite/agua

1.5.1. Historia de los surfactantes. El uso de compuestos naturales que contienen tensoactivos

se originó en las primeras etapas de la civilización. Los ejemplos incluyen los guisantes de

Lupino aplastados que fueron utilizadas por los faraones de Egipto como detergente, las raíces

trituradas y hojas de Saponaria utilizados por los antiguos griegos para limpiar las telas.

20

Existen ciertas proteínas que tienen actividad emulsionante, en particular en la leche. Los

papiros de la época Ptolemaica (~ 300 a.C.) reportan del pago de impuestos en términos de

aceite de ricino, el cual era hervido con sosa para la obtención de un jabón primitivo. Algunos

fueron más elaborados, haciendo uso de resinas y sal.

En 1932, el químico Heinrich Bertsch, inventó el primer detergente sintético FEWA (Für Eure

Wäsche Alles) que significa "todo para su lavandería". Este producto, (dodecil) sulfato sódico

(SDS), está todavía siendo producido (Romsted; 2014)42

y utilizado en productos dentales

además para bioquímicos (electroforesis).

Figura 13. Estructura química del Dodecilsulfato Sódico

1.5.2. Características y propiedades de los surfactantes

1.5.2.1. Tensión superficial. La tensión superficial de un líquido es la cantidad de energía

necesaria para aumentar su superficie por unidad de área; es decir una molécula de la capa

superficial es atraída por sus vecinas de la parte inferior hacia el seno del líquido requiriendo

una energía adicional. Peña y Céspedes (2007) enuncian que los surfactantes tienen tendencia a

localizarse en la interfaz del líquido y que disminuyen la tensión superficial; este fenómeno

también se evidencia en la mayoría de los líquidos al incrementarse la temperatura.43

La tensión superficial también se puede expresar como la fuerza que hace que dos líquidos se

comporten como una membrana elástica; debido a que las moléculas del líquido en la superficie

experimentan fuerzas de atracción intermoleculares. Generalmente se representa por el símbolo

(γ), y se mide en unidades de fuerza sobre longitud o también en unidades de energía sobre área.

21

1.5.2.2. Dispersión. Es la capacidad de un líquido para extenderse sobre otro líquido; esto

quiere decir que al colocarse una pequeña cantidad de un líquido inmiscible sobre la superficie

de un segundo líquido, el primero puede dispersarse formando una película o gota.

1.5.2.3. Ángulo de Contacto. Si se coloca una cantidad de líquido sobre una superficie sólida

es más probable que forme una gota. Dicha gota forma un ángulo definido con el sólido,

denominado ángulo de contacto.44

Este ángulo (θ), contacta la interfaz sólido-aire y la interfaz

sólido-líquido, y permite la determinación experimental de la mojabilidad como se explica a

continuación:

Si θ = 0°, el líquido moja completamente la superficie.

Si 0° < θ < 90°, se produce una alta humectación.

Si 90° << θ < 180°, se produce una baja humectación.

Si θ = 180°, el líquido no moja la superficie en lo absoluto.

Fuente: INSTITUT STRAUMANN AG. Evolución en concepto de superficie [en línea].

Madrid: Instradent AG. 2015. Disponible en: <http://www.instradent.es/es/home/acqua.html>.

Figura 14. Ángulo de Contacto entre un líquido y un sólido

1.5.2.4. Adsorción. Es la fuerza de atracción mutua entre las moléculas de un líquido y un

sólido cuando entran en contacto. La adsorción de una solución depende de varios factores:

Concentración soluto. Si aumenta la concentración de soluto, aumentará el grado de

adsorción que se produce en equilibrio hasta que se alcance un valor limitante.

Superficie de adsorbente. Se aumenta el área superficial reduciendo el tamaño de las

partículas o usando un material poroso aumentará el grado de adsorción.

22

Temperatura. La adsorción suele ser exotérmica por consiguiente, al aumentar la temperatura

disminuye la adsorción.

1.5.2.5. Energía Libre Superficial. “Cuando sólidos y líquidos disminuyen de tamaño, tienden

a aglomerarse o adherirse entre sí. Ésta agregación, que puede suceder tanto en aire o en medio

líquido, es un intento de las partículas de reducir el exceso de energía libre del sistema. El

aumento de energía libre se relaciona con el aumento de superficie que se produce cuando

disminuye el tamaño promedio de la partícula”.45

1.5.2.6. Equilibrio Hidrófilo – Lipófilo. Griffin creó una escala basada en el equilibrio de dos

tendencias opuestas: lipofílica-hidrofílica. La escala HLB permite la clasificación de los

tensoactivos. Los más hidrófilos con números altos (más de 10), mientras que aquellos con

números de 1 a 10 se consideran lipófilos.

Tabla 3. Relación entre límites HLB y aplicaciones de surfactantes

Fuente: GENNARO, Alfonso. Remington Farmacia. Editorial Médica Panamericana S.A,

Madrid, 2003. p. 379

Los valores de HLB son calculados mediante la ecuación:

Donde:

Mh = Masa molecular de la parte hidrófila de la molécula

M = Masa molecular de toda la molécula

(1)

23

1.5.3. Clasificación por su naturaleza electroquímica. Generalmente, los tensoactivos se

clasifican de la siguiente manera:

1.5.3.1. Surfactantes No Iónicos. Son aquellos que en solución acuosa no forman iones; es

decir, no poseen una carga y están formados por un grupo polihidroxi sacárido en la cabeza

hidrófila enlazada a una cadena de hidrocarburo lipofílico de un lípido, un éster, éter, amida, u

otro grupo funcional (Romsted; 2014).46

Estos surfactantes ocupan el segundo lugar de

importancia industrial después de los aniónicos, no son sensibles al agua dura y según (Ramos,

Sepúlveda y Villalobos; 2002) suelen usarse para desinfección, ablandamiento textil y varios

fines cosméticos, más que por sus propiedades detergentes.47

Fuente: MENDOZA, Ania. Etoxil – Alquifenoles y Alquilfenoles [en línea]. México D.F:

Instituto Nacional de Ecología (ine). 2007 [Fecha de consulta: 25 de noviembre de 2015].

Disponible en: <http://www2.inecc.gob.mx.html>.

Figura 15. Estructura del Etoxil - p – nonilfenol

1.5.3.2. Surfactantes Iónicos. Se clasifican de acuerdo al tipo de carga que tiene la cabeza de la

molécula al disociarse en una solución:

Surfactantes Aniónicos. Son aquellos que en solución acuosa se disocian en el ión

surfactante activo que es el anión anfífilo y un catión. Constituyen la categoría más extensa

de surfactantes; por ser los de mayor producción, son generalmente sensitivos a aguas duras,

precipitándose con el calcio presente una cadena corta de polioxietileno entre el grupo

aniónico y la cola hidrofóbica mejora la tolerancia al agua dura.48

http://www2.inecc.gob.mx.html/

24

Fuente: WIKIMEDIA COMMONS, the free media repository. Sodium

dodecylbenzenesulfonate [en línea]. 2008. Disponible en: <https://es.wikipedia.org>.

Figura 16. Estructura del Sulfonato de Alquilbenceno Lineal (LAS)

Surfactantes Catiónicos. Son aquellos que se disocian en un catión anfífilo y un anión

generalmente de tipo halogenado. Estos surfactantes se usan en aplicaciones especiales

donde la carga positiva del anfífilo produce ventajas como en enjuagues o emulsiones

asfálticas. Zoller y Sosis (2009) mencionan que su capacidad para asociarse con superficies

metálicas proporciona inhibición a la corrosión y lubricidad.49

Figura 17. Estructura del Cloruro de Amonio Hexadecil Trimetilo

Surfactantes Anfóteros. Son aquellos que en la cabeza de la molécula presentan potencial

para un grupo iónico positivo y un negativo, teniendo una carga neta que puede ser cambiada

por la variación de pH en el sistema. Salager y Fernández (2004) describen que estos

surfactantes tienen los más altos costos de materia prima y producción;50

por lo que se usan

en casos particulares, y usualmente son producidos como productos diluidos y de baja

actividad.

https://es.wikipedia.org/

25

* R = cadena alquilo de 5-21 átomos de Carbono.

Fuente: WIKIPEDIA’S CONTRIBUTORS. Tensioactivo Anfótero [en línea]. s.f [Fecha de

consulta: 28 de noviembre de 2015]. Disponible en: <http://www.wikiwand.com>.

Figura 18. Estructura de la Betaína

1.6. Biosufactantes

Son tensoactivos de fuentes naturales que tienen propiedades comunes como la actividad

superficial y la biodegradabilidad, que se refiere a la capacidad de los materiales a

descomponerse fácilmente en productos inocuos como: agua, dióxido de carbono y productos

orgánicos más simples bajo condiciones normales.

Tabla 4. Ejemplos de Biosurfactantes No Iónicos

http://www.wikiwand.com/

26

“Los biosurfactantes derivan su biodegradabilidad de las estructuras de los componentes

utilizados para estructurarlos y sintetizarlos. Estos ingredientes se originan de forma natural en

plantas y animales y, por tanto, son en sí mismos biodegradables”.51

“Debido a: el bajo impacto

negativo sobre el medio ambiente, la reducción de la dependencia del petróleo, la actividad

biológica, excelentes propiedades de superficie, y baja toxicidad, se utilizan los biosurfactantes

en una variedad de industrias, representando aproximadamente un tercio del mercado de

tensioactivo global”.52

Tabla 5. Aplicaciones o propiedades de los Biosurfactantes No Iónicos

Fuente: ROMSTED, Laurence. Surfactant Science and Technology. Retrospects and prospects,


27

2. METODOLOGÍA

2.1. Ubicación del área de investigación

El desarrollo de la parte experimental se realizó en el Laboratorio de Investigación y en el

Laboratorio de Química Orgánica de la Facultad de Ingeniería Química-Universidad Central del

Ecuador, provincia Pichincha, ciudad de Quito. La ubicación geográfica de este sector

corresponde a la Estación INAMHI-Iñaquito y presenta los siguientes datos metereológicos:

Altitud: 2789 msnm

Latitud geográfica: 00° 10’ 42” S

Longitud geográfica: 78° 29’ 16” W

Temperatura máxima: 21°C

Temperatura mínima: 11,3 °C

Temperatura media mensual: 15,3 °C

Fuente: Instituto Nacional de Meteorología e Hidrología (INAMHI) - Estación Iñaquito

2.2. Materia prima

Frutos de Solanum marginatum verdes y maduros

2.3. Materiales y Equipos

Vasos de precipitación V = 100 mL Ap ± 10 mL

V = 250 mL Ap ± 50 mL

V = 600 mL Ap ± 50 mL

V = 1000 mL Ap ± 100 mL

Pipetas V = 5 mL Ap ± 0,2 mL

V = 10 mL Ap ± 0,1 mL

V = 25 mL Ap ± 0,1 mL

Bureta V = 25 mL Ap ± 0,1 mL

28

Probetas V = 50 mL Ap ± 1 mL

V = 100 mL Ap ± 1 mL

V = 250 mL Ap ± 2 mL

Balones de fondo plano 24/40 V = 500 mL

V = 1000 mL

Termómetro Rango = 0 – 100 °C Ap ± 1 °C

Balanza Rango = 0 – 1000 g Ap ± 0,01g

Balanza analítica Rango = 0 – 320 g Ap ± 0,0001g

Potenciómetro Rango = 0 - 14 Ap ± 0,01

Equipo Soxhlet 24/40 V balón = 250 mL

V sifón = 150 mL

Trampa Dean Stark V = 20 mL

Embudo de vidrio V = 100 mL

Matraz Kitasato V = 500 mL

Cronómetro Ap ± 0,001 s

Espectrofotómetro FTIR Modelo spectrum two

Molino ultra centrífugo Retsch Modelo ZM 200

ω = 0 - 6000 rpm

Rango = (0,25 – 2) mm

Equipo CAMSIZER Retsch Modelo P4

Rango = 20 μm – 30 mm

Tensiómetro Anillo/Plato Modelo TD 1C LAUDA

Embudo Büchner ø = 10 cm

Reverbero Modelo Elite 120V 60Hz

Potencia = 750 W

Estufa memmert Rango = (0 - 220) °C

Mortero

Condensador Allihn 24/40

Refrigerante de reflujo 24/40

Rotavapor

Desecador

Agitador de vidrio

Tubos de ensayo con tapa

Campana de extracción

Refrigeradora

29

Fundas plásticas

Gradilla plástica

Mangueras

Pera

Núcleos de ebullición de vidrio

Bomba de vacío

Tensiómetro

Chaqueta de calentamiento

Aro metálico

Malla metálica

Recipiente metálico

Soporte universal

Pinza universal

Pinzas para bureta

Pinzas para condensador

Pinzas para balón

Plataforma de elevación

Papel filtro Dilaco

Algodón (uso farmacéutico)

Cuchillo

Cuchara

Grapadora

Tijera

2.4. Sustancias y Reactivos

Agua destilada H2O (l)

Metanol CH3OH (l) C = 100 %

Etanol potable C2H5OH (l) C = 96 %

Éter de Petróleo CnH2n + 2 (l) C = 100 %

Metil Tert Butil Éter (CH3)3COCH3 (l) C = 97 %

Tween 80 C58H114O26 (l) ρ = (1,06-1,09) g/cm3

Tween 20 C64H124O26 (l) ρ = (1,095-1,105) g/cm3

30

2.5. Procedimientos para obtención de extractos ricos en saponinas

2.5.1. Procedimiento para semilla y pericarpo. El diagrama de flujo se detalla en la Figura 20.

2.5.1.1. Recolección de la materia prima. Se recolectan los frutos de Solanum marginatum en

los meses de enero y febrero, tanto maduros como pintones. En el área de trabajo se escogen

los frutos en buenas condiciones y se les retira el pedúnculo.

2.5.1.2. Lavado. Se lavan los frutos escogidos con agua potable y se los secan, se realiza un

corte con el cuchillo a cada uno de los frutos separándose el pericarpo (exocarpo, mesocarpo y

endocarpo) de las semillas, y se colocan los pericarpos en un recipiente. Se lavan las semillas

con agua destilada y posteriormente se colocan en otro recipiente.

2.5.1.3. Secado. Se pesan los pericarpos y las semillas, respectivamente antes de su ingreso a la

estufa, se los distribuye por separado sobre el papel aluminio colocado previamente en las

bandejas de la estufa. Se establece la temperatura de secado en un rango de 60 - 80 °C, siempre

por debajo del punto de fusión de las saponinas 150 - 200 °C.

2.5.1.4. Molienda. Se trituran los pericarpos secos mediante el uso de un mortero. Se colocan

los pericarpos triturados en el embudo del Molino ultracentrífugo ZM 200 para ser pasados a

través del tamiz de tamaño de partícula de 1 mm y posteriormente al de 0,25 mm. Se repite el

procedimiento para las semillas secas sin triturarlas. La materia prima molida se almacena en

fundas plásticas y se conserva en un desecador.

2.5.1.5. Desengrasado. Se lleva a cabo la extracción de grasas en un equipo Soxhlet, basándose

en la información publicada en Official Methods of Analysis A.O.A.C. (1990) para lo cual se:

Prepara la muestra de semillas o pericarpos.

Pone el cartucho en el sifón Soxhlet.

Coloca el solvente apolar y los núcleos de ebullición en el balón.

Arma el equipo de extracción.

Conecta el sistema de enfriamiento.

Conecta y regula el sistema de calentamiento.

Deja que el solvente alcance la temperatura de ebullición.

Repite el proceso de sifonamiento la cantidad de veces necesarias.

31

Pesa el cartucho al final de la extracción en una balanza analítica.

Determina la cantidad de grasa extraída mediante diferencia de pesos.

2.5.1.6. Destilación. Se trasvasa el extracto al balón de destilación y se colocan los núcleos de

ebullición, se acopla el aparato Dean Stark y éste a su vez a un vaso de precipitación. Se sujeta

mediante pinzas el equipo al soporte universal y se procede a la separación del solvente apolar.

2.5.1.7. Extracción. Se procede a la obtención de un extracto rico en saponinas mediante el

uso de un equipo Soxhlet, para lo cual se:

Seca la muestra desengrasada.

Pesa la muestra desengrasada.

Pone el cartucho en el sifón Soxhlet.

Prepara la mezcla de solventes polares a una concentración determinada.

Coloca la disolución en el balón con los núcleos de ebullición.

Arma el equipo de extracción.

Conecta el sistema de enfriamiento.

Conecta y regula el sistema de calentamiento.

Deja que la disolución polar alcance la temperatura de ebullición.

Repite el proceso de sifonamiento la cantidad de veces necesarias.

Determina el volumen de extracto.

2.5.1.8. Destilación. Es una forma de preconcentración del extracto, para esto se trasvasa la

solución rica en saponinas en un balón de destilación y se colocan los núcleos de ebullición, se

acopla el aparato Dean Stark y éste a su vez a un vaso de precipitación. Se sujeta mediante

pinzas el equipo de destilación al soporte universal y se procede a la separación del solvente

polar 1 (alcohol). La separación del solvente también se puede realizar mediante el rotavapor.

2.5.1.9. Filtración. Se realiza una filtración simple o una filtración al vacío.

2.5.1.10. Evaporación. Se concentran los extractos destilados y filtrados hasta un volumen

determinado al eliminarse el solvente polar 2 (agua destilada) y algún contenido remanente del

solvente polar 1.

2.5.1.11. Secado. Se someten los extractos concentrados a una temperatura de secado de 80°C.

Se determina la cantidad de saponinas en mezcla por diferencia de pesos.

32

2.5.2. Procedimiento para el mucílago. El diagrama de flujo se detalla en la Figura 21.

2.5.2.1. Recolección de la materia prima. Se recolectan los frutos de Solanum marginatum en

los meses de enero y febrero, tanto maduros como pintones. En el área de trabajo se escogen

los frutos en buenas condiciones y se les retira el pedúnculo.

2.5.2.2. Lavado. Se separa el mucílago adherido a las semillas, al refregar manualmente las

semillas y lavarlas con la mínima cantidad de agua destilada.

2.5.2.3. Filtración. Se efectúa una filtración simple o al vacío de la solución acuosa después de

haber permanecido en reposo.

2.5.2.4. Decantación. Se trasvasa la solución acuosa a un embudo de separación, se le añade el

solvente apolar, se coloca la tapa y se agita el tiempo necesario. Se destapa por unos segundos

evitando la sobrepresión, se tapa y se deja en reposo hasta la separación de las fases.

2.5.2.5. Destilación. Es una forma de preconcentración del extracto; para esto se trasvasa el

decantado en el balón de destilación y se colocan los núcleos de ebullición, se acopla el aparato

Dean Stark y éste a su vez a un vaso de precipitación. Se sujeta mediante pinzas el equipo de

destilación al soporte universal y se procede a la separación del solvente apolar.

2.5.2.6. Evaporación. Se concentran los extractos destilados hasta un volumen determinado al

eliminarse el agua destilada y algún contenido de alcohol remanente.

2.5.2.7. Secado. Se colocan las muestras concentradas en un recipiente de vidrio y se someten a

una temperatura de secado de 80°C. Se determina la cantidad de saponinas en mezcla por

diferencia de pesos y finalmente se refrigeran las muestras.

2.5.3. Procedimiento para Análisis del extracto

2.5.3.1. Análisis fitoquímico. Es una técnica de análisis cualitativo y cuantitativo que

determina la presencia de metabolitos mediante la formación de precipitados, turbidez o cambio

de coloración en una muestra al agregarse el reactivo respectivo. Las reacciones químicas

33

utilizadas para la identificación de metabolitos presentes en los extractos son selectivas;

permitiendo detectar incluso mínimas cantidades. Cuando existe la presencia del compuesto, la

reacción es positiva y los resultados se reportan como: abundante (+++), poco (++), escaso (+).

Cuando no existe la presencia del compuesto, la reacción es negativa y los resultados se

reportan como: no detectado (-). Los ensayos a efectuarse para el extracto son:

Tabla 6. Análisis para reconocimiento de grupos fitoquímicos

GRUPOS

FITOQUÍMICOS

ENSAYOS REACCIÓN POSITIVA

Alcaloides

Wagner

Mayer

Dragendorff

Opalescencia (+); Turbidez (++); precipitado marrón (+++)

Opalescencia (+); Turbidez (++); precipitado crema (+++)

Opalescencia (+); Turbidez (++); precipitado naranja (+++)

Lactonas y

Coumarinas Baljet

Precipitado rojo (+++)

Coloración roja (++)

Triterpenos y

Esteroides

Lieberman-

Burchard

Cambio de color muy rápido de rosa a azul

Cambio de color rápido verde intenso a visible

Cambio de color de verde oscuro a negro

Azúcares

Reductores Fehling Coloración o precipitado rojo

Fenoles y

Taninos

FeCl3

Coloración rojo- vino (Fenoles)

Coloración verde intensa (Taninos pirocatecólicos)

Coloración azul (Taninos pirogalotánicos)

Flavonoides Ensayo de

Shinoda

Coloraciones: amarillo, naranja, carmelita o rojo

Coloración rojo- marrón

Saponinas Ensayo de la

Espuma Norma NTE-INEN 1672 (Ver Anexo G)

Aminoácidos

Libres Ninhidrina Color azul violáceo

Glicósidos

Cardiotónicos

Ensayo de

Kedde Coloración violácea

Quinonas Ensayo de

Borntrager

Coloración roja (+++)

Coloración rosada (++)

34

2.5.4. Procedimiento para Análisis de tensiometría. Se efectúa la determinación de tensión

superficial con el Tensiómetro TD 1C LAUDA que se fundamenta en el Método de Du Noüy,

siguiéndose los pasos:

Se tara y calibra el equipo.

Se ingresa el Método de anillo en la consola de mando.

Se colocan 60 mL del líquido o solución a evaluarse en la copa para la muestra.

Se asienta la copa con la muestra de prueba sobre la plataforma móvil.

Se eleva la plataforma móvil mediante la perilla hasta que el anillo se sumerge en el líquido.

Se desciende la plataforma móvil para que el anillo se despegue de la superficie del líquido y

quede expuesto al aire.

Se toma la lectura de la tensión superficial que muestra la consola de mando en el momento

que se da la ruptura de la película del líquido o solución que se evalúa.

Se regresa la plataforma móvil al punto de partida de la determinación.

Se lava el anillo con agua destilada y se seca con una franela.

Se ejecuta este procedimiento de doble movimiento las veces necesarias.

Se reportan los valores de tensión superficial en una tabla.

Fuente: CARRERA, M.C., et al. Obtención de la Tensión Superficial mediante el método de

Du Noüy y el Método de la gota pendiente. Universidad Nacional de Salta, Argentina, 2013. pp.

4-7

Figura 19. Etapas en la determinación de la tensión superficial

35

Figura 20. Diagrama de flujo del procedimiento para semillas y pericarpo

36

Figura 21. Diagrama de flujo del procedimiento para el mucílago

37

2.6. Diseño Experimental

El trabajo experimental como se describe anteriormente se realiza en cuatro partes: la primera es

la obtención de saponinas en mezcla a partir de semillas y pericarpos, la segunda es la obtención

de saponinas en mezcla a partir del mucílago, la tercera consiste en la purificación y

caracterización de los extractos, y por último se realizan las pruebas de tensiometría. Se ejecutan

pruebas preliminares para que a través del análisis de las variables de cada una de las etapas se

logre la estandarización del proceso. Siendo así, durante la recolección de la fruta se efectúa la

prueba de espuma, lo que permite que se fije su estado de madurez. Se seca dicha materia prima

a diferentes temperaturas para la selección de la mejor temperatura de secado.

Teniendo en cuenta la Primera Ley de Fick, se muele la materia prima hasta un tamaño de

partícula más pequeño evitando que la difusión interna sea una limitante durante la extracción,

en el desengrasado se evalúa la acción de dos solventes apolares. Valiéndose de la literatura de

Hostettmann y Marston (1995) se determina el solvente de extracción y su concentración.

Sharapin (2000) señala que el metanol y etanol son los más empleados en extracción. El

metanol, ya que es idóneo para el tratamiento de materia prima seca y el etanol, ya que es menos

tóxico, y el más utilizado en la extracción de metabolitos secundarios de plantas.53

En la

separación del solvente se evalúa el mejor método, se concentra, y finalmente se seca donde

nuevamente se establece la temperatura óptima de secado.

Para el Análisis estadístico se aplica el diseño factorial; ya que proporciona un estudio del

efecto de varios factores sobre una variable de interés, es decir se verifican los cambios

observados en la variable de respuesta debido a un cambio de nivel.54

2.6.1. Parámetros fijos. Mediante las pruebas preliminares, se obtiene el procedimiento

estandarizado por el cual se fija el tamaño de partícula de la materia prima y la relación

masa/solvente. A continuación se procede a la obtención de muestras para el seguimiento

estadístico que se limita a la extracción; ya que es la operación unitaria más importante dentro

del proceso. En la extracción, el volumen de solvente es fijo debido a que durante la operación

el solvente se evapora y se condensa recirculando automáticamente.

2.6.2. Parámetros variables. En la extracción se toman como variables cuantitativas: la

temperatura de operación que es muy cercana a la temperatura de ebullición del solvente y el

tiempo de extracción; por lo que el número de factores (k) para el diseño factorial sería k = 2.

38

Considerando que la primera variable cuantitativa tiene dos niveles, y en cambio que la

segunda tiene tres niveles, se obtiene un diseño factorial a*b que da la combinación 3*2,

obteniendo 6 como el número de tratamientos para la primera corrida o réplica.

Tabla 7. Diseño factorial para el proceso de extracción

T: temperatura t: tiempo n: réplica E: Extracto

T1 t1

n1

E111

E121

t2 E131

T2

E211

t3 E221

E231

Una vez ejecutada la corrida previa se determina el número de réplicas a efectuarse. Para el

presente trabajo fundamentado en la investigación experimental y científica se recomienda que

se realicen tres réplicas; por lo que el número total de tratamientos será igual al número de

tratamientos obtenidos anteriormente multiplicado por el número de réplicas como se explica a

continuación:

Tabla 8. Diseño factorial (a*b)*n

DISEÑO NÚMERO DE RÉPLICAS NÚMERO DE TRATAMIENTOS

(a * b) n (a*b)*n

2 * 3 3 18

Se establece el modelo (a*b)*n; donde para la extracción de saponinas se determinan como

variables independientes T: Temperatura del solvente y t: tiempo de extracción; siendo la

variable dependiente E: Extracto; entonces se tiene E = f (T, t). La identificación para el número

total de tratamientos se estructura más detalladamente en la Figura 22.

39

Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3

Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3

Figura 22. Número de tratamientos totales

Los autores recomiendan que en el caso de estimaciones, se verifique si los efectos son

estadísticamente significativos (diferentes de cero) se requiere que se realice un análisis de

varianza ANOVA.

T1

t1

t2

t3

E111 E112 E113

E121 E122 E123

E131 E132 E133

T2

t1

t2

t3

E211 E212 E213

E221 E222 E223

E231 E232 E233

40

3. DATOS EXPERIMENTALES

3.1. Pruebas preliminares

3.1.1. Datos para semilla y pericarpo

3.1.1.1. Recolección del fruto

Tabla 9. Selección del fruto

3.1.1.2. Secado

Tabla 10. Composición de semilla y pericarpo en base húmeda

No. F

Masa de

frutos

(g)

Masa de

semillas

(g)

Masa de

pericarpos

(g)

Masa de

semillas

(%)

Masa de

pericarpos

(%)

1 329,7880 101,7285 202,9267 30,85 61,53

2 280,2913 93,0712 177,2201 33,21 63,23

3 498,9132 150,2367 328,6765 30,11 65,88

4 403,6717 147,2405 246,4312 36,48 61,05

5 437,3399 168,0416 264,2983 38,42 60,43

6 308,0983 105,7822 192,3161 34,33 62,42

7 729,0300 234,6700 441,7000 32,19 60,59

8 1192,7700 447,6230 719,4167 37,53 60,31

9 357,3300 114,2000 221,9800 31,96 62,12

Total 4537,2324 1562,5937 2794,9656 33,90 61,95

Estado del fruto Ensayo de Espuma

Fruto maduro (+++)

Fruto pintón (+)

41

Tabla 11. Composición de semilla y pericarpo en base seca

No. F

Secado Masa de

semillas

(g)

Masa de

semillas

(%)

Secado Masa de

pericarpos

(g)

Masa de

pericarpos

(%) T(°C) t(h) T(°C) t(h)

1 70 14 53,9522 64,90 70 23 29,1815 35,10

2 60 18 55,9713 68,04 60 24 26,2876 31,96

3 70 15 90,8561 64,35 70 28 50,3253 35,65

4 70 15 88,1091 68,59 70 24 40,3491 31,41

5 70 15 105,0193 73,82 70 25 37,2455 26,18

6 60 18 69,9213 70,64 60 24 29,0645 29,36

7 70 18 129,6691 65,03 70 24 69,7195 34,97

8 80 22 244,0138 69,06 80 28 109,3025 30,94

9 70 14 69,4873 67,77 70 24 33,0501 32,23

3.1.1.3. Molienda

Tabla 12. Tamaño de partícula de semilla y pericarpo

Muestra

Natural Trituración Molienda 1 Molienda 2

Tamaño de

partícula

(mm)

Tamaño de

partícula

(mm)

Tamaño de

partícula

(mm)

Tamaño de

partícula

(mm)

semilla 4,86 ----- 1,00 0,25

pericarpo 12,10 5,00 1,00 0,25

3.1.1.4. Desengrasado

Tabla 13. Propiedades de los solventes apolares usados

Solvente

Punto de

ebullición

(°C)

Densidad

(g/mL)

MTBE 55,2 0,74

EP 35,0 0,70

42

Tabla 14. Selección del solvente apolar para desengrasado

No. Muestra Masa de

muestra (g) Solvente

Volumen de

solvente (mL)

Masa de

grasa (g)

1 semilla 25 MTBE 200 6,26

2 semilla 25 EP 200 5,26

3 pericarpo 25 MTBE 200 3,14

4 pericarpo 25 EP 200 2,09

Tabla 15. Cantidad de grasa presente en semilla

No. Masa de

muestra (g) Solvente

Volumen de

solvente (mL)

Masa del

balón vacío (g)

Masa del balón

+ grasa (g)

S19 25 MTBE 200 292,49 298,77

S4 25 EP 200 300,70 302,63

S16 25 MTBE 200 292,49 298,29

S17 25 MTBE 200 300,70 306,02

S14 25 MTBE 200 292,49 296,13

S15 25 MTBE 200 295,17 301,62

S22 25 MTBE 200 292,49 298,78

S23 25 MTBE 200 310,91 317,08

S24 25 MTBE 200 307,31 313,71

3.1.1.5. Destilación del solvente apolar

Tabla 16. Recuperación de solvente apolar

No. Solvente Volumen de

solvente (mL)

Volumen de

desengrasado (mL)

Volumen de

destilado (mL)

S19 MTBE 200 175 153

S4 EP 200 168 156

S16 MTBE 200 160 157

S17 MTBE 200 164 150

S14 MTBE 200 187 170

S15 MTBE 200 170 150

S22 MTBE 200 175 162

S23 MTBE 200 165 146

S24 MTBE 200 170 160

43

3.1.1.6. Extracción

Tabla 17. Propiedades de los solventes polares usados

Solvente Concentración

(%)

Punto de ebullición

(°C)

Densidad

(g/mL)

MeOH 100 65 0,7910

EtOH 96 79 0,8057

AD 100 92 0,9981

Fuente: PERRY. Manual del Ingeniero Químico. 2-110, 2-112, 2-113 pp.

Tabla 18. Selección del método de extracción

No. Tipo de

extracción

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Volumen

de solvente

(mL)

Masa de sólidos

del extracto

(g)

Masa de

extracto

(g)

S29 Soxhlet 25 EtOH 200 0,5598 3,5678

S30 Directa a reflujo 25 EtOH 200 8,5206 1,9728

Tabla 19. Selección del tamaño de partícula

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Tamaño de

partícula

(mm)

Solvente

Concentración

del solvente

(%)

Masa de

extracto

(g)

S19 semilla 25 0,25 EtOH 10 2,2639

S20 semilla 25 1,00 EtOH 10 1,3386

S28 semilla 25 2,00 EtOH 10 0,3928

Tabla 20. Selección de la relación masa/solvente

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Volumen

solvente

(mL)

masa/solvente

(g/mL)

Concentración

del solvente

(%)

Masa de

extracto

(g)

S4 semilla 25 200

1/8

20,00 2,8952

S7 semilla 25 200 25,64 2,9388

S5 semilla 25 200 30,00 2,4579

S25 semilla 40 200

1/5

20,00 4,4152

S26 semilla 40 200 25,64 4,3777

S27 semilla 40 200 30,00 3,6424

NOTA: Todas las masas de extracto obtenidas en un tiempo de extracción de 24h.

44

Tabla 21. Selección de la materia prima

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Concentración

solvente

(%)

Formación de

espuma

S5 semilla 25 MeOH 30 +++

S22 semilla 25 EtOH 70 ++

S6 semilla 25 AD 100 +

P11 pericarpo 25 MeOH 30 ++

P2 pericarpo 25 MeOH 60 ++

P1 pericarpo 25 EtOH 70 ++

P3 pericarpo 25 AD 100 ++

Tabla 22. Selección de solventes

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Concentración

solvente

(%)

Masa de

extracto

(g)

S5 semilla 25 MeOH 30 4,4333

S22 semilla 25 EtOH 70 1,6295

S6 semilla 25 AD 100 1,0427

S11 pericarpo 25 MeOH 30 3,0813

S2 pericarpo 25 MeOH 60 2,938

S1 pericarpo 25 EtOH 70 1,5599

S3 pericarpo 25 AD 100 2,6815

Tabla 23. Selección de la concentración de solvente

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Volumen de

solvente

(mL)

Concentración

solvente

(%)

Volumen de

extracto

(mL)

S19 semilla 25 EtOH 600 10 486









45

3.1.1.7. Destilación del solvente polar

Tabla 24. Recuperación del solvente polar

No. Solvente

Volumen de

solvente

(mL)

Volumen de

extracto

(mL)

Volumen de etanol

destilado

(mL)

S19 EtOH 63 486 48

S4 EtOH 167 456 12

S16 EtOH 188 439,5 95

S17 EtOH 250 469 190

S14 EtOH 417 474 314

S15 EtOH 500 470 370

S22 EtOH 438 475 318

S23 EtOH 500 470 335

S24 EtOH 563 479 389

3.1.1.8. Concentración y secado

Tabla 25. Masa de saponinas presentes en el concentrado

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Masa del

recipiente

(g)

Masa recipiente +

saponinas

(g)

S19 semilla 25 6,9048 9,1687

S4 semilla 25 7,5346 10,4298

S16 semilla 25 7,5177 9,9756

S17 semilla 25 6,7606 8,9223

S14 semilla 25 6,8855 8,6794

S15 semilla 25 7,5926 9,1779

S22 semilla 25 6,9633 8,5928

S23 semilla 25 6,9931 8,687

S24 semilla 25 7,0193 8,6922

46

Tabla 26. Selección de polaridad del etanol en la extracción

Número de experimento S19 S4 S7 S16 S17 S14 S15 S22 S23 S24

DESENGRASADO

Solvente apolar MTBE EP MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE

Volumen de solvente, Ml 200 200 200 200 200 200 200 200 200 200

Número de reflujos, adim 12 10 12 9 9 7 8 10 9 8

Volumen de desengrasado, mL 175 168 170 160 164 187 170 175 165 170

Masa del balón vacío, g 292,49 300,70 295,17 292,49 300,70 292,49 295,17 292,49 310,91 307,31

Masa de balón + grasa, g 298,77 302,63 300,43 298,29 306,02 296,13 301,62 298,78 317,08 313,71

Tiempo de desengrasado, h 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4

DESTILACIÓN DE SOLVENTE APOLAR

Volumen de solvente destilado, mL 153 156 145 157 150 170 150 162 146 160

EXTRACCIÓN

Solvente polar EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH

Concentración del etanol, % 10 20 25,64 30 40 50 60 70 80 90

Polaridad de la solución, adim 74,50 69,00 65,90 63,50 58,00 52,50 47,00 41,50 36,00 30,50

Volumen de solución extractora, mL 600 800 800 600 600 800 800 600 600 600

Volumen de etanol usado, mL 63 167 214 188 250 417 500 438 500 563


Tiempo de extracción, h 24 24 24 24 24 24 24 24 24 24

Tiempo de reflujo, h 23 21 23 23 23 23 23 23 23 23

DESTILACIÓN DE SOLVENTE POLAR

Volumen de etanol destilado, mL 48,0 120,0 140,00 95,0 190,0 313,5 370,0 318,0 335,0 389,0

SECADO

Masa del recipiente de vacío, g 6,9048 7,5346 7,5718 7,5177 6,7606 6,8855 7,5926 6,9633 6,9931 7,0193

Masa del recipiente + saponinas, g 9,1687 10,4298 10,5106 9,9756 8,9223 8,6794 9,1779 8,5928 8,6870 8,6922

47

3.1.2. Datos para el mucílago

3.1.2.1. Lavado

Tabla 27. Determinación del mucílago presente en los frutos

No. No. F

Masa de

frutos

(g)

Masa de

semillas

(g)

Masa de

pericarpo

(g)

Masa de

desperdicios

(g)

U10 2 280,2913 93,0712 177,2201 3,7620

U18 4 403,6717 147,2405 246,4312 5,2754

U13 9 357,3300 114,2000 221,9800 6,9831

U12 1 329,7880 101,7285 202,9267 7,6577

U21 8 1192,7700 447,6230 719,4167 9,5700

U9 7 729,0300 234,6700 441,7000 30,3847

3.1.2.2. Filtración

Tabla 28. Filtración del agua de lavado de las semillas

No.

Volumen de

solución

(mL)

Volumen de

filtrado

(mL)

Volumen de

torta

(mL)

U10 267 207 60

U18 200 150 50

U13 800 720 80

U12 900 850 50

U21 820 750 70

U9 1890 1790 100

3.1.2.3. Decantación

Tabla 29. Decantación del agua de lavado filtrada

No. F

Volumen de

filtrado

(mL)

Volumen

de MTBE

(mL)

Volumen de

solución

(mL)

Tiempo de

agitación

(min)

Volumen del

decantado

(mL)

Volumen de

emulsión

(mL)

U10 207 50 257 15 182,0 75,0

U21 750 175 925 30 674,0 180,0

U9 1790 450 2240 55 1772,5 467,5

48

3.1.2.4. Destilación

Tabla 30. Destilación de la solución decantada

No.

Volumen del

decantado

(mL)

Volumen MTBE

destilado

(mL)

Volumen agua

destilada

(mL)

Volumen de

extracto

(mL)

U10 182 7 125 50

U21 674 24 562 82

U9 1772,5 77 1562 130

Tabla 31. Destilación de la solución emulsionada

No.

Volumen de

emulsión

(mL)

Volumen MTBE

destilado

(mL)

Volumen agua

destilada

(mL)

Masa de

grasa

(g)

U10 75 40 25 0,94

U21 180 113 65 0,43

U9 467,5 315 74 0,50

3.1.2.5. Evaporación y secado

Tabla 32. Determinación de saponinas a partir de muestras no decantadas

No. F

Volumen de

filtrado

(mL)

Masa del

recipiente

(g)

Masa recipiente

+ saponinas

(g)

Masa de

saponinas

(g)

U18 150 6,9357 11,6196 4,6839

U13 720 7,5413 17,8736 10,3323

U12 850 7,5727 19,3729 11,8002

Tabla 33. Determinación de saponinas a partir de muestras decantadas

No. F

Volumen de

extracto

(mL)

Masa del

recipiente

(g)

Masa recipiente

+ saponinas

(g)

Masa de

saponinas

(g)

U10 50 7,5021 12,8596 5,3576

U21 82 6,9004 20,2935 13,3931

U9 130 6,9609 23,8276 16,8667

49

3.2. Pruebas finales

Tabla 34. Parámetros previos a considerarse en la extracción

Etapa Parámetros Característica Valor Unidad

Desengrasado

Método de extracción Soxhlet

Muestra Inicial semillas 25 g

0,25 mm

Solvente apolar MTBE > 97 % v/v

200 mL

Extracción

Método de extracción Soxhlet

Solvente polar x EtOH 25,64 * % v/v

200 mL

Solvente polar y MeOH 30,00 % v/v

200 mL

*El valor de 25,64% para la concentración del etanol es detallado mediante los cálculos

presentados en el numeral 4.2.2.

Tabla 35. Factores de estudio en la extracción

Código Factor Nivel Valor

A Tiempo, h

t1 4

t2 8

t3 12

B Temperatura, °C

T1 82,2

T2 76,6

* La temperatura de extracción T1 de 82,2 °C está asociada a la temperatura de ebullición de

la disolución etanólica al 25,64% y T2 de 76,6 °C está referida a la temperatura de ebullición

de la disolución metanólica al 30%.

50

Tabla 36. Selección de temperatura y tiempo de operación a T1

Número de experimento E111 E112 E113 E121 E122 E123 E131 E132 E133

DESENGRASADO

Volumen de solvente, mL 200 200 200 200 200 200 200 200 200

Número de reflujos, adim 11 11 11 11 10 10 11 11 10

Volumen de desengrasado, mL 165 170 150 156 154 148 171 170 165

Masa del balón vacío, g 292,4900 310,9100 307,3100 292,4900 310,9100 307,3100 292,4900 310,9100 307,3100

Masa de balón + grasa, g 299,716 317,98 314,37 299,1939 316,4327 312,7135 299,8103 316,9581 313,4818

Tiempo de desengrasado, h 4 4 4 4 4 4 4 4 4

DESTILACIÓN DE MTBE

Volumen de solvente destilado, mL 140 140 136 141 124 137 171 168 150

EXTRACCIÓN

Volumen de solución extractora, mL 200 200 200 200 200 200 200 200 200

Volumen de Etanol usado, mL 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42


Volumen del extracto, mL 156 159 160 162,0 159,0 157,0 150 146 148

Tiempo de extracción, h 4 4 4 8 8 8 12 12 12

Tiempo de reflujo, h 3 3 3 7 7 7 11 11 11

DESTILACIÓN DE ETANOL

Volumen de Etanol destilado, mL 39 41 43 35,0 33,0 39,0 45,00 28,00 21,00

SECADO

Volumen de concentrado a secar, mL 25 25 25 25 25 25 25 25 25

Temperatura de secado, °C 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0

Masa del recipiente de vacío, g 48,6708 46,4674 44,5927 46,8327 47,2458 49,7119 47,2860 49,3216 46,2343

Masa del recipiente + saponinas, g 49,7684 47,4987 45,8720 48,8182 48,9939 51,2991 48,7933 50,9344 47,8555

51



DESENGRASADO

Volumen de solvente, mL 200 200 200 200 200 200 200 200 200


Volumen de desengrasado, mL 152 152 175 155 156 165 151 170 161

Masa del balón vacío, g 292,4900 310,9100 307,3100 292,4900 310,9100 307,3100 292,4900 310,9100 307,3100

Masa de balón + grasa, g 298,5972 317,0673 313,6159 298,5567 316,7396 313,2691 298,1595 317,1247 313,1106



Volumen de MTBE destilado, mL 138 140 154 111 137 143 142 159 146

EXTRACCIÓN


Volumen de etanol usado, mL 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42


Volumen del extracto, mL 163 163 153 149 149 148 142 137 138


Tiempo de reflujo, h 3 3 3 7 7 7 11 11 11


Volumen de etanol destilado, mL 41 44 43 42 35 37 34 32 35

SECADO

Volumen de concentrado a secar, mL 25 25 25 25 25 25 25 25 25

Temperatura de secado, °C 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0 80,0

Masa del recipiente de vacío, g 45,6560 45,1962 47,3148 47,0803 45,7934 46,7339 45,5784 49,4189 49,8177

Masa del recipiente + saponinas, g 47,2093 46,8271 48,9308 48,8447 47,6502 48,6327 47,5209 51,4573 51,7801

52

3.3. Análisis del extracto

3.3.1. Determinación de saponinas mediante el Método Espumoso

Tabla 38. Determinación de saponinas a T1 y T2

No.

Masa de

saponinas

(g)

Volumen de

extracto

(mL)

Altura

(cm) No.

Masa de

saponinas

(g)

Volumen de

extracto

(mL)

Altura

(cm)

E111 1,0976 156 2,3 E211 1,5533 163 4,2

E112 1,0313 159 2,4 E212 1,6309 163 5,5

E113 1,2793 160 3,0 E213 1,6160 153 4,3

E121 1,9855 162 3,7 E221 1,7644 149 5,7

E122 1,7481 159 3,4 E222 1,8568 159 5,5

E123 1,5872 157 4,3 E223 1,8988 148 5,8

E131 1,5073 150 3,5 E231 1,9425 142 5,2

E132 1,6128 146 4,0 E232 2,0384 137 5,4

E133 1,6212 148 5,0 E233 1,9624 138 4,8

3.3.2. Determinación de saponinas mediante HPLC

Tabla 39. Variables para estándares y muestras

No.

Tiempo de

retención

(min)

Área

Área,

(%)

STD 1 1,932 2120192 87,87

STD 2 1,928 732194 75,97

STD 3 1,893 1863394 99,74

STD 4 1,918 3130276 99,39

E221 1,972 147977368 99,75

E121 1,880 125979843 52,86

E122 1,843 209072525 99,98

E223 1,809 141976503 55,26

NOTA: Las concentraciones de los estándares son 100, 250, 500 y 1000 ppm respectivamente;

mientras que las concentraciones de las muestras son de 1g extracto/25 mL de solución.

53

3.4. Análisis de tensiometría

Tabla 40. Tensión superficial de las soluciones del extracto rico en saponinas

No. Densidad

(g/L)

Tensión superficial

(mN/m)

E111 1044 50,1

E112 1058 52,2

E113 1056 51,7

E121 1025 46,5

E122 1020 40,4

E123 1035 45,5

E131 1031 44,8

E132 1028 43,1

E133 1029 46,2

E211 1032 45,5

E212 1034 43,6

E213 1031 46,6

E221 1020 44,4

E222 1028 47,1

E223 1031 45,3

E231 1032 49,1

E232 1033 45,7

E233 1033 45,1

3.4.1. Reducción de la tensión superficial

Tabla 41. Evaluación de la tensión superficial en solventes y soluciones

Solvente y soluciones Tensión superficial promedio

(mN/m)

AD 70,3

T20 40,2

T80 42,9

E1 46,2

E2 45,5

54

3.5. Análisis estadístico

Tabla 42. Datos para extracto rico en saponinas

FACTORES VARIABLE DE RESPUESTA

FACTOR A FACTOR B Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3

Tiempo, h Temperatura, °C Extracto, g

4

82,2

1,0976 1,0313 1,2793

8 1,9855 1,7481 1,5872

12 1,5073 1,6128 1,6212

4

76,6

1,5533 1,6309 1,6160

8 1,7644 1,8568 1,8988

12 1,9425 2,0384 1,9624

Tabla 43. Datos para Análisis de tensiometría

FACTORES DATOS TENSIOMETRIA

FACTOR A FACTOR B Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3

Tiempo, h Temperatura, °C Tensión Superficial, mN/m

4

82,2

50,1 52,2 51,7

8 46,5 40,4 45,5

12 44,8 43,1 46,2

4 76,6

45,5 43,6 46,6

8 44,4 47,1 45,3

12 49,1 45,7 45,1

55

(3)

4. CÁLCULOS


4.1.1. Cálculos para semilla y pericarpo

4.1.1.1. Secado.- Determinación de humedad por pérdida de peso

Donde:

Mi = Masa inicial de semillas o pericarpos

Mf = Masa final de semillas o pericarpos

Cálculo Modelo:

4.1.1.2. Desengrasado.- Determinación de grasa cruda

Donde:

M(b+g) = Masa del balón de destilación con grasa

Mb = Masa del balón de destilación vacío

Mm = Masa de la muestra inicial

(2)

56

Cálculo Modelo:

4.1.1.3. Destilación.- Determinación del porcentaje de recuperación del solvente apolar

Donde:

Vd = Volumen del solvente apolar destilado

Vi = Volumen del solvente apolar inicial

Cálculo Modelo:

4.1.1.4. Destilación.- Determinación del porcentaje de recuperación del solvente polar

Donde:

Vd = Volumen del solvente polar destilado

Vi = Volumen del solvente polar inicial

Cálculo Modelo:

(4)

(5)

57

4.1.1.5. Evaporación y secado.- Determinación del rendimiento de saponinas

Donde:

M(r+s) = Masa del recipiente con saponinas en mezcla

Mr = Masa del recipiente vacío

Mm = Masa de la muestra inicial

Cálculo Modelo:

4.1.2. Cálculos para el mucílago

4.1.2.1. Lavado.- Determinación de la masa de mucílago

Donde:

Mu = Masa de mucílago

M(u+s) = Masa de mucílago adherida a las semillas

Ms = Masa de las semillas

Mf = Masa total de los frutos

Md = Masa de los desperdicios

Mp = Masa de pericarpos

(6)

(7)

(8)

58

Cálculo Modelo:

4.1.2.2. Evaporación y secado.- Determinación del rendimiento de saponinas

Donde:

M(r+s) = Masa del recipiente con saponinas en mezcla

Mr = Masa del recipiente vacío

Mu = Masa de mucílago

Cálculo Modelo:

4.1.3. Resultados generales

4.1.3.1. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base húmeda

Donde:

Ma (B.H.) = Masa de materia prima alimentada en base húmeda

Mf = Masa de los frutos

Md = Masa de desperdicios

Cálculo Modelo:

(9)

(10)

59

Donde:

Me = Masa de extracto rico en saponinas

Cálculo Modelo:

4.1.3.2. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base seca

Donde:

Ma = Masa de agua evaporada en el secado

Mi = Masa inicial de semillas o pericarpos

Cálculo Modelo:

Donde:

Ma (B.S.) = Masa de materia prima alimentada en base seca

Mf = Masa de los frutos

Md = Masa de desperdicios

Mas = Masa de agua evaporada en el secado de semillas

Map = Masa de agua evaporada en el secado de pericarpos

(11)

(12)

(13)

60

Cálculo Modelo:

Donde:

Me = Masa de extracto rico en saponinas

Cálculo Modelo:


4.2.1. Extracción.- Determinación de la polaridad de una solución

Donde:

Xs1 = Fracción volumétrica del solvente 1

δs1 = Constante dieléctrica del solvente 1

Xs2 = Fracción volumétrica del solvente 2

δs2 = Constante dieléctrica del solvente 2

NOTA: Los valores de polaridad para los solventes son tomados de la tabla del Anexo E.

Cálculo Modelo:

(15)

(14)

61

4.2.2. Extracción.- Determinación del cambio de polaridad de una solución

NOTA: De la Tabla 22 se escoge el mejor resultado para la obtención de saponinas, metanol al

30% y se realiza el cambio de polaridad para el etanol.

Cálculo Modelo:

Donde:

Cs1= Concentración del solvente 1

Cálculo Modelo:


4.3.1. Determinación del contenido de saponinas mediante el Método Espumoso

Donde:

h = Altura de la espuma

m = Masa de la muestra

NOTA: Para la cuantificación de saponinas de Solanum marginatum, se aplica la Norma NTE-

INEN 1672 para Chenopodium Quinua; ya que se evalúa el mismo metabolito secundario.

(16)

(18)

(17)

62

Cálculo Modelo:

Donde:

% saponina = Porcentaje de saponina en masa

h = Altura de la espuma

m = Masa de la muestra

Cálculo Modelo:

4.3.2. Determinación del contenido de saponinas mediante HPLC

Cálculo Modelo:

NOTA: Para el cálculo de la concentración de la muestra en ppm se obtiene en Excel, la

ecuación de regresión lineal (15) a partir del Gráfico 1. Área-Concentración mostrado a

continuación y realizado con los datos que proporciona el software de procesamiento del HPLC

expuestos en la Tabla 39.

(20)

(19)

63

Fuente: Ing. Edison Osorio, Andrea Méndez

Gráfico 1. Curva de calibración Área- Concentración del estándar de saponinas


4.4.1. Reducción de la tensión superficial

Donde:

γ1 = Tensión superficial de la solución 1

γ2 = Tensión superficial del agua destilada

Cálculo Modelo:

y = 3181,6x + 39501

R² = 0,9867

0

500000

1000000

1500000

2000000

2500000

3000000

3500000

0 200 400 600 800 1000

Áre

a

Concentración, ppm

Área - Concentración

(21)

64


Se realizan los cálculos siguiendo las ecuaciones y el orden de la tabla que se presenta a

continuación:

Tabla 44. ANOVA de dos vías con interacción

Fuente: LIND, Douglas., WATHEN, Samuel y MARCHAL, William. Estadística aplicada a los

negocios y Economía, Editorial Mc. Graw Hill, México, D.F, 2012. p. 443

65

5. RESULTADOS


5.1.1. Resultados del procedimiento para semilla y pericarpo

5.1.1.1. Secado.- Determinación de humedad por pérdida de peso

Tabla 45. Humedad presente en semilla y pericarpo

No. Temperatura

(°C)

Tiempo

(h)

Humedad de

semillas

(%)

Temperatura

(°C)

Tiempo

(h)

Humedad de

pericarpos

(%)

1 70 14 46,96 70 23 85,62

2 60 18 39,86 60 24 85,17

3 70 15 39,52 70 28 84,69

4 70 15 40,16 70 24 83,63

5 70 15 37,50 70 25 85,91

6 60 18 33,90 60 24 84,89

7 70 18 44,74 70 24 84,22

8 80 22 45,49 80 28 84,81

9 70 14 39,15 70 24 85,11

5.1.1.2. Desengrasado.- Determinación de grasa cruda

Tabla 46. Selección del solvente apolar para desengrasado

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Masa de

grasa

(g)

Porcentaje de

grasa

(%)

1 semilla 25 MTBE 6,26 25,04

2 semilla 25 EP 5,26 21,04

3 pericarpo 25 MTBE 2,37 9,48

4 pericarpo 25 EP 1,14 4,56

66

Tabla 47. Masa de grasa presente en semilla

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Volumen

de solvente

(mL)

Masa de

grasa

(g)

Porcentaje

de grasa

(%)

S19 semilla 25 MTBE 200 6,2800 25,12

S4 semilla 25 EP 200 1,9300 7,72

S16 semilla 25 MTBE 200 5,8000 23,2

S17 semilla 25 MTBE 200 5,3200 21,28

S14 semilla 25 MTBE 200 3,6400 14,56

S15 semilla 25 MTBE 200 6,4500 25,8

S22 semilla 25 MTBE 200 6,2887 25,15

S23 semilla 25 MTBE 200 6,1737 24,69

S24 semilla 25 MTBE 200 6,4010 25,60

5.1.1.3. Destilación.- Determinación del porcentaje de recuperación del solvente apolar

Tabla 48. Recuperación de solvente apolar

No. Solvente

Volumen de

solvente

(mL)

Volumen de

destilado

(mL)

Porcentaje de

recuperación

(%)

S19 MTBE 200 153 76,50

S4 EP 200 156 78,00

S16 MTBE 200 157 78,50

S17 MTBE 200 150 75,00

S14 MTBE 200 170 85,00

S15 MTBE 200 150 75,00

S22 MTBE 200 162 81,00

S23 MTBE 200 146 73,00

S24 MTBE 200 160 80,00

67

5.1.1.4. Destilación.- Determinación del porcentaje de recuperación del solvente polar

Tabla 49. Recuperación de solvente polar

No. Solvente

Volumen de

solvente

(mL)

Volumen de etanol

destilado

(mL)

Porcentaje de

recuperación

(%)

S19 EtOH 63 48 76,19

S4 EtOH 167 12 7,19

S16 EtOH 188 95 50,53

S17 EtOH 250 190 76,00

S14 EtOH 417 314 75,18

S15 EtOH 500 370 74,00

S22 EtOH 438 318 72,60

S23 EtOH 500 335 67,00

S24 EtOH 563 389 69,09

5.1.1.5. Evaporación y Secado.- Determinación del rendimiento de saponinas

Tabla 50. Selección de la concentración de solvente

No. Muestra

Masa de

muestra

(g)

Solvente

Concentración

solvente

(%)

Masa de

saponinas

(g)

Rendimiento

de saponinas

(%)

S19 semilla 25 EtOH 10 2,2639 9,06

S4 semilla 25 EtOH 20 2,8952 11,58

S16 semilla 25 EtOH 30 2,4579 9,83

S17 semilla 25 EtOH 40 2,1617 8,65

S14 semilla 25 EtOH 50 1,7939 7,18

S15 semilla 25 EtOH 60 1,5853 6,34

S22 semilla 25 EtOH 70 1,6295 6,52

S23 semilla 25 EtOH 80 1,6939 6,78

S24 semilla 25 EtOH 90 1,6729 6,69

68

Tabla 51. Resultados de la selección de la concentración de solvente y polaridad

Número de experimento S19 S4 S7 S16 S17 S14 S15 S22 S23 S24

DESENGRASADO

Solvente apolar MTBE EP MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE


Volumen de desengrasado, Ml 175 168 170 160 164 187 170 175 165 170

Tiempo de desengrasado, h 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4

Masa de grasa, g 6,2800 1,9300 5,2600 5,8000 5,3200 3,6400 6,4500 6,2887 6,1737 6,4010

Porcentaje de grasa, % 25,12 7,72 21,04 23,20 21,28 14,56 25,80 25,15 24,69 25,60

DESTILACIÓN DE SOLVENTE APOLAR

Volumen de solvente destilado, mL 153 156 145 157 150 170 150 162 146 160

Recuperación de solvente, % 76,50 78,00 72,50 78,50 75,00 85,00 75,00 81,00 73,00 80,00

EXTRACCIÓN

Solvente polar EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH

Concentración del etanol, % 10 20 25,64 30 40 50 60 70 80 90

Polaridad de la solución, adim 74,50 69,00 65,90 63,50 58,00 52,50 47,00 41,50 36,00 30,50

Volumen de solución extractora, mL 600 800 800 600 600 800 800 600 600 600


Volumen del extracto, Ml 486,0 456,0 615,0 439,5 469,0 474,0 470,0 475,0 470,0 479,0

Altura de la espuma, cm 3,3 – 3,9 3,0 - 4,0 4,5 – 4,0 3,3 – 3,9 3,2 – 3,7 2,9 – 2,8 2,6 - 3,1 1,9 – 1,9 2,0 - 2,0 2,1 – 2,0

DESTILACIÓN DE SOLVENTE POLAR

Recuperación de etanol,% 76,80 72,00 65,52 50,67 76,00 75,24 74,00 72,69 67,00 69,16

SECADO

Masa de saponinas, g 2,2639 2,8952 2,9388 2,4579 2,1617 1,7939 1,5853 1,6295 1,6939 1,6729

Rendimiento de las saponinas, % 9,06 11,58 11,76 9,83 8,65 7,18 6,34 6,52 6,78 6,69

69

5.1.2. Resultados del procedimiento para el mucílago

5.1.2.1. Lavado

Tabla 52. Masa de mucílago presente en el fruto

No. No. F

Masa de

frutos

(g)

Masa de

semillas

(g)

Masa de

pericarpos

(g)

Masa de

desperdicios

(g)

Masa de

mucílago

(g)

U10 2 280,2913 93,0712 177,2201 3,7620 6,2380

U18 4 403,6717 147,2405 246,4312 5,2754 4,7246

U13 9 357,3300 114,2000 221,9800 6,9831 14,1669

U12 1 329,7880 101,7285 202,9267 7,6577 17,4751

U21 8 1192,7700 447,6230 719,4167 9,5700 16,1603

U9 7 729,0300 234,6700 441,7000 30,3847 22,2753

5.1.2.2. Evaporación y secado

Tabla 53. Rendimiento de saponinas a partir de muestras decantadas

No.

Volumen de

filtrado

(mL)

Masa del

recipiente

(g)

Masa recipiente

+ saponinas

(g)

Masa de

saponinas

(g)

Rendimiento

(%)

U18 150 6,9357 11,6196 4,6839 99,14

U13 720 7,5413 17,8736 10,3323 72,93

U12 850 7,5727 19,3729 11,8002 67,53

Tabla 54. Rendimiento de saponinas a partir de muestras no decantadas

No.

Volumen de

extracto

(mL)

Masa del

recipiente

(g)

Masa recipiente

+ saponinas

(g)

Masa de

saponinas

(g)

Rendimiento

(%)

U10 50 7,5021 12,8596 5,3576 85,89

U21 82 6,9004 20,2935 13,3931 82,88

U9 130 6,9609 23,8276 16,8667 75,72

70

5.1.3. Resultados generales

5.1.3.1. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base húmeda

Tabla 55. Composición de materia prima alimentada en base húmeda

No. F

Masa de

alimentación

(g)

Masa de

semillas

(g)

Masa de

pericarpo

(g)

Masa de

mucílago

(g)

2 276,5293 93,0712 177,2201 6,2380

4 398,3963 147,2405 246,4312 4,7246

9 350,3469 114,2000 221,9800 14,1669

1 322,1303 101,7285 202,9267 17,4751

8 1183,2000 447,6230 719,4167 16,1603

7 698,6453 234,6700 441,7000 22,2753

Total 3229,2481 1138,5332 2009,6747 81,0402

Tabla 56. Rendimiento de extracto rico en saponinas en base húmeda

No. F

Saponinas

en semillas

Saponinas

en pericarpos

Saponinas

en mucílago

Saponinas

en masa

alimentada

M (g) R (%) M (g) R (%) M (g) R (%) M (g) R (%)

2 9,9255 3,59 3,2400 1,17 5,3576 1,94 18,5231 6,70

4 15,6246 3,92 4,9731 1,25 4,6839 1,18 25,2816 6,35

9 12,3223 3,52 4,0735 1,16 10,3323 2,95 26,7281 7,63

1 9,5675 2,97 3,5967 1,12 11,8002 3,66 24,9643 7,75

8 43,2715 3,66 13,4718 1,14 13,3931 1,13 70,1363 5,93

7 22,9945 3,29 8,5931 1,23 16,8667 2,41 48,4542 6,94

Total 113,7058 3,52 37,9481 1,18 62,4338 1,93 214,0877 6,63

71

5.1.3.2. Rendimientos de extracto rico en saponinas en base seca

Tabla 57. Cantidad de agua presente en semillas y pericarpo

No. F

Masa de agua

en semillas

(g)

Masa de agua

en pericarpos

(g)

2 55,9713 150,9325

4 88,1091 206,0821

9 69,4873 188,9299

1 53,9522 173,7452

8 244,0138 610,1142

7 129,6691 371,9805

Total 641,2028 1701,7844

Tabla 58. Composición de materia prima alimentada en base seca

No. F

Masa de

alimentación

(g)

Masa de

semillas

(g)

Masa de

pericarpos

(g)

Masa de

mucílago

(g)

2 88,4969 55,9713 26,2876 6,2380

4 133,1828 88,1091 40,3491 4,7246

9 116,7043 69,4873 33,0501 14,1669

1 100,6088 53,9522 29,1815 17,4751

8 369,4766 244,0138 109,3025 16,1603

7 221,6639 129,6691 69,7195 22,2753

Total 1030,1333 641,2028 307,8903 81,0402

Tabla 59. Rendimiento de extracto rico en saponinas en base seca

No. F

Saponinas

en semillas

Saponinas

en pericarpo

Saponinas

en mucílago

Saponinas

en masa

alimentada

M (g) R (%) M (g) R (%) M (g) R (%) M (g) R (%)

2 9,9255 11,22 3,2400 3,66 5,3576 6,05 18,5231 20,93

4 15,6246 11,73 4,9731 3,73 4,6839 3,52 25,2816 18,98

9 12,3223 10,56 4,0735 3,49 10,3323 8,85 26,7281 22,90

1 9,5675 9,51 3,5967 3,57 11,8002 11,73 24,9643 24,81

8 43,2715 11,71 13,4718 3,65 13,3931 3,62 70,1363 18,98

7 22,9945 10,37 8,5931 3,88 16,8667 7,61 48,4542 21,86

Total 113,7058 11,04 37,9481 3,68 62,4338 6,06 214,0877 20,78

72




DESENGRASADO



Masa de grasa, g 7,2260 7,0700 7,0600 6,7039 5,5227 5,4035 7,3203 6,0481 6,1718

Porcentaje de grasa, % 28,90 28,28 28,24 26,82 22,09 21,61 29,28 24,19 24,69


Volumen de solvente destilado, mL 140 140 136 141 124 137 171 168 150

Porcentaje de recuperación, % 70,00 70,00 68,00 70,50 62,00 68,50 85,50 84,00 75,00

EXTRACCIÓN

Solvente polar EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH EtOH

Concentración del etanol, % 25,64 25,64 25,64 25,64 25,64 25,64 25,64 25,64 25,64


Volumen de etanol usado, mL 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42


pH del extracto, adim 6,14 6,08 6,04 5,88 6,23 5,99 6,00 6,07 5,96


Volumen de etanol destilado, mL 39 41 43 35,0 33,0 39,0 45,00 28,00 21,00

Porcentaje de recuperación, % 73,01 76,75 80,49 65,52 61,77 73,01 84,24 52,41 39,31

SECADO

Masa de saponinas, g 1,0976 1,0313 1,2793 1,9855 1,7481 1,5872 1,5073 1,6128 1,6212

Rendimiento de las saponinas, % 4,39 4,13 5,12 7,94 6,99 6,35 6,03 6,45 6,48

73



Masa del cartucho, g 28,1597 28,0404 28,1151 28,3453 28,1301 28,2587 28,2628 28,1596 28,2606

DESENGRASADO

Solvente apolar MTBE EP MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE MTBE

Volumen de solución, Ml 200 200 200 200 200 200 200 200 200



Masa de grasa, g 6,1072 6,1573 6,3059 6,0667 5,8296 5,9591 5,6695 6,2147 5,8006

Porcentaje de grasa, % 24,43 24,63 25,22 24,27 23,32 23,84 22,68 24,86 23,20


Volumen de MTBE destilado, mL 138 140 154 111 137 143 142 159 146

Recuperación de MTBE, % 69,00 70,00 77,00 55,50 68,50 71,50 71,00 79,50 73,00

EXTRACCIÓN

Solvente polar MeOH MeOH MeOH MeOH MeOH MeOH MeOH MeOH MeOH

Concentración del metanol, % 30 30 30 30 30 30 30 30 30


Volumen de metanol usado, mL 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42 53,42


DESTILACIÓN DE METANOL

Volumen de metanol destilado, mL 41 44 43 42,0 35,0 37,0 34,00 32,00 35,00

Recuperación de metanol, % 76,75 82,37 80,49 78,62 65,52 69,26 63,65 59,90 65,52

SECADO

Masa de saponinas, g 1,5533 1,6309 1,6160 1,7644 1,8568 1,8988 1,9425 2,0384 1,9624

Rendimiento de las saponinas, % 6,21 6,52 6,46 7,06 7,43 7,60 7,77 8,15 7,85

74

Gráfico 2. Selección de la temperatura de extracción

Gráfico 3. Selección del tiempo para la extracción

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

7,0A

ltu

ra d

e la

esp

um

a,

cm

Número de ensayo

Altura de espuma - Temperatura

T1

T2

111 112 113 211 212 213 121 122 123 221 222 223

131 132 133 231 232 233

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

Alt

ura

de

la e

spu

ma,

cm

Número de ensayo

Altura de espuma - tiempo

t1

t2

t3

75


Tabla 62. Análisis fitoquímico correspondiente a las muestras de las pruebas preliminares

No.

AL

CA

LO

IDE

S

CO

UM

AR

INA

S

QU

INO

NA

S

TR

ITE

RP

EN

OS

Y

ES

TE

RO

IDE

S

AZ

ÚC

AR

ES

RE

DU

CT

OR

ES

SA

PO

NIN

AS

CO

MP

UE

ST

OS

FE

NÓ

LIC

OS

Y

/O

TA

NIN

OS

AM

INO

ÁC

IDO

S

LIB

RE

S

FL

AV

ON

OID

ES

GL

ICÓ

SID

OS

CA

RD

IOT

ÓN

ICO

S

AN

TO

CIA

NIN

AS

P1 +++ - - ++ +++ + +++ +++ - - -

P2 ++ - - +++ +++ + +++ +++ - - -

P3 ++ - - ++ + + ++ +++ - - -

S4 ++ - - ++ ++ +++ +++ +++ - - -

S5 + - - +++ ++ +++ ++ +++ - - -

S6 +++ - - +++ +++ +++ +++ +++ - - -

S7 +++ - - +++ ++ +++ +++ +++ - - -

S8 +++ - - ++ +++ +++ +++ +++ - - -

U9 ++ - - +++ ++ +++ +++ +++ - - -

U10 +++ - - +++ +++ +++ +++ +++ - - -

P11 +++ - - +++ +++ +++ +++ +++ - - -

U12 +++ - - +++ +++ +++ ++ +++ - - -

U13 +++ - - ++ + + ++ +++ - - -

S14 +++ - - +++ +++ +++ ++ +++ - - -

S15 +++ - - ++ +++ +++ +++ +++ - - -

S16 +++ - - ++ +++ +++ +++ +++ - - -

S17 +++ - - ++ ++ +++ +++ +++ - - -

U18 +++ - - +++ +++ +++ +++ +++ - - -

S19 +++ - - +++ +++ +++ +++ +++ - - -

S20 ++ - - +++ +++ ++ +++ +++ - - -

U21 +++ - - +++ +++ ++ +++ +++ - - -

S22 +++ - - +++ ++ +++ ++ +++ - - -

S23 +++ - - ++ ++ + +++ +++ - - -

S24 +++ - - ++ + +++ +++ +++ - - -

S25 +++ - - +++ +++ +++ +++ +++ - - -

S26 ++ - - ++ ++ +++ +++ +++ - - -

S27 ++ - - ++ + ++ ++ +++ - - -

Fuente: Dra. Lourdes Cuadrado, Andrea Méndez

76

Tabla 63. Caracterización general de los extractos ricos en saponinas

Muestra Aspecto pH Precipitación Solubilidad

semilla Extracto blando

(semi-sólido) de

color ámbar

Ácido

5,30 - 6,60

Durante el secado se

tiene un precipitado

café claro.

Elevada: agua, etanol,

metanol

Mediana: ácido acético

Nula: hexano, cloroformo,

benceno

pericarpo

mucílago

5.3.1. Determinación del contenido de saponinas mediante el Método Espumoso

Tabla 64. Cantidad de saponinas a T1

No. Saponinas

(%)

Saponinas/ peso

(mg/g)

Formación

de espuma

E111 19,64 196,3929 +

E112 22,30 22,9978 +

E113 22,94 229,3754 ++

E121 18,65 186,5346 ++

E122 19,03 190,3161 ++

E123 26,45 264,4825 +++

E131 21,47 214,6553 ++

E132 22,45 224,5040 ++

E133 25,59 255,8870 +++

Tabla 65. Cantidad de saponinas a T2

No. Saponinas

(%)

Saponinas/ peso

(mg/g)

Formación

de espuma

E211 27,38 273,8039 +++

E212 34,47 344,7097 +++

E213 25,32 253,1506 +++

E221 30,22 302,1717 +++

E222 27,68 276,7670 +++

E223 28,39 283,9343 +++

E231 23,80 237,9606 +++

E232 22,75 227,4641 +++

E233 21,07 210,7411 +++

77

5.3.2. Determinación del contenido de saponinas mediante HPLC

Tabla 66. Concentración de saponinas

No.

Concentración (ppm)

Concentración (%)

E221 46497 4,65

E121 39583 3,96

E122 65700 6,57

E223 44611 4,46


Tabla 67. Evaluación de la tensión superficial

No.

Reducción

de la

tensión (%)

No.

Reducción

de la tensión

(%)

E111 28,7 E211 35,3

E112 25,7 E212 38,0

E113 26,5 E213 33,7

E121 33,9 E221 36,8

E122 42,5 E222 33,0

E123 35,3 E223 35,6

E131 36,3 E231 30,2

E132 38,7 E232 35,0

E133 34,3 E233 35,8

78

Gráfico 4. Tensión superficial de los extractos

Gráfico 5. Tensión superficial del agua destilada y soluciones surfactantes

111 112 113 121 122 123 131 132 133

211 212 213 221 222 223 231 232 233

0

10

20

30

40

50

60

70

Ten

sió

n s

up

erfi

cia

l, m

N/m

Número de ensayo

Tensión superficial de las soluciones de extracto

0

10

20

30

40

50

60

70

Agua destilada Tween 20 Tween 80 Extracto

etanólico

Extracto

metanólico

Ten

sión

Su

perfi

cia

l, m

N/m

Solvente y soluciones

Tensión Superficial - Soluciones surfactantes

79


5.5.1. Análisis para masa de extracto rico en saponinas

Tabla 68. Análisis de Varianza para extracto rico en saponinas

Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P

EFECTOS PRINCIPALES

A:Tiempo 0,726972 2 0,363486 31,31 0,0000

B:Temperatura 0,433443 1 0,433443 37,34 0,0001

INTERACCIONES

AB 0,136916 2 0,0684578 5,90 0,0165

RESIDUOS 0,139296 12 0,011608

TOTAL (CORREGIDO) 1,43663 17

Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual

NOTA: Se procesan los datos en el programa STATGRAPHICS Centurion aplicándose el

Método ANOVA Multifactorial con un nivel de significancia α = 0,05.

5.5.1.1. Reglas de decisión para el Análisis de los tiempos de extracción

Ho: Las medias poblacionales de los tiempos de extracción son iguales.

H1: No todas las medias poblacionales de los tiempos son iguales.

Ho: El valor de probabilidad debe ser mayor al nivel de significancia.

H1: El valor de probabilidad debe ser menor al nivel de significancia.

5.5.1.2. Reglas de decisión para el Análisis de temperaturas de extracción.

Ho: las medias poblacionales de las temperaturas de extracción son iguales.

H1: No todas las medias poblacionales las temperaturas de extracción son iguales.

Ho: el valor de probabilidad debe ser mayor al nivel de significancia.

H1: el valor de probabilidad debe ser menor al nivel de significancia.

5.5.1.3. Reglas de decisión para el Análisis de Interacción AB

Ho: No hay interacción.

H1: Si hay interacción.



80

Tabla 69. Comparación de la razón F para ANOVA de extracto rico en saponinas

Factor/Interacción Fcalculado Comparación Fcrítico Decisión

A 31,31 > 3,89 Se acepta H1

B 37,34 > 4,75 Se acepta H1

AB 5,9 > 3,89 Se acepta H1

Tabla 70. Comparación del Valor de Probabilidad para ANOVA de extracto rico en saponinas

Factor/Interacción Vprobabilidad Comparación Nivel de

significancia Decisión

A 0,0000 < 0,05 Se acepta H1

B 0,0001 < 0,05 Se acepta H1

AB 0,0165 < 0,05 Se acepta H1

Tabla 71. Pruebas de Múltiples rangos para extracto rico en saponinas por tiempo

Método: 95,0 porcentaje LSD

Tiempo Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos

t1 6 1,36807 0,0439848 X

t3 6 1,78077 0,0439848 X

t2 6 1,8068 0,0439848 X

Contraste Sig. Diferencia +/- Límites

t1 - t2 * -0,438733 0,135531

t1 - t3 * -0,4127 0,135531

t2 - t3 0,0260333 0,135531

* indica una diferencia significativa.

Tabla 72. Comparación de Medias para rangos de extracto rico en saponinas por tiempo

Media t1 Comparación Media t3 Comparación Media t2 Decisión

1,40607 < 1,78077 < 1,80680 Se acepta t2

Tabla 73. Comparación de Diferencias para rangos de extracto rico en saponinas por tiempo

ti-tf Decisión

-0,4387 Ambos son significativos


0,0260 Se acepta t2 y t3

81

Gráfico 6. Selección del tiempo para extracto rico en saponinas

Tabla 74. Pruebas de Múltiples rangos de extracto rico en saponinas por temperatura


Temperatura Casos Media Grupos Homogéneos

T1 9 1,4967 X

T2 9 1,80706 X


T1 - T2 * -0,310356 0,250231


Tabla 75. Comparación de Medias para rangos de extracto de saponinas por temperatura

Media T1 Comparación Media T2 Decisión

1,4967 < 1,80706 Se acepta T2

Tabla 76. Comparación de Diferencias para rangos de extracto de saponinas por temperatura

T1-T2 Decisión


82

Gráfico 7. Selección de la temperatura para extracto rico en saponinas

5.5.2. Análisis para la tensión superficial de las soluciones de los extractos.

Tabla 77. Análisis de Varianza para tensión superficial

Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P

EFECTOS PRINCIPALES

A:Tiempo 38,3211 2 19,1606 4,96 0,0269

B:Temperatura 3,645 1 3,645 0,94 0,3504

INTERACCIONES

AB 61,0033 2 30,5017 7,90 0,0065

RESIDUOS 46,3267 12 3,86056

TOTAL (CORREGIDO) 149,296 17

Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual

NOTA: Se procesan los datos en el programa STATGRAPHICS Centurion aplicándose el

Método ANOVA Multifactorial con un nivel de significancia α=0,05.

83

5.5.2.1. Reglas de decisión para el Análisis de los tiempos de extracción

Ho: Las medias poblacionales de los tiempos de extracción son iguales.

H1: No todas las medias poblacionales de los tiempos son iguales.

Ho: El valor de probabilidad debe ser mayor al nivel de significancia.

H1: El valor de probabilidad debe ser menor al nivel de significancia.

5.5.2.2. Reglas de decisión para el Análisis de temperaturas de extracción

Ho: las medias poblacionales de las temperaturas de extracción son iguales.

H1: No todas las medias poblacionales las temperaturas de extracción son iguales.



5.5.2.3. Reglas de decisión para el Análisis de Interacción AB

Ho: No hay interacción.

H1: Si hay interacción.



Tabla 78. Comparación de la razón F para ANOVA de la tensión superficial

Factor/Interacción Fcalculado Comparación Fcrítico Decisión

A 4,96 > 3,89 Se acepta H1

B 0,94 < 4,75 Se acepta Ho

AB 7,90 > 3,89 Se acepta H1

Tabla 79. Comparación del Valor de Probabilidad para ANOVA de la tensión superficial

Factor/Interacción Vprobabilidad Comparación Nivel de

significancia Decisión

A 0,0269 < 0,05 Se acepta H1

B 0,3504 > 0,05 Se acepta Ho

AB 0,0065 < 0,05 Se acepta H1

84

Gráfico 8. Interacción AB para la tensión superficial

Tabla 80. Pruebas de Múltiples rangos para la tensión superficial por tiempo


Tiempo Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos

t2 6 44,8667 0,802138 X

t3 6 45,6667 0,802138 X

t1 6 48,2833 0,802138 X


t1 - t2 * 3,41667 2,47164

t1 - t3 * 2,61667 2,47164

t2 - t3 -0,8 2,47164


Tabla 81. Comparación de Medias para rangos de la tensión superficial por tiempo

Media t2 Comparación Media t3 Comparación Media t1 Decisión

44,8667 < 45,6667 < 48,2833 Se acepta t2

85

Tabla 82. Comparación de Diferencias para rangos de la tensión superficial por tiempo

ti-tf Decisión

3,4166 Ambos son significativos

2,6166 Ambos son significativos

-0,8 Se acepta t2 y t3

Gráfico 9. Selección del tiempo de extracción para la tensión superficial

86

6. DISCUSIÓN

En la Tabla 18 de selección del método de extracción, se observa para la Extracción Directa

a reflujo una masa de extracto de 1,9728 g y para la Extracción Soxhlet una masa de 3,5678

g, teniéndose los rendimientos calculados de 7,89% y 14,27% respectivamente. La

Extracción directa a reflujo es menos eficiente, ya que tiene como desventaja que al ser un

método de contacto directo (solvente-materia prima), el extracto presenta más impurezas por

el acarreo de otros compuestos pertenecientes al refinado que le dan una consistencia

pastosa; por lo que se hace necesaria la ejecución de filtraciones repetitivas o

ultrafiltraciones para la eliminación de dichas impurezas.

En la Tabla 19, se tiene los resultados de la extracción de la materia prima molida a

diferentes tamaños de partícula; donde para un tamaño de 2 mm se tiene una masa de

extracto de 0,3928 g, seguido de 1,3386 g para un tamaño de 1 mm, reflejándose el mejor

valor de 2,2639 g para un tamaño de 0,25 mm; siendo los rendimientos calculados de 1,57;

5,35 y del 9,06% respectivamente.

En la Tabla 10, se tiene que las semillas de Solanum marginatum presentan una composición

porcentual en base húmeda de 30-40 % menor que la del pericarpo de 60-66 %, en la Tabla

11 se muestra la composición porcentual de las semillas en base seca de 64-74 % mayor que

la del pericarpo de 26-36 %; lo que se debe a que la humedad de las semillas de 37-47 % es

menor que la del pericarpo de 83-86 % como se indica en la Tabla 45.

En la Tabla 21, se presentan los resultados del Método Espumoso evaluándose una mayor

presencia de saponinas en los extractos de las semillas. En la Tabla 22 de selección de la

materia prima, se tiene la mayor masa de extracto a partir de las semillas de 4,4333 g,

seguido de la masa de extracto a partir de pericarpo se 3,0813 g; obteniendo así que los

rendimientos calculados son del 17,73 y 12,33% respectivamente. Por estas razones, las

semillas son seleccionadas como materia prima para la obtención de los extractos ricos en

saponina correspondientes al Análisis estadístico.

87

En la Tabla 22, se muestran las masas de extracto obtenidas a partir de las semillas y

pericarpo usando diferentes solventes de extracción a una determinada concentración. Al

emplearse la disolución de metanol-agua a una concentración del 30% v/v, con una polaridad

de 65,9 se tienen los mejores resultados, una masa de 4,4333 g para los extractos a partir de

las semillas y de 3,0813 g para extractos a partir del pericarpo. Se determina el orden de

preferencia de los solventes, siendo así que para los extractos a partir de las semillas se tiene:

metanol, etanol y agua destilada; mientras que para los extractos a partir de pericarpo se

tiene: metanol, agua destilada y etanol.

En la Tabla 51, se evalúa la polaridad de la disolución etanol-agua a diferentes

concentraciones, calculándose el rendimiento más alto del 11,76% correspondiente a una

masa de extracto de 2,9388 g para una concentración del 25,64% v/v de la solución etanol-

agua, con una polaridad de 65,9. Se considera muy importante el estudio de la extracción con

etanol como solvente de extracción; ya que es menos tóxico que el etanol; pudiendo ser un

factor de selección a aplicarse en Industrias que requieran un mayor control.

Mediante la Tabla 22 de selección preliminar de los solventes de extracción, se aprecia que

los mejores resultados son los obtenidos con metanol; mientras que el agua destilada y etanol

tienen un efecto similar; aunque se prefiere no emplear agua destilada para evitarse

dificultades en el proceso por la tendencia que tienen las saponinas en la formación de

espuma y en el requerimiento de mayor tiempo para la etapa de concentración del extracto.

Mediante el Gráfico 2 se visualizan que las mayores alturas de espuma formada

corresponden a los extractos metanólicos, reportándose el valor más alto de 5,8 cm. Se

emplea la temperatura T2 (76,6°C), que puede ser tomada como un valor referencial para la

temperatura óptima de extracción; lo cual difiere de la teoría de Extracción que fundamenta

que a mayor temperatura mayor cantidad de extracto, debiéndose esto a que el solvente

usado alcanza más rápidamente su temperatura de ebullición produciéndose mayor número

de sifonamientos como se comprueba en las Tablas 36 y 37.

En el Gráfico 3 y la Tabla 38, se observan los resultados del Método Espumoso, en la

mayoría de los casos la mayor altura de espuma formada corresponde al tiempo de

extracción t2 (8 horas), reportándose el valor más alto de 5,8 cm; pudiendo tomarse como un

valor referencial para el tiempo óptimo de extracción o como un parámetro del agotamiento

progresivo del soluto presente en el cartucho.

88

En la Tabla 57, se observa que los resultados de los ensayos para flavonoides y antocianinas

en los extractos de la planta Solanum marginatum son negativos; esto se debe a que dichos

compuestos son termolábiles, por lo que se degradan cuando son expuestos a temperaturas

altas.

Para el Análisis Estadístico de saponinas se analizan los Gráficos 6 y 7, teniéndose que el

mejor resultado es el reportado a las condiciones T2 (76,6 °C) y t2 (8 h) obteniéndose una

masa de 1,8988 g de extracto rico en saponinas/ 25 g de semillas tratadas como se reporta en

la Tabla 38; mientras que en el Análisis estadístico de tensión superficial no se puede

diferenciarse el tipo de solvente que influye mayoritariamente en la reducción de la tensión

superficial, ya que se observa en el Gráfico 9 que no existen diferencias significativas entre

las temperaturas empleadas.

En la Tabla 43, se muestran los valores de tensión superficial para las soluciones de los

extractos finales equivalentes a 1g extracto rico en saponinas/ 60 mL de solución, los

mismos que difieren, ya que las cantidades de saponinas presentes en las muestras no son las

mismas; por lo tanto las muestras más concentradas reportan un menor valor de tensión

superficial como se muestra en la Tabla 62. Esto a su vez se respalda en que la presencia de

saponinas en una misma planta varía; ya que la materia vegetal no presenta igual

composición orgánica en todas sus partes, pudiendo también atribuirse a otros factores como

son: la ubicación geográfica y edad de la planta.

En la Tabla 39, se visualizan los tiempos de retención de las muestras que son cercanos a los

valores de tiempo de retención del estándar empleado. Calculándose el tiempo de retención

promedio se obtiene 1,876 min para las muestras, y el tiempo promedio de retención 1,918

min para el estándar.

En el Anexo J, se presenta el respectivo cromatograma para la muestra analizada, en el que

se observa la presencia de un solo pico; determinándose que los factores aplicados para la

cuantificación mediante HPLC-PDA, tales como: la fase móvil acetonitrilo-agua (60:40), la

columna de silicagel C18 de 10 cm y la longitud de onda de detección empleada a 204 nm

son claves en la determinación del producto, Ácido Oleanoléico.

89

7. CONCLUSIONES

La Extracción mediante Soxhlet es el mejor método para el enriquecimiento de saponinas a

partir de las semillas y pericarpo del fruto de Solanum marginatum.

Se determina que las semillas son la parte del fruto de Solanum marginatum que mediante

Extracción Soxhlet permiten la obtención de mayor cantidad de Saponinas alcanzándose un

rendimiento del 17,73%.

Para la extracción de saponinas de la planta Solanum marginatum, se establece para la

materia prima el mejor tamaño de partícula de 0,25 mm consiguiéndose un rendimiento de

hasta 9,06%.

El Ensayo de Liebermann-Buchard confirma la presencia de Saponinas Triterpénicas y/o

Esteroidales en los extractos de Solanum marginatum.

El Análisis estadístico en Statgraphics con ANOVA, determina que las mejores condiciones

para la obtención de saponinas son: temperatura óptima de extracción T2 de 76,6 °C y un

tiempo óptimo t2 de 8 horas, obteniéndose una masa de 1,8988 g de extracto rico en

saponinas/ 25 g de semillas tratadas con un rendimiento del 7,60%.

De acuerdo con el Análisis estadístico en Statgraphics con ANOVA para la obtención de

saponinas, la mejor condición de temperatura es T2 de 76,6 °C, concluyéndose que el mejor

solvente de extracción es el metanol.

El Análisis estadístico en Statgraphics con ANOVA revela que la mejor condición de

operación para la tensión superficial es el tiempo de extracción t2 de 8 horas, teniéndose

para la solución de extracto rico en saponinas, el valor de tensión superficial más bajo de

40,4 mN/m.

90

El Análisis de tensiometría, comprueba el poder surfactante de las saponinas con una

reducción de la tensión superficial del agua destilada de hasta un 42,5% cercano a los valores

de reducción de la tensión superficial de las soluciones comerciales de Tween 20 y Tween

80 del 42,82% y 38,98% respectivamente.

Se concluye que la Cromatografía Líquida de Alta Resolución (HPLC-PDA) es la técnica

más exacta para la cuantificación de saponinas.

Mediante Cromatografía Líquida de Alta Resolución (HPLC-PDA), se determinó que los

extractos de la planta Solanum marginatum contienen la Saponina Triterpénica: Ácido

Oleanoléico.

La muestra E122 presenta la concentración más alta de Ácido Oleanoléico con un 6,57%.

91

8. RECOMENDACIONES

Generalmente una planta puede contener varios tipos de saponinas, motivo por lo cual para

la elucidación de las mismas en Solanum marginatum se recomienda incluir otro tipo de

técnicas analíticas, tales como: Resonancia Magnética Nuclear (HRMN), Espectrometría de

Masas y Cromatografía Líquida con detector de Espectrometría de Masas (HPLC-MS).

Se recomienda la ejecución de un Estudio de Factibilidad del presente trabajo,

implementando la optimización de las variables que intervienen en todas las etapas del

proceso pudiendo así llevar los datos de laboratorio a la construcción de una planta piloto;

constituyéndose en un futuro en una microempresa que genere fuentes de empleo para la

sociedad y el máximo de ingresos para sus propietarios.

92

CITAS BIBLIOGRÁFICAS

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99

ANEXOS

100

Anexo A. Granulometría de las semillas de Solanum marginatum

102

Anexo B. Granulometría de pericarpos de Solanum marginatum

104

Anexo C. Procedimiento para semillas y pericarpos

Figura C.1. Recolección de la materia prima Figura C.2. Pesaje del fruto

Figura C.3. Secado de la materia prima Figura C.4. Semillas secas

105

Figura C.5. Armado del Molino ZM-200 Figura C.6. Materia prima molida

Figura C.7. Almacenamiento Figura C.8. Pesaje del

de materia prima seca cartucho de extracción

106

Figura C.9. Destilación del solvente Figura C.10. Desengrasado de la

apolar muestra

Figura C.11. Extracción Soxhlet Figura C.12. Etiquetado de los

con solvente polar extractos

107

Figura C.13. Recuperación del solvente polar

Figura C.14. Filtración Figura C.15. Filtración usando la bomba de vacío

108

Figura C.16. Evaporación Figura C.17. Obtención del extracto

del extracto destilado concentrado

Figura C.18. Secado de los extractos concentrados Figura C.19. Extracto

rico en saponinas

109

Anexo D. Procedimiento para mucílago

Figura D.1. Pesaje de las semillas Figura D.2. Lavado de las semillas

Figura D.3. Filtración del agua de lavado Figura D.4. Almacenamiento

110

Figura D.5. Filtración Figura D.6. Decantación

Figura D.7. Desengrasado de la solución Figura D.8. Recuperación

del solvente apolar

111

Figura D.9. Extracto decantado Figura D.10. Concentración del extracto

Figura D.11. Extracto seco Figura D.12. Extracto rico en saponinas

112

Anexo E. Constante dieléctrica de diferentes componentes

Fuente: The Pharmaceutics and Compounding Laboratory (UNC). Solute and Solvent

Structure/Polarity. Pharmaceutical Care Laboratory sequence at the UNC Eshelman School of

Pharmacy. 2015 [Fecha de consulta: 14 de mayo de 2015]. Disponible en:

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http://pharmlabs.unc.edu/labs/solubility/structure.htm

113

Anexo F. Análisis fitoquímicos

Figura F.1. Ensayo para Aminoácidos libres

Figura F.2. Ensayo para Fenoles y Taninos

Figura F.3. Ensayo para Alcaloides

114

Figura F.4. Ensayo para Azúcares reductores

Figura F.5. Ensayo para Triterpenos y Esteroides

Figura F.6. Ensayo para Saponinas

115

Anexo G. Determinación de saponinas mediante la Norma NTE INEN 1672

Fuente: INSTITUTO ECUATORIANO DE NORMALIZACIÓN (INEN). Quinua.

Determinación del contenido de saponinas por medio del Método Espumoso (Método de rutina).

NTE INEN 1672. 1988. [Fecha de consulta: 20 de junio de 2015].

116

Anexo H. Análisis de tensiometría

Figura H.19. Dilución de los extractos

Anexo I

Figura H.2. Extractos codificados Figura H.3. Medición de la tensión superficial

117

Anexo J. Cuantificación de saponinas

Figura J.1. Preparación de estándares Figura J.2. Preparación de muestras

de saponinas Quillaja bark de saponinas Solanum marginatum

Figura J.3. Preparación del equipo HPLC-PDA e introducción del método

118

Anexo K. Cuantificación en HPLC de estándares de saponina Quillaja bark


119

Figura K.1. Cromatograma del estándar de saponinas de Quillaja Bark

120

Anexo L. Cuantificación en HPLC de extractos ricos en saponinas de Solanum

marginatum


121

Figura L.1. Cromatograma del extracto rico en saponinas E221

122


123


124


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