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UNIVERSIDAD DE CHILE Facultad de Ciencias Químicas y Farmacéuticas
Departamento de Ciencia de los Alimentos y Tecnología Química
PROFESOR PATROCINANTE Jaime Ortiz Viedma
Departamento de Ciencia de los
Alimentos y Tecnología Química
Universidad de Chile.
DIRECTOR Jaime Ortiz Viedma
Departamento de Ciencia de los
Alimentos y Tecnología Química
Universidad de Chile.
PROPIEDADES ANTIOXIDANTES Y FUNCIONALES DE CINCO ALGAS CHILENAS
SOBRE LA CALIDAD DE PASTA DE SALMÓN
MEMORIA PARA OPTAR AL TITULO DE INGENIERO EN ALIMENTOS
DANIELA PATRICIA GARRIDO FERRARI ROMINA ALEJANDRA PARADA VALENZUELA
Santiago-Chile 2008
ii
“Nuestra recompensa se encuentra en el esfuerzo y no en el resultado.
Un esfuerzo total es una victoria completa”
(Mahatma Gandhi).
iii
AGRADECIMIENTOS
Son tantas las personas a quienes debo agradecer, en esta etapa final, que se hace
imposible nombrarlas a todas. Especialmente dedico todos estos años de esfuerzo a
mi familia por estar siempre a mi lado ayudándome y aconsejándome en todo
momento, por darme la fuerza para ser quien soy, gracias a esto pude afrontar de una
mejor manera todos los desafíos.
A Pablo, por estar siempre a mi lado apoyándome, ayudándome y que, gracias a su
amor, he podido llevar a cabo mis objetivos durante estos años de estudio.
A todos mis amigos más cercanos, a Arturo por su amistad, enseñanza y compañía
en las jornadas de trabajo, a mis amigos de cuatro patas por su apoyo incondicional y
simpatía en las largas noches de estudio.
A mi gran compañera de tesis Daniela, que largo veíamos el camino, pero llegamos
¡¡Por fin!!
Romina Parada
A mis padres y familia por su apoyo incondicional, comprensión, paciencia y todo su
cariño a lo largo de toda mi carrera.
A mi hijo Julián por su comprensión, apoyo y amor incondicional.
Agradezco a mis compañeros y amigos por toda su ayuda y amistad entregada en
estos años de universidad, en especial a mis amigas Katty, Marlene, Paula y Pamela
por su compañía y cariño en estos años de estudio.
A Romina, mi gran compañera de estudios y de tesis, con la cual formamos una
gran dupla.
¡Gracias totales!
Daniela Garrido
iv
Al Prof. Jaime Ortiz, muchas gracias por enseñarnos, alentarnos y apoyarnos
durante todo el tiempo que duró esta investigación; por toda su dedicación y
preocupación brindada.
Al Prof. José Romero por su apoyo y enseñanza en todo momento, especialmente
en la etapa inicial de esta investigación.
A las personas que trabajan en la Facultad de Química y Farmacia de la U. de Chile,
en especial a Juan Carlos, Don Javier y Don Carlos por su colaboración, disposición y
ayuda brindada.
Y en definitiva a todos quienes cumplieron un rol importante en nuestra formación
profesional. Muchas gracias.
v
ÍNDICE GENERAL
DEDICATORIA………………………………………………………………………………….ii
AGRADECIMIENTOS………………………………………………………………………….iii
ÍNDICE GENERAL……………………………………………………………………………...v
ÍNDICE DE TABLAS………………………………………………………………………….viii
ÍNDICE DE FIGURAS………………………………………………………………………....ix
RESUMEN…………………………………………………………………………………….. .xi
SUMMARY………………………………………………………………………………….....xiii
1. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………1 1.1 Marco teórico…………………………………………………………………3
1.1.1 Generalidades de las algas………………………………………………....3
1.1.2 Antecedentes específicos…………………………………………………...3
1.1.3 Antecedentes de las algas utilizadas en este estudio………………… 5
1.1.3.1 ALGAS RODOFÍCEAS……………………………………………....5
1.1.3.2 ALGAS FEOFÍCEAS…………………………………………………7
1.1.3.3 ALGAS CLOROFÍCEAS……………………………………………..8
1.1.4 Antioxidantes………………………………………………………………….9
1.1.4.1 Antioxidantes naturales…………………………………………….10
1.1.4.1.1 Polifenoles …...................................................................10
1.1.4.2.1 Tocoferoles…………………………………………………..12
1.1.4.2 Capacidad antioxidante……………………………………….......13
2. HIPÓTESIS DE TRABAJO………………………………………………………….16
2.1 Objetivo general…………………………………………………………16
2.2 Objetivos específicos……………………………………………...........16
3. MATERIALES Y METODOLOGÍA………………………………………………….17
3.1 Materiales y equipos…………………………………………………………17
3.2 Metodología…………………………………………………………………...17
3.2.1 Diseño experimental…………………………………………………… …17
3.2.2 Métodos……..…………………………………………………………......17
3.2.2.1 Preparación de extractos…………………………………........17
vi
3.2.2.2 Polifenoles totales: Índice de Folin -Ciocalteus…………...…18
3.2.2.3 Capacidad capturadora de radicales libres: Ensayo de
decoloración de DPPH………………………………………....18
3.2.2.4 Preparación pasta de salmón con adición de extractos de
algas……………………………………………………………...18
3.2.2.5 Extracción de materia grasa……………………………….…..19
3.2.2.6 Oxidación lipídica: Índice de Peróxidos (IP) ………………...19
3.2.2.7 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)… ………………...19
3.2.2.8 Tocoferoles………………………………………….…………..20
3.2.2.9 Astaxantina…………….…………………………………….….20
3.2.2.10 Determinación de estabilidad oxidativa de materias grasas
……………………………………………………………………21
3.2.2.11 Análisis Físicos…………….……………………………………21
3.2.2.11.1 Color por equipo Hunter-Labscan.…………………..21
3.2.2.11.2 Análisis textural: Gelificación de proteínas del
salmón…………………………………………………22
3.2.2.12 Análisis estadísticos………………………………….…………23
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES………………………………………………….24
4.1 Caracterización de los extractos de algas……………………………………..24
4.1.1 Polifenoles totales: Método de Folin-Ciocalteau………………..……….24
4.1.2 Capacidad capturadora de radicales libres: Ensayo de decoloración de
DPPH………………………………………………………………………..26
4.2 Efecto protector de los extractos de algas en la oxidación de pasta de
salmón……………………………………………….…………………………….29
4.2.1 Índice de Peróxidos (IP)……………………..……………………………...29
4.2.2 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)…………………..……………..31
4.2.2.1 Índice de Polieno (PI)………...………………………………………31
4.2.2.2 Proporción de ácidos grasos EPA y DHA………………………….32
4.2.3 Tocoferoles…………………………………………………………….......... 34
4.2.4 Astaxantina……………………………………………………………………38
4.2.5 Color………………………………………………………………................ 39
vii
4.3 Efecto en la textura de pasta de salmón por la adición de algas secas en
polvo……………………………………………………………………………….43
4.4 Efecto protector de los extractos de algas en aceite de salmón y
CANOLA…………………………………………………………………………..46
4.4.1 Determinación de estabilidad termooxidativa………………………........46
4.4.2 Índice de Peróxidos (IP)……….…………………………………….……...49
5. CONCLUSIONES…………………………………………………………….……....51
6. BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………….……...52
ANEXOS………………………………..…………………………………….CD-ROM adjunto
ANEXO ANÁLISIS ESTADÍSTICOS………………………………….......CD-ROM adjunto
viii
ÍNDICE DE TABLAS Tabla N° 1: Concentración de polifenoles obtenida para cada extracto de alga….....24
Tabla N° 2: Valores IC50 para cada extracto metanólico……………………………....27
Tabla N° 3: Valores para el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de salmón
con adición de los diferentes extractos de algas…………………………………………46
ix
ÍNDICE DE FIGURAS Figura N° 1: Alga Gracilaria chilensis …………………………………………………... .5
Figura N° 2: Alga Rhodymeniacorallina....................................................................... . 6
Figura N° 3: Alga Porphyra columbina…………………………………………………......7
Figura N° 4: Alga Durvillaea Antarctica…………………………………………………......7
Figura N° 5: Alga Ulva lactuca…………………………………………………………...... 8
Figura N° 6: Estructura química de los tocoferoles.…………………………………… .12
Figura N° 7: Porcentaje de decoloración de DPPH para cada extracto analizado……26
Figura N° 8: Comparación de IC50 entre diferente algas………………………………..28
Figura N° 9: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos
(IP) en pasta de salmón…………………………………………………………………...... 29
Figura N° 10: Variación del Índice de Polieno (EPA + DHA / 16:0) en pastas de salmón
con adición de extractos de algas………………………………………………………….. 31
Figura Nº 11: Composición porcentual de los ácidos grasos EPA y DHA en pastas de
salmón con adición de extractos de algas.………………………………………………... 33
Figura Nº 12: Contenido de tocoferol alfa en pastas de salmón con adición de
extractos de algas……………………………………………………………………….........35
Figura N° 13: Contenido tocoferol gamma en pastas de salmón con adición de
extractos de algas……………………………………………………………………………. 36
Figura N° 14: Contenido tocoferol delta en pastas de salmón con adición de extractos
de algas………………………………………………………………………………………...37
Figura N° 15: Concentración de astaxantina para las diferentes pastas de salmón con
adición de extractos de algas……...…………………………………………………….......38
Figura N° 16: Sistema CIELAB de ordenamiento de color…………………………........40
Figura N° 17: Muestra la luminosidad (L*) en función del tiempo para muestras de
pastas de salmón adicionadas con extractos de algas……………………....................40
Figura N° 18: Muestra el tono rojo (a*) en función del tiempo para muestras de pastas
de salmón adicionadas con extractos de algas……………………………....................41
Figura N° 19: Muestra el tono amarillo (b*) en función del tiempo para muestras de
pastas de salmón adicionadas con extractos de algas…..………………………………42
x
Figura N° 20: Fuerza máxima (N) obtenida para geles cilíndricos de pasta de salmón
con algas secas en polvo…………………………………………………………………….44
Figura N° 21: Módulo de elasticidad (E) de geles cilíndricos de pasta de salmón con
algas secas en polvo……...………………………………………………………………….45
Figura N° 22: Efecto en el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de CANOLA
con adición de los diferentes extractos de algas…………………………………………..48
Figura N° 23: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos
(IP) en aceite de salmón……………………………………………………………...………49
xi
RESUMEN
Entre otras múltiples reacciones, los radicales libres pueden interactuar con ácidos
grasos de las membranas celulares y causar la destrucción oxidativa de las mismas; a
este proceso se le denomina lipoperoxidación.
En los organismos marinos, como en algunas especies de algas, se han encontrado
compuestos con actividad antioxidante, que actúan como mecanismo de defensa frente
a las agresiones de los radicales libres.
La presente investigación tuvo como objetivo estudiar las propiedades antioxidantes
y funcionales de cinco algas chilenas: Rhodymenia corallina, Gracilaria chilensis, Ulva
lactuca, Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Phorphyra columbina (Luche rojo), y
evaluar su efecto protector en pasta de salmón tratada térmicamente. Para el estudio
se elaboraron extractos de algas metanólicos y se determinó el contenido de
polifenoles, estableciéndose que el alga Ulva lactuca tuvo la mayor concentración de
polifenoles (128 mg EAG/kg de alga seca) y que el extracto de Rhodymenia corallina
presentó la mayor capacidad capturadora de radicales libres (IC50 = 0,22 mg EAG/ml).
Se determinó el índice de peróxidos en pasta de salmón con adición de extractos de
algas y el índice de peróxido sobre aceite de salmón adicionado con extractos de
algas, obteniéndose en el primero un efecto prooxidante de las algas Rhodymenia
corallina y Ulva lactuca, y un efecto protector de la oxidación lipídica de las algas
Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis, en el segundo los extractos de
Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis presentaron un efecto protector
sobre la oxidación del aceite de salmón.
Efecto protector sobre la degradación térmica de componentes esenciales en pastas
de salmón (PUFAs, astaxantina, tocoferoles, etc.), lo presentó el alga Gracilaria
chilensis. En parámetros de luminosidad, tono rojo y tono amarillo en pastas de
salmón, determinaron que algas como Ulva lactuca, interfieren en dichos parámetros
por su pigmentos clorofílicos.
xii
Se determinó el efecto de algas secas sobre la fuerza de gel y del módulo de
elasticidad (Young) de pasta de salmón, dando como resultado una firmeza y
elasticidad sobre las pastas de salmón, lo que le otorgaría una mayor estabilidad y vida
útil a la muestra.
En la determinación del tiempo de inducción de aceite de CANOLA
(monoinsaturado) y de aceite de salmón (poliinsaturado), se observó que las algas
Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis protegen de la oxidación
lipídica.
Se concluyó que el mejor comportamiento en todos los análisis lo obtuvo el alga
Gracilaria chilensis confirmando su propiedad antioxidante y funcional sobre la pasta
de salmón, seguida por el alga Durvillaea antarctica (Cochayuyo).
xiii
SUMMARY ANTIOXIDANTS AND FUNCTIONAL PROPERTIES OF FIVE CHILEAN ALGAE
ON THE QUALITY OF SALMON PASTE
Among other multiple reactions, the free radicals can interact with fatty acids of the
cellular membranes and to cause the oxidative destruction of them; this process is
called lipoperoxidation.
In marine organisms, like some species of algae, have been found compounds with
antioxidant activity which act as a mechanism for defense against attacks by free
radicals.
This research aimed to explore antioxidant and functional properties of five Chilean
algae: Rhodymenia corallina, Gracilaria chilensis, Ulva lactuca, Durvillaea antarctica
(Cochayuyo) and Phorphyra columbina (Luche rojo), and assess their protective effect
on thermically treated salmon paste. For this study it has been developed methanol
algae extracts and determined the polyphenol content, establishing that the Ulva
lactuca algae had the highest concentration of polyphenols (EAG 128 mg/kg of dried
seaweed) and Rhodymenia corallina extract had the greatest ability to capture free
radicals (EAG IC50 = 0.22 mg/ml).
It was determined the peroxide salmon paste with added extracts of algae and
peroxide on salmon oil added to extracts of algae, resulting in a first prooxidant effect of
Rhodymenia corallina and Ulva lactuca algae, and a protective effect of lipid oxidation
of Durvillaea antarctica (Cochayuyo) and Gracilaria chilensis, extracts of Durvillaea
antarctica (Cochayuyo) and Gracilaria chilensis showed a protective effect on the
oxidation of salmon oil.
Protective effect on the thermal degradation of critical components in salmon paste
(PUFAs, astaxanthin, tocopherols, etc.) presented the Gracilaria chilensis algae.
Parameters of brightness, tone red and yellow tone in salmon paste, identified as the
Ulva lactuca algae interfere in these parameters with their pigments chlorophyll.
xiv
It was determined the effect of dried seaweed on the strength of gel and elasticity
(Young) of salmon paste, resulting in firmness and elasticity on salmon paste, which
would give to the sample more stability and shelf life to sample.
In determining the time of induction of CANOLA oil (monounsaturated) and salmon
oil (polyunsaturated) found that the algae Durvillaea antarctica (Cochayuyo) and
Gracilaria chilensis protect lipid oxidation.
It was concluded that the best behavior in all the algae analysis was obtained by
Gracilaria chilensis algae, confirming its antioxidant and functional property on the
salmon paste followed by the Durvillaea Antarctica algae.
1
1 INTRODUCCION
Recientemente se ha incrementado el interés por las plantas como fuente de
antioxidantes naturales, al prevenir el daño celular por inactivación de los radicales
libres. Bengmark (1998) señala que uno de los componentes fundamentales de la dieta
humana futura son las frutas y las hortalizas, como fuentes primarias de vitaminas,
minerales y de sustancias antioxidantes.
Con este objetivo, en los últimos años, se han investigado las algas marinas con
resultados satisfactorios en diferentes modelos experimentales (Le Tutour, 1990;
Murakami y cols., 1994; Cahyana y cols., 1992; Yan y cols., 1998; Wong y cols., 2000).
Las algas marinas son un grupo grande y heterogéneo de organismos vegetales,
unas 50.000 especies, entre las que se cuentan desde especies unicelulares hasta
plantas enormes que pueden medir sobre 50 metros; se caracterizan por ser
autótrofos; es decir, realizan fotosíntesis. Como organismos fotosintéticos están
expuestos a una combinación de luz y altas concentraciones de oxígeno, lo cual
permite la formación de radicales libres y otros agentes oxidantes. En estas
condiciones, lo normal sería encontrar graves daños en las paredes celulares de las
algas, pero la ausencia de tales daños implica que las células de estos organismos
marinos tienen mecanismos y compuestos que previenen y protegen de la oxidación.
Estos compuestos son más eficaces cuanto más agresivo es el medio. La distribución,
el asentamiento, el crecimiento y la propagación de las algas dependen directamente
de las corrientes oceanográficas, al igual que su estructura fisiológica (Santelices,
1991).
En Chile existen aproximadamente 550 especies de algas bentónicas, aunque las
conocidas ampliamente por la población representan menos del 1% de ellas. Las
especies más comunes son exportadas como materia prima, usadas internamente en
2
las industrias de alginatos y agar, y en menor grado consumidas como alimentos
(Chapman y Chapman, 1980); pero durante los últimos años ha aumentado
significativamente la importancia económica y social de este recurso natural renovable
(Anexo N°1).
No obstante, la explotación de las algas a nivel nacional ha sido mínima, perdiendo
con esto la optimización de procesos, productos industriales y agrícolas (Chapman y
Chapman, 1980). En menor grado, se les ha considerado como una importante fuente
de nutrientes esenciales para una alimentación sana; atendiendo a su aporte
energético, fibra dietaria (Lahaye, 1991) y los bajos contenidos de lípidos,
principalmente ricos en ácidos grasos poliinsaturados ω3 (Khotimchenko y cols., 2002),
lo que permite incluirlas en dietas especiales. Son muy pocos los productos en nuestro
mercado que cumplen con las características de ser beneficiosos para los
consumidores con carencias fisiológicas y nutricionales especiales, y los existentes lo
son gracias a que se le ha añadido una sustancia específica, cuyos efectos favorables
han sido científicamente probados. Pero en el caso particular de las algas, éstas
podrían llegar a constituir un alimento funcional por sí mismas; es decir, no sería
necesario enriquecerlas. Por otro lado también podrían ser utilizadas para fortalecer
otros alimentos.
Investigaciones realizadas en el extranjero señalan que la ingesta de algas de
manera habitual, provoca efectos favorables en la salud, relacionando los
componentes químicos derivados de la biosíntesis de las células vegetales marinas
con dichos efectos; por lo tanto, moléculas como polifenoles, ácidos grasos esenciales,
pigmentos, fitoestrógenos, proteínas, vitaminas y minerales; son objeto de acuciosos
estudios y son buscados incesantemente para ser utilizados como base de alimentos
funcionales y saludables (Chan y cols., 1997). Es decir, la gran variedad de
componentes nutricionales que conforman las algas propician la formulación y
desarrollo de nuevos alimentos, los cuales por sus propiedades físicas, químicas y
biológicas pueden ayudar a una nutrición adaptada a cada caso o situación fisiológica
individual, contribuyendo a mejorar la salud y bienestar, junto con prevenir o hacer más
3
tolerable muchas enfermedades como cáncer de colon, arteriosclerosis, obesidad y
problemas cardiovasculares entre otras (Sanz, 2000).
Las algas en general constituyen un alimento sano y completo, perfecto para
nuestra época; en la cual, el pésimo hábito alimenticio, el consumo de alimentos
altamente procesados, y el exceso en la utilización de sustancias químicas en la
agricultura, desvirtúan el sentido de la nutrición, además de debilitar el organismo.
1.1 Marco teórico
1.1.1 Generalidades de las algas Las algas son organismos heterogéneos, fotosintéticos simples, sin raíces, tallo y
hojas, no poseen tejidos conductores de agua, sus tamaños varían de entre pequeñas
agrupaciones celulares hasta algas que pueden medir sobre 50 metros. Se
caracterizan por ser autótrofos; es decir, realizan fotosíntesis. Viven en dos tipos de
condiciones muy distintas; unas lo hacen flotando en las capas más superficiales del
agua, son unicelulares y se las conoce con el nombre de algas plantónicas; las otras
viven adheridas a rocas u otros sustratos, y se las conoce con el nombre de algas
bentónicas (Santelices, 1991). Los mecanismos de reproducción de las algas son
asexuales (por regeneración de talos, propagación de esporas o regeneración de los
discos adhesivos) o sexuales (generación de gametos de plantas diferentes). La
clasificación de las algas se realiza sobre la base de su composición bioquímica, forma
y aspectos citológicos, en donde la clasificación de mayor importancia es la que
corresponde al tipo de pigmentos permitiendo separar a las algas en rojas, verdes y
cafés (González, 2004).
1.1.2 Antecedentes específicos
Las macroalgas, conocidas como los vegetales más sencillos, ya que su estructura
está formada por una agrupación de células con cierta diferenciación (Chapman y
Chapman, 1980), poseen plastos ricos en clorofila y otros pigmentos; y se reproducen,
generalmente en fases alternas, sexual y asexualmente. Las algas marinas viven hasta
la profundidad donde llega la luz solar; salvo algunas algas rojas, que pueden habitar a
100 metros.
4
Se dividen en base al pigmento predominante en su estructura, esta clasificación
divide a las algas en cuatro grupos:
I. Cianofíceas (algas verde-azuladas): Son organismos procariotas
fotosintéticos que poseen clorofila a, están más próximos a las otras bacterias
fotosintéticas que a las algas eucariotas, por lo que también se les denomina
cianobacterias (Santelices, 1991).
II. Rodofíceas (algas rojas): El color pardo rojizo viene dado por la existencia de
biliproteínas (ficoeritrina y ficocianina principalmente), que contribuyen a enmascarar el
color verde de la clorofila a y b. Como material de reserva, estas células acumulan
almidón y su pared celular contiene, además de fibrillas de celulosa, galactanos
sulfatados como el agar y los carragenanos. Son organismos eucarióticos presentes
sobre todo en el medio marino, la mayoría son pluricelulares, aunque también hay
especímenes unicelulares; constituyen el grupo más diverso entre las algas bentónicas
(Santelices, 1991).
III. Feofíceas (algas pardas): La coloración parda, de tonalidad muy variable, se
debe a la presencia de una gran cantidad de xantófilas, entre las que destacan
fucoxantina y flavoxantina; además de la clorofila a poseen clorofila c; que muchas
veces son enmascaradas por la abundancia de los otros pigmentos (Santelices, 1989).
Son algas eucariotas, pluricelulares y morfológicamente muy diversas; se encuentran
sólo en agua de mar y con formas que van desde algas filamentosas de estructura
sencilla, hasta algas que tienen tejidos diversificados, por los que se realiza transporte
de nutrientes dentro de la planta. En general, este tipo de algas es de crecimiento
rápido y de gran tamaño, pudiendo alcanzar hasta los 200 metros de largo. Son muy
utilizadas como estabilizantes de emulsiones, como fertilizantes y para la obtención de
yodo, entre otras (Santelices, 1989).
5
IV. Clorofíceas (algas verdes): Es un grupo muy heterogéneo de algas con
clorofila a y b, algunas xantófilas tales como luteína, violaxantina, neoxantina y
enteroxantina. Con esta composición de pigmentos el cuerpo del alga se ve verde, lo
que permite una fácil identificación en terreno. Una característica biológica importante
de este grupo es el almidón que almacenan como material de reserva en sus células
(Santelices, 1991). Morfológicamente son muy variadas, desde algas unicelulares a
pluricelulares bastante complejas. Se pueden reproducir en forma alternada vegetativa,
asexual o sexualmente. Son muy importantes porque constituyen el primer eslabón en
la cadena alimenticia de su hábitat y contribuyen al aporte de oxígeno atmosférico. Son
algas que han colonizado todos los ambientes, encontrándose el 90% de las especies
en agua dulce y el 10% restante en aguas marinas; siendo en los mares fríos y
templados donde se produce la mayor cantidad de especies (Santelices, 1991). 1.1.3 Antecedentes de las algas utilizadas en este estudio 1.1.3.1 ALGAS RODOFÍCEAS
I. Especie: Gracilaria chilensis
Familia: Gracilariaceae
Orden: Gracilariales
Clasificación: Rodofícea
Figura N° 1: Alga Gracilaria chilensis Fuente: chilesorprendente, 2007
Descripción: Formada por talos cilíndricos, filamentosos de color pardo rojizo; poseen
una ramificación muy variable y pueden alcanzar hasta 2 metros de longitud. Crecen
en manojos o aisladamente. En hábitat con sustratos sólidos, estas plantas suelen
6
adherirse a través de un grampón nítido, aplanado o cilíndrico; ramificado, con o sin
márgenes divididas por numerosas ramas cortas, ramificación predominante en un solo
plano; organización multiaxial. Sin embargo, la mayoría de las veces vive flotando o
enterrada en la arena sin estructura de adhesión. La región cortical está constituida por
células pequeñas con rodoplastos lenticulares (Bird y cols., 1987). Esta alga es, casi en
su totalidad, utilizada en la industria nacional y extranjera para la elaboración de agar; y
es una de las más exportadas (Sernapesca, 2003).
En el país se distribuye entre Bahía Inglesa, III región de Atacama, hasta
Coyhaique, XI región de Aysén del General Carlos Ibáñez del Campo (IFOP, 2004). La
X región concentra el 89% de los centros de cultivo, los cuales producen alrededor de
31.278 toneladas húmedas anuales para la industria nacional e internacional (Infante,
2002).
II. Especie: Rhodymenia corallina Familia: Rhodhymeniaceae Orden: Rhodymeniales Clasificación: Rodofícea
Figura N° 2: Alga Rhodymenia corallina
Fuente: Barstow, 2006
Descripción: Alga de fronda plana y dicotómica, llamada corallina por su parecido a
los corales; de color rojo claro brillante; de talo erecto, foliáceo, estrecho, ramificado
dicotómicamente y de organización multiaxial. Tiene una región medular densa,
formada por células grandes incoloras, de contorno redondeado y una región cortical
constituida por células pequeñas con plastidios. La Rhodymenia corallina no es una
especie frecuente; y su mayor distribución es observada en las costas de Perú y Chile.
En nuestro país, se recolecta en Chiloé, Puerto Montt y en la bahía de Mejillones
(Ramírez y Santelices, 1981).
7
III. Especie: Porphyra columbina
(luche rojo) Familia: Bangiaceae
Orden: Bangiales
Clasificación: Rodofícea
Figura N° 3: Alga Porphyra columbina Fuente: chilesorprendente, 2007
Descripción: Alga de color rojo-verdoso a violáceo, con talo foliáceo amplio, hojas de
hasta 10 cm de largo por 5 cm de ancho y formadas por una sola camada de células,
creciendo sobre rocas, fijo por numerosas células próximas a la base y que emiten
rizoides. Crecimiento por repetidas divisiones intercalares. Cada célula contiene un
solo plastidio estrellado (Ramírez y Santelices, 1981).
Habitante habitual de los roqueríos intermareales de la costa de Chile, desde Arica
hasta Puerto Montt (Buschmann y Hernández-González, 2005).
1.1.3.2 ALGAS FEOFÍCEAS
I. Especie: Durvillaea antarctica
(Cochayuyo)
Familia: Durvilleaceae
Orden: Durvilleales
Clasificación: Feofícea
Figura N° 4: Alga Durvillaea antarctica Fuente: Vásquez, 2006
8
Descripción: Más conocida como Cochayuyo, corresponde al alga de mayor consumo
en nuestro país, encontrándose en toda la costa chilena. Las plantas pueden medir
hasta 15 metros de largo, son de color pardo verdoso oscuro o pardo amarillento. Esta
alga se divide en Cochayuyo, que corresponde a las frondas de la planta, que suelen
medir entre 3 y 12 cm de ancho, y Hulte, que representa al tallo; él cual, generalmente
se consume sin previa deshidratación. Crece adherida a rocas, mediante el rizoide, que
es como una raíz que se aferra al terreno; especialmente, en lugares de oleaje intenso
y cierta profundidad. Para que toda la planta pueda recibir la energía del sol, las
frondas están formadas por cavidades llenas de aire, separadas por tabiques,
envueltas en una elástica y firme membrana; lo que les permite flotar (Buschmann y
cols., 1984; Santelices y cols., 1980).
El Cochayuyo como tal, destaca nutricionalmente por su equilibrada cantidad de
yodo, aproximadamente 150 μg/100 g. Es rico en minerales, fibra y proteínas, además,
posee todos los aminoácidos esenciales. Todo esto convierte al Cochayuyo en una
fuente valiosa de nutrientes; por lo cual, es ideal que se le incorpore en la dieta
habitual.
En Chile se distribuye desde Calera a Cabo de Hornos, siendo más abundante
hacia la zona sur (Ramírez y Santelices, 1981).
1.1.3.3 ALGAS CLOROFÍCEAS
I. Especie: Ulva lactuca
(Lechuga de mar)
Familia: Ulvaceae
Orden: Ulvales
Clasificación: Clorofícea
Figura N° 5: Alga Ulva lactuca
Fuente: Barstow, 2006
9
Descripción: Alga foliosa de color verde claro a intenso, de hoja redondeada, delgada,
con bordes lisos y suaves al tacto. Las láminas son anuales, mayoritariamente sin
estipe; los procesos rizoidales son originados en células basales multinucleadas y se
extienden hacia abajo entre los márgenes de la lámina, formando un grampón
generalmente perenne (Santelices, 1991).
Hábitat intermareal, en charcas, rocas o sublitoral hasta 20 metros al tolerar
salinidades bajas puede encontrarse en estuarios, y también frecuentemente en zonas
donde existen aportes nitrogenados. Es una especie cosmopolita, en Chile se localiza
a lo largo de toda la costa (Santelices, 1989).
1.1.4 Antioxidantes La palabra antioxidante implica cualquier sustancia, de origen sintético o natural,
que encontrándose en bajas concentraciones, respecto a la de los sustratos biológicos
oxidables (como lípidos, proteínas, ADN e hidratos de carbono), es capaz de prevenir o
retardar la oxidación radicalaria de dichos sustratos (Valenzuela y Nieto, 1995; Speisky
y Jiménez, 2000). La eficiencia de un antioxidante se relaciona con muchos factores,
entre ellos: energía de activación, constante de velocidad, potencial de óxido
reducción, posibilidad de perdidas o destrucción y solubilidad (Fennema, 1993).
Los antioxidantes retrasan el desarrollo de compuestos tóxicos y de sabores
indeseables en los alimentos, mantienen su calidad nutritiva y aumentan la vida útil de
los mismos, prolongando el periodo de inducción de la materia grasa. Los antioxidantes
pueden inhibir o retardar la oxidación de dos maneras: como limpiadores de radicales
libres que actúan durante el periodo de inducción (antioxidante primario), o por un
mecanismo que no implica la eliminación directa de los radicales libres, en este caso
se habla de antioxidantes secundarios; éstos funcionan por una variable de
mecanismos: complejos iones metálicos, como limpiadores de oxigeno, convirtiendo
los hidroperóxidos a especies no radicalarias, absorbiendo radiación UV o
desactivando al oxigeno singulete y expresan su actividad antioxidante cuando estos
compuestos están presentes (Gordon, 2001).
10
1.1.4.1 Antioxidantes naturales El creciente interés de la población por la ingesta de alimentos de origen natural ha
provocado un aumento en la demanda por antioxidantes naturales, productos que son
capaces de prevenir o retardar la oxidación de grasas y aceites (Ibáñez y cols., 2003).
En los últimos años, las algas marinas han atraído la atención como fuentes
naturales de antioxidantes con amplias perspectivas de aplicación en el tratamiento de
diferentes patologías, conservación de alimentos y en la industria de cosmésticos
(Potterat, 1997). Se ha demostrado que extractos crudos de algunas especies de algas
tienen un notable efecto antioxidante en aceites vegetales (Le Tutour, 1990). Otros
autores (Yan y cols., 1998) han comprobado que extractos de algas marinas tienen
actividad atrapadora de radicales libres. También en microalgas de diversos sistemas
ecológicos se ha observado esta propiedad (Miranda y cols., 1998; Bandaranayake,
1998; Dunlap y cols., 1999).
1.1.4.1.1 Polifenoles
Los polifenoles son antioxidantes activos, abundantes, principalmente, en tejidos
vegetales. Los mecanismos de acción por los cuales los distintos polifenoles cumplen
sus funciones antioxidantes, pueden ser variados; considerando que cada polifenol
actuará por uno o más mecanismos, según sus propiedades particulares. Por lo tanto,
los polifenoles exhiben una gama de cualidades beneficiosas para la salud, y pueden
incluirse entre los componentes naturales de los alimentos con aplicaciones valiosas.
Los compuestos fenólicos constituyen uno de los grupos de micronutrientes presentes
en el reino vegetal, siendo parte importante tanto de la dieta humana como animal.
Constituyen un amplio grupo de sustancia químicas, consideradas metabolitos
secundarios de las plantas, con diferentes estructuras y actividades químicas, son más
de 8.000 compuestos distintos. Estos compuestos tradicionalmente han sido
considerados como antinutrientes debido al efecto adverso de uno de sus
componentes mayoritarios, los taninos, sobre la digestibilidad de las proteínas. Sin
embargo, actualmente se ha generado interés por estos compuestos debido a sus
propiedades antioxidantes y sus posibles implicaciones beneficiosas para la salud
humana, tales como el tratamiento y la prevención del cáncer, enfermedades
11
cardiovasculares y otro tipo de patologías de carácter inflamatorio (Martínez-Valverde y
cols., 2000).
Los polifenoles son efectivos donadores de hidrógenos, particularmente los
flavonoides. Su potencial antioxidante es dependiente del número y de la posición de
los grupos hidroxilos y su conjugación, así como de la presencia de electrones
donadores en el anillo estructural, debido a la capacidad que posee el grupo aromático
de soportar el desapareamiento de electrones por desplazamiento del sistema de
electrones (Kuskosk y cols., 2004).
Los polifenoles se determinarán a través del Índice de Folin Ciocalteu para
polifenoles totales descrito por Borden y Scarpa (2000).
El método de Folin Ciocalteu (F.C.) fue empleado inicialmente para el análisis de
proteínas, tomando ventaja de la actividad del reactivo sobre el residuo de la proteína
tirosina (que contiene un grupo fenol). Singleton y sus colaboradores posteriormente
extendieron este análisis a fenoles totales en vino y desde ese entonces ha encontrado
muchas aplicaciones. El método basado en el reactivo de F.C. es el método
actualmente empleado para fenoles totales, por ello que en diversas investigaciones
científicas actuales se encuentra como método de evaluación de polifenoles totales. El
reactivo de F.C. consiste en una mezcla de Tungstato de sodio (Na2WO4*2H2O),
Molibdato de sodio (Na2MoO4*2H2O), Acido Clorhídrico concentrado (HCl), Acido
Fosfórico (H2PO4), Agua y Sulfato de Litio (LiSO4*2H2O). La naturaleza química exacta
del reactivo de F.C. es aún desconocida, pero se cree que contiene
heteropolifosfotungstatos-molibdanos. La secuencia de reacciones reversibles de
reducción de 1 o 2 electrones da origen a las especies azules, posiblemente
(PMoW11O40)-4. En esencia se cree que el molibdeno es fácil de ser reducido en el
complejo y que la reacción de transferencia de electrones ocurre entre los agentes
reductores y el Mo(VI).
Mo(VI) + e Mo(V)
12
En algunos compuestos antioxidantes tales como la vitamina C, que tienen pH
ácido, el reactivo de F.C. no es útil puesto que los compuestos fenólicos sólo
reaccionan con el reactivo de F.C. en condiciones de pH básico, razón por la cual en el
desarrollo de la metodología se emplea carbonato de sodio (elevando el pH a un valor
cercano a 10). La disociación de un protón fenólico origina un anión fenolato el cual es
capaz de reducir el reactivo de F.C. El mecanismo de la reacción es a través de una
transferencia de electrones. Los compuestos azules formados entre el fenolato y el
reactivo de F.C. son independientes de la estructura del compuesto fenólico, por lo
tanto no prevalece la posibilidad de la coordinación de complejos formados entre el
centro metálico y el compuesto fenólico. Dejando de lado la naturaleza química
indefinida del reactivo de F.C., este método es simple y reproducible, razón por la cual
se ha convertido en un ensayo de rutina en el estudio de antioxidantes fenólicos.
1.1.4.1.2 Tocoferoles
El término vitamina E agrupa a una serie de 8 compuestos: α-, β-, γ- y δ-tocoferoles,
y α-, β-, γ- y δ-tocotrienol. Los derivados metilados del tocol, el 2-metil 2 (4´,8´,12´-
trimetil-tridecil)-croman-3-ol, se denominan tocoferoles. La actividad antioxidante de los
tocoferoles aumento en la serie α→β, lo contrario ocurre con la actividad vitamínica y
con la velocidad de reacción con radicales peróxido. La actividad del γ-tocoferol
comparada con el α-tocoferol es más alta y se debe a la mayor estabilidad del primero
y a la aparición de productos distintos, durante la reacción de antioxidación (Belitz y
Grosch, 1997).
Figura N° 6: Estructura química de los tocoferoles
Fuente: Pita, 1996
13
Los Tocoferoles o vitamina E, corresponden a antioxidantes liposolubles
sintetizados solamente por organismos fotosintéticos, estos están presentes en forma
de constituyentes de la materia insaponificable y pueden estar junto a fosfolípidos,
carotenoides, clorofilas y triterpenil alcoholes (Sánchez-Machado y cols., 2004).
Los tocoferoles son liposolubles, poco sensibles al calor y a los ácidos; pero muy
sensibles al oxígeno y a las bases. Estas sustancias son de alta estabilidad al
calentamiento en ácidos pero inestables en compuestos básicos, a la exposición a la
luz UV, y al oxígeno; además ellos son degradados en contacto con grasas rancias,
metales y acero. El α-tocoferol es un compuesto liposoluble capaz de fijar radicales
libres a través de su grupo fenol y por esto se considera que juega un rol biológico
importante en las membranas biológicas, en las lipoproteínas y depósitos de grasa,
controlando o reduciendo la peroxidación lipídica. Adicionalmente, se ha propuesto que
posee propiedades anticancerígenas ya que incide sobre los contaminantes generados
por radicales libres tales como el ozono o el dióxido de nitrógeno. El método más
usado para determinar la concentración de estos componentes en aceite es la
cromatografía líquida de alta presión (HPLC), en ella, una fase estacionaria y una fase
móvil interactúan con la muestra, permitiendo, por diferencia de polaridad, diferenciar la
salida de los compuestos del equipo. Las perdidas de α-tocoferol pueden ocurrir al
momento de la extracción debido al contacto con la luz o con el oxígeno (Sánchez-
Machado y cols., 2004).
1.1.4.2 Capacidad antioxidante En la actualidad existe evidencia contundente que indica que los radicales libres
causan daño oxidativo a los lípidos, proteínas y ácidos nucleicos. Los radicales libres
se encuentran naturalmente en el cuerpo humano como un subproducto del
metabolismo y pueden ser generados por los macrófagos como parte del proceso de
fagocitosis. También se pueden formar por exposición a radiación, humo del tabaco,
ciertos contaminantes, disolventes orgánicos, pesticidas e inclusive durante el ejercicio
intenso. Los radicales libres tienen mucho que ver con la etiología o historia natural de
muchos padecimientos como el cáncer y enfermedades cardiacas, vasculares y
neurodegenerativas. Por lo tanto, los antioxidantes, que pueden neutralizar a los
14
radicales libres, pueden ser de vital importancia en la prevención de estas
enfermedades (Hernández, 2003).
La función principal de las vitaminas antioxidantes es como captadoras de radicales
libres. La vitamina C y el ß-caroteno actúan como captadores de oxígeno, y la vitamina
E y también el ß-caroteno actúan como interruptores de la reacción en cadena. La
vitamina C es un antioxidante soluble en agua capaz de regenerar a la vitamina E. Esta
última y el ß-caroteno son antioxidantes liposolubles. La vitamina E es eficiente a altos
niveles de presión de oxígeno y el ß-caroteno a bajos niveles. Todos pueden trabajar
solos o sinergisticamente para evitar o retardar reacciones oxidativas que pudieran con
el tiempo llevar a enfermedades degenerativas (Hernández, 2003).
La capacidad antioxidante de muchos compuestos fenólicos se ha estudiado
recientemente con un gran interés. Se han estudiado la actividad antioxidante de los
flavonoides y han tratado de relacionar esta actividad con su estructura. Los
flavonoides son compuestos polifenólicos con un esqueleto de 15 átomos de carbono
con un anillo bencénico fusionado a un anillo cromano (C) que está unido a su vez a un
segundo anillo aromático (B) que puede estar en la posición 2, 3 o 4. Muchos de los
flavonoides presentan una gama de efectos biológicos como actividades
antibacterianas, antivirales, antiinflamatorias, antialérgicas, antitrombóticas y
vasodilatadores. La actividad antioxidante es una propiedad importante para la vida.
Muchas de las funciones biológicas como la antimutagenicidad, anticarcinogenicidad y
retraso del envejecimiento derivan de la capacidad antioxidante (Hernández, 2003).
Se han diseñado diferentes métodos para evaluar la capacidad antioxidante de
diferentes alimentos, tales como el ORAC, FRAP, DPPH, entre otros. (Hernández H.,
2003). Para determinar la capacidad antioxidante de las algas se empleará el ensayo
de DPPH según la metodología propuesta por Molyneux (2004).
El ensayo de DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazil) es uno de los pocos radicales con
nitrógeno orgánico disponible comercialmente y que además tiene una absorción en el
UV visible. Al producirse la reducción con el compuesto en estudio, el color violeta
15
característico de la solución de DPPH decae y la reacción se monitorea hasta que la
reacción permanezca estable (de 30 minutos a 1 hora). El porcentaje de decoloración
de DPPH es calculado como:
⎥⎦
⎤⎢⎣
⎡×⎟⎠⎞
⎜⎝⎛−= 100
..100%
DPPHAMuestraAD
El porcentaje de DPPH remanente es proporcional a la concentración de
antioxidante y la concentración que causa un decrecimiento del 50% de la
concentración del DPPH en la solución es definida como IC50.
El método de DPPH es técnicamente simple, pero presenta algunas desventajas
que limitan su aplicación. A causa de la diferencia mecánica de las reacciones de
transferencia de átomos de hidrógeno que normalmente ocurren entre antioxidantes y
los radicales peroxilos, el DPPH es un radical nitrógeno de larga duración (estabilidad),
el cual no parece tener relación entre la alta reactividad y los radicales peróxidos
transitorios involucrados en las peroxidaciones lipídicas. Muchos antioxidantes que
reaccionan rápidamente con los radicales peróxidos pueden reaccionar lentamente o
pueden incluso ser inertes frente al DPPH. Lo anterior se evidencia de los valores de
IC50 en el tiempo, en donde las reacciones tienen tiempos de reacción que van desde
1,15 minutos hasta 103 minutos. En consecuencia la capacidad antioxidante no es
apropiadamente medida. En adición se ha reportado que el eugenol genera una
reacción reversible con el DPPH, lo que podría ocasionar lecturas de capacidad
antioxidante bajas en aquellas muestras que contienen eugenol o u otros fenoles con
una estructura similar (o-metoxifenoles); y en consecuencia esas lecturas serían
falsas. La reacción del reactivo de DPPH con los polifenoles es una reacción de
transferencia de electrones desde los aniones de los fenoles al DPPH. La abstracción
del átomo de hidrógeno desde el fenol neutro por el DPPH se convierte en una vía de
reacción marginal, porque ocurre lentamente en los solventes con fuertes enlaces que
aceptan hidrógenos como el metanol y el etanol. La aparición de ácidos o bases en el
solvente puede generar desequilibrios en la reacción causando alteraciones en la
reacción Redox (Molyneux, 2004).
16
2 HIPÓTESIS DE TRABAJO
Extractos de algas obtenidos por extracción con metanol presentan capacidad
antioxidante y protección en la calidad de aceite y pasta de salmón.
Algas secas presentan un efecto sinérgico en la gelificación de pasta de salmón
mejorando significativamente su textura final.
2.1 Objetivo general Evaluar y comparar las propiedades antioxidantes de cinco extractos metanólicos de
algas y evaluar su efecto protector en pasta de salmón tratada térmicamente. Lograr un
efecto sinérgico en la gelificación de pasta de salmón mejorando significativamente su
textura final mediante la adición de algas secas en polvo.
2.2 Objetivos específicos
• Comparar el contenido de polifenoles y la capacidad antioxidante de los
extractos de algas obtenidos por extracción con metanol.
• Estudiar la acción antioxidante de los extractos de algas en grasa de pasta de
salmón, midiendo su oxidación mediante el índice de peróxidos.
• Analizar el efecto protector de los extractos de algas en la oxidación de pasta
de salmón.
• Analizar el efecto protector de los extractos de algas sobre la degradación
térmica de componentes esenciales (PUFAs, astaxantina, tocoferoles, etc.) de pasta de
salmón tratada térmicamente.
• Evaluar los cambios de color en pasta de salmón con adición de extractos de
algas por efecto de tratamiento térmico, caracterizado por análisis de imágenes.
• Establecer la efectividad de la adición de algas secas en polvo sobre la fuerza
de gel y del módulo de elasticidad (Young) de pasta de salmón mediante análisis de
textura.
• Evaluar el efecto protector de los extractos de algas en el tiempo de inducción
de dos aceites de diferente poliinsaturación (aceite de salmón y aceite de CANOLA).
17
3 MATERIALES Y METODOLOGÍA
3.1 Materiales y equipos Se emplearon materiales, insumos y equipos usuales del laboratorio de análisis de
alimentos. Todos los reactivos químicos empleados fueron grado p.a. o grado HPLC
cuando correspondía.
3.2 Metodología
3.2.1 Diseño experimental Se elaboraron extractos algales metanólicos de 5 algas chilenas, a los cuales se les
midió el contenido de polifenoles y estudió su acción antioxidante mediante el test de
radicales libres DPPH. También se midió su efecto protector en la oxidación de aceite
de salmón y de aceite vegetal (CANOLA), así como en la calidad de pasta de salmón.
Para los ensayos en pasta de salmón se utilizaron filetes de Salmón Atlántico, los
cuales fueron molidos y mezclados con los diferentes extractos por separado,
posteriormente sometidos a tratamiento térmico.
Además, se estudió el efecto en la fuerza de gel y en el módulo de elasticidad de
pasta de salmón cocida con adición de algas secas en polvo.
3.2.2 Métodos
3.2.2.1 Preparación de extractos
Se elaboraron 5 extractos metanólicos de 5 algas chilenas.
Materia prima:
• Gracilaria chilensis
• Rhodymenia corallina
• Durvillaea antarctica (Cochayuyo)
• Ulva lactuca (Lechuga de mar)
• Phorphyra columbina (Luche rojo)
18
3.2.2.2 Polifenoles totales: Índice de Folin-Ciocalteus Los polifenoles se determinaron a través del Índice de Folin Ciocalteu para
polifenoles totales descrito por Borden y Scarpa (2000).
Este método realiza la cuantificación total de los fenoles presentes en la muestra.
Los compuestos fenólicos son oxidados por el reactivo de Folin-Cicalteu (mezcla de
ácidos fosfotúngstico y fosfomolíbdico), lo que da una coloración azul; la cual es
medida en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 765 nm, permitiendo
cuantificar los polifenoles presentes (Borden y Scarpa, 2000).
3.2.2.3 Capacidad capturadota de radicales libres: Ensayo de decoloración de DPPH
Para determinar la capacidad antioxidante se empleó el ensayo de DPPH según la
metodología propuesta por Molyneux (2004).
Se cuantifica la capacidad capturadora de radicales libres que poseen los extractos,
según el grado de decoloración que se produce en la solución metanólica de DPPH
(2,2-difenil-1-picrilhidrazilo hidratado), que posee un color violeta intenso, el cual se
pierde cuando es capturado su radical (Molineux, 2004). Porcentaje de decoloración de DPPH:
%D = 100 - [ Absmuestra] x 100 [AbsDPPH]
3.2.2.4 Preparación pasta de salmón con adición de extractos algales
Se utilizaron filetes de Salmón Atlántico (Salmo salar) y se preparó una pasta de
salmón que fue mezclada con cada uno de los extractos algales, luego se sometió a
tratamiento término por 60 minutos.
Nomenclatura: (Anexo N° 7)
Pasta de salmón (control) = P
Extracto Gracilaria Chilensis (Pelillo) = EG
Extracto Rhodymenia corallina = ER
Extracto Durvillaea antarctica (Cochayuyo) = EC
19
Extracto Ulva lactuca (Lechuga de mar) = EU Extracto Phorphyra columbina (Luche rojo) = EL
3.2.2.5 Extracción de materia grasa Por método de extracción según Bligh & Dyer (1959).
Se basa en extracción del aceite en frío con cloroformo y metanol, seguido de una
aspiración de la fracción acuosa y evaporación del cloroformo, para luego determinar
gravimétricamente el residuo correspondiente al aceite.
3.2.2.6 Oxidación lipídica: Índice de Peróxidos (IP)
Método por yodometría AOCS, según la norma, Cd 8-53 (AOCS, 1996), que evalúa
la presencia de productos de oxidación primaria de aceites. El índice se determina
mediante la valoración del yodo formado, con tiosulfato sódico.
Los resultados se expresan en meq O2/Kg de materia grasa y se determinan
mediante la siguiente formula:
I.P. = V x N x 1000 M
Donde:
V = Volumen de solución de tiosulfato 0,01N gastado (ml).
N = Concentración de la solución de tiosulfato utilizada (N).
M = Masa de aceite empleado para efectuar la determinación (g).
3.2.2.7 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs) Método por cromatografía gaseosa AOCS, según la norma Ce 1-62 (AOCS, 1993).
Los ácidos grasos de la muestra de aceite son convertidos a ésteres metílicos
mediante una metilación alcalina con metilato de sodio alcalino y una metilación ácida
con ácido sulfúrico en metanol, para luego extraer con hexano los metil-ésteres e
inyectarlos al cromatógrafo de gases.
20
Por medio de tiempos de retención y patrones, se determinan los ácidos grasos
presentes en la muestra. Los resultados obtenidos se expresan como composición
porcentual de ácidos grasos poliinsaturados (EPA y DHA) y por el Índice de Polieno
(PI).
3.2.2.8 Tocoferoles Método por HPLC, según la norma Ce 8-89 (AOCS, 1993).
Este método consiste en que los aceites provenientes de la extracción de lípidos se
disuelven en Hexano HPLC, para luego ser separados individualmente por
cromatografía líquida de alta resolución y comparados con un estándar de tocoferoles
comercial. Determina la concentración de tocoferoles α, γ, y δ presentes en el aceite.
Los resultados se expresan en ppm. Los tocoferoles se determinan en base a la
siguiente formula:
ppm Tocol = ( a x C x V) (A x P)
Donde:
a = Área del pic del tocol en la muestra.
C = Concentración del tocol en el estándar.
V = Volumen del matraz aforado (ml).
A = Área del pic del tocol en el estándar.
P = Peso de la muestra (g).
3.2.2.9 Astaxantina La separación de los pigmentos carotenoides del músculo de pescado se realizó de
acuerdo al método propuesto por Foss y cols. (1984), utilizado en la separación de los
pigmentos con acetona, y método propuesto por Rodríguez-Amaya (2001), para la
medición de astaxantina por espectrofotometría, utilizando los parámetros Ε=2177,4 y
λmax=470 nm.
21
La concentración se determina mediante la siguiente formula:
X (μg) = A x V (ml) x 106
Ε x 100
Donde:
A = Absorbancia a 470 nm.
V = Volumen de la solución que da una absorbancia conocida a una longitud de onda
conocida.
Ε = Coeficiente de extinción molar de la Acetona.
3.2.2.10 Determinación de estabilidad termooxidativa de materias grasas Método oficial AOCS, Cd 12b-92 (1993).
Consiste en determinar el tiempo de resistencia a la termooxidación de la materia
grasa sometiéndola a calentamiento en presencia de un flujo constante de aire hasta
que ésta, por oxidación, genera compuestos volátiles que son arrastrados con aire
hasta un recipiente con agua destilada. El ingreso de los compuestos volátiles provoca
un cambio de conductividad del agua, el tiempo transcurrido para producir los volátiles
y provocar el cambio de conductividad es equivalente al tiempo de inducción de la
oxidación del lípido.
Se analizó el efecto de los extractos algales en aceite de salmón y en aceite de
CANOLA.
3.2.2.11 Análisis Físicos
3.2.2.11.1 Color por equipo Hunter-Labscan
La metodología empleada consistió en la determinación de las coordenadas L*, a* y
b*, utilizando un espectrocolorímetro triestímulo, Hunter Labscan, modelo 2.0/45,
fuente de iluminación luz-día D65, 10 grados, que determinó los componentes del
color. Siendo:
L*: Luminosidad.
a*: Cromaticidad rojo-verde, representa el rojo de la carne.
b*: Cromaticidad amarillo-azul, representa el amarillo de la carne.
22
3.2.2.11.2 Análisis textural: Gelificación de proteínas del salmón
El análisis textural estudia las propiedades reológicas y de estructura de un producto
perceptibles por los mecano-receptores, los receptores táctiles y en ciertos casos por
los visuales y auditivos, se mide por la razón de que es un atributo importante que
afecta al proceso y manejo, y determina la vida útil y la aceptación de un producto por
parte de los consumidores (Routh, 2004).
En las propiedades texturales de alimentos generalmente se trata de utilizar un test
de tipo mecánico que pueda ser capaz de reemplazar la evaluación sensorial de un
panel de personas. El ensayo de compresión mide la fuerza necesaria para alcanzar
una deformación axial dada dentro del rango elástico o hasta la ruptura, y es un
método de medida de firmeza y fuerza de gel (Pytel y Singer, 1994).
El comportamiento de gelificación fue estudiado a través de ensayos texturales,
utilizando una máquina universal de ensayo de materiales (Lloyd Instruments Limited,
Lloyd LR- 5K. Hampshire, England), con una celda de 5 kN. Se utilizó sobre geles
cilíndricos de 2 cm de alto y 1,5 cm de diámetro, elaborados con pasta de salmón y con
adición de algas secas en polvo.
Los datos de fuerza (N) obtenidos en los ensayos se deben transformar a esfuerzo y
la longitud a deformación mediante las siguientes ecuaciones:
Esfuerzo = σ = F/Ao
Deformación = ε = (Lo-L)/Lo Donde:
Ao = Área de la sección transversal de la muestra.
Lo = Altura del gel.
L = Distancia recorrida durante la compresión.
Modulo de elasticidad (o módulo de Young) es la pendiente de la curva esfuerzo-
deformación en la región elástica. Esta relación se denomina ley de Hooke:
E = σ/ε = módulo de elasticidad
23
3.2.2.12 Análisis estadísticos
Se realizó un análisis estadístico de los datos obtenidos al analizar las muestras con
un nivel de confianza del 95 % para determinar la existencia de diferencias
significativas (p<0,05) en todos los parámetros controlados. El análisis se efectuó con
el programa StatGraphics Plus versión 5.1 para Windows XP, aplicando un análisis de
varianza ANOVA.
24
4 RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Caracterización de los extractos de algas
4.1.1 Polifenoles totales: Método de Folin-Ciocalteau
En la Tabla N° 1 se presenta la concentración de polifenoles obtenida para cada uno
de los 5 extractos algales analizados en este estudio, en función del Ácido Gálico
(Anexo N°6).
Tabla N° 1: Concentración de polifenoles obtenida para cada extracto de alga
Extractos de algas
Absorbancia Promedio
(nm)
Contenido de polifenoles
(μg EAG/100ml extracto)
Contenido de polifenoles (mg EAG/kg alga fresca)
Contenido de polifenoles (mg EAG/kg alga seca)
EU 0,716 ± 0,02 511,4 25,6 128
EC 0,328 ± 0,02 234,3 11,7 42,2
EG 0,41 ± 0,00 292,9 14,6 65,1
ER 0,223 ± 0,02 159,3 8 10
EL 0,661 ± 0,02 472,1 23,6 29
EAG: equivalentes de ácido gálico. EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo.
EG: extracto Gracilaria chilensis. ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.
Los datos de la Tabla N° 1 muestran la concentración total de polifenoles en los
extractos de algas analizados en este estudio. El alga con mayor contenido polifenólico
corresponde a la Ulva lactuca (128 mg EAG/kg de alga seca). En el caso del alga
Rhodymenia corallina corresponde a la que tiene menor concentración de polifenoles,
expresados en equivalentes de ácido gálico por kilogramo de alga seca.
Las muestras no contienen un solo polifenol, sino que existe una gran variabilidad
del contenido y tipo de polifenoles y antioxidantes, entre especies de algas (Yuan y
Walsh, 2006).
25
Las algas marinas constituyen una fuente importante de compuestos antioxidantes y
de enzimas protectoras que permiten luchar contra las especies reactivas del oxígeno
formadas a partir del metabolismo. Estas sustancias antioxidantes son de naturaleza
variada y pueden estar aisladas a partir de extractos lipídicos y acuosos (Freile, 2001).
Es importante una vez determinado el contenido de polifenoles de cada extracto,
realizar la prueba del DPPH para conocer la capacidad capturadota de radicales libres
de los extractos algales. Por lo tanto, a partir de los valores de concentración de
polifenoles totales de las muestras, se realiza el ensayo del radical DPPH.
26
4.1.2 Capacidad capturadora de radicales libres: Ensayo de decoloración de DPPH
En la Figura N° 7 se grafica los porcentajes de decoloración de DPPH obtenidos
para cada extracto de alga, en función del Ácido Gálico.
Figura N° 7: Porcentaje de decoloración de DPPH para cada extracto analizado
0
10
20
30
40
50
60
70
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5
Concentración (mg EAG/ml extracto)
Por
cent
aje
de D
ecol
orac
ión
(%)
EC
EG
EL
ER
EU
Lineal
Lineal
Lineal
Lineal
Lineal
EAG: equivalentes de ácido gálico. EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo.
EG: extracto Gracilaria chilensis. ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.
27
En la Tabla N° 2 se presenta la capacidad de los extractos para producir una
reacción de decoloración de un 50% de la solución de DPPH, en función del Ácido
Gálico.
Tabla N° 2: Valores IC50 para cada extracto metanólico
Extractos de algas
Ecuación R2 IC50
(mg EAG/ml
extracto)
EU %D=4,1091C*8,4341 0,9944 1,44
EC %D=5,2928C*23,214 0,9845 0,41
EG %D=2,4482C*21,787 0,9926 0,94
ER %D=8,0657C*28,243 0,994 0,22
EL %D=17,601C*2,5751 0,9946 1,1 EAG: equivalentes de ácido gálico. EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo.
EG: extracto Gracilaria chilensis. ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.
El IC50 representa la concentración exacta que debe tener el extracto metanólico
para producir una reacción de decoloración de un 50% de la solución de DPPH. La
muestra algal que requiere una menor concentración para producir el 50% de la
decoloración es el extracto de Rhodymenia corallina, el cual obtuvo un IC50 de 0,22 mg
EAG/ml.
El extracto metanólico de Ulva lactuca necesita una mayor concentración para
producir la reacción de decoloración, puesto que su IC50 (1,44 mg EAG/ml) fue el más
alto de los 5 extractos analizados. Como se vio anteriormente, esta alga obtuvo la
mayor concentración de polifenoles por el Método de Folin-Ciocalteau, por lo cual el
contenido de polifenoles no se relaciona siempre con la capacidad de captura de
radicales libres que pueda tener el extracto algal.
Hay que recordar que este ensayo mide la capacidad de los polifenoles presentes
para capturar radicales libres y no su concentración.
28
Los resultados obtenidos para estos extractos algales, son comparables con los
presentados en la literatura por Ismail y Siew Hong (2002), correspondientes a
estudios realizados de la capacidad antioxidante de algas marinas disponibles
comercialmente en Malasia (Nori, Kumba, Wakame y Hijiki), en los cuales se
obtuvieron valores de IC50 cercanos a 0,5 mg/ml (Figura N° 8).
En la siguiente figura se muestran los valores de IC50 para diferentes tipos de
algas.
Figura N° 8: Comparación de IC50 entre diferente algas
0,67
0,86
0,42 0,47
1,44
0,41
0,94
0,22
1,1
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
nori
kumbu
wakame
hijiki EU EC EG ER EL
Extractos de Algas
IC50
(mg
EAG
/ml e
xtra
cto) nori
kumbuwakamehijikiEUECEGEREL
EAG: equivalentes de ácido gálico. EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo.
EG: extracto Gracilaria chilensis. ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.
29
4.2 Efecto protector de los extractos de algas en la oxidación de pasta de salmón 4.2.1 Índice de Peróxidos (IP)
En la Figura N° 9 se presenta la evolución del Índice de peróxidos en pasta de
salmón con adición de extractos de algas, calentada a 80ºC durante 1 hora. Figura N° 9: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos (IP) en pasta de salmón
0
4
8
12
16
20
24
28
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70Tiempo (min)
meq
O2/
Kg
de m
ater
ia g
rasa
P
PEU
PER
PEC
PEG
PEL
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
En la Figura N° 9 se muestra el efecto de los diferentes extractos algales en la
formación de peróxidos (IP) en pasta de salmón calentada a 80ºC durante 1 hora. El
índice de peróxido durante diferentes tiempos de calentamiento de muestras de pasta
de salmón con adición de extractos algales, presentó diferencias significativas (p<0,05)
entre la muestra control P y las muestras PER y PEU.
30
Esto refleja un efecto prooxidante de las algas Rhodymenia corallina y Ulva lactuca
sobre la pasta de salmón, lo cual ha sido observado en otros tipos de algas que
pueden actuar como antioxidantes y/o prooxidantes, dependiendo del tipo y período de
tratamiento térmico. Normalmente, se ha observado que este efecto prooxidante
debiera ser corto en el tiempo, ya que luego se experimentaría una inhibición en la
formación de peróxidos, reflejada por un comportamiento constante en el tiempo
(Santoso y cols., 2004). Lo cual coincide con los datos obtenidos en este estudio
(Figura N° 9).
La variación y los altos valores de peróxidos obtenidos en este estudio, podrían
deberse a la presencia de clorofila en los extractos, la cual actúa como un agente
prooxidante de las reacciones de oxidación (Owen, 1993).
Las muestras PEC y PEG mantienen sus valores de índice de peróxidos a los
tiempos finales de calentamiento, con una tendencia a mantenerse constante en el
tiempo, a diferencia de la muestra control P, que tendría una tendencia de aumentar la
formación de peróxidos en el tiempo, esto corroboraría la hipótesis de que ciertos tipos
de algas protegen de la oxidación lipídica (Radmer, 1996; Bald y cols., 2001).
31
4.2.2 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)
4.2.2.1 Índice de Polieno (PI) En la Figura N° 10 se presenta la variación del Índice de polieno en pastas de
salmón con adición de extractos de algas, calentadas a 80ºC durante 1 hora.
Figura N° 10: Variación del Índice de Polieno (EPA + DHA / 16:0) en pastas de salmón con adición de extractos de algas.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
P2 PEU2 PER2 PEC2 PEG2 PEL2
Extractos algales
Indi
ce p
olie
no
P2
PEU2
PER2
PEC2
PEG2
PEL2
P0
P0
a a
a a
a
a
a
0: sin calentar.
2: calentada por 1hora.
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
32
En la Figura N° 10 se muestra la variación del PI de los diferentes extractos algales
adicionados a pasta de salmón. Los resultados indican que no existe diferencia
significativa (p>0,05) entre el control P0 (pasta de salmón sin calentar) y las muestras
con los diferentes extractos algales (PE).
Algunos autores proponen al índice de polieno como un índice muy sensible,
especialmente para aceites con elevado contenido en AGPI (ácidos grasos
poliinsaturados). Los aceites cuando se someten a altas temperaturas, experimentan
un cambio en el perfil de AGPI, ya que la introducción de moléculas de oxígeno en sus
dobles enlaces puede conllevar a la desaparición de ácidos grasos insaturados. El
descenso del índice poliénico en la mayoría de las muestras con respecto al control
(P0), se debería a la destrucción por oxidación, polimerización, etc. (Miller y White,
1988).
En cambio, la mantención del índice de polieno en la muestra PEU2, con respecto a
la muestra control P0 y a las otras muestras, confirma lo indicado en la Figura N° 9,
donde el efecto prooxidante sería corto en el tiempo, para luego dar paso a la
protección de la pasta de salmón frente a la oxidación. Las muestras PEC2 y PEG2 presentan resultados que confirman lo obtenido en la
Figura N° 9, donde dichas muestras obtuvieron valores de índices de peróxidos con
tendencia a ser constantes en el tiempo, indicando así un efecto protector de estos
extractos algales (Cochayuyo y Gracilaria) sobre los ácidos grasos poliinsaturados de
las pastas de salmón.
4.2.2.2 Proporción de ácidos grasos EPA y DHA Dentro de los ácidos grasos esenciales del grupo omega 3, los más importantes son
el ácido eicosapentanoico (EPA) y el ácido docosahexanoico (DHA). El DHA es
precursor de las prostaglandinas, tromboxanos y leucotrienos (Lehninger, 1989). El
EPA es importante en la prevención de enfermedades cardiovasculares y en el control
de triglicéridos sanguíneos, y ejerce una acción antitrombótica (Casado, 2001).
33
En la Figura N° 11 se presenta la composición porcentual de los ácidos grasos EPA
(eicosapentanoico, C20:5ω3) y DHA (docohexahenoico, 22:6ω3) en pastas de salmón
con adición de extractos algales, calentada a 80ºC durante 1 hora.
Figura N° 11: Composición porcentual de los ácidos grasos EPA y DHA en pastas de salmón con adición de extractos de algas
0
2
4
6
8
10
12
14
16
P2 PEU2 PER2 PEC2 PEG2 PEL2
Extractos algales
%Es
tere
s m
etíli
cos
DHA
EPA
P0
0: sin calentar.
2: calentada por 1hora.
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
En la Figura N° 11 se muestra la composición porcentual de los ácidos grasos EPA
(eicosapentanoico C20:5ω3) y DHA (docohexahenoico 22:6ω3) en las muestras de
pasta de salmón con adición de extractos algales, calentadas a 80ºC por 1 hora. Los
resultados indican que, para el ácido graso EPA, la muestra PEL fue la única que tuvo
diferencia significativa (p<0,05) con la muestra control P0. Con respecto al ácido graso
DHA, la mayoría de las muestras tuvieron diferencias significativas (p<0,05) con el
control, a excepción de la muestra PEU.
34
Se puede decir que una disminución de los PUFAs en las muestras preparadas en
comparación con la muestra control P0, se debe al proceso térmico aplicado, puesto
que ciertos ácidos grasos se degradan con el calor, causando una transformación en sí
mismos o un aumento de la cantidad de otros ácidos grasos (Medina y cols., 1995).
Se debe considerar que el efecto protector mostrado en PI y en EPA y DHA (Figuras
N° 10 y N° 11) por la muestra PEU, se contrapone con el aumento del índice de
peroxidos mostrado en la materia grasa de pasta de salmón calentada (Figura N° 9),
esto se explicaría debido a que el índice de peróxidos es un valor que no solo
considera la oxidación del EPA y DHA (observado en PI), sino que también considera
el deterioro oxidativo de todos los ácidos grasos poliinsaturados del aceite de las
pastas de salmón elaboradas.
4.2.3 Tocoferoles
El contenido de tocoferoles es importante en la protección de la auto-oxidación de
lípidos, de la prolongación de su vida útil y valor nutricional (Dobarganes y cols, 2005).
El decaimiento de los tocoferoles determinados (alfa, gama y delta) en las pastas de
salmón con adición de diferentes extractos algales es significativamente (p<0,05)
mayor en el contenido de tocoferol alfa solo en la muestra PEU (Figura N° 12, N° 13 y
N° 14) con respecto el control P. Esto se debería principalmente a que pueden surgir
pérdidas de alfa tocoferol al momento de la extracción, debido al contacto con la luz o
con el oxígeno, y también pudo haber pérdidas durante el tratamiento térmico aplicado
en este estudio, lo que concuerda con los datos descritos bibliográficamente (Kochhar,
2000; Prongracz y cols., 1995).
La tendencia que indica la Figura N° 12, muestra que PEG no tuvo un descenso
significativo en el contenido de alfa tocoferol en el tiempo, por lo que se produjo un
efecto protector sobre el tocol alfa de la pasta de salmón, producido por el extracto de
Gracilaria, lo que se relaciona con los resultados obtenidos en la actividad antioxidante
para esta alga, en donde obtuvo la mejor capacidad capturadota de radicales libres
(Figura N° 8).
35
Figura N° 12: Contenido de tocoferol alfa en pastas de salmón con adición de extractos de algas
0
150
300
450
600
0 10 20 30 40 50 60 70
Tiempo (min)
Toco
fero
l Alfa
(ppm
)
P
PEU
PEL
PEC
PEG
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
36
Figura N° 13: Contenido tocoferol gamma en pastas de salmón con adición de extractos de algas
0
30
60
90
120
150
180
0 10 20 30 40 50 60 70
Tiempo (min)
Toco
fero
l Gam
a (p
pm)
P
PEU
PEL
PEC
PEG
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
37
Figura N° 14: Contenido tocoferol delta en pastas de salmón con adición de extractos de algas
0
20
40
60
0 10 20 30 40 50 60 70
Tiempo (min)
Toco
fero
l del
ta (p
pm)
P
PEU
PEL
PEC
PEG
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
38
4.2.4 Astaxantina El color de la carne de los salmónidos se debe a la absorción y fijación de
pigmentos carotenoides oxigenados en su carne. Entre ellos, el pigmento llamado
astaxantina es el que se encuentra en mayor abundancia en el salmón silvestre,
mientras que en las especies cultivadas es posible encontrar una mayor variedad como
resultado de la inclusión de una gama de ingredientes y fuentes de pigmentación en las
dietas artificiales. La astaxantina es la responsable de la coloración naranja rojiza
característica de los salmónidos (Storebakken y cols., 1987).
Figura N° 15: Concentración de astaxantina para las diferentes pastas de salmón con adición de extractos de algas
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0 10 20 30 40 50 60 70Tiempo (min)
Ast
axan
tina
(ug
asta
xant
ina/
g m
úscu
lo d
e s
alm
ón )
P
PEU
PEL
PEC
PEG
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
39
En la Figura N° 15 la concentración de astaxantina para los diferentes extractos
algales adicionados a pasta de salmón calentada a 80ºC durante 1 hora, presentaron
diferencia significativa (p<0,05) entre la muestra control P y las muestra PEU y PEG.
Estas muestras estarían presentando una mayor protección del pigmento astaxantina,
en comparación con la muestra control P, esto debido a que la astaxantina en este
caso no estaría siendo utilizada como antioxidante, sino mas bien los constituyentes
del extracto ejercerían este rol y el descenso presentado por la muestra control P en la
primera etapa, por efecto del tratamiento térmico, se minimiza en las muestras PEU y
PEG.
Es importante señalar que la disminución del pigmento astaxantina, sólo tiene
incidencia sobre el color de la carne (menor a 6μg de astaxantina/g de músculo de
pescado), y no tiene gran importancia sobre cambios en el sabor (Sheehan, 1998).
4.2.5 Color
El espacio de color CIELAB (Comisión Internacional de Color), se genera
representando en coordenadas rectangulares los parámetros L*, a* y b* (Figura N° 16).
L* representa la luminosidad y toma valores entre 0 y 100, en donde los valores mas
altos indican una mayor claridad, a* es una escala que representa el color rojo-verde,
en donde los valores positivos indican una coloración roja y los valores negativos una
coloración verde. Por ultimo b* mide la variación entre el color amarillo (valores
positivos) y el azul (valores negativos) (Artigas y col., 1985).
40
Figura N° 16: Sistema CIELAB de ordenamiento de color
Figura N° 17: Muestra la luminosidad (L*) en función del tiempo para muestras de pastas de salmón adicionadas con extractos de algas
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 10 20 30 40 50 60 70Tiempo (min)
L*(lu
min
osid
ad)
P
PEU
PEG
PEL
PEC
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
41
En la Figura N° 17 se muestra la luminosidad (L*) en función del tiempo para cada
pasta de salmón con adición de extractos algales, presentó diferencias significativas
(p<0,05) entre la muestra control P y la muestra PEU. Esto coincide con lo indicado en
la Figura N° 15, donde este extracto presenta una tendencia a mantener la
concentración de astaxantina, a diferencia de las otras muestras, además cabe
destacar que el color de esta alga (verde intenso) influye en este parámetro.
Se observa que en la mayoría de las muestras, el valor de L* aumenta al ser
calentado el producto. Lo que estaría relacionado con la pérdida de astaxantina por
efecto térmico, y la formación de un gel traslucido originado por la desnaturalización de
las proteínas.
Figura N° 18: Muestra el tono rojo (a*) en función del tiempo para muestras de pastas de salmón adicionadas con extractos de algas
-4
-2
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
0 10 20 30 40 50 60 70
Tiempo (min)
a*(to
no ro
jo)
P
PEU
PEG
PEL
PEC
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
42
En la Figura N° 18 se muestra el tono rojo (a*) en función del tiempo para cada
muestra de pasta de salmón con adición de extractos algales. Esta tonalidad presentó
diferencias significativas (p<0,05) entre la muestra control P y todas las muestras de
pasta de salmón adicionadas con extractos algales.
La muestra PEU gráficamente es la que presentó mayor diferencia en el parámetro
a* con respecto a la muestra control P, ya que el extracto de ulva posee un color verde
intenso, que da valores de a* negativos (-a*).
Figura N° 19: Muestra el tono amarillo (b*) en función del tiempo para muestras de pastas de salmón adicionadas con extractos de algas
0
5
10
15
20
25
30
35
0 10 20 30 40 50 60Tiempo (min)
b*(to
no a
mar
illo)
P
PEU
PEG
PEL
PEC
PER
P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.
PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
43
En la Figura N° 19 se muestra el tono amarillo (b*) en función del tiempo para cada
muestra de pasta de salmón con adición de extractos algales. Esta tonalidad presentó
diferencias significativas (p<0,05) entre la muestra control P y la muestra PEU, esto
debido principalmente al traspaso de los pigmentos (verde intenso) del extracto de Ulva
lactuca, que enmascara la lectura del parámetro b*. Por otro lado, la intensidad en el
tono amarillo no es totalmente dependiente de la astaxantina del salmón, a diferencia
del parámetro a* (Skrede y Storebakkeb, 1986).
4.3 Efecto en la textura de pasta de salmón por la adición de algas secas en polvo.
La textura puede ser definida como los atributos que tiene un alimento resultado de
la combinación de las propiedades físicas y las percibidas por nuestros órganos
sensoriales (Chand, 1986) y es muy importante en la selección y preferencia de los
alimentos, y además es reconocida como el mayor atributo de su calidad (Bourne,
1973).
En este estudio, los cambios texturales se representan con la fuerza máxima de
compresión (N) y con el valor del módulo de elasticidad (módulo de Young), el cual es
característico de cada muestra y es independiente de la forma y tamaño empleada en
su medición. Es un indicador de la resistencia que tiene un material sometido a un
esfuerzo de tensión o compresión y se interpreta como la máxima fuerza que se puede
aplicar al material sin romperlo (Pytel y Singer, 1994).
La siguiente figura muestra los cambios en la textura de geles, elaborados con pasta
de salmón y con adición de algas secas en polvo, obtenida mediante el ensayo de
compresión que relaciona la fuerza máxima (N) con la adición de 3 concentraciones
diferentes (2%, 4% y 8%) de algas secas en polvo.
44
Figura N° 20: Fuerza máxima (N) obtenida para geles cilíndricos de pasta de salmón con algas secas en polvo
0
5
10
15
20
25
30
35
0 2 4 6 8 10
Concentración de algas secas (%)
Fuer
za M
ax. (
N)
PCS
PGS
PUS
PRS
PLS
P
2%-4%-8%: concentraciones de algas secas en polvo.
P: Pasta de salmón (control). PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca.
PGS: Pasta de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición
de alga Ulva lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea
antarctica (Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche
rojo) seca.
En la figura N° 20, la firmeza de las muestras se determinó con 3 concentraciones
distintas de algas secas en polvo (2%,4% y 8%), donde la muestra PGS presenta una
tendencia que indica mayor firmeza con respecto a las otras muestras analizadas.
El tratamiento térmico provoca la desnaturalización de las proteínas, lo que da
como resultado la pérdida de su solubilidad y actividad enzimática, la intensidad de la
hidrólisis de las proteínas aumenta al elevarse la temperatura y al prolongarse el
tiempo de calentamiento. En este análisis, la pasta de salmón se ve claramente
influenciada por la adición de algas secas, donde su textura-firmeza, en vez de
disminuir con el calentamiento (Stanley y Stone, 1992), aumentó a medida que
aumenta la concentración de dichas algas.
45
En la Figura N° 21 se muestran los cambios en la textura de pasta de salmón con
adición de algas secas en polvo, representando el modulo de elasticidad (módulo de
Young) con 3 concentraciones distintas de algas secas (2%, 4% y 8%).
Figura N° 21: Módulo de elasticidad (E) de geles cilíndricos de pasta de salmón con algas secas en polvo
0
1
2
3
4
5
6
7
0 1 2 3 4 5 6 7 8Concentracion de algas secas (%)
Mód
ulo
de e
last
icid
ad E
( K
pa) PCS
PGS
PLS
PRS
PUS
P
2%-4%-8%: concentraciones de algas secas en polvo.
P: Pasta de salmón (control). PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca.
PGS: Pasta de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición
de alga Ulva lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea
antarctica (Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche
rojo) seca.
En la Figura N° 21 se muestra el Módulo de Elasticidad (E), el cual está
estrechamente relacionado con las fuerzas que unen a los átomos y es una medida de
rigidez. En este estudio, los geles elaborados con pasta de salmón y con adición de
extractos algales en polvo, presentan un alto valor de E con respecto a la muestra
control P, por lo cual su elasticidad aumenta al aumentar las concentraciones de las
algas utilizadas (Senthil y cols., 2005).
46
Al aumentar la firmeza y elasticidad, el contenido de agua libre es menor, por lo que
la vida útil de los geles aumentaría. En el caso de las algas secas, su acción frente a
la textura de la pasta de salmón esta altamente relacionada con su capacidad de
formar gomas, como el agar y carragenatos, que se extraen de las algas rojas, y
alginatos que se extraen de algas pardas.
4.4 Efecto protector de los extractos de algas en aceite de salmón y CANOLA 4.4.1 Determinación de estabilidad termooxidativa
La determinación de la estabilidad en la oxidación de aceites, de grasas animales y
vegetales con el método Rancimat, se ha convertido desde hace más de dos décadas
en el método de referencia mundial para los laboratorios de alimentos y para los
fabricantes de antioxidantes. Este método está basado en la degradación térmica y
oxidativa de aceite, en función del tiempo en condiciones isotérmicas, la cual da como
resultado compuestos volátiles que son atrapados en agua destilada causando un
cambio de su conductividad en la celda de medición. Se reporta el tiempo en horas
donde se registró el cambio en la conductividad en la celda de medición del equipo
Rancimat (Ortega, 2004).
Tabla N° 3: Valores para el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de salmón con adición de los diferentes extractos de algas
Muestra 1
(hr) 2
(hr) X DS As 4,17 3,98 4,08 ± 0,13
AsC 4,61 3,88 4,25 ± 0,42 AsL 0 0 - - AsG 5,33 4,92 5,13 ± 0,29 AsU 0 0 - - AsR 0 0 - -
47
As: Aceite de salmón (control). AsC: Aceite de salmón con adición de extracto de Durvillaea Antarctica
(Cochayuyo). AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsG:
Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AsU: Aceite de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AsR: Aceite de salmón con adición de extracto de Rhodymenia
corallina.
X: Promedio
DS: Desviación estándar
La Tabla N° 3 se muestra los valores para el tiempo de inducción en aceite de
salmón con adición de los diferentes extractos algales. No se obtuvieron tiempos de
inducción para las muestras AsL, AsU, ni AsR. Esto se debería al efecto prooxidante
de las algas cochayuyo, ulva y rhodymenia sobre el aceite de salmón que también
debido a su alta poliinsaturación, el proceso de oxidación ocurrió muy rápidamente en
un tiempo menor, fuera del tiempo mínimo en que se activa la sensibilidad del equipo
Rancimat, lo que normalmente no ocurre en los aceites tradicionales (monoinsaturados
y saturados).
Por este motivo, al no poder demostrar el efecto antioxidante protector de todos los
extractos metanólicos de algas en el sistema aceite de salmón, se repitió el análisis
con aceite vegetal de CANOLA.
48
Figura N° 22: Efecto en el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de CANOLA con adición de los diferentes extractos de algas
0
4
8
12
16
20
1Extractos algales
Tiem
po d
e in
ducc
ión
(Hrs
)
Ac
AcC
AcL
AcG
AcU
AcR
Ac AcRAcUAcLAcC AcG
c a
b
a aa
Ac: Aceite de CANOLA (control). AcC: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Durvillaea
antarctica (Cochayuyo). AcL: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche
rojo). AcG: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AcU: Aceite de CANOLA
con adición de extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AcR: Aceite de CANOLA con adición de
extracto de Rhodymenia corallina.
En la Figura N° 22 se muestra el efecto en el tiempo de inducción en aceite de
CANOLA con adición de los diferentes extractos algales. El tiempo de inducción
presentó diferencias significativas (p<0,05) entre la muestra control Ac y las muestras
AcC y AcG.
Los extractos de algas de Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis
reflejan un efecto de inhibición de la oxidación producida en condiciones forzadas de
oxidación (80ºC x 20 l aire/min) sobre el aceite vegetal de CANOLA. Esta prueba apoya
la afirmación obtenida en los resultados para el índice de peróxidos, en el cual los
compuestos antioxidantes presentes en los extractos algales actúan en condiciones
prolongadas de oxidación (Santoso y cols., 2004).
49
4.4.2 Índice de Peróxidos (IP)
En la Figura N° 23 se presenta la evolución del Índice de peróxidos en aceite de
salmón con adición de extractos algales, calentado a 80ºC durante 4 horas. Figura N° 23: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos (IP) en aceite de salmón
0
5
10
15
20
25
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5
Tiempo (Hrs)
meq
O2/
kg
de a
ceite
As
AsU
AsL
AsR
AsC
AsG
As: Aceite de salmón (control). AsU: Aceite de salmón con adición de extracto de Ulva lactuca (Lechuga
de mar). AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsR: Aceite
de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. AsC: Aceite de salmón con adición de
extracto de Durvillaea antarctica (Cochayuyo). AsG: Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria
chilensis.
En la Figura N° 23 se muestra el efecto de los diferentes extractos algales en la
formación de peróxidos (IP) en aceite de salmón calentado a 80ºC durante 4 horas. El
índice de peróxido durante diferentes tiempos de calentamiento de muestras de aceite
de salmón con adición de extractos algales, presentó diferencias significativas (p<0,05)
entre la muestra control As y todas las muestras con extractos algales.
50
Los extractos de algas de Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis
reflejan un efecto protector sobre la oxidación del aceite de salmón al presentar
valores de IP mas bajos que la muestra control As. Al comienzo del calentamiento (1hr)
los valores de índice de peróxidos concuerdan con los valores bibliográficos, en donde
el índice de peróxido inicial en el aceite de salmón comercial es de 5,5 mEq oxígeno/kg
de aceite (Flores, 2004). Esta prueba apoya la afirmación obtenida en los resultados
para el índice de peróxidos sobre pasta de salmón (Figura Nº 9), en el cual los
compuestos antioxidantes presentes en los extractos algales actúan en condiciones
prolongadas de oxidación.
51
5 CONCLUSIONES
Del presente estudio se puede desprender las siguientes conclusiones:
El alga Ulva lactuca presentó una mayor concentración de polifenoles (128 mg
EAG/kg de alga seca).
El extracto de Rhodymenia corallina presentó mayor capacidad capturadora de
radicales libres (IC50 = 0,22 mg EAG/ml).
Se estudió la acción antioxidante de los extractos de algale en grasa de pasta
de salmón tratada térmicamente, a través del índice de peróxidos, obteniéndose
un efecto prooxidante de las algas Rhodymenia corallina y Ulva lactuca, y un
efecto protector de la oxidación lipídica de las algas Durvillaea antarctica
(Cochayuyo) y Gracilaria chilensis. Además, el extracto de Gracilaria chilensis
presentó un efecto protector sobre la degradación térmica de componentes
esenciales de pastas de salmón (PUFAs, astaxantina, tocoferoles, etc.).
La adición de extractos de algas produce variación en los parámetros de
luminosidad, tono rojo y tono amarillo en pastas de salmón, debido a los
pigmentos clorofílicos de estas, siendo este efecto mas evidente en pasta de
salmón con adición de extracto de Ulva lactuca.
El extracto de Durvillaea antarctica (Cochayuyo) presentó un efecto protector en
el tiempo de inducción de aceite de CANOLA (monoinsaturado) y el extracto de
Gracilaria chilensis en aceite de salmón (poliinsaturado).
Todas las algas secas otorgan un efecto de firmeza (fuerza de gel) y elasticidad
(módulo de Young) sobre la pasta de salmón tratada térmicamente, lo que le
otorgaría a las pastas una mayor estabilidad y vida útil.
Se concluye que en el estudio de las propiedades antioxidantes y funcionales
de cinco algas chilenas sobre la calidad de pasta de salmón tratada
térmicamente, el mejor comportamiento lo obtuvo el alga Gracilaria chilensis
seguida por el alga Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y el comportamiento
menos satisfactorio fue para el alga Phorphyra columbina (Luche rojo).
52
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58
ANEXO N° 1 Figura 1: Producción mundial de macroalgas
Fuente: Buschmann, 2005
Figura 2: Usos de las macroalgas
Fuente: Buschmann, 2005
59
ANEXO N° 2 MATERIALES UTILIZADOS
• Preparación de extractos
Cuchillos
Tablas para picar
5 Matraces de 500 ml con tapa
5 Frascos de vidrio con tapa
• Polifenoles totales
Pipetas graduadas de 5 y 10 ml
Matraces esmerilado para rotavapor
Tubos de ensayo
Micropipeta Socorres 100-1000 μl.
Puntas desechables para micropipeta
• Capacidad capturadota de radicales libres
Matraz de aforo 250 ml
Pipetas graduadas de 1 y 5ml
• Preparación pasta de salmón con adición de extractos algales
Cuchillo
Tabla de picar
Pipeta de 10 ml
Tubos de vidrio
• Extracción de materia grasa
Balones de 250 ml
Embudo Büchner
Matraz Kitasato 1L
Papel metalizado
Papel Whatman N°1
60
Pipetas graduadas de 10 ml
Probetas de 100, 250 y 500 ml
Pipeta Pasteur
• Índice de peróxidos
Matraces Erlenmeyer de 250 ml con tapa esmerilada
Microbureta de 10 ml
Vasos precipitados
Pipetas graduadas de 1, 5 y 10 ml
• Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)
Pipeta de 2, 5 y 10 ml
Pipeta Pasteur
Perlas de ebullición
Soporte universal
Pinzas
Matraz esmerilado con tapa de 50 ml
Matraz esmerilado con tapa de 10 ml
Varillas refrigerantes
Plato calefactor
• Tocoferoles
Equipo de filtración Millipore OM 037. Filter holder 47 mm glass (incluye
embudo, pinzas y base de vidrio). USA.
Filtro Millipore Tipo HV 0,45 μm. USA.
Jeringa SGE 100 μl. Australia.
Matraz aforado 1 l
Matraz aforado ámbar con tapa de 10 ml
Matraz Kitasato 2 l
Pipetas
61
• Astaxantina
Tubos de vidrio con tapa de 5 ml
Matraces de aforo de 5 ml
Pipetas de 5 ml
• Determinación de estabilidad termooxidativa
Balones de 250 ml
Pipetas de 5 y 10 ml
Tubos Rancimat
• Análisis textural
Tabla de picar
Cuchillo
Tubos de vidrio con tapa
62
ANEXO N° 3 REACTIVOS QUIMICOS UTILIZADOS
• Preparación extractos
Metanol (CH4OH) Winkler, Chile, Santiago
• Polifenoles totales
Solución stock Ácido Gálico (pesar 0,5 gr ác.gálico seco y disolver en 10 ml
de etanol. Aforar con agua destilada a 100 ml)
Reactivo comercial Folin-Cioccalteus, Merck
Carbonato de Sódio al 20% p/v (pesar 200 gr de carbonato de sodio anhidro
y disolver en 800 ml de agua destilada hirviendo. Enfriar a temperatura
ambiente, sembrar con unos pocos cristales de carbonato de sodio y
después de 24 horas filtrar sobre papel y aforar a 1000 ml con agua
destilada)
Etanol Merck, Lichrosolv
Agua destilada
• Capacidad capturadota de radicales libres
Solución metanólica fresca del radical 2,2-difenil-1-picril hidrazilo (DPPH) de
20 mg/L
Metanol (CH4OH) Winkler, Chile, Santiago
• Extracción de materia grasa
Agua destilada
Cloroformo (CHCl3) Merck, Alemania, Darmstadt
Metanol (CH4OH) Winkler, Chile, Santiago
63
• Índice de peróxidos
Ácido acético glacial (CH3COOH) Merck, Alemania, Darmstadt
Agua destilada
Almidón ((C6H10O5)n) Merck, Alemania, Darmstadt
Cloroformo (CH3Cl) Merck, Alemania, Darmstadt
Tiosulfato de sodio (Na2S2O3) Merck, Alemania, Darmstadt
Yoduro de potasio (KI) Merck, Alemania, Darmstadt
• Ácidos Grasos Poliinsaturados(PUFAs)
Ácido sulfúrico (H2SO4) Merck, Alemania, Darmstadt
Alcohol metílico (CH4O) Winkler, Chile, Santiago
Metilato de sodio alcalino 0,2N Merck, Alemania, Darmstadt
Cloruro de sodio (NaCl) Merck, Alemania, Darmstadt
Indicador fenolftaleína (C20H14O4) Merck, Alemania, Darmstadt
Hexano (C6H14) Winkler, Chile, Santiago
Hidrogeno Extra Puro AGA, Chile, Santiago
• Tocoferoles
2-propanol grado HPLC (C3H8O) Merck, Alemania, Darmstadt
Estándar tocoferol DL-α, β, γ, δ. Merck, Alemania, Darmstadt
Hexano para cromatografía de fase liquida (C6H14) Merck, Alemania,
Darmstadt
• Astaxantina
Acetona (C3H80) Merk, Alemania, Darmstadt
64
ANEXO N° 4 EQUIPOS EMPLEADOS
• Preparación extractos
Shaker Burell, modelo BB. USA Balanza analítica Precisa 125A. Suiza.
• Polifenoles totales
Rotavapor Büchi, modelo R – 205. Suiza
Espectrofotómetro ATI Unicam UV/Vis Spectrometer UV3-200.
Parámetros Rango de absorbancia: 0,2 a 0,8 nm
Absorbancia base: 765 nm
• Capacidad capturadota de radicales libres
Espectrofotómetro ATI Unicam UV/Vis Spectrometer UV3-200.
Parámetros Rango de absorbancia: 0,2 a 0,8 nm
Absorbancia base: 517 nm
• Preparación de pasta de salmón con adición de extractos algales
Picadora de alimentos Moulinex, modelo AD 5642. Francia
Balanza analítica Precisa 125A. Suiza
Rotavapor Büchi, modelo R – 205. Suiza
• Extracción de materia grasa
Balanza Precisa 1620D. Suiza.
Bomba de vacío de anillo líquido Bertuzzi E7596. Italia
Mezclador Waring Blender 7012S. USA
Rotavapor Büchi, modelo R – 205. Suiza
65
• Índice de peróxidos
Balanza analítica Precisa 125A. Suiza
• Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)
Balanza analítica Precisa 125A. Suiza
Cromatógrafo de gases: Hewlett-Packard modelo 5860 serie 2, con detector de
ionización de llama, gas portador H2. Alemania
Integrador: Eléctrico Hewlett-Packard 3395. Alemania
Columna Capilar de sílica fundida BPX-70. Largo 50 mm, diámetro interno 0,25
mm, espesor de película 0,2μ.
Parámetros Temperatura del horno: 150ºC a 240ºC.
Velocidad de calentamiento: 2ºC/min.
Temperaturas inyector y detector: Fijas a 240ºC.
• Tocoferoles
Balanza analítica Precisa 125A. Suiza
Bomba Merck Hitachi L-7110. Lachrom Flujo 1 ml/min. Loop 20 μl. Japón
Columna: LiChroCart 250-4 LiChrospher Si60 (5μm). Japón
Detector de fluorescencia Merck Hitachi F-1050. Longitud de onda
excitación/emisión a 290/330nm. Japón
Software Clarity- Chromatography SW, DataApex 2005.
• Astaxantina
Espectrofotómetro ATI Unicam UV/Vis Spectrometer UV3-200.
Vortex Cenco Insrumenter B.V.
Parámetros Rango de absorbancia: 0,2 a 0,8 nm
Absorbancia base: 470 nm
66
• Determinación de estabilidad termooxidativa
Balanza analítica Precisa 125A. Suiza
Equipo Rancimat 679 Metrohm. Suiza
• Medición de color
Espectrocolorímetro triestímulo, Hunter Labscan, modelo 2.0/45, fuente de
iluminación luz-día D65, 10 grados.
• Análisis textural
Máquina universal de ensayo de materiales Lloyd Instruments Limited, Lloyd
LR- 5K. Hampshire. England
Parámetros Sensor de penetración: 17 mm de diámetro
Velocidad del cabezal: 100 mm/min
67
ANEXO N° 5 METODOLOGIAS EMPLEADAS
• Preparación de extractos
Procedimiento:
Lavar con agua destilada cada variedad de alga marina por separado. Picar las algas y pesar en balanza analítica 20 gramos de cada una. Extracción metanólica: colocar los 20 gramos de alga picada en matraces de
500 ml con tapa. A cada matraz añadir 100 ml de alcohol metílico (proporción
1:5). Tapar y se agitar por 1 hora en equipo Shaker y luego guardar en
oscuridad por 24 horas para obtener una optima extracción.
Transcurrido el tiempo de extracción, filtrar los extractos, llevarlos a frascos de
vidrio con tapa y mantenerlos en oscuridad.
• Polifenoles totales: Índice de Folin-Ciocalteus: Según método descrito por
Borden & Scarpa, (2000).
Procedimiento:
Realizar una curva estándar para la expresión de los polifenoles en función del
ácido gálico (Anexo N°6)
Convertir los extractos metanólicos a etanólicos. Para esto añadir 2 ml de
extracto algal metanólico en un matraz esmerilado, colocar en rotavapor a 40°C
hasta la total evaporación del metanol. Luego añadir al matraz 2 ml de etanol
para redisolver y así obtener el extracto etanólico. Colocar en un tubo de ensayo 0,2 ml de extracto algal etanólico. Agregar 12 ml de agua destilada, 1 ml de reactivo de Folin-Ciocalteu y agitar
vigorosamente. Añadir 3 ml de Carbonato de Sodio al 20% p/v y llevar a 20 ml con agua
destilada. Agitar y dejar reposar 30 minutos a 20ºC. Medir absorbancia en espectrofotómetro a 765 nm. Expresar los resultados en función del estándar Ácido Gálico.
68
• Capacidad capturadota de radicales libres: Ensayo de decoloración
de DPPH: Según metodología propuesta por Molyneux (2004). Procedimiento:
Preparar solución DPPH de 20 mg/L (pesar 5 mgr de DPPH en un matraz de
250 ml y aforar con metanol absoluto, luego homogenizar).
Preparar soluciones metanólicas de los diferentes extractos a 3
concentraciones distintas.
Mezclar el DPPH con las diferentes diluciones (2ml DPPH más 1ml de extracto
algal).
Efectuar mediciones de absorbancia a 517nm después de transcurridos 15
minutos de la reacción.
Expresar los resultados como porcentaje de decoloración.
• Preparación pasta de salmón con adición de extractos algales
Procedimiento:
Los extractos elaborados anteriormente contienen metanol, el cual desnaturaliza las
proteínas del salmón e interfiere en los análisis posteriores, es por esto que se debe
evaporar el metanol de los extractos y luego redisolverlos en agua destilada, antes de
ser mezclados con la pasta de salmón.
Lavar y trozar el filete de salmón.
Moler en procesadora de alimentos hasta obtener una pasta homogénea.
Pesar porciones de 40 gramos de pasta de salmón en balanza granataria.
Medir 10 ml de cada extracto por separado, y mezclarlos con las porciones de
pasta de salmón.
Traspasar cada una de las pastas elaboradas a tubos de vidrio.
Calentar los tubos en agua a 80°C por 60 minutos y tomar muestras de cada
pasta a 4 tiempos diferentes (0, 12, 23, 42 y 60 minutos).
Elaborar muestra control (porción de pasta de salmón con adición 10 ml de
agua destilada).
69
• Extracción de materia grasa: Extracción según Bligh & Dyer (1959) Procedimiento:
Pesar 50 gramos en balanza granataria de cada una de las 6 pastas elaboradas
anteriormente en el punto 3.2.2.4 y traspasar a mezclador Waring Blender.
Agregar 50 ml de cloroformo y 100 ml de metanol y homogenizar por 2 minutos.
Añadir 50 ml de cloroformo y 50 ml de agua destilada. Homogenizar por 30
segundos.
Filtrar en embudo Büchner a presión reducida, empleando un papel Whatman
N°1.
Lavar el residuo del mezclador con 20 ml de cloroformo.
Trasladar el filtrado a una probeta de 500 ml.
Lavar el kitasato con 25 ml de cloroformo y juntar con el filtrado.
Tapar la probeta y se deja reposar hasta la completa separación de fases (24
horas). Transcurrido este tiempo eliminar la capa superior de metanol-agua por
medio de aspiración, empleando una trampa de vacío y pipeta Pasteur. La fase
clorofórmica se traslada a un balón previamente tarado en balanza analítica y
evaporar a presión reducida empleando un evaporador rotatorio y un baño de
agua a 40°C, hasta que no se observe condensación de cloroformo. Retirar y
registrar la masa de aceite obtenida en balanza analítica (antes de llevar a
balanza analítica, el matraz se debe pasar por una corriente de nitrógeno para
eliminar el solvente residual).
• Índice de Peróxidos (IP): Método oficial AOCS, Cd 8-53 (1996). Procedimiento:
Pesar 5 gramos de aceite en un matraz Erlenmeyer de 250 ml con tapa
esmerilada, en balanza analítica.
Añadir al matraz 30 ml de solución ácido acético-cloroformo (3:2) y agitar
suavemente.
Añadir 3 gramos de Kl y 0,5 ml H2O destilada. Tapar y agitar vigorosamente en
oscuridad por 1 minuto e inmediatamente agregar 30 ml de agua destilada y 0,5
ml de almidón como indicador.
70
Titular con tiosulfato de sodio 0,01N hasta la desaparición de la coloración
azul/negra.
Expresar los resultados en meq O2/Kg de materia grasa.
• Ácidos Grasos Poliinsaturados: Método oficial AOCS, Ce 1-62 (1993). Procedimiento:
Para la determinación del perfil de ácidos grasos de la muestra de aceite, se deben
hidrolizar los triglicéridos componentes de la grasa, mediante la aplicación de un
proceso de metilación alcalina y posteriormente una metilación ácida.
Paso 1. Metilación alcalina:
Pesar en balanza analítica 100 mg de aceite en matraz aforado de 50 ml.
Agregar 10 ml de Metilato de Sodio 0,2 N, adicionar perlas de ebullición.
Llevar a placa calefactora a reflujo por 10 minutos.
Dejar enfriar.
Paso 2. Metilación ácida:
Agregar, al metilado alcalino, gotas de indicador fenolftaleína.
Adicionar H2SO4/CH4O hasta desaparición de la coloración rosada, más 2 ml de
exceso.
Llevar a placa calefactora a reflujo por 20 minutos.
Dejar enfriar.
Adicionar 1,5 ml de hexano.
Agregar NaCl al 10% hasta lograr la separación de las fases (por sobre el
aforo).
Agitar y dejar reposar hasta la separación completa de las fases.
Extraer el sobrenadante y traspasarlo a un matraz aforado de 10 ml.
Inyectar 0,5 microlitros de ésteres metílicos en el cromatógrafo de gases. Expresar los resultados obtenidos como composición porcentual de ácidos
grasos poliinsaturados (EPA y DHA) y por el Índice de Polieno (PI).
71
• Tocoferoles: Método oficial AOCS Ce 8-89 (1993).
Procedimiento:
Preparación de la fase móvil:
En matraz aforado de un litro agregar hexano para cromatografía HPLC hasta
la mitad de su capacidad aproximadamente.
Añadir sobre él 5 ml de 2-propanol y completar hasta el aforo con hexano para
cromatografía HPLC.
Filtrar la fase móvil anteriormente preparada en el equipo de filtración al vacío
Millipore usando un filtro HV de 0,45 μm, teniendo la precaución de que el
equipo esté limpio y seco.
Trasladar la fase filtrada a un frasco desde el cual se alimentará la bomba que
forma parte del cromatógrafo.
Preparación de la muestra:
Pesar en balanza analítica alrededor de 0,1 g de aceite en un matraz aforado
ámbar de 10 ml con tapa.
Aforar con hexano para cromatografía HPLC, tapar y voltear tres veces el
matraz para homogenizar el contenido.
Inyectar 80 μl de muestra.
Finalizado cada análisis el software entregará una tabla con las áreas de cada
Peak y el tiempo de elusión respectivo para cada tocoferol.
Determina la concentración de tocoferoles α, γ, y δ presentes en el aceite. Los
resultados se expresan en ppm.
• Astaxantina: Método propuesto por Foss (1984) utilizado en la separación de
los pigmentos con acetona y método propuesto por Rodríguez-Amaya (2001),
para la medición de astaxantina por espectrofotometría. Procedimiento:
Colocar un gramo de cada una de las pastas elaboradas anteriormente en el
punto 3.2.2.4 en tubos de vidrio de 5 ml con tapa.
Agregar 3 ml de acetona y agitar en Vortex por 3 minutos.
Filtrar y recoger en matraz de aforo de 5 ml.
72
Leer la absorbancia de la solución mediante barrido (la lectura por
espectrofotometría de este tipo de carotenos se realiza a 470 nm).
Los resultados se expresan en μg astaxantina/g músculo salmón.
• Determinación de estabilidad termooxidativa de materias grasas: Método
oficial AOCS, Cd 12b-92 (1993).
Procedimiento:
Al efectuar el análisis de estabilidad para el aceite de salmón con adición de extractos
algales (por duplicado), no se logró un resultado satisfactorio, ya que no se obtuvo
tiempos de inducción para algunas muestras. Por lo que se procedió a repetir el
análisis ocupando el mismo método, pero se utilizó aceite vegetal de CANOLA,
efectuandose el análisis por triplicado.
Preparación de las muestras:
Evaporar 3 ml de cada extracto metanólico en rotavapor hasta sequedad.
Redisolver cada residuo obtenido en 6 ml de aceite de CANOLA (marca
Safeway) y en 6 ml de aceite de salmón (marca Spes).
Método:
Llenar los tubos de conductividad con 50 ml de agua destilada y conecte los
electrodos sobre ellos. Verificar que la conductividad del agua en el tubo sea
menor a 25 μS/cm.
Medir 5 ml de la muestra en un tubo Rancimat en balanza analítica cuidando
que toda la muestra quede en el fondo del tubo de reacción, evitando la
acumulación de ésta en las paredes laterales del tubo.
Ingresar las condiciones de trabajo en el panel: temperatura (80ºC) y velocidad
del papel (1 cm/h).
Conectar cada tubo de reacción al tubo de conductuvidad y a las entradas de
aire. Verificar que el aire comprimido ingresado este libre de humedad, para ello
debe colocarse una trampa que contenga un agente desecante en su interior
(sílica gel).
Luego colocar los tubos en el equipo Rancimat.
73
Ajustar el flujo de aire para cada tubo de tal forma que a todos ellos ingrese un
flujo de aire de 20 L/min.
Una vez efectuado los ajustes e instalado todas las conexiones pertinentes
pulsar la tecla “GO” para dar inicio a la determinación. Verificar que la cinta de
papel registre dicho inicio y que monitoree la conductividad de cada sistema a
medida que transcurre el tiempo.
Una vez alcanzado el tiempo de inducción el equipo automáticamente finalizará
el proceso de oxidación acelerada. Dicho tiempo será registrado junto con la
gráfica conductividad versus tiempo que entregará el equipo.
• Color: Se utilizó un espectrocolorímetro triestímulo, Hunter Labscan, modelo
2.0/45, fuente de iluminación luz-día D65, 10 grados. Procedimiento:
Las muestras a analizar son las pastas elaboradas en el punto 3.2.2.4 (pasta de
salmón con adición de extractos).
Se efectúan 3 lecturas para cada muestra, las cuales son promediadas para
obtener el resultado final.
Con los datos obtenidos se grafica la luminosidad (L*), tono rojo (a*) y el tono
amarillo (b*) en función del tiempo, para cada muestra de pasta de salmón con
adición de extractos y para la muestra control.
• Análisis textural: Se utilizó una máquina universal de ensayo de materiales
(Lloyd Instruments Limited, Lloyd LR- 5K. Hampshire, England), con una celda
de 5 kN. Se utilizó un sensor de penetración de 17 mm de diámetro y una
velocidad del cabezal de 100 mm/min. Procedimiento:
Preparación de geles cilíndricos de salmón:
Lavar y trozar el filete de Salmón Atlántico (Salmo salar).
Moler en procesadora de alimentos hasta obtener una pasta homogénea.
Pesar en porciones de 14 gramos de pasta de salmón en balanza analítica.
Mezclar cada porción de pasta con cada una de las 5 algas secas en polvo en
diferentes concentraciones (2%, 4% y 8% de alga seca en polvo)
74
Introducir las mezclas obtenidas en tubos de vidrio, taparlos y llevarlos a un
baño de agua a 80°C por 30 minutos.
Luego de transcurrido este tiempo, se forma un gel cilíndrico dentro de cada
tubo.
Luego se retirar los geles de los tubos y cortar cada uno en trozos de 2 cm de
alto (Anexo N°8).
Efectuar mediciones por triplicado en el equipo Lloyd.
75
ANEXO N° 6 CURVA DE CALIBRACION
Se prepara una solución stock de ácido gálico:
Pesar en balanza analítica 50 mg de ácido gálico en un matraz volumétrico de
10 mL y aforar con etanol absoluto.
De la solución stock, tomar diferentes alícuotas, de acuerdo a volúmenes
indicados en Tabla N°1 , las cuales se agregan a matraces de 10 mL que
contienen 4 mL de etanol absoluto
Luego se aforan con etanol absoluto.
El contenido de polifenoles totales se determina en cada una de estas
soluciones de acuerdo a metodología descrita en punto 3.2.2.1.
La curva de calibración se obtiene aplicando una regresión lineal, donde la
variable dependiente es la absorbancia a 765 nm y la variable independiente la
concentración de polifenoles en μg/mL.
Tabla N° 1: Preparación de estándar de calibración desde solución stock de ácido gálico Volumen (mL) solución madre ácido gálico (5,35 mg/ mL )
Concentración final (μg/mL) en matraz de 10 mL
Absorbancia(765 nm)
0,25 133,8 0,214
0,4 214,0 0,287
0,5 267,5 0,378
0,6 321,0 0,443
0,7 374,5 0,509
0,8 428,0 0,552
76
La absorbancia para cada concentración se obtuvo de la aplicación del método de
Folin-Ciocalteau.
A los datos de la Tabla N°1 se aplicó una regresión lineal estableciéndose la condición
de que pase por el origen.
y = 0,0014xR2 = 0,9901
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0 100 200 300 400 500
Concentración de ácido gálico (ug/ml)
Abs
orba
ncia
(765
nm
)
Figura 1: Curva de estándar de ácido gálico
77
ANEXO N° 7 NOMENCLATURA DE MUESTRAS ANALIZADAS
Muestra control:
P + 10ml agua destilada (P0)
P + 10ml agua destilada a 80°C por 12 minutos (P1)
P + 10ml agua destilada a 80°C por 23 minutos (P2)
P + 10ml agua destilada a 80°C por 42 minutos (P3)
P + 10ml agua destilada a 80°C por 60 minutos (P4)
Muestras algales:
P + 10ml extracto Gracilaria (PEG0)
P + 10ml extracto Gracilaria a 80°C por 12 minutos (PEG1)
P + 10ml extracto Gracilaria a 80°C por 23 minutos (PEG2)
P + 10ml extracto Gracilaria a 80°C por 42 minutos (PEG3)
P + 10ml extracto Gracilaria a 80°C por 60 minutos (PEG4)
P + 10ml extracto Rhodymenia (PER0)
P + 10ml extracto Rhodymenia a 80°C por 12 minutos (PER1)
P + 10ml extracto Rhodymenia a 80°C por 23 minutos (PER2)
P + 10ml extracto Rhodymenia a 80°C por 42 minutos (PER3)
P + 10ml extracto Rhodymenia a 80°C por 60 minutos (PER4)
P + 10ml extracto Cochayuyo (PEC0)
P + 10ml extracto Cochayuyo a 80°C por 12 minutos (PEC1)
P + 10ml extracto Cochayuyo a 80°C por 23 minutos (PEC2)
P + 10ml extracto Cochayuyo a 80°C por 42 minutos (PEC3)
P + 10ml extracto Cochayuyo a 80°C por 60 minutos (PEC4)
78
P + 10ml extracto Ulva (PEU0)
P + 10ml extracto Ulva a 80°C por 12 minutos (PEU1)
P + 10ml extracto Ulva a 80°C por 23 minutos (PEU2)
P + 10ml extracto Ulva a 80°C por 42 minutos (PEU3)
P + 10ml extracto Ulva a 80°C por 60 minutos (PEU4)
P + 10ml extracto Luche (PEL0)
P + 10ml extracto Luche a 80°C por 12 minutos (PEL1)
P + 10ml extracto Luche a 80°C por 23 minutos (PEL2)
P + 10ml extracto Luche a 80°C por 42 minutos (PEL3)
P + 10ml extracto Luche a 80°C por 60 minutos (PEL4)
79
ANEXO N° 8 TABLAS DE VALORES PARA CADA ANÁLISIS REALIZADO EN ESTE ESTUDIO
Tabla N° 1: Absorbancia (nm) para cada extracto algal en método de Folin –Ciocalteau.
Extractos de algas 1 2 3 X DS
EU 0,739 0,693 0,717 0,716 ± 0,02
EC 0,312 0,344 0,329 0,328 ± 0,02
EG 0,407 0,413 0,411 0,410 ± 0,00
ER 0,204 0,241 0,225 0,223 ± 0,02
EL 0,642 0,68 0,66 0,661 ± 0,02 EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo. EG: extracto Gracilaria chilensis.
ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.
Tabla N° 2: Índice de peróxidos IP (meq O2/Kg de materia grasa) en muestras de pasta
de salmón con adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37
P 12 3,21 4,09 4,75 4,02 ± 0,77
P 23 3,98 3,99 4,01 3,99 ± 0,02
P 42 5,79 5,11 6,25 5,72 ± 0,57
P 60 7,71 7,35 7,98 7,68 ± 0,32
PEU 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37
PEU 12 14,01 14,08 13,78 13,96 ± 0,16
PEU 23 20,79 20,98 20,81 20,86 ± 0,10
PEU 42 20,52 20,61 22,54 21,22 ± 1,07
PEU 60 22,11 21,25 19,89 21,08 ± 1,12
80
PER 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37
PER 12 7,27 7,46 7,16 7,30 ± 0,15
PER 23 11,28 10,95 12,11 11,45 ± 0,60
PER 42 21,49 20,91 21,82 21,41 ± 0,46
PER 60 24,14 23,78 24,09 24,00 ± 0,20
PEC 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37
PEC 12 6,88 7,11 7,22 7,07 ± 0,17
PEC 23 9,13 9,09 9,25 9,16 ± 0,08
PEC 42 8,91 8,36 8,78 8,68 ± 0,29
PEC 60 8,59 8,35 8,18 8,37 ± 0,21
PEG 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37
PEG 12 8,11 8,57 8,24 8,31 ± 0,24
PEG 23 11,02 11,79 11,86 11,56 ± 0,47
PEG 42 9,79 9,89 9,53 9,74 ± 0,19
PEG 60 8,56 8,69 8,33 8,53 ± 0,18
PEL 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37
PEL 12 7,08 7,36 7,13 7,19 ± 0,15
PEL 23 9,18 9,13 8,99 9,10 ± 0,10
PEL 42 9,66 9,09 9,89 9,55 ± 0,41
PEL 60 10,01 9,62 9,78 9,80 ± 0,20 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
81
Tabla N° 3: Índice de polieno (PI) para cada muestra de pasta de salmón con adición
de extractos algales, calentadas durante 1 hora.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P0 0 0,95 0,62 1,23 0,93 ± 0,31
P2 60 0,63 0,55 0,88 0,69 ± 0,17
PEU2 60 0,61 1,22 0,91 0,91 ± 0,31
PER2 60 0,32 0,21 0,87 0,47 ± 0,35
PEC2 60 0,76 1,13 0,53 0,81 ± 0,30
PEG2 60 0,38 0,98 0,66 0,67 ± 0,30
PEL2 60 0,31 0,27 0,55 0,38 ± 0,15 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
Abreviación:
0 =Muestra sin calentar. 2 = Muestra calentada por 1hora.
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
82
Tabla N° 4: Porcentaje de ácido graso EPA para cada muestra de pasta de salmón con
adición de extractos algales, calentadas durante 1 hora.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P0 0 6,98 7,23 5,32 6,51 ± 1,04
P2 60 6,65 4,52 5,81 5,66 ± 1,07
PEU2 60 6,12 5,32 6,86 6,10 ± 0,77
PER2 60 5,02 4,52 5,88 5,14 ± 0,69
PEC2 60 4,78 4,52 6,07 5,12 ± 0,83
PEG2 60 4,81 4,05 5,51 4,79 ± 0,73
PEL2 60 2,99 1,97 3,98 2,98 ± 1,01 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
Abreviación:
0 =Muestra sin calentar. 2 = Muestra calentada por 1hora.
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
83
Tabla N° 5: Porcentaje de ácido graso DHA para cada muestra de pasta de salmón con
adición de extractos algales, calentadas durante 1 hora.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P0 0 7,33 8,12 6,41 7,29 ± 0,86 P2 60 5,11 3,41 4,87 4,46 ± 0,92
PEU2 60 6,07 7,87 7,12 7,02 ± 0,90 PER2 60 3,32 4,32 2,62 3,42 ± 0,85 PEC2 60 3,42 5,07 5,21 4,57 ± 1,00 PEG2 60 3,71 2,11 3,38 3,07 ± 0,84 PEL2 60 0,72 0,98 2,04 1,25 ± 0,70
Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
Abreviación:
0 =Muestra sin calentar. 2 = Muestra calentada por 1hora.
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
84
Tabla N° 6: Contenido de α-tocoferol (ppm) en muestras de pasta de salmón con
adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 164,25 163,87 164,89 164,34 ± 0,52 P 12 164,12 162,18 163,63 163,31 ± 1,01 P 23 162,11 161,87 160,52 161,50 ± 0,86 P 42 155,11 156,47 153,12 154,90 ± 1,68 P 60 151,87 150,89 150,28 151,01 ± 0,80
PEU 0 87,15 88,56 89,78 88,50 ± 1,32 PEU 12 98,15 100,15 98,25 98,85 ± 1,13 PEU 23 104,25 103,78 106,78 104,94 ± 1,61 PEU 42 120,12 118,56 119,58 119,42 ± 0,79 PEU 60 138,36 141,11 137,89 139,12 ± 1,74 PER 0 230,11 229,15 231,52 230,26 ± 1,19 PER 12 179,51 180,25 181,11 180,29 ± 0,80 PER 23 165,13 164,89 166,22 165,41 ± 0,71 PER 42 151,05 150,78 152,41 151,41 ± 0,87 PER 60 149,21 148,89 148,53 148,88 ± 0,34 PEC 0 218,06 217,71 215,41 217,06 ± 1,44 PEC 12 189,57 188,26 186,31 188,05 ± 1,64 PEC 23 164,87 163,95 163,21 164,01 ± 0,83 PEC 42 140,81 139,63 141,77 140,74 ± 1,07 PEC 60 143,93 143,08 144,52 143,84 ± 0,72 PEG 0 126,55 125,78 127,89 126,74 ± 1,07 PEG 12 137,15 136,11 138,89 137,38 ± 1,40 PEG 23 147,35 146,89 148,52 147,59 ± 0,84 PEG 42 175,23 174,89 176,11 175,41 ± 0,63 PEG 60 195,11 194,25 197,05 195,47 ± 1,43 PEL 0 185,02 187,11 184,87 185,67 ± 1,25
85
PEL 12 175,04 172,11 175,71 174,29 ± 1,91 PEL 23 172,98 168,12 172,11 171,07 ± 2,59 PEL 42 172,53 173,35 171,98 172,62 ± 0,69 PEL 60 168,79 169,12 167,25 168,39 ± 1,00
Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
Tabla N° 7: Contenido de γ-tocoferol (ppm) en muestras de pasta de salmón con
adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 55,56 54,31 56,01 55,29 ± 0,88 P 12 68,79 68,31 69,01 68,70 ± 0,36 P 23 77,73 76,52 78,11 77,45 ± 0,83 P 42 68,79 66,81 69,12 68,24 ± 1,25 P 60 63,1 62,57 61,89 62,52 ± 0,61
PEU 0 107,06 106,13 107,89 107,03 ± 0,88 PEU 12 87,15 88,25 89,45 88,28 ± 1,15 PEU 23 71,52 73,15 72,52 72,40 ± 0,82 PEU 42 57,23 58,11 59,12 58,15 ± 0,95 PEU 60 48,87 51,14 50,23 50,08 ± 1,14 PER 0 100,93 101,45 99,61 100,66 ± 0,95 PER 12 85,88 83,87 86,23 85,33 ± 1,27 PER 23 74,98 73,45 74,25 74,23 ± 0,77 PER 42 66,57 65,89 67,09 66,52 ± 0,60
86
PER 60 60,58 59,89 59,86 60,11 ± 0,41 PEC 0 104,91 103,12 104,52 104,18 ± 0,94 PEC 12 88,79 89,11 88,24 88,71 ± 0,44 PEC 23 73,78 72,98 75,51 74,09 ± 1,29 PEC 42 67,26 66,78 68,02 67,35 ± 0,63 PEC 60 63,19 62,82 63,05 63,02 ± 0,19 PEG 0 74,13 75,11 72,78 74,01 ± 1,17 PEG 12 73,31 74,63 72,51 73,48 ± 1,07 PEG 23 69,01 67,78 68,11 68,30 ± 0,64 PEG 42 57,52 59,52 60,07 59,04 ± 1,34 PEG 60 52,45 54,25 53,45 53,38 ± 0,90 PEL 0 74,39 73,26 74,85 74,17 ± 0,82 PEL 12 75,15 78,84 76,28 76,76 ± 1,89 PEL 23 76,04 75,25 77,02 76,10 ± 0,89 PEL 42 73,21 71,88 73,03 72,71 ± 0,72 PEL 60 70,94 69,81 71,68 70,81 ± 0,94
Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
87
Tabla N° 8: Contenido de δ-tocoferol (ppm) en muestras de pasta de salmón con
adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 9,12 9,01 9,79 9,31 ± 0,42
P 12 8,56 9,12 8,25 8,64 ± 0,44
P 23 10,35 9,07 9,25 9,56 ± 0,69
P 42 10,76 9,52 9,98 10,09 ± 0,63
P 60 10,02 9,02 10,41 9,82 ± 0,72
PEU 0 17,02 15,98 16,68 16,56 ± 0,53
PEU 12 12,89 12,12 11,08 12,03 ± 0,91
PEU 23 8,15 7,25 8,33 7,91 ± 0,58
PEU 42 3,98 4,81 5,01 4,60 ± 0,55
PEU 60 2,87 3,44 4,03 3,45 ± 0,58
PER 0 12,05 11,56 10,53 11,38 ± 0,78
PER 12 10,71 10,21 9,78 10,23 ± 0,47
PER 23 9,48 8,98 8,86 9,11 ± 0,33
PER 42 10,06 8,89 8,65 9,20 ± 0,75
PER 60 10,18 9,89 9,93 10,00 ± 0,16
PEC 0 14,06 14,79 12,88 13,91 ± 0,96
PEC 12 11,01 11,88 10,02 10,97 ± 0,93
PEC 23 8,79 7,26 7,02 7,69 ± 0,96
PEC 42 8,42 8,13 7,09 7,88 ± 0,70
PEC 60 8,44 9,32 8,77 8,84 ± 0,44
PEG 0 8,46 9,11 8,75 8,77 ± 0,33
PEG 12 9,12 8,01 7,15 8,09 ± 0,99
PEG 23 9,18 7,71 9,18 8,69 ± 0,85
PEG 42 6,54 7,11 7,01 6,89 ± 0,30
PEG 60 7,03 5,87 6,37 6,42 ± 0,58
PEL 0 11,78 10,03 10,75 10,85 ± 0,88
88
PEL 12 9,78 10,06 10,58 10,14 ± 0,41
PEL 23 8,88 8,02 8,26 8,39 ± 0,44
PEL 42 7,61 8,78 9,06 8,48 ± 0,77
PEL 60 7,12 8,12 6,89 7,38 ± 0,65 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
Tabla N° 9: Valores de astaxantina (μg astaxantina/g músculo de salmón) para cada
muestra de pasta de salmón con adición de extractos algales a 5 tiempos de
calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 3,26 3,12 3,36 3,25 ± 0,12
P 12 1,41 1,28 1,37 1,35 ± 0,07
P 23 0,88 0,81 0,83 0,84 ± 0,07
P 42 0,72 0,68 0,78 0,73 ± 0,05
P 60 0,51 0,42 0,62 0,52 ± 0,10
PEU 0 3,21 3,28 3,21 3,23 ± 0,04
PEU 12 2,41 2,61 2,18 2,40 ± 0,22
PEU 23 2,17 1,93 2,33 2,14 ± 0,20
PEU 42 2,22 2,18 2,21 2,20 ± 0,02
PEU 60 1,88 1,98 2,02 1,96 ± 0,07
PER 0 3,26 3,15 3,35 3,25 ± 0,10
PER 12 1,51 1,71 1,28 1,50 ± 0,22
PER 23 1,17 0,98 1,33 1,16 ± 0,18
89
PER 42 1,21 1,19 1,25 1,22 ± 0,03
PER 60 1,10 0,98 1,13 1,07 ± 0,08
PEC 0 3,26 3,18 3,31 3,25 ± 0,07
PEC 12 1,38 1,31 1,45 1,38 ± 0,07
PEC 23 1,31 1,18 0,98 1,16 ± 0,17
PEC 42 1,20 1,11 0,97 1,09 ± 0,12
PEC 60 1,11 1,08 1,28 1,16 ± 0,11
PEG 0 3,26 3,09 3,43 3,26 ± 0,17
PEG 12 2,30 2,11 2,47 2,29 ± 0,18
PEG 23 1,78 2,14 1,98 1,97 ± 0,189
PEG 42 2,01 1,94 2,12 2,02 ± 0,09
PEG 60 1,72 1,55 1,87 1,71 ± 0,16
PEL 0 3,26 3,14 3,35 3,25 ± 0,11
PEL 12 1,45 1,29 1,51 1,42 ± 0,11
PEL 23 1,13 1,21 1,41 1,25 ± 0,145
PEL 42 1,28 1,21 1,35 1,28 ± 0,07
PEL 60 1,10 0,98 1,31 1,13 ± 0,17 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
90
Tabla N° 10: Valores de luminosidad (L*) para cada muestra de pasta de salmón con
adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 63,32 63,22 63,27 63,27 ± 0,05
P 12 68,76 68,73 68,72 68,74 ± 0,00
P 23 72,65 72,70 72,90 72,75 ± 0,00
P 42 76,31 76,89 76,10 76,43 ± 0,02
P 60 76,64 76,65 76,63 76,64 ± 0,04
PEU 0 57,22 57,19 57,21 57,21 ± 0,02
PEU 12 63,05 63,20 63,25 63,17 ± 0,08
PEU 23 66,80 66,79 66,80 66,80 ± 0,00
PEU 42 69,35 69,25 69,28 69,29 ± 0,05
PEU 60 69,81 69,87 69,84 69,84 ± 0,03
PER 0 62,88 62,63 62,76 62,76 ± 0,13
PER 12 68,00 67,67 67,95 67,87 ± 0,18
PER 23 73,03 72,94 72,99 72,99 ± 0,05
PER 42 74,51 74,40 74,60 74,50 ± 0,10
PER 60 74,16 74,11 74,14 74,14 ± 0,03
PEC 0 64,84 64,8 64,82 64,82 ± 0,02
PEC 12 70,01 69,80 69,75 69,85 ± 0,14
PEC 23 73,88 73,68 73,78 73,78 ± 0,10
PEC 42 75,31 75,45 75,28 75,35 ± 0,09
PEC 60 75,77 75,7 75,74 75,74 ± 0,04
PEG 0 64,57 64,51 64,54 64,54 ± 0,03
PEG 12 68,00 67,7, 68,2, 67,97 ± 0,25
PEG 23 71,61 71,53 71,57 71,57 ± 0,04
PEG 42 74,00 73,7, 74,01 73,90 ± 0,18
PEG 60 74,66 74,64 74,65 74,65 ± 0,01
PEL 0 64,85 64,89 64,87 64,87 ± 0,02
91
PEL 12 68,12 67,80 68,05 67,99 ± 0,17
PEL 23 71,65 71,68 71,67 71,67 ± 0,02
PEL 42 74,10 73,89 74,20 74,06 ± 0,16
PEL 60 75,35 75,34 75,35 75,35 ± 0,00 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
Tabla N° 11: Valores de tono rojo (a*) para cada muestra de pasta de salmón con
adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 18,63 18,47 18,55 18,55 ± 0,08
P 12 13,88 13,72 13,92 13,84 ± 0,00
P 23 10,97 10,99 10,98 10,98 ± 0,00
P 42 9,85 9,78 9,91 9,85 ± 0,02
P 60 9,30 9,23 9,27 9,27 ± 0,04
PEU 0 -0,31 -0,36 -0,34 -0,34 ± 0,03
PEU 12 -2,11 -2,10 -2,01 -2,07 ± 0,04
PEU 23 -2,59 -2,65 -2,62 -2,62 ± 0,03
PEU 42 -2,11 -2,11 -2,12 -2,11 ± 0,00
PEU 60 -0,53 -0,46 -0,50 -0,50 ± 0,04
PER 0 10,68 10,67 10,68 10,68 ± 0,00
PER 12 9,31 9,43 9,19 9,31 ± 0,12
PER 23 7,86 7,88 7,87 7,87 ± 0,01
92
PER 42 6,71 6,46 6,38 6,52 ± 0,17
PER 60 6,00 5,98 5,99 5,99 ± 0,01
PEC 0 12,59 12,53 12,56 12,56 ± 0,03
PEC 12 11,23 11,15 11,33 11,24 ± 0,09
PEC 23 9,66 9,59 9,63 9,63 ± 0,04
PEC 42 8,35 8,21 8,45 8,34 ± 0,12
PEC 60 8,75 8,81 8,97 8,84 ± 0,11
PEG 0 11,61 11,58 11,60 11,60 ± 0,02
PEG 12 10,45 10,38 10,51 10,45 ± 0,07
PEG 23 8,81 8,84 8,83 8,83 ± 0,02
PEG 42 8,07 8,09 8,02 8,06 ± 0,04
PEG 60 8,21 8,08 8,15 8,15 ± 0,07
PEL 0 13,23 13,19 13,21 13,21 ± 0,02
PEL 12 11,35 11,28 11,47 11,37 ± 0,10
PEL 23 9,47 9,51 9,35 9,44 ± 0,08
PEL 42 8,41 8,21 8,61 8,41 ± 0,20
PEL 60 8,57 8,56 8,57 8,57 ± 0,00 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
93
Tabla N° 12: Valores de tono amarillo (b*) para cada muestra de pasta de salmón con
adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.
Muestra Tiempo
(min) 1 2 3 X DS
P 0 25,29 25,35 25,32 25,32 ± 0,03
P 12 22,16 21,81 22,35 22,11 ± 0,00
P 23 19,46 19,48 19,47 19,47 ± 0,00
P 42 18,68 18,72 18,71 18,70 ± 0,02
P 60 19,37 19,39 19,38 19,38 ± 0,04
PEU 0 31,76 31,82 31,79 31,79 ± 0,03
PEU 12 30,02 29,86 30,13 30,00 ± 0,11
PEU 23 28,37 28,41 28,39 28,39 ± 0,02
PEU 42 27,12 26,98 27,35 27,15 ± 0,19
PEU 60 26,95 26,91 26,93 26,93 ± 0,02
PER 0 24,28 24,25 24,27 24,27 ± 0,02
PER 12 22,11 22,20 21,97 22,09 ± 0,12
PER 23 20,30 20,44 20,37 20,37 ± 0,07
PER 42 19,51 19,38 19,65 19,51 ± 0,14
PER 60 20,15 20,11 20,13 20,13 ± 0,02
PEC 0 22,27 22,29 22,28 22,28 ± 0,01
PEC 12 21,11 21,23 20,98 21,11 ± 0,13
PEC 23 19,56 19,82 19,78 19,72 ± 0,14
PEC 42 19,12 19,25 18,98 19,12 ± 0,14
PEC 60 18,69 18,77 18,73 18,73 ± 0,04
PEG 0 24,04 24,10 24,07 24,07 ± 0,03
PEG 12 22,03 22,12 21,97 22,04 ± 0,08
PEG 23 20,85 20,86 20,86 20,86 ± 0,00
PEG 42 21,15 21,07 20,98 21,07 ± 0,09
PEG 60 20,19 26,19 23,19 23,19 ± 3,00
PEL 0 23,03 23,11 23,07 23,07 ± 0,04
94
PEL 12 21,71 21,41 21,61 21,58 ± 0,15
PEL 23 19,78 19,70 19,74 19,74 ± 0,04
PEL 42 18,56 18,28 18,74 18,53 ± 0,23
PEL 60 18,76 18,77 18,77 18,77 ± 0,00 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:
Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).
DS: Desviación estándar
X: Promedio
95
Tabla N° 13: Valores de Fuerza Máxima (N) para geles cilíndricos elaborados con
pasta de salmón y con adición de algas secas en polvo, en concentraciones de 2%, 4%
y 8%.
Concentración de alga seca en
polvo (%) Muestra
F(N)
1 F(N)
2 F(N)
3 X
DS
0 PCS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
2 PCS 6,57 6,08 5,87 6,17 ± 0,36
4 PCS 9,17 8,98 9,08 9,08 ± 0,10
8 PCS 13,28 13,73 13,50 13,50 ± 0,22
0 PGS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
2 PGS 12,78 12,35 12,57 12,57 ± 0,22
4 PGS 18,08 19,75 18,91 18,91 ± 0,84
8 PGS 30,00 27,55 28,77 28,77 ± 1,23
0 PUS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
2 PUS 10,21 10,27 10,24 10,24 ± 0,03
4 PUS 13,45 15,51 14,48 14,48 ± 1,03
8 PUS 20,81 21,95 21,38 21,38 ± 0,57
0 PRS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
2 PRS 8,93 8,10 8,52 8,52 ± 0,41
4 PRS 9,69 11,62 10,65 10,65 ± 0,96
8 PRS 24,01 24,38 24,20 24,20 ± 0,18
0 PLS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
2 PLS 8,87 8,92 8,89 8,89 ± 0,02
4 PLS 10,64 10,29 11,18 10,71 ± 0,45
8 PLS 19,20 18,59 18,59 18,79 ± 0,35
0 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
2 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
4 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25
8 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
96
2%-4%-8%: concentraciones de algas secas en polvo.
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca. PGS: Pasta
de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición de alga Ulva
lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea antarctica
(Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche rojo) seca.
DS: Desviación estándar
X: Promedio
Tabla N° 14: Valores de Módulo de Elasticidad (Kpa) para geles cilíndricos elaborados
con pasta de salmón y con adición de algas secas en polvo, en concentraciones de
2%, 4% y 8%.
Concentración de alga seca en
polvo (%) Muestra
E (Kpa)1
E (Kpa) 2
E (Kpa) 3
X
DS
0 PCS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
2 PCS 2,76 3,13 2,21 2,70 ± 0,46
4 PCS 3,28 3,17 3,43 3,29 ± 0,13
8 PCS 4,81 5,28 4,88 4,99 ± 0,25
0 PGS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
2 PGS 4,81 4,07 4,03 4,30 ± 0,44
4 PGS 5,26 4,13 4,57 4,65 ± 0,57
8 PGS 6,52 6,51 5,49 6,17 ± 0,59
0 PUS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
2 PUS 4,03 2,63 3,36 3,34 ± 0,70
4 PUS 4,86 4,70 4,53 4,69 ± 0,17
8 PUS 5,14 7,24 5,40 5,92 ± 1,15
0 PRS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
2 PRS 3,67 3,66 3,61 3,65 ± 0,03
4 PRS 4,37 4,29 3,99 4,22 ± 0,20
8 PRS 6,69 6,06 5,96 6,23 ± 0,39
97
0 PLS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
2 PLS 2,35 2,73 2,47 2,63 ± 0,20
4 PLS 5,26 4,13 4,33 3,64 ± 0,61
8 PLS 6,52 6,49 5,49 5,14 ± 0,59
0 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
2 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
4 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20
8 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
2%-4%-8%: concentraciones de algas secas en polvo.
Abreviación:
P: Pasta de salmón. PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca. PGS: Pasta
de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición de alga Ulva
lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea antarctica
(Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche rojo) seca.
DS: Desviación estándar
X: Promedio
98
Tabla N° 15: Tiempos de inducción (horas) para muestras de aceite de salmón con
adición de extractos algales.
Muestra 1 2 X DS
As 4,17 3,98 4,08 ± 0,13
AsC 4,61 3,88 4,25 ± 0,42
AsL 0 0 - -
AsG 5,33 4,92 5,13 ± 0,29
AsU 0 0 - -
AsR 0 0 - - Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
Abreviación:
As: Aceite de salmón. AsC: Aceite de salmón con adición de extracto de Durvillaea Antarctica
(Cochayuyo). AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsG:
Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AsU: Aceite de salmón con adición de
extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AsR: Aceite de salmón con adición de extracto de Rhodymenia
corallina.
DS: Desviación estándar
X: Promedio
99
Tabla N° 16: Tiempos de inducción (horas) para muestras de aceite de CANOLA con
adición de extractos algales.
Muestra 1 2 3 X DS
Ac 14,80 14,50 14,70 14,67 ± 0,15
AcC 19,30 18,90 18,50 18,90 ± 0,40
AcL 15,20 15,10 14,80 15,03 ± 0,21
AcG 15,60 15,40 15,10 15,37 ± 0,25
AcU 14,60 14,50 14,30 14,47 ± 0,15
AcR 14,70 14,60 14,50 14,60 ± 0,10 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
Abreviación:
Ac: Aceite de CANOLA. AcC: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Durvillaea antarctica
(Cochayuyo). AcL: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AcG:
Aceite de CANOLA con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AcU: Aceite de CANOLA con adición
de extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AcR: Aceite de CANOLA con adición de extracto de
Rhodymenia corallina.
DS: Desviación estándar
X: Promedio
Tabla N° 17: Índice de peróxidos IP (meq O2/Kg de aceite) en muestras de aceite de
salmón adición de extractos algales, calentadas por 4 horas a 80°C.
Muestra Tiempo (horas) 1 2 3 X DS
As 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 As 1 16,52 15,89 17,03 16,48 ± 0,57 As 3 20,23 19,25 21,11 20,20 ± 0,93 As 4 20,12 21,23 20,78 20,71 ± 0,56
AsU 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsU 1 12,28 11,78 12,62 12,23 ± 0,42 AsU 3 13,68 12,98 13,87 13,51 ± 0,47
100
AsU 4 13,21 12,77 13,52 13,17 ± 0,38 AsL 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsL 1 10,02 9,78 10,89 10,23 ± 0,58 AsL 3 12,19 11,62 12,89 12,23 ± 0,64 AsL 4 14,06 13,78 14,21 14,02 ± 0,22 AsR 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsR 1 10,72 9,78 11,02 10,51 ± 0,65 AsR 3 10,78 9,89 11,23 10,63 ± 0,68 AsR 4 10,98 11,65 10,71 11,11 ± 0,48 AsC 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsC 1 5,57 5,11 4,98 5,22 ± 0,31 AsC 3 6,75 6,98 5,89 6,54 ± 0,57 AsC 4 7,97 7,25 8,12 7,78 ± 0,47 AsG 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsG 1 6,91 5,84 6,35 6,37 ± 0,54 AsG 3 7,98 7,68 8,52 8,06 ± 0,43 AsG 4 8,67 7,89 8,97 8,51 ± 0,56
Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)
Abreviación:
As: Aceite de salmón. AsU: Aceite de salmón con adición de extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar).
AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsR: Aceite de
salmón con adición de Rhodymenia corallina. AsC: Aceite de salmón con adición de extracto de Durvillaea
antarctica (Cochayuyo). AsG: Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis.
DS: Desviación estándar
X: Promedio
101
ANEXO N° 9
CROMOTOGRAMA DE UNA MUESTRA PARA LA DETERMINACIÓN DE TOCOFEROLES
102
ANEXO N° 10
DETERMINACION DE ÁCIDOS GRASOS PARA UNA MUESTRA ESTUDIADA
103
ANEXO N° 11
Fotos de geles cilíndricos elaborados con pasta de salmón con adición de algas secas
en polvo, realizados para Análisis textural (gelificación de proteínas).
Nomenclatura: P: Pasta de salmón. PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina
seca. PGS: Pasta de salmón con adición con alga Gracilaria chilensis seca. PUS:
Pasta de salmón con adición de alga Ulva lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta
de salmón con adición de alga Durvillaea antarctica (Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de
salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche rojo) seca.
Muestras con adición de 8% de alga seca en polvo
P PRS PLS PUS PGS PCS
104
ANEXO N° 12 EQUIPOS EMPLEADOS
Figura N°1: Equipo Espectrofotómetro ATI Unicam UV/Vis Spectrometer UV3-200.
Figura N°2: Rotavapor marca Büchi, modelo R – 205.
105
Figura N°3: Cromatógrafo de gases: Hewlett-Packard modelo 5860 serie 2, con
detector de ionización de llama, gas portador H2.
Figura N°4: HPLC Merck Hitachi para Tocoferoles.
106
Figura N°5: Equipo Rancimat 679 Metrohm
Figura N°6: Equipo Hunter-Labscan
107
Figura N°7: Máquina universal de ensayo de materiales Lloyd Instruments Limited
modelo LR5K.
Figura N°8: Mezclador Waring Blender 7012S
108
Figura N°9: Balanza analítica Precisa 125A
Figura N°10: Procesadora de alimentos Moulinex
109
ANEXO N° 13
Esquema de estudios realizados
Extracto de alga + Aceite de CANOLA
Extracto de alga + Aceite de Salmón
Extracto de alga + Pasta de salmón
Alga seca + Pasta de salón
Polifenoles
Indice de peróxido Tiempo de Inducción
Analisis textural
Indice de polieno Indice de peróxido EPA-DHA Tocoferoles Analisis de color
2
5
4
3
Extracto de alga
Tiempo de Inducción
Actividad capturadora de radicales libres
1
Algas
Extracto de alga