Universidad de Colima

marinas.

FACULTAD DE CIENCIAS MARINAS

EFECTO DE LA SALINIDAD SOBRE EL CRECIMIENTO YSOBREVIVENCIA EN POSTLARVAS Y JUVENILES DE

CAMARON BLANCO Penaeus Vannamei(Boone, 1931), BAJO CONDICIONES

DE LABORATORIO

T E S I S

Que para obtener el Título de Maestría en

CIENCIAS: ÁREA DE ACUACULTURA

PRESENTA:

MARÍA CRUZ RIVERA RODRÍGUEZ

Manzanillo, Col., Octubre de 1998.

Manzanillo, Col. a de de 1998

M. C. Adrián Tintos GómezDirector de la Facultad de Ciencias MarinasPresente.

Estos que sucriben, Sinodales de esta Comisión nombrada para examinar elmanuscrito de Tesis titulado:“EFECTO DE LA SALINIDAD SOBRE EL CRECIMIENTO Y SOBREVIVENCIADEL CAMARÓN BLANCOLABORATORIOque presenta la candidata alÁREA ACUACULTURA,

MARÍA

Penaeus vannamei, BAJO CONDIClONES DE

Grado Académico de MAESTRÍA EN CIENCIAS:

CRUZ RIVERA RODRÍGUEZ

manifiestan su aceptación a dicho trabajo en virtud de que satisface los requisitosde calidad para la obtención del grado, señalados por las disposicionesreglamentarias y que se han hecho las correcciones que cada uno en particularconsideró pertinentes para su presentación.

A t e n t a m e n t eDirector de Tésis

ro Otto Meyer Willerer

Sinoda suplente1

Gómez

M. C. Evan

RESUMEN

Estudios sobre la adaptación de los camarones peneidos en diferentescondiciones ambientales, en especial de agua salada a agua dulce, fueronrealizados para ampliar la potencialidad de su cultivo, El camarón blancoPenaeus vannamei es considerado uno de los más tolerantes a cambios delmedio tales como temperatura, salinidad y sensibilidad a la luz..

Las condiciones del medio con interactivas y dinámicas y cada uno de los factores afecta a otras variables produciendo cambios que influyen en laSobrevivencia, conversación alimenticia y tasa de crecimiento. El camarónblanco Penaeus Vannamei es un robusto crustáceo que es producido en sistemas de cultivo intensivo soportando altas densidades. Las postlarvas quese ven afectadas por el virus IHHN conocido en el idioma inglés Infectious Hypodermal and Hematopopoietic Necrosis, al ser colocadas en un ambiente salobre presentan un crecimiento asintomático, cargando con el virus hastaalcanzar tamaño comercial. Esta es una de las razones de por que los acuacultores prefieren el cultivo del camarón blanco en agua salobre entre 2 y4 g/l de salinidad. Sin embargo las cosechas no son tan buenas como en aguamarina.

Una serie de pruebas fueron conducidas en acuarios bajo condiciones controladas para determinar las tasas de crecimiento y sobrevivencia depostlarvas y juveniles de P. vannamei que presentaron el virus IHHN. Laspostlarvas fueron adquiridas con una salinidad de 3.0 g/l. Las pruebasexperimentales fueron dos: para la primera se realizaron cuatro tratamientosexperimentales con una salinidad de 0, 11, 22, y 23 g/l. para la segunda pruebaa 0 y 1 g/l de salinidad agregando agua verde y utilizando como factoresindirectos la luz y oscuridad. Las mezclas para obtener las respectivassalinidades se realizaron con agua marina y agua limpia municipal libre decloro. La adaptación a las diferentes salinidades se realizó de forma gradual enpromedio de dos semanas. Los resultados obtenidos muestran que el camarónblanco P. vannamei a 0. g/l de salinidad bajo condiciones de laboratorio no sobrevive a salinidad de 11 g/l presentan mejor crecimiento y sobrevivenciaque a 22 y 33 g/l de salinidad.

El presente trabajo de tesis fue desarrollado con el apoyo económico del

SIMORELOS dentro del proyecto 9641417, y el apoyo técnico y físico del. *

Centro Universitario de Investigaciones Oceanográficas de Ia Universidad de

Colima con la dirección del Dr. Alejandro Otto Mever Witlerer. Parte de este

trabajo fue publicado en las Memorias del Tercer Simposium Internacional sobre

Salud en Animales Acuáticas. Agosto 30 a Septiembre 3, 1998. Baltimore,

Maryland USA. Pag. 221.

AGRADECIMIENTOS

AI Dr. Alejandro Meyer, por su gran esfuerzo paciencia y constancia para

dirigir este trabajo ... gracias.

Ulloa, además por el apoyo del Laboratorio de Barra de Navidad de La

Barragán y M.C. Evangelina Parra Covarrubias.

Al Director de la Facultad de Ciencias Marinas M. C. Adrián Tintos

Gómez.

AI Director del CEUNIVU de la Universidad de Co1ima, Dr. Juan Gaviño

Rodríguez.

Al comité tutorial por sus acertadas correcciones, M. C. Manuel García

Universidad Autónoma de Guadalajara a su digno cargo Dr. Manuel Patiño

DEDICATORIA

Existen dos personas a quienes les agradezco la confianza y la fe en mi en todo

lo que realizó a mi madre y padre. Ana y David

Al nuevo integrante de mi vida que me ha motivado para seguir en la lucha

constante de esta vida a mi esposo Derian.

A ustedes hermanos

Que siempre me han brindado eI apoyo incondicional en las buenas y malas,

Angélica, Luis Maricela y David,

A mi gran abuela y sobrinas.

A mis queridos amigos de Cuyutlán, Margoth, Lulys, Ed, Raúl, Rocío, Irma,.

Rafa y Tzetzangari.

CONTENIDO

Página

1. INTRODUCCIÓN

II. ANTECEDENTES

2.l Cultivo de camarón Generalidades

2.2 Ciclo de vida

2.3 Desarrollo larvario

2.4

III.

3.1

IV.

4.1

Salinidad

2.5 El camarón comercial en México

2.6 Justificación

OBJETIVO GENERAL

MATERIALES Y MÉTODOS

Organismos experimentales

4.1 Aclimatación

4.2 Tratamientos experimentales

4.3 Unidades experimentales

4.4 Análisis estadístico

1

3

4

6

6

10

12

14

16

16

17

18

18

18

19

20

Objetivos particulares

Página

V. RESULTADOS

5.1 Prueba 1

5.1.1 Calidad de agua

5.1.2. Crecimiento y sobrevivencia

5.2 Prueba 2

5.2.1 Calidad del agua

5.2.2 Crecimiento y sobrevivencia

5.2.2.1 Primer análisis

5.2.2.2 Segundo análisis

5.2.2.3 Tercer análisis

5.2.2.4 Cuarto análisis 34

VI. DISCUSIÓN

VII. CONCLUSIONES

LITERATURA CITADA

21

21

21

26

26

26

26

30

32

35

39

40

LISTA DE TABLAS

TabIa 1 Estudios realizados sobre al efecto de la salinidad en peneidos

Tabla 2 Producción estimada por Estado de cultivo de camarón

Tabla 3 Aclimatación de Organismos experimentales

Tabla 4 Resultados de la primera prueba experimental

Tabla 5 Primer análisis da la segunda prueba experimental

Tabla 6 Segundo análisis de la segunda prueba experimental

Tabla 7 Tercer análisis de la segunda prueba experimental

Tabla 8 Cuarto análisis segunda prueba experimental

ll

13

22

22

26

30

32

34

Página

LISTA DE FIGURAS

Figura 1

Figura 2

Figura 3

Figura 4

Figura 5

Figura 6

Figura 7

Figura 8

Figura 9

Figura 10

Figura 11

Figura 12

Figura 13

Figura 14

Figura 15

Figura 16

Figura 17

Ciclo de vida de Penaeus sp

Desarrollo larvario de Penaeus sp

Variación de la temperatura registrada de Ia prueba 1

Oxígeno disuelto y pH registrada en la prueba 1

Valores registrados del ion Amonio y Nitrito en la prueba 1

Crecimiento de P. vannamei bajo diferentes salinidades prueba 1 .

Sobrevivencia de P. vannamei bajo diferentes salinidades prueba 1

Variación de la temperatura registrada de la prueba 2

Oxígeno disuelto y pH registrada en la prueba 2

Valores registrados del ion Amonio y Nitrito en la prueba 2

Primer análisis de crecimiento de P. vannamei en la prueba 2

Primer análisis de sobrevivencia de P. vannamei en la prueba 2

Segundo análisis de crecimiento de P. vannamei en la prueba 2

Segundo análisis de sobrevivencia de P. vannamei en la prueba 2

’Tercer análisis de crecimiento de P. vannamei en la prueba 2

Tercer análisis de: sobrevivencia de P. vannamei en la prueba 2

Página

5

8

9

23

23

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25

27

27

28

29

29

31

31

33

33

Anatomía de Penaeus sp

I. INTRODUCCIÓN

El cultivo de camarón a nivel mundial ha ido adquiriendo mayor importancia como

complemento de la producción pesquera ya que esta última esta llegando a su máximo de

hExiste una producción mundial de camarón cultivado con una estimación de 660,

200 toneladas métricas (Rosemberry, 1997). Para el Oeste, del Hemisferio son 198,200

toneladas métricas y para el Hemisferio del Este se registraron 462,000 toneladas métricas

sutentabilidad (Villarreal, 1995).

que representan el 70 % de la producción mundial. México ocupa el segundo lugar en la

producción mundial para el Hemisferio Oeste con 220 granjas destinadas al cultivo del

crustáceo en cuestión.

El cultivo de camarón en México se basa en la producción del camarón blanco

Penaeus vannamei (Boone, 1931), una especie adaptada al cautiverio en la región tropical,

en donde se: logran de 2 a 3 cosechas por año (Rosemberry, 1971. Debido al empeño por

tos acuacultores que se dedican aI cultivo de camarón de aumentar la producción, nace la

necesidad de optimizar las sistemas productos actualmente en uso en el país.

El Estado de Colima cuenta con una región geográfica privilegiada para el cultivo

de camarón estimándose un área aproximada con potencial acuícoIa de 3,470 hectáreas

divididas de la siguiente forma: 1,525 hectáreas para eI cultivo de: organismos de agua

dulce y 1,945 hectáreas, para el cultivo de organismos en agua salada. Se estiman 1,950

hectáreas en las que se sugiere efectuar estudios de factibilidad y pruebas (Avila, 1995).

Estudios sobre la adaptación de los organismos a diferentes condiciones ambientales

en especial de agua salada a agua dulce, se realizan para obtener una mayor potencialidad

de su cultivo. En el caso de camarones peneidos, presentan uin proceso con alto grado de

capacidad de osmorregulación a los diferentes factores ambientales (Anger, 1996) en

especial a la salinidad, la cual es considerada cama uno de los parámetros básicos del

media del cultivo de camarón marino (Bray et. al., 1994).

Para desarrollar mejores tecnologías de producción es importante entender que el

estanque es un ecosistema, con un flujo de energía que puede ser parcialmente manipulado

para aumentar la biomasa de una especie (Villarreal y Martínez-Córdoba,1994).

Los estudios que: se han venido realizando sobre el efecto des la salinidad en el

camarón han considerado que concentraciones de salinidad entre 15 y 25 g/l (gramos por

litro) son las más apropiadas para el mejor crecimiento del camarón blanco Penaeus

vannamei (Boyd, 1989).

El camarón blanco es una de las especies más importantes entre las cultivos de

crustáceos por su volumen de cosecha y su facilidad para reproducirlo en laboratorio

(Meyer- Willerer y Parra-Covarrubias, 1996).

También es importante mencionar que; es una de las especies que soporta

condiciones muy adversas a las del cultivo normal (Ogle et al,, 1987), La salinidad tiene

fisiológicos y ecológicos, fa salud del animal permite medir Ia respuesta a parámetros del

ambiente, Villarreal y Rivera (1992) mencionan que la salinidad tiene un efecto sobre el

consumo del oxígeno en rangos de alta salinidad.

El presente estudio tiene la finalidad de evaluar el efecto de la salinidad en el

crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y juveniles de camarón blanco Penaeus

vannamei bajo condiciones de laboratorio.

una influencia directa sobre el camarón en varias formas las cuales recaen en efectos

II. ANTECEDENTES

De los estudios relacionados con el efecto de las concentraciones de diferentes

salinidades sobre el crecimiento y sobrevivencia de camarones peneidos podemos citar las

siguientes en cuanto a la salinidad óptima para eI cultivo de camarón, no ha sido

experimentalmente comprobada, pero 15 y 25 g/l es considerada por Boyd, (1989) como

ideal.

Bray et al., (1994), realizaron un experimento para evaluar la adaptabilidad del

camarón blanco P. vannamaei a salinidades de 5-49 g/l, los mejores resultados las

obtuvieron a la salinidad de 5 y 15 g/l Villarreal et al,, (1994) mencionan que existe un

mayor consumo de: oxigeno por parte del camarón cuando se encuentra en un media can

altas concentraciones de salinidad.

Por otro lado Ogle et al., (1987) realizaron un estudio con P. vannamei en donde la

mejor adaptación se logró a bajas salinidades, y en donde los camarones más jóvenes.

presentaron menor capacidad de adaptación que las adultas, los mismas investigadores en

un segundo experimento con postlarvas PL-22 a una temperatura de: 28ºC y 30°C

observaron un mejor crecimiento en salinidades entre 4 y 8 g/l.

conocido en hábitats de aguas de 1-2 g/l así como hipersalina de 40 g/l.

Menz y Blake (1980) y Stern et. al., (1990) encontraron que P. vannamei es

Hasta la fecha no se han reportado estudios de lo efectos de sobrevivencia y

crecimiento del camarón blanco P. vannamei a 0 ppm.

2.l CULTIVO DE CAMARÓN. GENERALIDADES

ACUACULTURA

La acuacultura se puede dividir en diversas ramas de acuerdo con al grupo

taxonómico de las especies que se cultivan en este caso estaremos hablando de la

Posición taxonómica:

Phylum

Clase

Subclase

Superorden

Orden

Suborden

Tribu

Familia

Subfamilia

Género

Especie

Zamorano, 1986

Eucarida

Decapoda

Natantia

Penaeidaa

Penaeidae

camaronicultura.

Dentro de la clase Crustácea se incluyen a los camarones peneidos, organismos

mandibulados con apéndices birrameos articulados, con dos partes de antenas y

caparazón (Fig. 1).

Crustácea

MaCrustácea

Penaeinae

Penaeus

Penaeus vannamei

ANATOMÍA D E CAMARÓNEXTERNA

Si

2.2 CICLO DE VIDA

El ciclo da vida de un camarón peneido se puede dividir en 6 fases: embrionaria,

tiene hábitos completamente oceánicos (Fig. 2). Las diferencias morfofisiológicas de cada

fase o estadío se manifiestan en sus hábitos ecológicos y finalmente en su distribución. Así

2.3 DESARROLLO LARVARIO

El desarrollo larvario consta de las siguientes estadíos (Fig. 3):

Nauplío:

Presenta cuerpo periforme con tres pares de apéndices Primeras antenas segundas

antenas y mandíbulas con función natatoria (Kitani y Alvarado, 1982; CICTUS, 1986).

Se alimenta del saco vitelino, presenta fototactismo positivo y, dependiendo de la

especie que se trate, comprende de 5 a 6 subestadíos, Miden desde 0.32 mm de longitud en

nauplio 1 y hasta 0.58 mm en nauplio VI (Arce, 1989).

Zoea:

Presenta 3 subestadíos que se caracterizan por cambias morfológicos y sus

respectivas mudas, El cuerpo se divide en dos partes principalmente: un caparazón con

forma hexagonal irregular y la porción posterior dividida en un tórax con seis segmentos y

un abdomen no segmentado (Kitani y Alvarado, 1982; CICTUS, 1986).

larval, juvenil, adolescente, preadulta y adulta.

La fase larval y juvenil son principalmente esturinas. En la fase adolescente los

caracteres sexuales ya son distinguibles y el animal migra hacia el mar y en la fase adulta

(Chapa, 1980).

EI estadio de zoea se considera la etapa más difícil del desarrollo larvario del

camarón Ya que es aquí cuando se inicia la alimentación a partir del medio natural. Presenta

fotactismo positivo y se alimenta de fitoplancton (RPI, 1989).

Mysis:

El cuerpo se alarga y adquiere una apariencia similar a la postlarva. Uno de los

rasgos particulares del estadío de mysis es la forma de nadar Esta se produce en su mayor

parte con la cabeza, hacia abaja y avanzando hacia atrás, con el abdomen hacia adelante, Se

alimenta de fitoplancton, zooplancton y materia orgánica (Kitani y Alvarado, 1982;

CICTUS 1986).

Postlarva:

El paso de misys a postlarva va acompañando de cambios poca notorios, Lo más

importante son la desaparición de los exopoditos de los pereiópodos y el dasarrollo de setas

en los pleópodos, que su vez se convierten en los apéndices natatorias, Las postlarvas se

alimentan principalmente de zooplancton. (Chapa, 1980).

Figura 2. Ciclo de vida de un camarón peneido (RPI, 1989).

VAMYSIS 3

MYSIS 1

* PROTOZOEA 3

PROTOZOEA 2

Figura 3. Desarrollo larvario de Penaeus sp. (Casillas, 1991).

1

N

2.4 SALINIDAD

La salinidad es considerada una de las propiedades más importantes del agua del

mar, las aguas oceánicas oscilan entre 34 y 38 g/l. La salinidad de una muestra de capa es

definida por la cantidad total de materiales sólidos expresada en gramas, contenidos en un

kilogramo de agua de mar, cuando todos los carbonatos han sido pasados a óxido, las

bromuros y yoduros reemplazadas por cloruros y toda la materia orgánica completamente b .

oxidada secada a 480 °C, dando un error de 0.45 % can respecto a la cantidad de sales

disueltas (Chávez G., 1986). En la tabla 1 se observa algunos estudios realizados can

camarones peneidos.

3 “ .

Tabla 1. Estudios realizados por diferentes autores acerca de la adaptación de camaronespeneidos a diferentes concentraciones de salinidad.

Especie

P. japonicus

P. setiferus

P. vannamei

Salinidad (g/l)

6-26 0 Chamarttier et al, 1989

15-46 100 Flores, 1994

32 39.2 Ogle et al. , 1989

16 97.8 ''

8 83.3 ''4 63.4 ''

2 40.3 ''P. vannamei 49 Peso 2.4 g Bray et al, 1994

35 12.2 g ''

25 10.8 g ''

15 11.1 g ''

Sobrevivencia ( % ) Referencia

P. notialis 20-40 100 Crego, 1988 P. Keratus 25 100 Mourante et al., 1997 P. schmitt 25 100 Rosas et al.,I997

5 9.8 g ''

Existen ocho especies de Camarones de importancia comercial en los litorales

mexicanas, de las cuales cuatro se distribuyen en el litora1 del Pacífico, (P. vannamei, P.

stylirostris, P. californiensis y P. brevirostris), tres en el Golfo de México (P. aztecus P.

duorarum y P. setiferos y en el Mar en el Caribe; P. brasilieasis). De estas especies el.

camarón blanca Penaeus vannamei es de mayor importancia debido a sus atributos*

biológicos y tecnología de cultivo, el cual se ha convertido en el de mayor preferencia en.

nuestro país y en todo el continente americano mostrando crecimientos hasta mayares de

1.5 g/semana (Flores, 1994). En segundo término se encuentra el camarón azul Penaeus

styrostris. En el hemisferio Norte, México ocupa el segundo lugar en el porcentaje de

producción (Rasemberry, 1997).

En el estado de Colima, se estableció recientemente un laboratorio de venta de

postarvas de camarón blanco Penaeus vannamei iniciativa que ha impulsado a los

inversionistas a invertir en el cultiva de: camarón, en granjas en las que anteriormente se:

producía el langostino. De Ias primeras cosechas se ha obtenido una buena producción en

agua dulce. La tabla 2 representa la producción de camarón en México.

2.5 EL CAMARÓN COMERCIAL EN MÉXICO

Tamaulipas 7 300 400

Chiapas 2 150 300

Mérida 1 45 90

Campeche 1 20 36

Baja California 1 15 50

Total 215 23,330 16,276

T

Tabla 2. producción estimada por estado de granja de camarón en México

Estado No. de granjas Héctareas Toneladas métricas

S

Sinaloa 153 18,600 11,100

Sonora 20 2,700 3,800

Nayarit 30 1,500 500

2.6 JUSTIFICACIÓN

Por tal razón surge la inquietud de conocer cuales podrían ser los efectos de la

salinidad en el crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y, juveniles de camarón blanco

Penaeus vannamei cultivado en condiciones de baja ó nula salinidad Así, como la

observación de los diferentes factores indirectos como la luz que puedan afectar la

sobrevivencia en condiciones adversas.

desarrollado a bajas salinidades, reduce el efecto del virus conocido en el idioma inglés

Infectious Hypodermal and Hematapopoietic (IHHN) Bray et. al., 1994.

El Estado de Colima cuenta con una gran extensión de territorio que colinda con el

La capacidad de algunos crustáceos de adptarse a diferentes concentraciones de

salinidad ha llevado a la necesidad de realizar estudios relacionados con la capacidad de

osmorregulación de los peneidos a diferentes condiciones de su hábitat natural, ya que son

los camarones al igual que otros crustáceos los que actualmente presentan una gran

demanda en el mercado, principalmente en el cultivo de camarón blanco Penaeus

vannamei.

En el estado de Colima las granjas de cultivo de camarón de agua dulce (langostino)

construidas en 1980 se han enfocado actualmente en granjas de cultivo de camarón blanco

Penaeus vannamei, García en la revista de Shrimp Faring 1997 menciona que este

problema es debido a la escacez de las postlarvas de langostino, además las temperaturas

del agua para el cultivo de camarón en las costas de Colima son adecuadas durante todo el

año.

Es muy importante mencionar que se han realizado estudios en donde se ha

encontrado que el camarón blanco P. vannamei en condiciones de laboratorio y

mar el cual es adecuado para establecer granjas de cultivo de camarón.

El presente estudio tiene la finalidad de evaluar la respuesta del efecto de la

salinidad en un rango de 0 a 33 g/l sobre el crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y

juveniles de camarón blanco P. vannamei, lo que podría proporcionar resultados que

permitirían ampliar el área de explotación para camarón marino en lugares donde las

fuentes de abastecimiento de agua sea de baja salinidad.

III. OBJETIVO GENERAL

* Determinar el efecto de la salinidad en el crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y

3.1 OBJETIVOS PARTICULARES

l Evaluar el crecimiento y la sobrevivencia de postlarvas de camarón blanco Penaeus

vannamei baja cuatro diferentes salinidadas (0, 1, 22, y 33 g/l (partas por mil)).

vannamei a salinidades de 0 g/l de salinidad considerando como factores indirectos la luz y

oscuridad.

* Determinar la tasa de crecimiento, el porcentaje de sobrevivencia en postlarvas y juveniles

de P. vannamei bajo las diferentes salinidades experimentales.

juveniles del camarón blanco Penaeus vannamei en condiciones de laboratorio.

Evaluar el crecimiento y la sobrevivencia de juveniles de camarón blanco Penaeus

IV. MATERIALES Y MÉTODOS

postlarvas de P. vannamei (prueba 1) y juveniles (152 días de edad) de P. vannamei

(prueba 2). Para la prueba das se utilizaran dos factores luz y oscuridad para observar si

estos participan en una forma indirecta en el efecto de la sa1inidad.

4.l ORGANISMOS EXPERIMENTALES

El cultivo se realizó con una densidad inicial de 100 PI-1 6 por acuario se tuvieron

un peso inicial promedio de 3.98 mg después del periodo de aclimatación se seleccionaron

720 postlarvas de acuerdo a su tamaño que se determinó por media de una balanza digital

(con precisión de +-O,OOl g), Se colocaron 60 organismos par acuario, alimentándose con

total, ta alimentación se realizó tres veces al día (9, 3 y 8 am) 7 días de cada semana

durante 45 días.

alimentándase a base de una dieta comercial de 35 % de proteína, tres veces al día, por 7

días de cada semana durante 60 días, la cantidad de alimento que se proporcionó fue de 15

%

Se realizaron dos experimentos en el presente estudio, en donde se utilizaron

Prueba 1: Se utilizaron 120 postlarvas PL-16 de P. Vannaei obtenidas del

Laboratorio comercial Acuagranjas localizado en Tecuanillo, Mpio. de Tecomán Colima

que se tenían adaptadas a 3 g/l de salinidad, mismas que fueron trasladadas al laboratorio del

CEUNIVO de la Universidad de Colima para su posterior aclimatación.

Una dieta comercial para camarón " marca Api-aba (Anderson Clayton) iniciarina" con 40

% de proteína la cantidad de alimento proporcionado fue del 20% acuerdo a la biomasa

Prueba 2: En esta prueba se utilizaron 300 juveniles de P. Vannamei (152 días de)

Edad) acordando un tamaño estándar (+- 0.58) la densidad fue de 25 organismos por acuario,

4.1.1 ACLIMATACIÓN

El agua marina se obtuvo del labaratorio de Ciencias Marinas de Barra de Navidad

salinidades adecuadas.

de acuerdo a la biomasa total. El incremento de peso de los organismos fue calculado como

gramos ganados semanalmente mediante una balanza digital (+- 0.0001 g).

salinidades (0.11,22 y 33 g/l equivalentes a partes por mil y temperaturas (27°C +- .05)

°C se realizó en cada unidad experimental que se encontraban con una salinidad inicial fue

de 3 g/l (partes por mil) a las cuales se les adicionaba 11 horas diarias de goteo de agua

marina hasta alcanzar las salinidades experimentales, en promedio esta aclimatación duró 9

días para el tratamiento de 33 g/l de salinidad descendiendo en tiempo para el tratamiento

de 11 g/l de salinidad. Para el tratamiento de 0 g/l de salinidad se realizó a la inversa se

adicionó agua dulce hasta quedar en 0 g/l de salinidad.

de la Universidad Autónoma de Guadalajara, para realizar los recambios de agua se

Mezclaba previamente agua marina con agua potable libre de cloro activo para obtener las

4.2 TRATAMIENTOS EXPERIMENTALES

lux).

22 y 33 g/l (gramos por litro) como tratamiento control. Cada tratamiento se realizó por

triplicado con 60 organismos por acuario, 6 de los acuarios estuvieron bajo condiciones de

oscuridad casi total (1 a 3 luz) medida con un luxímetro marca Extech. Durante la limpieza

y el recambio de agua se tenía luz difusa (100-150 lux) en un período de 20 minutos y los

otros 6 acuarios con luz artificial durante las 24 horas del día con una intensidad (300-400

Prueba 1. Para esta prueba se utilizaron cuatro tratamientos experimentales a 0, 11,

Para la primera prueba experimental la adaptación de los organismos a las diferentestes

Prueba 2. Se utilizaron das tratamientos experimentales 0 y 1 g/l , 6 de los acuarios

Se utilizaron 12 acuarios de vidrio de 0.60 x 0.40 x 0.41 m con 24 litros de agua

difusores de aire y se realizó un recambio diario de agua del 70 % filtrada por un filtro de

1.0 um.

1.- Oxígeno disuelto (mg/1) (+-0.01 g/l) mediante oxímetro (marca YSI)

1.- Amonio (ug/l) mediante análisis colométrico fenol-nitroprusiato.

estuvieron casi en completa oscuridad, y los otros 6 con luz artificial de la misma forma

que el experimento anterior. La densidad de saiembra fue de 25 organismos por acuario.

En ambos experimentos los organismos se mantuvieron a una temperatura de 27 °C

+- 0.5 °C, se proporcionó una aireación para mantener como mínimo una concentración de 5

mg/l de oxígeno disuelto. Loa tratamientos experimentales se distribuyeron aleatoriamente

por triplicado en el sistema, con el fin de evitar cualquier efecto de luz o temperaura en la

pecera de vidrio.

4.3 UNIDADES EXPERIMENTALES

cada uno, los cuales se utilizaron para dos pruebas, todos los acuarios fueron provistos con

En cada unidad experimental se realizará unmonitoreo diario a las 9:00 am de los

siguientes parámetros de calidad de agua:

2.- Temperatura (°C) oxímetro (+-0.1) (marca YSI)

4.- Salinidad por emdio de un refráctrometro ocular (marca ATAGO) (+- 1 g/l)

3- pH mediante electrodo y potenciómetro calibrada +- 0.1 unidades) (marca ORION)

de calibración.

4 .4 ANÁLISIS ESTADÍSTICO

En el estudio, la hipótesis nula (Ho), define que los tratamientos experimentales no

producen diferencias en el rendimiento del camarón con respecto al tratamiento contral, Por

otro lado, la hipótesis alterna (Ha), nos indica que hay diferencias entre los tratamientos.

La evaluación estadística de crecimiento y sobrevivencia se realizó utilizando el

paquete para computación STATGRAPHICS (1993), mediante el análisis de varianza, la

prueba de rangos múltiple. Adicionalmente el análisis de cajas para evaluar las diferencias.

entre las medias de las muestras experimentales.

Los parámetros experimentales para el rendimiento del camarón comprenden lo

siguiente:

Tasa de crecimiento

Definida por el incremento de peso en un tiempo determinado Para el análisis

estadístico estará representada por la pendiente de la línea de regresión del peso (gramos),

contra el tiempo (días). Las diferencias entre los tratamientos se definieron por el análsis

de varianza del método estadistico ya mencionado anteriormente.

Tasa de sobrevivencia

Se determinó mediante la fórmula utilizada por Cruz et al., (1993).

2.- Nitrito (ug/l) mediante análisis colorimétrico con formación de coloración azo y curva

TS= No. final de animales / No. inicial de animales x 100

V. RESULTADOS

5.1 PRUEBA 1

La temperatura, el oxígeno disuelto, y pH, se muestran en las figuras 4, 5

respectivamente (promedio semanal de cada tratamiento). La figura 6 presenta los valores

promedio por semana obtenidos por extrapolación de curvas estándar para amonio total y

nitrito.

5.1.2 CRECIMIENTO Y SOBREVIVENCIA

Durante el periodo de aclimatación los organismos presentaron respuestas diferentes

en cuanto a la sobrevivencia (Ver tabla 3). Al final del experimento, se detectaron diferencias

significativas (P<O.05) entre el peso final de los animales de los grupos 0 y 11 g/l y entre los

grupos 11 y 22 g/l al día 30 de la experimentación. Más sin embargo para la última biometría

no ocurrió de igual forma, ya que entre los tratamientos 11 , 22 y 33 g/l no hubo diferencias

(P>I.05). Para esa fecha, los organismos del tratamiento de 0 g/l registraron una mortalidad

total (Ver tabla 4, Figura 7 y 8).

5.1.1 CALIDAD DEL AGUA

.-,....Tabla 3. Sobrevivencia de las postlarvas durante el período de aclimatación.

Tratamiento Sobrevivencia

3- 0 g/l 96.0 %

3- 11 g/l 95.0 %

3- 22 g/l 93.2 %

3- 33 g/l 89.2%

Todas l a s postlarvas se adquirieron adaptadas a una concentración de salinidad de 3 g / l

Tabla 4. Promedio y error estándar de los pesos iniciales y finales, tasa de crecimiento y sobrevivenciade camarón blanco P. vannamei bajo cuatro concentraciones de salinidad durante 45 días. Con 60camarones por acuario, 3 acuarios por tratamiento

Salinidad P.inicial Tiempo (días) Tasa de sobrevivencia Crecimiento

0 0 .276 .1263+-.007 a 189+-.014

11 0 .276 .1316+-.005 a .228+-.009 a . 350+- .014 a 0.001683

22 0 .276 .1022+-.004 a .194 +- 010 a 329+- .020 a 0.001153

33 0 .276 .392+-.027 a .206+-.013 a .374+- .025 a 0.002159

Después del día 30 del experimento la sobrevivencia del tratamiento a la salinidad de 0 g/l fue de cero.Las letras diferentes significan que si hay diferencias estadísticamente entre tratamientos (P+- 0.05).

g/l g. 15 30 45 g/d %

.

1 2 3 4 5 6 7 8

Tiempo (semanas)

íìll ppm-22ppm

Figura 4. Promedio de temperatura por semana de cada tratamiento a diferentesconcentraciones de salinidad (0, 11, 22 y 33 g/l).

1 2 3 4 5 6 7 8

Tiempo (semanas)

Figura 5. Oxígeno disuelto y pH registrados diariamente (Promedio semanal) y promedio delos diferentes tratamientos ( 0, 11, 22 y 33 g/l).

400-

1 2 3 4 5 6 7 8

Tiempo (semanas)

Figura 6. Valores promedio de ion amonio total en (ug/l) y el ion nitrito en (ug/l) promediadosde los diferentes tratamientos (0, 11, 22 y 33 g/l de salinidad).

Tiempo (semanas)

Figura 7. Crecimiento de P.vannamei a diferentes salinidades. Las primeras dos semanasfueron de adaptación a las salinidades correspondientes.

2 4 6

<.

50

304

0 2 4 6

Tiempo (semanas)

Figura 8. Sobrevivencia de P. vannamei a diferentes concentraciones de salinidad (prueba l).

5.2 PRUEBA 2

5.2.1 CALIDAD DE AGUA:

La temperatura, el oxígeno disuelto y el pH se presentan en las figuras 9 y 10, en la

figura 11 los valores promedio semanales obtenidos por extrapolación de curvas estándar para

amonio total y nitrito.

5.2.2 CRECIMIENTO Y SOBREVIVENCIA

Se realizaron cuatro análisis para la prueba 2.

5.2.2.1 PRIMER ANÁLISIS

Para el primer análisis se consideró luz contra oscuridad (Tabla 5, Figura 12 y 13) para

la última biometria no existieron diferencias significativas estadísticamente en cuanto al peso

(P>O.O5), contrario a Ia sobrevivencia que fue mayor en los organismos que estuvieron en

oscuridad.

Tabla 5. Tasa de crecimiento y sobrevivencia de camarón blanco P. vannamei en luz y oscuridad

durante 60 días Promedio de tratamientos por triplicado con 25 organismos en cada acuario de vidrio.

6 acuarios estuvieron en una concentración de salinidad de 1 g/l y 6 acuarios a 0 g/l.

Tratamiento. P. Inicial (g) P.15 días P. 30 días P. 45 días P. 60 días crecimiento Sobreviven.

(g/d) ( % )

Oscuridad 0.599+-35 a 0.817+-.038 a 1.2O+-.046 a 1.491+-.071 a 1.970+-.095 a 0.032 71

Luz (0.565+-36 a 0,66+-.O41 a 1.003+-.051 1.152+-.077b 1.712+-.106 a 0.028 55

Las letras diferentes significan que si hay diferencias significativas estadísticamente entre lostratamientos (P< 0.005)

25.8

Tiempo (semanas)

Figura 9. Temperatura registradas y promediadas de los diferentes tratamientos de la segundaprueba experimental.

Figura 10. Oxigeno y pH registrados y promediados de los diferentes tratamientos de lasegunda prueba experimental.

iempo (semanas)

7 8

Tiempo (semanas)

Figura 11. Valores promedio del ion amonio y ion nitrito determinados en los diferentestratamientos: la segunda prueba experimental

0 15 30 45 60Tiempo (días)

Figura 12. Crecimiento de camarón P. vannamei a diferentes concentraciones de salinidad en oscuridad y luz.

tiempo (días)

Figura 13. Sobrevivencia de camarón P. vannamei a diferentes concentraciones de salinidaden oscuridad y luz.

Todos los acuarios estuvieron a 0 g/l de salinidad, se consideraron solo 30 días para

esta prueba ya que los organismos después de este tiempo murieron (Tabla 6 figura 13 y 14) se

puede observar que los organismos que estuvieron en condiciones de luz presentaron mejor

sobrevivencia a 0 g/l de salinidad y no existieron diferencias significativas estadísticamente

entre los tratamientos.

.-_Tabla 6. Peso promedio inicial y final tasa de crecimiento y sobrevivencia de camarón blanco vanunamei a 0 g/l de salinidad durante 30 días. Promedio de tratamientos por triplicado, con 25organismos en cada acuario de vidrio.

Tratamiento Peso inicial( g ) Peso 15 d ía s Peso 30 días Crecimiento g/d Sobrevivencia %

Oscuridad 0.346 0.521+-0.038 a 0.690+-0.091 a 0.011 34

Luz 0.346 0.672+-O.037 a 0.716+-O.047 a 0.012 54

Las Ietras diferentes por columna significan que si hay diferencias significativas estadísticamente entrelos u-atamientos (P<0.05).

5.2.2.2 SEGUNDO ANÁLISIS

, , ,1 15 30

Tiempo (días)

Figura 14. Curvas de crecimiento de P. Vannamei en oscuridad y luz, todos los acuarios a 0g/l de salinidad.

Tiempo (días)

Figura 15. Sobrevivencia del camarón blanco P.vannamei en luz y oscuridad, todos losacuarios a 0 g/l de salinidad.

5.2.23 TERCER ANÁLISIS

Los resultados de este tercer análisis se presentan en la tabla 7 y figuras 16 y 17. Estos

resultados denotaron que si existen diferencias significativas (P<O.O5) en condiciones de luz y

oscuridad. cuando se encuentran a 1 g/l de salinidad.

Tabla 7. Peso promedio inicial y final, tasa de crecimiento y sobrevivencia de camarón blanco P.vannamei a 1 g/l de salinidad durante 60 días. Promedio de tratamientos por triplicado, con 25

Tratamiento Peso inicial g Peso 15 días Peso 30 días Peso 45 días Peso 60 días Crecimiento Sobrevivencia

(g/d) a (%)

Oscuridad 599 +- 035 a .817 +- .038 1 120+- 046 191+- 071 1971+- 096 a 0 .022 71

Luz .565+- .036 a .696+-041 1.003+-.051 a 1.152+-.077b 1.6632 +- 112 0.018 55

Las letras diferentes por columna significan que si hay diferencias estadisticamente significativas entrelos tratamientos (p<0.O5).

organismos en cada acuario de vidrio.

2

1,8

1,6

1,4

1,2

0 15 30 45 60

Tiempo (días)

Figura 16. Curva de crecimiento de P. vannamei en condiciones de luz y oscuridad, todos loorganismos a 1 g/l de salinidad.

100

90

80

70

50

40

30 -

20 -

10

01 i i i i

1 15 30 45 60

Tiempo (días)

Figura 17. Sobrevivencia de P. vannamei en condiciones de luz y oscuridad todos losorganismos a salinidad de 1 g/l de salinidad.

(g)

60

5.2.2.4 CUARTO ANÁLISIS

Los resultados se presentan en la tabla 8. Los organismos con el tratamiento de 0 g/l de

salinidad no sobrevivieron para la tercera biometria. Se continuo con las biometrias semanales

para el tratamiento de 1 g/l de salinidad, hasta el día 60 con un peso final de 1.71g y una

sobrevivencia del 28.2 %.

Tabla 8. Peso promedio inicial y final, tasa de crecimiento y sobrevivencia de P. vannamei durante 15días Promedio de tratamientos por triplicado con 25 organismos; en cada acuario de vidrio

Tratamiento Peso inicial (g) Peso 15 días(g) Crecimiento (g/d) Sobrevivencia%

1 g/l 0.577 +- .O25 0.753 +- .029 a 0.011 92

0 g/l 0.599 +- .02 0.724 +- .043 a 0 008 50

Las letras diferentes por columna significan que si hay diferencias estadísticamente significativas entrelos tratamientos. (P<0.05).

VI. DISCUSIÓN

En base en los parámetros de cultivo establecidos en la literatura, los valores obtenidos

para salinidad, oxígeno, temperatura, pH y amonia se encontraron dentro del intervalo optimo

de cultivo Lawrence et al., (1979) y Kuban et al. (1985)

La salinidad es considerada uno de los parámetros básicos para el cultivo de camarón

marino (Bray et al., 1994), la cual fue utilizada para ver la reacción de los organismos a los

diferentes niveles de salinidad en este experimento.

La óptima salinidad para el cultivo de camarón no ha sido experimentalmente

determinada, pero Boyd (1989) considera ideal entre 15 y 25 g/l de salinidad. Sin embargo en

la tabla 4 se presentan los resultados de la primera prueba donde el tratamiento de ll g/l de

salinidad obtuvo el mayor incremento en peso y la mejor sobrevivencia. Estos resultados

muestran que sí es posible cultivar este camarón a salinidades bajas en condiciones de

laboratorio.

Bray et al., (1994) realizaron un experimento donde el mayor peso del camarón lo

obtuvieron a salinidades de 5-15 g/l de salinidad en juveniles de P. vannamei de peso

promedio de 1.6 g. durante 35 días. Por otro lado Ogle et al., 1992 realizaron un experimento

con diferentes salinidades donde el mejor crecimiento lo obtuvieron en salinidades de 4-8 g/l

de salinidad.

Los efectos fisiológicos que ocurren en el camarón debido a los cambios de salinidad

han sido poco estudiados, Villarreal et al,, (1992) mencionan que organismos en un medio con

altas concentraciones de salinidad presentan un mayor consumo de oxígeno que a bajas

concentraciones de salinidad.

El crecimiento para camarón blanco Penaeus vannamei a 0 g/l desalinidad no se ha

reportado con anterioridad. En las dos pruebas realizadas en este experimento los organismos

que estuvieron bajo la concentración de 0 g/l de salinidad murieron. Para la prueba dos en el

análisis 4 los organismos a 1 g/l de salinidad sobrevivivieron hasta el día 60 .

En un estudio realizado por Ogle et al., 1992 observaron que la sobrevivencia de PL-8

a concentraciones de salinidad de 2 g/l de salinidad presentaron baja sobrevivencia en

comparación con PL-20 con una diferencia de 38 %.

En una publicación anónima de la Conferencia Europea de Cultivo de Crustáceos

(1992) y Arosema (1987) mencionan que la capacidad de un organismo para adaptarse a

diferentes medios con características distintas a su hábitat natural, está en relación directa con

la habilidad que el organismo tenga para adaptarse a ellas. Si la adaptación es un proceso

sumamente lento, probablemente el organismo morirá antes de alcanzar un nuevo estado de

equilibrio fisiológico. Si el proceso es demasiado rápido entonces el organismo presenta

mayores posibilidades de sobrevivir.

Brock y Main, 1994 utilizan una prueba que han denominado ” prueba de stress " para

observar el estado fisiológico del crustáceo. Esta prueba consiste en transferir 100 postlarvas

de P. vannamei mantenidas a salinidades de 33 g/l de salinidad a una temperatura de 20°C

realizando un cambio de salinidad a 1 g/l contando las postlarvas sobrevivientes después de 1

hora de transferidas. En este caso se consideran como sobrevivientes las que sigan nadando

normalmente considerando buena aquella población que pasa la prueba al mostrar 80 % de

sobrevivencia ó más individuos activos.

En la segunda prueba realizada en el presente estudio los tratamientos a 0 y 1 g/l de

salinidad en el cual se consideró como un factor indirecto la luz y oscuridad. Los resultados

obtenidos, muestran que los organismos bajo condiciones de oscuridad obtuvieron mejor peso

y sobrevivcncia que con luz artificial esto es apoyado por la publicación hecha por Shrimp-

News-Int. en 1995, dicho estudio menciona que organismos alimentados durante la noche

tienen mejor crecimiento y sobrevivencia que durante horas del día.

Mair, 1980 realizó una prueba sobre la preferencia del camarón blanco P. vannamei a

las diferentes salinidades, encontró una fuerte tendencia hacia las salinidades de 1-8 g/l de

salinidad, lo cual no quiere decir que obtengan mejor crecimiento a estas salinidades, ya que

en el presente estudio los organismos de la segunda prueba a 1 g/l de salinidad su crecimiento

fue pobre.

La adaptación lenta por goteo a las diferentes salinidades partiendo de 3 g/l de

salinidad resulto ser buena, ya que la mortalidad fue muy baja.

VII. CONCLUSIONES

A concentraciones de 0 g/l de salinidad Penaeus vannamei bajo condiciones de

laboratorio no sobrevive.

Las postlarvas de Penaeus vannamei presentaron mejor crecimiento y sobrevivencia a

concentraciones de salinidad de 11 g/l que a concentraciones de salinidad de 22 y 33 g/l.

La tasa de crecimiento y sobrevivencia de juveniles de camarón blanco Penaeus

vannamei bajo condiciones de oscuridad y una concentración de 1 g/l de salinidad,

presentaron mejor crecimiento y sobrevivencia, que los organismos mantenidos bajo las

condiciones con luz artificial.

LITERATURA CITADA

Aguilera H. y Noriega C., 1986 ¿ Qué es la Acuacultura ? Fondepesca , México. 57 pp.

Arosema M., 1987. Influencia de la salinidad y temperatura en el comportamiento de

camarones juveniles. En Mem. Sirnp, Biol, y Dinam. Poblac. de camarones,

Guaymas, Sonora., 375-378 pp.

Anger K., 1996. Salinity tolerance of the larvae and first juveniles of a semiterrestrial grapsid

crab, Armases miersii (Rathbun). Journal of experimental marine biology and ecology.

202 (2): 205-223.

Anónimo, (1992). First European Crustacean Conference. París, Francia. August 31-

September 5.

Arce R.A., 1989. Cultivo de camarones peneidos. Reporte interno. Centro de Investigaciones

Biológicas, La paz, B.C.S. México. 82 p.

Avila, T., 1995. Prospección Acuícola de la Zona Costera del Estado de Colima. Secretaría de

Desarrollo Social. México. 33 pp.

Boyd C.E., 1989, Water quality management and aereation in shrimp farming. fisheries and

allied aquacultures departmental series No. 2. Alabama Agricultura1 Experiment

Station, Aubum University, Aubum, AL, USA 83 pp.

Bray W-A.; Lawrence A.L.; Leung Trujillo J. 1994. The effect of salinity on growth and

survival of Penaeus vannamei, with observations on the interaction of IHHN virus

and salinity, Aquaculture 122(2-3):133-146.

Brock W-A., y KL. Main., 1994, A guide to the common problems and diseases of cultured

Penaeus vannamei. The World Aquaculture Society, Bayton Rouge, LA, USA. and

The Qceanic Institute, Honolulu, HI, USA. Appendix B, Shrimp Evaluation

Procedures, 180 pp.

Casillas H.R., Magallón B.F., 1991. Algunos aspectos bioecológicos y de cultivo de Penaeuscaliforniensis. Informe Interno Centro de Investigaciones Biológicas de B.C.S.

México.

Chamantier G. y Soyes G., 1994.Effect ofmolt stago and hipoxia on osmorregulatory capacity

in the peneid shrimp Penaeus vannamei. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 178 (2). 233-246.

Chapa S.H. 1980. “ LA Biología y el Cultivo de Camarón “. SEP.

Chávez, S. G., 1986, Elementos de Oceanografia, C.E.C.S.A. México, 255 pp.

CICTUS, 1986, El cultivo de camarón azul (Penaeus stylirostris Stimpson). Centro de

Investigaciones Científicas y Tecnológicas de la Universidad de Sonora . Hermosillo

Sonora. 126 pp.

Cruz L.E., Ricque D. y Martínez J.A., 1993. Evaluación de los subproductos del camarón en

forma de harina como fuente de proteína en dietas balanceadas para Penaeus vannamei205-232 pp. En: Memorias del Primer Simponsium Internacional de Nutrición y

Tecnología de Alimentos para Acuacultura. Monterrey NJ,. México. 491 pp.

Flores N.A., 1994. Desarrollo científico y tecnológico del cultivo de camarón blanco del Golfo

Penaeus setiferus en estanque circulares, Secretaría de pesca. México. 45 pp.

Heinsbroek L.T.N., 1990. Growth and Feeding of Fish. Integration Course. Fish Culture,

Depannent of Fish Culture and Fisherias. Agricultura1 University, Wageningen, the

Netherlands, 93 pp.

Crego M. y Cruz A., 1988. Effecto de la Temperatura, Salinidad y el pH sobre las larvas del

camarón rosa de Penaeus notialis. Revista de Investigación Marina. 9 (2).88-92.

Shrimp-News-Int 1995. Shrimp fed at night grow faster. 20( ll):596. Versión 7.

Iütani H. y Alvarado N. 1982. The larval developmet of the Pacific Brown shrimp Penaeuscaliforniensis Holmes reared in the Iaboratory. Bulletin of Japanese Society of

Scientific Fisheries. 48 (3): 375-389.

Kuban F.D., Lawrence A.L.y Wilkenfeld J.S., 1985. Survival metamorphosis and growth of

larvae from four penaeid species fed six food combinations. Aquacultur, 47:151-162.

Lawrence, A.L., Ward, D., Missler, S., Brown, A., McVey, J. y Middleditch, B.S. 1979. Organ

indices and biochemical levels of from penaid shrimp maintained in captivity versus t

those capture in the wild. Proc. World Maricult. Soc., 10:453-463.

Le-Moullac G.; Damez D., 1991. Modelling of resistance to salinity shocks of Penaeusvannamei postlarvae. Aquacop.4 (3):169-173.

Mair J. McD., 1980. Salinity and water-type preferences of four species of postlarval shrimp

(penaeus) from west México. J. Exp. Mar. Biol. Bcol., 45:69-82.

Menz A. y Blake, B.F., 1980. Experiments on the growth of Penaeus vannamei Boone. J.

Exp. Mar. Biol. Ecol., 48:99-l ll.

Meyer-Willerer A.C. y E. Parra-Covarrubias., 1996. Vitalidad de nauplios obtenidos de

reproductors de Penaeus vannamei alimentados con diferentes dietas. IX Reunión de

Avances en Investigación en Ciencias. PICP, Universidad de Colima. Trópico 96. 125-

130.

Mourente G., Rodríguez A., 1997. Effect of salinity and dietary DHA/22/6N-3) content on

Iipid composition and perfonmance of Penaeus kerathurus postlarvae, Marine

Biology, 128 (2):289-298.

Ogle. J.T.; Beaugez.. K.; Lotz.. J.M. 1992. Effects of salinity on survival and growth of

postlarval Penaeus vannamei. Gulf- Res.-Rep. 8 (4): 415-422.

Ogle, J., Beaugez, K. y Mellwain, T.D., 1987. Survival of Penaeus vannamei Postlarvae with

Low-Salinity Water. J. Shellfish-res.7 (1): 172-l 73.

Shrimp-News-Int 1995, Shrimp fed at night grow faster. 20 (1 I):5-6

Stem, S., Daniels, H. and Letieller, E., 1990. Tolerance of postlarvae and juvenile Penaeus

vannamei to low salinity. In: Abstrac World Aquacuhure 90, Halifax, Nova Scotia

Canada, T30.12, National Research Council Canada, Ottawa, Ont., Canada.

STATGRAPHICS., 1993. Sistema de Educación Institucional ITESO. Versión 7.

Rosas C,, Sanchez A., Diaz E., Brito R. 1997. Critical disolved oxigen leve1 to Penaeusetiferus and Penaeus schmitti postlarvae (PI-1 O- I 8) exposed to salinity changes.

Aquacuhure 152 (4): 259-272.

Rosemberry R.., 1997. World shrimp farming. Aquacuhure Digest Annual Report.

RFI, 1989. Penaeid Technology Short Course, CE. Cet del Mar La Paz Mexico. April, 1989.

Villar-real H, y Rivera J.A., 1992. Effect of temperature and salinity of the oxigen consumption

of laboratory produced Penaeus californiensis postlarvae. Abstract and Schedule the

of event. World Aquaculture Congress, World Aquacult. Soc, Journal. Orlando Florida

24 pp.

Villarreal.- H. y Martínez -Córdoba., 1995. Cultura of white shrimp Penaeus vannamei in

reduced water change ponds in Sonora , México. World Aquaculture (26) 3.

Zamorano F., 1986. Diseño e instalación de un laboratorio de microalgas marinas en el

ITMAR, Boca del Río. Como apoyo a la docencia e investigación, Tesis profesional

ITMAR Boca del Río, Ver.