UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS...
Transcript of UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS...
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
ESTUDIO COMPARATIVO DE TRES FERTILIZANTES
AGRÍCOLAS SOBRE EL CRECIMIENTO COMPOSICIÓN
BIOQUÍMICA DE Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 EN CULTIVOS
DISCONTINUOS
AUTOR: MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN
TUTOR: PhD. EVER MORALES AVENDAÑO
GUAYAQUIL, SEPTIEMBRE 2018
ii
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD CIENCIAS NATURALES
CARRERA BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
Guayaquil, 30 de Agosto de 2018
Sra. Blga. MONICA ARMAS DE SOTO, MSc. DIRECTORA DE LA CARRERA DE BIOLOGÍA FACULTAD CIENCIAS NATURALES UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL Ciudad.- De mis consideraciones: Envío a Ud. el Informe correspondiente a la REVISIÓN FINAL del Trabajo de Titulación ESTUDIO COMPARATIVO DE TRES FERTILIZANTES AGRÍCOLAS SOBRE EL CRECIMIENTO COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA DE Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 EN CULTIVOS DISCONTINUOS, de la estudiante MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN. Las gestiones realizadas me permiten indicar que el trabajo fue revisado considerando todos los parámetros establecidos en las normativas vigentes, en el cumplimento de los siguientes aspectos: Cumplimiento de requisitos de forma:
El título tiene un máximo de 18 palabras.
La memoria escrita se ajusta a la estructura establecida.
El documento se ajusta a las normas de escritura científica seleccionadas por la Facultad.
La investigación es pertinente con la línea y sublíneas de investigación de la carrera.
Los soportes teóricos, en su mayoría son de máximo 7 años.
La propuesta presentada es pertinente. Cumplimiento con el Reglamento de Régimen Académico:
El trabajo es el resultado de una investigación.
El estudiante demuestra conocimiento profesional integral.
El trabajo presenta una propuesta en el área de conocimiento.
El nivel de argumentación es coherente con el campo de conocimiento. Adicionalmente, se indica que fue revisado, el certificado de porcentaje de similitud, la valoración del tutor, así como de las páginas preliminares solicitadas, lo cual indica el que el trabajo de investigación cumple con los requisitos exigidos. Una vez concluida esta revisión, considero que el estudiante MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN, está apta para continuar el proceso de titulación. Particular que comunico a usted para los fines pertinentes.
Atentamente,
Anexo 7
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD CIENCIAS NATURALES
CARRERA BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
RÚBRICA DE EVALUACIÓN MEMORIA ESCRITA TRABAJO DE TITULACIÓN
Título del Trabajo: ESTUDIO COMPARATIVO DE TRES FERTILIZANTES AGRÍCOLAS SOBRE EL CRECIMIENTO COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA DE Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 EN CULTIVOS DISCONTINUOS Autora: MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN
ASPECTOS EVALUADOS PUNTAJE MÁXIMO
CALF. COMENTARIOS
ESTRUCTURA Y REDACCIÓN DE LA MEMORIA 3 Formato de presentación acorde a lo solicitado 0.6 0.6 Tabla de contenidos, índice de tablas y figuras 0.6 0.6 Redacción y ortografía 0.6 0.6 Correspondencia con la normativa del trabajo de titulación 0.6 0.6 Adecuada presentación de tablas y figuras 0.6 0.6
RIGOR CIENTÍFICO 6 El título identifica de forma correcta los objetivos de la investigación 0.5 0.5 La introducción expresa los antecedentes del tema, su importancia dentro del contexto general, del conocimiento y de la sociedad, así como del campo al que pertenece
0.6 0.6
El objetivo general está expresado en términos del trabajo a investigar 0.7 0.7 Los objetivos específicos contribuyen al cumplimiento del objetivo general
0.7 0.7
Los antecedentes teóricos y conceptuales complementan y aportan significativamente al desarrollo de la investigación
0.7 0.7
Los métodos y herramientas se corresponden con los objetivos de la investigación
0.7 0.7
El análisis de la información se relaciona con datos obtenidos 0.4 0.4 Factibilidad de la propuesta 0.4 0.4 Las conclusiones expresa el cumplimiento de los objetivos específicos 0.4 0.4 Las recomendaciones son pertinentes, factibles y válidas 0.4 0.4 Actualización y correspondencia con el tema, de las citas y referencia bibliográfica
0.5 0.5
PERTINENCIA E IMPACTO SOCIAL 1 Pertinencia de la investigación/ Innovación de la propuesta 0.4 0.4 La investigación propone una solución a un problema relacionado con el perfil de egreso profesional
0.3 0.3
Contribuye con las líneas / sublíneas de investigación de la Carrera/Escuela
0.3 0.3
CALIFICACIÓN TOTAL* 10 10
* El resultado será promediado con la calificación del Tutor y con la calificación de obtenida en la Sustentación oral.
Fecha: 30 de Agosto del 2018
Anexo 8
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD CIENCIAS NATURALES
CARRERA BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
REPOSITORIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA
FICHA DE REGISTRO DE TESIS/TRABAJO DE GRADUACIÓN TÍTULO Y SUBTÍTULO:
Estudio comparativo de tres fertilizantes agrícolas sobre el
crecimiento composición bioquímica de Scenedesmus sp. UGB-
RJ3009 en cultivos discontinuos AUTOR(apellidos/nombres): Quishpe Jadán Maria Alexandra
REVISOR (ES)/TUTOR(ES)
(apellidos/nombres): Revisora: Salvador Brito Miriam
Tutor: Morales Avendaño Ever Darío INSTITUCIÓN: Universidad de Guayaquil UNIDAD/FACULTAD: Facultad de Ciencias Naturales MAESTRÍA/ESPECIALIDAD: GRADO OBTENIDO: Bióloga FECHA DE PUBLICACIÓN: No. DE
PÁGINAS:
75
ÁREAS TEMÁTICAS: Desarrollo biotecnológico, conservación y aprovechamiento
sostenible de los recursos naturales PALABRAS CLAVES/
KEYWORDS: Densidad celular, fertilizantes agrícolas, metabolitos primarios,
Scenedesmus sp.
RESUMEN/ ABSTRACT (150-250 palabras):
En este estudio se evaluó medios de cultivo basados en fertilizantes agrícolas (F1, F2 y F3) en
diferentes concentraciones (C1, C2 y C3), y su efecto sobre el crecimiento, producción de biomasa
y metabolitos primarios en la microalga Scenedesmus sp., en comparación con un medio de cultivo
estándar, con el propósito de hallar alternativas más económicas para el cultivo de microalgas. Los
cultivos se mantuvieron durante siete días en aireación permanente, irradiancia de 234 μmol fotones
m-2s-1 y fotoperiodo de 12:12h. Los tratamientos evaluados tuvieron respuestas diferentes; sin
embargo, los valores obtenidos en F1 (C2 y C3) en cuanto al crecimiento y la composición
bioquímica de Scenedesmus sp. fueron competitivos en comparación al medio control; tomando en
consideración su bajo precio y alta disponibilidad en el mercado, demostrando así que resultan un
opción viable y económica para el reemplazo de los medios nutritivos de laboratorio, principalmente
en cultivos a gran escala.
ADJUNTO PDF: SI NO
CONTACTO CON AUTOR/ES: Teléfono: 0980401004 E-mail: [email protected]
CONTACTO CON LA
INSTITUCIÓN:
Nombre: Facultad de Ciencias naturales
Teléfono: 043080777 – 043080758
E-mail: [email protected]
Anexo 10
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD CIENCIAS NATURALES
CARRERA BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
Guayaquil, 30 de Agosto de 2018
CERTIFICACIÓN DEL TUTOR REVISOR
Habiendo sido nombrado MIRIAM JACQUELINE SALVADOR BRITO, DOCENTE TUTORA, del trabajo de titulación ESTUDIO COMPARATIVO DE TRES FERTILIZANTES AGRÍCOLAS SOBRE EL CRECIMIENTO COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA DE Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 EN CULTIVOS DISCONTINUOS, certifico que el presente trabajo de titulación, elaborado por MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN con C.I. No. 0931271837, en la Carrera de Biología, Facultad de Ciencias Naturales, ha sido REVISADO Y APROBADO en todas sus partes, encontrándose apta para su sustentación.
Anexo 11
© Derechos de Autor
Maria Alexandra Quishpe Jadán
2018
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
ESTUDIO COMPARATIVO DE TRES FERTILIZANTES AGRÍCOLAS SOBRE EL
CRECIMIENTO COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA DE Scenedesmus sp. UGB-RJ3009
EN CULTIVOS DISCONTINUOS
Autor: María Alexandra Quishpe Jadán
Tutor: PhD. Ever Morales Avendaño
RESUMEN
En este estudio se evaluó medios de cultivo basados en fertilizantes agrícolas (F1, F2 y F3) en diferentes concentraciones (C1, C2 y C3), y su efecto sobre el crecimiento, producción de biomasa y metabolitos primarios en la microalga Scenedesmus sp., en comparación con un medio de cultivo estándar, con el propósito de hallar alternativas más económicas para el cultivo de microalgas. Los cultivos se mantuvieron durante siete días en aireación permanente, irradiancia de 234 μmol fotones m-2s-1 y fotoperiodo de 12:12h. Los tratamientos evaluados tuvieron respuestas diferentes; sin embargo, los valores obtenidos en F1 (C2 y C3) en cuanto al crecimiento y la composición bioquímica de Scenedesmus sp. fueron competitivos en comparación al medio control; tomando en consideración su bajo precio y alta disponibilidad en el mercado, demostrando así que resultan un opción viable y económica para el reemplazo de los medios nutritivos de laboratorio, principalmente en cultivos a gran escala.
Palabras claves: Scenedesmus sp., fertilizantes agrícolas, densidad celular, metabolitos primarios, plasticidad fenotípica.
Anexo 13
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
COMPARATIVE STUDY OF THREE AGRICULTURAL FERTILIZERS ON
GROWTH AND BIOCHEMICAL COMPOSITION OF Scenedesmus sp. UGB-
RJ3009 IN BATCH CULTURE
Author: Maria Alexandra Quishpe Jadán
Advisor: PhD. Ever Morales Avendaño
ABSTRACT
In this research, different culture media based on commercial agricultural fertilizers (F1, F2, F3) at 0,25; 0,5 and 1,0 g.L-1 (C1,C2,C3) were evaluated as well as each of their effects on the growth, production of biomass and primary metabolites in the microalga Scenedesmus sp. in batch cultures compared to a standard culture medium, in order to find more affordable alternatives for the cultivation of microalgae. The cultures were maintained for seven days, under photoperiod conditions 12: 12h, constant aeration and at an irradiance of 234 μmol photons m-2 s-1. All the treatments evaluated had a different response; however, the values obtained in F1 (C2 and C3) regarding the growth and biochemical composition of Scenedesmus sp. were competitive with the control medium taking into account their low price and high availability in the market, proving that they are a viable and economical option for the replacement of nutritive laboratory culture media, mainly if large volumes of culture are required.
Keywords: Scenedesmus sp., agricultural fertilizer, cell density, primary metabolites, phenotypic plasticity.
Anexo 14
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
RÚBRICA PARA LA EVALUACIÓN DE LA SUSTENTACIÓN DEL TRABAJO DE TITULACIÓN*
Título del trabajo: Estudio comparativo de tres fertilizantes agrícolas sobre el crecimiento composición
bioquímica de Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 en cultivos discontinuos. Autora: MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN
Nombre del miembro del Tribunal de Sustentación: Fecha de Sustentación:
Blga. Mónica Armas de Soto MSc. Martes, 11 de septiembre del 2018
EVALUACIÓN DE LA EXPOSICION ORAL PUNTAJE MÁXIMO
CALF. COMENTARIOS
El alumno realiza una presentación con seguridad, dirigiéndose hacia el tribunal, manteniendo su atención y manejando las transparencias o cualquier otro medio con soltura.
2
Capacidad de análisis y síntesis, Capacidad de organización, planificación y habilidad en la gestión de la información, administrando el tiempo de la exposición de manera adecuada.
2
Las ideas se presentan de manera clara y comprensible, dominando el tema y utilizando recursos viables y ejemplos. La presentación es original y creativa, sin uso excesivo de animaciones. Los elementos visuales son adecuados.
2
Los contenidos que se exponen son adecuados, ajustados a la memoria escrita y en un lenguaje científico.
2
Responde adecuadamente a las preguntas del tribunal, su actitud es respetuosa hacia los miembros del tribunal.
2
CALIFICACIÓN TOTAL** 10
*Cada miembro del tribunal utilizará una rúbrica para la evaluación de la sustentación y registrará su firma en el documento individualmente. ** El resultado será promedio con la calificación será promediado con la calificación de la memoria escrita para la obtención de la Nota Final de Sustentación del Trabajo de Titulación.
FIRMA DEL MIEMBRO DEL TRIBUNAL
FIRMA Y SELLO SECRETARIA DE LA CARRERA
C.I. No. 0907686240
Anexo 15
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
RÚBRICA PARA LA EVALUACIÓN DE LA SUSTENTACIÓN DEL TRABAJO DE TITULACIÓN*
Título del trabajo: Estudio comparativo de tres fertilizantes agrícolas sobre el crecimiento composición
bioquímica de Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 en cultivos discontinuos. Autora: MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN
Nombre del miembro del Tribunal de Sustentación: Fecha de Sustentación:
Blga. Miriam Salvador de Castro Martes, 11 de septiembre del 2018
EVALUACIÓN DE LA EXPOSICION ORAL PUNTAJE MÁXIMO
CALF. COMENTARIOS
El alumno realiza una presentación con seguridad, dirigiéndose hacia el tribunal, manteniendo su atención y manejando las transparencias o cualquier otro medio con soltura.
2
Capacidad de análisis y síntesis, Capacidad de organización, planificación y habilidad en la gestión de la información, administrando el tiempo de la exposición de manera adecuada.
2
Las ideas se presentan de manera clara y comprensible, dominando el tema y utilizando recursos viables y ejemplos. La presentación es original y creativa, sin uso excesivo de animaciones. Los elementos visuales son adecuados.
2
Los contenidos que se exponen son adecuados, ajustados a la memoria escrita y en un lenguaje científico.
2
Responde adecuadamente a las preguntas del tribunal, su actitud es respetuosa hacia los miembros del tribunal.
2
CALIFICACIÓN TOTAL** 10
*Cada miembro del tribunal utilizará una rúbrica para la evaluación de la sustentación y registrará su firma en el documento individualmente. ** El resultado será promedio con la calificación será promediado con la calificación de la memoria escrita para la obtención de la Nota Final de Sustentación del Trabajo de Titulación.
FIRMA DEL MIEMBRO DEL TRIBUNAL
FIRMA Y SELLO SECRETARIA DE LA CARRERA
C.I. No. 0907678288
Anexo 15
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
RÚBRICA PARA LA EVALUACIÓN DE LA SUSTENTACIÓN DEL TRABAJO DE TITULACIÓN*
Título del trabajo: Estudio comparativo de tres fertilizantes agrícolas sobre el crecimiento composición
bioquímica de Scenedesmus sp. UGB-RJ3009 en cultivos discontinuos. Autora: MARIA ALEXANDRA QUISHPE JADÁN
Nombre del miembro del Tribunal de Sustentación: Fecha de Sustentación:
PhD. Xavier Álvarez Montero Martes, 11 de septiembre del 2018
EVALUACIÓN DE LA EXPOSICION ORAL PUNTAJE MÁXIMO
CALF. COMENTARIOS
El alumno realiza una presentación con seguridad, dirigiéndose hacia el tribunal, manteniendo su atención y manejando las transparencias o cualquier otro medio con soltura.
2
Capacidad de análisis y síntesis, Capacidad de organización, planificación y habilidad en la gestión de la información, administrando el tiempo de la exposición de manera adecuada.
2
Las ideas se presentan de manera clara y comprensible, dominando el tema y utilizando recursos viables y ejemplos. La presentación es original y creativa, sin uso excesivo de animaciones. Los elementos visuales son adecuados.
2
Los contenidos que se exponen son adecuados, ajustados a la memoria escrita y en un lenguaje científico.
2
Responde adecuadamente a las preguntas del tribunal, su actitud es respetuosa hacia los miembros del tribunal.
2
CALIFICACIÓN TOTAL** 10
*Cada miembro del tribunal utilizará una rúbrica para la evaluación de la sustentación y registrará su firma en el documento individualmente. ** El resultado será promedio con la calificación será promediado con la calificación de la memoria escrita para la obtención de la Nota Final de Sustentación del Trabajo de Titulación.
FIRMA DEL MIEMBRO DEL TRIBUNAL
FIRMA Y SELLO SECRETARIA DE LA CARRERA
C.I. No. 0908695364
Anexo 15
ii
© Derechos de Autor
Maria Alexandra Quishpe Jadán
2018
iii
DEDICATORIA
A mis amados padres y hermanos, por su amor, paciencia y apoyo que han hecho
posible el poder alcanzar mis metas, por ser mi ejemplo y mi mayor fuerza para no
rendirme y hacerme sentir que todos los esfuerzos valen la pena.
iv
AGRADECIMIENTOS
Agradezco a Dios, por permitirme existir y conocer a aquellas maravillosas personas
que tengo junto a mí como mi familia y amigos, por poder amarlos y ser amada por
ellos, en ese sentimiento sé con seguridad que está tu presencia.
A mi amada madre María, por luchar y mantenerte fuerte ante las adversidades de la
vida, por seguirte manteniendo dulce y amorosa hacia mí y mis hermanos, y a la vez
fuerte para poder corregirnos y crear en nosotros valores y principios fundamentales
en la vida.
A mi padre Jorge y a mis hermanos Edwin y Fernando, su amor, preocupación y
abundante paciencia han sido indispensables para mi desarrollo profesional y mi
propio bienestar.
A mi tutor de tesis, PhD. Ever Morales Avendaño, por sus enseñanzas y correcciones
en el desarrollo de esta tesis. Gracias por su motivación y constante preocupación
hacia todos sus alumnos y darnos mayores oportunidades para crecer
profesionalmente, además de sembrar en nosotros la semilla de ayudar a los demás
con el mismo entusiasmo con el que usted lo hace todos los días.
A mis profesores, por impartir sus conocimientos de forma paciente y constante,
compartiendo parte de su experiencia, anécdotas y por su apoyo reconfortante cuando
lo necesitamos y a su vez empujarnos a seguir creciendo profesionalmente y nunca
detenernos. A todos mis amigos, por hacer que todos estos años de preparación sean
más divertidos e inolvidables, haciendo que aquellas etapas difíciles se sientan menos
con su apoyo y pasen más rápido.
Gracias al Laboratorio de Biotecnología, por acogerme y confiar en mí para desarrollar
este tema de tesis que forma parte de uno de sus proyectos de investigación. Gracias
a los integrantes del Área de microalgas, al Blgo. Leonardo García, Dianita Macías y
Yelsin Loor, por enseñar y guiarme con todo lo necesario para desarrollar esta
investigación, muchas gracias por su compañía y valiosa ayuda durante todo el
proceso. Así mismo agradezco a todo el personal que conforma el Laboratorio de
v
Biotecnología por sus aportaciones y su buena disposición para ayudar ante cualquier
inconveniente o duda.
Y por último gracias a la Facultad de Ciencias Naturales por haberme dado la
oportunidad de realizar una carrera profesional.
vi
ÍNDICE DE CONTENIDO
INTRODUCCIÓN ...................................................................................................1
CAPÍTULO I ..........................................................................................................4
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ...........................................................4
1.2. OBJETIVOS ................................................................................................6
1.2.1. Objetivo general ....................................................................................6
1.2.2. Objetivos específicos .............................................................................6
1.3. JUSTIFICACIÓN .........................................................................................7
1.4. HIPÓTESIS ...............................................................................................10
CAPÍTULO II .......................................................................................................11
2.1. ANTECEDENTES .....................................................................................11
2.2. MARCO TEÓRICO ....................................................................................13
2.2.1. Aspectos generales de las microalgas .................................................13
2.2.2. Factores para el cultivo de microalgas .................................................14
2.2.3. Aplicaciones biotecnológicas ...............................................................14
2.2.4. Clasificación taxonómica .....................................................................16
2.2.4.1 Género Scenedesmus ....................................................................16
2.2.4.2 Plasticidad fenotípica de Scenedesmus .........................................17
2.2.5. Fertilizantes agrícolas ..........................................................................18
2.2.5.1 Fertilizantes agrícolas en el cultivo de microalgas ..........................18
CAPÍTULO III ......................................................................................................20
3.1. METODOLOGÍA ........................................................................................20
3.1.1. Material biológico .................................................................................20
3.1.1.1. Condiciones del inóculo ................................................................20
3.1.2. Diseño experimental ............................................................................21
3.1.2.1. Medio de control ...........................................................................21
3.1.2.2. Medios basados en fertilizantes agrícolas .....................................22
vii
3.1.3. Condiciones generales de los cultivos .................................................23
3.2. EVALUACIÓN DE LOS CULTIVOS ...........................................................24
3.2.1. Crecimiento .........................................................................................24
3.2.1.1. Método de recuento celular ..........................................................24
3.2.1.2. Método de turbidez ........................................................................25
3.2.1.3. Determinación de la biomasa seca ................................................25
3.2.2. Determinación de pigmentos fotosintéticos ..........................................26
3.2.3. Determinación de carbohidratos ..........................................................27
3.2.4. Determinación de lípidos .....................................................................28
3.2.5. Determinación de proteínas .................................................................29
3.2.6. Caracterización de la plasticidad fenotípica .........................................30
3.2.6.1. Expresión del morfotipo: Unicelulares y cenobiales .......................30
3.2.6.2. Dimensiones celulares ...................................................................30
3.3. ANÁLISIS ESTADÍSTICO ..........................................................................30
CAPÍTULO IV ......................................................................................................31
4.1. RESULTADOS ..........................................................................................31
4.1.1. Crecimiento de los cultivos ..................................................................31
4.1.1.1. Recuento celular ............................................................................31
4.1.1.2. Turbidez ........................................................................................32
4.1.1.3. Biomasa seca ................................................................................32
4.1.2. Pigmentos ...........................................................................................33
4.1.3. Correlación entre parámetros de crecimiento ......................................34
4.1.4. Carbohidratos ......................................................................................34
4.1.5. Lípidos .................................................................................................35
4.1.6. Proteínas .............................................................................................36
4.1.7. Caracterización de la plasticidad fenotípica .........................................38
4.1.7.1. Formas unicelulares y cenobiales ..................................................38
viii
4.1.7.2. Dimensiones celulares ....................................................................39
DISCUSIÓN .........................................................................................................41
CONCLUSIONES ................................................................................................44
RECOMENDACIONES........................................................................................46
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS....................................................................47
ANEXOS .............................................................................................................58
ix
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Estudios realizados referentes al efecto de los fertilizantes agrícolas en el
cultivo de distintas especies de microalgas. ............................................................ 19
Tabla 2. Diseño experimental con los factores y variables de respuesta evaluadas 21
Tabla 3. Composición del medio Basal de Bold (Bischoff & Bold, 1963) ................. 22
Tabla 4. Concentración de los componentes presentes en cada fertilizante agrícola
(mg.L-1) en las distintas concentraciones evaluadas .............................................. 23
Tabla 5. Correlación entre parámetros de crecimiento de Scenedesmus sp. ......... 34
Tabla 6. Valores obtenidos de los parámetros de crecimiento y macromoléculas
(pigmentos, carbohidratos, lípidos y proteínas) en los cultivos de Scenedesmus
sp.UGB-RJ-3009 al sexto día. ................................................................................ 37
x
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Células de Scenedesmus en cenobios de ocho células. .............................. 16
Figura 2. Células de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009 observadas en microscopio a
40X. ......................................................................................................................................... 20
Figura 3. Cultivos de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009 en un sistema autotrófico con
aireación. ................................................................................................................................ 24
Figura 4. Diagrama de flujo del protocolo para la extracción y cuantificación de
pigmentos liposolubles. ........................................................................................................ 26
Figura 5. Diagrama de flujo del protocolo seguido para la extracción y cuantificación
de carbohidratos. ................................................................................................................... 27
Figura 6. Diagrama de flujo del protocolo seguido para la extracción y cuantificación
de lípidos. ............................................................................................................................... 28
Figura 7. Diagrama de flujo del protocolo seguido para la extracción y cuantificación
de proteínas.. ......................................................................................................................... 29
Figura 8. Curvas de crecimiento (cel.mL-1) de los cultivos de Scenedesmus sp. RJ-
3009 en los tratamientos con fertilizantes agrícolas. ...................................................... 31
Figura 9. Turbidez medida por densidad óptica (750nm) de los cultivos de
Scenedesmus sp. UGB- RJ 3009....................................................................................... 32
Figura 10. Biomasa seca (mg.L-1) en los cultivos de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009
al sexto día. ............................................................................................................................ 33
Figura 11. Concentración de Clorofila a, Clorofila b y carotenoides, en los cultivos
de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009. ................................................................................. 34
Figura 12. Contenido de carbohidratos al sexto día de edad de los cultivos. ............ 35
Figura 13. Contenido de lípidos en los cultivos de Scenedesmus sp. UGB- RJ 3009
al sexto día. ............................................................................................................................ 36
xi
Figura 14. Contenido de proteínas en los cultivos de Scenedesmus sp. UGB-RJ-
3009 ......................................................................................................................................... 37
Figura 15. Observación de células de Scenedesmus sp. en los distintos medios de
cultivo evaluados.. ................................................................................................................. 38
Figura 16. Población de morfotipos (%) unicelulares y de cenobios de Scenedesmus
sp. RJ-3009 en los diferentes tratamientos. ..................................................................... 39
Figura 17. Dimensiones celulares (µm) de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009. ......... 40
xii
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Siembra de cultivos con Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009 ...................... 58
Anexo 2. Botellas con los medios de cultivo inoculados con Scenedesmus sp. con
medios nutritivos en base a fertilizantes en tres concentraciones y un control ........ 58
Anexo 3. Lectura de estándares en el espectrofotómetro para la elaboración de la
curva de calibración de lípidos. ............................................................................... 59
Anexo 4. Variación de pH en los cultivos de Scenedesmus sp. ............................. 59
Anexo 5. Tabla con los porcentajes de morfotipos unicelulares y cenobiales en los
cultivos de Scenedesmus sp. .................................................................................. 60
xiii
LISTA DE SÍMBOLOS
μmol - micromol
mM - milimolar
mL - mililitro
°C - grados centígrados
cel.mL-1 - células por mililitro
mbar - milibar
rpm - revoluciones por minuto
nm - nanómetro
% - porcentaje
μL - microlitro
μm - micrómetro
mg.L-1 - miligramos por litro
xiv
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
ESTUDIO COMPARATIVO DE TRES FERTILIZANTES AGRÍCOLAS SOBRE
EL CRECIMIENTO COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA DE Scenedesmus sp. UGB-
RJ3009 EN CULTIVOS DISCONTINUOS
Autor: María Alexandra Quishpe Jadán
Tutor: PhD. Ever Morales Avendaño
RESUMEN
En este estudio se evaluó medios de cultivo basados en fertilizantes agrícolas (F1, F2 y F3) en diferentes concentraciones (C1, C2 y C3), y su efecto sobre el crecimiento, producción de biomasa y metabolitos primarios en la microalga Scenedesmus sp., en comparación con un medio de cultivo estándar, con el propósito de hallar alternativas más económicas para el cultivo de microalgas. Los cultivos se mantuvieron durante siete días en aireación permanente, irradiancia de 234 μmol fotones m-2s-1 y fotoperiodo de 12:12h. Los tratamientos evaluados tuvieron respuestas diferentes; sin embargo, los valores obtenidos en F1 (C2 y C3) en cuanto al crecimiento y la composición bioquímica de Scenedesmus sp. fueron competitivos en comparación al medio control; tomando en consideración su bajo precio y alta disponibilidad en el mercado, demostrando así que resultan un opción viable y económica para el reemplazo de los medios nutritivos de laboratorio, principalmente en cultivos a gran escala.
Palabras claves: Scenedesmus sp., fertilizantes agrícolas, densidad celular, metabolitos primarios, plasticidad fenotípica.
xv
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
CARRERA DE BIOLOGÍA
UNIDAD DE TITULACIÓN
COMPARATIVE STUDY OF THREE AGRICULTURAL FERTILIZERS ON
GROWTH AND BIOCHEMICAL COMPOSITION OF Scenedesmus sp. UGB-
RJ3009 IN BATCH CULTURE
Author: Maria Alexandra Quishpe Jadán
Advisor: PhD. Ever Morales Avendaño
ABSTRACT
In this research, different culture media based on commercial agricultural fertilizers (F1, F2, F3) at 0,25; 0,5 and 1,0 g.L-1 (C1,C2,C3) were evaluated as well as each of their effects on the growth, production of biomass and primary metabolites in the microalga Scenedesmus sp. in batch cultures compared to a standard culture medium, in order to find more affordable alternatives for the cultivation of microalgae. The cultures were maintained for seven days, under photoperiod conditions 12: 12h, constant aeration and at an irradiance of 234 μmol photons m-2 s-1. All the treatments evaluated had a different response; however, the values obtained in F1 (C2 and C3) regarding the growth and biochemical composition of Scenedesmus sp. were competitive with the control medium taking into account their low price and high availability in the market, proving that they are a viable and economical option for the replacement of nutritive laboratory culture media, mainly if large volumes of culture are required.
Keywords: Scenedesmus sp., agricultural fertilizer, cell density, primary metabolites, phenotypic plasticity.
1
INTRODUCCIÓN
El aumento continuo de la población mundial ha desencadenado una importante
reducción de los recursos naturales que son explotados para satisfacer las
necesidades básicas humanas a través de prácticas insostenibles como la
producción agrícola desmedida e irresponsable para la obtención de alimento y de
biodiesel; el deterioro y destrucción de ecosistemas terrestres y acuáticos; la quema
de combustibles fósiles y la emisión de diferentes gases de efecto invernadero
(García-Gonzalez, 2014). Todos ellos han conducido a graves repercusiones
ambientales; tales como el calentamiento global, acidificación de los océanos,
aumento de lluvias ácidas, suelos infértiles, eutrofización de aguas, entre otras
(Bakuei, Ghazaleh, Najafpour, Jahanshahi, & Mohammadi, 2015), generando la
necesidad de hallar nuevas alternativas que permitan lograr los mismos objetivos de
forma eficaz y a la vez reducir el deterioro progresivo del ambiente (Velichkova,
Sirakov & Georgiev, 2013).
Las microalgas y cianobacterias son consideradas como uno de los biorecursos
con mayor potencial en el desarrollo biotecnológico, registrándose a lo largo de los
últimos años una extensa variedad de estudios referentes a su aplicación con distintas
finalidades, seleccionando aquellas especies que han demostrado características de
gran relevancia como una rápida tasa de crecimiento, alta tolerancia a cambios de los
parámetros ambientales, biomasa con un alto contenido nutricional, una mayor
capacidad de asimilación de CO2 y de nutrientes disueltos en el agua que a su vez
permitirán mejorar el rendimiento y disminuir costes en la producción de alimentos,
medicinas, suplementos nutricionales, biorremediación; además de considerarse
como una opción viable en la generación eficiente y sostenible de biocombustibles
(Kim et al., 2007; Soares et al., 2017; Toledo-Cervantes, Garduño-Solórzano,
Campos, Martínez-García & Morales, 2018).
Entre las microalgas, los géneros Scenedesmus y Desmodesmus
(Scenedesmaceae) abarcan un alto porcentaje de las investigaciones realizadas y
forman parte de los primeros grupos cultivados a nivel de laboratorio, debido al rápido
crecimiento y fácil mantenimiento de sus cultivos en comparación al de otras
microalgas; así mismo, su alta tolerancia a variaciones de las condiciones
2
ambientales han permitido que estas se distribuyan de forma abundante en los
cuerpos de agua dulce de casi todo el mundo (Kim et al., 2007; Lürling, 2003). Ambos
géneros, también se caracterizan por presentar una alta producción de biomasa cuya
composición bioquímica está enriquecida con múltiples metabolitos de interés y de
gran cotización en el mercado. De acuerdo a estos aspectos, dependiendo de la
especie y de las condiciones del cultivo, se han llegado a registrar máximos niveles
de proteína, carbohidratos y lípidos (65%, 50% y 40%; respectivamente), con un
extenso perfil de aminoácidos esenciales y ácidos grasos poliinsaturados; además de
contener vitaminas, minerales y pigmentos con propiedades antioxidante, anti-
infamatorio, antiagregante y vasoconstrictor, entre otros (Nayak, Thirunavoukkarasu
& Mohanty, 2016; Ramírez, Ragagnin, Queiroz & Jacob, 2015; Velichkova et al.,
2013).
En el área de la acuicultura, las microalgas de la familia Scenedesmaceae son
cultivadas a gran escala especialmente para la producción de alimento vivo, siendo
una de los grupos que ofrecen un mayor aporte nutricional en base a los
requerimientos propios de especies zooplanctónicas (cladóceros y rotíferos), larvas
de peces y camarones, beneficiándose de su alto contenido en ácidos grasos
(Omegas 3 y 6) y de proteínas (Shah et al., 2018; Toyub, Miah, Habib & Rahman,
2008). En el sector industrial es necesaria la generación de biomasa microalgal en
mayores proporciones para la obtención de moléculas de alto valor comercial. No
obstante, se requiere de fuentes de nutrientes efectivas y económicamente viables
que reemplacen a aquellos medios de cultivos formulados con reactivos químicos de
grado analítico y de elevados precios (Nayak et al., 2016).
El presente estudio forma parte del proyecto de investigación “Evaluación y
optimización del cultivo de la cepa de la microalga carotenogénica Scenedesmus sp
(UGB-RJ-3009) bajo la influencia de parámetros físicoquímicos” financiado por la
Dirección de Investigaciones y Proyectos Académicos (DIPA) y llevado a cabo por
el grupo de investigación del Área de microalgas y cianobacterias del Laboratorio de
Biotecnología de la Facultad de Ciencias Naturales.
Los objetivos de esta investigación buscan explorar nuevas opciones que suplan
los costosos medios de cultivo empleados a nivel de laboratorio, evaluando tres
fertilizantes agrícolas inorgánicos de bajo precio y amplia disponibilidad en el
3
mercado, considerando las variaciones en el crecimiento celular, producción de
biomasa y metabolitos como proteínas, carbohidratos, lípidos, pigmentos (clorofila a,
b, y carotenoides); además de registrar características fenotípicas como forma,
tamaño y número de células por cenobio, en comparación a un medio de cultivo
estandarizado sobre la especie de microalga dulcecuícola Scenedesmus sp.
disponible en el cepario de microalgas y cianobacterias del Laboratorio de
Biotecnología de la Facultad de Ciencias Naturales.
4
CAPÍTULO I
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
La investigación sobre microalgas está enfocada en diversas aplicaciones
biotecnológicas orientadas a la obtención de una gran variedad de productos de
interés para el ser humano. Tradicionalmente, estos organismos han tenido una alta
aceptación en las industrias alimenticia y acuícola debido a su alto contenido
nutricional, abundante en carbohidratos, lípidos, ácidos grasos poliinsaturados,
proteínas, vitaminas, minerales y antioxidantes. Así mismo, la producción de
pigmentos lipídicos, como clorofila y carotenoides, resultan de gran importancia para
la elaboración de productos farmacéuticos, cosmetológicos y alimentarios, siendo los
de mayor relevancia las ficobiliproteínas en cianobacterias y los diferentes tipos de
carotenoides (Gómez, 2007).
Las microalgas requieren del aporte específico de nutrientes, en las
concentraciones adecuadas y en formas químicamente biodisponibles en su medio
para asegurar su óptimo crecimiento y desarrollo, existiendo ciertas variantes en
cuanto al tipo de elementos y sus proporciones de acuerdo a la especie que se desee
cultivar (Silva-Benavides, 2016). Los macronutrientes, micronutrientes (elementos
traza) y ciertas vitaminas proporcionados a través de los medios de cultivo, influyen
directamente en los parámetros de crecimiento, sobrevivencia y composición
bioquímica celular, de manera que, ante la carencia de uno o varios de aquellos
elementos, o en las cantidades inadecuadas pueden llegar a generar ciertas
limitaciones en tales parámetros (Ochoa, 2016).
Los medios de cultivo microalgales preparados a nivel de laboratorio requieren de
reactivos de grado analítico que pueden llegar a ser excesivamente costosos al
momento de trabajar con volúmenes de cultivo superiores, representando uno de los
factores de mayor interés en la producción masiva de estos organismos con fines
comerciales, en donde se toma como prioridad la implementación de alternativas más
económicas, que a su vez permitan la generación rápida de biomasa de excelente
calidad, sobre todo con altos porcentajes de moléculas como carbohidratos, lípidos,
proteínas y pigmentos, destinados a la elaboración de diferentes compuestos con
5
alto valor comercial (Brito, Milani, Pereira, González & Morán, 2006; Valenzuela et al.,
2005).
Existen diversos estudios basados en la evaluación de fertilizantes agrícolas
comerciales como sustitutos de los medios de cultivo estándares formulados para
microalgas, principalmente por su bajo costo, mayor asequibilidad y fácil aplicación
en los cultivos. Sin embargo, debido a la variabilidad de su composición química, es
necesario conocer la respuesta de las células ante el estímulo de cada fertilizante y
las fluctuaciones en las tasas de crecimiento y producción bioquímica de moléculas
de gran interés como carbohidratos, lípidos, proteínas y pigmentos (Brito et al., 2006).
Para el mejoramiento del cultivo de microalgas, se requiere de la formulación de
medios de cultivo, además de condiciones físico-químicas adecuadas, que permitan
una mayor producción de biomasa enriquecida con metabolitos de interés durante un
corto periodo de tiempo, además de reducir los costes de producción a gran escala,
generando así una producción con una más alta rentabilidad. En consecuencia, este
estudio se plantea comparar la acción de tres fertilizantes agrícolas en el cultivo de la
microalga Scenedesmus sp. UGB RJ-3009 y determinar las modificaciones dadas en
la tasa de crecimiento, densidad celular, polimorfismo y producción de proteínas,
lípidos, carbohidratos y pigmentos en comparación a los valores generados con el
medio de cultivo estándar Basal de Bold (Bischoff & Bold, 1963).
6
1.2. OBJETIVOS
1.2.1. Objetivo general
Evaluar el efecto de tres fertilizantes agrícolas en el crecimiento y producción de
proteínas, lípidos, carbohidratos y pigmentos en la microalga Scenedesmus sp.
UGB-RJ 3009 en cultivos discontinuos.
1.2.2. Objetivos específicos
Comparar el crecimiento de Scenedesmus sp. entre un medio de cultivo
convencional seleccionado y tres fertilizantes agrícolas comerciales.
Cuantificar la producción de biomasa, proteínas, carbohidratos, lípidos y
pigmentos (carotenoides y clorofila a y b) en los diferentes tratamientos.
Determinar cuantitativamente la expresión del morfotipo celular en los
tratamientos en relación a los medios de cultivos a ser analizados.
7
1.3. JUSTIFICACIÓN
Las microalgas son organismos fotosintéticos que han sido aprovechados en
beneficio del hombre de numerosas formas desde hace varios siglos; los primeros
registros existentes con respecto a su aplicación como complemento alimenticio se
remontan al siglo XVI, encontrando alimentos elaborados con la biomasa de cianofitas
del género Arthrospira (Spirulina) (García, 2014). Durante la Segunda Guerra
Mundial, investigadores alemanes empezaron a producir diatomeas en cantidades
masivas con el fin de obtener lípidos y proteínas de manera rápida, dando así un inicio
para este grupo de organismos en el campo de la biotecnología y el desarrollo
humano, que con el pasar de los años ha ido evolucionando significativamente,
encontrando a su vez una amplia variedad de aplicaciones en distintos sectores, y
consecuentemente expandiéndose a diversos países; hasta hace pocos años se
calculó que la biomasa microalgal producida a nivel mundial oscilaba entre 5 a 10 mil
toneladas por año, generando un aproximado de 1250 millones de dólares (Álvarez &
Gallardo, 1989; Cañavate, 2011; Pástor & Pozo, 2013).
El cultivo de microalgas ofrece una mayor rentabilidad a nivel industrial, en
comparación a la mayoría de organismos terrestres. Esto se debe a que presentan
altas tasas de crecimiento ocupando una menor unidad de superficie, requiriendo tan
sólo de luz, agua, CO2 y algunas sales como nutrientes inorgánicos para producir
altos rendimientos de biomasa con una extensa variedad de macromoléculas como
carbohidratos, lípidos, proteínas y pigmentos, e incluso metabolitos secundarios de
mucho interés sobre todo en el área agroalimenticia, biomédica, cosmetológica y
bioenergética (Bolaños & Martínez, 2016; Manso, 2015). Adicionalmente, constituyen
una alternativa económica y ecológicamente amigable basada en su eficacia en la
producción de O2, biorremediación de efluentes con metales pesados y otros
contaminantes, asimismo su capacidad de captación de CO2 del medio contribuye a
la formación de los grandes sumideros de dióxido de carbono en los océanos; los
cuales han sido verificados a través de numerosas investigaciones (Cabrera & Pulla,
2014; Olarte & Valencia, 2016).
La producción de microalgas a gran escala ha permitido la elaboración de una
amplia gama de productos en la industria alimenticia y farmacéutica, en donde se han
utilizado principalmente para mejorar la calidad nutricional de los alimentos, tanto de
8
animales como de seres humanos, inclusive en el sector de la acuicultura se utilizan
como base para la elaboración de piensos y como alimento vivo (Gutiérrez, Ocampo,
Montoya & Sánchez, 2016). Los múltiples pigmentos como clorofilas, carotenoides y
ficobiliproteínas son utilizados para la elaboración de colorantes naturales, fármacos
anti-inflamatorios, antioxidantes, profilácticos, mantenimiento de la estructura de los
tejidos, anti-agregantes y vasoconstrictores plaquetario.
Por otra parte, existen numerosos estudios que demuestran que las personas que
incluyen en su dieta alimentos ricos en clorofila a, tienden a reducir el riesgo de
presentar algún tipo de cáncer (Streit et al., 2015). Estos compuestos alcanzan un
gran valor en el mercado internacional y su demanda va en aumento, en conjunto con
el desarrollo de la tecnología industrial, la biotecnología y la demanda internacional
de nuevos medicamentos y compuestos de alimentación (Portillo et al., 2007).
Las microalgas del género Scenedesmus han sido evaluadas para la obtención de
una amplia gama de bioproductos como precursores de fármacos y como
complementos alimenticios. Además de, su notoria eficiencia en el tratamiento de
aguas residuales por su acción rápida y eficaz en la remoción de nutrientes y metales
pesados, además de poder capturar el CO2 del medio contribuyendo así a formar los
grandes sumideros de dióxido de carbono en los océanos (Olarte & Valencia, 2016).
Existen diversos estudios sobre este grupo de microorganismos en relación a los
medios de cultivo empleados para su crecimiento. Sin embargo, tan solo unas pocas
especies han demostrado un crecimiento óptimo en los medios de cultivo formulados
para algas dulceacuícolas, exhibiendo así un lento crecimiento en medios en donde
otras sí llegan a prosperar (Tapia & Manrique, 2015; Martínez et al., 2005).
Generalmente, en el cultivo de microalgas a gran escala se emplean diferentes
fertilizantes como reemplazo de los medios de cultivo preparados a nivel de
laboratorio; los cuales requieren de reactivos de grado analítico que resultan
excesivamente costosos y difíciles de adquirir para tales proporciones masivas;
siendo el uso de fertilizantes una opción más asequible y económica que ha permitido
generar altas densidades de crecimiento y, en muchos casos obtener un producto con
valores equitativos o mayores en su composición bioquímica en comparación a los
9
otorgados con los medios de cultivo estándares (González, Buitrago & Frontado,
1999; Panta, Macay, Moncayo &Vélez, 2016; Valenzuela et al., 2005).
La presente investigación pretende encontrar alternativas que permitan
complementar o cubrir las necesidades nutricionales de Scenedesmus sp., mediante
el mejoramiento del medio de cultivo estandarizado para este tipo de organismos,
generando así un incremento de la producción de biomasa y a la vez un mayor
aprovechamiento de las moléculas de interés comercial; tales como, proteínas,
lípidos, carbohidratos y pigmentos, a través de la implementación de fertilizantes
agrícolas comerciales, como una opción económica y rentable para la producción
masiva de esta microalga.
10
1.4. HIPÓTESIS
Hipótesis alternativa (Ha):
El uso de fertilizantes agrícolas como medio de cultivo para la microalga
Scenedesmus sp. inducirá diferencias significativas en su crecimiento y composición
bioquímica con respecto al medio de cultivo estándar (BBM).
Hipótesis nula (H0):
El uso de fertilizantes agrícolas como medio de cultivo para la microalga
Scenedesmus sp. no inducirá diferencias significativas en su crecimiento y
composición bioquímica con respecto al medio de cultivo estándar (BBM).
11
CAPÍTULO II
2.1. ANTECEDENTES
Estudios realizados con microalgas clorofitas sobre el uso de diferentes fertilizantes
en los cuales cultivaron tres especies de microalgas dulceacuícolas; Kirchneriella
obesa, Scenedesmus quadricauda y Chlorococcum infusorium, empleando dos
fertilizantes (Fert I y Fert II) y el medio F/2 de Guillard como control en volúmenes de
32 L de cultivo. Las máximas concentraciones para las tres especies se registraron
al décimo día en el control y en el Fert I, en el caso de S. quadricauda alcanzó una
densidad de 0.16 x106 cel.mL-1 (control) y 0.12 x106 cel.mL-1 (Fert I) y tasas de
duplicación de 1.44 y 1.14; respectivamente. Entre los resultados se logró demostrar
la eficacia del uso del fertilizante (Fert I) en comparación al medio de cultivo estándar
F/2 principalmente como una alternativa para disminuir costos en los cultivos de estas
microalgas (Ortega-Salas & Reyes-Bustamante, 2012).
Por otra parte, en una investigación realizada en base al efecto de los fertilizantes
agrícolas sobre el cultivo de Chlorella sorokiniana (Silva-Benavides, 2016) se
evaluaron dos fertilizantes agrícolas comerciales NPK 20-20-20 y NPK 22-10-7
(+MgO) complementados con sulfato de magnesio, bajo condiciones de intensidad
lumínica de 150 μmol fotones m-2 s-1, ajuste diario a pH 7 y con adición de CO2 en el
flujo de aire, mantenidos durante nueve días. Entre los resultados, se determinó que
con el fertilizante NPK 20-20-20 (1,0 g.L-1) + 0,27 g.L-1 MgSO4.7H2O, registrando la
máxima densidad al sexto día (3,25 g.L-1) con un alto contenido proteínico (50,10 ±
0.1%) y de carbohidratos (37,32 ± 0.27%). Se concluyó que estos fertilizantes
agrícolas, en conjunto con la adición de MgSO4, pueden utilizarse para el cultivo de
C. sorokiniana, generando un crecimiento y producción de biomasa similar a la
obtenida con un medio de cultivo estándar.
La evaluación de fertilizantes agrícolas como medios nutritivos para el cultivo de
Scenedesmus sp. fue estudiada por Nayak et al. 2016; quienes determinaron la
producción de biomasa y contenido lipídico en un cultivo discontinuo de
Scenedesmus sp.; con utilización de una combinación de urea con distintas
concentraciones de fertilizante inorgánico NPK, bajo condiciones de luz continua de
60 μmol fotones m-2.d-1. En estos estudios se demostraron óptimos resultados en
12
aquellos tratamientos con las más altas concentraciones del fertilizante (1.0 g.L-1),
con las cuales obtuvo una producción de biomasa de 1.19 g.L-1, y una productividad
de 66.1 mg.L-1.d-1, tasa de crecimiento específico de 0.265 μ.d-1 y un alto porcentaje
de lípidos (28.55%); mediante esta investigación se llegó a demostrar que el aporte
de nutrientes a partir de fertilizantes agrícolas puede ser empleado de forma óptima
para el correcto rendimiento de los cultivos de esta cepa microalgal.
Soares et al. (2017), realizaron cultivos discontinuos de Scenedesmus sp.
evaluando el crecimiento y composición bioquímica para lo cual emplearon como
medio nutritivo distintos fertilizantes agrícolas manteniendo el cultivo con adición de
5% de CO2 y utilizando como control el medio BG11. De acuerdo a una cinética de
16 días, se produjo una alta densidad celular y producción de biomasa (7.3 ± 0.9
×107 cel.mL-1 y 1.7 g.L-1, respectivamente). En cuanto a la composición de proteínas,
carbohidratos y lípidos se produjo 558.4 ± 23.1 mg.L-1, 287.1 ± 55.1 mg.L-1 y 271.5
± 17.6 mg.L-1; respectivamente. Concluyendo que el uso de fuentes de nutrientes de
grado comercial es una alternativa efectiva y de bajo costo para optimizar la
producción de los pigmentos, proteínas, carbohidratos y lípidos de esta microalga a
gran escala.
13
2.2. MARCO TEÓRICO
2.2.1. Aspectos generales de las microalgas
Las microalgas, son organismos unicelulares con capacidad fotosintética,
representados por una amplia diversidad de especies que pueden ser inmóviles o
tener movilidad mediante estructuras como flagelos, en su mayoría presentan
complejos ciclos de vida, protegidos por una pared celular que puede estar desnuda
o recubierta por estructuras de sílice o sustancias proteicas, hallándose de manera
individual o en pequeños grupos formando colonias con diversos tamaños y formas
(Adedoyin, 2017). Tienen una amplia distribución, llegando a habitar en casi todos
los ecosistemas acuáticos, ya sean estos marinos, dulceacuícolas, salobres, inclusive
en ecosistemas terrestres y ciertos hábitats con condiciones ambientales extremas
como las regiones árticas y zonas con hipersalinidad o alta alcalinidad (Osorio,
Belmar & Vásquez, 2016; Perénguez & Valdez, 2017).
Entre los principales grupos de microalgas están las clases Bacillariophyceae
(diatomeas), Chlorophyceae (algas verdes), Chrysophyceae (algas doradas pardas),
Prymnesiophyceae y Eustagmatophyceae, cuya categorización se basa
principalmente en el tipo de pigmentos fotosintéticos, considerando en menor medida
ciertos componentes bioquímicos, su estructura celular y ciclo de vida (Moreno, 2012).
La clasificación de estos microorganismos, sobre todo en taxones inferiores, ha sido
constantemente involucrada en controversias debido a que su morfología y fisiología
son altamente variables y dependientes de diferentes factores del medio; por lo cual,
el uso de marcadores moleculares para su identificación ha sido una de las
metodologías de mayor valor en la identificación de microalgas (Adedoyin, 2017;
Radha, Fathima, Sellamuthu & Mohandas, 2012).
Desempeñan un rol de gran importancia en los ecosistemas acuáticos, siendo parte
fundamental de las redes tróficas como base de la cadena alimenticia (organismos
productores). Además de, aportar grandes cantidades de oxígeno para el
metabolismo de organismos consumidores aeróbicos (González, 2010). Se calcula
que son los responsables de fijar más del 40% del dióxido de carbono de la atmósfera
durante el proceso de fotosíntesis para la producción de moléculas orgánicas, con
14
una eficiencia superior a la de plantas terrestres (Elías, 2018; Goswami & Kalita,
2011).
2.2.2. Factores para el cultivo de microalgas
Los principales factores externos que influyen en el crecimiento y en el contenido
bioquímico de estos microorganismos son la intensidad de luz, disponibilidad de
nutrientes y de dióxido de carbono, temperatura y pH; dependiendo del hábitat del
que provengan la salinidad puede jugar un rol importante; además de ellos, la
presencia de sustancias tóxicas y de metales pesados han demostrado a través de
diversos estudios su efecto sobre la densidad celular y composición química
(Arredondo, Voltolina, Zenteno, Arce & Gómez, 2017; Goswami & Kalita, 2011; Peña-
Castro, Martínez-Jerónimo, Esparza-García & Cañizares-Villanueva, 2004). Aunque
su principal fuente de energía sea la radiación solar y el dióxido de carbono, también
pueden aprovechar las fuentes de carbono orgánico por lo cual se los considera a la
vez como organismos mixotróficos (Elías, 2018).
2.2.3. Aplicaciones biotecnológicas
Las microalgas poseen diversas características que las convierten en un recurso
de gran interés para el desarrollo biotecnológico, tales como su alta tasa de
crecimiento y su capacidad de sintetizar productos de alto valor como aminoácidos,
lípidos, carbohidratos, pigmentos, vitaminas, enzimas y bioplásticos; generando
grandes expectativas para su aprovechamiento en las industrias alimenticia,
farmacéutica, cosmética, energética, acuicultura, así como un recurso viable para la
biorremediación de aguas contaminadas (Osanai, Park & Nakamura, 2017, Radha et
al., 2013).
Desde hace varias décadas el ser humano ha utilizado estos organismos como una
fuente de alimento de alto valor nutricional, encontrando en su composición un
elevado porcentaje de proteínas, semejante al que se puede hallar en otras fuentes
convencionales como el huevo y la soya (Adedoyin, 2017); además de contener
carbohidratos, ácidos grasos poliinsaturados (omegas 3 y 6), y una gran variedad de
pigmentos. Entre ellos la astaxantina, zeaxantina, luteína y betacaroteno que poseen
propiedades antioxidantes, todos ellos al mismo tiempo son necesarios para la
15
elaboración y desarrollo de diversos productos farmacéuticos y nutracéuticos (Duong
et al., 2015).
En el sector de la acuicultura se han obtenido múltiples beneficios debido a su alta
calidad nutricional y eficiente digestibilidad al emplear estos microorganismos, ya sea
como alimento vivo o en balanceados (en reemplazo del uso de harina y aceite de
pescado), destinados al cultivo de cladóceros, rotíferos, moluscos, camarones y
larvas de peces, influyendo en el mejoramiento de la calidad de los cultivos y el
incremento de la resistencia a distintas enfermedades (Shah et al., 2018).
Los estudios realizados en base a una gran variedad de especies microalgales han
demostrado su alto potencial como futuras materias primas para la generación de
biocombustibles debido a su capacidad de acumular grandes reservas de lípidos,
incluso hasta alcanzar la mitad de su peso seco, atrayendo y generando el interés de
los sectores público y privado que se mantienen en búsqueda de la reducción de
costos para su producción (Kilian, Benemann, Niyogi, & Vick, 2011). Diferentes tipos
de biocombustibles han sido obtenidos con su biomasa, entre ellos biodiesel,
bioaceites, bio-hidrógeno, ofreciendo una amplia variedad de alternativas
ecológicamente amigables para suplir aquellos combustibles de fuentes fósiles y de
limitado stock que a su vez han generado severas repercusiones ambientales
(Difusa, Takukdar, Kalita, Mohanty & Goud, 2015; Velichkova et al., 2013).
Existen abundantes investigaciones que han evidenciado la eficacia de numerosas
especies de microalgas como agentes de bioremediación, demostrando óptimos
resultados en la remoción de nutrientes en aguas residuales (principalmente carbono,
nitrógeno y fósforo), gracias a la presencia de exoenzimas capaces de degradar
compuestos orgánicos en moléculas más asimilables para su metabolismo
(Rodríguez, 2010). Así mismo, pueden capturar y acumular metales pesados tales
como cadmio, cobre y cromo, reduciendo la concentración de estos compuestos en
ecosistemas acuáticos que son liberados como producto de ciertas actividades
industriales que pueden llegar a ocasionar serios problemas ambientales (Ishaq,
2016; Peña-Castro et al., 2004).
16
2.2.4. Clasificación taxonómica
Imperio Eukaryota
Reino Plantae
Subreino Viridiplantae
Phylum Chlorophyta
Subphylum Chlorophytina
Clase Chlorophyceae
Orden Sphaeropleales
Familia Scenedesmaceae
Género Scenedesmus
Figura 1. Células de Scenedesmus en cenobios de ocho células. Fuente: Guiry & Guiry, 2018
(http://www.algaebase.org/search/species/detail/?species_id=fd80fe8490e537789)
2.2.4.1 Género Scenedesmus
El género Scenedesmus de la clase Chlorophyceae fue descrito por Meyen (1829),
en el cual se agrupó a aquellas microalgas verdes halladas frecuentemente en
cuerpos dulceacuícolas de casi todo el mundo (Peña-Castro et al., 2004),
17
caracterizadas principalmente por la formación de cenobios de dos, cuatro y ocho
células (Figura 1), con formas que varían entre ovaladas, elipsoidales ovadas,
fusiformes; láminas fuertes (sin ornamentaciones y tres capas de esporopolenina) y
ligeramente curveadas en las cuales las células suelen disponerse en una o dos
líneas; cloroplasto parietal y almidón, recubriendo al pirenoide; sin embargo, ante
determinadas condiciones ambientales pueden ser observadas predominantes en su
fenotipo unicelular (Fanés, 2008; Toledo-Cervantes et al., 2018). Se ha reconocido
taxonómicamente un aproximado de 74 especies para este género hasta la
actualidad, sin embargo, su morfología variante e inconstante ha generado
dificultades que impiden su correcta identificación (Ishaq, 2016).
Este grupo de microalgas es conocido como uno de los más prometedores debido
a su alta tasa de crecimiento, óptima resistencia a cambios en los parámetros físico-
químicos de su medio y especialmente por su alto contenido en diferentes metabolitos
de interés que alcanzan elevados precios en el mercado (Soares et al. 2017). En el
sector de la acuacultura su cultivo está destinado mayormente para la alimentación
del zooplancton herbívoro y de ciertos peces en estadío larval; sin embargo, su
capacidad de sintetizar una amplia variedad de aminoácidos esenciales, ácidos
grasos poliinsaturados y de múltiples pigmentos con propiedades antioxidantes, entre
otros diferentes compuestos, demuestran la potencialidad de las microalgas de este
género para ser aplicados en las industrias farmacéutica, alimenticia, cosmetológica,
energética y muchas otras (Sathasivam & Ki, 2018).
2.2.4.2 Plasticidad fenotípica de Scenedesmus
Estos organismos presentan una alta plasticidad fenotípica, que se refiere a la
capacidad de determinados genotipos de poder expresarse con distintos fenotipos
influenciados directamente por cambios en los factores externos o ambientales, entre
los más conocidos están la disponibilidad de nutrientes, estrés por contaminantes
como metales pesados, aceites, petróleo, temperatura y pastoreo de ciertos grupos
zooplanctónicos (Peña-Castro et al., 2004). Un alto porcentaje de las microalgas que
forman parte de la familia Scenedesmaceae han sido descritos en distintos estudios
como organismos con una gran plasticidad fenotípica, por lo cual se ha hallado en
constante controversia con respecto a su clasificación taxonómica, debiendo priorizar
18
su reubicación de acuerdo a criterios basados en análisis moleculares y no en su
morfología (Acevedo & Ramírez, 2003).
2.2.5. Fertilizantes agrícolas
Los fertilizantes agrícolas son compuestos químicamente disponibles para las
plantas y que producen un efecto positivo en su crecimiento y desarrollo; de acuerdo
a su origen pueden ser de tipo orgánico (como excreciones de animales), e inorgánico
cuando consisten en productos o sustancias obtenidas a través de procesos
químicos; en su composición se encuentran aquellos elementos esenciales para su
desarrollo, divididos en dos grupos; los macronutrientes abarcan aquellos que se
requieren en mayores proporciones, tales como el nitrógeno, fósforo, potasio, azufre,
calcio y magnesio. El segundo grupo es el de los micronutrientes, a pesar de que
estos se hallen en menores cantidades, su presencia es esencial para distintos
procesos fisiológicos, entre ellos están el hierro, manganeso, boro, cinc, cloro y cobre
(Pérez, 2014; Sánchez, 2014).
2.2.5.1 Fertilizantes agrícolas en el cultivo de microalgas
En la búsqueda de alternativas que permitan reducir los costos de producción en
el cultivo de microalgas, se ha evaluado el uso de otras posibles fuentes de nutrientes
para sustituir a aquellos medios formulados en base a reactivos químicos de grado
analítico debido a su elevado precio; entre aquellas opciones están los fertilizantes
agrícolas que contienen macro y micronutrientes que a su vez son compatibles y
asimilables para las microalgas (Soares et al., 2017). Varios investigadores han
demostrado resultados óptimos al emplear distintos fertilizantes agrícolas en el cultivo
de varias especies microalgales (Tabla 1) sobre los parámetros de crecimiento y
productividad de distintos metabolitos teniendo como comparación los valores
obtenidos con medios de cultivo estándares de laboratorio (Guzmán-Murillo et al.,
2007; Fabregas, Toribio, Abalde, Cabezas & Herrero, 1987; Granda, 2015; Muñoz-
Peñuela et al., 2012; Silva-Benavides, 2016).
19
Tabla 1. Estudios realizados referentes al efecto de los fertilizantes agrícolas en el cultivo de distintas
especies de microalgas.
Año Estudio Especies Parámetros evaluados Referencias
2016
Evaluación de fertilizantes agrícolas en la
productividad de la microalga Chlorella
sorokiniana
Chlorella sorokiniana
Crecimiento celular, productividad de biomasa, fluorescencia, contenido de
clorofila, proteínas y carbohidratos
(Silva-Benavides, 2016)
2005
Crecimiento, consumo de nutrientes y composición proximal de Rhodomonas
sp. cultivada con medio f/2 y fertilizantes agrícolas
Rhodomonas sp.
Densidad celular, tasa de crecimiento específica (µ), contenido de proteínas, carbohidratos, lípidos y
consumo de fosfato, nitrato y amonio
(Valenzuela-Espinoza, Lafarga-De la Cruz,
Millán-Núñez & Núñez-Cebrero, 2005)
1987
Approach to biomass production of the marine microalga Tetraselmis suecica (Kylin) using
common garden fertilizer and soil extract as cheap nutrient supply in batch
cultures
Tetraselmis suecica
Densidad celular, turbidez, concentración de clorofila a y
contenido de proteínas
(Fabregas, Toribio, Abalde,
Cabezas & Herrero, 1987)
2007
Cultivo de cuatro especies de microalgas
con diferentes fertilizantes utilizados en acuicultura
Chaetoceros muelleri,
Thalassiosira weissflogii,
Isochrysis sp. T. suecica
Densidad celular, contenido nutricional: proteínas,
carbohidratos y lípidos,
(Piña, Medina, Nieves, Leal, López-Elías &
Guerrero, 2007)
2002
Protein, carbohydrate, lipid and chlorophyll a content in Isochrysis aff. galbana
(clone T-Iso) cultured with a low cost alternative to
the f/2 medium
Isochrysis aff. galbana
Crecimiento, composición bioquímica referente a
clorofila a, proteínas, lípidos y carbohidratos
(Valenzuela-Espinoza, Millán-Núñez &
Núñez-Cebrero, 2002)
2003 The effect of agricultural fertilizer on growth rate of
benthic diatoms
Nitzschia laevis, N. thermalis var. minor y Navicula
incerta
Densidad celular y tasa de crecimiento
(Simental & Sánchez-Saavedra, 2003)
2006
Evaluación del crecimiento, consumo de nutrientes y composición proximal de Porphyridium cruentum cultivada con medio f⁄2 y fertilizantes
agrícolas.
Porphyridium cruentum
Crecimiento, pigmentos, proteínas, carbohidratos y
lípidos (González, 2006)
2007
Effects of fertilizer-based culture media on the
production of exocellular polysaccharides and cellular superoxide
dismutase by Phaeodactylum
tricornutum (Bohlin)
Phaeodactylum tricornutum
Densidad celular y producción de exopolisacáridos,
proteínas solubles y enzima superoxido dismutasa
(Guzmán-Murillo, López-Bolaños,
Ledesma-Verdejo, Roldan-Libenson,
Cadena-Roa, Ascencio, Felipe,
2007)
20
CAPÍTULO III
3.1. METODOLOGÍA
3.1.1. Material biológico
En el presente estudio se empleó la cepa de Scenedesmus sp. (UGB-RJ-3009)
(Figura 2), provista por el cepario de microalgas y cianobacterias del Laboratorio de
Biotecnología de la Universidad de Guayaquil, aislada del Río Jauneche, Cantón
Palenque en la Provincia de Los Ríos, Ecuador.
La cepa fue conservada en placas de agar con medio Basal de Bold (Bold Basal
medium) o BBM (Bischoff & Bold, 1963) y mantenida bajo condiciones controladas de
laboratorio.
Figura 2. Células de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009 observadas en microscopio a 40X.
3.1.1.1. Condiciones del inóculo
A partir de la cepa Scenedesmus sp. UGB-RJ 3009 mantenida en placas de agar
se extrajeron colonias macroscópicas y luego se transfirieron a medio BBM líquido
para su escalamiento hasta un volumen de 250 mL, en ellos se determinó la densidad
celular óptima y la cinética de crecimiento de la microalga para identificar la fase
21
exponencial de los cultivos, a partir de los cuales se seleccionó el inóculo para dar
inicio a cada uno de los experimentos.
El inóculo se mantuvo en su etapa exponencial mediante recambios agregando
medio de cultivo y con temperatura de 25±2°C, irradiancia incidente de 234 μmol
fotones m-2 s-1, fotoperiodo 12:12 (luz:oscuridad) y aireación continua.
3.1.2. Diseño experimental
Se realizaron cultivos discontinuos con un diseño factorial de 4x3, los factores
evaluados fueron los siguientes:
Factor A: Medios de cultivo (control y medios formulados con fertilizantes
agrícolas)
Factor B: Concentraciones (g.L-1) de los fertilizantes en los cultivos.
La experimentación y los análisis se realizaron por triplicado con un total de 30
unidades experimentales (Tabla 2).
Tabla 2. Diseño experimental con los factores y variables de respuesta evaluadas
Factor A
Medios de
cultivo
Factor B
Concentración de
fertilizante (g.L-1)
Réplicas Variables de
respuesta
Control
BBM ------------ 3 Densidad celular
Turbidez
Biomasa seca
Pigmentos
Proteínas
Lípidos
Carbohidratos
Formación de
cenobios y
unicelulares
Tamaño celular
Menorel (F1)
F1C1 (0.25) 3
F1C2(0.5) 3
F1C3 (1.0) 3
Kristalón (F2)
F2C1 (0.25) 3
F2C2(0.5) 3
F2C3 (1.0) 3
Nutri-Leaf (F3)
F3C1 (0.25) 3
F3C2(0.5) 3
F3C3 (1.0) 3
3.1.2.1. Medio de control
Se utilizó como control el medio estándar Basal de Bold, preparado con agua
destilada y la mezcla de soluciones stock de macronutrientes, micronutrientes y hierro
con EDTA (Tabla 3), todos ellos previamente esterilizados en autoclave a 121°C a 1
atm de presión durante 15 minutos.
22
Tabla 3. Composición del medio Basal de Bold (Bischoff & Bold, 1963)
Componentes Concentración final
mg.L-1 mM
Macronutrientes
NaNO3 250 2.94
MgSO4.7H2O 75 0.304
NaCl 25 0.428
K2HPO4 75 0.431
KH2PO4 175 1.29
CaCl2 . 2H2O 25 0.17
Micronutrientes
ZnSO4.7H2O 8.82 0.0307
MnCl2.4H2O 1.44 0.0073
MoO3 0.71 0.0049
CuSO4.5H2O 1.57 0.00629
Co(NO3)2.6H2O 0.49 0.00168
Solución de Boro
H3BO3 11.42 0.185
Solución EDTA alcalina
EDTA 50 0.17
KOH 31 0.55
Solución ácida de hierro
FeSO4.7H2O 4.98 0.018
H2SO4 (conc) 0.0101
3.1.2.2. Medios basados en fertilizantes agrícolas
Se evaluaron los medios de cultivo preparados en base a tres fertilizantes
agrícolas comerciales de origen inorgánico; Menorel, Kristalón y Nutri-leaf,
denominados F1, F2 y F3; respectivamente. Cada uno de ellos se preparó en base
a tres concentraciones: 0.25, 0.5 y 1.0 g.L-1. La concentración de los componentes de
los fertilizantes en cada una de estas concentraciones se especifica en la tabla 4.
Se preparó soluciones stock con cada fertilizante (concentración de 100 g.L-1),
todos ellos se hallaban en estado sólido en forma de cristales; por lo cual se pesó la
cantidad respectiva de cada uno utilizando una balanza analítica marca Sartorius
modelo BL 210 S, con sensibilidad de 0.01mg. Estos se esterilizaron con luz
ultravioleta, luego disueltos en agua destilada estéril y finalmente transferidos a un
filtro de 0.2 micras para eliminar impurezas. Posteriormente, a partir de un litro de
23
cada una de estas soluciones stock, se utilizaron las siguientes dosis de 2.5 mL (C1),
5.0 mL (C2) y 10.0 mL (C3), en los tratamientos respectivos.
Tabla 4. Concentración de los componentes presentes en cada fertilizante agrícola (mg.L-1) en las
distintas concentraciones evaluadas C1 (0.25 g.L-1), C2 (0.5 g.L-1) y C3 (1.0 g.L-1).
Elementos Menorel (F1) Kristalón (F2) Nutrileaf (F3)
C1 C2 C3 C1 C2 C3 C1 C2 C3
Nitrógeno 75 150 300 32.5 65 130 50 100 200
Fósforo 25 50 100 100 200 400 50 100 200
Potasio 25 50 100 32.5 65 130 50 100 200
Magnesio 5 10 20 NP NP NP NP NP NP
Azufre 2.5 5 10 NP NP NP NP NP NP
Boro 0.063 0.125 0.25 0.063 0.125 0.25 0.05 0.1 0.2
Cobre 0.025 0.05 0.1 0.025 0.05 0.1 0.125 0.25 0.5
Molibdeno 0.01 0.02 0.04 0.01 0.02 0.04 0.001 0.003 0.005
Hierro 0.175 0.35 0.7 0.175 0.35 0.7 0.25 0.5 1
Manganeso 0.1 0.2 0.4 0.1 0.2 0.4 0.125 0.25 0.5
Cinc 0.063 0.125 0.25 0.063 0.125 0.25 0.125 0.25 0.5
NP= No presentes
3.1.3. Condiciones generales de los cultivos
Las unidades experimentales constaron de botellas de vidrio con capacidad de
500 mL, en las cuales se trabajó con un volumen de 250 mL de cultivo y un inóculo
inicial de 5.0 x 105 cel.mL-1 (Anexo 1 y 2). Todos los cultivos se mantuvieron durante
siete días con iluminación artificial mediante lámparas fluorescentes con irradiancia
de 234 μmol fotones m-2 s-1 y fotoperiodo 12:12 horas (ciclo luz-oscuridad) y aireación
constante (Figura 3).
24
Figura 3. Cultivos de Scenedesmus sp. (UGB-RJ-3009) en un sistema autotrófico con aireación.
3.2. EVALUACIÓN DE LOS CULTIVOS
3.2.1. Crecimiento
Se extrajeron a diario alícuotas de 1mL de cada unidad experimental para
determinar el crecimiento microalgal mediante conteo directo y turbidez. Las muestras
tomadas se depositaron en tubos Eppendorf limpios con capacidad de 1.5 mL,
procurando efectuar su lectura inmediatamente para no generar errores por la
continua replicación de las células.
Además de los métodos de recuento celular y turbidez, existen otros parámetros
que permiten medir el crecimiento de los cultivos, como biomasa y pigmentos como
clorofila a (Morales, 2012), por lo cual se aplicó un análisis de correlación entre estos
parámetros para identificar cuáles de estos expresaron de manera más acertada el
crecimiento en los cultivos de Scenedesmus sp.
3.2.1.1. Método de recuento celular
El recuento celular se realizó en una cámara de Neubauer, colocando 10 µL de la
muestra con una micropipeta cerca del borde externo del cubreobjetos, luego se
procedió a contar las células con un microscopio óptico y objetivo de 40X. En el caso
25
de cultivos demasiado concentrados se realizaron diluciones, anotando el volumen
correspondiente que se utilizó para luego aplicarlo en la fórmula dada por Morales
(2012), para determinar la densidad celular:
𝐃𝐂 (𝐜𝐞𝐥. 𝐦𝐋−𝟏) =Nº células contadas
Nº de cuadros contados x 104 x Factor de dilución
3.2.1.2. Método de turbidez
La turbidez de los cultivos se determinó mediante la densidad óptica de ellos
utilizando un espectrofotómetro (Multiskan GO 1.00.40, Termo Scientific). Para ello
se homogenizó con vórtex las muestras extraídas previamente en tubos eppendorf,
tomando seguidamente 200 µL de cada uno, se las colocó en los pocillos de la placa
Maxisorp F bottom 96-well y se procedió inmediatamente a su lectura a una longitud
de onda de 750 nm (DO750nm). Para medir la turbidez en los cultivos se tomaron las
precauciones necesarias para reducir la sedimentación de las células y de las
partículas presentes en los medios de cultivo (Morales, 2012).
3.2.1.3. Determinación de la biomasa seca
Para determinar el peso seco de la biomasa microalgal se tomaron alícuotas de 10
mL de cada cultivo en fase estacionaria y colocadas en tubos de ensayo de 15 mL,
secos, rotulados y previamente pesados. Estos fueron centrifugados a 4000 rpm
durante 15 minutos. Una vez finalizado tal procedimiento, se desechó el líquido
sobrenadante y cada tubo de ensayo colocado cuidadosamente en un liofilizador
(Telstar, Lyoquest) a una temperatura de -56°C y 0,180 mbar durante 24 horas.
Finalmente se anotó el peso de cada tubo con la biomasa seca y se aplicó la fórmula
descrita por Pastuzo (2016); expresando los resultados en mg.L-1 de cultivo.
Biomasa seca =PTb − PTv
Volm
En donde:
PTb = Peso del tubo con la biomasa seca
PTv = Peso del tubo vacío
Vm = Volumen de la muestra del cultivo (10mL)
26
3.2.2. Determinación de pigmentos fotosintéticos
Para la determinación de pigmentos fotosintéticos (clorofila a, b y carotenoides) se
tomaron alícuotas de 2 mL diariamente de cada cultivo. Se realizó la extracción con
dimetilsulfóxido (DMSO); el cual fue seleccionado por su mayor eficiencia en la
extracción de pigmentos en microalgas clorofitas con paredes celulares gruesas,
como es el caso de Scenedesmus sp., siguiendo las técnicas descritas por Morales
(2012), con ciertas modificaciones realizadas por la autora y generadas mediante
ensayos previos (Figura 4).
Posteriormente se determinó su concentración en un espectrofotómetro Thermo
Scientific Genesys 10vis en las siguientes longitudes de onda: 665 nm (Chl a), 649
nm (Chl b) y 480 nm (carotenoides) utilizando las fórmulas propuestas por Jeffrey y
Humphrey (1975) para las clorofilas y las descritas por Strickland y Parsons (1972)
para los carotenoides. Los resultados se expresaron en microgramos por mililitro
(μg.mL-1) de cultivo.
Figura 4. Diagrama de flujo del protocolo para la extracción y cuantificación de pigmentos
liposolubles. Fuente: Arredondo et al., (2017) y adaptado por Morales (2012).
27
3.2.3. Determinación de carbohidratos
Para el análisis de carbohidratos se tomaron muestras de 2 mL de cada cultivo
durante su fase estacionaria utilizando tubos de ensayo de 15 mL previamente
lavados con ácido clorhídrico (HCl) al 10%. Se efectuó la extracción y cuantificación
de los carbohidratos totales en un espectrofotómetro (Multiskan GO 1.00.40, Termo
Scientific) a través del método propuesto por Dubois et al. (1956), con ciertas
modificaciones propuestas por Morales (2012) y por la autora. La curva estándar se
preparó con glucosa anhidra (R2= 1) en un rango de 12-120 μg.mL-1 y se realizaron
las diluciones necesarias con NaOH 1M procurando que la concentración de
carbohidratos en la muestra quede dentro del rango de lectura de la curva elaborada
(Figura 5).
Figura 5. Diagrama de flujo del protocolo seguido para la extracción y cuantificación de carbohidratos. Fuente: Dubois et al. (1956), Arredondo et al. (2017) y Morales (2012).
28
3.2.4. Determinación de lípidos
Se determinó la concentración de lípidos durante la fase estacionaria, para lo cual
se tomó alícuotas de 2 mL y se las colocó en tubos de vidrio de 15 mL previamente
lavados con HCl al 10% para su posterior centrifugación (4000 rpm durante 15 min) y
liofilización (a -56°C y 0,180 mbar durante 24 horas). Se realizó la extracción y
cuantificación de lípidos de acuerdo al método de carbonización simple de Marsh y
Weinstein, (1966) y modificado por Morales (2012). Para la elaboración de la curva
estándar se utilizó tripalmitina (R2= 1) en un rango de 30-270 μg.mL-1 (Anexo 3). El
proceso se describe detalladamente en la Figura 6.
Figura 6. Diagrama de flujo del protocolo seguido para la extracción y cuantificación de lípidos.
Fuente: Marsh y Weinstein (1956) y Morales (2012).
29
3.2.5. Determinación de proteínas
El contenido proteico se determinó, extrayendo 2 mL de cada cultivo durante la
fase estacionaria y se los colocó en tubos de vidrio previamente lavados con HCl al
10%. La extracción de proteínas se realizó a partir de biomasa fresca utilizando NaOH
1M y se determinó su concentración siguiendo las técnicas descritas por Lowry et
al. (1951) y adaptado por Morales (2012). Para elaborar la curva estándar se utilizó
Serum de Albúmina Bovina (BSA), manteniendo un rango de 15-150 μg.mL-1 (R2=
0.995). En el caso de aquellas muestras con un alto contenido de proteínas se
realizaron las diluciones necesarias con agua destilada, procurando que la
concentración hallada en la muestra se encuentre dentro del rango de lectura de la
curva elaborada. El proceso se describe detalladamente en la figura 7.
Figura 7. Diagrama de flujo del protocolo seguido para la extracción y cuantificación de proteínas.
Fuente: Lowry et al. (1951) y Morales (2012).
30
3.2.6. Caracterización de la plasticidad fenotípica
3.2.6.1. Expresión del morfotipo: Unicelulares y cenobiales
Para analizar el patrón de cenobios en los tratamientos se extrajeron alícuotas de
0.2 mL al inicio de la fase exponencial y durante la fase estacionaria. Se colocaron
las muestras diluidas con agua destilada en la cámara de Neubauer y luego fueron
observadas en el microscopio óptico con objetivo de 40X. Se cuantificaron los
morfotipos: unicelulares o cenobial (2, 3, 4, 6 y 8 células) y se expresaron los
resultados con una valoración porcentual.
3.2.6.2. Dimensiones celulares
Para determinar el tamaño celular se realizó una captura de imagen obtenida con
microscopio óptico (Motic) y el programa OptikalSView, en el sexto día de los cultivos.
Las mediciones se realizaron mediante el programa Microscope Image Capture and
Measurement (MICAM) versión 1.6, registrando los datos de las medidas de longitud
y ancho de las células (μm) en base a 30 células seleccionadas aleatoriamente, y
tomando en consideración las recomendaciones descritas por Soares et al., (2017).
3.3. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Los cultivos (control y tratamientos) se evaluaron por triplicado generando un total
de 30 unidades experimentales. Los resultados obtenidos con respecto a cada
variable fueron sometidos a un análisis de varianza (ANOVA) de múltiples muestras
estableciendo diferencias significativas con un nivel de significancia de p ≤ 0.05, con
excepción de aquellos obtenidos sobre la caracterización fenotípica en la expresión
del morfotipo unicelular y cenobial los cuales se expresaron de forma porcentual.
Se aplicó un análisis Post hoc de Contraste múltiple de rango, el cual permitió
identificar cuáles de las medias presentan diferencias significativas. Se realizó un
análisis de correlación entre los métodos para medir el crecimiento o densidad celular
(recuento celular, turbidez, clorofila total y biomasa seca). Para realizar todos los
análisis estadísticos se empleó el programa StatGraphics Plus versión 5.1 (2000).
Los resultados obtenidos se presentaron de acuerdo a los valores promedios junto
con las desviaciones estándares correspondientes.
31
CAPÍTULO IV
4.1. RESULTADOS
4.1.1. Crecimiento de los cultivos
4.1.1.1. Recuento celular
La máxima densidad celular se registró en los tratamientos del F1 (Menorel) al
séptimo día, siendo mayor en el F1C3 (31.83 ± 3.71x106 cel.mL-1), seguido por el
F1C2 (28.39 ± 4.12 x 106 cel.mL-1); mientras que el F3 (Nutri-leaf), alcanzó su máximo
crecimiento al quinto día con 17.45 ± 1.29 x 106 cel.mL-1. El control (BBM), alcanzó
su máximo crecimiento al sexto día con 8.31 ± 1.11 x106 cel.mL-1. En cambio, el menor
crecimiento se presentó en F2 (Kristalón) al quinto día, entre ellos el F2C2 con 2.26
± 0.33 x 106 cel.mL-1 (Figura 8).
Figura 8. Curvas de crecimiento (cel.mL-1) de los cultivos de Scenedesmus sp. RJ-3009 en los
tratamientos con fertilizantes agrícolas.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 1 2 3 4 5 6 7
Den
sid
ad c
elu
lar
( x1
06
cel.m
L-1)
Edad del cultivo (días)
Control F1C1 F1C2 F1C3 F2C1
F2C2 F2C3 F3C1 F3C2 F3C3
32
4.1.1.2. Turbidez
Los valores de densidad óptica mostraron una superioridad en el control (BBM),
con respecto a los demás tratamientos evaluados, registrando al séptimo día un valor
de 0.64 ± 0.07 a 750 nm, seguido de los tratamientos F1C3 (0.50 ± 0.04) y F1C2
(0.47 ± 0.03). Por su parte, el fertilizante Kristalón en todas sus concentraciones
obtuvo los valores más bajos, en el caso del tratamiento F2C2 solo alcanzó a 0,16
± 0.01 (Figura 9).
Figura 9. Turbidez medida por densidad óptica (750nm) de los cultivos de Scenedesmus sp.
UGB- RJ 3009.
4.1.1.3. Biomasa seca
En el control se produjo una mayor producción de biomasa (p<0.05) con 978.44 ±
89.22 mg.L-1; seguido del tratamiento F1C3, F3C3 y F1C2 con 755.56 ± 39.38, 600.00
± 36.32 y 586.11 ± 42.76 mg.L-1; respectivamente. Los tratamientos con el fertilizante
Kristalón (F2) en las tres concentraciones evaluadas demostraron ser los más bajos
(p<0.05), entre ellos F2C1 con 291.67 ± 44.10 mg.L-1 (Figura 10).
33
Figura 10. Biomasa seca (mg.L-1) en los cultivos de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009 al sexto día.
4.1.2. Pigmentos
La concentración de clorofila a fue alta en el control (2.02 ± 0.05 mg.L-1); así como
en los tratamientos con el fertilizante Menorel (F1). Entre ellos, F1C2 (2.16 ± 0.01
mg.L-1) y F1C1 (2.09 ± 0.05 mg.L-1), y a menores contenidos en F3C1 (1.38 ± 0.03
mg.L-1) y F2C1 (1.41± 0.16 mg.L-1).
La clorofila b y los carotenoides fueron significativamente mayores (p<0.05) en el
tratamiento F1C3 con 2.58 ± 0.18 mg.L-1 y 0.88 ± 0.03 mg.L-1; respectivamente.
El tratamiento F1C2 obtuvo valores similares con 2.28 ± 0.11 mg.L-1 y 0.88 ± 0.01
mg.L-1; ambos llegaron a superar al control (1.65 ± 0.12 mg.L-1 y 0.83 ± 0.00 mg.L-
1). En cambio, los tratamientos que obtuvieron valores relativamente bajos en el
contenido de clorofila a, b y carotenoides en comparación a los demás tratamientos
fueron F3C1 (1.38 ± 0.03 mg.L-1, 0.64 ± 0.02 mg.L-1 y 0.55 ± 0.02 mg.L-1;
respectivamente); mientras que en F2C1 se produjeron valores de 1.41 ± 0.16 mg.L-
1, 0.68 ± 0.15 mg.L-1 y 0.50 ± 0.06 mg.L-1 (Figura 11).
34
Figura 11. Concentración (mg.L-1) de Clorofila a, Clorofila b y carotenoides, en los cultivos de
Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009.
4.1.3. Correlación entre parámetros de crecimiento
Los valores obtenidos entre los parámetros analizados permitieron identificar que
la correlación entre turbidez (DO 750 nm) y biomasa es la más alta con 0.96, seguido
de turbidez y clorofila total con 0.82. La correlación más baja se presentó entre
densidad celular por recuento y biomasa (Tabla 5).
Tabla 5. Correlación entre parámetros de crecimiento de Scenedesmus sp.
Parámetros de crecimiento
Densidad por recuento celular
Turbidez Clorofila
total Biomasa
Densidad celular por
conteo ------ 0.65 0.75 0.60
Clorofila total 0.75 0.82 ----- 0.79
Turbidez 0.65 ----- 0.82 0.96
Biomasa 0.60 0.96 0.79 -----
4.1.4. Carbohidratos
El contenido de carbohidratos fue más alto (p<0.05) en el control (159.389±15.26
mg.L-1), seguido de F1C3 con 124.934± 23.01 mg.L-1, y de F3C1 con 120.15±1.55
35
mg.L-1. Mientras que, entre los valores más bajos se hallaron en F2; de los cuales el
F2C2 y F2C3 mostraron los menores contenidos con 40.34± 1.08 y 40.43± 8.16
mg.L-1; respectivamente (Figura 12).
Figura 12. Contenido de carbohidratos (mg.L-1) al sexto día de edad de los cultivos.
4.1.5. Lípidos
La mayor concentración de lípidos (169.58 ± 23.59 mg.L-1), se registró en el control
(p<0.05), seguido por F1C3 (120 .21 ± 11.16 mg.L-1) y F1C2 (92.61± 5.37 mg.L-1); en
cambio el valor más bajo se obtuvo en F2C3 (60.85 ± 5.68 mg.L-1) (Figura 13).
36
Figura 13. Contenido de lípidos (mg.L-1) en los cultivos de Scenedesmus sp. UGB- RJ 3009 al sexto día.
4.1.6. Proteínas
La concentración de proteínas fue superior en F1C3 (556.74 ± 55.27 mg.L-1),
seguido por el tratamiento F1C2 con 463.89 ± 45.88 mg.L-1; los valores más bajos
(p<0.05), se hallaron en todos los tratamientos del F2 de los cuales el F2C2 y F2C3
mostraron las menores concentraciones (204.88 ± 14.26 mg.L-1 y 202.81 ± 52.42
mg.L-1) (Figura 14).
37
Figura 14. Contenido de proteínas (mg.L-1) en los cultivos de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009
Tabla 6. Valores obtenidos de los parámetros de crecimiento y macromoléculas (pigmentos,
carbohidratos, lípidos y proteínas) en los cultivos de Scenedesmus sp.UGB-RJ-3009 al sexto día.
Datos presentados con error estándar ± obtenido del promedio de las réplicas de los tratamientos.
Letras minúsculas indican diferencias entre los grupos con un nivel de significancia p<0.05
38
4.1.7. Caracterización de la plasticidad fenotípica
4.1.7.1. Formas unicelulares y cenobiales
El morfotipo unicelular predominó en los tratamientos con los fertilizantes F1 y F3
con un porcentaje superior al 90% en todas las concentraciones evaluadas (Anexo
5). En el control predominaron los morfotipos unicelulares (47%) y cenobiales de 4
células (48%). En los tratamientos con F2 existió una dominancia de colonias de 4
células (65%); mientras que las formas unicelulares tuvieron menor presencia (25%)
durante el cultivo (Figura 15 y 16).
b)
a)
c)
d)
Figura 15. Observación de Células de Scenedesmus sp. en los distintos medios de cultivo evaluados. a) Medio de control BBM, b) Medio con fertilizante Menorel o F1, c) Medio con fertilizante Kristalón o F2, d) Medio con fertilizante Nutri-leaf o F3.
39
Figura 16. Población de morfotipos (%) unicelulares y de cenobios (2, 3, 4 y 8 células) de
Scenedesmus sp. RJ-3009 en los diferentes tratamientos. a) Medio Control (BBM), b) F1 (Menorel), c) F2 (Kristalón) y d) F3 (Nutri-leaf).
4.1.7.2. Dimensiones celulares
En los tratamientos con el F1 las longitudes celulares fueron inferiores en
comparación con los valores obtenidos en los tratamientos del F2, F3 y el control
(Figura 17). La máxima longitud celular se registró en el control con 14.3 ± 2.7 µm y
en el F2C3 con 13.6 ± 1.2 µm y la mínima en el tratamiento F1C1 con 8.5 ± 1.6 µm.
40
Figura 17. Dimensiones celulares (µm) de Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009.
41
DISCUSIÓN
A partir de los datos obtenidos en este estudio se demuestra que es viable la
sustitución de los medios de cultivo convencionales por alternativas de menor costo
como los fertilizantes agrícolas para el crecimiento de Scenedesmus sp. en cultivos
discontinuos; sin embargo, la producción de biomasa y su composición bioquímica
junto con la plasticidad fenotípica de las células varían dependiendo de la
composición química y las concentraciones de cada fertilizante evaluado.
En este estudio se registraron las máximas densidades celulares en el tratamiento
F1C3 al séptimo día (31.83 ± 3.71x106 cel.mL-1) superando los valores obtenidos por
Ortega y Reyes (2012), quienes registraron su máxima densidad celular al décimo día
(12 x104 cel.mL-1). Sin embargo, no se superó los valores obtenidos por Soares et al.
(2017), al décimo sexto día (7.3 ± 0.9x107 cel.mL-1); lo cual podría estar relacionado
a la utilización de CO2 y exposiciones más prolongadas de luz (16:8 luz-oscuridad).
Una de las principales características observadas en el recuento celular fue la
predominancia de formas unicelulares en los tratamientos con F1 (Menorel) y F3
(Nutri-leaf), lo que influye en los altos valores registrados, superando
significativamente al control; aunque, esto no representó una mayor producción de
biomasa en dichos tratamientos; puesto que la densidad celular por recuento presenta
una correlación baja con la biomasa seca (p=0.60). La baja correlación generada
entre la densidad por recuento celular y los demás parámetros de crecimiento fue
inducida por la variación en los porcentajes de formas cenobiales y unicelulares en
los distintos tratamientos.
Es importante la utilización de fertilizantes agrícolas que contengan
concentraciones adecuadas de nitrógeno y fósforo, y además es esencial la presencia
de elementos, como el azufre y magnesio; los cuales influyen en distintos procesos
metabólicos; siendo el magnesio un elemento fundamental por formar parte de la
estructura de la clorofila y por lo tanto estar involucrado en los procesos fotosintéticos
de captación de la luz (Silva-Benavides, 2016).
El crecimiento y la composición bioquímica de la biomasa de Scenedesmus sp.
demostraron mejores resultados en el fertilizante Menorel (F1), en comparación a los
42
demás tratamientos con los fertilizantes Kristalón (F2) y Nutri-leaf (F3), posiblemente
a que su composición química es más rica en nitrógeno y contiene azufre y magnesio;
los cuales se ausentan en los otros fertilizantes.
En los cultivos con fertilizante Kristalón (F2) 13-40-13, se observó un decaimiento
del pH en los cultivos; lo cual puede deberse a que algunos de estos compuestos
contienen un alto porcentaje de nitrógeno en su forma amoniacal, pese a que este
sea más asimilable para las microalgas en comparación a los nitritos y nitratos. No
obstante, las altas concentraciones de amonio generalmente llegan a provocar acidez
en los cultivos (Silva-Benavidez, 2016). De acuerdo a Bakuei et al. (2015) el efecto
de la acidez en los cultivos puede ocasionar diversas alteraciones en la célula de la
microalga. Además, de que ciertos procesos enzimáticos suceden a un pH específico,
generalmente para los procesos fotosintéticos son óptimos los niveles de pH entre 8
y 9. Sin embargo, ciertos valores de pH más alcalinos pueden dificultar la absorción
y asimilación de nutrientes. Esto explica de cierta forma el bajo rendimiento en los
medios de cultivo con F2, al presentar bajos valores (Anexo 4) en todos los
parámetros evaluados (crecimiento, producción de pigmentos, carbohidratos y
proteínas). A pesar de que el F3 tenía en su composición valores relativamente altos
de NPK, la ausencia de azufre y magnesio, pudieron limitar la producción de biomasa
y metabolitos primarios.
La variabilidad de morfotipos generados en los distintos medios de cultivo
demuestran que determinados elementos y componentes que son suministrados en
los medios nutritivos pueden jugar un papel clave en la plasticidad fenotípica de
Scenedesmus sp.; lo que concuerda con lo descrito por Egan y Trainor (1989),
quienes describieron una serie de factores en los que se genera una drástica
disminución en la formación de cenobios; tales como altas concentraciones de fósforo
y amonio (en pH alcalinos) , bajas densidades celulares del inóculo y determinados
niveles de irradiancia y temperatura. Por ejemplo, en Scenedesmus armatus
(Desmodesmus) se presenta un bajo número de células por cenobio cuando hay una
menor intensidad lumínica (Peña-Castro et al., 2004).
La abundancia de formas unicelulares en los cultivos con F1 (Menorel) y F3 (Nutri-
leaf), puede ser ocasionada debido a la presencia de altas concentraciones de amonio
en el contenido total de Nitrógeno. En cuanto a las dimensiones celulares, las
43
menores tallas se presentaron en el F1 que a su vez tenía una abundancia del
morfotipo unicelular; reportándose un caso similar en un estudio realizado por Soares
et al. (2017) en cuyos medios también se aplicaron fertilizantes con altas
concentraciones de amonio, lo cual ayuda a corroborar la hipótesis acerca del efecto
del amonio sobre la plasticidad fenotípica en los cultivos de Scenedesmus sp.
44
CONCLUSIONES
Se evaluó el efecto de tres fertilizantes agrícolas como medios nutritivos
alternativos para el cultivo de Secenedesmus sp. (UGB-RJ-3009), en comparación a
un medio convencional. Todos influyeron de diferente manera en el crecimiento y
composición de la biomasa producida.
Las repuestas en el crecimiento de Scenedesmus sp. en el F1C2 y F1C3
demuestran que su utilización es viable en la sustitución del medio estándar (BBM),
permitiendo disminuir el costo de producción de biomasa, llegando a reducir
aproximadamente entre 30 y 60 veces el gasto en el medio de cultivo lo cual
representa una ventaja para las producciones a gran escala.
Se cuantificó la producción de biomasa y el contenido de metabolitos primarios
(pigmentos, carbohidratos, lípidos y proteínas), encontrando en los tratamientos con
F1C2 y F1C3 los valores más cercanos a los obtenidos con el medio estándar, lo cual
al considerar el costo entre estos medios nutritivos resulta conveniente la utilización
del fertilizante F1.
Se determinó la respuesta de la expresión del morfotipo de la cepa estudiada con
cada medio de cultivo evaluado, observando que con el medio estándar se presentan
en proporciones similares las formas unicelulares y cenobios de 4 células; mientras
que con la utilización del F1 y F3 predominan las formas unicelulares. En cambio, en
el F2 hay una mayor formación de cenobios de 4 células. En cuanto a las dimensiones
celulares se encontró que existieron variaciones en la longitud y ancho de las células
dependiendo del tipo de fertilizante y la concentración aplicada, siendo más marcada
la disminución del tamaño en el F1.
De acuerdo a los resultados observados, F1C2 y F1C3, fueron los tratamientos que
presentaron los mayores valores (p<0.05) en los parámetros de crecimiento celular y
contenido de metabolitos primarios (Tabla 6), teniendo como comparación a los
demás medios de cultivo preparados en base a fertilizantes; siendo los más cercanos
a los resultados obtenidos con el medio control de laboratorio (BBM). Se concluye
que ambos tratamientos son recomendables para el cultivo de esta microalga como
una alternativa más económica para el crecimiento y la producción de biomasa
45
enriquecida con macromoléculas de alto valor en el cultivo de Scenedesmus sp.
UGB-RJ-3009.
46
RECOMENDACIONES
Se recomienda complementar el estudio evaluando otras variables como los
factores de intensidad lumínica, pH, temperatura, salinidad y adición de CO2
encontrando los rangos óptimos que potencien la producción de biomasa y los
componentes de interés.
Reproducir el estudio mediante la aplicación de escalamientos a mayores
volúmenes en condiciones ex situ y de laboratorio.
Determinar el sistema de cultivo que permita optimizar la producción de biomasa
de Scenedesmus sp.
Analizar la calidad de lípidos, proteínas y pigmentos caracterizando el perfil de
ácidos grasos, aminoácidos y la caracterización de carotenoides.
Realizar un estudio para identificar el o los factores que impiden la formación de
cenobios en Scenedesmus sp.
47
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Acevedo, J., & Ramírez, J. (2003). Influencia de un gradiente cruzado de luz y
temperatura. Actual Biol, 25(79), 141–145. Recuperado de
https://aprendeenlinea.udea.edu.co/revistas/index.php/.../20785932%0A
Adedoyin, A. (2017). Isolation and characterization of carotenoid producing
microalgae from Kwazulu-Natal (South Africa). (Tesis de maestría).
Universidad de KwaZulu-Natal. Recuperado de
https://researchspace.ukzn.ac.za/xmlui/bitstream/handle/10413/15040/Adedo
yin_Ayodeji_E_2017.pdf?sequence=1&isAllowed=y
Álvarez, M., & Gallardo, T. (1989). Una revisión sobre la Biotecnología de las algas.
Botanical Complutensis, 15, 9–12. Recuperado de
https://revistas.ucm.es/index.php/BOCM/article/viewFile/BOCM8989220009A/
6559
Arredondo, B., Voltolina, D., Zenteno, T., Arce, M., & Gómez, G. (Eds.). (2017).
Métodos y herramientas Analíticas en la Evaluación de la Biomasa Microalgal
(Segunda edición). La Paz, B.C.S., México: Centro de Investigaciones
Biológicas del Noroeste.
Bakuei, N., Ghazaleh, A., Najafpour, G., Jahanshahi, M., & Mohammadi, M. (2015).
Optimal cultivation of Scenedesmus sp. microalgae in a bubble column
photobioreactor. Indian Journal of Chemical Technology, 22(1), 20–25.
Recuperado de op.niscair.res.in/index.php/IJCT/article/view/4260/738%0A
Bischoff, H., & Bold, H. (1963). Phycological studies. IV. Some soil algae from
Enchanted Rock and related algal species. University of Texas Publications
(Vol. 6318). Austin, Texas: University of Texas.
Bolaños, S., & Martínez, G. (2016). Producción de lípidos a partir de la microalga
Chlorella vulgaris. Investigación Al Centro. Ll Exposición de Trabajos de
Investigación UNIMAR. Recuperado de http://www.umariana.edu.co/ojs-
editorial/index.php/libroseditorialunimar/article/viewFile/976/898
48
Brito, D., Milani, N., Pereira, G., González, M., Morán, R. (2006). Crecimiento de
microalgas de agua dulce, en dos medios de cultivo Guillard y un fertilizante
comercial Nitrofoska. Ciencia. 14(4), 395-410. Maracaibo, Venezuela.
Recuperado de
http://200.74.222.178/index.php/ciencia/article/view/9505/9492
Cabrera, M., & Pulla, M. (2014). Línea base para el aprovechamiento de microalgas
de sistemas de tratamiento de agua residual. (Tesis de pregrado). Universidad
de Cuenca. Recuperado de
http://dspace.ucuenca.edu.ec/bitstream/123456789/20739/1/TESIS.pdf
Cañavate, J. (2011). Funciones de la microalgas en la acuicultura. Aplicaciones
industriales y tendencia. In C. T. del M.-F. CETMAR (Ed.), Las algas como
recurso. Valorización. Aplicaciones industriales y tendencias (pp. 193–205).
Recuperado de
https://www.researchgate.net/publication/235960627_Funciones_microalgas_
en_acuicultura
Difusa, A., Takukdar, J., Kalita, M., Mohanty, K., & Goud, V. (2015). Effect of light
intensity and pH condition on the growth, biomass and lipid content of
microalgae Scenedesmus species. Biofuels, 6(2), 37–44.
https://doi.org/https://doi.org/10.1080/17597269.2015.1045274
Dubois, M., Gilles, K., Hamilton, J., Rebers, P., & Smith, F. (1956). Colorimetric
method for determination of sugars and related substances. Analytical
Chemistry, 28, 350–356.
Duong, V., Ahmed, F., Thomas, S., Quigley, S., Nowak, E., & Schenk, P. (2015). High
protein- and high lipid-producing microalgae from northern Australia as
potential feedstock for animal feed and biodiesel. Frontiers in Bioengineering
and Biotechnology, 3(53), 1–7. https://doi.org/10.3389/fbioe.2015.00053
Egan, P., & Trainor, F. (1989). Low cell density: the unifying principle for unicell
development in Scenedesmus (Chlorophyceae). British Phycological Journal,
24(3), 271–283. https://doi.org/10.1080/00071618900650291
49
Elias, J. (2018). Efecto del consumo de nitrógeno de la microalga Desmodesmus
communis sobre la composición bioquímica, productividad de la biomasa,
comunidad bacteriana y longitud de los telómeros. (Tesis de maestría). Centro
de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C. Recuperado de
http://dspace.cibnor.mx:8080/handle/123456789/1732
Fabregas, J., Toribio, L., Abalde, J., Cabezas, B., & Herrero, C. (1987). Approach to
biomass production of the marine microalga Tetraselmis suecica (Kylin) butch
using common garden fertilizer and soil extract as cheap nutrient supply in
batch cultures. Aquacultural Engineering, 6(2), 141–150.
https://doi.org/10.1016/0144-8609(87)90011-2
Fanés, I. (2008). Estudios taxonómicos en algas verdes cocales del Sur de España.
(Tesis doctoral). Universidad de Granada. Recuperado de
https://hera.ugr.es/tesisugr/17569977.pdf
García-Gonzalez, J. (2014). Evaluation of Potential Agricultural Applications of the
Microalga Scenedesmus dimorphus. (Tesis de maestría). Universidad del
Estado de Arizona. Recuperado de
https://repository.asu.edu/attachments/143317/content/GarciaGonzalez_asu_
0010N_14463.pdf
García, R. (2014). Producción de biomasa de microalgas rica en carbohidratos
acoplada a la actividad fotosintética de CO2. Universidad de Sevilla. (Tesis
doctoral). Universidad de Sevilla. Recuperado de
http://hdl.handle.net/10261/101928
Gómez, L. (2007). Microalgas: Aspectos ecológicos y Biotecnológicos. Revista
Cubana de Química, 19, 3–6. Recuperado de
https://www.researchgate.net/profile/Liliana_Gomez_Luna2/publication/26842
4391_MICROALGAS_ASPECTOS_ECOLOGICOS_Y_BIOTECNOLOGICOS/
links/54fa228c0cf20b0d2cb63618/MICROALGAS-ASPECTOS-
ECOLOGICOS-Y-BIOTECNOLOGICOS.pdf
González, B., Buitrago, E., & Frontado, K. (1999). Evaluación de medios nutritivos
para el crecimiento de tres microalgas marinas de uso común en acuicultura.
50
Fundación La Salle de Ciencias Naturales, Tomo LIX (151). Recuperado de
https://www.researchgate.net/publication/266298744_EVALUACION_DE_ME
DIOS_NUTRITIVOS_PARA_EL_CRECIMIENTO_DE_TRES_MICROALGAS
_MARINAS_DE_USO_COMUN_EN_ACUICULTURA
González, J. (2006). Evaluación del crecimiento, consumo de nutrientes y
composición proximal de Porphyridium cruentum (Rhodophyceae) cultivada en
medio F⁄2 y fertilizantes agrícolas. (Tesis de maestría). Centro de Investigación
científica y de educación superior de la Ensenada. Recuperado de
https://cicese.repositorioinstitucional.mx/jspui/bitstream/1007/1134/1/169001.
González, L. (2010). Influencia de la deficiencia de nitrógeno y fósforo en las
interacciones competitivas entre Chlorella vulgaris y Scenedesmus acutus.
(Tesis de maestría). Universidad Nacional de Colombia. Recuperado de
http://www.bdigital.unal.edu.co/5336/1/linamariagonzalezgonzalez.2010.pdf
Goswami, R., & Kalita, M. (2011). Scenedesmus dimorphus and Scenedesmus
quadricauda : two potent indigenous microalgae strains for biomass production
and CO2 mitigation - A study on their growth behavior and lipid productivity
under different concentration of urea as nitrogen source. Journal of Algal
Biomass Utilization, 2(4), 42–49. Recuperado de
http://jalgalbiomass.com/paper8vol2no4.pdf
Granda, G. (2015). Produccion de Astaxantina a partir de la microalga
Haematococcus pluvialis. (Tesis de pregrado). Universidad de las Américas.
Recuperado de http://dspace.udla.edu.ec/bitstream/33000/4183/1/UDLA-EC-
TIB-2015-04%28S%29.pdf
Gutiérrez, L., Ocampo, M., Montoya, S., & Sánchez, O. (2016). Efecto de tres tipos de
luz sobre el crecimiento de microalgas de Scenedesmus sp. Agronomía
Colombiana, 34(1), 1190–1192.
https://doi.org/10.15446/agron.colomb.v34n1supl.58362
Guiry, M.D. & Guiry, G.M. 2018. AlgaeBase. World-wide electronic publication,
National University of Ireland, Galway. Recuperado el 29 de Agosto del 2018:
51
http://www.algaebase.org/search/species/detail/?species_id=fd80fe8490e537
789
Guzmán-Murillo, M., López-Bolaños, C., Ledesma-Verdejo, T., Roldan-Libenson, G.,
Cadena-Roa, M., & Ascencio, F. (2007). Effects of fertilizer-based culture
media on the production of exocellular polysaccharides and cellular superoxide
dismutase by Phaeodactylum tricornutum (Bohlin). Journal of Applied
Phycology, 19(1), 33–41. https://doi.org/10.1007/s10811-006-9108-9
Ishaq, A. (2016). Antibacterial activities of lipid and pigment extract of Scenedesmus
sp. isolated from the temporary waters of Endau Rompin. (Tesis de maestría).
Universidad de Malasia Tun Hussein Onn. Recuperado de
http://eprints.uthm.edu.my/9065/1/Aisha_Gogoba_Ishaq.pdf
Jeffrey, S., & Humphrey, G. (1975). New spectrophotometric equations for determining
chlorophylls a, b, c1 and c2 in higher plants, algae, and natural phytoplankton.
Biochemycal Physiologycal, 167, 191–194.
Kilian, O., Benemann, C., Niyogi, K., & Vick, B. (2011). High-efficiency homologous
recombination in the oil-producing alga Nannochloropsis sp. Proceedings of the
National Academy of Sciences, 18(52), 21265–21269.
https://doi.org/10.1073/pnas.1105861108
Kim, M., Park, J., Park, C., Kim, S., Jeune, K., Chang, M., & Acreman, J. (2007).
Enhanced production of Scenedesmus spp. (green microalgae) using a new
medium containing fermented swine wastewater. Bioresource Technology,
98(11),2220–2228.
https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.biortech.2006.08.031
Lowry, O., Rosenbrough, H., Farr, A., & Randall, R. (1951). Protein measurement with
the folin-phenol reagent. Biologycal Biochemistry, 193, 265–275.
Lürling, M. (2003). Phenotypic plasticity in the green algae Desmodesmus and
Scenedesmus with special reference to the induction of defensive morphology.
Annals of Limnology, 39(2), 85–101. https://doi.org/10.1051/limn/2003014
52
Manso, L. (2015). Cultivo masivo de microalgas. EL Tecnológico, 25(1), 24–26.
Recuperado de http://www.utp.ac.pa/documentos/2016/pdf/el-tecnologico-25-
Cultivo-masivo-de-microalgas.pdf
Marsh, B., & Weinstein, B. (1966). Simple charring method for determination of lipids.
Journal of Lipid Research, 7, 574–576
Martínez, V., Pellón, A., Pérez, E., Correa, O., Escobedo, R., Madruga, Y., …
Arencibia, R. (2005). Producción de biomasa de Scenedesmus obliquus en
diferentes medios de cultivo. Centro Nacional de Investigaciones Científicas,
36, 1–7. Recuperado de http://www.redalyc.org/pdf/1812/181220525007.pdf
Meyen, F.J.F. (1829). Beobachtungen über einige niedere Algenformen. Nova Acta
Physico-Medica Academiae Caesareae Leopoldino-Carolinae Naturae 14:
768-778, pl. XLIII [43].
Morales, E. (2012). Manual de Laboratorio: Algas en la Biotecnología. Escuela
Politécnica Del Ejército, 30–93.
Moreno, R. (2012). Identification of algal strains by PCR amplification and evaluation
of their fatty acid profiles for biodiesel production. (Tesis de maestría).
Universidad del estado de Louisiana. Recuperado de
https://pdfs.semanticscholar.org/cc53/8330a0d4e1a7fc481dc2f7ed92a06cd08
160.pdf
Muñoz-Peñuela, M., Ramírez-Merlano, J. A., Otero-Paternina, A. M., Medina-Robles,
V. M., Cruz-Casallas, P. E., & Velasco-Santamaría, Y. M. (2012). Efecto del
medio de cultivo sobre el crecimiento y el contenido proteico de Chlorella
vulgaris. Revista Colombiana de Ciencias Pecuarias, 25(3), 438-449.
Recuperado de http://www.redalyc.org/html/2950/295024923012/
Nayak, M., Thirunavoukkarasu, M., & Mohanty, R. (2016). Cultivation of freshwater
microalga Scenedesmus sp. using a low-cost inorganic fertilizer for enhanced
biomass and lipid yield. The Journal of General and Applied Microbiology,
62(1), 7–13. https://doi.org/10.2323/jgam.62.7
53
Ochoa, L. (2016). Efecto de dos fertilizantes agrícolas comerciales sobre las
microalgas Tetraselmis suecica (Kylin) Butcher y Chlorella vulgaris Beijerinck.
(Tesis de Pregrado). Universidad de Coruña. Recuperado de
http://ruc.udc.es/dspace/bitstream/handle/2183/17186/OchoaGarcia_Lara_TF
G_2016.pdf?sequence=2
Olarte, E., & Valencia, M. (2016). Evaluación del uso de la microalga Chlorella vulgaris
en el tratamiento de aguas residuales industriales (vinazas). (Tesis de
pregrado). Universidad Nacional Abierta y a Distancia. Recuperado de
http://repository.unad.edu.co/bitstream/10596/5882/3/91535665.pdf
Ortega-Salas, A., & Reyes-Bustamante, H. (2012). Cultivo de las microalgas
dulceacuícolas Kirchneriella obesa, Scenedesmus quadricauda y
Chlorococcum infusorium empleando tres medios de cultivo. Avances En
Investigación Agropecuaria, 16(2), 35–44. Recuperado de
http://ww.ucol.mx/revaia/portal/pdf/2012/mayo/3.pdf
Osanai, T., Park, Y.-I., & Nakamura, Y. (2017). Editorial: Biotechnology of Microalgae,
Based on Molecular Biology and Biochemistry of Eukaryotic Algae and
Cyanobacteria. Frontiers in Microbiology, 8(118), 1–3.
https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00118
Osorio, H., Belmar, L., & Vásquez, M. (2016). Microalgae and Cyanobacteria as Green
Molecular Factories: Tools and Perspectives. In Microalgae and Cyanobacteria
as Green Molecular Factories: Tools and Perspectives (pp. 1–13). IntechOpen.
https://doi.org/10.5772/100261
Panta, R., Macay, A., Moncayo, E., Vélez, J. (2016). Crecimiento de las microalgas
Chaetoceros gracilis e Isochrysis galbana con fertilizantes agrícolas, en
laboratorio. La técnica. 16, 44-55. Recuperado de
https://revistas.utm.edu.ec/index.php/latecnica/article/.../535/405/
Pástor, V., & Pozo, A. (2013). Evaluación del rol de la iluminancia, el pH y la cantidad
de nutrientes en el crecimiento de la microalga Scenedesmus sp. en
condiciones de laboratorio. (Tesis de pregrado). Universidad Politécnica
54
Salesiana. Recuperado de
https://dspace.ups.edu.ec/bitstream/123456789/6013/1/UPS-QT03777.pdf
Pastuzo, M. (2016). Efectos de los fertilizantes agrícolas en el crecimiento celular y
producción de pigmentos y carbohidratos en cultivos de Dunaliella cf. viridis.
(Tesis de pregrado). Universidad de Guayaquil. Recuperado de
http://repositorio.ug.edu.ec/bitstream/redug/12118/1/Tesis final Enero
2016.pdf
Peña-Castro, J., Martínez-Jerónimo, F., Esparza-García, F., & Cañizares-Villanueva,
R. (2004). Phenotypic plasticity in Scenedesmus incrassatulus
(Chlorophyceae) in response to heavy metals stress. Elsevier, 57(11), 1629–
1636. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2004.06.041
Pérez, J. (2014). Uso de los fertilizantes y su impacto en la producción agrícola.
Universidad Nacional de Colombia. Recuperado de
http://www.bdigital.unal.edu.co/39459/1/71782231.2014.pdf
Perénguez, B., & Valdez, C. (2017). Análisis de remoción de cadmio por acción de la
microalga Chlorella sp. inmovilizada en perlas de alginato. (Tesis de pregrado).
Universidad Politécnica Salesiana. Recuperado de
https://dspace.ups.edu.ec/bitstream/123456789/14211/1/UPS-QT11673.pdf
Piña, P., Medina, M., Nieves, M., Leal, S., López, J., & Guerrero, M. (2007). Cultivo
de cuatro especies de microalgas con diferentes fertilizantes utilizados en
acuicultura. Investigaciones Marinas, 28(3), 225–236. Recuperado de
http://www.rim.uh.cu/index.php/RIM/article/viewFile/101/101
Portillo, E., Mendoza, H., Jara, A., Clemente, P., Zárate, R., Ramírez, R., & Tavares,
M. (2007). Desarrollo de industrias biotecnológicas a partir de la explotación de
macro y microalgas marinas de las regiones de la macaronesia y país tercer
vecino. Recuperado de http://algabiomac.com/files/Análisis DAFO_Biotecn
Algas.pdf
Radha, S., Fathima, A., Sellamuthu, I., & Mohandass, R. (2013). Direct colony PCR
for rapid identification of varied microalgae from freshwater environment.
55
Journal of Applied Phycology, 25(2), 609–613. https://doi.org/10.1007/s10811-
012-9895-0
Ramírez, L., Ragagnin, C., Queiroz, L., & Jacob, E. (2015). Microalgas: potencial para
la producción de compuestos bioactivos nanoencapsulados. Ciencia E Natura,
37(5), 7–17. https://doi.org/10.5902/2179-460X19690
Rodríguez, S. (2010). Evaluación de microalgas y de bacterias asociadas productoras
de exoenzimas para tratamiento de aguas residuales de una extractora de
aceite de palma. (Tesis de maestría). Universidad de Zulia. Recuperado de
http://tesis.luz.edu.ve/tde_arquivos/52/TDE-2010-10-25T14:19:05Z-
695/Publico/rodriguez_puerta_sandra_milena.pdf
Sánchez, Y. (2014). Caracterización química del guano de aves marinas de la Isla
San Jerónimo, Baja California, México y su viabilidad como fertilizante agrícola.
(Tesis de maestría). Centro de Investigación Científica y de Educación Superior
de Ensenada, Baja California. Recuperado de
https://cicese.repositorioinstitucional.mx/jspui/bitstream/1007/1319/1/245271.
Sathasivam, R., & Ki, J. (2018). A Review of the Biological Activities of Microalgal
Carotenoids and Their Potential Use in Healthcare and Cosmetic Industries.
Marine Drugs, 16(1), 1–31. https://doi.org/10.3390/md16010026
Shah, M., Lutzu, G., Alam, A., Sarker, P., Chowdhury, K., Parsaeimehr, A., … Daroch,
M. (2018). Microalgae in aquafeeds for a sustainable aquaculture industry.
Jounal of Applied Phycology, 30(1), 197–213. https://doi.org/10.1007/s10811-
017-1234-z
Silva-Benavides, A. (2016). Evaluation of agricultural fertilizers on the productivity of
microalgae Chlorella sorokiniana. Agronomía Mesoamericana, 27(2), 265–275.
https://doi.org/10.15517/am.v27i2.24361
Simental, J. A., & Sánchez-Saavedra, M. P. (2003). The effect of agricultural fertilizer
on growth rate of benthic diatoms. Aquacultural Engineering, 27(4), 265–272.
https://doi.org/10.1016/S0144-8609(02)00087-0
56
Soares, J., Kriiger, R., Martins, R., Oliveira, M., Galvao, A., Terra, N., … Aredes, M.
(2017). Scenedesmus sp. cultivation using commercial-grade ammonium
sources. Annals of Microbiology, 68(1), 35–45.
https://doi.org/10.1007%2Fs13213-017-1315-x
Streit, N., Ramírez, L., Queiroz, L., Jacob, E., & Queiroz, M. (2015). Producción de
pigmentos naturales (clorofila-a) en biorrefinerías agroindustriales. Ciencia Y
Tecnología, 8(2), 29–36. Recuperado de
http://www.uteq.edu.ec/revistacyt/publico/archivos/C2_V8 N2 3Streit et al.pdf
Strickland, J., & Parsons, T. (1972). A practical handbook of seawater analysis.
Fisheries Research Board, 167, 310. Recuperado de http://www.dfo-
mpo.gc.ca/Library/1507.pdf
Tapia, I., & Manrique, M. (2015). Evaluación de cultivos de diatomeas (Bacillariophyta)
colectadas en el archipiélago Schetland del Sur de la Antártida para la
producción de lípidos. (Tesis de pregrado). Universidad Central del Ecuador.
Recuperado de http://www.dspace.uce.edu.ec/bitstream/25000/6422/1/T-
UCE-0008-100.pdf
Toledo-Cervantes, A., Garduño-Solórzano, G., Campos, J., Martínez-García, M., &
Morales, M. (2018). Characterization of Scenedesmus obtusiusculus AT-UAM
for high-energy molecules accumulation: deeper insight into biotechnological
potential of strains of the same species. Biotechnology Reports, 5(17), 16–23.
https://doi.org/10.1016/j.btre.2017.11.009
Toyub, M., Miah, M., Habib, M., & Rahman, M. (2008). Growth performance and
nutritional value of Scenedesmus obliquus cultured in different concentrations
of sweetmeat factory waste media. Bangladesh Journal of Animal Science,
37(1), 86–93. https://doi.org/10.3329/bjas.v37i1.9874
Valenzuela, E., Millán, R., & Núñez, F. (2002). Protein, carbohydrate, lipid and
chlorophyll a content in Isochrysis aff. galbana (clone T-Iso) cultured with a low
cost alternative to the f/2 medium. Aquacultural Engineering, 25(4), 207–216.
https://doi.org/10.1016/S0144-8609(01)00084-X
57
Valenzuela-Espinoza, E., Lafarga-De la Cruz, F., Millán-Núñez, R., & Núñez-Cebrero,
F. (2005). Crecimiento, consumo de nutrientes y composición proximal de
Rhodomonas sp. cultivada con medio f/2 y fertilizantes agrícolas. Ciencias
Marinas, 31(1), 79–89. Recuperado de
http://www.scielo.org.mx/pdf/ciemar/v31n1a/v31n1aa7.pdf
Velichkova, K., Sirakov, I., & Georgiev, G. (2013). Cultivation of Scenedesmus
dimorphus strain for biofuel production. Agricultural Science and Technology,
5(2), 181–185. Recuperado de http://agriscitech.eu/wp-
content/uploads/2014/05/008-Cultivation-of-Scenedesmus-dimorphus-
strain.pdf
58
ANEXOS
Anexo 1. Siembra de cultivos con Scenedesmus sp. UGB-RJ-3009
Anexo 2. Botellas con los medios de cultivo inoculados con Scenedesmus sp. con medios
nutritivos en base a fertilizantes en tres concentraciones y un control
59
Anexo 3. Lectura de estándares en el espectrofotómetro para la elaboración de la curva de
calibración de lípidos.
Anexo 4. Variación de pH en los cultivos con medios basados en fertilizantes y el control
Medios
nutritivosDia 0 Dia 5 Dia 6
Control 7 8.5 8.5
F1C1 6.5 7 7.5
F1C2 6.5 7 7
F1C3 6.5 8 7.3
F2C1 6.5 6 6
F2C2 6.5 5.5 5.8
F2C3 6.5 5.5 5.6
F3C1 6.5 8 6.6
F3C2 6.5 7 7
F3C3 6.5 7 7
60
Anexo 5. Tabla con los porcentajes de morfotipos unicelulares y cenobiales durante los días 0, 3,
4, 5, 6 y 7 en los cultivos con medios basados en fertilizantes y el medio control.
Morfotipo 0 3 4 5 6 7 0 3 4 5 6 7 0 3 4 5 6 7 0 3 4 5 6 7
Unicelular 22 54 44 46 44 47 32 99 98 97 98 97 20 28 25 23 27 26 23 93 94 95 95 96
Cenobio: 2 cel 14 1 3 6 6 5 13 1 1 2 1 2 10 8 10 8 7 7 13 2 3 3 2 2
Cenobio: 3 cel 0 1 1 0 1 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 1 2 1 1 0 0 0 1
Cenobio: 4 cel 64 44 51 48 49 47 55 0 0 0 1 1 69 59 62 64 63 63 64 3 3 2 2 1
Cenobio: 8 cel 0 1 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 5 3 3 2 3 0 1 0 0 0 0
Control (BBM) F1 (C1, C2 y C3) F2 (C1, C2 y C3) F3 (C1, C2 y C3)