WHO/CDS/CPE/PVC/2001.1

GUÍAS PARA LA EVALUACIÓN DE LAEFICACIA DEL ROCIADO ESPACIAL DEINSECTICIDAS PARA EL CONTROL DEL

VECTOR DEL DENGUE

Aedes aegypti

Por:

P. Reiter y M.B. Nathan

Organización Mundial de la Salud 2003

Se reservan todos los derechos.

Las denominaciones empleadas en esta publicación y la forma enque aparecen presentados los datos que contiene no implican, porparte de la Organización Mundial de la Salud, juicio alguno sobre lacondición jurídica de países, territorios, ciudades o zonas, o de susautoridades, ni respecto del trazado de sus fronteras o límites. Laslíneas discontinuas en los mapas representan de manera aproximadafronteras respecto de las cuales puede que no haya pleno acuerdo.

La mención de determinadas sociedades mercantiles o de nombrescomerciales de ciertos productos no implica que la OrganizaciónMundial de la Salud los apruebe o recomiende con preferencia a otrosanálogos. Salvo error u omisión, las denominaciones de productospatentados llevan letra inicial mayúscula.

La Organización Mundial de la Salud no garantiza que la informacióncontenida en la presente publicación sea completa y exacta. LaOrganización no podrá ser considerada responsable de ningún dañocausado por la utilización de los datos.

Las opiniones expresadas en la presente publicación sonresponsabilidad exclusiva de los autores cuyo nombre se menciona.

PREFACIO

Este documento ha sido preparado para responder a unarecomendación hecha en base a una consultoría informalpara el fortalecimiento de la implementación de laestrategia global para la prevención y control del dengue yel dengue hemorrágico, llevada a cabo en la sede centralde la OMS en Ginebra, del 18 al 20 de octubre de 1999,con la intención de estimular y guiar a las autoridades desalud pública a realizar evaluaciones entomológicas delimpacto del rociado espacial de insecticidas sobre elprincipal mosquito vector del dengue, el Aedes aegypti. LaOMS estará complacida de brindar ayuda a los países enadaptar estas pautas a sus necesidades locales. Sealienta a las autoridades nacionales a compartir losresultados de estos estudios y así poder asistir a la OMSen el desarrollo de estrategias regionales y globales parala prevención y el control del dengue.

Un documento complementario “Aplicación de insecticidaspor rociado espacial para el control de vectores y pestesen salud pública” se publicará en el 2003. Este documentodescribe los procedimientos operacionales y considera-ciones necesarias para asegurar el uso correcto y laaplicación de insecticidas por rociado espacial.

AGRADECIMIENTOS

El Departamento de Control, Prevención y Erradicación deEnfermedades Transmisibles agradece la contribución delautor principal de este documento, Dr. Paul Reiter,entomólogo investigador del Centro de Prevención yControl de Enfermedades, área de dengue, San Juan,Puerto Rico. También agradecemos a las siguientespersonas por hacer una revisión crítica y por la invaluablecontribución en la preparación de este documento:

• Sr. Manuel Amador, Centro de Prevención y Controlde Enfermedades, área de dengue, San Juan, PuertoRico.

• Dr. Chang Moh Seng, Universidad de Malasia,Sarawak.

• Dr. Gary Clark, Centro de Prevención y Control deEnfermedades, área de dengue, San Juan, PuertoRico.

• Dr. Dana Focks, Gainsville, Florida, USA.• Dr. Christian Frederickson, Organización Panameri-

cana de la Salud, Brasilia, Brasil.• Dr. John Invest, División de Salud Ambiental, Aventis,

Aylesbury, UK.• Sr. Manuel Lluberas, H.D. Fabricaciones Hudson,

Jacksonville, Florida, USA.• Dr. Michael Nelson, Tampa, Florida, USA.• Dr. Scott Ritchie, Unidad de Medicina Tropical en

Salud Pública, Queensland Salud, Cairns, Australia.• Dr. Tom Scott, Universidad de California, Davis, USA.• Dr. Morteza Zaim, Plan OMS de Evaluación de

Pesticidas (WHOPES), Ginebra, Suiza.

ÍNDICE

PrefacioAgradecimientos

1. Introducción 11.1 ¿Qué es el rociado espacial? 21.2 ¿Por cuánto tiempo permanece

efectivo? 31.3 ¿Por qué se usa el rociado espacial? 5

2. Procedimientos de evaluación: monitoreode la población de Aedes aegypti in situ 62.1 Ovitrampas de infusión olfativa

atrayente 82.1.1 Descripción de las ovitrampas 92.1.2 Preparación de las ovitrampas 112.1.3 Áreas de captura y sitios

de muestreo 152.1.4 Recambio del par de ovitrampas 162.1.5 Conteo de huevos e

interpretación de los resultados 17

2.2 Captura de mosquitos adultos conaspiradores de tipo mochila ensitios de reposo internos 192.2.1 Aspiradores de tipo mochila 202.2.2 Rutina de campo 212.2.3 Procesamiento de la captura 22

2.3 Ventajas y desventajas de los dosmétodos de muestreo 23

3. Bioensayos de la jaula 26

4. Resumen 29

WHO/CDS/CPE/PVC/2001.1Pag 6

Referencias seleccionadas 31

Anexo 1 33

Anexo 2 36

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1. Introducción

El Aedes aegypti es el principal vector del dengue en lasáreas urbanas. La estrategia global para la prevención ycontrol del dengue requiere un control vectorial selectivo,integrado a la participación intersectorial y comunitaria.

Durante las epidemias y períodos con un alto riesgo detransmisión, las autoridades locales usan frecuentementeel rociado espacial de insecticidas en el esfuerzo decontrolar el mosquito adulto. Este tipo de rociadonormalmente se aplica desde un equipo portátil (tipomochila o aplicador manual), o desde un equipo montadoen un vehículo, aunque también se han usadohelicópteros y avionetas de ala fija. Su efecto adulticida estransitorio y tiene poco o ningún efecto en las fasesacuáticas del vector.

La eficacia del rociado espacial es grandementeinfluenciada por una amplia gama de factores medio-ambientales y operacionales. Por esta razón, laOrganización Mundial de la Salud recomienda que lasautoridades de salud pública evalúen el impacto de estostratamientos en la población del mosquito vector bajo suscondiciones locales. Estas valoraciones deben formarparte íntegra de las operaciones de control y pueden serconsideradas como un primer paso en la determinaciónde costo-efectividad relativa a otras estrategias de control.

El presente documento fue escrito para ayudar a loscoordinadores o jefes de programas de control vectorial ya otros especialistas de salud pública a llevar a cabo talesvaloraciones. No se intenta cuantificar las densidades delvector adulto y otros parámetros entomológicosrelacionados a los umbrales requeridos para lainterrupción o reducción de la transmisión del virus, yaque esto requiere conocimiento adicional de factores que

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afectan la dinámica de transmisión del dengue bajo lascondiciones locales, como la tasa de seroconversión en lapoblación humana y la virulencia de las cepas de virus deldengue circulantes.

Los factores críticos para el uso efectivo del rociadoespacial incluyen:

• La elección del insecticida, su formulación y lasusceptibilidad de las poblaciones de mosquito adicho insecticida1.

• Dosificación.• El tamaño de las gotitas de aerosol.

Además es importante que los tratamientos sean hechos:

• A una velocidad de aplicación adecuada.• Bajo condiciones meteorológicas óptimas.• Durante los períodos de máxima actividad de

vuelo de los mosquitos.

La discusión de estos factores está fuera del alcance deesta guía; sin embargo, pueden encontrarse detalles enlos documentos pertinentes en la lista de ReferenciasSeleccionadas.

1.1 ¿Qué es el rociado espacial?

El rociado espacial es técnicamente la aerolización de uninsecticida líquido lanzado al aire en forma de centenaresde millones de gotas diminutas. Los primeros equipos 1 En muchas partes del mundo, el Ae. aegypti exhibe una susceptibilidadreducida a varios grupos de insecticidas, incluyendo aquéllos normalmenteusados más comúnmente en el rociado espacial. Por esta razón, las pruebasde susceptibilidad a insecticidas deben preceder a las evaluaciones de campo.Se detallan los procedimientos de las pruebas estándares en el documento:WHO/VBC/81.806.

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utilizados usaban insecticidas diluidos en grandesvolúmenes gasoil o agua. Un sistema movido a calor ypresión fuerza a esta solución, a través de una boquillaatomizada en una explosión poderosa de aire caliente, aproducir una densa “niebla blanca termal”. Estudiosposteriores mostraron que dichos diluyentes no erancríticos para la eficacia del método, y se desarrollaron losnuevos generadores fríos de aerosol, para administrarcantidades pequeñas de insecticida altamente concen-trado, por esta razón el término 'volumen ultra bajo'(VUB). Ambos métodos producen gotas que van de1-50 µm volumen diámetro medio (VDM).* Las gotas másgrandes tienden a caerse por gravedad mientras que lasgotas más pequeñas no impactan efectivamente en lassuperficies sólidas2 y permanecen suspendidas en el airepor períodos largos de tiempo. Las máquinas modernasde UVB están diseñadas para entregar el volumen delinsecticida al tamaño de la gota óptimo de 8-15 µm VDM.*

1.2 ¿Por cuánto tiempo permanece efectivo?

Después de la descarga de la máquina, la dispersión delas gotas es grandemente dependiente del movimientonatural del aire. En espacios abiertos, la distancia de ladispersión es esencialmente una función de la velocidad ydirección del viento, pero para aplicaciones al aire libre enzonas urbanas la situación se vuelve más compleja. Paralas aplicaciones al aire libre, la orientación, el diseño y laforma de las calles, las características térmicas y la yuxta-

2 Rociados húmedos o como gotas de rocío con un tamaño de la gota de50-100 µm puede producir un depósito del insecticida. Sin embargo, talestratamientos no son estrictamente rociados espaciales, y no se discuten aquí.Además, su uso se prohíbe en algunos países.

*NT: en la publicación número 548 de OPS “Dengue y dengue hemorrágicoen las Américas: guías para su prevención y control”, se refieren al diámetromedio de la masa (DMM) para indicar esta medida.

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posición de edificios y vegetación generan complejospatrones de corrientes de aire, transmisión y turbulenciasque determinan la vía de dispersión y el destino final delas gotas. Los factores tales como el tamaño, diseño yubicación de ventanas dictan la penetración de las gotasen los edificios. Los patrones complejos de corrientes deaire y ventilación en el interior gobiernan su movimientoentre y dentro de las habitaciones.

Las aplicaciones en ambientes internos usando el equipoportátil son menos dependientes de la dispersión ya queel operador puede dirigir el aerosol. No obstante, sitiosprotegidos del movimiento de aire reciben relativamentepocas gotas; por tanto los mosquitos que reposan en taleslugares, probablemente estén menos expuestos a entraren contacto con el insecticida.

Las gotas que quedan flotando tienden a dispersarse, yesta dispersión reduce la probabilidad que un grannúmero de ellas impacten en el mosquito en vuelo demodo de descargar la dosis letal. El ancho eficaz de lafranja de aspersión – o sea la distancia desde el punto deaplicación para que las gotas del aerosol permanezcanjuntas en gran número para lograr la muerte del mosquito– es una función operativa de la máquina, el tipo deinsecticida, la proporción de aplicación, el espectro de lagota y todos los factores referentes a la corriente de airearriba mencionados.

Normalmente se descargan aerosoles desde lasmáquinas montadas en vehículos para cubrir una franjade 60-90 m. Así, en una área abierta con una grancorriente de aire sin impedimento y una velocidad mediadel viento de 5 km/hora (83 m/min), las gotas flotarán másallá de la franja normal en aproximadamente un minuto.En áreas urbanas donde la corriente de aire es más

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compleja, la proporción y tendencia de la dispersiónpuede ser más lenta.

Los tratamientos son a veces más eficaces cuando losinsectos están activos ya que las gotas probablementeimpacten más sobre los mosquitos en vuelo que enaquéllos que están en reposo.

1.3 ¿Por qué se usa el rociado espacial?

Se recomienda el uso del rociado espacial en situacionesdonde la reducción de criaderos no ha limitado laproducción de adultos del Ae. aegypti, y el riesgo detransmisión del dengue es alto. El objetivo es reducir lapoblación hembra adulta y su longevidad tan rápidamentecomo sea posible.

En la práctica, el rociado espacial sólo puede reducir latransmisión del dengue si la población del vector estáreducida en una densidad por debajo de un umbral hastaahora no definido y variable, o si los mosquitos seexterminan antes de que los mismos alcancen un estadioen el cual pueden transmitir el virus (un mínimo de8-10 días - período de incubación extrínseco).

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En teoría, debe hacerse un mínimo de tres tratamientossucesivos a intervalos máximos de 7 días si se desea queel virus sea eliminado tanto de humanos como demosquitos3.

En la práctica es improbable que los tratamientos eliminenmás de una porción de la población salvaje delAe. aegypti, por tanto las aplicaciones deben continuarpor más tiempo para lograr una supresión óptima de latransmisión. Los objetivos principales de la evaluaciónentomológica son valorar el grado de reducción de lapoblación hembra adulta y su supervivencia que resultade la(s) aplicación(es) del rociado espacial.

2. Procedimientos de evaluación: monitoreo de lapoblación de Aedes aegypti in situ

Ya que el efecto de la aplicación de insecticidas porrociado espacial es inmediato y transitorio, la poblacióndel mosquito adulto debe supervisarse diariamente.

3 Es importante considerar los factores involucrados. Cuando una persona seinfecta por la picadura de un mosquito, los síntomas de la enfermedadgeneralmente aparecen después de 4-7 días. Éste es el período de incubaciónintrínseco . Durante la incubación, la cantidad de virus en la sangre aumentahasta alcanzar un nivel lo suficientemente alto para que el mosquito se infectecuando se alimenta de ésta. El resultante período de infectividad empiezapoco antes del inicio de síntomas, y generalmente permanece hasta pasados4-5 días. Aun así, si se aplica el rociado para eliminar todos los mosquitosinfectados, el virus sobreviviría en la población humana por un total de7-12 días, y podrían infectarse mosquitos que surgieron y se alimentarondurante este período. Es más, cuando un mosquito ingiere el virus en unaingesta de sangre, un mínimo de 8-10 días debe pasar antes de que el insectosea capaz de transmitir el virus - el período de la incubación extrínseco.Ciertamente, para el control eficaz del dengue, los insectos que surgendespués del tratamiento inicial pero dentro de los 7-12 días del período deincubación o infectividad, deben eliminarse a intervalos menores que delperíodo de la incubación extrínseco, de otra forma el virus pasará a nuevoshuéspedes humanos.

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El principio de las evaluaciones descrita en esta guía esque un monitoreo pre-tratamiento sea llevado a cabo endos áreas durante por lo menos tres días; una áreatratada y otra área no tratada; ambas áreas sondiariamente monitoreadas durante una semana o hastaque la población de mosquitos en el área rociadarecupere niveles encontrados en el pre-tratamiento. Elimpacto del tratamiento se evalúa comparando loscambios en el recuento diario de la población, y para lascapturas de hembras adultas en reposo, también loscambios en la paridad, en el área tratada contra el área notratada.

Las áreas tratadas y las no tratadas deben ser tansimilares como sea posible con respecto al tipo deviviendas, características socio-económicas, diseño de lascalles y otros factores que probablemente puedan afectarlos mosquitos destinatarios y el movimiento del aerosol.Para minimizar el efecto de mosquitos que entran de losbarrios no tratados, el área tratada debe incluir una 'zonabuffer o de amortización', que se extienda idealmente1000 m más allá del área central de evaluaciónentomológica. Las barreras naturales, como los ríos,espacios abiertos grandes, o bosques densos puedensustituir la 'zona buffer o de amortización'.

En cualquier evaluación, es preferible usar más de unmétodo de monitoreo. El nivel de conocimientos de lostrabajadores y la disponibilidad de equipo y otros recursosinfluirá en la elección del método a ser utilizado.

Se recomiendan dos métodos para el Ae. aegypti:

l Ovitrampas de infusión olfatoria atrayente que sirvenpara monitorear la presencia de huevos (oviposición).

l Aspiradores tipo mochila que sirven para monitorearla población de adultos en reposo.

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Ambos métodos han dado resultados útiles en variospaíses bajo ciertas condiciones. Sin embargo, como entodas las técnicas de muestreo de campo, cada una tienesus ventajas y desventajas que deben evaluarse antes desu uso bajo las condiciones locales.

Las capturas con sebo humano de hembras adultas deAe. aegypti también han sido usadas para monitorear loscambios diarios en la abundancia de la población delvector. Sin embargo, el método es muy laborioso, ineficazy muy dependiente de las habilidades del que realiza lacaptura así como también de cuán atrayente sea lasangre para los mosquitos. Es más, en la ausencia de unavacuna o profilaxis, el riesgo de infección con el virus deldengue es de suficiente preocupación para que enalgunos países este método de captura sea consideradoinaceptable éticamente. Por dicha razón, el método no hasido incluido en esta guía.

2.1 Ovitrampas de infusión olfatoria atrayente

En su hábitat natural en África, el Ae. aegypti se cría enlos agujeros de los árboles, en las axilas de las hojas yotros sitios naturales pequeños donde el agua seacumula. Sin embargo, en las villas y las zonas urbanas alo largo de las áreas tropicales y sub-tropicales la especieha adaptado una amplia variedad de recipientesartificiales que le sirven como sitios de oviposición. Lashembras generalmente distribuyen sus huevos(ovispostura) entre varios sitios, simplemente pegados ala superficie sólida inmediatamente por debajo del niveldel agua.

Las ovitrampas son recipientes de un tamaño convenienteque se colocan en el campo para capturar los huevos delmosquito. Las jarras de vidrio pintadas de color negro,conteniendo agua limpia y una paleta de madera o de

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’masonita', actúan como un substrato para la oviposición,el cual fue extensamente usado a mediados del siglo 20durante la campaña de erradicación del Ae. aegypti en laregión de las Américas. En situaciones donde se hanreducido las poblaciones del vector a niveles bajos talesque la búsqueda de larvas resulte improductiva, dichométodo era un indicador útil de la presencia o ausencia delas especies. Sin embargo, es impropio para supervisar laactividad de oviposición diaria ya que deben dejarse en elcampo durante varios días (normalmente una semana).

Las infusiones de heno son mucho más atractivas a lashembras grávidas que el agua limpia; por consiguientepueden desplegarse ovitrampas con infusión de heno enuna base diaria. El promedio de huevos por trampa pordía es una función del número de hembras presentes y suactividad de oviposición.

2.1.1 Descripción de las ovitrampas

Se recomienda usar jarras o frascos de vidrio o plásticoalrededor de 500 ml, preferentemente de color oscuro.Las dimensiones no son críticas, pero todas las jarras quese usan en un estudio particular deben ser idénticas.

La infusión debe hacerse empapando una cantidad fija deheno seco4 en una cantidad fija de agua limpia de grifo ocanilla (por ejemplo 500 g en 120 l).

4 Otro material de plantas secas puede usarse, pero debe probarse su eficaciapreviamente en el campo. Algunos trabajadores de campo han encontradoque la alfalfa seca es inapropiada.

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El Ae. aegypti prefiere oviponer en una superficie rugosa,por tanto la superficie interna de los frascos o las jarras secubren con un papel rugoso absorbente que permaneceduro aun cuando está húmedo5. Este papel se corta de untamaño tal que encaje cómodamente dentro de la jarra,superponiéndolo de modo que tape toda la superficieinterior de la misma para asegurar que los huevos seanpuestos en el papel.

Las jarras se preparan en pares; una debe contener lainfusión de heno y la otra una dilución al 10% de la mismainfusión (una parte de infusión más nueve partes de agua)(Fig. 1). La infusión diluida usualmente recibe más huevospero la presencia de la infusión pura agrega atractivo alpar de ovitrampas.

Fig. 1. Jarras de ovitrampas. Las jarras o frascos son siemprepreparadas en pares, una con la infusión pura y la otra con la dilución.

5 Un producto satisfactorio es el papel #76 usado en la germinación desemillas, con un peso pesado extra, de la Anchor Paper Co, Box 65648,St. Paul, Minn. 55165, EE.UU. Pueden también usarse tiras de madera omasonita en lugar del papel, pero los frascos deben mantenerseescrupulosamente limpios para evitar que las hembras pongan sus huevos enla superficie del frasco. Pero es preferible el papel porque los huevos seencuentran uniformemente distribuidos y son por consiguiente más fáciles decontar.

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2.1.2 Preparación de las ovitrampas

El procedimiento de la captura debe “estandarizarse"tanto como sea posible. Algunos puntos importantes son:

• Las infusiones deben hacerse en un lugar bajosombra.

• Una nueva infusión debe prepararse siete días antesdel día de la captura, para que el atractante tengasiempre el mismo tiempo de preparación que en sudía de uso (Figs. 2, 3).

• El mismo lote de heno debe usarse para un estudiocompleto (la calidad de heno puede ser bastantevariable).

• La infusión debe filtrarse, a través de un cedazo ocolador antes de su uso, de modo de eliminar losrestos sólidos flotantes (Fig. 4).

• La infusión diluida debe prepararse inmediatamenteantes de llenar los frascos (Fig. 5).

• Los frascos deben colocarse en bandejas, apilados deforma tal que se impida vuelcos o derramamientosdurante el transporte y deben ser llenados con dostercios de la infusión o con la dilución, usando unataza u otra medida (Fig. 6).

• Deben arreglarse e identificarse claramente los paresde trampas en las bandejas de forma tal que se eviteconfusión.

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• Después de agregar la infusión, se agrega el papelpara capturar los huevos, previamente etiquetado ymarcado con un lápiz, el número de sitio y la fecha.Éste debe insertarse cómodamente para encajar conlas paredes del frasco (Fig. 7).

• Las bandejas con los frascos deben protegerse de lalluvia, la luz del sol directa y los mosquitos durante eltransporte, el cual preferentemente debe ser en unvehículo cubierto.

Fig. 2. Preparación de la infusión. El heno seco es pesado en unabalanza a escala.

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Fig. 3. El heno es inmerso en un recipiente conteniendo agua de grifo;en este caso, 500 g de heno es añadido a 120 litros de agua.

Fig. 4. Luego de siete días el material sólido es removido usando uncedazo o un colador de cocina.

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Fig. 5. La infusión diluida al 10% se prepara justo antes de llenar lasjarras de ovitrampas.

Fig. 6 Llenado de las jarras de ovitrampa. La infusión se carga en lasjarras hasta dos tercios del volumen, usando una taza u otra medida.Éstas deben colocarse en filas alternadas y claramente marcadas(no diluido/diluido) y apilados en la bandeja de forma tal que se evitederramamientos durante el transporte.

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Fig. 7. Inserción del papel en la ovitrampa. Los papeles se pre-etiquetan con un lápiz escribiendo el número de sitio y fecha. El papelrugoso absorbente se corta a un tamaño tal que encaje y sesuperponga de forma que la superficie interior del frasco no seaexpuesta.

2.1.3 Áreas de captura y sitios de muestreo

El objetivo de la captura es hacer muestreos en bastantessitios para obtener una estimación válida estadísticamentedel promedio de huevos por sitio por un período de24 horas. Es difícil dar una cantidad específica pero laexperiencia sugiere que por lo menos deben probarse25-30 sitios. En una área de captura de 100 casas,aproximadamente en cada tercera o cuarta casa debehacerse un muestreo. Ciertas consideraciones prácticaspodrían afectar la selección de las casas en donde seránpuestas las ovitrampas. Por ejemplo, los predios conportones cerrados con llave u otros obstáculos puedenimpedir el trabajo de los colectores. Los sitios en dondehay niños pequeños, animales domésticos y pájarosdeben evitarse porque pueden perturbar las ovitrampas.

El Ae. aegypti usa señales visuales para localizar sussitios de oviposición, por lo que las ovitrampas debencolocarse en lugares en donde sean muy visibles. Es ideal

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en la base de una pared protegida de la lluvia y la luzdirecta del sol. También es preferible un fondo pálido,para contrastar con el color oscuro de los frascos. Losoperadores deben explicar el propósito de su trabajo aljefe de familia y solicitar su permiso para realizar elestudio. Se les debe explicar claramente que los pares deovitrampas se reemplazarán al mismo tiempo, todos losdías, que los frascos no deben interferirse de formaalguna, y que la infusión es completamente natural einofensiva para las personas y los animales domésticos.

2.1.4 Recambio del par de ovitrampas

Dos operadores con un vehículo deben poder retirar cercade 100-150 pares de ovitrampas cada mañana. El trabajodebe restringirse al período de menor actividad deoviposición, típicamente dos horas después de la salidadel sol y por lo menos cinco horas antes del ocaso. Elnuevo par de ovitrampas debe intercambiarse por el viejoen la misma posición y en el mismo momento del díacomo en el día anterior. La infusión del viejo par debedesecharse y no debe reusarse. Los operadores debenguardar un registro de su trabajo (vea ejemplos deformularios de campo y laboratorio en el Anexo 1). Si sehan perturbado las trampas de forma alguna, esto debeser anotado y el papel para huevos de ese sitio debe serdesechado. En el vehículo, deben quitarse los papeles,doblarlos por la mitad (con los huevos hacia adentro) ytransferirlos a un contenedor cubierto (Fig. 8). Los mismospueden ser apilados pero flojamente para permitir lacirculación aérea, y protegerlos de la luz del sol y el calorexcesivo.

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Fig. 8. Capturando los papeles la infusión es descartada y el papel esremovido, doblado con los huevos hacia la parte interior y transferidoa un contenedor cerrado.

2.1.5 Conteo de huevos e interpretación de resultados

Los huevos son visibles a simple vista pero, para tenerexactitud, es mejor contarlos en el laboratorio con laayuda de una lupa o un microscopio binocular con unaamplificación de x10 (Fig. 9). Cuando muchos huevosestán presentes, un contador manual es una herramientaútil para esta tarea. También es muy útil delimitar áreasen el papel con un lápiz y contar los huevos por sección.

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Fig. 9. Contando los huevos. Un contador manual es útil en la tarea.

Si hay necesidad de eclosionar los huevos para quepuedan surgir larvas para la identificación de la especie,los papeles deben guardarse húmedos durante 2-3 días,luego se cuelgan por unas líneas durante 1-2 días parasecarse a temperatura ambiente (Fig. 10). Luego dichospapeles ya pueden ser guardados en cajas o en bolsasselladas hasta el momento del conteo. Los huevospermanecerán viables durante al menos dos mesessiempre que éstos sean guardados en un ambientefresco, ligeramente húmedo y protegido de cucarachas yhormigas.

El número de huevos por papel debe anotarse en elformulario de campo. En regiones donde los huevos deotras especies de Aedes probablemente serán capturados(por ejemplo Ae. albopictus o Ae. polynesiensis) debencriarse las muestras de larvas salidas de los huevos hastaalcanzar el tercer o cuarto estadio y examinarlas paradeterminar las especies presentes.

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Fig. 10. Acondicionando los huevos para que puedan eclosionar parala identificación de la especie de la larva. Los papeles debenguardarse húmedos durante 2-3 días, luego se cuelgan por unaslíneas durante 1-2 días para secarse a temperatura ambiente. Luegodel secado se almacenan en contenedores cerrados hasta por3 meses. Un pequeño pedazo de algodón embebido en agua puedeser incluido para mantener la humedad.

2.2 Captura de mosquitos adultos con aspiradorestipo mochila en sitios de reposo internos

El Ae. aegypti raramente se encuentra lejos de lashabitaciones humanas y rápidamente entra a los edificios.De hecho, la mayor actividad ocurre dentro de lashabitaciones o en sitios al aire libre cubiertos cercanos ala vivienda. Los adultos pueden descansar en el interioren muchos sitios ecológicos, gran parte del día, enlugares oscuros y apartados. Los mosquitos en reposopueden capturarse en tales sitios utilizando aspiradoresportátiles de boca o a baterías o en vuelo con una red demano. Sin embargo, ambos equipos consumen muchotiempo al operador, son difíciles de usar en habitacionesoscuras, y son muy dependientes de la visión, habilidad ydiligencia del operador.

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2.2.1 Aspiradores de tipo mochila

Un dispositivo más eficaz es el aspirador de tipo mochila(Fig. 11). Un aspirador impulsado por una batería de12 voltios es bastante potente para capturar mosquitosque se encuentren a 10-15 centímetros de la boca delcontenedor de captura, sin dañar o matar a losespecímenes. El tubo flexible permite el acceso a sitioscomplicados. Los componentes usados en el armado delaspirador pueden comprarse en muchos sitios. El diseño ylos detalles para el ensamblaje local fueron publicados porClark et al. (1994).

Fig. 11. El aspirador tipo mochila. El dispositivo es fácil de construirusando como soporte una mochila, junto con un motor de aireacondicionado y un ventilador de automóvil, un mango flexible, y untubo de PVC.

Los operadores trabajan mejor en pares, uno de ellosaspira metódicamente en los sitios donde es probableencontrar a los mosquitos reposando o en vuelo, mientrasque el otro facilita el acceso moviendo mobiliario, ropa yotros artículos. Durante este esfuerzo el uso auxiliar deuna red de mano para capturar los mosquitos puedeagregar especímenes a la captura.

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Los armarios, roperos de las áreas de dormitorios, detráso entre la ropa colgada, son a menudo sitios muyproductivos para la captura de los adultos en reposo. Enviviendas con más de una habitación, es útil identificar lashabitaciones más productivas antes de empezar unaevaluación. Concentrándose en dos o tres de este tipo dehabitaciones por casa, un par de operadores puede tomarmuestras de 10-15 casas por mañana.

Como una alternativa al aspirador tipo mochila del CDC,algunos operadores han usado una modificación hecha encasa, la aspiradora 'tipo-barril'. Estos aparatos debentener una succión suficientemente potente para podercapturar los mosquitos en vuelo 10-15 centímetros de laboca del recipiente de captura y además requieren unafuente accesible y fiable de electricidad en cada casa.

2.2.2 Rutina de campo

Como en las capturas con las ovitrampas, el objetivo esobtener una muestra válida estadísticamente de lapoblación de hembras adultas dentro de una área,expresada como el promedio de mosquitos por habitacióno por casa. Un solo vaso colector puede usarse para lahabitación, o para todas las habitaciones examinadas porcasa. Como con las ovitrampas, la máxima confiabilidadse logra "estandarizando" el procedimiento tanto comosea posible. Algunos puntos muy importantes:

• Las capturas deben hacerse durante el período demínima actividad de vuelo, normalmente desde lamedia mañana hasta principios de la tarde.

• El muestreo debe hacerse en las mismashabitaciones, en el mismo período de tiempo porlos mismos operadores cada día.

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Los recipientes de captura deben etiquetarse con la fechay sitio de la captura. Los mismos deben transportarse allaboratorio con sus tapas bien cerradas, en frío parareducir la proporción de procesos fisiológicos y prevenirlas pérdidas debido a otros insectos rapaces capturados(arañas, hormigas, etc.).

Es difícil dar una guía específica en cuanto al número decasas o habitaciones dentro de las casas que debenincluirse en el muestreo. Para tener una idea, por ejemplo,si se trabaja con dos habitaciones por casa y 25 casastienen un rendimiento promedio de por lo menos 0.5-1.0mosquitos por habitación, durante varios días, la muestraprobablemente será adecuada para revelar los cambiosen la densidad de hembras y las tasas de paridad comoresultado del tratamiento con el insecticida.

2.2.3 Procesamiento de la captura

En el laboratorio, los mosquitos capturados puedenmatarse poniendo los recipientes de la captura dentro deuna bolsa plástica con una pequeña almohadillahumedecida con acetato de etilo, o en un congelador. Losmosquitos deben ser separados por sexo y las hembrasde Ae. aegypti deben ser contadas.

Donde las habilidades técnicas y recursos seandisponibles, las hembras no alimentadas y frescas debendiseccionarse para determinar y comparar las tasas deparidad en las áreas rociadas y las no rociadas, usando elmétodo de examinación ovárico-traqueolar (Anexo 2). Unareducción significativa en la tasa de paridad en un períodode dos días siguientes al rociado lo cual no se observa enel área no rociada (mientras todos los otros factorespermanecen iguales) es un indicativo de que el insecticidatuvo el efecto esperado; por tanto una gran proporción de

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mosquitos que emergen después del rociado seránnulíparos.

2.3 Ventajas y desventajas de los dos métodos demuestreo

Cada uno de los métodos de muestreo de mosquitos tienesus ventajas y desventajas que se resumen acontinuación en la tabla 1.

Método Ventajas Desventajas

(1) Ovitrampas deinfusión olfatorioatrayente

Barato, equipamientosimpleMínimas aptitudes deconocimiento y diligenciarequeridas al operador

Mínima influenciasubjetiva del operadorsobre la captura

Muestreo eficiente: dosoperadores puedenmanejar 100-150ovitrampas diariamente

No se necesita entrada enel interior de las viviendas.Mínima intromisión en laprivacidad

Conocimientos delaboratorio mínimos

Riesgo mínimo para eloperador durante elmanejo de las ovitrampas

Monitoreo de uncomponente de poblaciónepidemiológicamenteimportante (hembrasgrávidas)

No es una medida directade la abundancia delmosquito: los resultadosson una función delnúmero de hembrasgrávidas presentes y suactividad de oviposición

Si otra especie de Aedesdiferente a Ae. aegypti estápresente, la identificaciónconsumiría más tiempo yrequeriría un nivel másalto de habilidades

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Método Ventajas Desventajas

Captura interior conaspirador

Muestreo directo de lapoblación en reposo

Captura de hembras entodos los estadiosfisiológicos; puede serestimada la relaciónparidad / longevidad

Las aptitudes, losconocimientos y diligenciadel colector pueden seraltamente variables

Trabajoso (dos operadorespueden hacer un muestreode un máximo de 10-20habitaciones por día)

La entrada en la casa esnecesaria; la presencia ycolaboración de losdueños de casa esobligatoria, y las capturasrequieren repetidaintromisión en laprivacidad

Equipamientorelativamente caro y parasu construcción local serequiere de conocimientos

Las baterías necesitan uncuidadoso cargado ymantenimiento

El ácido de las bateríaspuede ser peligroso

Tabla 1. Ventajas y desventajas de las ovitrampas de infusiónatrayente y la captura de mosquitos adultos en reposo conaspiradores tipo mochila.

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La tabla 2 proporciona un ejemplo de los recursosnecesarios para una evaluación de campo típica en la quese supervisan poblaciones de mosquito en una áreatratada y en otra no tratada usando ovitrampas de infusiónatrayente y aspiradores tipo mochila.

Ovitrampas Captura de adultos enreposo

Operadores 2 8

Vehículos 1 2

Equipamientobásico

• 240 ovitrampas• 12 bandejas plásticas• 7 contenedores de

basura• colador de cocina (para

eliminar desechossólidos del heno)

• 3 baldes o tamboras• los papeles de

germinación de semilla(para los huevos)

• 1 lente de aumento• heno• sitio sombreado para la

preparación deinfusiones

• suministro de agua

• 4 aspiradores tipomochila

• 8 motores a batería(12 voltios)

• 2 cargadores de batería• 60 contenedores de

captura• 4 redes de mariposas• 4 conservadoras o cajas

frías• 8 paquetes de hielo• sitio para cargar baterías

Sitios de muestreopor área

30 10 casas por grupo,3 habitaciones por casa

Total de muestras 60 120

Tabla 2. Un ejemplo de los recursos necesarios para una típicaevaluación de campo usando las ovitrampas de infusiónatrayente y los aspiradores tipo mochila en una área tratada y enotra no tratada.

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3. Bioensayos de la jaula

Los bioensayos con mosquitos enjaulados se han usadoampliamente en los trabajos de rociado espacial contra ungran rango de especies de mosquito incluso elAe. aegypti. El sitio de ubicación de las jaulas afectagrandemente la mortalidad, pero esto no es una medidadel impacto global del rociado en la población delmosquito vector, por ejemplo, se observan grandesdiferencias entre las proporciones de mortalidad en lasjaulas colocadas en sitios al aire libre si se compara conaquellas jaulas ubicadas en la vegetación densa, y entrelas jaulas suspendidas en el centro de las habitacionescomparando con aquéllas suspendidas en los armarios deropa. Sin embargo, estas jaulas dan una indicación de ladispersión y penetración de las gotas. También son útilespara comparar la mortalidad de las cepas de Ae. aegyptilocal con cepas de referencia susceptibles.

El diseño de la jaula, los materiales y el tamaño de lamalla influencian los resultados del ensayo. Las pruebasde túnel de viento indican que una pantalla cilíndrica conel eje longitudinal en posición perpendicular a la base esun diseño conveniente de jaula, sin tener en cuenta ladirección del viento. Un diseño de jaula simple puedeconstruirse de una malla de nilón número 16 y 2 clavijasde 2.5 centímetros con un largo de 2 centímetros(Fig. 12).

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Fig. 12. Bioensayo de jaula. El tubo se fabrica con una malla denilón 16. Los extremos se tapan con una clavija de 2.5 cm con 2 cmde largo aseguradas por un tarugo de caucho. Los mosquitos seintroducen a través de un agujero en la parte de abajo a través de untapón que es cerrado con un taco de lana de algodón empapado en elagua.

Los mosquitos para el bioensayo deben obtenerse dehuevos capturados en el campo. Las larvas que emergende los huevos eclosionados deben criarse sinhacinamiento y con un suministro de comida adecuadopara asegurar uniformidad en el tamaño. Poco antes deltratamiento, 20-25 hembras de 24-36 horas de vidaalimentadas en una solución de azúcar al 2.5%, debentransferirse a cada jaula del bioensayo. Las jaulas debentransportarse al campo en cajas protegidas del calorextremo. Por lo menos deben colocarse las jaulas encinco casas dentro del área del tratamiento. Como unmínimo para la evaluación de rociado espacial aplicado alaire libre desde las máquinas montadas en los vehículos o

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desde aviones, deben localizarse las jaulas en cada casaen los siguientes sitios: (a) patio de enfrente; (b) patiotrasero; (c) en el interior de un sitio expuesto y (d) dentroen un sitio protegido. El mismo número de jaulas debenexponerse en estos mismos sitios en el área no tratada.

Treinta minutos después de la exposición, las jaulasdeben quitarse y ser llevadas al laboratorio en sus cajasde transporte. Los mosquitos deben ser adormecidos oinmovilizados usando el anhídrido carbónico oponiéndolos durante unos minutos en un refrigerador;transfiriéndolos tan rápidamente como sea posible a unajaula de mantenimiento limpia y claramente marcada. Encada una de estas jaulas debe haber un trozo de algodónempapado en agua, y mantenerlas a temperaturaambiente (Fig. 13). La mortalidad en todas las jaulas debedeterminarse 24 horas después de la aplicación delrociado.

Fig. 13 La jaula de mantenimiento. Después de la exposición en lajaula de bioensayo, se transfieren los mosquitos a una jaula demantenimiento simple a temperatura ambiente. La mortalidad esdeterminada después de 24 horas.

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4. Resumen

Todos los métodos de captura de mosquitos tienenlimitaciones prácticas e introducen sesgos en el muestreo.Los dos métodos recomendados en esta guía, lasovitrampas de infusión atrayente y la captura conaspiradores tipo mochila, muestran porciones diferentesde la población de mosquitos adultos. El primeromonitorea selectivamente la gravidez y actividad depostura de huevos de las hembras, mientras que elsegundo monitorea a la población de hembras dentro delos sitios de reposo interior en todas las fases de su ciclogonadotrófico. Ambos métodos se desarrollaron parapermitir a las autoridades de salud pública evaluar elimpacto de la aplicación del rociado espacial deinsecticidas monitoreando diariamente la población deAe. aegypti.

Las ovitrampas de infusión atrayente son baratas ysimples de operar, necesitan una mano de obra mínima yson menos dependientes de las habilidades y la diligenciadel operador. Las capturas en los sitios de reposo con elaspirador tipo mochila monitorean a la población adulta deuna manera más directa y proporcionan materialadecuado para la determinación de la tasa de paridad. Sinembargo, son más laboriosas y requieren mayor habilidady dedicación, además de la intromisión al interior de lasviviendas. Si se dispone de recursos, el uso simultáneo deambos métodos aumentará la confianza en los resultados.

Por el bioensayo de la jaula puede obtenerse informaciónacerca del movimiento de los aerosoles en el áreadesignada pero este método no debe considerarsesustituto para supervisar los efectos del rociado espacialsobre la población del vector.

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El objetivo último de las evaluaciones operacionales esdeterminar si el rociado espacial es eficaz en lascondiciones locales y, en caso afirmativo, con quéfrecuencia deben aplicarse estos tratamientos para tenerefectos en la transmisión del dengue. Las autoridadeslocales deben realizar dichas evaluaciones paradeterminar si el rociado espacial es una intervención desalud pública útil.

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Referencias seleccionadas

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Detinova, T.S., 1962: Age grouping methods in Diptera ofmedical importance with special reference to some vectorsof malaria. WHO Monograph Series, No. 47, World HealthOrganization, Geneva.

Focks, D. A., K. O. Kloter, and G. T. Carmichael, 1987:The impact of sequential ultra-low-volume ground aerosolapplications of malathion on the population dynamics ofAedes aegypti (L.). Am J Trop Med Hyg, 36, 639-47.

Fox, I. and P. Specht, 1988: Evaluating ultra-low-volumeground applications of malathion against Aedes aegyptiusing landing counts in Puerto Rico, 1980-84. J Am MosqControl Assoc, 4, 163-7.

Gerberg, E., Barnard, D. and Ward, R., 1994. Manual forMosquito Rearing and Experimental Techniques.(revised), American Mosquito Control Association.

Mount, G. A., 1998: A critical review of ultra-low-volumeaerosols of insecticide applied with vehicle-mountedgenerators for adult mosquito control. J Am Mosq ControlAssoc, 14, 305-34.

Newton, E. A. and P. Reiter, 1992: A model of thetransmission of dengue fever with an evaluation of theimpact of ultra-low-volume (ULV) insecticide applicationson dengue epidemics. Am J Trop Med Hyg, 47, 709-20.

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Reiter, P. and D. J. Gubler, 1997: Surveillance and controlof urban dengue vectors. Dengue and DengueHemorrhagic Fever, D. J. Gubler and G. Kuno, Eds., CABInternational, 425-462.

Reiter, P., M. A. Amador, and N. Colon, 1991:Enhancement of the CDC ovitrap with hay infusions fordaily monitoring of Aedes aegypti populations. J Am MosqControl Assoc. 7, 52-5.

Organización Mundial de la Salud, 1997. Denguehemorrágico. Diagnóstico, tratamiento, prevención ycontrol. 2da. edición. Organización Mundial de la Salud,Ginebra.

Organización Mundial de la Salud, 2003. Aplicación deinsecticidas por rociado espacial, para control de vectoresy pestes en salud pública. Una guía para el practicante.WHO/CDS/WHOPES/GCDPP/2003.5.

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Anexo 1

Formularios de campo y de laboratorio

Los datos no tendrán ningún valor si éstos no sonregistrados con precisión. Cada método brinda datosbasados en una rutina de 24 horas, por tanto diariamentedebe utilizarse un nuevo formulario de registro tanto decampo como de laboratorio. Los formularios que sepresentan a continuación son ejemplos que puedenadaptarse para su uso local.

Si hay datos perdidos, éstos deben registrarsecuidadosamente. En el caso de ovitrampas, losoperadores de campo deben registrar la situación de lasjarras y su captura al día siguiente. Si se han perturbadolos datos de uno o ambos frascos, se deben omitir dichosdatos de ese par para ese día y escribir una nota alefecto, registrando el hecho acontecido, en el margen dela hoja de datos de campo. Es altamente recomendableque los colectores apunten cualquier observación u otrainformación pertinente.

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OVITRAMPAS. FORMULARIO DE CAMPO Y DE LABORATORIODistrito y localidad:_______________________________

Día decolocación

Día decaptura

Número de huevos

# Calle Número Jarra A Jarra B Jarra A+B

1 2 3 4 5 6 7 8 9

101112131415161718192021222324252627282930

TOTAL

Total de pares de ovitrampas ____

Promedio de huevos por par de ovitrampas ____

Notas: ________________________________________________

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ASPIRADORES TIPO MOCHILA.FORMULARIO DE CAMPO Y DE LABORATORIO

Distrito y localidad: __________________ Fecha: _________

Cuarto 1 Cuarto 2 Cuarto 3Númerototal de

hembrasDisecciones

Númerode

hembras

Númerode

hembras

Númerode

hembras

Númerode nulí-paras

Númerode

paridas

# Calle Número

Total

Total de casas muestreadas _____ Total de cuartos muestreados _____

Total de hembras capturadas _____ Tasa de paridad (%) _____

Promedio de hembras por casa _____

Promedio de hembras por cuarto _____

Notas: _____________________________________________________

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Anexo 2

Disección de ovarios y determinación de la tasa deparidad

Propósito

Determinar los cambios en la tasa de paridad de lapoblación de hembras adultas debido al efectomortífero del insecticida.

Equipo esencial

El microscopio de disección, el microscopiocompuesto, bisturí, pinzas de disección, placas, elcuentagotas, agua destilada.

Disección de los mosquitos hembras para obtener losovarios para la determinación de la tasa de paridad

Por examen de los ovarios, uno puede saber si unmosquito (hembra) es parida (ha puesto un lote dehuevos por lo menos) o nulípara (no ha puestoningún huevo)

Sólo las hembras que están sin alimentarse orecientemente alimentadas son convenientes para serusadas en este método para determinar la paridad.Para diseccionar los ovarios el procedimiento es elsiguiente:

• Remover piernas y alas de la hembra reciénmuerta.

• Colocar el mosquito en una placa y añadir unagota de agua destilada.

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• Mientras sostiene el tórax con una pinza, estirar lapunta del abdomen fuera del resto del cuerpo conotra pinza sostenida con la otra mano. Los ovariossaldrán entonces del abdomen.

• Cortar a través del oviducto común y separar losovarios del resto del espécimen.

• Transferir los ovarios a otra placa, agregar unagota de agua destilada y dejar secar.

*Ovary: ovario*Stomach: estómago*Malpighian tubules: tubos de Malpigi

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Diferenciación entre ovarios paridos o nulíparos

• Examinar los ovarios secos bajo un microscopiocompuesto usando el objetivo de x10, y si esnecesario, confirmar con el objetivo de x40.

• Las hembras en las cuales en sus ovarios se hanenrollado las traqueolas en forma de madejas sonnulíparas.

• Los ovarios en los cuales las traqueolas se hanagrandado son paridos.

• En algunas hembras no todos los huevosdesarrollados se oviponen; si algunos huevos(normalmente menos de cinco) se retienen en losovarios, la hembra es parida.

*Skeins: madeja, ovillo*Tracheal: traqueolas*Nulliparous ovary: ovario nulíparo*Enlarged: distendido*Parous ovary: ovario parido