UNIVERSIDAD PRIVADA SAN JUAN BAUTISTA
Facultad de Ciencias de la SaludEscuela Profesional de Medicina Humana
Cátedra de Fisiología Humana
GUÍA DE PRÁCTICASde
FISIOLOGIA HUMANAAutores:
Docentes del CursoDr. Carlos Ramírez VelascoDra. Pedro Núñez HuamaníDr. Enrique Ávila Zamora
Dr. Edgar Zárate Sáez
LIMA - PERÚ
BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE FISIOLOGIA HUMANAOBTENCION DE MUESTRAS BIOLOGICAS PARA EXPERIMENTACION EN
ANIMALES Y SERES HUMANOS.MANEJO DE ANIMALES DE
EXPERIMENTACION.
Introducción
Definición de Bioseguridad:Es el conjunto de normas preventivas para proteger la salud y brindar seguridad al personal que trabaja ensalud frente a los diferentes riesgos producidos por agentes: biológicos, físicos, químicos y mecánicos.
Agentes de riesgo o causantes de daño: agentes biológicos trasmitidos por ingesta, inhalación, inoculación,y por contacto directo a través de piel y mucosas.
Agentes físicos y mecánicos: Temperaturas extremas, radiaciones ionizantes, contacto y conexioneseléctricas, defectuosas, vidrios rotos.Agentes químicos: corrosivos, tóxicos, carcinogénicos, inflamables, explosivos.
La Bioseguridad implica una acción de conjunto: Todos deben cumplir las normas de Bioseguridad: "Eldescuido de una persona es el riesgo de todos"
Riesgo Biológico: es la probabilidad de infectarse con un agente patógeno (agente patógeno se llama atoda aquella noxa que es capaz de producir una enfermedad en la actividad laboral.
Exposición: Es un contacto que implica riesgo con un patógeno capaz de trasmitirse por la vía donde seestá produciendo la exposición.
Propósito de la Bioseguridad:Promover la salud de los trabajadores de salud mediante la vigilancia de las actividades de cada área detrabajo en salud para prevenir las exposiciones a fluidos con riesgo biológico y vigilancia delcumplimiento de las normas de bioseguridad. Además promover, sugerir y establecer políticas que apoyenla educación continua de los trabajadores de salud.
Debe tenerse un suministro oportuno y continuo de insumos necesarios para la protección.La disponibilidad de agua potable es primordial.Disponibilidad de lavamanos cerca del área de atención de pacientes ó Laboratorio de trabajo.
PRACTICAS DE SEGURIDAD
Todo el personal que trabaja en el laboratorio fisiológico o ingresa a él debe seguir reglas de seguridad.Las normas de seguridad son obligatorias y son esenciales no solamente para la acreditación académica,sino porque consisten en prácticas que otorgan seguridad y protección al personal, alumnos einvestigadores que trabajan en los laboratorios bioquímicos, fisiológicos, bacteriológicos, biológicos,químicos, etc. Muy especialmente en el campo médico donde trabajamos con muestras ó materialbiológico que es considerado potencialmente patógeno ó patógeno. La máxima seguridad y protección esnecesaria en estos casos
PRACTICAS GENERALESSe prohíbe fumar, comer y aplicarse cosméticos, para evitar la diseminación de agentes infecciosos oproductos químicos tóxicos de las mallas hacia la boca. Con el fin de evitar el contacto con agentesinfecciosos o diseminarlos, debe utilizarse alguna prenda protectora sobre la ropa, como el guardapolvo,
mandil, ó la bata de laboratorio. Estas prendas de protección externa no deben usarse fuera del laboratorio.Los zapatos han de ser de punta y talón cerrado. No es conveniente que las personas que trabajan en ellaboratorio usen lentes de contacto debido al desprendimiento de vapores y a las salpicaduras que puedenproducirse. Los lentes de contacto inhiben el lagrimeo y permiten que las sustancias permanezcan mástiempo en la córnea.Se recomienda el uso de lentes de protección o protectores para la cara a las personas que usan lentes decontacto, en particular si hay alto riesgo de vapores, aerosoles o salpicaduras. La joyería de tipo colgante,el cabello largo y barba son riesgosos, ya que es posible que entren en contacto con muestras u otrassuperficies, o se enreden o queden atrapados en instrumentos con movimiento, como máquinas rotatorias ocentrifugas. Se prohibe estrictamente pipetear con la boca todo tipo de muestra, reactivo, agua o cualquierotra sustancia biológica deberán usarse pipetas manuales automáticas.
DERRAMES . .Es necesario desarrollar y tener políticas escritas y procedimientos para instruir a los alumnos y a los
empleados acerca de la manera de manejar derrames químicos y biológicos. Existen en el comercioestuches con insumos para ambos tipos de derrames.. Si no existen tales normas en la institución ellaboratorio debe desarrollarlas con el fin de asegurar el ambiente de trabajo.
LAVADO DE MANOSEl lavado de manos es una de las principales maneras de evitar la diseminación de agentes infecciosos.Aunque se utilicen guantes, el lavado de manos es necesario. Por que es posible que éstos tengan huecosmicroscópicos. Al tratar con pacientes, es necesario lavarse las manos tras atender a cada uno de ellosaunque se utilicen guantes.
LIMPIEZANo debe permitirse que la basura, los desperdicios biológicos, infecciosos. y el material de vidrio sucio seacumulen en grandes cantidades en el laboratorio. Los recipientes con muestras de desecho y agentesetiológicos deben taparse cuando no se estén empleando. Es necesario limpiar con frecuencia lassuperficies de trabajo con algún desinfectante al comenzar y terminar cada turno. El personal delaboratorio fisiológico es responsable de mantener el área de trabajo limpia y sanitaria, aunque hayaservicio de limpieza adicional por parte de la institución.
ETIQUETAS Y SEÑALESTodos los recipientes que contienen productos químicos deben etiquetarse con claridad, indicando elnombre del producto y cualquier precaución para su manejo. Las áreas en que se almacenan productosinflamables, peligrosos o tóxicos y carcinógenos, o en las cuales se utilizan deben estar marcadasclaramente. Las áreas en que se almacenan o analizan sangre o liquidos corporales deben estar marcadasclaramente con el signo de riesgo biológico.
DESECHO DE DESPERDICIOSExisten normas de la OSHA con respecto al desecho de productos biológicos. El desecho de materialesbiológicos, como desperdicios infecciosos, se examina y regula en la actualidad por leyes específicas delMinisterio de Salud Pública.AGUJAS Y OBJETOS PUNTIAGUDOS.
Las agujas y otros objetos puntiagudos constituyen un riesgo físico de infección potencial para el personalde laboratorio fisiológico. Todas las agujas desechables y demás objetos punzantes deben colocarse en unreclpl9nte resistente a la perforación y a prueba de fugas, marcado con el símbolo de riesgo biológico.Estos recipientes se descartan, siguiendo las políticas de la institución, cuando están llenos hasta la mitad olas tres cuartas partes. La mayoría de las instituciones incineran los recipientes que contienen objetospunzantes. Inmediatamente después de usada una aguja deberá incinerarse y para ello existen en laactualidad equipos especiales incineradores de agujas llamados destructores de agujas. Nunca, deberáreenfundarse ó volverse a colocar la cubierta de las agujas a menos que se utilice algún dispositivo comopinzas diseñadas para este fin, para evitar la punción cutánea accidental. Las agujas nunca deben cortarse,ya que esto puede provocar salpicaduras de sangre o de otros líquidos al medio.
SEGURIDAD CONTRA INCENDIOSTipos de IncendioEn el laboratorio Fisiológico u otros laboratorios biológicos se requieren líquidos inflamables ycombustibles para ciertos procedimientos, y en ellos también existe el riesgo potencial de incendioseléctricos y de basura. El científico del laboratorio debe comprender estos peligros y la manera deafrontarlos en caso de urgencia. Los incendios se clasifican de la clase A a la D.
Los incendios de clase A ocurren con combustibles ordinarios, como madera o papel; los de la clase Bocurren con líquidos inflamables; en los de la clase C participan circuitos eléctricos energetizados, sinimportar el combustible; y los de la clase D, son producidos por metales combustibles como el sodio. Paracada tipo de incendio se requiere un extinguidor diferente y adecuado con el fin de controlar de maneraeficiente el fuego y evitar que se éste se extienda.
Extintores ó Extinguidores para incendios. Clases.Los extintores contra incendios contienen diferentes sustancias y están marcados según el tipo de incendiopara el que deben emplearse. Los extintores clase A están llenos de agua y nunca deben utilizarse paraincendios de tipo eléctrico. ya que el agua puede conducir la electricidad de regreso a la persona que tieneel extintor en las manos. Los extintores clase B contienen productos químicos secos, espuma acuosa queforma una capa (AFFF) o dióxido de carbono. Los extintores clase C están llenos de dióxido de carbono oHalon; los de la clase D de un polvo seco especial que contiene un enlazante termoplástico que permite
que el agente forme una corteza sólida al calentarse. Hay extintores que pueden emplearse para Incendiosde clases A ,B y C. Contienen un polvo seco y pueden utilizarse con eficacia y seguridad para las tresclases de incendios. Generalmente este tipo de extintores es el que se compra para uso en el hogar o en lasoficinas. Sin embargo, si se emplea para incendios de equipo eléctrico en el laboratorio, es probable quesea difícil o imposible eliminar posteriormente dicho polvo de los instrumentos. Por tanto, se recomiendanlos extintores de dióxido de carbono para incendios de equipo eléctrico.Causas de incendio y su PrevenciónLas causas fundamentales de incendios en el laboratorio son descuido, falta de conocimiento acerca de losproductos químicos que se utilizan, permitir que se efectúen procedimientos sin.la vigilancia adecuada, sobrecarga de circuitos eléctricos , llamas de gas abiertas. Es necesario impartirperiódicamente conferencias para instrucción sobre seguridad en el trabajo, con el fin de recordar a losempleados la manera segura de proceder para evitar incendios y otros tipos de accidentes.
En caso de que se produzca un incendio es necesario ponerse en contacto con el departamento debomberos y solicitar ayuda antes de intentar extinguirlo, Se pierde tiempo importante cuando se trata deapagar el incendio primero, y después se solicita ayuda. Los pasos que deben seguirse en caso de incendioson:1. Rescatar a cualquier persona que se encuentre en peligro.2. Aislar el incendio cerrando alguna puerta.3. Solicitar ayuda.4. Intentar extinguido.5. Evacuar las instalaciones en caso de que no se pueda apagar el fuegoPor supuesto, cuando hay varias personas presentes, estos pasos pueden llevarse a cabo de manerasimultánea y rápida en un esfuerzo conjunto. Es necesario adiestrar al personal de laboratorio en el uso delos extintores contra incendios. En general, el departamento de incendios de la localidad o el comité deseguridad de la institución proporciona este entrenamiento.
SEGURIDAD BIOLOGICAProtección PersonalLa dispersión epidémica del síndrome de inmunodeficiencia adquirida (SIDA) ha revivido la preocupaciónacerca de las enfermedades que se transmiten por la sangre entre las personas que trabajan en ellaboratorio. Se sabe que las personas que laboran en los laboratorios médicos en general, fisiológicos,
bacteriólogos, biólogos y otros relacionados con la salud en general, conforman un grupo de alto riesgopara infecciones por virus de hepatitis B relacionadas con el trabajo y virus de inmunodeficiencia humana(HIV). En 1987 el Centro de Enfermedades Transmisibles USA (CDC) y la OSHA publicaronrecomendaciones para proteger a las personas que trabajan al cuidado de la salud y a otras de adquirir lainfección por HIV y se actualizaron nuevamente en 1988. Entre las recomendaciones se aconseja que "setomen precauciones congruentes al manejar sangre y líquidos corporales de todos los pacientes y lasmuestras que se obtengan".Esto se conoce como precauciones universales. Las recomendaciones incluyen el uso de equipo paraprotección personal, como guardapolvos, mandiles, batas, guantes descartables y protectores para los ojosal manipular sangre y líquidos corporales en el laboratorio. La revisión de los CDC en 1988 recomendóusar equipo de protección personal para manejar todas las sustancias biológicas y animales. Deben tratarsetodas las secreciones y excreciones corporales como potencialmente infecciosas, ya que hay otrasenfermedades además de HBV y HIV que se transmiten a través de diversos líquidos del organismohumano y de los animales.En 1991 la OSHA publicó una regulación final la Occupational Exposure to Bloudborne Pathogens(Exposición ocupacional a patógenos que se transmiten por la sangre). Esta regla indica que el patrón debeproporcionar equipo de protección personal que no permita que los materiales potencialmente infecciososentren en contacto con la ropa. la piel, los ojos y la boca del trabajador en condiciones normales de uso. Laregla también indica la manera correcta de disponer de objetos punzantes y otros desperdicios con riesgobiológico y señala la necesidad de administrar la vacuna de HBV y el tratamiento tras alguna exposición atodos los empleados que corran este riesgo.Además de describir equipo de protección personal, dicha norma incluye instrucciones para el lavado demanos, transporte de muestras, uso de pipetas, forma de recoger derrames, desechos de desperdicios ydescontaminación del equipo.
Derrames
Es necesario que las personas que limpian algún derrame biológico utilicen guantes descartables y bata delaboratorio. Se colocan toallas desechables sobre el derrame y se vacía desinfectante sobre ellas. Trasdejarlo reposar algunos minutos. se recoge la sustancia y el desinfectante con material absorbente (loscojinetes absorbentes son útiles para derrames grandes) A continuación se coloca el material contaminadoen un recipiente para riesgos biológicos: bolsas plástico grueso color rojo en el Perú y bolsa de colornegro para basura doméstica.Después de absorber la mayor parte de material, el área se limpia con un desinfect8nte de fuerzaintermedia o alta, por ejemplo, dilución de Lejía 1:10. La solución desinfectante se absorbe con materialdesechable. El área se enjuaga con agua y se seca para evitar que quede resbalosa. Es conveniente prepararun conjunto de utensilios para limpiar derrames con riesgo biológico que contenga todos los materialesnecesarios para efectuar la limpieza de este tipo y tenerlo a la mano en el laboratorio en que se manejandichas muestras.
SEGURIDAD QUIMICA
Hoja De Datos Sobre Seguridad De MaterialesEn Agosto de .1987.)a OSHA enmendó la norma Federal Hazard Communication Standard29CFR 1919: 1200 (Rigllt to Kriow/HCS Standard), haciéndola extensiva a todas las industrias,incluyendo las instalaciones para el cuidado de la salud. Esta norma establece que los responsables de cadaárea determinen si se utilizan productos químicos peligrosos en el trabajo y proporcionen a los empleadoshojas con datos de seguridad en el uso del material riesgoso y marquen adecuadamente los recipientes quecontienen el producto, indicando el riesgo, y se mantendrá una lista de productos químicos peligrosos, esdecir, un inventario de productos químicos, y proporcionen al empleado información y entrenamiento, ydesarrollen un programa de comunicación de riesgos por escrito.Información que contiene la hoja de datos de seguridad para cada material ó grupo de sustanciasrelacionadas, de uso en Laboratorio fisiológico y otros Laboratorios biológicos.
1. Identificación del producto químico (nombre químico, y sinónimo y/o nombre vulgar.)
2. Ingredientes peligrosos3. Datos físicos4. Datos de incendios y explosiones5. Información de riesgos para la salud6. Datos de reactividad7. Procedimientos para derrames, fugas y desecho8. Información de protección personal.9. Precauciones especiales y comentarios
Manejo de AnimalesLa mejor manera para aprender a manejar correctamente los animales de laboratorio es la instrucciónpráctica directa. Pueden enunciarse aquí algunos principios generales.El personal de laboratorio puede recibir de casi todos los animales (conejos. cobayas. ratones)., pequeñosarañazos cuando el animal trata de escapar; pero raras veces intenta éste lesionar al operador. En el caso delas ratas, las cosas cambian; pueden realizar muchos esfuerzos para escapar. y producir mordeduraspeligrosas, También los monos deben manejarse con cuidado. En cualquier caso, es indispensable que aunlos pequeños arañazos de animales se traten en forma adecuada; si el animal ha sido inyectado conmaterial patológico la naturaleza de dicho material puede obligar a tomar ciertas medidas para proteger alpersonal contra las consecuencias de la mordedura. Por lo tanto, debe reportarse de inmediato, y tratarsemédicamente cualquier lesión, por pequeña que sea.
Toma de Muestras de SangreLa muestra de sangre para las pruebas de laboratorio pueden tomarse en diferentes sitios: capilar operiférica, venosa y ocasionalmente arterial. Esta muestra se utiliza para la valoración de diversosparámetros del medio interno que puede llevarse a cabo en sangre completa o una fracción de la misma.sea plasma o suero. Si la muestra sanguínea no se recoge con una técnica adecuada puede ocurrir que losexámenes proporcionen información inexacta o incorrecta ó bien que la muestra se rechace y sea necesariorepetir la punción. Deben tomarse precauciones en todos los casos por lo que la obtención y manipulaciónde las muestras se harán con guantes quirúrgicos descartables..
Sangre Capilar o PeriféricaLa sangre que suele llamarse capilares, al menos parte arteriolar se obtienen por o general de: a). La yema
del dedo; b). el borde del lóbulo de la oreja; y c). el talón en los niños pequeños En cualquier de estossitios el área debe de estar tibia (ni fría ni congestionada) ya que de otra manera la composición de lasangre varia por la éxtasis o la dilución. Sin embargo debe recordarse que aun ejecutando una buena toma,los valores de los parámetros difieren entre la sangre capilar y la venosa. Usar alcohol y lancetasdescartables.
TECNICA1. Limpie la piel con una torunda de algodón con alcohol de 70º o con otro desinfectante adecuado
y deje secar.2. Haga una punción profunda (2- 3 mm con una lanceta o aguja estéril desechable. La punción
debe efectuarse de un golpe y rápidamente para que resulte casi indolora (sobre todo el borde dellóbulo de la oreja).
3. La primera gota de sangre se elimina por que contiene desechos tisulares. La sangre no debeexprimirse o se obtendrá una muestra diluida; peso sí puede hacerse presión a distancia del sitiode la punción. Tras concluir la toma de la muestra se entrega al paciente una torunda limpia quedebe presionar sobre el sitio de lesión.
SANGRE VENOSAPor lo general se utiliza una de las venas de las fosas ante cubitales, pero con frecuencia también sepuncionan las venas de las manos las muñecas o cualquier vena visible de buen calibre (en los pacientesprematuros es posible punzar las venas del cuero cabelludo ó la yugular externa o la femoral) Las venasdeben examinarse cuidadosamente; si son profundas y no se palpan con facilidad se descartan. Para
facilitar el examen se usa un torniquete de jebe.
EQUIPO.La muestras se toman previa desinfección con alcohol y con jeringas desechables con aguja de calibre 19ó 20 x1 (cuanto más bajo es el numero mas es el grosor de la aguja, las de menor grosor pueden hemolizarla muestra y las de mayor grosor se reservan para la obtención de sangre para transfusiones).
TECNICA1. El paciente debe estar acostado o sentado cómodamente y con el brazo apoyado en una mesa o
soporte. Algunas pacientes – en especiales los jóvenes – pueden sufrir malestar o inclusodesmayarse. Por tanto manténgase alerta ante señales como palidez o piel fría.
2. Coloque el torniquete con un medio lazo para poder retirarlo fácilmente. No efectué demasiadapresión ya que puede detener la circulación arterial.
3. Pida al paciente que abra y cierre el puño un par veces para obtener mayor distensión de lasvenas. Algunas veces las venas no se ven con claridad pero se palpan.
4. Una vez elegido el sitio de punción se procede a limpiar con alcohol y se deje secar. Enseguida sefija la vena sosteniendo el brazo del paciente con la mano mientras se estiran y comprimen con elpulgar y los tejidos blandos situados justo debajo del escogido para punzar. La jeringa se sujetaentre el pulgar y los tres últimos dedos de la otra mano y sus dorsos se apoyan con el brazo delpaciente. El dedo índice se coloca sobre el casquillo de la aguja y sirve como guía. El bisel de laaguja debe quedar hacia arriba.
5. Cuando la vena es prominente se punza en forma directa con la aguja colocada horizontal ydirigida en paralelo a la vena. Al perforar la pared se percibe una sensación de crujido. Cuando elacceso a la vena no es tan perceptible, la punción se efectúa en dos tiempos: primero se punza lapiel y luego la vena. Para que la sangre entre a la jeringa se hace una tracción ligera sobre elembolo evite realizar una tracción excesiva porque la vena puede contraerse e impedir el paso dela sangre hacia la jeringa. Algunas veces al puncionar se traspasa la vena; entonces debe retirarseligeramente la aguja al verificar la entrada de la sangre. Esta operación puede producirhematomas; si se advierte señales de extravasación de sangre a los tejidos, retire la aguja deinmediato y aplique presión local.
6. Antes de retirar la aguja, quite el torniquete y pida al paciente que abra el puño. En cuanto seadquiera la destreza necesaria, esta última operación se efectúa cuando la sangre termina deentrar a la jeringa. El paciente debe mantener la presión con una torunda en el sitio de la puncióny el brazo flexionado durante unos minutos para evitar hematomas.
7. Tras la obtención de la sangre, se retira la aguja de la jeringa con una pinza de metal y con un movimiento de torsión y con la ayuda de otra pinza se coloca el extremo del embolo sobre la pared interna del tubo. Nunca realizar el reenfundamiento de la aguja sin pinzas. La sangre sevacía suavemente para evitar que se forme espuma y produzca hemólisis. Si la determinación que
se va efectuar exige sangre completa o plasma la muestra se coloca con un tubo conanticoagulante y se invierte con suavidad varias veces para mezclar. Si en cambio se deseaobtener suero, la sangre se coloca en tubo, de preferencia de 37 ª C para que el coágulo se formemás rápido. La retracción del coágulo puede acelerarse separando de la pared del tubo con unaplicador de madera. Es imperativo usar destructores de agujas en todos los casos.
USO DE VACUTAINEREn muchos laboratorios se utilizan actualmente los tubos Vacutainer para obtener las muestras de sangrevenosa, en lugar de las jeringas. Los tubos están sellados con un tapón de goma y extraen un volumen desangre predeterminado. La aguja desechable se enrosca en el tubo de manera que el tapón de goma alcancéjusto la línea guía. La aguja más corta se mete dentro del tapón de goma, pero no penetra y por lo tanto norompe el vació. Una vez que se tiene la certeza de que la aguja ha abordado la vena, se empuja el tubohasta el fondo del sujetador lo que rompe el vacío y la sangre entra al tubo. Cuando el flujo cesa, el tubo seretira y si se desea puede sustituirse por el otro para obtener otra muestra .No debe usarse el Vacutainerpara dosaje de gases arteriales.
SANGRE ARTERIALPara la determinación de gases se requiere punción arterial. En esos casos la arteria se ubica localizado ellatido por palpación muy cuidadosa. La punción es necesariamente más profunda y se requiere mayorcautela para impedir hematomas. Debe practicarla el médico.
ANTICOAGULANTESLos cuatro anticoagulantes mas usados son una mezcla de oxalato amoniaco y potasio, citrato trisodico,Sequestrene (EDTA) y heparina. Los tres primeros impiden la coagulación al sustraer el calcio del plasmasanguíneo por precipitación o fijación en forma no ionizada, e inhibe la activación de los factores de lacoagulación.El citrato trisodico se utiliza para impedir la coagulación de la sangre destinada a transfusiones. ElSequestrene y la heparina pueden servir para el mismo fin, pero no la mezcla de oxalatos porque es toxica.La mezcla de oxalato de amonio y (6partes) y oxalato potasio (4partes) en la cantidad de 2 mg/ml desangre no afecta el volumen globular medio y puede usarse para hemoglobina, hematocrito y recuentosglobulares. En frotis de sangre su utilidad esta limitada a los primeros minutos por que se desarrollan conrapidez formas dentadas en los hematíes, vacuolización en el citoplasma de los granulocitos y artefactosen los núcleos de linfocitos y monocitos y otras deformidades. Asimismo, la sangre tomada con estamezcla de anticoagulantes no puede emplearse para determinados químicas de nitrógeno ni potasio.
El citrato trisódico en solución acuosa al 3.8%, se mezcla a razón de 1/9 con sangre para investigacionesde coagulación. El Sequestrene (EDTA) se emplea en una concentración de 1 a 2 mg/ml de sangre. La saldi sódica o di potásica de Etilendiaminotetracetato es tal vez el anticoagulante que mas se emplea para elrecuento de las células sanguíneas. Hay que mezclarlo minuciosamente con la sangre. Para el estudio delhematocrito es equiparable al oxalato y para estudios morfológicos lo supera, ya que impide ladeformación y artefactos incluso después de un reposo prolongado. Se consiguen frotis aceptables auncuando hayan pasado 2 o 3 hs y hasta 24 hs si la sangre se refrigera. También es posible realizar elrecuento de plaquetas aun después de unas pocas horas.La heparina, a razón de 0.1 a 0,2 mg/ml de sangre, no afecta el tamaño corpuscular ni el hematocrito. Es elmejor anticoagulante para prevenir la hemólisis y para las pruebas de fragilidad osmótica. No resultasatisfactoria para recuentos de leucocitos o cuando han de prepararse frotis (o extensiones de sangre porque en este segundo caso produce un fondo azul en las preparaciones teñidas con el colorante de Wright.
CUIDADO, INOCULACIÓN Y SANGRIA DE LOS ANIMALES yDIAGNOSTICO DE SUS ENFERMEDADESFundamentos
1. Para determinadas investigaciones de laboratorio fisiológico es indispensable disponer de losanimales apropiados.
2. Los animales habrán de ser sanos y seleccionados con cuidado y estar instalados con limpieza ycomodidad, así como adecuada y suficientemente alimentados.
3. Pocos métodos de inyección y sangría producen mayor dolor que los similares empleados en losseres humanos, y todos los métodos operatorios de importancia habrán de efectuarse con elanimal anestesiado. Por otra parte estos animales habrán de ser tratados con la solicitud quemerecen por los servicios que prestan a la humanidad .
ALOJAMIENTO DE LOS ANIMALES.Las jaulas para los animales pequeños, como conejos, cobayos, ratones y ratas deben construirse ydisponerse de modo que los animales se conserven sanos y cómodos. Se evitara atestar las jaulas con lotesdemasiados numerosos. Convendrá disponer de jaulas separadas para los animales normales que no seutilicen.Los animales recién llegados al laboratorio deberán ser examinados cuidadosamente, a fin de comprobarque no están enfermos, antes de colocarlos en las jaulas de los normales. Si se dispone de suficienteespacio será conveniente guardarlos en aislamiento durante una semana a diez días.
Las jaulas se construirán de modo que permitan la limpieza y desinfección mas completas y poseansuficiente luz y ventilación, deben construirse expresamente para fines experimentales fisiológicos.Debe disponerse de compartimientos, y jaulas de aislamiento para los animales inoculados y deberánestar solos, en jaulas aparte, para protegerlos de las molestias o herida que entre ellos pudieren infligirse.Los compartimientos de animales deben estar bien iluminados y ventilados .Se procurara conservar a unatemperatura uniforme, día y noche.
IDENTIFICACION DE LOS ANIMALESEs conveniente adoptar un sistema seguro para la identificación de los animales .La practica de rotular lasjaulas sirve para la distinción de los lotes numerosos de animales aun cuando para conseguir un registrocompleto conviene numera a cada animal y anotar los detalles relativos al sexo, descripción, etc.
Chapas.Para los conejos y cobayos pueden emplearse unas pequeñas chapas de aluminio que se fijan a una orejade animal por medio de una grapa o un hilo metálico que perfore estos órganos y atraviese también losorificios de las chapas.Para los animales de mayor tamaño pueden adquirirse identificadores especiales ..Pueden obtenerse en lascasas de artículos veterinarios.
Descripción.Cuando se use únicamente este método de identificación y haya que alojar juntos en una misma jaulavarios animales, deben seleccionarse los que presenten señales o colores diferentes .Para facilitar elregistro debe disponerse de sellos de goma con dibujos de ratón , cobayo o conejo. Este método seutiliza junto con el de la chapa metálica a fin de asegurar la identificación si la chapa se perdiera.Asimismo, debe anotarse cuidadosamente cualquier deformidad o seña particular .El sexo debe registrarseen la descripción (macho y hembra).Señales o marcas para identificación de animalesLos animales pequeños, como ratones y ratas, pueden marcarse en el cuerpo o en la cola pintándose lapiel y el pelo con colorantes (soluciones alcohólicas saturadas de fucsina o ácido picrico).Las jaulashabrán de rotularse.
PREVENCION Y TRATAMIENTO DE LOS ACCIDENTES EN LOSLABORATORIOS DE FISIOLOGIA
Las personas que trabajan en los laboratorios fisiológicos se hallan rodeadas de múltiples peligros, demodo especial a causa de las infecciones que pueden contraer durante el manejo de los animales deexperimentación, ó durante el trabajo mismo con ellos como actos quirúrgicos, exposición de órganos, uotros trabajos que así lo demanden los experimentos fisiológicos, ó al manipular productos sépticosdurante las investigaciones o sufrir quemaduras o la deglución accidental productos biológicos óproducirse a heridas consecutivas rotura de cristales ,etc. A estos peligros están principalmente expuestoslos investigadores poco experimentados que los ignoran o se entretienen o distraen mientras trabajan conanimales de experimentación ó con productos infecciosos. ó con ácidos, álcalis, etc.
PREVENCION DE LOS ACCIDENTESDeben emplearse siempre guantes de goma descartables en los experimentos, el investigador ha de tenerespecial cuidado en no herirse los dedos con las agujas y evitar cortarse con los instrumentos afiliados,como bisturís, sierras, etc. Deben usarse pipetas automáticas manuales de volúmenes regulables conpunteras descartables.Las pipetas de vidrio, en caso de ser usadas, aunque no es recomendable hacerlo, habrán de tener la partebucal tapada con algodón de modo obligatorio y tendrán bulbos de goma para aspiración, y nunca aspirarcon la boca. Pueden utilizarse asimismo diversas jeringas. De igual modo, al aspirar ácidos, álcalis y otrassoluciones peligrosas por medio de pipetas, deben usarse pipetas con bulbos de goma de aspiración y
nunca hacerlo con la boca. Vale la redundancia, el alumno deberá tomar todas estas preocupaciones con elmáximo cuidado. Es de suma importancia preocuparse del trabajo sin conversar ni distraerse.
Las manos del operador habrán de estar libres de cortes y escoriaciones, particulares en la proximidad delas uñas, debiendo lavarse cuidadosamente con jabón y agua y luego sumergirlas en una solucióndesinfectante antes y después de haber manipulado productos infecciosos y antes de las comidas.Una vez terminado el experimento deberá lavarse la superficie de las mesas con una solucióndesinfectante; algunas veces es recomendable trabajar sobre una toalla humedecida en una de estassoluciones, como por ejemplo lisol o tricresol al 2 por 100.
Las pipetas, tubos de ensayo y demás instrumentos empleados en la experimentación fisiológica tambiénse desinfectarán con una solución lisol o tricresol al 2 por 100, o se esterilizarán inmediatamente porebullición durante 20 minutos o autoclave que es lo ideal.
Los recipientes, láminas portaobjetos u otro material contaminado con orina ò heces ò secrecionesbiológicas de los animales, ò contaminados con productos biológicos humanos, no se volverán a tocar porningún concepto sino que se someterán a un proceso de desinfección inmediata, como hemos indicadolíneas más arriba
Los calentadores y demás aparatos eléctricos se comprobarán con frecuencia para verificar la exactitud desu funcionamiento, reparando sin pérdida de tiempo sus averías a fin de evitar cortos circuitos incendios.El mechero de Bunsen no debe utilizarse nunca en la proximidad de materias inflamables .Siempre severificara que la llave de mechero quede bien cerrada antes de retirarse del Laboratorio , igualmente seasegurará de cerrar la llave del balón contenedor del gas ó la llave general del gas del Laboratorio de ser elcaso. El éter, el alcohol y similares deben mantenerse alejados de todo posible contacto eléctrico. Esobligación del servicio de mantenimiento realizar revisiones periódicas de mantenimiento preventivo.
FISIOLOGIA DE LA MEMBRANA SEMIPERMEABLEFRAGILIDAD OSMÓTICA
IntroducciónTodas las células del organismo están rodeadas de una membrana limitante, a través de la cual obtienensus alimentos y el oxígeno y excretan sus productos de deshecho y el C02 resultante de su metabolismo.La membrana celular tiene propiedades bien establecidas: Solo deja entrar las sustancias que se necesitany solo deja salir las secreciones, los productos de desecho y las sustancias no indispensables, en otraspalabras, es semipermeable. Estas funciones las realiza a través de diversos mecanismos, que hemosrevisado con detalle en las clases teóricas. En la presente práctica trataremos de una de ellas que es laOsmosis. En general la osmosis significa el paso de líquidos a través de una membrana semipermeable.Cuando dos soluciones de diferentes concentraciones están separadas por una membrana semipermeable,el solvente y los solutos atraviesan la membrana siguiendo las leyes que rigen el fenómeno de la ósmosis.El agua es transportada a través de la membrana celular por una fuerza hidrostática llamada presiónosmótica, dicho de otro modo, la presión osmótica es la fuerza de atracción que ejercen las partículassobre el agua atrayéndola. La osmolaridad depende del número de partículas que se encuentran essolución. La Unidades de Osmolaridad son el Osmol /Kg H2O , en medicina usamos el sub múltiplo miliOsmol /Kg H20Un Osmol por Kg es la fuerza para atraer agua que ejerce un MOL de partículas que se encuentran en 1Litro ó Kg de solución. Cada partícula (átomo) ejerce una presión osmótica independientemente; porejemplo un mol de glucosa disuelto en un Kg (litro ) de agua ejerce una presión osmótica de 1 Osmol /kgagua; en cambio un mol de ClNa disuelto en un litro de agua ejercerá una presión Osmótica de dosOsmoles debido a las dos partículas en que se disocia, una de sodio y otra de cloro. (Na+ y Cl- )La capacidad de una partícula para producir un flujo de agua a través de la membrana celular se llamatonicidad.Una solución extracelular que permite que el agua fluya hacia dentro de la célula haciendo que ésta sehinche se llama hipotónica (Hipo osmolar)Una solución que permite que el agua fluya hacia fuera de la célula se llama hipertónica. (Hiper osmolar)
La membrana del glóbulo rojo nos servirá en la presente práctica para demostrar este fenómeno yasimismo demostrar que la membrana tiene ciertos límites de resistencia normales a variaciones de latonicidad en el medio interno.Aplicación clínica.Existen algunas enfermedades en las cuales se producen alteraciones en la membrana que generanhemólisis por mayor fragilidad de la membrana, son defectos genéticos heterogéneos que afectan a lasproteínas constitutivas de la membrana del eritrocito. La Enfermedad Esferocitosis es una de ellas, en laen la cual se ha demostrado una disminución de la proteína membranal Espectrina del hematíe, y el gradode déficit de la proteína Espectrina parece asociarse con la gravedad clínica de esta enfermedad, pues loshematíes son muy frágiles y se hemolizan produciendo anemia intensa.
FundamentoSe llama resistencia globular osmótica a la que presentan los hematíes suspendidos en soluciones salinashipotónicas. Si empleamos soluciones salinas de 0.76 a 0.9 % y suspendemos dentro de ellas los hematíesveremos que éstos se conservan sin alteración durante varias horas, y que una vez sedimentados(espontáneamente ó por centrifugan), el líquido que sobrenada es claro y transparente como la mismasolución salina. Pero si efectuamos suspensiones de hematíes en soluciones de cloruro sódico aconcentraciones progresivamente decrecientes observaremos que al llegar a una determinadaconcentración empiezan a destruirse, liberándose la Hb, lo que confiere al líquido una ligera coloraciónrojiza que no desaparece por centrifugación. Esto se le llama hemólisis inicial o resistencia mínima, quenormalmente se presenta entre las concentraciones de 0.46 y 0.42 %.Esta hemólisis de los hematíes vaaumentando en cantidad a medida que la solución de cloruro sódico va siendo más hipotónica hastapresentarse una hemólisis total. Esta hemólisis total se observa entre las concentraciones de 0.34 a 0.30 %
Esta práctica sirve para determinar la resistencia de la membrana de los glóbulos rojos a la hemólisis enpresencia de diferentes concentraciones de soluciones salinas hipotónicas a temperatura ambiente yveremos en cuál de ellas se presenta hemólisis inicial y total.
.Reactivos y Equipos Necesarios1. Solución salina al 0.9 %2.-Pipetas graduadas: 1 ml al 0.01
10 ml al 0.15 ml al 0.1
3.- Micropipetas de 0.1 ml4.- Fiola de 100 ml6.- Muestra de sangre venosa desfibrinada ó hematíes lavados.7.- Agua destilada8.- Tubos de vidrio 13x 100 mm sin reborde
Método1.- Preparar soluciones seriadas, en tubos de prueba marcados del 1 al 19, según la tabla adjunta,haciendo las diluciones con agua destilada según lo indicado:
Marcar 19 tubos de prueba y repartir así:
N°
Tubo
Solución
NaCl
1%
Ml
Agua
Destilada
ml
Mezclar
Por
inversión
% NaCl de la sol.
resultante
El alumno calculará la Osmolaridad
correspondiente a cada uno de los tubos( expresaren unidades mOsm/Kg H20)
1 1.0 9 Sí 0.10 %2 2.0 8 Sí 0.20 %3 2.5 7.5 Si 0.25 %4 3.0 7.0 Si 0.30 %5 3.5 6.5 Si 0.35 %6 3.75 6.25 Si 0.375 %7 4.0 6.0 Si 0.40 %8 4.25 5.75 Si 0.425 %9 4.50 5.5 Si 0.45 %
10 4.75 5.25 Si 0.475 %11 5.0 5.0 Si 0.50 %12 5.5 4.5 Si 0.55 %13 6.0 4.0 Si 0.60 %14 6.5 3.5 Si 0.70 %15 7.0 3.0 Si 0.70 %16 7.5 2.5 Si 0.75 %17 8.0 2.0 Si 0.80 %18 8.5 1.5 Si 0.85 %19 ------ 10.0 --- 0 % Control de hemolisis total para comparación visual.
NOTA: EL NUMERO 19 ES CONTROL DE HEMOLISIS TOTAL (100% HEMOLISIS)
2.- Una vez hecha la distribución anterior, mezclar bien, por inversión cada uno delos tubos. NO OLVIDAR ESTE PASO.
3.- Recién ahora, después de haber mezclado, añadir 0.1 ml de sangre venosa desfibrinada cada uno de lostubos.4.- Tapar los tubos y mezclar nuevamente por inversión suave.5.- Dejar en reposo 10 minutos a temperatura ambiente y luego volver a mezclar
por inversión suave.6.- Centrifugar a 2000 rpm. Durante 10 minutos.
Examinar por simple inspección visual en cual de los tubos se inicia la hemólisis (hemólisis leve),generalmente a partir del tubo Nº 8, de 0.425 % NaCl (lo que se manifiesta por el color ligeramente rojizodel líquido) y luego examinar en qué otro tubo la hemólisis es intensa (aproximadamente en 0.36 % NaCl).En el Tubo Nº 19 se producirá hemólisis total y corresponde al 100% de Hemólisis. (Destrucción total delos hematíes y no deja nada de sedimento).
Valores Normales:
Hemólisis inicial (leve) (empieza Hemólisis): 0.44 % + -- 0.02Hemólisis Total (Hemólisis completa): 0.32 % + -- 0.02
CAUSAS DE AUMENTO DE LA FRAGILIDAD OSMÓTICA GLOBULAR: (Los hematíes son más frágiles que lo normal, tienen poca resistencia ante ligeras
hipotonías, y se hemolizan muy fácilmente)-Anemia Hereditaria Esferocítica, en la Enfermedad Hemolítica
del recién nacido por incompatibilidad ABO-Después de alguna injuria térmica (quemaduras)-Anemias Hemolíticas sintomáticas en algunos casos de:Linfoma Maligno, Leucemias, Cáncer, Cirrosis, etc.
CAUSAS DE DISMINUCIÓN DE LA FRAGILIDAD OSMÓTICA(Los hematíes son mas resistentes que lo normal a la hipotonía):
En la primera Infancia, tempranamente en la infancia.En algunas Anemias por deficiencia de HierroTalasemia mayor ( ó anemia de Cooley, ó anemia del Mediterráneo )Anemia Drepanocitica ( Hoz, Sickle cell anemia)Anemia Megaloblástica NutricionalPost Esplenectomía y algunas hepatopatías con ictericia
FRAGILIDAD EN MEDIO ACIDO: - En la Hemoglobinuria paroxística nocturna, que cursa con anemia
hemolítica, usualmente la fragilidad globular realizada en sol. salinasolamente, es NORMAL, PERO la fragilidadglobular realizada en MEDIO ÁCIDO( pH ácido) SÍ ESTA AUMENTADA .
La FRAGILIDAD MECANICA está aumentada en la Ovalocitosis hereditaria (ó Eliptocitosis), en loscasos que evolucionan con anemia hemolítica.
Referencias Bibliográficas
S., Mellor Leslie ,J. Inwood, Linch R. Medical Laboratory Technology.W.B.Saunders Co.Phila.USA.1996.
Clinical Diagnosis by Lab Methods. Todd. Stanford, W.B Saunders Co. Phila. USA. 2002Hematology Physiologic Basis for Clinical Practice .Reich P.MD. Little Brown Co. Boston USA.2004.Clinical Laboratory Diagnosis Levonson and Mac Fate.Lea Febiger. 1999.Wintrobe Clinical Hematology Lea Febiger. 1998.Diagnótico Hematológico .Laboratorio y Clínica. Ciscar y Farrera. Edit.Jims 1998.
INTERCAMBIO DE LÍQUIDOS ELECTROLITOS Y OTROS SOLUTOS ATRAVÉS DE MEMBRANAS
IntroducciónExiste un intercambio continuo de sustancias entre el medio ambiente y el organismo, a través de losepitelios dérmicos, digestivos y respiratorios.Dentro del mismo organismo existe un intercambio entre los espacios intracelulares y extracelular.Algunas sustancias pueden atravesar la membrana celular por difusión pasiva .Otras requieren consumirenergía para moverse a través de las membranas contra sus gradientes de concentración .Estos fenómenosde difusión pasiva y transporte activo permiten la creación de una composición orgánica diferenciada.La piel del sapo no solamente separa al espacio extracelular del medio ambiente, sino que permite elpasaje de muchas sustancias, incluyendo el agua, el sodio, el cloro y la glucosa. La dirección delintercambio depende del tipo de transporte involucrado y de la gradiente de concentración de los solutos.Cuando cambia la composición del líquido extracelular los riñones excretan las sustancias presentes enexcesos o reabsorben las necesarias para lograr preservar la homeostasis.
Material17 saposBeakersAgua destiladaSolución de NaCI 7.5%Solución de dextrosa al 15 %BalanzaUrinómetroTubos de ensayoPipetas de PasteurGoterosPinzas mosquito
MétodoExperimento Nº 1: Preparación del animal Durante la noche previa al experimento se debe mantener a los sapos en un ambiente húmedo para queestén adecuadamente hidratados.Antes de la pruebas se vacía la vejiga de todos los animales y se liga la cloaca para analizar la orinaformada en condiciones experimentales. Si se coloca un sapo en una solución de dextrosa y luego seencuentra dextrosa en la orina, puede deducirse que fue absorbida a través de la piel hasta alcanzar unaconcentración suficiente en liquido extracelular que obligase a los riñones a excretar el exceso en laorina. Los sapos son colocados en soluciones de diferente tonicidad y se les inyecta distintas solucionespara producir cambios en la composición de los líquidos corporales.Los animales son pesados antes de realizar la prueba y después de haber vaciado sus vejigas. Los cambiosde agua corporal se determinaran pesando a los sapos antes y después de la exposición a distintascondiciones experimentales.Para cerrar la papila cloacal se la toma con las pinzas mosquito y se liga con firmeza, sin llegar a cortar lapiel , pero lo suficientemente fuerte para prevenir el escape de orina .Después de esto se pesa al sapo y seregistra su peso.Experimento Nº2Se inyecta a los sapos 4ml de una solución en el saco linfático dorsal. Esta solución puede ser hipotónica,hipertónicas o isotónicas; de cloruro de sodio o dextrosa , también inyectaremos en algunos casos aguadestilada .Se vuelve a pesar para confirmar que todo el líquido inyectado se encuentre en el animal.Se colocan 150 ml de líquido en un beaker de 250 ml y se pone al sapo dentro de él. El líquido debecubrir la mitad inferior del animal pero el punto de inyección debe permanecer por encima del nivel .Setapa el beaker Se pesa el sapo a intervalos de 30 minutos hasta por 8 horas. Se registra los cambios
obtenidos:
Saco LinfáticoBaño (Inyectar 4ml)
Experimento Nº 3Después de 2 horas, se saca el sapo del beaker y se retira la ligadura de la cloaca .Se vacía comprimiendoel abdomen y se recolecta la orina.Se pesa nuevamente al sapo .La diferencia entre este peso y el obtenido inmediatamente antes de quitar laligadura es igual al peso de la orina recolectada. La diferencia entre el peso después de recolectar la orinadel animal y el peso inicial antes de sumergido equivale al peso ganado o perdido durante el experimento.Se debe tomar en cuenta el peso después de inyectar los 4ml.de solución en los sacos dorsales .Se calculael porcentaje de variación de peso con respecto a la medida inicial y se registra la cantidad de orinaformada durante el experimento.
Experimento Nº 4: Análisis de glucosa en orina del sapo.La glucosa se determinara en la orina del sapo mediante el método de la glucocinta (Urine Strip WinerLab).
Introducción
Los tejidos neural y muscular tienen la propiedad de excitabilidad y responden a estímulos, es decirvariaciones del medio químicas o físicas, tales como alteraciones de la temperatura, deformaciónmecánica, etc.En los fenómenos estímulo respuesta, la respuesta depende de las características del estímulo y de lascondiciones del tejido estudiado. La descripción correcta de la relación entre estímulo y respuestarequiere el control de la duración , intensidad y frecuencia del estímulo.Las relaciones estimulo-respuesta se desarrollan en función al tiempo y al espacio.
MaterialSapos grandes Tabla de fijación para batracios
Alambre de cobreEstimulador eléctrico Alambre de zincEquipo de disecciónMétodoExperimento N° 1Se anestesia al sapo por destrucción del cerebro y la médula espinal.Con unas tijeras se hace un ojal en la piel de la región anterior homóloga al tronco. Se continúa la incisiónde la piel en cinturón. Una vez completado el cinturón, se desprende la piel de un tirón hacia abajo. En laregión dorsal se debe tener cuidado por la adherencia de la piel al urostilo.
Bañoexterno
Sacolinfático(inyectar4 ml).
Peso delsapo alinicio delexperimento
Glucosabasal(inicial)
Peso al finaldelexperimento
Glucosa posexperimento(final)
1 NaCl0.68%
Agua
2 agua NaCl0.68%
3 Dextrosa3.87%
Agua
4 Dextrosa7.74%
Dextrosa3.87%
Se levanta el urostilo con la pinza de disección y se seccionan los elementos paravertebralmente y endirección cefálica, fracturando el proceso del iliaco paralelo al urostilo que se articula con el procesotransverso de la novena vértebra. Inmediatamente se observan dos formaciones blancas que se introducenpor tres raíces más arriba en la columna vertebral. Estas estructuras son los nervios ciáticos. Por debajo seobserva la aorta dorsal con sus bifurcaciones.Con las tijeras se secciona transversalmente el urostilo, evitando traccionar o lesionar los dos nerviosciáticos.Se pasa un hilo por debajo de cada uno de los nervios ciáticos y se realiza una ligadura lo más proximalposible a la columna vertebral. En este momento se observa una reacción muscular.Se secciona el nervio proximalmente a la médula, entre la columna vertebral y la ligadura. Con la ayudadel hilo se puede efectuar la disección del nervio ciático, no siendo necesario manipularlo con ningúninstrumento.Para poder liberar el nervio, es necesario cortar el músculo piriforme, después se lo aísla por disecciónroma entre el semimembranoso por dentro y el bíceps por fuera. A todo lo largo del nervio se iráseccionando sus colaterales y se lo aislará hasta la rodilla, comprobando que exista conexión funcionalentre el nervio y el músculo gastrocnemio. Una vez que el nervio ha sido aislado, se debe evitar que seseque humedeciéndolo constantemente en solución fisiológica.
Experimento N° 2: Experimento de GalvaniSe fabrica un asa con alambre de cobre y alambre de zinc. Con el alambre de cobre se toca la piel delanimal y con el zinc el nervio.
Experimento N° 3Se toma la pata del animal y se pasa un hilo por debajo de la aponeurosis plantar, amarrándolafuertemente. La ligadura queda ubicada proximalmente y se realiza la disección de la aponeurosis, que enel sapo se continúa hacia la pierna por el tendón de Aquiles que tiene un sesamoideo.Se libera el tendón de Aquiles por disección roma y se separa el gastronemio hasta llegar a su inserciónsuperior. Con un golpe de tijera se secciona la tibia por debajo de la rodilla y el fémur un poco por encimade esta. Se libera el fragmento de fémur del exceso del tejido muscular y se le hace una fuerte ligadura.Con cuidado se coloca el electrodo sobre el nervio y se procede a estimular la preparación neuromuscular.Con el estimulador eléctrico se realiza el estímulo de menor intensidad y se incrementa gradualmente
hasta obtener una contracción muscular este es el nivel de umbral que genera la respuesta de contracción.Con el estímulo eléctrico de esta misma intensidad se continuara la estimulación durante todo elexperimento (estimulo superior al umbral).Humedecer constantemente la preparación con un gotero.
Experimento N° 4: fenómeno de la escaleraSe realizan descargas simples para buscar el umbral de estimulación y después se disminuye el voltajepara obtener el estímulo subliminal.Luego de repetir la estimulación por un tiempo se observará que las contracciones son cada vez másamplias, de mayor intensidad hasta alcanzar un valor máximo. Este incremento progresivo de la amplitudes lo que se denomina el fenómeno de la escalera.
Experimento N° 5: tetaniaSe realizaran estimulaciones intensas, muy rápidas y/o continuas y se obtendrá una serie de contraccionessucesivas de modo que las estimulaciones no permitan que termine la sacudida anterior y continuaremosasí hasta obtener una contracción sostenida, permanente, intensa y que es lo que denominamos tetania.
Experimento N° 6: Relación longitud - tensiónEmplearemos la fuerza muscular que ejerce el musculo gastronemio cuando se anudan ambos extremosdel musculo antes disecado en una balanza con pesas graduadas en gramos. Un extremo del musculo seráanuda en la parte inferior del platillo de la balanza y el otro extremo se anudara en el brazo de la nuez delsoporte de fierro, estando el fiel de la balanza en cero se desplazara la nuez hacia debajo de modo que elmusculo no quede ni mu flojo ni muy tenso de tal forma que pueda responder al estímulo con unacontracción. A continuación se estimula para que el músculo se contraiga sin vencer ninguna resistencia(pesa deslizante en cero) al obtenerse respuesta de contracción el fiel de la balanza se deslizara haciaarriba. Ahora incrementamos gradualmente de dos en dos gramos y al mismo tiempo la longitud elmusculo bajando la nuez de la balanza y repetimos el estímulo y el fiel de la balanza volverá a moversehacia arriba, llegara el momento en que el estímulo a medida que aumentamos el peso y la longitud delmusculo el fiel de la balanza no se desplazara. Esta es la longitud a la cual corresponde la máxima tensión
capaz de ser ejercida por el musculo. El alumno realizara una gráfica que ilustre la relación longitud vstensión.
Discusión:
1. IntroducciónLa placa mioneural media la transmisión de la señal de la fibra nerviosa motora a la célula muscular. Salvoen el caso de las fibras musculares intrafusales, existe una sola placa terminal por cada fibra muscular. Amedida que el axón del nervio se acerca a su fin emite varias ramas, cada una de las cuales inerva unafibra muscular. Estás ramas terminales son de poco diámetro y carecen de mielina, por lo que la velocidadde conducción en ellas es baja. La placa mioneural es una discontinuidad entre la células nerviosa y lamuscular donde la transmisión del impulso de despolarización queda a cargo de un mediador químico, laacetilcolina.
La terminal presináptica posee vesículas sinápticas, las cuales han sido sintetizadas en el soma neural, ypresenta canales de membrana de sodio y calcio dependientes del voltaje.
La generación del potencial de acción da lugar a la apertura de los canales de calcio y se incrementa laconcentración citosólica de calcio. Este incremento promueve la fusión de las vesículas sinápticas con lamembrana citoplasmática del rafe sináptico, liberando acetilcolina. La acetilcolina actúa sobre receptoresnicotínico presentes en el miocito y produce despolarización de la membrana celular muscular. Estefenómeno es denominado potencial de la placa terminal.
Este potencial de acción excita a las miofibrillas para que se contraigan. Para el control de la actividadmuscular existe además una vía inhibitoria recurrente, es decir, un mecanismo de retroalimentaciónnegativa que mejora la resolución espacial de la acción neural. Esta vía inhibitoria provee un mecanismopara evitar la contracción muscular persistente.
El axón de la motoneurona A sale de la sustancia gris a nivel de la medula espinal, pero emite antes unarama colateral, la rama recurrente. Esta rama se desprende a partir del primer nódulo de Ranvier,permanece dentro de la materia gris ventral y pasa medialmente y dorsalmente. Está rama forma sinapsiscon interneuronas que se encuentran en la región ventromedial del asta anterior y son denominadas célulasde Renshaw. Sus axones se proyectan hacia las motoneuronas α, tanto hacia aquella en la cual se originó laprimera sinapsis desde el hasta dorsal, representada como la motoneurona A, y a sus vecinas,representadas como motoneuronas B, terminan en sinapsis inhibitorias. La transmisión de este sistemainhibitorio está a cargo de la glicina.
Nota: en la presente práctica emplearemos ya sea dextrotubocurarina o succinilcolina.
MaterialSapos grandes SuccinilcolinaMiógrafoEstimulador eléctrico VecuronioEquipo de disección NeostigminaTabla de fijación para batracios Atropina
MétodoExperimento N° 1Se l anestesia a un sapo por destrucción del encéfalo. Se diseca y se expone el nervio ciático en la caraposterior de ambos muslos, evitando lesionar la arteria femoral que corre paralela al nervio.
En una de las extremidades, se separa el nervio de la arteria y se procede a ligar alrededor del músculo yde la arteria, dejando libre al nervio.
Se aplica estímulos de baja intensidad a los nervios ciáticos y se va incrementando su intensidad hastaobtener la contracción muscular.
Luego se estimula directamente al músculo gastrocnemio a través de una incisión hecha en la piel.
Experimento N° 2Se administra 1 mL de succinilcolina en el saco linfático dorsal del sapo. Luego de unos minutos seprocede a estimular con el carrete de inducción ambos ciáticos.
Experimento N° 3Se administra 1 mL de vecuronio en el saco linfático dorsal del sapo. Luego de unos minutos procede aestimular con el carrete de inducción ambos ciáticos.
Experimento N° 4Se administra 1 mL de solución de atropina y neostigmina en el saco linfático dorsal del sapo. Luego deunos minutos se procede a estimular con el carrete de inducción ambos ciáticos.
DiscusiónLa succinilcolina es un bloqueador muscular despolarizante. Inicialmente simula el efecto de laacetilcolina, produciendo apertura de los canales iónicos y despolarización persistente. Inicialmente puedeproducir excitación, la que se manifiesta por fasciculaciones transitorias. Esta fase es seguida por elbloqueo de la transmisión neuromuscular y parálisis flácida.
La estricnina actúa a nivel de la medula espinal, bloqueando la sinapsis inhibitoria de las células deRenshaw sobre las motoneuronas α, en las que ejerce el rol de antagonista competitivo selectivo quebloquea los efectos inhibitorios de la glicina.
La estricnina produce aumento de los impulsos nerviosos sucesivos, creando contracciones similares a lastetánicas. Origina una contracción muscular sostenida de extensores y flexores y espasmo muscularpersistente.
PRÁCTICA DE SHOCK ESPINAL PARA ESTUDIAR LOSREFLEJOS EN EL SAPO
Leyes Pfluger, Turck, Sumacion Espacial, Sumacion Temporal y efecto de la ablación medular.-MaterialSapoBeakers, estilete de acero,Carrete de RunckfordAcido sulfúrico diluído 0.1 %; 0.2%; 0.3 %; 0.4%; 0.5 %; 1% sol. acuosas.Suero fisiológicoEquipo de disección, guantes látex descartablesSol.Ringer para batracio.
MétodoExperimento N° 1: PREPARACIÓN DEL SAPO ESPINALObservar la postura, los movimientos espontáneos y respuesta a los diversos estímulos, movimientosrespiratorios, reflejos del salto, respuesta a la rotación y posición de espalda del sapo normal.Se fija al animal con la mono izquierda y se determina lasa siguientes líneas: una línea transversal a niveldel límite posterior de la membrana timpánica ( A-B), Una segunda línea entre el ojo y la membranatimpánica (X-Z). Se toma una tijera y se introduce uno de sus extremos en la boca del animal y se lodecapita con un solo golpe, procurando que en este momento el sapo se encuentre con el dorso haciaabajo, a lo largo de la línea X-Z Realizar hemostasia por compresión y realizar las mismas observacionesque en el sapo normal. Este es el sapo descerebrado. En este caso, el sapo puede realizar movimientoscomplejos tales como saltar y si se coloca de espalda puede regresar a la posición normal.
En otro sapo hacer las observaciones del tono y la respuesta a la estimulación eléctrica y luego realice el
corte a lo largo de la línea A-B. Inmediatamente se observa el tono y la actitud postural del animal y se
efectúa el pinzamiento de uno de sus dedos. Se objetivará la depresión motora que constituye uno de loscomponentes del shock espinal, ademasno se encuentra los resultados del sapo descerebrado.
Se espera unos minutos y se observa nuevamente el tono y la actitud postural del animal y se efectúa el
pinzamiento de uno de sus dedos. Se objetivará las respuestas motoras.
Experimento N° 2: leyes de Pfluger
Se pasa un hilo a través de un orificio hecho en el piso de la boca y se cuelga al sapo espinal de unestativo.A continuación se efectúa una secuencia de estímulos graduados, los que producen respuestasdeterminadas:
a) Ley de UNILATERALIDAD.- Se pellizca suavemente un dedo y se produce contracción de lamisma pata solamente.
b) Ley de SIMETRÍA.- Se pellizca con mayor intensidad el dedo y se produce contracción de lamisma pata y de la pata opuesta.
c) Ley de IRRADIACIÓN.- Se pellizca fuertemente un dedo y se produce contracción de la mismapata, de la pata opuesta y finalmente de las extremidades anteriores.
d) Ley de GENERALIZACIÓN.- Se pellizca muy fuertemente un dedo y el animal se contrae y semueve enérgicamente.
Experimento N° 3: experiencia de Turck
Se emplea la preparación de sapo espinal. Se la cuelga de un estativo y se espera que esté en reposo.Se prepara varios beakers con concentraciones crecientes de ÁCIDO SULFÚRICO desde 0.1, 0.2, 0.3,0.4, 0.5 y 1%. Se sumerge la pata del animal en cada una de las distintas soluciones, empezando por la demenor concentración; se espera y se registra el tiempo necesario para la respuesta. Una vez que se haya
producido la respuesta, se lava la pata del animal en suero fisiológico antes de pasar a la soluciónsiguiente.Se observa y se registra las características y tipo de respuesta en cada caso.
Experimento N° 4: sumación temporalSe sumerge la pata del animal en una solución de ácido sulfúrico al 0.1% varias veces. Se observa elincremento progresivo de la respuesta.
Experimento N° 5: sumación espacial
Se sumerge en una solución de ácido sulfúrico al 0.1% primero la punta del dedo, luego el dedo completo,la pata y la rodilla. Se observa la mayor intensidad de las respuestas.
Experimento N° 6Se introduce un estilete dentro del canal vertebral y se destruye la médula. Después se repite las mismasestimulaciones hechas previamente.-
REFLEJOS OSTEOTENDINOSOS EN EL HOMBRE
IntroducciónLos mecanismos reflejos están constituidos por un órgano receptor, un órgano efector y una red decomunicaciones entre ambos. La acción refleja se inicia por un estímulo de entrada y tiene como resultadouna respuesta de salida. La acción refleja abarca el reflejo axónico sencillo hasta los reflejos complejos enlos que existe intervención cerebral.
El sistema nervioso comprende un gran número de arcos reflejos. Cualquier estímulo produce unarespuesta. El estímulo puede originarse en los órganos internos y afectar la parte visceral del sistemanervioso. El sistema puede originarse en el exterior y afectar la parte somática del sistema nervioso. Un
mismo arco reflejo puede afectar tanto partes viscerales como somáticas.
Los reflejos viscerales no suelen alcanzar la conciencia, mientras que los reflejos somáticos pueden serpercibidos concientemente. Muchos reflejos pueden considerarse como parte de un programa, puesto quela respuesta adecuada parece estar prevista dentro del sistema nervioso.
Los reflejos espinales, que requieren transmisión del estímulo desde la periferia hasta la médula y de allíregresar al órgano efector, son de este tipo. Los reflejos espinales no requieren de intervención del sistemanervioso central y funcionan igualmente bien en un animal cuya médula se ha seccionado por encima de lalocalización de las neuronas de los nervios correspondientes.
Las inserciones tendinosas de los músculos poseen receptores sensitivos especiales que responden a aladistensión y envían la información al sistema nervioso central sobre la posición de un músculo o de unmiembro. Cuando estos receptores tendinosos son estimulados por una distensión rápida y brusca, mandanimpulsos a la médula espinal y, a través de una sinapsis a la motoneurona anterior que inerva el músculo.Esta neurona manda impulsos al músculo y produce una sacudida rápida.
La respuesta de los reflejos espinales puede incrementarse elevando el nivel de excitación de la médulaespinal. Esta facilitación puede conseguirse haciendo que el sujeto enganche sus manos y tire con fuerza.
MaterialSujeto de prueba Martillo de reflejos
MétodoExperimento N° 1: reflejo rotulianoSe sienta al sujeto en una posición cómoda y cruza las piernas. La pierna superior debe estar relajada. Porpalpación, se localiza el tendón rotuliano y se da un golpe seco con el martillo de reflejos. La respuestaadecuada es la contracción del cuadriceps, lo que produce extensión de la pierna.
Experimento N° 2: reflejo aquilianoEl sujeto se pone de rodillas sobre una silla y deja colgar fuera los pies sin contracción de los músculos delas pantorrillas. Se busca el tendón de Aquiles y se estimula. La respuesta apropiada es la contracción delos músculos gemelos y del sóleo, lo que produce extensión del pie.
Experimento N° 3: reflejo bicipitalEl sujeto flexiona su antebrazo sobre el brazo, mientras el examinador soporta el antebrazo. Se busca eltendón del bíceps con el pulgar de la mano que sostiene el antebrazo, se deja el pulgar sobre el tendón y seda un golpe sobre el pulgar. la respuesta apropiada es la contracción del bíceps, lo que produce flexión delantebrazo.
Experimento N° 4: reflejo tricipitalEl sujeto flexiona su antebrazo sobre el brazo, mientras el examinador soporta el antebrazo. Se palpa eltendón del tríceps, inmediatamente por encima de su inserción en el codo, y se golpea el tendón con elmartillo. La respuesta apropiada es la contracción del tríceps, lo que produce extensión del pie.
Experimento N° 5: reflejos radial y cubitalSe golpea los tendones insertados sobre los extremos inferiores de ambos huesos, por encima de lamuñeca. El examinador sostiene el brazo del sujeto. La respuesta adecuada para el reflejo cubital es lapronación de la mano y para el reflejo radial la flexión del antebrazo.
Discusión
EVALUACIÓN DE LA PERCEPCIÓN SENSORIAL Y SENSACIONESNOCICEPTIVAS: EVALUACION DEL UMBRAL DEL DOLOR.
IntroducciónLa estimulación de un receptor táctil de la piel es transmitida por la vía del asta posterior (sensitiva) hastala corteza somestésica. En esta la excitación del receptor activa un determinado número de neuronas queconstituye su campo cortical. Sin embargo, no todas las neuronas de este campo se estimulan en la mismamagnitud, sino que las que corresponden al centro del campo descargan de forma máxima y las de laperiferia en menor magnitud. Este contraste es el que permite localizar el punto exacto de estimulación.
Las capacidades táctiles se determinan en muchas ocasiones por la posibilidad de discriminar dos puntosde estimulación sobre la piel.
Las diferencias en las capacidades de discriminación en las diferentes zonas del cuerpo se deben alnúmero de receptores que exista en esa zona y a la representación cortical que éstos poseen. Los dedosestán profusamente poblados de receptores y el área de corteza a que llega la información proveniente deellos es amplia, de ahí su mayor posibilidad de discriminación. Otras zonas del cuerpo tienen menordensidad de receptores siendo éste uno de los factores que conlleva a que la información que llega al áreade la corteza sea reducida y, por lo tanto, sea menor su posibilidad de discriminación.
Cuando se estimulan dos puntos cercanos de la piel, cada uno excitará de forma máxima al centro de sucampo cortical; pero como los campos se superponen parcialmente, la resultante será una excitaciónmayor, aunque se mantienen los máximos de excitación separados.
El ser humano puede percibir diferentes grados de calor y frío, que pasan del frío glacial, al frío, al fresco,a la temperatura indiferente, a lo tibio, caliente y quemante.
Objetivos1. Discriminar procesos y modalidades de percepción sensorial en el ser humano de tal manera que
pueda sistematizarlos.2. Comprobar la distribución anatómica de los receptores cutáneos y la importancia fisiológica de
dicha distribución.3. Comprobar la influencia de las bajas temperaturas en la sensibilidad.4. Comprender los mecanismos que explican dichas funciones, estas observaciones deberán ser
correlacionadas con sus conocimientos neuroanatómicos y neurofisiológicos.
EXPERIMENTO 1: IDENTIFICACIÓN DE CAMPO RECEPTIVO SENSORIAL
Materiales- Sello especial- Hoja de papel- Pelo de cerda (pelo de Von Frey)- Sujeto experimental (alumno 1)- Sujeto experimentador (alumno 2)
Procedimiento1. Por medio de un sello especial marcar un área en la piel de un compañero: cara, dorso del cuello,
antebrazo, dorso de la mano.
2. Sellar en una hoja de papel un área similar y proporcional
3. Luego el sujeto experimental deberá cerrar los ojos y se le aplica por medio de un instrumentosensibilizador llamado pelo de Von Frey, una ligera presión en cada uno de los cuadrantes del
área delimitada por el sello.
4. El sujeto experimental deberá reportar las modalidades de sensaciones que percibe en la piel decada cuadrante (tacto, dolor, temperatura, otros).
5. Marcar con notación diferente, en un esquema, los puntos correspondientes.
6. Anotar cuantos puntos diferentes hay para cada una de las sensaciones investigadas.
Resultados
EXPERIMENTO 2: DISCRIMINACIÓN DE DOS PUNTOS
Materiales- Compás de doble punto.- Regla.- Sujeto experimental (alumno 1).- Sujeto experimentador (alumno 2).
ProcedimientosPara la realización de estos experimentos los estudiantes se dividirán por parejas, actuando cada uno comosujeto experimental y como experimentador.
1. Indique a su compañero que cierre los ojos y se concentre en las sensaciones que va a percibir.2. Aplique los dos extremos del compás de forma tal que lleguen simultáneamente al área de piel
estimulada. Se deberá estimular las siguientes zonas: Yema de los dedos, antebrazo, cara y nuca.3. En cada paso la separación de las puntas del compás se aplicarán de forma tal que la diferencia
entre ellas sea diferente y, alternante, manteniéndose constante para cada zona corporal esto es0.5, 1, 1.5, 2, 2.5 y 3 cm.
4. Durante la aplicación de las agujas, pregunte al compañero cuantos puntos discrimina y anote surespuesta.
5. Analice el comportamiento de los receptores.
Resultados
Area de la Piel
Estimulada
Distancia de separación de las puntas del compás ( cm )
0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0
Yema de los dedosAntebrazo
CaraDorso del CuelloDorso de mano
SENSACIONES NOCICEPTIVAS: EVALUACIÓN
DEL UMBRAL DEL DOLOR
Introducción
El dolor es un mecanismo de protección y por tanto puede definirse como una respuesta de defensa
corporal, el cual aparece siempre que un tejido está siendo lesionado y obliga al individuo a reaccionarpara suprimir el estímulo nocivo.
Si colocamos inadvertidamente el brazo sobre una plancha caliente sentimos dolor e inmediatamente
retiramos el brazo para evitar un mayor daño tisular.
La respuesta al dolor puede expresarse en términos conductuales, tales como el retiro de la fuente del
estímulo o la fuga; puede haber una respuesta verbal, como el quejido y la expresión del dolor; y puedehaber una respuesta fisiológica como cambios en la presión sanguínea, sudoración y taquicardia.
El dolor es una respuesta sensorial medible, su magnitud varía con la intensidad del estímulo. Todo ser
viviente presenta una tolerancia al dolor hasta determinado nivel, denominado umbral, en que el dolor esinsoportable. El dolor puede también ser socialmente determinado, se dice que hay grupos étnicos mássensibles al dolor que otro, y el sexo femenino es más resistente al dolor que el sexo masculino.
El dolor se ha clasificado en dos tipos fundamentales: 1) Dolor Rápido, que aparece en menos de una
décima de segundo, no se percibe en los tejidos más profundos del cuerpo, se transmite a través de fibrasde tipo A y la señal dolorosa llega al sistema nervioso central vía el haz neoespinotalámico. 2) DolorLento, aparece después de un segundo o más y aumenta lentamente en el curso de varios segundos ominutos, suele ir acompañado de destrucción tisular, se percibe en la piel como en cualquier órgano otejido profundo, se transmite a través de fibras tipo C y las señales dolorosas llegan al sistema nerviosocentral vía el haz palioespinotalámico.
El dolor como todo tipo de sensibilidad tiene receptores y vías neurales específicas.
Los receptores para el dolor son terminaciones libres y se diferencian por el tipo de estímulo al cual
responden y básicamente son de tres clases:
1) Los mecanociceptores responden a estímulos mecánicos muy intensos de la piel como apretar,
pellizcar, pinchar, etc. También pueden responder a estímulos térmicos repetitivos, entre 45° y55°C.
2) Los termociceptores responden a bajas temperaturas, menos de 10°C, y altas temperaturas, porencima de 42-45°C, y asimismo responden a estímulos mecánicos intensos.
3) Los nociceptores polimodales responden a estímulos dolorosos mecánicos, térmicos y químicos.
El estímulo doloroso (E) actúa sobre un terminal nervioso que lleva su axón hacia la neurona sensorial
primaria (1) en las astas posteriores de la médula espinal. El mediador excitatorio de esta informacióndolorosa es la sustancia P, aunque también pueden participar otras sustancias como el ácido glutámico, lasomatostatina y el polipéptido intestinal vasoactivo (VIP).
Los axones de las segundas neuronas del sistema de transmisión del dolor (2) ascienden en dos tractosdiferenciables tanto anatómica como funcionalmente; el tracto Páleo-espino-talámico con proyeccionesamplias y difusas; y el tracto Neo-espino-talámico con proyecciones menores y circunscritas. La víaneuronal del neo-espino-talámico es responsable de la localización certera en la superficie corporal de losdolores agudos, siendo pequeño el número de las fibras que la componen. Los axones del Páleo-espino-
talámico se enlazan sinápticamente con neuronas del tronco encefálico en especial con la informaciónreticular tegmental y los cuadrigéminos (Tracto espino-tectal), mientras que otras de sus fibras alcanzandirectamente a los núcleos talámicos intramamilares. Hasta este nivel no hay participación de la cortezacerebral en las sensaciones del dolor.
En el tálamo existen neuronas que vienen a denominarse de tercer orden (3) que provienen de los núcleosintramamilares del tálamo y que se proyectan enviando sus axones al frontal superior de la corteza
cerebral. Igualmente existen neuronas de tercer orden en el núcleo ventro-basal y grupo posterior deltálamo que proyectan sus axones al parietal posterior en la corteza cerebral. Es aquí, donde ocurre lamodulación del dolor, y donde socioculturalmente puede variar la expresión del dolor
EXPERIMENTO N° 1: SENSACIONES TÉRMICAS Y UMBRAL DEL DOLOR
Materiales: Hervidor eléctrico con agua ,termómetro y gotero.
Procedimiento1. Introducir el termómetro en el hervidor eléctrico y registrar la temperatura del agua.2. Aumentar la temperatura del agua, conectando el hervidor en el suministro eléctrico.3. Cada minuto registrar la temperatura del agua y cargar el gotero y dejar caer unas dos o tres gotas
en el dorso de la mano hasta que el sujeto de experimentación perciba un cambio en latemperatura del agua en relacion a la temperatura inicial del primer minuto.
4. Continuar con el paso tres hasta el momento en que al dejar caer una gota en la palma de la manosienta dolor. 5.- Construir una curva tiempo vs. Temperatura y determine el umbral del dolor.
Resultados
EXPERIMENTO N° 2: ISQUEMIA LOCAL Y DOLOR
Materiales- Tensiómetro.- Cronómetro.- Sujeto Experimental (alumno 1).- Sujeto Experimentador (alumno 2).
Procedimiento1. El sujeto de experimentación deberá sentarse cómodamente, colocando el brazo sobre la mesa de
modo que quede a nivel del corazón.2. Coloque el manguito del esfigmomanómetro, completamente desinflado, alrededor del brazo de
manera que su borde inferior quede 2-4 cm sobre el pliegue del codo.3. Aumentar la presión del sistema, con la pera insufladora, hasta alcanzar una presión de 200 mm
Hg.4. Solicitar al sujeto de experimentación que abra y cierre rítmicamente ambas manos.5. Registrar el tiempo en que el sujeto empieza a reportar que siente dolor y el momento en que el
dolor se torna insoportable.6. Disminuir rápidamente la presión del sistema, abriendo la válvula de la pera insufladora.7. Monitorear el tiempo en que desaparece el dolor.8. Realizar el experimento tanto en la mano derecha como en la mano izquierda.
Resultados
TIEMPO (MIN) TEMPERATURA °C DOLOR
UMBRAL DEL DOLOR
ISQUEMA LOCAL Y DOLOR
PRUEBAS CEREBELOSAS
Marco Teórico.
Anatomía.
Rol Fisiológico.
Evaluación de la Fisiología Cerebelosa.
Síntomas y Signos de la alteración Cerebelosa.
DOLOR TIEMPO (MIN) TEMPERATURA (°C)
Insoportable
BRAZO
Derecho Izquierdo
Inicia el dolorDolor insoportableDesaparece el dolor
BRAZO
Derecho Izquierdo
Inicia el dolorDolor insoportableDesaparece el dolor
FUNCIÓN DEL CEREBELO
la principal función del cerebelo es la coordinación del movimiento, es decir, permitir que el movimiento se realice con facilidad y precisión.
los núcleos profundos tienen una actividad continua en situación basal, ytienen conexiones excitadoras con el origen de las vías motoras (corteza motoraa través del tálamo, núcleo rojo, núcleos vestibulares y formación reticular, queson el origen respectivamente de las vías motoras corticoespinal, rubroespinal,vestibuloespinales y reticuloespinales). así, los núcleos del cerebelo mantienenuna activación tónica de las vías motoras que facilita la realización delmovimiento.
Las células de Purkinje inhiben a los núcleos profundos, con lo quepueden inhibir unos componentes del movimiento y otros no, y así DARFORMA AL MOVIMIENTO.
EL CEREBELO REGULA EL TONO MUSCULAR, modificando laactividad de las motoneuronas gamma, de manera QUE AUMENTA EL TONOPARA MANTENER LA POSTURA, O LO INHIBE PARA FACILITAR LAREALIZACIÓN DE LOS MOVIMIENTOS VOLUNTARIOS.
También contribuye a la COORDINACIÓN DE LOS MOVIMIENTOS
POLIARTICULARES. Las fibras paralelas recorren una larga distancia en lacorteza del cerebelo, y en su recorrido pueden actuar sobre células de Purkinjecorrespondientes a VARIAS ARTICULACIONES, COORDINANDO SUACTIVIDAD.
EL CEREBELO PARTICIPA EN EL APRENDIZAJE DE LOSMOVIMIENTOS. MIENTRAS SE ESTÁ APRENDIENDO UNMOVIMIENTO NUEVO SE PRODUCEN FRECUENTES ESPIGAScomplejas en las células de Purkinje. Esto produce depresión a largo plazo, porlo que una vez que el movimiento se ha aprendido disminuye la frecuencia delas espigas simples. Puesto que las células de Purkinje inhiben a los núcleosprofundos, la disminución de las espigas simples produce una mayor actividadde los núcleos profundos y de las vías motoras.
REGIONES FUNCIONALES DE CEREBELO
El cerebelo se divide en tres regiones funcionales. La estructura microscópica essemejante en las tres, por lo que las diferencias entre ellas se deben a que tienen distintasconexiones aferentes y eferentes, y realizan el mismo tipo de procesamiento pero condistinta información.
Vestibulocerebelo
El vestíbulocerebelo corresponde anatómicamente con el nódulo-flóculo.
Colabora con los núcleos vestibulares en las funciones de mantenimientodel equilibrio y de ajuste del reflejo vestibuloocular.
Las lesiones del vestibulocerebelo en un lado producen síntomasparecidos a las lesiones de los núcleos vestibulares en el lado cotralateral. Larazón de esto es que, puesto que la corteza del vestibulocerebelo inhibe a losnúcleos vestibulares ipsolaterales, la lesión del vestibulocerebelo producehiperactividad vestibular ipsoateral, que equivale a una lesión de los núcleosvestibulares contralaterales.
Espinocerebelo.
Incluye al vermis cerebeloso y la zona intermedia de los hemisferioscerebelosos. El vermis junto con el núcleo fastigio se asocia a los movimientosaxiales (del tronco y raíz de los miembros ) y la zona intermedia de loshemisferios cerebelosos se asocia a los movimientos la parte distal de lasextremidades. Por5 eso las lesiones del ,los hemisferios cerebelosos se asociancon alteraciones de los movimientos de las extremidades partes distales. Y laslesiones de la línea media (VERMIS) producen inestabilidad en la marcha. Poreso debe ampliar la base de sustentación.
El espinocerebelo se encarga de controlar la ejecución de losmovimientos. Recibe información por las vías espinocerebelosas de cómo seestán realizando los movimientos, y si detecta que el movimiento comienza aapartarse del objetivo deseado, envía señales correctoras. El núcleo fastigioenvía las señales correctoras al origen de las vías que controlan los
movimientos axiales, que son la vestibuloespinal y reticuloespinal, y el núcleointerpuesto envía señales correctoras al origen de las vías que controlan losmovimientos distales, que son la vía corticoespinal lateral y rubroespinal.
El espinocerebelo coordina la actividad de músculos agonistas yantagonistas durante los movimientos. Regula la relajación del antagonistadurante realización del movimiento, y también la contracción del antagonista alfinal del movimiento para frenarlo cuando llega al objetivo. Cuando se alteraproduce el temblor intencional( no puede ensartar la aguja con un hilo).
Cuando se altera la parte lateral (hemisferio neocerebeloso se produce la ataxia,disimetría, disdiadococinesia (juego sucesivo de palma- dorso de las manosmuy dificultoso) .
Cerebrocerebelo.
Comprende la parte lateral de los hemisferios cerebelosos y el núcleodentado.
Participa en la preparación del movimiento . Recibe información de lacorteza, a través de los núcleos del puente, sobre el movimiento que se desearealizar, elabora el plan motor (determina qué músculos hay que contraer, y enqué secuencia, para realizar ese movimiento) y envía ese plan motor a la cortezamotora, a través del tálamo, para que se ejecute.:Cuando se retrasa esta acciónde descompone el movimiento en sus partes ( movimientos roboticos)
El cerebrocerebelo es necesario para el aprendizaje de movimientoscomplejos (p. ej. aprender a tocar el piano).
El cerebrocerebelo también interviene en funciones cognitivas norelacionadas directamente con el movimiento.
Para evaluar la FUNCIÓN CEREBELOSA se estudia la Taxia es decir se explora laTaxia durante la ejecución de los movimientos ( Taxia dinámica) ó se evalúan en laposición de reposo( Taxia estática).
Evaluación de la Taxia DINÁMICA : Se examina por medio de pruebas que consistenen establecer una meta u objetivo a los movimientos de la persona. Si estas pruebas sealteran se dice que existe ataxia dinámica, por ejemplo tenemos:
La Prueba del talón rodilla para miembros inferiores: estando la persona echada tocarácon el talón de un pié la rodilla del la otra pierna, lo debe hacer en forma precisa, exacta,enseguida se le pide que descienda el talón bordeando la tibia de la pierna opuesta y nodebe zigzaguea hasta llegar al dedo gordo del otro pié. Si tiembla, duda ó zigzaguea eltalón , es anormal.
Para Miembros superiores: Prueba de Indice-Nariz ó de índice- oreja .
Con los dedos de la mano contraídos se le pide que con el índice extendido se toque lapunta de la nariz y luego el lóbulo de la oreja con los ojos abiertos y luego cerrados.Debe hacerlo en forma precisa sin oscilaciones irregulares o bruscas y sin exceder ladistancia.
También índice del mismo paciente o con el del examinador.
Para el Tronco: Se invita a la persona a efectuar cambios de postura: incorporarse,sentarse o caminar: En caso de ataxia dinámica se producirán movimientos oscilantes deltronco.
Evaluación ce la TAXIA ESTATICA : Signo de ROMBERG:
La investigaremos con un voluntario de pié, con los pies juntos y las palmas de lasmanos adosadas al cuerpo(en actitud de “firme”).
Se observará si la persona mantiene la postura erecta o si, por el contrario aparecenoscilaciones y la persona busca apoyo para no caerse. Luego le pediremos que cierre losojos: si la persona oscila mucho y tiende a caer decimos que es ROMBERG POSITIVO(anormal). Debemos permanecer cerca de la persona examinada o para sostenerlo encaso de caída.
A veces esta maniobra no es suficiente para detectar el signo de Romberg y y entoncesse buscará lo que se denomina ROMBERG Sensibilizado que consiste en poner de pié ala persona con un pié delante del otro , o sobre un solo pié ; o bien “haciendo uncuatro” ( el paciente levanta un pié hasta la altura de la rodilla, con los ojos cerrados . Siexiste Romberg positivo aparecerán oscilaciones y tendencia a la caída.
Significado Fisiológico: Este signo revela un trastorno del sistema propioceptivo, undéficit en las vías de conducción aferentes de la sensibilidad profunda o laberínticacorregido por la visión. Por ello se pone de manifiesto cuando se le pide cerrar los ojos.El mismo significado fisiológico tienen las alteraciones de la taxia dinámica cuando sele pide al paciente que cierre los ojos. Revelan también alteración de los cordonesposteriores de la médula, sistema laberíntico y degeneraciones espinocerebelosas. Elsigno de Romberg positivo pone de manifiesto la presencia de ataxia estática.
Evaluar Disimetría
Evaluar Disdiadococinesia
Evaluar Temblor intencional
LESIONES DEL CEREBELO
Los síntomas de las lesiones cerebelosas se pueden comprender fácilmente si se conocenlas funciones del cerebelo:
Ataxia. Significa falta de coordinación de los movimientos
Dismetría. Consiste en que el movimiento pasa de largo del objetivo,porque los músculos antagonistas no se activan a tiempo para frenarlo
Temblor intencional. el temblor cerebeloso o intencional se acentúa conlos movimientos voluntarios. Se produce porque se contraen a la vez losmúsculos agonistas y antagonistas al realizar el movimiento
Disdiadococinesia. Dificultad para los movimientos alternantes yrepetitivos, como golpear rítmicamente con el dorso y la palma de la mano. Sedebe a la falta de coordinación en la activación alternante de agonistas yantagonistas.
Disartria. Dificultad en el habla, por falta de coordinación en losmúsculos de la articulación de las palabras.
Hipotonía. Por alteración en la regulación del tono muscular.
Descomposición de los movimientos. Cuando un movimiento implica avarias articulaciones de un miembro, primero se mueve una articulación y luegootra.
Alteración del equilibrio y nistagmus si la lesión afecta alvestibulocerebelo
FISIOLOGIA DEL VIII PAR CRANEAL VESTIBULO COCLEAR
En esta practica evaluaremos solamente la función de la rama coclear del VIII Par craneal (mediante testWeber, Rinne y Schwabach) y evaluar hipoacusia solamente, pues la rama vestibular será evaluada demodo diferencial conjuntamente con el estudio del cerebelo en su oportunidad.
Exploración de la rama coclear del Nervio acústico VIII par;nervio vestíbulo coclear)· El nervio coclear conduce los estímulos auditivos inducidos por las vibraciones
sonoras ,recogidas por el receptor: órgano de Corti ,de los estímulos auditivos.· No nos olvidemos que el nervio vestibular conduce los estímulos específicos del sentido del
equilibrio que traduce las sensaciones de posición o movimientos del cuerpo en relación alespacio.
· Para la evaluación fisiológica de la percepción del sonido evaluaremos la transmisión aérea y latransmisión ósea.
· La hipoacusia POR ALTERACIÓN EN LA TRANSMISION Ó CONDUCCION AÉREA(HIPOACUSIA DE CONDUCCIÓN) : en AFECCIONES DEL OIDO EXTERNO O MEDIO óacumulo de cerumen o perforación timpánica.
· Y LAS AFECCIONES DE HIPOACUSIA POR ALTERACIONES EN LA CONDUCCIÓNÓSEA EN LOS TRANSTORNOR DEL NERVIO AUDITIVO)RAMA COCLEAR Ó DELLABERINTO(Hipoacusia sensorial, nerviosa o de Percepción .
Evaluación fisiológica de la audición.· El estudio de la transmisión ósea se efectúa por medio de tres pruebas CLÁSICAS QUE SON
Weber, Rinne y Schwabach. El objeto de ellas es comprobar si la eventual hipoacusia se debe:· a que existe una pérdida de la conducción aérea(hipoacusia de conducción ósi se trata de una perturbación de la transmisión ósea como ocurre en la afecciones del laberinto ,nervio ó vias auditivas nerviosas(hipoacusia sensorial nerviosa ó de percepción).
· Las pruebas de audición constituyen lo que se llama: Acumetría Puede ser Fónica oInstrumental.
AUDIOMETRIA INSTRUMENTAL: Se realiza mediante los DIAPASONES, que soninstrumentos metálicos vibrantes de acero o de magnesio cuyas ramas son de forma de «U» alargada ycon un mango corto que sirve para cogerlos. Las frecuencias del juego completo de diapasones vandesde 64 Hertz hasta los 4000 Hertz. Con ellos se puede hacer el diagnóstico cualitativo de lashipoacusias y decir si se trata de una hipoacusia conductiva o de transmisión, una hipoacusianeurosensorial o de una mixta, lo cual se averigua mediante las siguientes pruebas:
PRUEBAS DE AUDICION
TEST DE WEBER COMPARATIVO: ambos oídosEs una prueba de lateralización y generalmente se utiliza cuando la audición por vía aérea es diferente enlos dos oídos.En el oído normal y en el paciente con hipoacusia simétrica, no hay lateralización del sonido.La prueba se realiza pellizcando las ramas de un diapasón de 500, 250 o 128 Hertzios y no golpeándolaspara no originar armónicos, se coloca el mango del diapasón en la frente o en los incisivos superiores y sele pregunta al paciente de qué lado oye mejor el sonido.- Si el paciente afirma sentir el sonido más fuerte hacia el oído hipoacúsico quiere decir que se trata deuna sordera de tipo conductivo o de transmisión.- Si el sonido del diapasón colocado en la frente o en los incisivos superiores lateraliza hacia el oído sano,ello indica que el oído contralateral presenta una hipoacusia de tipo neurosensorial.
TEST DE WEBER COMPARATIVO
Con el diapasón vibrando en medio del cráneo (vertéx), se escucha bien
en ambos lados el sonido no se lateraliza, el sonido es igual en amboslados.El test compara las vías óseas en ambos oídos. Se puede colocar eldiapasón en la frente ó en incisivos superiores.
RESULTADOSi el sonido se lateraliza hacia el lado sano, entonces es hipoacusia Neuro sensorial Derecha. Sise lateraliza hacia el oído que escucha mejor, el oído Derecho enfermo ó peor prácticamente noescuchara.Si el oído Derecho (enfermo) escucha mejor, el sonido lateraliza hacia la izquierda, seráhipoacusia de transmisión o de conducción.
TEST DE RINNE· Compara la calidad de la Percepción Auditiva por medio de 2 Vías:
· AEREA OSEA· Transmisión Apófisis mastoides· Conducción· (Investigamos un solo oído cada vez ; es monoaural)· PARA COMPARAR AEREA Y OSEA SE TOMA EL TIEMPO DE DURACION DEL
SONIDO CON CRONÓMETRO DESDE EL INSTANTE EN QUE COLOCAMOS ELMANFGO DEL DIAPASON VIBRANTE EN HUESO MASTOIDES (INICIO) HASTA QUEDES APARECE EL SONIDO
Metodo para exploración de Rinne
TEST DE RINNE EN UN SOLO OIDO
Vía ósea1. Diapasón vibrando sobre apófisis
mastoides.
Vía aérea2. De inmediato acercar el diapasón a la oreja
del mismo lado.3. Preguntar al paciente ¿Cuándo escucho
mejor?, ¿Dónde con mayor intensidad?
RESULTADOSi se escucha mejor por vía ósea, Hipoacusia deTransmisión ó conducción RINNE NEGATIVO.
Si se escucha mejor por Vía aérea es normal óHipoacusia de percepción neurosensorial. RINNEPOSITIVO.
TEST DE RINNE:Tiene por objeto comparar la audición de un sonido transmitido por vía ósea(mastoidces), con la audicióndel mismo sonido transmitido por vía aérea ( delante oreja ) tomando los tiempos de duración del sonidoen segundos con el diapason en mastoides y luego con el mismo estímulo tomar tiempo delante de laoreja.
Al poner un diapasón vibrante en la mastoides de un individuo sano, éste oirá el sonido generado hasta quela magnitud de la vibración no se se escuche pues se hace insuficiente para vencer la impedancia acústicaque le ofrecen los tejidos que se interponen en su transmisión hasta la cóclea, el sonido en regiónmastoidea normalmente se percibe durante 20 segundos.Una vez que el diapasón deja de ser audible por vía ósea si se lo coloca INMEDIATAMENTE frente al
conducto auditivo externo (sin tocar la oreja) reaparece la sensación auditiva por vía aérea 40 segundosmás, ya que la impedancia a vencer por esta vía es mucho menor que por vía ósea. En este caso que es elnormal se dice que el RINNE es POSITIVO.
En las hipoacusias conductivas la percepción se mantiene durante un tiempo mayor por vía ósea que porvía aérea, por ejemplo 35 segundos por vía ósea y 20 segundos por vía aérea, esto constituye el RINNENEGATIVO.
En las hipoacusias neurosensoriales se hayan disminuidas ambas fases, las proporciones se mantienen perolos tiempos están disminuidos y se habla de RINNE POSITIVO ACORTADO. Los valores podrían ser 10segundos por vía ósea y 20 segundos por vía aérea.
TEST DE SCHWABACH
Consiste en comparar el tiempo de audición de un diapasón vibrante colocado en el vértex del pacientecon el tiempo que oye un sujeto normal. Se aplica el diapasón vibrante en el vértex del paciente hasta quedeja de oírlo.Si el examinador o testigo normal oye, se habla de SCHWABACH CORTO y orienta a una sordera
neurosensorial;en el caso contrario SCHWABACH LARGO orienta hacia una lesión de tipo conductivo, por ejemplo una
otoesclerosis.Si los tiempos son semejantes se dice que el SCHAWABACH es normal.
RESULTADOS COMPARATIVOS ENTRE LA ACUMETRÍA FÓNICA (VOZ) Y LAACUMETRÍA INSTRUMENTAL ENTRE UNA PERSONA NORMAL Y UNA CONHIPOACUSIA NEUROSENSORIAL:
Instrumental
· Resumen :· En la hipoacusia de conducción (Trastorno de la conducción aérea , afecciones del oído externo
y/o medio) tenemos:· El Weber se lateraliza hacia el oído afectado ó el oído peor· El Rinne es negativo en el oído afectado· El Schwabach es normal o más prolongado en el lado afectado· En la hipoacusia de percepción o nerviosa(trastorno de la transmisión ósea , afecciones del oído
interno laberinto u nervio auditivo) tenemos:· Weber lateralizado hacia el lado sano· Rinne es positivo en el oído afectado· El Schwabach s acorta en el oído afectado.
Sistema Nervioso AutonómicoEFECTOS SIMPÁTICOS Y PARASIMPÁTICOS
IntroducciónEl sistema nervioso autónomo comprende dos grandes divisiones antagónicas: sistema simpático yparasimpático, relacionados a respuesta de stress y antiestrés.Se emplea el sapo para observar los efectos simpáticos y parasimpáticos en la actividad cardiaca.
MaterialSapos grandes AlgodónConejos Jeringas descartablesAdrenalina Suero fisiológicoAcetilcolina Electrocardiógrafo con juego de agujas de metalAtropina AtenololTabla de fijación para batraciosPilocarpina Solución de Ringer para batraciosEquipo de disección
FONICA NORMAL NEUROSENSORIALVoz cuchicheada 6 metros 0.2 metros
Voz alta 40 metros 1 metro
Conducción ósea 20 segundos 10 segundosConducción aérea 40 segundos 20 segundosWeber Sin lateralización Lateralizacion (al mejor oído)Rinne Positivo (normal) Positivo (corto)Schwabach Igual al examinador Menor que el examinador normal
Método
Experimento N° 1Anestesiar al sapo por destrucción del cerebro y la medula espinal. Colocar al animal en la tabla defijación. Abrir el peto esternal y exponer el corazón. Humedecer periódicamente con la solución de Ringerpara batracios. Conectar el electrocardiógrafo por medio de las agujas de metal y obtener un trazadoelectrocardiográfico basal. Instilar una gota de solución de Acetilcolina al 1/5000 y obtener un nuevotrazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla reposar por almenos 2 minutos.
Experimento N° 2Emplear la preparación descrita en el experimento anterior. Instilar dos gotas de solución de Adrenalina al1/2000 y obtener un trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarlareposar por al menos 2 minutos.
Experimento N° 3Emplear la preparación descrita en el experimento anterior. Instilar una gota de solución de Atenolol yobtener un trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla reposarpor al menos 2 minutos. A continuación instilar dos gotas de solución de Adrenalina al 1/2000 y obtenerun nuevo trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla reposarpor al menos 2 minutos.
Experimento N° 4Emplear la preparación descrita en el experimento anterior. Instilar una gota de solución de Atropina al0.1% y obtener un trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarlareposar por al menos 2 minutos. A continuación instilar dos gotas de solución de Acetilcolina 1/5000 yobtener un nuevo trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarlareposar por al menos 2 minutos.
Experimento N° 5Instilar 1 gota de Pilocarpina en el ojo derecho de un conejo y una gota de solución de Adrenalina en elojo izquierdo.
Discusión
FISIOLOGÍACARDIOVASCULAR
Corazón “in situ”: Propiedades del Corazón
1.- FundamentoEl miocardio tiene propiedades tales como: automatismo, excitabilidad, conductibilidad y contractilidadque le permite al corazón trabajar como bomba, de una manera adecuada a las necesidades del organismo.Tiene inervación autónoma y sistema de conducción eléctrica organizada.La actividad eléctrica que genera puede ser captada por electrodos colocados en la superficie corporal ygraficarse en ondas por medio del Electrocardiógrafo. Existe una correlación entre la actividad eléctrica yel ciclo cardiaco.
2.-Objetivosa. Reconocer la anatomía del corazón y vasosb. Reconocer las fases del ciclo cardiaco-características del músculo cardiacoc. Detectar la actividad eléctrica del corazón (Electrocardiograma)d. Relacionar la actividad eléctrica y el ciclo cardiacoe. Demostrar los efectos de estímulos físicos y químicos (adrenérgicos y colinérgicos) sobre el
corazónf. Conocer el efecto vagal
3.-Materiales- Animal para experimentar- sapo - Tablilla de fijación- Electrocardiógrafo - Tubos de ensayo (03)- Quimógrafo - Agua caliente (40°), fría (80°)- Miógrafo para cardiografía por suspensión - Sol. Ringer.- Carrete de estimulación eléctrica - Adrenalina 1/2000- Equipo de disección y 2 pares de guantes) - Acetilcolina 1/5000- Sol. CIK 1% - Sol. C12Ca 1%- Propranolol 1/1000 - Atenolol 1/1000
4.-Experimentos4.1 N° 1: Exposición del corazón-anatomía- ciclo cardiaco- Anestesiar al sapo por destrucción del cerebro y médula espinal- Colocar al sapo en la tablilla en decúbito dorsal-fijarlo con alfileres- Cortar la piel del tórax (tijera) y ampliar el corte desde el piso de la boca hasta la porción media
del abdomen- Humedecer permanentemente las vísceras y tejidos con Sol. Ringer- Reconocer la punta del esternón y cortar por su lado izquierdo- Con tijera cortar el esternón en su línea media- Exponer al corazón e identificar el pericardio, cortarlo y observar las partes del corazón y vasos-
reconocer las fases del ciclo cardiaco- Colocar el Electrocardiógrafo y tomar un basal; relacionarlo con el ciclo cardiaco4.2 N° 2. Experimento de Gaskel- Estímulo físico (temperatura) al corazón
- Colocar la tablilla con el sapo en forma vertical, (la cabeza hacia abajo); identificar la paredposterior del corazón.
- Observar los latidos por minutos (Seno Venoso, Aurículas y Ventrículo)- Con tubo de ensayo (agua fría) tocar el Seno venoso y observar los latidos- Esperar que regrese al basal y proceder de igual manera con el tubo de ensayo con agua caliente;
observar latidos- Interpretar los eventos que acontecen4.3 N° 3. Cardiografía directa por suspensión- Efecto Vagal y FarmacológicoFase A: Disecar el nervio vago derecho:- Cortar piel y subcutáneo hasta llegar al ángulo externo del maxilar- Identificar y cortar y transversalmente al músculo cutáneo pectoral derecho- Colocar el brazo derecho a 45° con respecto al eje del cuerpo- Observar debajo de la mandíbula a dos nervios :glosofaríngeo(lateral) y el hipogloso (medial),
individualizarlos y seguir sus recorridos hasta la línea media , en donde cambian de dirección yse dirigen al piso de la boca
- Entre los dos nervios, reconocer la arteria carótida primitiva (en el ángulo externo de lamandíbula). Desplazarla hacia arriba e identificar por debajo al nervio vago derecho.
- Pasar por debajo del nervio vago un hilo mojado con sol. RingerFase B: Proceder a los siguientes experimentos:4.3.A: Cardiografía directa- Efectos del vago en el corazón- Colocar el clamp del Cardiógrafo en al punta del ventrículo ; Aproximar el Quimógrafo a la
palanca y obtener un trazado- Determinar el ritmo, frecuencia y amplitud del trazado ; relacionarlo con el ciclo cardiaco- Dibujar un gráfico, señalando sus características- Desconectar Electrocardiógrafo.Estimular al nervio vago ( usar los electrodos del carrete de
inducción ), observar los cambios en el latido (Durante/estimulación desconectar /Electrocardiógrafo)
- Estimular con una aguja a las aurículas y al ventrículo y reconocer la contracción prematura –morfología y la pausa compensadora.
4.3.B Efecto de la Acetilcolina y Adrenalina- Instilar una gota de acetilcolina 1/5000; observar efectos. Lavar c/Sol. Ringer- Instilar una gota de adrenalina 1/2000; observar efectos. Lavar- Instilar 1 gota de sol CIK 1%; observar efectos. Lavar- Instilar 1 gota de sol C12Ca 1%; observar efectos. Lavar4.3.C Ligadura de Stannius- Conducción eléctrica – automatismo
- En el surco en el Seno venoso y las aurículas colocar un hilo humedecido con sol. Ringer y ligar.Observar efectos en el ECG. Analizar
- Una segunda ligadura entre las aurículas y el ventrículo ; ligar y observar ECG- Observar la frecuencia de contracción de aurícula y el ventrículo (Bloqueo aurículo- ventricular)
5. Graficar, analizar e interpretar los experimentos realizados
ACTIVIDAD ELÉCTRICA DEL CORAZON Y EFECTO DE LOSELECTROLITOS
1. FundamentoLos potenciales de membrana de la célula cardiaca tienen relación directa con la concentración de losiones dentro y fuera de la célula. El potencial de acción es consecuencia de la entrada y salida de los iones,de la célula. Algunos iones INTERVIENEN en la despolarización y otros en la repolarización celular.La perfusión del corazón con soluciones que tienen mayor concentración de iones van aalterar los potenciales de la célula y se expresaran en la contracción del miocardio.
2. Objetivosa. Reconocer y analizar los cambios de la actividad cardíaca cuando se le expone a soluciones con
Potasio, Calcio y Magnesiob. Esquematizar los lugares de acción de dichos cationes en el potencial de Acciónc. El alumno será competente para entender los conceptos :- Relaciones espaciales de las Cavidades cardiacas: (aplicación en el ECG, auscultación cardiaca)- Diferenciar entre el músculo auricular y ventricular: relación con presiones que manejan.- Sistema de conducción: automatismo, conducción, velocidad de conducción, excitabilidad- Diferencias del potencial de acción entre N. Sinusal y fibra ventricular: Canales iónicos en ladespolarización y repolarización, efectos y su fundamento de administración de Potasio, calcio-cambios en el ECG. ¿Por que el N. sinusal comanda el inicio de la despolarización cardiaca?- Periodo refractario absoluto y relativo :consecuencias ante estímulos- Innervación cardiaca: efectos en las propiedades del músculo cardiaco
- Irrigación cardiaca: a. coronarias y venas cardiacas- relación de la sístole y diástole con lairrigación coronaria.
3. MATERIAL- Animal de experimento: sapo - Sol. Ringer (Sol A)- Tablilla de fijación y alfileres - Sol. Ringer con C1Ca (1 gr/lt)(Sol.B)- Catéteres EV - Sol. Ringer con CIK (0.3 g/lt)(Sol.C)- Frascos de perfusión de 125 ml - Sol. Ringer con C1Mg (1g/lt)(Sol.D)- Anzuelos - Quimógrafo- Cera - equipo de disección
4. EXPERIMENTOS:
4.1. Experimento N° 1: Preparación- Anestesiar al sapo por destrucción del cerebro y médula espinal- Fijar al animal a la tablilla, con alfileres- Exponer al corazón a través de una incisión media toraco –abdominal- Cortar el pericardio, insertar el anzuelo, con un hilo, a la punta del corazón- Levantar el corazón para exponer la vena cava y canularla- Conectarla a un sistema de perfusión graduando la altura de los frascos- Se conecta los frascos de perfusión a través de tubos en Y a una vía común que se inserta en la
vena cava- Cada una de los frascos posee una llave para abrir o cerrar el flujo- Frasco A: Sol. Ringer- Frasco B: Sol Ringer con CLCa- Frasco C: Sol. Ringer con CIK
- Frasco D: Sol. Ringer con CIMg- Evitar que quede aire en el sistema de perfusión llenar un lado del sistema con sol. Ringer- Se inicia la perfusión hasta que el corazón se contraiga
4.2. Experimento 2: Exponer al corazón al Cloruro de Calcio- Prefundir al corazón con la sol. B.- Registrar la actividad cardiaca y las características de las contracciones
4.3. Experimento 3: Exponer al corazón al Cloruro de Magnesio- Prefundir al corazón con la sol. D.- Registrar la actividad cardiaca y las características de las contracciones
4.4. Experimento 4: Exponer al corazón al cloruro de Potasio- Prefundir al corazón con la sol. C.- Registrar la actividad cardiaca y las características de las contracciones
5. Graficar y analizar los efectos de los iones Potasio, Calcio y Magnesio
ELECTROCARDIOGRAFIA EN EL SER HUMANO EN REPOSO
1. IntroducciónEl corazón tiene la capacidad de generar su propio potencial de acción , el que es transmitido a través delsistema de conducción a las aurículas y los ventrículos. Es transmitido a través del volumen conductor a lasuperficie del cuerpo. Donde es captado por los electrodos del electrocardiógrafo.La electrocardiografía puede realizarse en reposo (electrocardiografía clínica de reposo) o en actividad(prueba de esfuerzo).En la presente práctica se realizara la electrocardiografía de reposo.
1. A Objetivos y competencias que obtendrá el alumno: Electrocardiografía1. Relacionar la actividad eléctrica del corazón con las ondas e intervalos del ECG2. Conceptos de derivaciones periféricas y precordiales3. Relación entre la ubicación de una derivación y las ondas del ECG.4. ¿Por que hay diferencias entre la morfología de ondas en cara diafragmática y cara lateral?5. Derivaciones de la cara inferior y posterior del corazón6. Derivaciones de la cara lateral del corazón: morfología del QRS7. Derivaciones de la cara anterior del corazón8. Derivaciones de la cara anteroseptal del corazón9. Eje eléctrico del QRS: importancia y relación con la masa ventricular10. Concepto de ritmo sinusal y noción elemental arritmias y bloqueos.
2. MaterialSujetos de prueba varones y mujeres, Electrocardiógrafo, leptosómicos y pícnicos
3. Método3.1. Experimento N°. 1Colocar al sujeto en decúbito dorsal y aplicar los electrodos de acuerdo a la convención internacional.Estandarizar el aparato aplicando 1 mV , debiendo defleccionar la aguja inscriptora 10mm amplitud; lavelocidad de registro del aparato deberá ser 25 mm/seg. Realizar 6 trazados de derivaciones de miembrosy 6 trazados de de derivaciones precordiales.Informar de acuerdo al siguiente protocolo:
Nombre: Fecha:Edad: Talla:Peso: Tipo constitucional:
Informe electrocardiográfico:Ritmo: Frecuencia cardiaca:Intervalo PR: Complejo QRS: Intervalo Q-T: Q-Tc:Eje QRSMorfología de PMorfología de QRS:Morfología de T:Conclusiones:Comentario:
4. Discusión
PRESIÓN SANGUÍNEA EN EL HOMBRE ADULTO
1.-FUNDAMENTOEl volumen sistólico produce en la circulación periférica cambios en el flujo y presiones intravasculares;presión arterial, presión venosa. Estas presiones están relacionadas con la longitud y radio del vaso y conla viscosidad de la sangre; factores que producen resistencia al flujo. La presión arterial tiene un picomayor denominado presión sistólica y un nivel inferior denominado presión diastólica. La presiónpromedio se denomina presión arterial media. La presión arterial puede determinarse en forma indirectapor medios de un aparato Esfigmomanómetro de mercurio o aneroide.
1. OBJETIVOSa. Determinar la presión arterial sistólica, diastólica, en forma indirectab. Determinar los cambios de la presión arterial cuando se expone factores, físicos (temperatura),
cambios de posición y de actividad físicac. Calcular la presión arterial media-El alumno tendrá competencia para saber:
- ¿Cuales son los factores mecánicos y humorales que determinan la presión arterial?- Relacionar presión hidrostática y oncótica con la PA- Mencionar tres sustancias que sean vasoconstrictoras y tres que sean vasodilatoras –¿cómo actúan? ¿Cómo se regulan?
- Relacione los cambios de PA y FC en relación con el ejercicio y la postura corporal- ¿Qué importancia tiene la PAM? ¿Cómo la determina?- Relacionar gasto cardiaco, resistencia vascular, vol. Sistólico, frecuencia cardiaca,
Inotropismo, precarga, volumen sanguíneo, capacidad venosa, presión venosa central,regulación de agua y sodio por el riñón
2. MATERIAL- Sujeto de prueba: alumnos- Tensiometro de mercurio o anaeroide- Estetoscopio- Beakers- Agua fría (5° C)
3. EXPERIMENTOExperimento 1: Determinar la presión arterial
- Sujeto de prueba en posición sentada, brazo descubierto a la altura del corazón- Esperar 5 minutos- Colocar el brazalete por encima del pliegue del codo- Colocar la campana del estetoscopio sobre la arterial humeral- Inflar el manguito hasta que desaparezca el pulso arterial- Desinflar el manguito lentamente y
- Registrar la presión sistólica con el primer ruido de Korotkoff- Registrar la presión diastólica con el quinto ruido de Korotkoff- Recordar: 1mmHg = 0.13 Kpa = 13.6 cm. H2O
Experimento 2: Efecto del ejercicio físico sobre la presión arterial- Realizar un ejercicio físico intenso ( 20 abdominales o 20 cuclillas)- Tomar la presión inmediatamente, a los dos y cinco minutos- Registrar la frecuencia cardiaca en el basal y post ejercicio- Interpretar los cambios
Experimento 3: Efecto de la posición del cuerpo sobre la presión arterial- Registrar la presión arterial y frecuencia cardiaca en la posición de decúbito dorsal, sentado y de
pie; previo descanso entre cada posición- Interpretar los resultados
Experimento 4: Efectos del frió sobre la presión arterial- Sumergir la mano en agua fría (5° C) por 30 a 60 segundos, hasta cubrir la muñeca- Determinar la PA- La prueba se considera positiva si la PAS sube más de 20mmHg y la PAD más de 15 mmHg.
- Bibliografía
Mc Graw Hill: Practicas de Fisiología. InteramericanaWilliam Ganong. Fisiología MédicaArthur Guyton y may John. Tratado de Fisiología Médica
ESPIROMETRÍA: VOLÚMENES Y CAPACIDADES PULMONARES.TESTS DE FUNCIÓN VENTILATORIA.
1. Introducción
La medición de los volúmenes pulmonares se realiza por medio de la Espirometría. Este procedimientopermite determinar todos lo volúmenes pulmonares, excepto el volumen residual, cuya medición se realizapor métodos indirectos. Emplearemos el Espirómetro Pneumotacómetro Fleich Datospir 120En esta práctica el alumno adquirirá competencia para entender:
1. Cantidad de Aire inspirado y expirado normalmente: Volumen Tidal2. Volúmenes pulmonares: V. espiratorio forzado(VEF); V. Inspiratorio Forzado(VIF) ; Volumen
residual (VR)3. Capacidades Pulmonares (relación de dos ó más volúmenes): Capacidad Vital (CV); Capacidad
funcional residual (CFR); Capacidad pulmonar Total (CPT)4. Espacio Muerto (EM): relación con el VT5. Espacio Muerto fisiológico (EMF): ejemplos6. Volumen alveolar (VA) - Relación entre VA, EM y VT7. Ventilación: (volumen de aire por minuto): tipos8. Ventilación alveolar: FR x VA9. Ventilación Pulmonar: FR x VT10. Volumen Espiratorio Forzado al primer segundo (VEF1) (80% de la CV)11. Diferencias procesos Obstructivos de Restrictivos pulmonares.
2. Equipo
Pinza NasalDispositivo bucal descartable para espirar e inspirar
EQUIPO ESPIRÓMETRO NEUMOTACÓMETRO FLEICH DATOSPIR
3. Método
3.1. Obtención del Espirograma
Sentar al sujeto de prueba, colocarle la pinza nasal y la pieza bucal unida al neumotacómetro. Constatarque no haya fugas de aire por la boca, borde de los labios, ni nariz.Permitir que el sujeto de prueba respire un momento con la pieza bucal, para que se acostumbre a ella. Unavez que la frecuencia respiratoria se ha vuelto constante y la profundidad de la respiración uniforme,conectar al espirómetro para obtener un trazado Usualmente se consigue en unos minutos). A continuaciónsolicitar al sujeto que realice las siguientes maniobras según instrucciones del profesolr de Practicas.:
a) Al final de una inspiración normal (FIN) realizar una espiración máxima y luego respirarnormalmente. .
b) Al final de una espiración normal (FEN) realizar una inspiración máxima y luego respirarnormalmente.
c) Al final de una inspiración normal (FIN) realizar una espiración máxima seguida de unainspiración máxima, luego respirar normalmente.
Mediciones de la capacidad ventilatoria.
CAPACIDAD VITAL FORZADA (CVF)Es la máxima espiración forzada y rápida realizada después de una inspiración profunda.
VOLUMEN ESPIRATORIO FORZADO DEL PRIMER SEGUNDO (VEF1)
Es el volumen de aire espirado durante el primer segundo de la espiración de una CVF. Los valoresnormales son: 83% para el primer segundo, 94% para el segundo segundo y 97% para el tercer segundo.
FLUJO ESPIRATORIO FORZADO DE 25% AL 75% (FEF 25-75%)Es la medición del flujo espiratorio considerando el 50% del medio de la CVF. De esta medición seobtiene el flujo espiratoria máximo medio, cuyo valor normal para un sujeto joven es de 150L/minuto.
MÁXIMA VENTILACIÓN VOLUNTARIA (MVV) o máxima capacidad ventilatoria omáxima capacidad respiratoria
Es el máximo volumen de aire que pueden movilizar voluntariamente los pulmones en un minuto.Velocidad del flujo medio respiratorio máximo (MMEFR) o velocidad del flujo espiratorio forzado(FEF 25-75%)Es la relación del medio de la CVF y el TEM. Es el test más sensible para el diagnóstico de la enfermedadobstructiva.Se discutirán los trazados obtenidos con los respectivos profesores de Prácticas en cada mesa.
OXIMETRIA: SATURACION ARTERIAL DE OXIGENO
Introducción
En los seres humanos como en todos los mamíferos, la hemoglobina, constituye el principal componentedel eritrocito y normalmente es responsable del transporte del 99.2% de oxigeno presente en la sangre.También juega un papel importante en el transporte de di6xido de carbono (C02) y del ion hidr6geno(H+).
La hemoglobina es una proteína conjugada con un peso molecular de 68000.Está formada por cuatro subunidades de peso molecular cercano a 17000. Cada subunidad está constituidapor un grupo “heme” y una cadena polipeptídica. La molécula de hemoglobina, por lo tanto, estáintegrada por cuatro grupos "heme" y cuatro cadenas polipeptídicas, que en su conjunto constituye laglobina.
La globina constituye el 96% de la molécula de hemoglobina y está compuesta por cuatro cadenaspolipeptídicas que aparecen como dos pares no idénticos. La hemoglobina A, la principal hemoglobina enlos adultos, consta de dos cadenas α y dos cadenas β siendo su estructura α2 y β2 , y representa el 90%del total de la hemoglobina. Una segunda especie de hemoglobina es la HbA2, y representa el 2.5% deltotal, y contiene dos cadenas alfa y dos cadenas delta (α2 y δ2 ) Además de estas dos hemoglobinas, otrasseis formas adicionales se encuentran en pequeñas cantidades y cuyo significado fisiológico aun faltaprecisar.
Además de la heterogeneidad presente a nivel individual, se observa una heterogeneidad de lahemoglobina durante el ciclo vital. Durante la vida embrionaria aparece la hemoglobina embrionaria (HbE ), en la cual las 2 cadenas a están combinadas con las 2 cadenas epsilon (a2E"z); rnientras que durantela vida fetal, la principal proteína transportadora es la hemoglobina Fetal (HbF) donde las cadenas alfaestán combinadas con cadenas gamma (α2 γ2)
Un tercer tipo de heterogeneidad de la hemoglobina, resulta de mutaciones de genes quecontrolan la secuencia de aminoacidos en las cadenas alfa y beta, dando lugar a la aparición dehemoglobinas anormales.
El grupo "heme" constituye el 4% de la molécula de hemoglobina; y es una rnetaloporfirina queresulta de la combinación de un metal, el hierro, con una porfirina. EI hierro puede estar en el estado deoxidación ferroso (+2) o en el ferrico (+3), y las formas correspondientes de hernoglobina se denominanferrohemoglobina y ferrihemoglobina o metahemglobina, respectivamente; y solamente laferrohemoglobina puede captar oxigeno.
La hemoglobjna presenta las siguientes caracteristicas:
1) Cada atomo de, hierro de los grupos "hemo" reacciona directamente con el oxigeno molecular(Oz) y logra fijar una molécula de oxigeno por cada átomo de hierro, de lo que podemos deducir que unamolecula de hemoglobina puede transportar cuatro moleculas de oxigeno.
Para que esta reacción ocurra, el hierro debe encontrarse en la forma divalente (Fe2+o ferroso).Este estado no se modifica cuando el hierro reacciona con la hemoglobina: existe oxigenación y nooxidación de la hemoglobina. Cuando el átomo de hierro es oxidado a su forma trivalente (férrico), comoocurre en la metahemoglobina, no reacciona con el oxigeno, perdiendo la hemoglobina la capacidad detransportarlo. En condiciones normales in vivo, el sistema metahemoglobina reductasa del eritrocitomantiene al hierro de la molécula en estado ferroso.
2) La hemoglobina también se combina con el monóxido de Carbono (CO2), unión que serealiza, al igual que con el oxígeno, con el hierro. Cada átomo de hierro puede fijar una molécula de
monóxido. EI producto resultante recibe el nombre de "carboxihemoglobina".
Cada átomo de hierro puede fijar una molécula de monóxido de carbono, compuesto producidopor la combustión incompleta del carbono (braseros, estufas, gas de alumbrado, motores a explosión). Elmonóxido de carbono se combina más fácilmente con la hemoglobina, unas 200 a 300 veces, que eloxigeno. El peligro de la intoxicación con monóxido de carbono radica en el hecho de que lacarboxihemoglobina no tranporta oxigeno. Si un 30% del total de la hemoglobina circulante estaocupada con monóxido de carbono aparecen las cefaleas y vómitos; si lo esta un 50 %, la vida peligra; silo está un 60-70 %, se produce la muerte por asfixia.
3) El hierro de la hemoglobina sufre constantemente procesos de oxidación, formándose lametahemoglobina. Ocurre en un 3% del total de la hemoglobina por día. La conversión de una fracciónde hemoglobina en metahemoglobina tiene un efecto similar al de la carboxihemoglobina, es decir, pierdela capacidad de transportar oxigeno. En condiciones normales "in vivo" la metahemoglobina esreducida a hemoglobina por acción de la diaforasa del eritrocito, enzima que permite acoplar la NADH2
generada por la gliceraldehido-fosfato-deshidrogenasa en la reacción de Embden-Meyerhoff
Entre los factores que ocasionan una acumulación excesiva de metahemoglobina se encuentra: a)La metahemoglobinemia hereditaria, por disminución de la actividad de la diaforasa o bien por síntesisde hemoglobinas anormales, y b) La metahemog!obinemia adquirida., que ocurre como resultado de lai
ingesta de fármacos oxidantes (nitritos, nitratos, derivados de la anilina) y desaparece cuando se suspendela administración de las drogas.
4) La hemoglobina se combina con el dióxido de carbono, produciéndose lacarboxihemoglobina. Esta combinación se efectúa con la globina de la molécula, mediante la formaciónde compuestos carbamínicos, reacción que aumenta considerablemente cuando desciende la saturacióncon oxígeno.
5) La combinación de la deoxihemoglobina (Hb) con el oxígeno da lugar a la formación deoxihemoglobina (HbO2). Esta combinación es reversible y la proporción de desoxihemoglobina que setransforma en oxihemoglobina al ponerla en contacto con el oxigeno depende de la presión parcial deoxigeno (PO2) del medio que rodea a la molécula. Cuando toda la hemoglobina está comooxihemoglobina, se dice que el contenido de oxigeno de la hemoglobina ha alcanzado la "capacidad deoxigeno" del compuesto, pero cuando el contenido de oxigeno de la sangre es menor que la capacidad deoxigeno, el contenido de oxígeno se expresa en términos de porcentaje de saturación (SO2).
La saturación arterial de oxígeno (SaO2), es la cantidad de oxígeno unida a las moléculas dehemoglobina en relación a la cantidad total de moléculas presente en la sangre arterial. Contenido/capacidad x 100
La medición de la saturación arterial de oxígeno requería de métodos invasivos, punciónvascular arterial, que hacían difícil su utilización en estudios dinámicos y en estudios poblacionales. Estalimitación se ha superado en la actualidad gracias al advenimiento de métodos no invasivos, como laoxirnetría de pulso.
La oximetría permite medir la cantidad de hemoglobina que es capaz de unirse reversiblementeal oxígeno [hemoglobina funcional u oxihemoglobina (HbO2)], en relación a la totalidad de hemoglobinapresente en sangre (oxihemoglobina, deoxihemoglobina, carboxihemoglobina y metahemoglobina). En lamayoría de circunstancias clínicas la carboxihemoglobina y la metahemoglobina, forrnas disfuncionalesde la hemoglobina, constituyen tan sólo una fracción insignificante de la hemoglobina total. De tal formaque la medición de la saturación arterial de oxígeno puede ser representada por la siguiente fórmula:
[HbO2 ]
Saturación (%) = ---------------------------- x 100
[HbO2] + [ Hb ]
La oximetría de pulso mide la fracción de luz transmitida a través de los tejidos. Laoxihemogobina absorbe más luz cerca del infra-rojo (vg. 900 nm); mientras que la deoxihemoglobinaabsorbe más luz roja (vg. 660 nm). Por lo tanto, la absorción de luz por la oxihemoglobina y ladeaxihemoglobina es diferente en estas dos longuitudes de ondas.
Los oxímetros de pulso (figura 1) basicamente están constituidos por dos diodos que emiten luzen forma intermitente, y una célula fotosensitiva, capaz de medir por separado y en forma secuencial laluz transmitida a través de la piel, en el orden de mil veces por segundo. Primero se ilumina el diodo queemite luz roja y luego el diodo que emite luz cerca del infra-rojo y la luz transmitida por los tejidos, enambas longitudes de onda, son cuantificadas y cornparadas por la célula fotosensitiva para determinar elporcentaje de la saturación arterial de oxígeno.
La saturación arterial de oxígeno normalmente varía entre 95 a 100% en sujetos de nivel del mary entre 84 a 92% en sujetos adultos, nativos-residentes en las grandes alturas. En recién nacidos varía entre85 a 90%. Valores que se modifican con el ejercicio físico y la altitud de residencia.
Experimento N° 1:MEDIDA DE LA SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENOMateriales:- Oxímetro de pulso- Sensores de Oxígeno (Fig. 2)- Algodón- Alcohol
Saturación (%) Fr. Cardiaca
1ra. Medición
2da. Medición
3ra. Medición
Promedio
Procedimiento:1. Encender el oxímetro de pulso.2. Limpiar y secar el dedo índice, con algodón y alcohol.3. Colocar el sensor de oxígeno en el dedo índice.4. Leer y registrar la saturación arterial de oxígeno y la frecuencia cardiaca, tres veces.
Resultados:
5. Determinar si la saturación arterial de oxígeno varía en los diferentes dedos de la mano derecha eizquierda
6. Determinar si la postura modifica la saturación arterial de oxígeno.
Experimento N° 2: EFECTO DEL EJERCICIO FISICO SOBRE LA SATURACIÓN ARTERIALDE OXIGENO
Materiales:- Oxímetro de pulso- Sensor de oxígeno- Algodón- Alcohol- Sujeto experimental (alumno 1)- Sujeto experimentador (alumno 2)
Procedimiento:
1. Con el sujeto experimental cómodamente sentado, monitorizar registrar la saturación arterial deoxígeno y la frecuencia cardiaca, hasta lograr valores constantes con un + 5% de variación(Medición Pre-Ejercicio).
2. Desconectar el oxímetro y solicitar al sujeto experimental que abra y cierre rítmicamente ambasmanos durante 10 minutos.
3. Al final del ejercicio motorizar la saturación arterial de oxígeno y la frecuencia cardiaca(Medición Post-Ejercicio)
4. Cada dos minutos monitorizar la saturación arterial y la frecuencia cardiaca hasta obtener valoressimilares a las condiciones basales (Pre-Ejercicio) (1ra.-10ma. Medición).
Saturación (%) Fr. Cardiaca
Posición Decúbito
Posición Sentado
Posición de Pie
Saturación (%) Fr. Cardiaca
Derecha Izquierda Derecha Izquierda
Dedo Pulgar
Dedo Índice
Dedo Cardinal
Dedo Anular
Dedo Meñique
Resultados:
Experimento N° 3: ISQUEMIA Y SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO
Materiales:- Tensiómetro- Cronómetro.- Oxímetro de pulso.- Sensor de oxígeno.
Procedimiento:1. El sujeto experimental deberá sentarse cómodamente, colocando los brazos sobre la mesa de
modo que quede a nivel del corazón, medir la saturación arterial de oxigeno en el dedo índice deambas manos (1ra. Medición).
2. Coloque el manguito del tensiómetro, completamente desinflado, alrededor del brazo derecho, demanera que su borde inferior quede de 2-4 cm. sobre el pliegue del codo.
3. Aumentar la presión del sistema, con la pera insuflora, hasta alcanzar una presión de 200 mmHg.4. Solicitar al sujeto experimental que abra y cierre rítmicamente la mano derecha hasta que el
sujeto empiece a reportar dolor e inmediatamente medir la saturación arterial en el dedo índice dela mano derecha y luego en el dedo índice de la mano izquierda (2da. Medición).
5. Solicitar al sujeto experimental que siga abriendo y cerrando rítmicamente la mano derecha hastael momento en que el dolor sea insoportable y medir nuevamente la saturación arterial en ambasmanos (3ra. Medición).
6. Disminuir rápidamente la presión del sistema abriendo la válvula de la pera isuflora y retirar eltensiómetro.
7. Medir y registrar la saturación arterial y la frecuencia cardiaca, cada dos minutos durante 10 min.hasta obtener valores similares al de las condiciones basales. (4ta.-6ta. Medición).
Resultados:
SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO
Saturación (%) Fr. Cardiaca
Pre-Ejercicio
Post-Ejercicio
Tiempo (min.) de Recuperación
Saturación (%) Fr. Cardiaca
BRAZO DERECHO:Basal
Iniciar Dolor
Dolor Soportable
Tiempo (min.) de Recuperación
BRAZO IZQUIERDO:Basal
Inicia Dolor
Dolor Soportable
Tiempo (min.) de Recuperación
Saturación (%) Frecuencia Cardiaca
Índice Derecho Índice Izquierdo Índice Derecho Índice Izquierdo
1ra. Medición
2da. Medición
3ra. Medición
4ta. Medición
5ta. Medición
6ta. Medición
Tiempo (min.) saturación (%) Fr. Cardiaca
Pre-Ejercicio
Post-Ejercicio
1ra. Medición
2da. Medición
3ra. Medición
4ta. Medición
5ta. Medición
6ta. Medición
7ma. Medición
8va. Medición
9na. Medición
10ma. Medición
INFORME DE PRACTICA
Nombre:........................................................................................................................... Fecha:....../....../......-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
ANTECEDENTES PERSONALES:-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Nombre:................................................................................. Sexo:.................. Edad:............. añosPeso:........... Kg Talla:............. mts Peso Ideal:.............. KgLugar de Nacimiento:.............................................................. T. Resd. Lima:......................Actividad Física: 1) Sedentaria: ..........
2) Ocasional: ..........3) Frecuente: ..........
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
EJERCICIO FÍSICO Y SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO:
ISQUEMIA LOCAL Y SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO:
FISIOLOGIA DE LA SANGRE
HEMATOCRITOEs la relación porcentual entre la cantidad de glóbulos rojos y el plasma sanguíneo en relación a la sangre total. Estadeterminación es muy útil para del diagnóstico diferencial de anemias porque ayuda a determinar su intensidad y tipo.Reactivos , Material de Vidrio y EquiposAnticoagulante de Wintrobe: Oxalato de potasio 0.8 gm y oxalato de amonio 1.2 gm y agua dest. csp. 100 ml.)Colocar 0.5 ml en cada frasquito de vidrio y desecarlos en estufa a 56 ºC. Cada frasco así preparado servirá paraanticoagular 5 ml de sangre.Sangre venosa anticoagulada .Pipetas Pasteur y Tubo de WintrobeTubos capilares para microhematocrito con y sin heparina.Jeringas y agujas descartables.Desinfectante para piel..Guantes descartablesCentrífuga ClínicaCentrífuga para MicrohematocritoExisten 2 métodos: Macro y Micrométodo para determinar el Hematocrito.Procedimiento: Macrométodo de Wintrobe.Usando la pipeta Pasteur llenar con sangre el tubo de Wintrobe hasta la marca 100.Evitar formación de burbujas.Centrifugar el tubo (contrapesado), a 3000 rpm. durante 30 minutos.Lectura en la escala ascendente en el límite del paquete globular, excluyendo los glóbulos blancos yplaquetas.Expresar el Hematocrito en valor porcentual.Valores Normales:
Hematocrito ValoresReferenciales
%
Recién Nacidos 60
Infantes 35 a 44
Varones Adultos 41 a 52
Mujeres Adultos 38 a 46
------------------------------Procedimiento: Método MICROHEMATOCRITO.Llenar el tubo capilar con la muestra de sangre. Sellar el extremo inferior con plastilina.Centrifugar a 12,000 rpm en la centrífuga para microhematocrito, durante 10 min. Lectura en la tabla Ad-hoc para este efecto. Expresar el valor porcentual.
------------------------------
HEMOGLOBINAEs una molécula de estructura cuaternaria, tetramérica proteica, es el pigmento rojo portador del Oxígenode los hematíes. Está formada por un núcleo Hem y una proteína llamada Globina.
MEDICION DE LA HEMOGLOBINA:Materiales:Jeringa y agujas descartables.Desinfectante.Algodón.
Ligadura.Alcohol.
Anticoagulante de Wintrobe.Pipeta de Sahlí de 0.02 mlTubos de prueba.Solución de HCl 0.1 NEspectrofotómetro.
ProcedimientoObtener 3 ml sangre venosa con anticoagulante. Medir 0.02 ml sangre con la pipeta de Sahlí (0.02 ml).Limpiar la parte externa de la punta de la pipeta para eliminar la sangre adherida al exterior de la pipeta.Vaciar en contenido de la pipeta en un tubo conteniendo 5.0 ml de la Sol. de HCl 0.1 NMezclar, por inversión, suavemente, sin agitar. Reposo 10 min. Lectura en el Espectrofotómetro, en Long.Onda de 540 nm. Colocar el espectrofotómetro en 0.00 Abs. ; leer luego la muestra problema. Anotar lalectura de Absorbancia.
CALCULOS:Absorbancia del Problema X Factor de Calibración = gm Hb %
Valores Referenciales:
Índices Hematológicos o Constantes Corpusculares
Los índices hematológicos, son elementos de juicio muy importantes para clasificar las anemias, enrelación a su contenido de hemoglobina, volumen globular y valor porcentual de la concentración dehemoglobina en cada uno de los glóbulos en promedio.VOLUMEN GLOBULAR MEDIO
Volumen Globular Medio = Hcrito x 10 = micras cúbicas
Hemoglobina ValoresReferenciales
gm %Recien Nacidos 17 a 25
Infantes 10 a 15
Hombre Adulto l4a17
Mujer Adulto 12 a 16
Hombre de Altura 16.4 a 18.8
GRValores Normales:
Al nacer : 105 micras cúbicasInfancia: 83 a 87 micras cúbicas
Adulto: 83 a 95 micras cúbicas
HEMOGLOBINA MEDIA GLOBULAR
Hemoglobina media globular = Hb x 10 = Micro microgramosGR
Valores Normales: 27 a 32 Micro microgramos
CONCENTRACIÓN DE HEMOGLOBINA GLOBULAR MEDIA
C Hb Glob Media = Hb gr% X 100Hto
Valores Normales: 32 a 36%
Referencias Bibliográficas:Clinical Hematology Wintrobe ",. Lea Febiger. Phila USA 9ª Edition. 1993Medical Laboratory Technology. Lynch.Raphael Saunders USA 1989.Manual of Clinical Hematology. Joseph Mazza. Little Brown 1998.
VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN GLOBULARLa Velocidad de Sedimentación globular consiste en determinar la rapidez de caída ó sedimentación de losglóbulos rojos de la sangre cuando está anticoagulada, esto se realiza en un tubo de caracteristicasespeciales llamado tubo de Wintrobe.Materiales:Tubo de WintrobeAlgodón, alcohol, ligadura, agujas y jeringas descartables. Anticoagulante de Wintrobe.Pipetas Pasteur.Guantes de látex descartables.Gradilla tipo soporte vertical para el tubo Wintrobe, perpendicular a la mesa (plomada).ProcedimientoLlenar el tubo con sangre venosa anticoagulada hasta la marca 0 de lectura de la Velocidad., empleando lapipeta Pasteur. Luego dejar en reposo vertical, perpendicular, durante 60 min. Lectura en la escala devalores descendentes para Velocidad de Sedimentación.
Los Valores Referenciales de Velocidad de Sedimentación , según el método Wintrobe son:Hombres: 0 a 6.5 mm a la horaMujeres: 0 a 15 mm a la hora
Gráfica de Wintrobe y Landeberg para “corregir” la Velocidad de Sedimentación cuando existe Anemia óPolicitemia. La V. S. tiende a ser más rapida en la anemia intensa, y disminuir en la Policitemia. Enpresencia de una de estas anomalias debe hacerse la “corrección” de los resultados obtenidos con lagráfica diseñada por el mismo Wintrobe. Se corrgirá la VS. en función del Hematocrito del paciente.
Valores Referenciales de Glóbulos Rojos:Recién Nacidos: 6 000.000 pmm3Niños: 4 000.000 a 5 500.000 pmm3Hombres adultos: 4 500.000 a 6 000.000 pmm3Mujeres adultas: 5 200.000 a 5 400.000 pmm3
HEMOSTASIA Y COAGULACIÓN DE LA SANGRE
HEMOSTASIA: significa prevención de la pérdida de sangre. Cuando se lesiona o rompe un vaso lahemostasia se consigue mediante:
A) ESPASMO o CONSTRICCION VASCULARB) FORMACION DE UN TAPON PLAQUETARIOC) COAGULACION SANGUINEA: FORMACION DE UN COAGULO DE FIBRINA
DEBIDO A LA COAGULACION DE LA SANGRED) PROLIFERACIÓN FINAL DE TEJIDO FIBROSO DENTRO DEL COÁGULO SANGUÍNEO
PARA CERRAR DE FORMA DEFINITIVA EL AGUJERO DEL VASO.
A) ESPASMO O CONSTRICCION VASCULAR: Ante un corte o lesión de un vaso inmediatamentese produce el espasmo vascular que es el resultado de un reflejo miógeno local y factores humoraleslocales de los tejidos traumatizados y de las plaquetas. Los reflejos nerviosos se inician por impulsosdolorosos o de otro tipo originados en el vaso traumatizado o en los tejidos vecinos. La lesión directa de lapared vascular genera la contracción miógena refleja de la pared vascular además la adrenalina ejerceacción vasoconstrictora.En los vasos de menor calibre las plaquetas se acupan de la mayor parte de la vasoconstricción al liberar elvasoconstrictor Tromboxano A2.Cuanto mayor es el vaso sanguíneo mayor es el grado de espasmo, que en algunos casos puede impediruna pérdida mortal de sangre.
B) FORMACION DE UN TAPON PLAQUETARIO: Ante un vaso dañado las plaquetas se hinchan,emiten pseudópodos y hacen pegajosas y se adhieren fuertemente al tejido colágeno expuesto y se unen alFactor von Villebrandt, aumenta el ADP y se forma Tromboxano A2.ADP Y Tromboxano activan las plaquetas y aumentan su "Adherencia" y se van "Agregando" en el sitiolesionado y se forma el "Tapón plaquetario".
C) COAGULACION SANGUINEA: Formación del coágulo de fibrina debido a la coagulación de lasangre:
Teoría básica: En la sangre hay sustancias que favorecen la coagulación:PROCOAGULANTESy sustancias que la inhiben: ANTICOAGULANTES.La coagulación de la sangre depende del equilibrio entre estos dos grupos de sustancias.En el torrente sanguíneo normalmente predominan los anticoagulantes de forma que la sangre no secoagula mientras esté circulando en los vasos. Sin embargo cuando se rompe un vaso, se "activan" losProcoagulantes del área de la lesión tisular y anulan a los anticoagulantes, con lo que se forma el coágulo.
MECANISMO GENERAL DE LA COAGULACION Ó CASCADA de la Coagulación.
La Coagulación se realiza en TRES ETAPAS:1.- Formación del Complejo Activador de la Protrombina2.- Conversión de la Protrombina en Trombina (conversión catalizada por el Activador de la
Protrombina).3.- Conversión del Fibrinógeno en Fibrina (conversión catalizada por la Protrombina).
Los mecanismos de la coagulación se ponen en funcionamiento por: 1.- Traumatismo pared vascular o tejidos adyacentes (endotelio)2.- Traumatismo de la sangre3.- Contacto de la sangre con las células endoteliales dañadas ó con colágeno y otros elementos
titulares en el exterior del vaso sanguíneo.
En todos los casos LO PRIMERO QUE SE FORMA ES EL "ACTIVADOR DE LA PROTROMBINA" que transforma la Protrombina en Trombina e inicia los pasos posteriores de laCoagulación (Vía final común).Se considera que el "Activador de la Protrombina" se forma por las dos Vías, aunque en realidad las dosvías interactúan constantemente:
LA VÍA EXTRÍNSECA: Comienza con el traumatismo de la pared vascular y de los tejidos subyacentes
(lesión tisular) o un tejido extravascular sufre un traumatismo y entra en contacto con la sangre circulante.La célula endotelial vascular dañada libera un Factor Tisular llamado Tromboplastina Tisular III,fosfolípidos y un complejo lipoproteico y se desata así la vía Extrínseca. Así pues, el tejido lesionado haliberado esta serie de sustancias o complejo de factores (FACTOR TISULAR O TROMBOPLASTINAIII TISULAR) que trabaja como una verdadera enzima activando al Factor VII ----- VIIa. y éste enpresencia del Ca++ activan al Factor X ---- Xa, éste a su vez activa al V ----- Va el cual genera elCOMPLEJO ACTIVADOR DE LA PROTROMBINA. (Observar las retroalimentaciones enzimáticas enel cuadro de la cascada). Luego Fribrinógeno ---- Fribrina coágulo.
VÍA INTRÍNSECA: Comienza con el traumatismo de la propia sangre o con la exposición de la sangre alpropio tejido colágeno expuesto por el traumatismo del vaso sanguíneo lesionado, hay contacto de lasangre con epitelios distintos del vascular normal: Se Activa el Factor XII --- XIIa y se liberan fosfolípidosplaquetarios que contiene el Factor Plaquetario 3. Luego se activa el XI --- XIa en presencia deCininógeno. Se activa luego el IX…..IXa, y el IXa junto con el VIII…..VIIIa activan al X ----- Xa.El Xa junto con el V y factores tisulares generan el COMPLEJO ACTIVADOR DE LAPROTROMBINA. Y sigue luego la vía final común de conversión de la Protrombina en Trombina yFibrinógeno en Fibrina y el coágulo es consolidado por el factor XIII.
Nota: El Calcio acelera todas las reacciones de la coagulación excepto en los primerospasos de la vía intrínseca. Por lo tanto en AUSENCIA de iones de calcio la sangre no se coagulará por ninguna de las dos vías.
EVALUACION DE LA HEMOSTASIAY LA COAGULACION DE LA SANGRE
TIEMPO DE COAGULACIÓN
Se denomina así al tiempo que transcurre desde que la sangre es extraída hasta que pasa al estado de gel.Esta prueba mide el tiempo tomado por la sangre para coagular en ausencia de factores provenientes de lostejidos (factor tisular). El trauma que significa la obtención de sangre venosa marca el inicio, y el intervalode tiempo entre la obtención de la muestra y su coagulación es lo que se denomina Tiempo deCoagulación. Esta es en términos generales una prueba grosera de la coagulación. Sirve para detectargroseramente alteraciones de la coagulación que puedan alargarla. La prolongación del Tiempo deCoagulación puede deberse a varias causas;:
1.- Disminución de la Tromboplastina,2.- Disminución de la Protrombina,3.- Disminución del Fibriógeno ó4.- A la presencia en la sangre de algún anticoagulante.
METODO DE LEE – WHITEReactivos y Aparatos:Tubos de prueba de 8 mm diámetro, limpios y secosAgujas y jeringas para uso endovenosos descartables, estériles.Baño maría 37 °CReloj cronómetroProcedimiento:Obtener 3 ml de sangre venosa, anotando la hora exactamente (Para controlar el tiempo de inicio)Inmediatamente transferir 1.5 ml de sangre a cada uno de dos tubos y colocarlos en Baño María a 37°C.Luego de tres min. de reposo ir sacando cada uno de los tubos e ir inclinándolos suavemente en 90° cadaminuto, hasta que no se observe desplazamiento de sangre y pueda ser completamente invertido el tubo sincaerse la sangre. Anotar el tiempo.Valores referenciales:Con este método de Lee White los valores normales para hombres y mujeres varía entre: 5 a 8 min.Los valores referenciales dependen del diámetro del tubo empleado:
Usando tubos de diámetro interno de 11 mm: 9 a 15 min.Usando tubos de diámetro interno de 8 mm: 6 a 10 min.
Existen otros métodos para determinar el tiempo de Coagulación por ejemplo el método del portaobjetos:Valor normal de 2 a 8 minutos.Método del Tubo Capilar: Valor referencial de 3 a 7 min.
Tiempo de SangríaEl tiempo de sangría depende de la elasticidad de la pared vasos sanguíneos y de la cantidad y capacidadfuncional de las plaquetas.El tiempo de sangría es el tiempo transcurrido desde el momento en que se hace una punción standardprofunda en la oreja o en el pulpejo del dedo y aquél en que la sangre deja de brotar de la herida.METODO DE DUKEReactivos y Aparatos:Cronómetro, lancetas descartables, desinfectante de piel, papel de filtro.Procedimiento:Desinfectar la yema de un dedo (anular) ó el lóbulo de una oreja y punzar con la lanceta descartablestandard de manera que la sangre fluya libremente, gota a gota, sin necesidad de exprimir la piel. Anotar eltiempo de aparición de la primera gota y, luego con el papel de filtro ir secando cada gota, cada 30segundos sin tocar la piel , hasta que deje de sangrar. Anotar el tiempo transcurrido.Valores Referenciales:1 a 3 MINUTOS.
Soluplastin pre incubado 37°C( incluye calcio) ml
0,2
Plasma pre incubado 37°C ml
Simultáneamente,de inmediato iniciar cronómetro
0.1 y ! cronómetro!!
Simultáneo
Mezclar y esperar coágulo y de inmediato frenar cronómetro Anotar tiempo en segundos.
TIEMPO DE PROTROMBINA Y TIEMPO DETROMBOPLASTINA PARCIAL
En la presente práctica evaluaremos las dos vías de la coagulación por separado:
Primero determinaremos la VÍA EXTRÍNSECA de forma global mediante la determinación del
Tiempo de Protrombina o Tiempo de Quick, que determina los factores involucrados en esta víacomo son: Factor VII llamado Proconvertina, el Factor II ó Protrombina, el Factor V ó Proacelerina y elFactor X llamado Factor de Stuart-Prower. Cualquier alteración de estos factores será detectado por ladeterminación del Tiempo de Quick. Esta prueba no detecta deficiencias en los factores de la víaintrínseca (VIII, IX, XI, XII).Para el TP usaremos un exceso de Tromboplastina Tisular o Factor III (de cerebro) y calcio. Puede usarseSimplastin de Warner Chilcota. El método que emplearemos para TP es el de la Casa Wiener que se llama Soluplastín y que es una Tromboplastina tisular (de cerebro) de alta calidad e incluye cloruro decalcio y cloruro de sodio.Materiales:Soluplastin (Tromboplastina cálcica) Casa WienerLab. (Rosario. Argentina)Tubos de ensayo de vidrio de 12 x 75 mm.CronómetroBaño María 37 °CAsa de alambre Níquel Cromo Nuevas (Bacteriológicas)Micropipetas 100 y 200 lambdas.
Muestra de plasma sanguíneo:En un tubo de ensayo contendiendo
0.5 mI de anticoagulante citrato trisódico 3.8 % u oxalato de sodioañadir
4.5 ml de sangre venosaMezclar suavemente, centrifugar y separar el plasma.
Procedimiento para TP: Usar tubos de 13 x 100 mm:
Pre incubar el plasma: en un tubo de ensayo, marcado (Px) colocar 1 ml del plasma en BM 37 °C, por 3min. (El saldo del plasma refrigerarlo). (No pre incubar mas de 10 min.)
Pre incubar el Soluplastin: en otros dos tubos de ensayo colocar 0.2 ml de Soluplastin en cada uno ycolocar en BM a 37 °C por 3 min. (No pre incubar mas de 10 min.).
Pipetear 100 lambdas del plasma Pre incubado y añadir rápidamente al tubo conteniendo los 0.2 ml deSoluplastin, disparando simultáneamente el cronómetro.
Mantener el tubo dentro del Baño María cerca de una fuente de luz. Previo al tiempo estimado decoagulación sacar el tubo del baño e inclinar suavemente por una o dos veces por segundo y detener el
cronómetro en el momento exacto de la aparición del coágulo, que se manifestara por la aparición de muydiscretos hilos de fibrina, en ese instante precisamente para el cronómetro.Repetir por triplicado esta prueba. Calcular el valor promedio en segundos.
Valores Referenciales:11- 12 sgs. + - 2 segs del control NormalEl control Normal estará entre 10 a 13 segundos +- 0.5 2DS.Con estos valores en segundos a través de una curva de calibración podemos expresarlos en porcentaje deactividad protrombinica en relación a los valores normales: examinemos el siguiente cuadro que muestralos valores porcentuales:
El tiempo de Protrombina se encuentra alargado por defectos de Factor I (Fibrinógeno), Factor H(Protrombina), Factor V (Proacelerina ó F. Lábil), Factor VII (Factor Estable ó Proconvertina), y Factor X(Factor Stuart-Prower).El TP se encuentra prolongado en pacientes con dieta deficitaria en Vit K, infantes prematuros, infantesrecién nacidos de madres que están con deficits de Vit K (es la enfermedad hemorrágica del reciénnacido).En la mala absorción de las grasas, ictericia obstructiva, diarrea crónica, etc.El TP está prolongado también en el daño hepático severo (envenenamientos, hepatitis, cirrosis).Por Drogas (tipo coumarínico de la terapia anticoagulante)Presencia de anticoagulantes circulantes, hipofibrinogenemia adquirida o hereditaria.
En resumen, debo decirles que el Tiempo de Protrombina es primariamente usado con TRES fines:1.- Para la evaluación de los desórdenes de la Coagulación: para investigar la anormalidad de los
factores involucrados en la vía Extrínseca V, VII, X, Protrombina y Fibrinógeno. Y debe serusada junto con el tiempo de Tromboplastina Parcial Activada.
2.- Para controlar la terapia anticoagulante oral a largo plazo con coumadinas y derivadosindanedionas.
3.- Evaluación de la función hepática: el test del Tiempo de Protrombina es uno de los mas útiles paraevaluar la capacidad del hígado en la síntesis de los factores del complejo Protrombínico: II, VII,yX .
Tiempo Protrombina
en segundos
Actividad Protrombínica
Valores porcentualesRespecto de lo Normal
11 - 12.5 100 %
13.5 60 %
15 50 %
17 40
19.5 30
22 25
24 – 36 20
37 – 40 10
55 – 65 5
DETERMINACIÓN DEL TIEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL ACTIVADO.(TTPA Ó APTT Ó PTT).
El TTPA es un método de investigación de la VÍA INTRÍNSECA de forma global XII, XI, IX, X, VIII, V,II y I. En esta prueba APPT se usa un activador específico de la Vía Intrínseca (del Factor XII) y es unFosfolípido CEFALINA activado con caolín ó sílice micronizado. El test de TTPA consiste en larecalcificación del plasma en presencia de un exceso de cefalina fosfolípido, (que es un sustituto de lasplaquetas y factor plaquetario) preparado a partir de cerebro de conejo y de un activador Kaolíntamponado. Esta prueba usa este activador específico de la vía intrínseca que es el Factor plaquetario -3sustituido por la cefalina fosfolípido de cerebro de conejo y que tiene además un activador kaolín enfinísimas partículas ó sílice micronizado (activador para el Factor XII) de la vía intrínseca solamente y untampon de piperazida estanolsulfónico. Además este reactivo tiene una especial reactividad con lapresencia de heparina lo cual lo hace especial para el monitoreo de la terapéutica con heparina.Emplearemos en esta practica el método de la casa WIENER LAB. Que usa cefalina fosfolípido y que sellama reactivo APTTEST
METODO DE CASA WIENER LAB.PTT Ó APT TEST
A. REACTIVOS: Cloruro de calcio, listo para usar (0.0125 mol/l y ClNa 0.1 mol/l)B. Reactivo de APTT: al vial del liofilizado, añadir el volumen de agua indicado en el rasco
que es 2.5 cc de agua destilada, tapar y mezclar suave por inversión, queda así listo elhomogenizado.
C. Obtencipón de la muestra de sangre:A 4.5 cc de sangre venosa añadirle 0.5 cc del anticoagulante oxlato de sodio. Centrifugar paraseparar el plasma.
D. Distribuir los reactivos en la lsiguiente forma utilizando tubos de vidrios de 12 x 75 mm dediámetro o 13 x 100 ml:
Mezclar e incubar por 3 minutos cada uno de los tubos a 37°C.
Al tubo N° 1 añadirle solución de cloruro de calcio pre incubado a 37 °C …. 100 ul.Inmediatamente disparar el cronometro, agitar suavemente y mantenerlo en el baño maría por 25segundos solamente y luego retirarlo para observar la formación del coagulo, que se manifestara por laaparición de filamentos de fibrina inmediatamente detener el cronómetro, este es el tiempo deTromboplastina Parcial, valores normales de 33 a 48 segundos.Al tubo N°2 que es el control normal le añadiremos luego Cloruro de calcio 100 ul y procederemosexactamente igual que el caso anterior y servirá como control normal, cuyos valores normales van desde33 a 48 segundos.
También podemos emplear los reactivos de cefalina con caolín de la casa francesa que vemos acontinuación.Equipos, reactivos y materiales .-(idem que TP).-
TUBO 1 TUBO 2
Plasma desconocido 100 ul (LAMBDAS)
PLASMA CONTROLNORMAL O ESTANDAR
100 ul (LAMBDAS)
REACTIVO DE APTT(HOMOGENIZADO)
100 ul (LAMBDAS) 100 ul (LAMBDAS)
Procedimiento para APTT:Emplearemos CK Prest™ activado (Cefalina con Kaolin) (APTT) (Diagnostica Stago-Francia).
Reactivo N° 1: CefalinaReactivo N° 2: Kaolín tamponado :
Agitar el contenido del frasco N°2 y transferido completamente dentro del frasco N°1. Dejarque repose 30 min. para embeber el gel. Y después de la imbibición, agitar
suave y circunferencialmente para homogenizar la mixtura.
Solución de Cloruro de calcio (C12Ca): 0.025 MCl2 Ca anh ……………………..1.38 gmAgua destil ……………………………..500 ml
Pipetas automáticas de 100 lambdas
En un tubo ensayo 13 x 100mm que está previamente en el BM a 37 °C colocar:
Los valores referenciales varían de 30 a 45 segundos y deben reportarse en relación a un control normalCuando el Tiempo Tromboplastina Parcial está prolongado, pero el Tiempo de Protrombina es Normal nosindica un a alteración de alguno de los factores de la vía intrínseca de tipo congénito: VIII, IX(Hemofilias), XI, XII. Si todos estos factores están normales, puede haber una deficiencia de HMWKkininógeno (Factor Fritgerald). También se encuentra alargado el APPT en deficiencias adquiridas ócondiciones anormales como: Enfermedades hepáticas, Coagulopatía por consumo, anticoagulantescirculantes, en la terapia anticoagulante oral, o en la heparización. Ó en el tratamiento con inhibidores dela trombina como hirudina, argatroban., etc
Vía Intrínseca Vía Extrínseca
XII
Pre K
HMWK
FACTOR
TISULAR
Tiempo
Plasma paciente 0.1 ml
Plasma paciente duplicado 0.1 ml
Plasma paciente triplicado ó Control Normal 0.1 ml
React 1 Cefalina Bien Reconstituidoy resuspendido
0.1 ml
Mezclar y pre incubar 37°CExacto
3 minutos
Simultáneamente: Añadir Cl2Ca 0.025Mprecalentado e INICIAR CRONOMETRO
0.1 ml
Mezclar y esperar coágulo. Parar cronómetroinmediatamente que aparezca el coágulo
Anotar tiempo en segundos EXACTO
Protrombina
XIVII Tromboplastinas
Tisulares:SimplastinSoluplastin
IX
VIII
VÍA FINALCOMUN
XV
PF -3
Protrombina
Fibrionógeno
Trombina
Fibrina
XIII
Referencias Bibliográficas:Clinical Hematology Wintrobe. EJ. Lea Feboger. Phila. London. 1998Technical Hematology Simmons. Lippincott. 1999.Laboratory Methods by J. B. Henry. Saunders Co. 1999.The Principles and Practice of Blodd Grouping Addine G Mosby Co 1993Fisiología Médica W Ganong El Manual Moderno 2002An Introduction to Inmunohematology N Bryant W B Saunders Co. Pfila. London 1997
GRUPOS SANGUÍNEOS Y FACTOR RH
Introducción:En 1900, Landsteiner descubrió que el suero de algunas personas aglutinaba los glóbulos rojos de otras yque éste fenómeno podría ser usado para clasificar a las personas en diferentes fenotipos de grupossanguíneos. Se reconocen 4 fenotipos cimunes: O, A, B, y AB. También se han identificado antígenos delos subgrupos del tipo A y B.Cada tipo de glóbulo rojo transporta un Antígeno determinado, específico, que le es característico. Elplasma de las personas tiene Aglutininas Naturales ó Anticuerpos diferentes al de su propio grupo, así porejemplo las personas del Grupo A tienen aglutininas Anti B. El plasma de las personas del Grupo B tieneAglutininas (Anticuerpos naturales) Anti A. El plasma de las personas del Grupo O tiene un título bajo deAglutininas Anti A y Anti B. (Es muy importante saber que algunas personas del Grupo O pueden tenerun título elevado de aglutinininas Anti A y Anti B y ser donantes peligrosos).Es absolutamente necesario y obligatorio hacer siempre una prueba compatibilidad mayor y menor entre el Donante y el Receptor antes de realizar una transfusión de sangre cualquier sea el tipo de sangre y/o Rh. El fenotipo ABO de una persona es determinado mediante reacciones de aglutinación de los hematíes con
antisueros monoclonales Anti A, Anti B, Anti AB y antisueros de los Subgrupos correspondientes.
Determinación del Grupo Sanguíneo:Este procedimiento se basa en la aglutinación de los glóbulos rojos (que transportan un Antígenoespecífico), que se produce cuando está en presencia de su correspondiente anticuerpo específico.Los reactivos usados para la tipificación de los grupos del Sistema ABO contienen anticuerposmonoclonales IgM. Estos reactivos producirán aglutinación directa de los glóbulos rojos que transporten elantígeno específico correspondiente. La determinación del grupo sanguíneo puede hacerse por el métododel tubo de ensayo ó por el método en lámina portaobjeto.
MÉTODO EN LÁMINA PORTAOBJETO:
Materiales y Reactivos:Suero monoclonal Anti ASuero monoclonal Anti BSuero monoclonal Anti ABLámina excavada o lámina portaobjetosLancetas descartablesMuestra de sangreAlgodón y desinfectante
Procedimiento para Determinar el Grupo Sanguíneo1.- Dividir una lamina portaobjetos en 3 secciones: izquierda, central y derecha con lápiz de ceramarcador.La muestra de sangre puede obtenerse de la yema del dedo o por venipuntura.Colocar una gota suero Anti A en el lado izquierdo y una gota del suero Anti B en el centro y una gota delsuero Anti – AB en la derecha de una lámina de vidrio plana.Colocar una gota de sangre al lado de cada una de las gotas del antisuero correspondiente sin tocar losreactivos !!, para evitar contaminación cruzada, y luego mezclar bien usando aplicadores o baguetasdistintas.
2.- Hacer girar el porta objetos con la mano y observar si existe aglutinación macroscópica. Laaglutinación se producirá en unos pocos segundos. La lectura deberá hacerse antes de que se seque lamezcla. El tiempo máximo habitual es de tres minutos.
INTERPRETACION DE LAS PRUEBAS CON ERITROCITOSEN LA DETERMINACION DEL GRUPO SANGUÍNEO
Grupo Sanguineo Suero Anti-A
Suero Anti-B
Suero Anti- AB
O - - -
A + - +
B - + +
AB + + +
+ : Indica aglutinación macroscópica- : Indica que no hay aglutinación
------------------------------
FACTOR RHO (D)Aparte de los Antígenos del sistema ABO, existe otro que es el sistema de Antigenos del Rh que son degran importancia fisiológica y clínica.El Factor Rh (Aglutinógeno o Antígeno) llamado así por que fue estudiado por primera vez en los monosdel género Rhesius, es en realidad, un sistema compuesto por mucho Antígenos: Ver Tabla
Fisher-Race WienerDce RhoDCe Rh1
DcE Rh2Dce rh (hr’)
dCe rh’dcE rh”
dCE Rhy
DCE Rhz
El factor D, es con mucho, el más antigénico y el término “Rh Positivo”, como generalmente se usa,significa que el individuo tiene Aglutinógeno D.El individuo Rh Negativo no tiene antígeno D y solo forma la aglutinina Anti D cuando se le inyectancélulas D positivas. El suero que se emplea rutinariamente para tipificar el Rh es un suero Anti D.El 85% de los caucásicos son Rh Positivos y el 15% restante Rh Negativos. Las personas Rh negativas (DNegativas) que reciben una transfusión de sangre Rh Positiva (aún muchos años antes) formanAnticuerpos Anti Rh y tienen títulos Anti D apreciables y dan reacciones transfusionales graves cuandoreciben una transfusión de sangre Rh (D) Positiva.Igualmente sucede cuando una madre Rh (D) Negativa concibe un hijo D positivo, porque pequeñascantidades de sangre del feto se filtran a la circulación materna en el momento del parto y desarrollantítulos elevados de aglutininas Anti Rh durante el post parto. Durante el embarazo siguiente las aglutininasdesarrolladas contra el antígeno RH cruzan la placenta y llegan al feto que ha heredado el antígeno Rhpositivo del padre y se produce la reacción Antígeno-anticuerpo que produce hemólisis y la EnfermedadHemolítica del Recién Nacido (Eristroblastosis Fetal).
DETERMINACIÓN DEL FACTOR Rh.Materiales y Reactivos:Reactivo Antisuero Monoclonado Anti - Rho (Anti D)Lámina portaobjetoVarillas de vidrio ó aplicadoresLancetas descartablesDesinfectante y AlgodónLápiz de cera marcador.
Procedimiento:En una lámina portaobjetos se colocan 2 gotas de la sangre problema.Al costado de las gotas de sangre colocar una gota del Reactivo Suero Anti Rh. Mezclar bien. Observarinmediatamente para ver si existe o no aglutinación.
INTERPRETACIÓN:Sangre total paciente + RESULTADOSuero Anti- Rh (D)
AGLUTINACIÓN Rh (D) POSITIVO
NO AGLUTINACIÓN Rh (D) NEGATIVO
INVESTIGACIÓN DE LA SENSIBILIZACIÓN DE LOS HEMATÍESCuando algún anticuerpo (por ej. Garnmaglobulina - IgG) se fija y recubre al glóbulo rojo se dice que eleritrocito está sensibilizado . Los eritrocitos pueden sensibilizarse in vivo, y esto ocurre por ejemplo en laEritroblastosis Fetal (EF) , que es una enfermedad del Feto y del Recién nacido y se caracteriza poraglutinación y fagocitosis de los eritrocitos del feto, que se produce cuando una madre siendo RhNegativa y el esposo Rh Positivo, concibe un niño Rh positivo.El niño hereda el Rh Positivo del padre. Durante el embarazo la madre desarrolla Aglutininas Anti - Rhpor la exposición al antígeno (Aglutinógeno Rh) del niño. A su vez, éstas aglutininas Anti Rh de la madredifunden por la placenta al feto y recubren los glóbulos rojos del feto. Los hematíes del niño están ahorasensibilizados y esto produce la aglutinación y lisis de los hematíes del propio hijo. Durante el primerembarazo puede no producirse daño, pero durante el segundo embarazo el 3 % presentarán E F; durante eltercer embarazo el 10 % presentarán EF, y así va aumentando la incidencia.
Se puede investigar la presencia de estos anticuerpos (IgG- anti Rh) que recubren a los hematíes del niñomediante el Test de Coombs Directo (test de Antiglobulina directo) y que es el objeto de la presentepráctica.
TEST DE COOMBS DIRECTO:Esta Prueba se realiza en los hematíes del paciente.FundamentoEsta prueba se fundamenta en la aglutinación de los eritrocitos humanos sensibilizados por anticuerposgamma-globulínicos que se produce cuando se les coloca en presencia de un suero antihumano gamma-globulínico preparado en conejos. Este suero antiglobulínico puede ser específico para globulina IgG, ótambién puede ser un preparado monoclonalmente obtenido.Esta Prueba DIRECTAMENTE demuestra la sensibilización de los eritrocitos que se ha producido invivo.Materiales y Reactivos:Centrífuga Clínica y Microscopio BinocularSuero Antiglobulínico de Coombs (Gamma IgG) (Monoclonal)Hematíes del paciente (Niño)Solución Salina 0.85 % Tubos de prueba de vidrio 13 x l00 mm y 12 x 75 mm; algodón, desinfectante depiel (Alcohol iodado), ligadura venosa, aguja y jeringas descartables. Varillas de vidrio ó mondadientes deplástico, pipetas Pasteur.
MUESTRAS YREACTIVOS
TUBO A TUBO B
Suero del PacienteReceptor
2 gotas 2 gotas
Hematíes del DadorSuspensión al 2 %
En salina
2 gotas 2 gotas
Albúmina Bovina22%
---------- 2 gotas
Centrifugar (serofugaa 1000 rpm) 1 minuto
sí sí
Procedimiento:Lavado previo de los glóbulos rojos:1.- Medir aproximadamente 0.4 ml de sangre y colocar en el fondo de un tubo de prueba de 13 x 100 mm,añadir luego 6 ml de solución salina 0.85 %. Mezclar suavemente por inversión.2.- Centrifugar a 3400 rpm. Por 30 segundos hasta que las células se empaqueten al fondo del tubo.3.- Decantar la solución salina completamente, limpiando la boca del tubo con papel servilleta.4.- Repetir el lavado dos veces mas , añadiendo una pequeña cantidad de solución salina al comienzo ymezclar para suspender bien los eritrocitos; y luego añadir una mayor cantidad de solución salina lavandohacia abajo la pared interna del tubo de prueba. Después del tercer lavado el sobrenadante debe estarcompletamente limpio de sangre, absolutamente límpido y transparente.5.- Ahora, calcular (aproximadamente) el volumen de los glóbulos rojos lavados, anotar este volumen, yañadir una cantidad de solución salina como para hacer una suspensión de glóbulos al 2% 6.- En otro tubo de prueba colocar 2 gotas de esta suspensión al 2 % y añadir 1 gota de 1 suero de Coombs. 7.- Centrifugar a 5000 rpm. durante 15 segundos.8.- Muy suavemente, con gran cuidado, percuta con un dedo el fondo del tubo, lo suficiente para dislocarel fondo celular y observar la aglutinación tanto macroscópica como microscópicamente con objetivo enseco a 40 X.
Resultado:La presencia de aglutinación indica una Prueba de Coombs Directa POSITIVA, demostrando que loseritrocitos están sensibilizados.Ausencia de Aglutinación: Test de Coombs Directo: NEGATIVO.
Interpretación:Esta Prueba Coombs Directa es POSITIVA en los casos de:Eritroblastosis Fetal ,Anemias Hemolíticas Autoinmunes y sirve también para el diagnóstico de
reacciones transfusionales debido a Incompatibilidad sanguínea.
TEST DE COOMBS INDIRECTODetecta los anticuerpos presentes en el suero del paciente (madre) y para ello deben sensibilizarse primero
in vitro algunos glóbulos rojos de otra persona de grupo conocido (Tipo O por ejemplo) y luego de habersensibilizado los glóbulos rojos escogidos se les aplica el Coombs Directo. Para sensibilizar a los paraglóbulos rojos seleccionados (conocidos) se debe primero incubar el suero del paciente (madre) con loseritrocitos seleccionados (grupo O por ejemplo) para que las células se sensibilicen (es decir, se recubrancon el anticuerpo sérico) si es que está presente, y, después averiguar si están sensibilizadas aplicándolesel test de Coombs Directo, tal como hemos descrito líneas arriba..
TEST DE COMPATIBILIDAD CRUZADA
EXAMINAR ambos tubos por aglutinación ó hemólisis.Luego INCUBAR ambos tubos A y B, en BM a 37 °C por 15 minutosCENTRIFUGAR por 1 minuto a 1000 RPM. Lectura del tubo B por aglutinación ó hemólisis.
Luego CONTINUAR con el tubo "A": Tres lavados en sol salina 0.9 %Añadir suero de Coombs 2 gotasCentrifugar a 1000 rpm durante 1 minLectura por aglutinación ó hemólisis
Interpretación de Anticuerpos: TUBO "A": detecta incompatibilidad hacia: Sistema ABO , MN, P, LewisTUBO "B": detecta incompatibilidad: Antic. Rh, Duffy, Kidd, Cellano y Antic.calientes.
PRÁCTICA SOBRE LA FISOLOGÍA DEL APARATO INMUNE
FUNDAMENTOS.-La definición contemporánea del término inmunidad incluye todos aquellos mecanismos que le dan alanimal la capacidad de reconocer tanto los materiales extraños a su propio organismo para neutralizarlos,eliminarlos o metabolizarlos sin injuria a sus propios tejidos.Las respuestas inmunes pueden ser clasificadas en dos categorías:
a) Respuestas inmunológicas específicas:Estas respuestas dependen de la exposición a una partícula o sustancia de configuración extraña,el subsecuente reconocimiento y la reacción hacia ella.
b) Respuestas inmunológicas no específicas:Se producen siguiendo a una exposición inicial y subsiguiente exposición a una configuraciónextraña.La selección en diferenciar lo propio de lo no propio no depende de un reconocimientoespecífico.
En la actualidad se consideran que las respuestas inmunológicas sirven a tres funciones:Defensa, sostenimiento de la homeostasis celular y vigilancia celular.
Función Naturaleza delestímuloInmunológico
Ejemplo AberracionesHiper Hipo
Defensa Exógeno MicroorganismosPolen
Alergia Deficienciainmune
Homeostasiscelular
EndógenaExógena
Remoción de célulasviejas o dañadas
Enfermedadautoinmune:Formación de autoanticuerposArtritisreumatoidea, lupus.
Vigilanciacelular
EndógenaExógena
Remoción de célulasmutantes.
Enfermedadmaligna
FILOGENIA DE LA INMUNIDAD NO ESPECÍFICA.-
En los animales más primitivos, como en los unicelulares, el mecanismo de resistencia es la fagocitosis lacual es esencialmente una función nutritiva: y en las formas evolutivas más elevadas involucra también unmecanismo defensivo . A medida que evolucionan a formas más complejas aprenden a reconocer loscuerpos extraños. En los invertebrados superiores se desarrollan un sistema vascular en el cual lafagocitosis se desarrolla además por medio de células circulantes y en el ser humano por fin hay cincocélulas circulantes (leucocitos), tres de los cuales son fagocitarias o fagocíticas (monolitos, polinucleares yeosinófilos). Entonces filogenéticamente los elementos no específicos más importantes, fagocitosis yrespuesta inmunitaria vienen desde la formamás primitiva de vida. Con la evolución, estos mecanismos persistieron y fueron suplementados eimplementados por la adición de nuevos componentes tales como lainmunidad específica y los sistemas de amplificación de esta inmunidad, por ejemplo el complemento,coagulación, etc. Entonces, pues, en resumen, estos mecanismos antiguos no fueron reemplazados por laevolución de las especies sino que más bien continuaron y fueron reforzados adicionalmente con nuevasrespuestas (amplificadoras).
FILOGENIA DE LA INMUNIDAD ESPECÍFICA .-
La primera evidencia de la inmunidad específica apareció en los vertebrados primitivos que presentan unsistema linfoide diseminado (elasmobránquios) que generan inmunoglobulinas M. posteriormente en los
Ig Función Estructura Cadenapesada
CadenaAdicional
ConcentraciónPlasmáticamg/dl
Ig G Fijación delComplemento
Monomérica Gama 1gama2Gama 3gama 4
700 - 1600
Ig A(secretora)
ProtecciónMucosas – secreciones externas lágrimas,secreción intestinal,
Monómero, dímero otrímero, con cadena J
Alfa 1Alfa 2:
J, CS 70 -400
anfibios apareció la inmunoglobulina G, en los conejos aparece la Ig A y en el hombre se añaden la Ig D yE.
Con la evolución filogenético también aprendieron a desarrollar sustancias y sistemas de amplificación yreforzamiento de la eficiencia de la resistencia como el sistema complemento.
ONTOGENIA DE LA RESPUESTA INMUNE EN EL HOMBRE.-La maduración del sistema inmune en el hombre comienza durante el segundo a tercer mes de la gestacióna partir de las células madres pluripotenciales o hemocitoblastos en la médula ósea se generan dos líneascelulares:Hematopoyética y linfopoyética, según el siguiente esquema
Invertebrados VertebradosAmebas En lampreas, ciclóstomos, peces de rio, etc. Anfibios Mamíferos Ser humanoFagocitosis Ig M Ig M
Ig GIg MIg GIG A
Ig MIg GIg AIg DIg E
Sistemas deamplificaciónbiológicas
Sistemas deamplificaciónbiológicas
ESTRUCTURA Y FUNCIÓN DE LAS INMUNOGLOBULINAS
El rol fisiológico de la inmunidad tumoral o respuesta bursal en la defensa del huésped es la síntesis deanticuerpos (cuadro anterior) ayudando a prevenir la infección y esto lo hace por medio de varios
mecanismos: opsonización, antitoxicidad, activación del complemento, neutralización de los antígenos,uniéndose al antígeno ( bacterias o virus) lo neutralizan impidiendo su acción ganándole la entrada a lacélula huésped.
OBJETIVO DE LA PRÁCTICA.
En la presente práctica tiene por objeto determinar la respuesta bursal en personas normales y enpacientes con inmunodeficiencia por desnutrición, a través de la determinación cuantitativa de Ig A, Ig M,Ig G empleando anticuerpos específicos que formen inmunocomplejos insolubles, turbios, y su mediciónespectrofotométrica.
MATRIALES Y REACTIVOS.
Solución salina fisiológica 9/1000mlSolución anticoagulante: heparina sódica, frasco por 5 ml, 500 U.I./ml (LIQUEMINE).Jering descartabla por 5 ml y aguja de 20x1´´.Antisueros: anti Ig A, anti Ig M, anti Ig G.Buffers Ig A, IgM, Ig G.Solución patrón de proteínas de concentración conocida.Suero sanguíneo o plasma heparinizado normalSuero sanguíneo o plasma heparinizado de paciente desnutrido.1 sapo grande para punción intracardiacaEquipo de disección completo y estilete para obtener animal espinal..Espectrofotómetro y microcubetas.Micropipetas automáticas de 0 á 200 y de 0 a mil microlitos o lambdas.Tubos de prueba 10x75 mmCronómetro
bronquialIg M Fijación del
complementoPentámero con cadenaJ
Mu J 40 -260
Ig D Reconocimiento deantígeno por las célulasB.
Monomérica Delta 3
Ig E Liberación dehistamina por losbasófilos (alérgias) yde reaginas (protinespecíficas: sífilis,pian)
Monomérica Épsilon 0.05
PROCEDIMIENTO.-Se repartirá el trabajo en 5 mesas diferentes del siguiente modo:Mesa 1: determinara en un suero normal la Ig AMesa 2: determinará en un suero normal la IgMMesa 3. determinará en un suero normal la Ig GMesa 4: determinará en la sangre de un sapo la Ig A (punción intracardiaca con anticoagulante).Mesa 5: determinará en el suero de un paciente desnutrido la Ig G.
Distribuir las muestras y reactivos según los siguientes protocolos para cada inmunoglobulina.Nota: las muestras problemas para el dosaje de cada inmunoglobulina deberán ser diluídas al 1/10 antesde empezar a trabajar:Suero problema: ----------------------------- -------------- 0.1 mlSolución salina fisiológica: (9 por mil) ------------------ 0.9. ml
DOSAJE DE Ig ASuero diluído 1/10 : 50 ulBuffer IgA 900 ul
Homogenizar y leer la absorbancia en 340 nm (DO1) llevando el aparato a 0 con agua destilada y luegoagregar:Antisuero anti Ig A 80 ulMezclar e incubar a temperatura ambienteLeer la absorbancia nuevamente a 340 nm (DO2), llevando el aparato a 0 con agua destilada.
CÁLCULOS DE LOS RESULTADOS
Calcular la diferencia de absorbancia DO2 - DO1 correspondiente a cada muestra analizada. Interpolar elvalor de esta diferencia en la curva de calibración para determinar la concentración en mg/100 mlcorrespondiente o multiplicar por el factor de calibración .
VALORES DE REFERENCIA NORMALES:70 – 400 mg/dl
DOSAJE DE LA Ig GSuero diluído 1/10 : 40 ulBuffer IgG 900 ulHomogenizar y leer la absorbancia en 340 nm (DO1) llevando el aparato a 0 con agua destilada y luegoagregar:Antisuero anti Ig G 160 ulMezclar e incubar a temperatura ambienteLeer la absorbancia nuevamente a 340 nm (DO2), llevando el aparato a 0 con agua destilada.
VALORES DE REFERENCIA NORMALES:700 – 1600 mg/dlDOSAJE DE LA Ig MSuero diluído 1/10 : 60 ulBuffer Ig M 900 ulHomogenizar y leer la absorbancia en 340 nm (DO1) llevando el aparato a 0 con agua destilada y luegoagregar:Antisuero anti Ig M 100 ulMezclar e incubar a temperatura ambienteLeer la absorbancia nuevamente a 340 nm (DO2), llevando el aparato a 0 con agua destilada.
VALORES DE REFERENCIA NORMALES:40 – 260 mg/dlDISCUSIÓN:Los alumnos compararán los resultados en las distintas mesas en relación a la respuesta bursal encontrada
para Ig A, Ig G e Ig M en las personas normales, desnutridos y en el sapo y explicarán las razones de lasdiferencias encontradas
FUNCIÓN GLOMERULAR
DEPURACIÓN DE CREATININA ENDOGENA.
Es una medida muy aproximada de la función glomerular.La filtración glomerular es un proceso mecánico que se produce como resultado de un juego de presiones:1. La presión hidrostática dentro del glomérulo es + 60 mmHg (70% de la presión aórtica)2. Se oponen a la filtración:
a. La presión oncótica proteica 32 mmHgb. La Presión Inters. caps. Bowman 18 mm Hg
- 50 mm HgPresión Neta de Filtración +10 mmHg
El riñón trata, dentro de ciertos límites, de mantener una presión de filtración eficiente mediantemecanismos de aumento del tono de la arteriola eferente.En 24 horas se filtran 180 litros de líquido por los glomérulos pero se excretan solamente 1 a 1.5 litros deorina en 24 horas, lo que quiere decir que los tubulis reabsorben 178.5 a 179 litros en 24 horas.No solamente hay reabsorción de agua a nivel tubular sino también de muchas otras sustancias del filtradoglomerular y que son útiles al organismo como glucosa, aminoácidos, sodio, potasio, cloro, etc.El filtrado glomerular tiene todos los constituyentes y en la misma proporción que en el plasma sanguíneoexceptuando las proteínas.La densidad del filtrado glomerular es 1010 y su pH es 7.40.Si este filtrado glomerular no fuese sometido a la acción tubular el organismo perdería grandes cantidadesde agua, sales, elementos útiles como glucosa, aminoácidos, etc. Junto con los productos finales delmetabolismo de las proteínas como la urea, creatinina, ácido úrico, y otros.
Concepto de Clearance:El concepto de CLEARANCE fue introducido por Van Slyke, la palabra clearance significa depuración olimpieza y se entiende por Clearance o Depuración renal de una sustancia al número de centímetroscúbicos de plasma que son liberados de dicha sustancia en la unidad de tiempo (minuto), por el riñón. Siuna sustancia es únicamente filtrada por el glomérulo, y no reabsorbida, ni secretada por el túbuli, sudepuración medirá el número de ml que los glomérulos filtran en un minuto. Es el caso de la Inulina, elmanitol, thiosulfato, etc., que solo se filtran por el glomérulo, pero no se reabsorben ni secretan por lostúbulis renales.La depuración de una sustancia se obtiene dividiendo la cantidad de dicha sustancia excretada en la orinaen la unidad de tiempo entre la cantidad que existe de dicha sustancia en un ml de plasma.Llamemos V’ el Vol. Minuto de orina; (Vol. recolectado/tiempo de recolección en minutos (cc/min.))
U a la concertación de una sustancia “x” en orina mg/ml yP a la concentración de la sustancia x en 1 ml de plasma mg/ml
SI MULTIPLICAMOS U x V´ , NOS DARA LA CANTIDAD DE SUSTANCIA X EXCRETADA EN 1min. y LA FORMULA DE LA DEPURACIÓN SERÁ: C=UxV
PGeneralmente se recolecta orina durante 12 o 24 horas.Se escoge la CREATININA para medir la filtración glomerular porque el manejo renal de este metabolitoes muy parecido al de la Inulina y Manitol, por eso su Depuración es una medida muy aproximada de lafiltración glomerular, y se usa como índice de función glomerular.
EJEMPLO UN SUJETO TIENE 55 Kg. DE PESO Y MIDE 1.65 m, EL DOSAJE DE CREATININA ENLA SANGRE ES 0.9 mg/dl EN SUERO.
Es decir 0.009 mg/ml entonces P = 0.009 mg/mlEl volumen urinario fue de 1500 cc en 24 horas: 1500/1440 – 1.04 ml/min., es decir V = 1.04 ml/min.
La concentración de creatinina en la orina fue de 100 mg %, es decir 1.5 mg/ml.La depuración será:
C = 1.0x1.04 = 115 ml/min.0.009
Quiere decir que 115 cc de plasma a su paso por el glomérulo han sido liberados de toda su creatinina en 1minuto. PARA NUESTRO PACIENTE DE PESO: 55 Kg. Y TALLA: 1.65 m. le corresponde una ASC.de 1.60 m2 de acuerdo al Nomograma según la formula de Du Bois.
Depuración corregida = depuración sin corregir x 1.73 / ASC = ml/min./1.73 m2 de ASCASC
115 mlmin 1.60 m2X 1.73 m2
X= 115 x 1.73 = 124 ml/min./1.73 m2 ASC (DEPURACIÓN CORREGIDA)1.60
METODO PARA EL DOSAJE DE CREATININA EN SANGRE Y ORINA
En esta práctica emplearemos el Método espectrofotométrico colorimétrico de la casa comercial WIENER LAB. Que es el método de Jaffé modificado empleando picrato alcalino en medio taponado con glicina,previa desproteinización de la muestra de suero con ácido pícrico directamente proporcional a laconcentración de creatinina cuando se mide en 510 mm de Longitud de onda. Se comparará con laabsorbancia de un patrón de creatinina de concentración conocida.
Equipos, Materiales y Reactivos01 Espectrofotómetro y 01 Centrifuga clínicaJeringa descartables de 10 ml con aguja 20 x 1”Algodón, alcohol yodado y ligadura09 tubos de ensayo de 13 x 100 mm en cada mesa01 tubo de ensayo de 12 x 75 mm en cada mesa06 Pipetas de 1 ml graduadas al 1/100 en cada mesa03 Pipetas de 5 ml graduadas al 1/10 en cada mesaFrasco con agua destilada 100 ml en cada mesaPipetas Pasteur de Vidrio (capilares) con chupón jebe, para separar sobrenadante.Frascos de boca ancha de 1 litro de capacidad ó beakers de plástico de 1 litro para obtención de muestrasde orina.Reactivo N° 1: Ácido Pícrico 41.4 mMol / LtReactivo N° 2: Buffer de Glicina / Na OH 1 mol/Lt (pH = 12.4). Muy cáustico (alcalino): Precaución.Sol. Standard de Creatinina: 2 mg/dl
ProcedimientoRecolectar muestra de orina de 12 ó 24 horas para dosaje de creatinina urinaria. Si se recolecta en frascoestéril, la muestra guardada en refrigeración puede durar 4 días. Medir exacto el volumen y tiempo derecolección. AnotarEl mismo día de la recolección de orina obtener la muestra de sangre para el dosaje de Creatinina sérica.
1.- Primer paso.- DESPROTEINIZACION de la muestra de suero:En un tubo prueba 13 x 100 mm ó 12 x 75:Medir 0.7 ml de suero y añadir 3.5 ml Reactivo N° 1 (ácido pícrico)Mezclar por inversión y reposo 10 minutos.Centrifugar a 3000 RPM x 5 min.
Separar el sobrenadante del suero con la pipeta Pasteur y trasladarlo a otro tubo ymarcarlo: Sobrenadante suero (SS).
2.- Disponer los tubos de prueba 13 x 100 mm según la siguiente tabla y marcarlos según lo indicado:
Tubos Blanco Standard Sobrenad delSuero (SS)
Orina Dilución1/50
Sobrenadante Suero SS ml 3Sol St. : 2 mg/dl ml 0.5Orina Dil 1/100 ml 0.5Agua Destil. Ml 1.0 0.5 0.5React Nº 1 (Ac.Pícrico 41.4 mMol/l) ml 2 2 2React Nº 2 (Buffer Glicina alcalino pH 12.4) ml 0.5 0.5 0.5 0.5
Mezclar por inversión. Reposar 15 min. a Temp. Ambiente.3.- Lecturas: Colocar el Espectrofotómetro en 510 mm de Long. Onda, y colocando el espectofotometroen 100% de T osea 0% de Absorbancia.Leer la Absorbancia de cada uno de los tubos anotando las absorbancias de: Blank, estándar,sobrenadante del suero (SS) y de la orina diluida.
4.- Cálculos.
a.- Creatinina Sérica (Crs): mg/dl
Crs = Conc St X Abs suero = 2 X Abs suero – Abs Blank = mg/dlAbs St – Abs blank Abs St – Abs Blank
b.- Creatinina en Orina (CrO): mg/dl
Exactamente igual al anterior, sustituyendo las absorbancias del suero por las de la orina y se multiplicaademas por 100 (factor de dilución de la orina).
c.- Calcular la Depuración Creatinina Endógena (Corregida por el ASC):
Según: Depuración = U x V X 1.73 m2P ASC m2
Nota: No se olvide de usar siempre las mismas unidades de medida para los cálculosPor ejemplo:U = CrO en mg/mlV = Vol. Min ml/minP = Crs mg/ml
Valores ReferencialesDepuración de Creatinina endógena:
Hombres: De 97 hasta 137 ml / min. / 1.73 m2 ASCPromedio 120 ml / min. / 1.73 m2 ASC (+/- 25)
Mujeres: De 88 hasta 128 ml / min. / 1.73 m2 ASCPromedio 85 ml / min. / 1.73 m2 ASC
Creatinina Sérica Adultos Varones: 0.8 a 1.2 mg / dlCreatinina en Orina : 1.0 a 1.6 gm en 24 hs (15 a 25 mg/Kg. peso Corporal/24 hs)
Depuración de Creatinina Aumentada:
Gestación, Ejercicio físico.Depuración de Creatinina Disminuida:
Insuficiencia renal glomerular ó Insuficiencia Cardiaca.Edad avanzada: Disminuye aprox. 1 ml / min. / año después de los 40 años.Medicamentos nefrotóxicosMala recolección urinaria
FUNCIONES DE CONCENTRACIÓN Y DILUCIÓNFundamentoEl riñón tiene una remarcable capacidad para regular el volumen urinario diario concentrado y diluyendola orina. Esta característica fisiológica es una de las más importantes del riñón normal, y se conoce desdehace más de 50 años. Se realiza según un mecanismo de flujo a contracorriente multiplicador.Adaptando el principio fisicoquímico del flujo térmico a contracorriente, a la presión osmótica diremosque en el asa de Henle ocurre un fenómeno similar, lo mismo que a nivel de la Vasa Recta, pero conelectrolitos y que estudiamos con detalle en nuestras clases teóricas. Este mecanismo impide que se disipela gradiente de Osmolaridad llegando a tener así el intersticio medular y papila hasta 1200 mOsm/Kg.agua. (El Plasma tiene 280 a 290 mOsm/Kg. agua). El trasporte activo de Cloro en el Asa de Henle estambién responsable del sostenimiento de esta alta osmolaridad en el interticio medular renal.Esta práctica tiene por objeto aprender a medir estas capacidades de concentración y dilución de la orinapor el riñón a través de los parámetros fisiológicos siguientes:Densidad Urinaria, relación Uosm/Posm, Cosm, TcH2O sometiendo a una persona sana a una dietahidropónica primero y luego a una sobrecarga acuosa.
Definiciones previas.-
Posm: Es la concentración osmolar plasmática, normalmente puede variar desde 280 a 290 mOsm/Kgagua, es la concentración de solutos en el plasma.Uosm: Es la concentración Osmolar urinaria ó concentración de solutos en la Orina u osmolaridadUrinaria. Generalmente la orina es tres veces más concentrada que el plasma. El riñón reabsorbe aguahasta concentrar el filtrado glomerular unas tres veces más que osmolaridad plasmática. Los valoresnormales pueden variar desde 50 hasta casi 1200 mOsm/Kg. agua.Uosm x V: Es la excreción de solutos por minuto, es la cantidad de solutos osmóticos activos excretadospor minuto.Cosm: Depuración Osmolar: Uosm x V / PosmEs el volumen de plasma que es depurado de sus solutos en la unidad de tiempo.Representa la tasa a la cual las sustancias osmóticas activas son aclaradas ó depuradas del plasma. Ladepuración basal ó endógena en el hombre tiene un rango del 1 al 3 % del filtrado glomerular.
CH2O: Es depuración de agua libre de solutos que se elimina por la orina por minuto.Es igual al Volumen minuto menos la Dep Osmolar:CH2O = V – CosmLa depuración de agua libre es ese núcleo de agua en la orina en exceso de su depuración osmolar.Durante la diuresis de agua caracterizada por la excreción de gran volumen de orina diluida debido a lagran ingesta de agua, la diuresis se debe a la inhibición de la hormona antidiurética de la neurohipófisis.Durante la diuresis de agua pura, de cualquier duración ó magnitud, la orina consiste de una mezcla deagua osmoticamente obligada que se excreta disolviendo los solutos que es igual a la depuración osmolar,mas un vol. de agua osmóticamente libre, es agua libre de solutos, literalmente es agua químicamentepura, representada por CH2O. El flujo urinario total en este caso es la suma de estos dos términos:V = Cosm + CH2O, de donde tenemos que: CH2O = V – Cosm
Tc H2O: Durante la concentración urinaria (Antidiuresis) la orina se concentra por encima de laOsmolaridad Plasmática por sustracción dependiendo de la de agua libre de solutos del filtradoglomerular, es agua que el organismo se reinfunde. En este caso el Vol. min. es menor que la dep.Osmolar.TcH2O = Cosm – V representa el volumen de agua reabsorbido a nivel tubular, esto concentra la orinatubular.
ProcedimientoPara esta práctica se seleccionó a una persona a quien el día anterior se le hizo un dosaje de OsmolaridadPlasmática y luego al día siguiente se le sometió a una prueba de hidropenia, es decir dieta seca, supresióntotal de líquidos pero con una dieta normal en proteínas, hasta conseguir en lo posible una disminución del3% del peso corporal.A las 6 de la tarde miccionó (vejiga vacía), y se descartó esta orina y se anotó la hora exacta. Luegoempezó a recolectar toda la orina emitida, en un mismo frasco hasta las 6 am del día siguiente.Dos horas mas tarde, 8 am, se obtuvo una segunda muestra de orina en recipiente a parte. En estemomento se obtuvo una muestra para determinar Osmolaridad Plasmática. Aquí termina el test deConcentración.Inmediatamente se inició la Prueba de Dilución, para ello se le dio a beber 20 ml de agua x cada Kg. depeso corporal, con el objeto de probar su capacidad para diluir la orina. Se recolectaron las muestrasemitidas, cada una en frascos separados, cada 20 ó 30 minutos, según el protocolo del cuadro adjunto,numerándose todas las muestras emitidas durante casi tres horas.Al intermedio y al final de las recolecciones se obtuvieron muestras de sangre para determinar lasOsmolaridades plasmáticas, en el osmómetro. Para la práctica, a partir de estas muestras calcularemos lasOsmolaridades Urinarias a partir de las densidades y con los datos obtenidos de Volúmenes urinarios,tiempos de recolección, Uosm, y Posm se determinarán, para cada muestra, los valores de U/P, Cosm,TcH2O, y CH2O.
Tabla-Protocolo de trabajo para las PRUEBAS de CONCENTRACIÓNY DILUCIÓN Urinaria
TiemposdeRecolecc.(minutos)
TiempoAcumulatmin
N°deMuestra
Vol.Orinaml
Vol.Minutml/min
PosmmOsmKgH2O
DensiDad
Urina
ria
UosmmOsm/KgH2O
U/P Cosm TcH2Oml/min
CH2Oml/min
Prueba
De
CONCENTRACIÓNSupreslíquidos
12 Hs 720 1a 432 298 ------2 Hs 840 2a 60 ------De
Inmedia
tose hizo:
Prueba
De
DILU
CION
Ingesta de20mlagua/KgPeso
Y seContiNuóRecolec-cion
30 30 3a 18 295 ------25 55 4a 200 ----20 75 5a 190 ----22 97 6a 209 294 ----20 117 7a 140 ----18 135 8a 126 ----15 150 9a 38 290 ----
A continuación graficar en papel milimetrado:Volumen Urinario (ordenada) vs Densidades (abscisa)Cosm ((Ordenada) vs Vol. minuto (Abscisa), y determinar TcH20 y C H2O Interpretar los resultados decada prueba.
REGULACION RENAL DEL EQUILBRIO ACIDO I BASICOAcidificación y/o alcalinizaci6n urinaria.
Introducción: Bases Fisiológicas:Existen tres grandes procesos de regulaci6n del pH en los líquidos del organismo: el mecanismo deintercambio i6nico (entre las células y los líquidos), el mecanismo respiratorio y el mecanismo renal.Los riñones son los reguladores mas eficientes del equilibrio ácido básico, en vista de que realizan la EXCRECION de los llamados ácidos fijos ó propiamente dichos, los HIDROGENIONES H+ ; mientraslos H+ se excretan, circulan en la sangre en equilibrio con los aniones correspondientes como el HC03- ,con lo cual impiden cambios importantes en el pH. La cantidad de Hidrogeniones producidos en el cursodel metabolismo es de hasta 100 mEq. diarios ( 4.1 mEq/hora), dependiendo de la dieta. El Riñón seencarga de excretarlos, al mismo tiempo que recobra el HC03- .La orina de un sujeto sano, con una dietanormal mixta, es ácida y su pH habitual es de 6.0; el filtrado glomerular tiene un pH de 7.40. Estadisminución en el pH urinario, se debe a que están siendo eliminados los Hidrogeniones por el riñón. Lamagnitud de esta eliminación es variable de acuerdo con las exigencias fisiológicas del momento y serefleja en el pH de la orina que puede variar de 4,0 hasta 8.0, según las necesidades del organismo. Cómose logra excretar una orina ácida ? Se logra por la adición de H+ secretados por las células de los túbulisrenales hacia la luz tubular lo cual permite la modificación de algunos ácidos que están disociados en elplasma, pero que se convierten en formas no disociadas, al aumentar la acidez del medio. Por ejemplo lasrelaciones entre el Na2HPO4 y el NaH2PO4 es de 4 a 1 en el plasma y en el filtrado glomerular donde elpH es 7.40. Si se baja el pH por la adición de H+ esta relación disminuye hasta 4/100 (predominancia delFosfato ácido), y el pH urinario baja a 5.4.Si la relación bajase hasta 1/99 (mayor predominancia aún del fosfato ácido) el pH llegará hasta 4.8.El resultado neto de la producción de una orina ácida es la ganancia de un Na+ y SE RECUPERA ELHCO3- La eliminación del H+ a cambio de un Na+ permite así retener el HC03- y tener reserva de HC03-
para situaciones de emergencia. Puede así entonces el riñón eliminar constantemente H+ sin vaciar el Na+extracelular ni perder su bicarbonato en condiciones normales.En el caso opuesto cuando hay alcalinidad aumentada se produce en el riñón el fenómeno inverso:Disminuye la excreción tubular de H+, se reabsorbe menos bicarbonato, se excretará fosfato en la formaNa2HPO4 y se pierden 2 Na+ y el efecto neto será la perdida de 2 Na+ (base), disminución del HC03- delplasma y los ácidos orgánicos serán eliminados a un pH más alto en equilibrio con más Na+ que sepierden. En resumen, pueden Ustedes pues darse cuenta que las diferentes funciones del mecanismo renalresponden a requerimientos específicos: en el caso de la acidosis, hay un incremento de la excreción deácidos y una conservación de base; en la alcalosis, hay un incremento de la excreción de base yconservación de ácidos y el pH de la orina cambiará correspondientemente y puede variar como les acabode señalar en muestras de orina random desde pH 4.5 hasta 8.2. Esta capacidad de excretar cantidadesvariables de ácido es de una gran importancia fisiológica porque convierte al riñón en el mecanismo dedefensa final contra cualquier cambia del pH corporal o de la composición anión-catión.
En la producción de orina ácida: Resultado neto: Ganancia de un sodio a cambio de excreción de de unH+. Se recupera el NaHCO3. Eliminación constante de H+ sin vaciar el Na+ del LEC.-
EI otro mecanismo para regular del pH que opera en el riñón es la EXCRECION DEL H+ EN LAFORMA DE ION AMONIO NH4+ O AMONIOGÉNESIS, a partir del NH3 de la glutamina o losaminoácidos. El NH3 por lo general no se encuentra en el filtrado glomerular y por lo tanto proviene de lascélulas del túbuli renal. Sin embargo su excreción no es rápida sino tardía y solo empieza a funcionardespués de un lapso prolongado de acidosis .. En la figura podemos ver como se conserva el sodio pormedio de la excreción del NH4+. El Na+ ingresa a favor de la salida de un H+, el cual con el NH3proveniente de la desaminación de aminoácidos o de la glutamina, se excreta como NH4+.AMONIOGÉNESIS:
El NH3 liberado por la Glutaminasa sirve para neutralizar las sustancias ácidas: NH3 + H+ NH4Se conserva sodio por medio de la excreción de NH4, el sodio ingresa en favor de la salida de H+EI NH3 neutraliza el H+ formando NH4; y el H+ con el NH3 se excretan como NH4. (ClNH4)
TEST DE SOBRE CARGA ÁCIDA CON CLORURO DE AMONIO (Durante tres días)
Un día antes de la prueba se recolecta orina de 24hs para acidez de titulación Basal. Luego se le prescribeuna dosis de 0.1 gm de Cloruro de amonio por Kg de peso corporal, durante tres días consecutivos y se varecolectando la orina de 24 horas cada día, durante tres días. En cada una de las muestras de orina semedirá el volumen y el pH, Acidez de titulación fosfática y acidez amoniacal. Se determinará el pHsanguíneo basal y al final del test.
Fundamento de la prueba de sobrecarga ácida de Cloruro de amonio para medir la capacidad deacidificación del túbuli urinario:El Cloruro de amonio ingerido extrae H+ de la célula.El Hígado depura el amonio que llega por la circulación portal y se produce la siguiente reacción quelibera H+:
2 NH4+ + CO2 ----------- CO(NH2) 2 + 2 H+ + H2O(La conversión de amoniaco en urea e
acidificante.)Acidificante
El H+ liberado se combina con el Na2HPO4 de la orina tubular:
Na2HPO4 + H+ NaH2PO4Sal más ácida y baja el pH hastamenos de pH 5.4 en la orina.
PRUEBA DE ACIDIFICACIÓN URINARIA MODIFICADA. (Durante de 6 horas).Después de un desayuno normal se recogen 2 muestras de orina con una diferencia de una hora, luego sele administra al paciente cloruro amónico a la dosis de 0.1 gm / Kg. Peso corporal por la vía oral. Se daráen cápsulas de gelatina de 0.50 gm. De preferencia con tostadas y mermelada, recogiendo la orina durante
las 6 horas siguientes. Se extraen muestras de sangre antes y tres horas después de la administración delCloruro amónico. Con la carga administrada el pH urinario deberá descender por debajo de 5.4
En nuestra práctica solamente haremos una prueba de corta duración (2 horas) del siguiente modo:
Equipos, Materiales y ReactivospH Meter para determinación de pH sanguíneoPotenciómetro para determinar pH en soluciones.Cinta para determinación universal de pH06 Cilindros graduados de vidrio o plástico de 500 ml08 beakers de 50 ml02 Pipetas de 5 ml graduadas al 0.102 Pipetas de 1 ml graduadas al 1/10003 Buretas para titulación química
03 Ehrlemeyers de 500 ml con agua destiladaFenolsulfotaleína indicador (PSP) sol alcohólica 1 % o Rojo fenol.Sol. NaOH 0.1 Normal titulada, Formol 40 % 50ml.
ProcedimientoColocar a una persona de prueba en reposo. Evacuar la vejiga por micción espontánea (con deseos deorinar) y será la muestra basal. (identificarla). Determinar el pH sanguíneo al inicio de esta prueba.Administraremos luego 400 ml de una solución de Cloruro de amonio al 0.5% en 15 minutos.Iniciar la recolección de orina cada 20 min., por micción espontánea, en muestras separadas durante doshoras.Medir el Volumen y pH en cada una de las muestras de orina emitidas.Determinaremos el pH sanguíneo basal y al final del test. Titularemos la acidez Fosfática y Amoniacalurinaria con sol. valorada NaOH 0.1 Normal y retitulación de la acidez amoniacal previo tratamiento conformol taponado:Colocar en beakers : 5 ml orina + 1 gota Roja fenol. Titular con NaOH 0.1N hasta rosado.Anotar gasto.Corresponde a la acidez del Fosfato ácido. Cada ml NaOH gastado 0.1 mEq H+Luego añadir 0.5 ml formol para extraer los H+ del Amonio y titular de nuevo la acidez amoniacal.Hacer la sumatoria de acidez fosfática + amoniacal, acidez total y luego calcular la (H+) urinaria en mMol/ litro. Calcular la Depuración de Hidrogeniones.
Emplearemos una persona normal como CONTROL a la cual le haremos la misma prueba anteriorsustituyendo el cloruro de amonio por una dosis de 25 ml de agua hervida y fría por kilo de peso corporalasí:Colocar a una persona de prueba en reposo. Evacuar la vejiga por micción espontánea (con deseos deorinar) y será la muestra basal. (identificarla). Determinar el pH sanguíneo al inicio de esta prueba.Administraremos luego 25 ml de agua x Kg peso corporal en 15 minutos.Iniciar la recolección de orina cada 20 min., por micción espontánea, en muestras separadas durante 2horas.Medir el Volumen y pH en cada una de las muestras de orina emitidas.Determinaremos el pH sanguíneo basal y al final del test. Titularemos la acidez Fosfática y Amoniacalurinaria exactamente igual como el caso anterior con sol. valorada NaOH 0.1 Normal y retitulación de laacidez amoniacal previo tratamiento con formol taponado, todos los cálculos también se haránexactamente iguales al caso anterior.
CÁLCULOS:En la práctica anterior ya hemos aprendido como se calcula la Depuración de una sustancia, entonces sihemos recolectado un volumen de orina en un plazo de tiempo determinado podemos calcular el Volumenminuto y si conocemos las concentraciones de H+ urinarias y pH, y además se conocemos el pH
sanguíneo estamos en condiciones de poder calcular las respectivas depuraciones y evaluar la Depuracióndel ión Hidrógeno.CONCLUSIONES:En la condición Basal encontraremos que: Dep H+ > Vol minEn la Acidosis como la concentración de H+ urinaria es mucho mayor que la sanguíneatendremos: Dep H+ será > Vol. min.en la Alcalosis será la inversa: Vol. min. > Dep H+Para estos cálculos recordar que: D=UxV/P
y pH = -log (H+)(H+) = antilog pH
-pH(H+) = 10
EXAMEN QUIMICO DE ORINAINVESTIGACIÓN DE ALBÚMINA: Excreción normal: Menos de 75 mg en 24hs. No detectable por los métodos habituales rutinarios.Por métodos especiales se detectan cantidades menores y se llama microalbuminuria.Para detectar presencia de albúmina se emplea el método del Ácido Sulfosalicílico al 3% así:
Filtrar la orina a través de papel de filtro.Colocar 1 ml de orina filtrada en un tubo de ensayoAñadir 1 ml de ácido sulfosalicílico. Reposar 5 minutos.Si no se produce enturbiamiento no hay albúmina: NegativoSi aparece enturbiamiento indica presencia albúmina.El grado de turbiedad está en relación con la cantidad e albúmina presente.Hacer un control negativo sustituyendo el ácido sulfosalicílico con 1 ml deagua destilada y proceder exactamente igual. Comparar grados de turbidez.
Entre los métodos rutinarios cualitativos, el más simple: test de calor y acidificación: Filtrar la orina a través de papel de filtro.En tubo de ensayo hervir 3 ml orina filtrada, en mechero alcohol o Bunsen ó Baño María hirviente. Unprecipitado blanco ó floculante al hervir indica:
a) Proteína ó fosfatos.b) Para diferenciar: Fosfatos: si al añadir ácido acético 5% desaparece la turbidez:
Fosfatos (Los fosfatos son solubles en medio ácido). Si hayefervescencia: carbonatos presentes.Proteínas: si al añadir ácido acético 5% la turbidez aumenta.
INVESTIGACIÓN DE GLUCOSAReacción de Benedict Cualitativa: Por reducción del cobre el solución alcalina y calor.Colocar 3 ml de Benedict Cualitativo en tubo de ensayo. Añadir 0.3 ml orinaHervir por 3 minutos en BM hirviente. Enfriar por reposo de 5 min.Positivo: Precipitado rojo ladrillo al fondo del tuboNegativo: Permanece azul o color verdoso sin precipitado.Dan resultado positivo: Glucosa, lactosa, levulosa, pentosas.
TEST PARA ÁCIDOS BILIARESLos ácidos biliares reducen la tensión superficial de los líquidos que las contienen:Colocar 3 ml de orina en un tubo 18 x 150 ml.Espolvoréese sobre la superficie peque cantidad de azufre pulverizado finamente (flor de azufre). Si elazufre cae al fondo enseguida, la orina tiene ácidos biliares en cantidad mayor de 0.01 % ó más.El cloroformo, alcohol, trementina, timol dan resultados falsos.
INVESTIGACIÓN DE CUERPO CETÓNICOSEn tubo ensayo colocar 3 ml orina, añadir 3 gotas ácido acético. Mezclar.Añadir 1 ml de agua oxigenada. Luego, añadir unos 500 mg de nitroprusiato en polvo y agitar suave paradisolver. Colocar en zona 1 ml de hidróxido de amonio. Anillo verde en la interfase: positivo a cuerposcetónicos.
Referencias Bibliográficas: Libro: Fisiología Renal, Autores Manuel y Carlos Ramírez Velasco
Editorial Escomel. Arequipa. Perú. 1a Ed. 1988.Libro: Fisiología Medica Guyton 1996Physiology and Kidney Diseases, Brow, Londiniun EdCo.2002. First Ed.
ROL FISIOLÓGICO DE LA PTIALINA (DIGESTIÓN DEL ALMIDÓN)
Fundamento Fisiológico
El alimento en la boca se mezcla con la saliva lo cual se favorece por la masticación que fragmenta laspartículas grandes de alimentos y mezcla a éste con las secreciones de las glándulas salivales. En lasglándulas salivales los gránulos secretorios (cimógeno) que contienen las enzimas salivales se descarganen los conductos a partir de las células acinosas. Diariamente se secretan 1500 ml. de saliva y el pH es
Tubo No. 1 2 3 4
Sol. almidón 1 % ml. 2,0 2,0 2,0 2,0
Tampón fosfato pH 6,8 ml. 1,0 1,0 1,0 ----
HCI 0,3 N ml. ---- ---- ---- 3,4
CIN a 0,9% ml. 3,0 2,4 ---- ----
Agua destil. ml. ---- ---- 2,4 ---
Baño María 37 °C x 5'(Pre-incubación,no añadir salivatodavía
si si si si
Después de los 5 minutos,recién añadir:
Sol. amilasa salival ( diluída 1/20) ml.
----0,6 0,6 0,6
Baño María 37°C x 20' si si si si
ligeramente menor de 7.0, pero se aproxima a 8.0 durante la secreción activa. La saliva contiene dosenzimas digestivas: la lipasa lingual, secretada por la glándula de la lengua, y la alfa amilasa salival(ptialina) secretada por las glándulas salivales. La saliva también contiene mucinas, que songlucoproteínas lubricantes del alimento y protectoras de la mucosa oral. Además contiene IgA,inmunoglobulina que viene a ser la primera defensa inmunitaria contra bacterias y virus. La alfa amilasasalival ataca al almidón. Sin embargo, el pH óptimo para esta enzima es de 6,7 y su acción es inhibida porel jugo gástrico ácido en el momento del ingreso del alimento al estómago. El activador de la amilasasalival es el cloro; siendo su substrato el almidón hidroliza los enlaces alfa 1 - 4 para producir dextrinas,alfa-limitantes, maltotriosas y maltosa, siendo esta función hidrolítica la acción catalítica queestudiaremos en la presente práctica. El almidón, polímero de la glucosa da color azul con la solución deyodo. El almidón está constituido por un 15% - 20% de amilosa y un 80% - 85% de amilopectinas.
ObjetivoEstudiar la acción de la amilasa sobre el almidón y determinar los substratos y productos de la actividadalfa-amilásica salival y el efecto del pH y activador enzimático sobre esta reacción enzimática ó digestiónhidrolítica.
ProcedimientoDigestión del substrato por la alfa-milasa salival:
Luego se determinarán los substratos remanentes y los productos de degradación intermedia del almidónen cada digerido:1.2.3 y 4, por separado, empleando soluciones de Lugol y Benedict cualitativo.
A. DETERMINACION DEL SUSTRATO
Mezclar, reposar 15': Observar los resultados
B. DETERMINACION DEL PRODUCTO
TUBOS N° 5 6 7 8
DIGERIDO DEL TUBO 1:ml 0.5 - - -
DIGERIDO DEL TUBO 2:ml - 0.5 - -
DIGERIDO DEL TUBO 3:ml - - 0.5 -
DIGERIDO DEL TUBO 4:ml - - - 0.5
HCl 0.05 N : mI 5 5 5 5
Sol. De Lugol: mI 0.5 0.5 0.5 0.5
TUBOS N° 9 10 11 12 13
DIGERIDO DEL TUBO l:ml 0.5 - - - -
DIGERIDO DEL TUBO 2:ml - 0.5 - - -
DIGERIDO DEL TUBO 3:ml - - 0.5 - -
DIGERIDO DEL TUBO 4:ml - - - 0.5 -
SOLUCION DE BENEDICT: mI 2 2 2 2 2
SOLUCION DE GLUCOSA 1 %: ml - - - - 0.5
Baño hirviente: 100° X 5'
Enfriar en agua helada y observar los resultados.
Conclusiones:Influencia del pH salival y gástrico en la digestión del almidón.Influencia del Cloro sobre la actividad de la amilasa salival.Verificar la ubicación de los puntos de hidrólisis del almidón por acción de la alfa amilasa salival
FUNCIÓN DE LAS CÉLULAS PARIETALES DEL ESTÓMAGO.ACIDEZ GÁSTRICA TOTAL ESTIMULADA Y DÉBITO
ACIDO/HORA.
El Gastroenterólogo A. W. Kay describió un método con el objeto de lograr una estimulación máxima delas células apriétales del estómago.En el contexto de la fisiología gástrica, se considera condición basal aquella en la cual el paciente está encompleto ayuno después de haber dormido unas 6 horas tranquilamente, sin estar expuesto a ningúnestímulo visual, ni olfativo, ni auditivo.Bajo control fluoroscópico debe insertarse una sonda naso-gástrica de modo que la punta de la sonda seencuentre en la parte más baja del cuerpo del estómago. En seguida el paciente se coloca en decúbitolateral izquierdo y escupe toda saliva que tenga durante toda la prueba. En estas condiciones la sonda seconecta a una bomba de succión continua eléctrica y el contenido del estómago es aspirado continuamentea presión negativa de 30 a 50 mmHg, se aspira primero todo el contenido gástrico de la noche anterior y sedescarta. Se recolecta luego J.G. durante los primeros 30 minutos y se mide el volumen y se conserva estaprimera muestra para trabajarla, es la muestra llamada BASAL. El flujo Gástrico debe ser chequeado amenudo lo mismo que la succión. Luego debe inyectarse un antihistamínico como Clorotrimetón 20 mgIntramuscular (para disminuir en lo posible los efectos colaterales de una fuerte dosis de Histamina querecibirá luego). Se usa como estimulante de la célula parietal.Fosfato de Histamina a una dosis de 0.04 mg x Kg. de peso, vía subcutánea, ó mejor Pentagastrina: 6microgramos x Kg. peso.Se continúa recolectando las muestras de jugo gástrico durante los lapsos de tiempo de 15 min. cada uno yque son los siguientes:0 a 15 min.; 15 a 30 min.; 30 a 45 min. y 45 a 60 min.Se medirá la acidez de titulación e cada una de las muestras empleando NaOH 0.1 Normal, hasta laneutralización, empleando indicador de Fenoltaleína solución alcohólica al 1%.
Procedimiento
Luego se titularán cada una de las muestras obtenidas por separado, empleando Solución de NaOH 0.1Normal, gota a gota, agitando suavemente después de la adición de cada gota de NaOH, hasta la apariciónde un color rosado muy tenue y persistente, color que indica la completa neutralización del ácido del JugoGástrico.
CALCULOS:Ejemplo: Se gastó 2.40 ml en la titulación de una de las muestras
Cada 1 ml de NaOH 0.1 N que se gaste en la titulación indica – 0.1 mEq. H+2.40 ml de NaOH 0.1 N gastados indicarán ------------ X mEq. H+
2.4 x 0.1 = 0.24 mEq.H+1
Identificación de las Muestras I II III IV V
Descripción de los tiempos PrimeraMuestra(Basal)
InyectarAntihistamínico yluego Histamina ó
Pentagastrina
0 a 15min.
15 a 30min.
30 a 45min.
45 a 60min.
Tiempos de recolección 30 min. 15 min. 15 min. 15 min. 15 min.
Anotar los volúmenesRecolectados cada vez (ml)De cada una de las muestrasanteriores medir:
Jugo Gástrico (ml) 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml
Agregar:
Agua Destilada (ml) 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml
Indic. Fenoltaleína (gotas) II II II II II
Agitar suavemente sí sí sí sí sí
Anotar la cantidad gastada deNaOH 0.1 N en la titulación
Resultados según Cálculos(expresados en mEq/litro)
0.24………………….10 ml de Jugo Gástrico usadox ............................ 1000
0.24 x 1000 = 24 mEq.H+ / lt de Jugo Gástrico10
En este caso hemos calculado la concentración ácida expresada en mEq.H+/cada litro de jugo gástrico,estas son unidades de expresión química en rigor. Pero en fisiología expresamos la acidez en débito acidoEs decir la cantidad de acidez generada en un tiempo determinado, por ejemplo cada 24 horas.En el ejemplo anterior encontramos 0.24 mEqH+ en el volumen de 10 ml de jugo gástrico usado, si en losprimeros 15 minutos se obtuvieron 30 cc de jugo gástrico tendremos:
En 10 ml jugo gástrico = 024 mEqH+En los 30 ml obtenidos en los primeros 15 minutos tendremos: X
X= 30 x 024 / 10 = 072 mEqH+ en 15 minutos.
Esto se llama debito acido. Y es el débito acido de los primeros 15 minutos, asi continuaremos en lamisma forma calculando el débito acido para los 30, 45 y 60 minutos. La sumatoria de estos 4 valores serápor consiguiente el débito acido/ hora o gasto acido de la célula parietal.
Valores Referenciales
Residuo Gástrico Después de 12 hs de ayuno: 20 a 100 ml (generalmente menos de 50 ml)
pH: 1.5 a 3.5Acidez sin Estímulo: 1 a 4 mEq H+ / litroAcidez post estímulo (Kay) ó Pentagastrina: 10 a 120 mEqH+ / litroDébito Ácido Basal/hora: Normal Hombres: 1 a 10.5 mEq/hora
Mujeres: 1 a 5.6 mEq/horaDébito Ácido Máximo/hora: Normal Hombres: 12 a 60 mEq/hora
Mujeres: 8 a 40 mEq/hora
MOTILIDAD INTESTINAL
1. IntroducciónEl esófago, el estómago y los intestinos tienen inervación parasimpática predominante. La acetilcolina esel neurotransmisor de este sistema y actúa como un agonista de la motilidad intestinal.
2. MaterialEquipo para órganos aisladosConejo Algodón embebido en aceiteQuimógrafo AcetilcolinaEquipo de disección PilocarpinaSolución de Ringer para mamiferos AdrenalinaSuero fisiológico AtropinaBañomaría a 40 °C TesmostatoBalón de oxígeno
3. Método3.1. Experimento No. 1Se sacrifica al animal y se realiza una laparotomía para resecar una segmento de intestino delgado de unos20 centímetros. Se marca el extremo proximal. Se lava la pieza operatorio con suero fisiológico, se lesumerge en un baño de solución de Ringer a 40 °C y se fija a la palanca inscriptora de1 quimógrafo. Semantiene oxigenado e! medio por burbujeo constante.Se realiza el registro de la actividad intestinal basa1.
.3.2. Experimento No. 2Se añade unas gotas de acetilcolina en el bañornaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.
3.3. Experimento No. 3Se añade unas gotas de pilocarpina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.
3.4. Experimento No. 4Se añade unas gotas de adrenalina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.
3.5. Experimento No. 5Se añade unas gotas de pilocarpina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.
3.6. Experimento No. 6Se añade unas gotas de atropina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.
3.7. Experimento No. 7Se suspende la oxigenación y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.
3.8. Experimento No. 8Se introduce un pedazo de algodón embebido en aceite en el extremo proximal intestinal y se observa suprogresión.
4. Discusión
MOTILIDAD GASTRO-INTESTINAL
ObjetivoEl objeto de esta práctica es estudiar los movimientos peristálticos rítmicos del aparato gastrointestinal y elcontrol que el Sistema Nervioso Autonómico tanto Simpático como Parasimpático ejercen sobre lamotilidad gástrica e intestinal; además demostraremos la influencia de los neurotransmisores acetilcolina yadrenalina sobre las funciones de contracción y relajación de la musculatura lisa gastrointestinal.
IntroducciónLa actividad motora del estómago está gobernada fundamentalmente por dos tipos de inervación ó redesde fibras nerviosas: una intrínseca a la vía gastrointestinal y otra extrínseca.a.-La inervación intrínseca del estómago comprende dos plexos interconectados el plexo Mientérico deAuerbach y el plexo submucoso de Meissner dentro de la pared estomacal, como lo hacen a través de todala vía intestinal. Estos plexos son directamente responsables de la peristalsis y otras contracciones. Comoeste sistema es continuo entre el estómago y el duodeno, la peristalsis del antro influencia la peristalsis delbulbo duodenal.b.- La inervación extrínseca es autonómica dual y proviene del Sistema Nervioso Autónomo: la Simpáticade actividad noradrenérgica inhibidora, vía plexo celíaco; y la Parasimpática de actividad colinérgicaexcitatoria, vía del Nervio Vago.La inervación simpática inhibe la motilidad lisa, pero contrae los esfínteres; y la parasimpática estimula lacontracción de la fibra m. lisa pero relaja los esfínteres. Estos dos sistemas juntos modifican la actividadmotora coordinada que se origina independientemente en el sistema intrínseco.Existe además un marcapaso controlador en la curvatura mayor del cuerpo del estómago dentro de la capamuscular longitudinal. Este marcapaso es responsable del ritmo y frecuencia de las contracciones gástricasy genera una onda excitatoria que tiene un ritmo eléctrico basal (REB) de una frecuencia de 3/min. y unavelocidad de 1 cm./seg. cuando pasa por el cuerpo del estómago, y aumenta hasta 3-4 cm./seg. cuandopasa por el antro.El sistema nervioso entérico se conecta con el SNC mediante fibras simpáticas y parasimpáticas, pero escapaz de funcionar de manera autónoma sin estas conexiones. El plexo mientérico inerva las capas demúsculo liso circular y longitudinal y tiene a su cargo principalmente el control motor; en cambio el plexosubmucoso inerva el epitelio glandular, las células intestinales endocrinas y los vasos sanguíneos de lasubmucosa y además está involucrado sobre todo en el control de la secreción intestinal. Losneurotransmisores en el sistema nervioso entérico incluyen la acetilcolina, noradrenalina, serotonina,Gaba, ATP, Oxido nítrico, CO y numerosos péptidos, CCK, endotelina 2, SustanciaP, Neuropéptido Y,VIP, etc.El PERISTALTISMO es una respuesta refleja que se inicia cuando la pared del intestino se elonga por elcontenido en el lumen y se presenta en todas las partes de la vía gastrointestinal desde el esófago hasta elrecto. Esta elongación inicia una onda de contracción circular detrás del estímulo y una de relajación en el
frente de éste. Esta onda de contracción se mueve en dirección oral-caudal para impulsar hacia adelantelos contenidos del lumen a una velocidad variable entre 2 a 25 cm. /seg.Aunque la actividad peristáltica puede aumentarse o disminuirse mediante la actividad autónoma delintestino, su presencia es independiente de la inervación extrínseca.El estiramiento local libera serotonina que activa las neuronas sensitivas que a su vez activan el plexomientérico. Las neuronas colinérgicas que pasan en dirección retrógrada en este plexo mientérico activan alas neuronas liberadoras de la sustancia P, así como de acetilcolina y dan lugar a la contracción delmúsculo liso. Al mismo tiempo, las neuronas que pasan en dirección anterógrada activan a las neuronassecretoras de NO, VIP, Y ATP para producir la relajación que precede al estímulo.El REB del músculo liso gastrointestinal trabaja a un potencial de membrana entre -65 y - 45 mV. EsteREB se inicia en las células intersticiales de Cajal, que son células mesenquimatosas estrelladas similaresal músculo liso y actúan como marcapasos, estas células de Cajal envían múltiples prolongaciones hacia elmúsculo liso intestinal. .El REB por sí solo rara vez produce contracción muscular, pero los potenciales deespiga sobrepuestos a la mayor parte de las porciones despolarizadas de la ondas del REB incrementan latensión (contracción) muscular. Las despolarizaciones se deben al ingreso del Calcio y las
repolarizaciones a la salida del K. Muchos polipéptidos y neurotransmisores afectan esta onda de ritmoeléctrico basal por ejemplo la acetilcolina incrementa la cantidad de espigas y la tensión (contracción de laF m lisa) en tanto que la adrenalina disminuye la cantidad de espigas y la tensión. En el estómago la frecuencia del REB es de 4/min., en el duodeno 12/min., colon, 9/min., ciego 16/min. Por lo tanto el rolfisiológico del REB es coordinar la actividad peristáltica y otras actividades motoras gastrointestinales.Las contracciones se producen solamente durante la parte despolarizante de las ondas. Si hacemos unavagotomía el peristaltismo estomacal de hace irregular ó a veces caótico. La motilidad gastrointestinal y lasecreción es regulada también por polipéptidos biológicamente activos que son segregados por las célulasnerviosas y las células glandulares de la mucosa, algunas son paracrinas y otras endocrinas y se les llamahormonas gastrointestinales , aunque sus efectos fisiológicos son discretos, sin embargo sus alteracionespueden producir enfermedades del tránsito intestinal (ejemplo algunas diarreas motoras).Se agrupan en familias, y entre algunas ellas tenemos:Familia de la Gastrina: Gastrina y CCK (ó CCK-PZ: Colecistoquinina-pancreocimina)Familia de la Secretinas: GIP, Secretina, VIP, enterogastrona.Otros grupos: Motilina, Sustancia P, Serotonina.
Materiales, equipos, animales de experimentación y reactivos.- Para cada mesa de trabajos prácticos:
Materiales:01 sapo vivoTabla de corcho para soporte y fijación anfibioAlfileres para sujeción extremidades01 par guantes descantablesEquipo de disección quirúrgicoEstilete para sección medular y tijera, algodón04 jeringas descartables de 3 ml
Reactivos:Solución de Ringer para anfibio fresca a 30 °CCol. Azul de metilenoSol. Acetilcolina 1%Sol. Adrenalina 1%Sol. Atropina 1%Prostigmine (Neostigmina): 0.5 mg / 1ml ampolla
parasimpáticomimétrico.01 Aguja descartable de 18 G x 1 ½01 Aguja descart. doblada en 90°3 hilos blancos de 15 cm. largo N° 50 para las
ligadurasCánula de vidrio 2mm diám. ad-hoc
Procedimientol.- El alumno realizará la preparación de sapo espinal según lo aprendido para producir el shock espinal enel sapo (Ver práctica de reflejos en animal espinal) y realizará la hemostasia con algodón por compresión.2.- Disección: Sujetar luego el animal en posición decúbito dorsal en la tabla de fijación con los alfileres yrealizar un corte en toda la línea medio abdominal y seguir disecando por planos hasta llegar al peritoneo.3.-Abrir la cavidad abdominal en la misma forma y localizar el estómago cardias, estómago, píloro eintestinos. Observar de inmediato y muy cuidadosamente los movimientos peristálticos espontáneos delestómago e intestinos. Anote estas observaciones basales . Si estuviesen ausentes estimularlosmecánicamente.4.- Con un algodón mojado en Ringer-Batracio a 30° mantener en todo momento la preparación bienhúmeda con instilaciones abundantes de la sol. Ringer.5.- Aplicar sobre el estómago e intestino (en cada uno) 6 gotas de cada una de las siguientes soluciones enel orden: a, b, c, d, e siguiente:
a.- Acetilcolina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer b.- Adrenalina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer c.- Fisostigmina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer d.- Atropina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer e.- Al final, nuevamente Acetilcolina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer.
Graduar las observaciones visuales de relajación o contracción con cruces, comparando con losmovimientos peristálticos espontáneos del inicio del experimento.
Conclusiones y Comentario
EFECTOS DE LA HORMONA TIROIDE EN RATONES
IntroducciónEI trabajo biológico tiene como fuente de energía a los enlaces intramoleculares y puede ser medido en
condiciones de actividad o reposo. A esta última condición se le denomina METABOLISMOBASAL, que puede ser medido directamente por el método calorimétrico o indirectamente por elconsumo de oxígeno.Las hormonas tiroideas incrementan el metabolismo basal, el consumo de oxígeno por los tejidos yla producción de calor por el organismo. Estas hormonas activan los procesos oxidativos celulares.En humanos, extirpación de la glándula tiroidea disminuye el consumo de oxígeno a cifras inferiores, del30 a 50% de lo normal. En los hipertiroideos aumenta el consumo de oxígeno.EI aumento o disminución del metabolismo basal a partir de la determinación del consumo de oxígeno seempleó como un método diagnóstico del hipertiroidismo y del hipotiroidismo. En los sujetoshipertiroideos con sintomatología definida el metabolismo basal está incrementado en 40 a 60% y puedesuperar más del 100%. Al aumentar el metabolismo disminuyen las reservas de carbohidratos y se empleagrasas para cubrir las necesidades metabólicas. Este produce pérdida de peso y aumento de la temperaturacorporal. Debido a que los mecanismos de disipación de calor están sobrecargados, los sujetoshipertiroideos toleran muy mal los ambientes cálidos. Las hormonas tiroideas aumentan la frecuenciacardiaca y la presión arterial sistólica.EI sujeto hipotiroideo presenta síntomas opuestos: metabolismo bajo, temperatura inferior a la normal,depósito de grasa y reacciones lentas.En la presente práctica se comparará los metabolismos de ratones hipotiroideos e hipertiroideos conratones eutiroideos ( normales).Diez a quince días antes del experimento se toma ratones machos adultos jóvenes, de la misma edad ysimilar peso. Se los coloca en jaulas separadas, que se rotulan eutiroideo, hipertiroideo e hipotiroideo. Losratones serán pesados todos los días.EI ratón hipertiroideo recibe diariamente 15 ug. D levotiroxina. EI ratón hipotiroideo recibe diariamente1.25 g de metimazol.MaterialRatonesJaulasJaulas ó cámarasmetabó1icasCal sodada
MetimazolLevotiroxinaTermómetroPlastilina
MétodoExperimento N° 1
Se coloca en tres jaulas metabó1icas a un ratón eutiroideo, uno hipertiroideo y uno hipotiroideo.Las jaulas o cámaras metabó1icas deben contener cal sodada. Se recomienda que los animales recibanluz, ya que esta permite que se mantengan quietos, pues los ratones son muy susceptibles a los ruidos a losmovimientos bruscos.
Se coloca un termómetro dentro de cada jaula metabólica. Se espera cinco minutos para que se equilibre latemperatura dentro de la jaula y se registra.
Se humedece el interior de la pipeta colocada en la tapa de la jaula metab61ica con agua jabonosa.
Se coloca una película de espuma de jabón al final de la pipeta y se observara como, a que medida que elanimal va consumiendo el oxígeno, la película de jabón va moviendo a lo largo de la pipeta. EI CO2
producido será absorbido por la cal sodada.Con un cronómetro se determina el tiempo requerido para consumir 1 cm3 de oxigeno y se convierte lossegundos en fracción centesimal.A continuación se calcula en consumo de oxígeno por minuto del animal y se convierte litros por hora.Este volumen calculado se encuentra en condiciones ATPS y debe ser convertido en condiciones STPD deacuerdo a la siguiente fórmula:
o
Vo STPD = {[Vol ATPS x (Pb - PH2O / Ts)] / 760} x [273 / (273 + Ts)]
Donde:
Vol = L/hPb= presión barométrica.PH2O= presión de vapor de agua Ts= temperatura del apartoEI valor cal6rico del oxigeno varia según el cociente respiratorio. Con una dieta promedio el cocienterespiratorio es 0.8 y el equivalente cal6ricodel Oxígeno es 4.8 Kcal/l, por 1o que el número de caloríaspor hora será:
Cal/h = 4.8 cal/l x L/hDado que el número de calorías es proporcional al peso y a la superficie corporal, entonces:
S=K x W 2/3
oS = K x logW X 2/3
Donde:S = superficie corporalK = constante de von Muralt
Equivalentes calóricos a diferentesCocientes respiratorios (R)R no proteico Equivalente calórico en cal/L0.700.750.800.850.901.00
4.694.744.804.864.925.05
Animal Constante de von Muralt
HombreConejoCaballoRatón
12.311.28.511.4
EI resultado esta expresado en centímetros cuadrados y debe convertirse a metro cuadrados:
m2 = cm2/10000
EI metabolismo es igual:Metabolismo = (cal/h) / S en m2
oMetabolismo = cal/m2/h
Consideremos un ejemplo práctico:
MEDICIÓN DE LAS Kcal PRODUCIDAS EN UN RATÓN EN SUMETABOLISMO
Peso del ratón: 28 g1) Consumo de O2 en ml/min
Si el ratón en 40 seg consumió 1ml de O2
en 60 seg cosumirá x ml de O2
xml O2
( 60 seg ) (1 ml de O 2 ) 40 seg
1,5 ml de O2 / min
2) Consumo de O2, en ml/h , en condiciones ATPSEl ratón consume 1,5 ml de oxígeno en 1 minEl ratón consumirá x ml de oxígeno en 60 min
Consumo de O2 en 1 hora = x ml O2 / h(1,5 ml de O 2 ) ( 60 min)
1min90 ml de O2 / h en
condiciones ATPS
3) Consumo de O2 en ml/h en condiciones STPDa) 90 ml/h = 0,09 L/hb) Encontrar el factor de conversión: Si la presión barométrica fue de 754 mm de Hg y la
temperatura fue de 37ºC encontramos en la tabla que el factor de conversión es 0,867.c) Multiplicando el consumo de O2 en ml/h por el factor de conversión tendremos:
(0,09 L/h) (0,867)= 0,078 L de O2/h como consumo en condiciones STPD.4) ¿Cuántas Kcal se habrán producido cuando el ratón en su metabolismo consumió 0,078 L/ de
oxígeno, en condiciones STPD?a) Sabemos que en una dieta mixta el equivalente calórico del O2 es de 4,825 Kcal/L de oxígeno.b) Entonces podemos calcular las Kcal/h producidas por nuestro ratón, razonando así:
1 L de 02 ………………………….equivale a 4,835 Kcal0,078 L de O2 equivale a…………………x KcalO sea:
x Kcal0,078 L de O 2 / h ( 4,825 kcal )
1L de O2
0,367 kcal / h
c) Pero para poder comparar un indivíduo con otro debemos referir este resultado al área desuperficie corporal (ASC).i) Calculo del ASC: peso del ratón de 28g de peso
ASC = 11,4( peso 2 / 3 )
según Mulralt la K=11.4
0,01m
ii) Aplicando la fórmula en nuestro ratón:
ASC 11,4(282/ 3 ) 11,4(3 282 ) 11,4(3 784) 11,4(9,22) 105,11cm2
iii) Convertir los cm2 a m2:
1 m2 tiene 100 cm(100 cm)= 10.000 cm2
Luego nuestro ratón tiene como ASC:
105 cm2
10.0000,01 m2 como ASC en m2
iv) Entonces nuestro ratón produce 0,376 kcal/h/0,01 m2
5) ¿Cuántas Kcal por m2/h produce nuestro ratón?
Si el animalito produce 0,376 kcal por 0,01 m2
Entonces producirá x Kcal por 1,00 m2
X Kcal/m2/h=(0,376 Kcal ) (1 m 2 )
N 2 37,6 Kcal / mmm2 / h (RESPUESTA)
ATPS: Ambient Temperature Pressure saturated (con vapor de agua)
STPD: standard temperatura and pressure dryEl consume de Oxígeno y CO2 producido son estandarizados a la temperatura standard (0ºC) a lapresión barométrica a nivel del mar (760 mm de Hg) y a condición de gas seco.
Profesor Enrique Avila Zamora
Lima 13 de noviembre del 2010
GONADOTROFINA CORIONICA HUMANA
CORION PLACENTARIO Embriol y Estructura Liso y Frondoso (Vellosidades) DIBUJO PRACTICAhCGH crv 2013: Fases : Fecundación Blastómero de dos células a las 24 hs; luego 4 células a las 6 hs;
16 células al 4º día ; Sigue la multiplic celular hasta MORULA; Luego Blastociste y Blastocele;
Luego viene la IMPLANTACION del blastocisto en mucosa uterina a los 6 días de la fecundación;Luego numerosas células del citotrofoblasto se convertirán en sincitio trofoblasto y éste en el Corion
Liso y otras corion frondoso o velocidades , es el Corion velloso.. Así la Placenta tendrá dos partes Fetal
(Corion ) y Materna (mucosa uterina). Veamos pues las figuras para mejor repasar la embriología del
CORION , antes de entrar a la Fisiología de la hormona hCGH: Son 4 figuras de la Embriología :
Fig N° 1
FIG N° 1
Fig N° 2
FIG N° 2
Figura N°3
Fig N°3
Fig N° 4
La Gonadotrofina aperece precozmente y desde ya funciona:
El Corion Placentario secreta a partir del TERCER mes la PROGESTERONA, hCG , Relaxina,
Somatotrofina o Lactógeno placentario humano (HPL)
Fig.
4
TOLERANCIA A LA GLUCOSA
IntroducciónLa glicemia en condiciones basales, varía entre 70 y 110 mg/dl, ( 0 3.8 a 5.6 mmol/L. )En la diabetesmellitus se presenta elevación de la glicemia en ayunasEn la práctica vamos a estudiar la respuesta del organismo a una carga de glucosa es el llamado test deTolerancia a la glucosa..
MaterialSujeto de prueba en ayunas.Glucosa 75 gr. Anhidra disuelta en 300 ml de agua más zumo de tres limones.Glucómetro "Glucotrend" con las cintas reactivas.Balanza.Tallímetro.Tubos de prueba.Pipetas.1 fiola de 100 ml.Matraz de 1000 ml.Reactivos para análisis de glucosa en orina:Sulfato de cobre (puro cristalizado) 17.3 gCitrato de sodio o potasio (cristalizado) 173.0 g Carbonatode sodio (cristalizado) 200.0 gAgua destilada, c.s.p. 1000.0 ml
Peso previo:Colocar el chip del glucómetro.Encender y ver el número de cinta reactiva que reconoce para su uso.Colocar la tira reactiva en el glucómetro para su reconocimiento.
Método
Experimento N° 1Pesar y tallar al alumno en estado de ayuno de 12 horas.Hacer una determinación de glicemia en ayunas y después administrar una solución de 75 gr de glucosa.Obtener muestras de sangre cada 30 minutos por 2 horas y determinar la glicemia. Simultánea buscarpresencia de glucosa en orina. Construir el gráfico correspondiente.
EXPERIMENTO N° 2: Test de BenedictEI test de Benedict puede detectar concentraciones tan pequeñas como 0.15 a 0.2 por ciento de glucosa. Lasolución de Benedict no es reducida por el ácido úrico, la creatinina, c1oroformo ó aldehídos.
DIABETES EXPERIMENTAL ALLOXANTICA
IntroducciónEn la práctica la Diabetes Mellitus se presenta en dos modalidades. Insulina Dependiente (tipo 1) eInsulina No Dependiente (tipo 2). Estudiaremos la Diabetes de Tipo I por medio de la destrucciónexperimental de las células beta del páncreas por medio de la administración intraperitoneal de unasustancia tóxica Alloxan en la rata , es la Diabetes experimental. Diferenciaremos la glucosuria diabéticade la glucosuria renal y para ello emplearemos además, en esta práctica otra sustancia tóxica, el Phlorizin(Floricina) que es un glucósido que provoca glucosuria en el mamífero . La floricina es un venenoenzimático que disminuye la cantidad de energía disponible para el transporte activo de la glucosa desde la
luz del túbuli proximal al interior de la célula tubular y desde ésta a la sangre y disminuye la reabsorcióntubular de glucosa., es decir, intoxica al túbulí renal produciendo glucosuria renal , (que es una afeccióntubular en la cual aparece glucosa en la orina con niveles normales de glucosa en la sangre). Sabemos quelos estudios con micropunción han demostrado que la glucosa es reabsorbida completamente en el tuboproximal y su depuración es cero. La administración del tóxico floricina produce aclaramiento de laglucosa y esta tasa de aclaramiento de la glucosa va aumentando hasta igualar a la inulina, estodemuestra que la floricina disminuye la reabsorción tubular de glucosa y puede llegar a producir unbloqueo completo de la reabsorción tubular de la glucosa y así se explica presencia de glucosuria renalpor floricina. En la Diabetes Mellitus el orígen de la glucosuria es diferente siendo el mecanismo primariola hiperglicemia y cuando la glucosa en el plasma va incrementando hasta llegar a un nivel en que lascélulas tubulares proximales alcanzan su máxima capacidad de reabsorción de la glucosa; y es cuando lacarga de glucosa filtrada por los glomérulos rebasa la capacidad máxima de reabsorción de los túbulis queaparece glucosa en la orina. El valor medio de la TmG es de 375 mg/min/1.73 m2 para los hombres y 303mg/min/1.73 m2 para las mujeres.En la Diabetes Mellitus existe un nivel elevado previo de glucosa en la sangre antes de que aparezcaglucosuria.
Materiales y Reactivos y Animales de experimentación.
3 Animales de experimentación: ratas de 200 a 300 gr. De peso, bien hidratadas en ayunas.3 Jaulas metabólicas.3 Jeringas de insulina3 Jeringa con aguja de 5 ml.Alloxan en solución 4% (4000 mg en 100 ml de suero fisiológico).1 glucómetro con cintas reactivas.Insulina cristalinaPhlorizin ( Floricina ) en solución al 4% en soluciónsalina.1 tijera.2 tubos de prueba.Reactivos de BenedictProcedimientoIdentificar tres ratas A, B, y C .Determinar la glicemia basal en las tres ratas previamente pesadas (la muestra de sangre se obtiene de lacola a través de un corte en el extremo).Administrar vía intraperitoneal:- A la rata A (control) se administra vía intraperitoneal 1.5 ml de Suero fisiológico .- A la rata B: se administra vía intraperitoneal Alloxan en solución al 4% a la dosis de 200 mg. par
kilogramo de peso corporal.- A la rata C: se administra vía intraperitoneal Phorizin en solución al 4% a la dosis de 200 mg. por
kilogramo de peso corporal.En la rata B hacer control cada 5 minutos hasta que se haga diabética, y luego cada 20 minutos.A la rata diabética administrar Insulina intraperitoneal a la dosis de 1 U! por cada 100 gramos depeso.
Discusión