Buiatria - Bovinotecnia - Tecnicas con rumiantes - bovinos

Guía de prácticos 2014

1 Enfermedades Transmisibles y Tóxicas de los Rumiantes. 3085. FAV UNRC

UNIVERSIDAD NACIONAL DE RÍO CUARTO

ENFERMEDADES TRANSMISIBLES Y TOXICAS DE

LOS RUMIANTES (3085)

GUÍA DE PRÁCTICOS

2012



Autores

Méd. Vet. Enrique Bérgamo Méd. Vet. José A. Giraudo Méd Vet. Hernán Lovera

Méd. Vet. Gabriel Magnano

Méd. Vet. Analía Macías

Méd. Vet. Mauro Mació

Méd. Vet. Manuel Schneider Méd. Vet. Erika Sticotti Mic. Daniela Zubeldía

Se autoriza expresamente la reproducción total o parcial por cualquier medio de

éste material citando la fuente, ya que los autores consideran que el conocimiento

es un bien público y pertenece a la humanidad.

Universidad Nacional De Río Cuarto Facultad De Agronomía Y Veterinaria

Universidad Nacional De Río Cuarto

Facultad De Agronomía Y Veterinaria Ruta 36 km 601. 5800. Río cuarto. Córdoba

TE 0358 4676213

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Durante el curso de ENFERMEDADES TRANSMISIBLES Y TOXICAS DE LOS

RUMIANTES se ofrecen una serie de actividades prácticas OBLIGATORIAS. En ésta guía pueden encontrar para cada práctico los objetivos, los conocimientos de asignaturas

previas necesarios para aprovechar las actividades prácticas, los conocimientos teóricos de nuestra asignatura necesarios, y el desarrollo de los contenidos prácticos. A los fines de evitar duplicaciones de contenidos, no se desarrollan los temas tratados

en teóricos o en apuntes de la asignatura.

INDICE

Prácticos Obligatorios Pág.

Práctico Nº1. Campo. Instalaciones y Conducta animal. Identificación. Vías de

administración.

4

Práctico Nº2. Laboratorio. Diagnóstico de Brucelosis y técnicas serológicas. 17

Práctico Nº3. Laboratorio. Diagnóstico coproparasitológico de los rumiantes. 27

Práctico Nº4. Campo. Enfermedades venéreas y diagnóstico de tuberculosis. 48

Práctico Nº5. Laboratorio. Diagnóstico de abortos y problemas reproductivos 58

Práctico Nº6. Sala de necropsia. Técnica de necropsia y reconocimiento de lesiones.

63

Práctico Nº7. Campo. Mastitis y calidad de leche. Sanidad en sistemas de crianza

artificial.

80



Práctico Nº1.

Campo. Instalaciones y Conducta Animal. Identificación. Vías de

Administración.

OBJETIVOS

Que el estudiante reconozca instalaciones para manejo de bovinos y pequeños

rumiantes, mangas, bretes, cepos, toriles, etc.

Que el estudiante identifique los riesgos profesionales asociados a instalaciones

inadecuadas y al manejo cotidiano del bovino.

Que el estudiante realice una aproximación a la conducta del bovino.

Que el estudiante reconozca sistemas de identificación y discuta las ventajas y desventajas de cada uno.

Que el estudiante identifique materiales de trabajo y las zonas de aplicación de productos, y se familiarice con jeringas manuales y automáticas, y material

descartable y reutilizable.

Que el estudiante practique vías de administración intraruminal, intramuscular y subcutánea de productos en bovinos.

Que el estudiante practique toma de muestra de sangre y colección de muestras para Queratoconjuntivitis, e incorpore los primeros conceptos sobre

conservación y remisión de muestras de calidad.

CONOCIMIENTOS PREVIOS REQUERIDOS DE ASIGNATURAS

CORRELATIVAS

Fundamentos de las vías de administración en bovinos.

Fármacos e inmunógenos de uso corriente.

Fundamentos de toma de muestras de sangre.

Sujeción e inmovilización de rumiantes mayores.



INSTALACIONES Y CONCEPTOS GENERALES SOBRE LA

ETOLOGÍA Y EL COMPORTAMIENTO DEL GANADO BOVINO

INTRODUCCIÓN

Se entiende por etología a la ciencia que estudia el comportamiento animal.

Su aplicación a la ganadería se centra, especialmente, en los sistemas intensivos de producción de carne y leche. El confinamiento, el transporte y el manejo previo a la faena, tienen un impacto

económico sobre el rendimiento el rendimiento animal y la calidad del producto. Los conocimientos etológicos, en la producción ganadera, constituyen una ventaja

competitiva que permite aumentar la eficiencia a bajo costo, como corresponde a una "tecnología de procesos" o capital intelectual.

LA NATURALEZA DEL BOVINO

Los animales de fuga como el bovino tienden instintivamente a alejarse de las especies

predadoras como los perros, o dominantes como el hombre. El bovino tiene visión periférica en un ángulo abierto de 360° y pueden mirar hacia atrás sin necesidad de dar vuelta la cabeza (Fig.1).

Otro aspecto importante es el punto de balance del bovino. Se encuentra a la altura de la cruz. Todas las especies de ganado se mueven hacia adelante si el arreador está

ubicado detrás del punto de balance y retrocederán si el mismo se para por delante del punto de balance. (Fig.2a). Los bovinos tienden a moverse en la dirección opuesta al movimiento del arreador, por

esto al caminar en la dirección opuesta tiende a acelerar el movimiento, mientras que caminar en la misma dirección tiende a disminuirlo.

Los bovinos, en una manga en general, avanzarán sin necesidad de picanas cuando el arreador camina hacia atrás del punto de balance y en la dirección opuesta a cada animal dentro de la manga. (Fig.2b y 2c).

EL COMPORTAMIENTO ANIMAL Y LA GANADERÍA

La memoria de los bovinos: Los bovinos recuerdan experiencias de maltrato de hasta tres años. Si esto ocurrió durante algún trabajo en la manga los animales, al ser arriados hacia la misma, ya comienzan a manifestar un estado de inquietud que se

incrementa paulatinamente hasta llegar al miedo.

Uso de toros: El uso de toros mayores de 3 años junto a toros más jóvenes puede

deprimir la fertilidad, pues el toro de mayor edad impide a los toros jóvenes acercarse a las vacas en celo, llegando a controlar simultáneamente hasta 3 de ellas

aunque no las pueda montar.

Conductas agresivas: Las conductas agresivas de los animales surgen ante eventos

sorpresivos o cuando se los maneja con la fuerza bruta. La novedad y el desconocimiento aumenta la resistencia de los animales al manejo. Pasar los animales por las instalaciones un par de veces, antes de trabajarlos, reducirá los

niveles futuros de estrés (moldearlos). Por otro lado la falta de confianza del humano en sí mismo, que se traduce en la conducta poco dominante, atrae el ataque

de los toros. Los toros que atacaron una vez, tenderán a repetirlo. La ganancia de peso de animales altamente estresados es un 40% menor al de sus compañeros no estresados.



REDUCIR EL ESTRÉS DEL MANEJO PARA MEJORAR LA PRODUCCIÓN

DEL GANADO Las situaciones de estrés más comunes son el destete, procedimientos para el cuidado de la salud (vacunaciones, desparasitaciones, sangrados y otras), aislar a un animal de sus compañeros, etc.

El manejo inapropiado de los animales durante la inseminación artificial incrementa la temperatura corporal y deprime la secreción de hormonas, lo que puede repercutir en

los índices de concepción. Las reacciones fisiológicas iniciales, causadas por el estrés, se minimizan cuando los animales se acostumbran a la rutina de los procedimientos de manejo.

ESTRÉS Y PRÁCTICAS DE MANEJO

Las reacciones del animal frente al estrés producido por el manejo dependen de:

Diferencias Individuales: Dentro de una misma raza cada individuo tiene

características y un temperamento individual razón por la cual algunos animales tienen una respuesta fisiológica más intensa y diferente.

Experiencias Pasadas: Los animales recuerdan experiencias dolorosas y

aterrorizantes. Una situación novedosa puede ser un fuerte factor estresante si el animal lo percibe como una amenaza. Mientras menos familiar sea una situación

más estresados estarán los animales. No todas las situaciones nuevas muestran estrés, pero sí se aplica la fuerza se elevará el nivel de estrés en cualquier situación.

Los animales criados en un ambiente no rutinario se estresan menos cuando se enfrentan ante una situación novedosa.

Familiaridad con el medio ambiente: El ganado estabulado con proximidad a las

personas tiene una respuesta menos intensa frente al estrés del manejo, que animales criados en praderas o con poco contacto humano.

Antecedentes Genéticos: Los bovinos de razas Indicas se agitan fácilmente en comparación con razas europeas. Los Aberdeen Agnus poseen una concentración de

cortisol mayor que los Hereford en respuesta a una situación estresante.

Zona de Fuga: Los bovinos mantienen una distancia de seguridad (perímetro

imaginario) al percibir amenazas como puede ser la presencia de personas y perros. Esta distancia se conoce como zona de huida o zona de vuelo. El tamaño de esta zona depende de las experiencias pasadas con personas y el manejo. El diámetro,

para cada animal en particular, varía dependiendo de la mansedumbre de éste. Además depende de lo calmo que esté el animal, ampliándose la zona cuando se

excita. Esta zona es como el espacio personal de cada individuo. Animales mansos no tienen zona de vuelo y las personas pueden tocarlos. Si un intruso se sitúa muy cerca del animal entra en un área más pequeña denominada zona de lucha. Dentro

de ésta, la reacción no será de fuga sino de defensa. Su tamaño varía según la raza, sexo, edad y las experiencias previas.

EL MANEJO DEL GANADO ES MÁS FÁCIL CUANDO SE CONOCE LA

CONDUCTA DEL MISMO

Cuando se quiere movilizar ganado desde un área libre y amplia, como por ejemplo un potrero o un corral grande, para mantener a esos animales avanzando en forma

ordenada, el arreador se debe alternar entrando y saliendo de la zona de vuelo colectiva. (Fig.4). La presión alternante, sobre la zona de vuelo, es más efectiva que una presión constante. Cuando todos los animales están mirando al arreador quiere decir que la

persona está fuera de la zona de vuelo, y cuando éste penetra a la misma los animales se



dan vuelta y se alejan. Esta es una presión psicológica y no física, la cual se basa en que

el intruso se mueva como un individuo dominante. En determinadas circunstancias, cuando un animal de un grupo titubea, la situación se

vuelve un problema colectivo, por ejemplo pasar una tranquera desvía la dirección del arreo. Los animales ingresan fácilmente a la manga si se permite que se vacíe parcialmente

antes de intentar llenarla nuevamente. La manga parcialmente vacía provee espacio para aprovechar el instinto de seguimiento de los animales. Los animales, dentro de una

manga, no deben forzarse a avanzar, a menos que puedan ver un espacio abierto a dónde dirigirse. Cuando un animal entra en el toril, o corral de aguante, se dirigirá directamente hacia la

manga. Nunca debe llenarse el toril más allá de sus 3/4 partes de su capacidad, en su defecto será muy difícil hacer girar y entrar a los animales a la manga. Las puertas, a la

entrada de la manga, deben estar abiertas cuando el ganado es introducido en el toril. Frecuentemente el ganado se rehúsa frente a una puerta cerrada. Se requiere menos uso de picanas e incluso puede reemplazarse por un palo con tiras de

plástico como método de arreo de los animales para que entren a la manga. Si se desea hacer girar un animal, bloquee la visión de un lado con las tiras de plástico. Si el líder se

rehúsa a entrar, un solo toque con la picana podría ser necesario y una vez que entró el resto de los animales lo seguirán. Si los animales se rehusan a entrar a la manga es posible que se deba a que estén viendo gente u otros objetos móviles enfrente.

INSTALACIONES PARA UN ADECUADO MANEJO

Las instalaciones bien construidas y funcionales hacen que el manejo del ganado sea seguro y rápido. Es muy importante contar con un corral de contención (toril) bien diseñado, sólido y

compacto. Las paredes de la manga y la rampa de embarque no deben permitir la visión periférica fuera de las mismas y se deben orientar al norte o al sur para evitar que tengan

al sol de frente. El corral debe encontrarse sobre piso plano y los pisos deben tener una superficie antideslizante para el ganado. Si son de concreto deben tener canaletas de 2,5 cm de

profundidad cada 20 cm. de largo. El largo mínimo recomendado para una manga es de 6 metros para un establecimiento

mediano, y de 9 a 15 metros para uno de dimensiones mayores. La razón por la cual un corral circular y una manga curva funcionan mejor que uno recto es porque, a medida que los animales avanzan en la manga curva , creen que están

volviendo desde donde salieron, a su vez utilizan la tendencia natural a caminar en círculo. Un animal que rehúsa moverse una vez, continuará haciéndolo con cierta

frecuencia. Las puertas deslizables, al final de una manga, deben construirse con caños o palos no sólidas a fin de que el ganado vea animales al otro lado estimulando la conducta de seguimiento.

Para evitar aglomeraciones a la entrada de la manga, una de las paredes del toril debe ser recta y otra en ángulo de 30°. La manga, en su unión con el toril, no debe ser curva

pues los animales rehusarán a entrar porque se parece una calle sin salida. El ganado en el toril debe ver 3 largos de su cuerpo hacia delante por la manga antes de que se inicie la curva de esta.

Las rampas de embarque y desembarque deben estar construidas de paredes sólidas y la inclinación no debe exceder los 20° a 25°. Las rampas de desembarque deben tener

como mínimo 2 metros de piso a nivel en la parte superior para que cuando el ganado



salga del camión quede a nivel y luego comience el descenso, de lo contrario muchas

veces se niegan a descender.

ELIMINACIÓN DE SITIOS OSCUROS

Si bien el ganado tiende a acercarse a la luz, no lo hace si esta lo deslumbra. Por lo tanto las rampas de embarque y las mangas se deben orientar hacia el norte o hacia el sur para

evitar que tengan al sol de frente. Las mangas, las básculas y otros sitios donde se maneja ganado deben techarse

únicamente con material sólido. Si se usa techo con espacio abierto el animal no pasará por áreas de luz y oscuridad alternada que produzca sombra en el piso. El ganado rehúsa a entrar en edificios oscuros. De noche se facilitará la entrada de

animales a un edificio o vehículo si se ilumina su interior.

DISTRACCIONES MÁS COMUNES EN EL ARREO DE GANADO

Las distracciones más comunes a las que los bovinos se rehúsan a avanzar son: sombras, reflejos de luz sobre metales, cadenas que suenan, ruidos de alta frecuencia, silbidos provocados por el paso del aire entre paredes u objetos, ropa colgada en los alambrados,

pedazos de plástico que se mueven, presencia de personas, cambios en la superficie del piso o textura, rejillas de drenaje en el piso, colores de alto contraste, entrada a una

manga muy oscura, encandilamiento por el sol y lo más importante la presencia de perros.

ALGUNAS CONSIDERACIONES FINALES

Conocer el comportamiento de los animales y adaptar los manejos al mismo es una

forma inteligente de ahorrar dinero. Los veterinarios permanentemente debemos estudiar sobre los comportamientos de los bovinos y aplicar estos conocimientos en nuestros quehacer cotidiano. Por otro lado

somos los responsables de educar al personal que maneja ganado sobre estos aspectos. Lograr un personal capacitado y con buena predisposición hacia los animales, junto a

instalaciones funcionales y cómodas para el trabajo, nos garantiza rapidez y mínimo estrés durante el manejo de los animales. Sin duda esto se traduce en mayores resultados económicos.



FIGURA 1. Visión periférica y visión binocular FIGURA 2a. Punto de balance

FIGURA 2 b

FIGURA 2 c

Los animales avanzan cuando el

operario cruza su punto de balance,

caminando hacia atrás. Para volver

adelante de la manga, el ganadero

debe ir directamente, alejándose de

los animales como indican las flechas.

Si se trabaja en una manga curva, el

movimiento del operario para mover

a los animales hacia el cepo es el que

indica la figura.

Visión

binocular

Visión

periférica

Punto

ciego



SISTEMAS DE IDENTIFICACION DE BOVINOS La identificación de la hacienda bovina es una necesidad para trabajar correctamente en

sanidad y poder medir la producción de los rodeos de leche o de carne. La identificación puede ser natural o artificial,

LA IDENTIFICACIÓN NATURAL es manejable en pequeñas producciones familiares, con pocos animales y mucho contacto entre productor y animal. Se

identifican los animales por pelaje, presencia de cuernos, fenotipo en general. Se pueden utilizar fotografías, incluso para complementar métodos artificiales.

LA IDENTIFICACIÓN ARTIFICIAL puede ser temporaria o permanente, veremos a continuación ventajas y desventajas.

SISTEMAS DE IDENTIFICACIÓN TEMPORARIA

*LÁPICES GRASOS (CRAYONES) *PINTURAS *PRECINTOS Y ETIQUETAS

La identificación temporaria permite que en breves períodos de tiempo se marque un

animal para individualizarlo y esperar el resultado de un diagnóstico (una serología por ejemplo), o para resaltar claramente la aplicación de un tratamiento (contra mastitis por ejemplo). No se puede utilizar éste sistema para controles o seguimientos durante la

vida del animal (sanidad a largo plazo, producción, etc.)

SISTEMAS DE IDENTIFICACIÓN PERMANENTE

*SEÑALES *TATUAJES

*CARAVANAS *MARCAS A FUEGO *MARCACIÓN EN FRIO

*IDENTIFICACIÓN ELECTRÓNICA

SEÑALES

La señal es en un corte o incisión en la oreja del animal, con forma registrada para cada

establecimiento y con registro en la zona donde se usa, en muchos lugares es obligatoria para rumiantes menores. Se pueden usar elementos cortantes simples o sacabocados.

VENTAJAS DESVENTAJAS

Costo bajo Errores de lectura

Lectura a larga distancia Puede haber duplicaciones

Indeleble Se puede perder la identidad del animal

Método cruento

Poca cantidad de identificaciones posibles

TATUAJES

El tatuajes consiste en depositar tinta por medio de punciones con pinzas especiales en la dermis o mucosas del animal, estampando números, letras o logotipos. Es obligatorio el tatuaje en animales de pedigree. Se efectúa entre las venas marginales de la oreja. Se



desinfecta, se coloca la tinta, se aplica la pinza con los números, y luego se aplica

nuevamente tinta, limpiando el exceso.


Costo bajo Lectura a poca distancia

Método poco cruento Errores de lectura

Indeleble Puede haber duplicaciones

Se puede perder la identidad del animal

Falta de contraste entre la piel y la tinta del tatuaje

CARAVANAS

De plástico o goma, son tarjetas que se colocan en la oreja del animal. El sistema más

rudimentario consiste en un número inscripto en caravanas que se comercializan en blanco, pero también se pueden adquirir con números indelebles pintados o grabados con láser, con códigos de barras o con microchips.

La caravana es obligatoria en argentina. Los números de caravanas vendidas por las empresas son informados periódicamente a la autoridad sanitaria nacional, de acuerdo a

las normas locales. La caravana estándar de la Resolución 754 de SENASA es una hembra grande (tarjeta) con macho botón, más una hembra pequeña con macho botón.


Método poco cruento Costo

Lectura a distancia Errores de lectura

Puede haber duplicaciones

Se puede perder la identidad del animal

MARCAS A FUEGO

La Marca a fuego es un dibujo, diseño o signo impreso a hierro candente o por procedimientos que produzcan análogos efectos, siempre que estén autorizados por un organismo competente. La misma tiene en general una dimensión máxima de diez

centímetros y mínima de siete en todos sus diámetros. Pueden ser marcas de propiedad o números.


Costo bajo Puede haber duplicaciones

Lectura a distancia Errores de lectura

Indeleble Sistema de identificación para pocas especies

Poca cantidad de identificaciones

Difícil lectura en pelajes hirsutos

Método cruento

Se desvalorizan los cueros

MARCAS EN FRIO

Este método tiene el mismo principio que la marca a fuego, pero produciendo una lesión por frío. Destruye los melanocitos, lo que originará una decoloración pilosa, sin lesionar

la piel. La estructura de la marca debe ser de cobre o aluminio, no de hierro como la



marca a fuego. La marca se introduce en nitrógeno liquido a (-196º C) o hielo seco y

alcohol, y luego se realiza el marcado


Método incruento Costo un poco superior a las caravanas

Indeleble Tiempo de aplicación (3-5 min. por animal)

Visible a distancia Se debe depilar la zona

Se aplica en diferentes

partes de cuerpo

Indeleble

SISTEMA DE IDENTIFICACIÓN ELECTRÓNICA

Consiste en la aplicación de transponder (emisores) electromagnéticos en forma de bolos intraruminales, en collares o en el subcutáneo. Sus emisiones son captadas por el lector que lleva los datos a la computadora. Permite cargar en el programa toda la

información del animal, sanitaria, reproductiva, genealógica, etc.


No hay duplicaciones Costo alto

Más de 500.000 millones

de identificaciones posibles

Lectura a poca distancia

No hay errores de lectura

El animal no pierde nunca su identidad

Método incruento



TOMA Y REMISIÓN DE MUESTRAS AL LABORATORIO PARA

EL DIAGNOSTICO DE PROBLEMAS SANITARIOS EN BOVINOS.

QUÉ ES EL DIAGNÓSTICO?

Realizar un diagnóstico es sumar información de distintos tipos sobre un

problema sanitario, para luego analizarlos, demostrando la relación causal entre uno o varios agentes etiológicos y la enfermedad. Para esto, deben aplicarse distintas metodologías diagnósticas que no son excluyentes sino complementarias.

Para arribar a un DIAGNÓSTICO DE CERTEZA, el mismo solo puede ser estructurado sobre el análisis de toda la información obtenida. De esta manera, será posible llegar al

mismo si se parte de la base de tres tipos de diagnósticos: 1) Diagnóstico epidemiológico

2) Diagnóstico anatomopatológico 3) Diagnóstico etiológico o de laboratorio.

Para arribar al diagnóstico epidemiológico, siempre es necesario analizar la TRIADA ECOLÓGICA. La anamnesis (sobre ambiente, nutrición y manejo) es el pilar

fundamental de un diagnóstico clínico “presuntivo” y junto a la sintomatología y a las lesiones anatomopatológicas de los individuos afectados, constituye una herramienta

indispensable para caracterizar una patología en el marco de un sistema productivo. De esta manera, mediante los datos obtenidos durante la anamnesis, el veterinario sanitarista podrá inferir por ejemplo, la posible etiología de un brote de abortos,

relacionando el tercio de gestación en el cual ocurre con la presentación de “tormentas” o abortos en “goteo”.

El diagnóstico anatomopatológico es una herramienta útil para caracterizar a través

de la observación de lesiones compatibles con una patología, la posible causa de muerte

de un animal. Sin embargo, en la mayoría de los casos, el diagnóstico sólo puede darse como “compatible” con distintas enfermedades, sin que pueda definirse con exactitud la

verdadera etiología desencadenante.

El diagnóstico de laboratorio permite detectar en forma directa o indirecta

(mediante análisis serológico) el agente causal, tiene la limitación de que sólo puede ser interpretado en conjunto con los diagnósticos anteriores, ya que la sola presencia de un

microorganismo aislado del individuo enfermo, no es confirmatoria de la patología sospechada (ej. aislamiento de E. coli a partir de materia fecal).

El diagnóstico puede ser individual (un solo individuo enfermo) ó poblacional

(cuando son varios los animales afectados).

DEMOSTRACIÓN DEL AGENTE:

Al agente etiológico se lo puede aislar, demostrar su presencia o detectar su paso por el huésped.

Para el diagnóstico directo se emplean distintas técnicas en función del tipo de agente etiológico actuante, siempre identificando directamente al agente (por ej., cultivo y

aislamiento, o inmunofluorescencia directa). En el diagnóstico indirecto se emplean distintas técnicas, que generalmente identifican huellas del paso del agente (por ej., inmunidad humoral mediante serología, o

inmunidad celular mediante tuberculina).



CALIDAD DE SUEROS PARA ESTUDIOS SEROLÓGICOS Que es un suero de calidad?

Aquel suero que no tenga contaminación, hemólisis, glóbulos en suspensión y que no posea elementos extraños como tierra, materia fecal y pelos. Debe ser

transparente con una tonalidad amarillenta o ámbar de intensidad variable. Como se obtiene un suero de calidad ?

Deben sangrarse los animales con agujas y jeringas estériles o limpias y verterla en tubos estériles o limpios. Para el sangrado de vena yugular o de vena coccígea media

es recomendable utilizar agujas descartables calibre 12 (cono rosa), con longitudes desde 25 a 40 mm (25:12, 30:12, 40:12). Las jeringas pueden ser de 5 a 10cc, y el sangrado de yugular puede efectuarse directamente al tubo.

En algunas oportunidades se requieren sueros estériles (pruebas de seroneutralización), por lo tanto es necesario utilizar elementos en las mismas estériles.

Para una serología de rutina no son necesarios tubos estériles. Una vez extraída la sangre los tubos deben mantenerse por una a dos horas a temperatura de 30°-37° C, hasta retracción del coágulo, y luego refrigerarlos a 4°-8° C.

De esta manera el coagulo formado se retrae bien, separándose de las paredes del tubo y exudando el suero.

Uno de los problemas que tienen muchos veterinarios clínicos sanitaristas es la imposibilidad de contar con una centrífuga para separar el suero del coagulo, para poder congelar el suero. Esta metodología de trabajo es necesaria cuando hay imposibilidad de

enviar los sueros prontamente al laboratorio y/o cuando se realiza un muestreo pareado para investigar conversión serológica. Muchas veces cuando el coágulo no se retrae debe despegárselo con algún

alambre fino (desinfectado con un algodón humedecido en alcohol entre tubo y tubo). Después de despegado el coágulo se colocan los tubos en estufa a 37°C por una hora y

luego en heladera. Para que la gran mayoría de los tubos con sangre exude suero, estos deben estar muy limpios (lavados con detergente aniónico y enjuagados con agua destilada) o

utilizar tubos descartables de polimetil-metacrilato (PMMA) o polietileno. Tener cuidado porque en el mercado existen tubos descartables de plástico (que son muy

baratos) donde el coágulo queda adherido a las paredes y hay que centrifugar la mayoría de los tubos.

Que cantidad de sangre debe extraerse?

Para uno o varios estudios serológicos (ej: Brucelosis, Leptospirosis, IBR,

Diarrea Viral, Leucosis y Paratuberculosis) con 1 ml de suero alcanza. Para obtener esta cantidad de suero debe extraerse entre 2,5 y 3 ml de sangre. Para sangrar animales generalmente se utilizan tubos de Khann de vidrio o descartable (PMMA), que tienen

una capacidad de 5-7 ml.

Alteraciones más comunes de los sueros

Sueros muy hemolizados: presentan aspecto de alquitrán porque la gran

mayoría de los glóbulos rojos están lisados. Esto es frecuente cuando los tubos de sangre se congelaron o estuvieron en ambiente muy caluroso como dentro de un auto al

sol (si están detrás de un vidrio es peor).



Estos mal llamados sueros no sirven para realizar ningún estudio serológico y

hay que descartarlos (los veterinarios no deberían enojarse cuando el Laboratorio no procesa estos sueros).

Sueros parcialmente hemolizados: presentan una coloración variada que va desde un leve color rosado hasta color de vino tinto borgoña. Esto depende del grado de hemólisis que posean. Generalmente esto ocurre cuando se usan jeringas con agua y/o

tubos sucios y/o ambientes calurosos o se mantienen varios días los coágulos en heladera (después de los 3 días comienza algún grado de hemólisis). Estos sueros, si no

están contaminados se observan transparentes. Sueros con estas características pueden utilizarse para estudios serológicos pero

en ocasiones (dependiendo de la intensidad de la hemólisis y el tipo de serología que se

realice) los resultados no serán confiables. Sueros con glóbulos rojos en suspensión: tienen aspecto de sangre diluida y se

diferencia de la hemólisis porque no son trasparentes. Es un mal menor porque centrifugando o dejando sedimentar los glóbulos el sobrenadante se puede procesar sin dificultad.

Generalmente se presentan glóbulos cuando se despega el coágulo y se quiere trasvasar el suero exudado sin centrifugar a otro tubo.

Sueros contaminados: pueden tener un color normal o con hemólisis. La contaminación se evidencia por la turbidez del suero. Se contaminan cuando no se han conservado en refrigeración y también cuando se almacenan varios días en la heladera.

El grado de contaminación depende mucho de la carga microbiana inicial que posea la sangre y la conservación posterior.

Los sueros muy contaminados pueden presentar precipitados. No sirven para realizar análisis serológicos.

Sueros con excesos de lípidos: es frecuente en cerdos y equinos. El suero exuda

normalmente pero posteriormente se coagula firmemente en una trama lipídica. En estos casos se remueve enérgicamente este coagulo con un alambre y luego se centrifuga. Se

obtiene escasa cantidad de suero porque una parte queda en la trama, pero generalmente alcanza para los estudios serológicos.

NO OLVIDAR NUNCA

Colectar más de medio tubo de sangre (2,5 – 3 ml)

Nunca congelar el coágulo de sangre o la sangre entera.

Nunca exponer los tubos con sangre a temperaturas elevadas

Si se desea conservar por algún tiempo, los sueros deben congelarse

sin glóbulos en suspensión

MUESTREO SEROLOGICO

Para el Médico Veterinario los estudios serológicos, en muchas oportunidades,

constituyen la única herramienta posible a los fines de llegar a un diagnóstico. Problemas reproductivos, respiratorios, digestivos, se presentan a veces en forma insidiosa y no siempre el colega tiene posibilidades de colectar materiales para el

aislamiento e identificación del agente causal de la enfermedad. Ahora bien, esta útil herramienta debe ser usada teniendo en cuenta ciertos requisitos para que tenga valor

diagnóstico. Podemos señalar tres estrategias de muestreo para estudios serológicos:



Muestreo pareado: se debe muestrear un porcentaje de animales enfermos y sanos con 15-21 días de intervalo. Los animales sangrados en el 1° y 2° muestreo deben

ser los mismos. Esta técnica es considerada la de mayor valor científico y diagnóstico. Sus desventajas son que deben tenerse bien identificados los animales y

que a veces los resultados llegan tarde para tomar una desición.

Muestreo dirigido: se toman muestras de sangre de animales con síntomas clínicos,

animales convalecientes (que se hayan recuperado) y animales de igual categoría y condición de los enfermos pero clínicamente sanos. De ser posible muestrear igual

cantidad por grupo e identificarlos como sanos, enfermos y convalecientes. Esta metodología, en la práctica, es la mas utilizada ya que permite arribar a una

conclusión diagnóstica en un periodo más corto de tiempo. Debe tenerse en cuenta que no es excluyente del muestreo pareado.

Muestreo permanente: la medicina preventiva moderna hace mucho hincapié en realizar sangrados periódicos permanentes a los fines de conocer el perfil

inmunitario en poblaciones contra distintas enfermedades infecciosas. Ante la aparición de un brote, se muestrean algunos animales problemas y los resultados obtenidos son comparados con el perfil histórico del establecimiento, facilitando la

interpretación de la realidad sanitaria y la aplicación de medidas mas concretas y eficaces. Esta técnica es muy recomendada por los laboratorios y aplicada por los

veterinarios sanitaristas. Este criterio serológico impuesto en los países desarrollados pronto será la rutina en establecimientos de punta a nivel nacional.

Muestra para diagnóstico de Queratoconjuntivitis El problema para el diagnóstico de ésta enfermedad es que sólo puede reconocerse

mediante la observación directa del ojo de los animales.

Esta enfermedad produce lesiones oculares de diversa gravedad. El proceso se inicia con un intenso lagrimeo, fotofobia y blefarospasmo. Continúa con una hiperemia uni o bilateral de la conjuntiva y engrosamiento de la superficie epitelial con formación de

vesículas, opacidad de la córnea, erosión, ulceraciones, queratocono con perivascularización exagerada, llegando a veces a la ceguera y pérdida de la sustancia

del ojo. Se puede proceder a la toma de muestra mediante hisopo estéril provistos por el

laboratorio, en el canto medial del ojo, introduciéndolo por detrás del tercer párpado. El

hisopo debe remitirse en tubo estéril cerrado, refrigerado, al laboratorio para cultivo y antibiograma. Se recomienda muestrear entre 7 y 10 ojos afectados en el período inical

de la enfermedad (lagrimeo o nube incipiente). Es recomendable que las muestres lleguen al laboratorio antes de las 12 horas de tomadas, de lo contrario se deberían utilizar medios de transporte.

En el laboratorio se realiza bacteriología rutinaria en agar-sangre para moraxella y una inmunofluorescencia directa para IBR. También puede relizarse una coloración de

ZN modificado para detectar Ricketsias o Clamidias.



Práctico Nº2.

Diagnóstico de Brucelosis y técnicas serológicas.

OBJETIVOS

Que el estudiante conozca el fundamento de las principales pruebas serológicas. para el diagnóstico de brucelosis bovina, ovina y caprina.

Que el estudiante esté capacitado para procesar sueros para el diagnóstico.

Que el estudiante pueda realizar un BPA y un PAL en leche.

Que el estudiante sea capaz de interpretar los resultados de las técnicas diagnósticas de rutina.


CORRELATIVAS

Principios inmunológicos de las técnicas serológicas de aglutinación rápidas,

lentas y de inmunodifusión.

LECTURA PREVIA DE MATERIALES DE E. T. Y T. RUMIANTES.

Epidemiología y patología de la Brucelosis.



PRUEBAS SEROLÓGICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA

BRUCELOSIS BOVINA.

CARACTERÍSTICAS DE LAS MUESTRAS

Para enviar muestras de sangre al laboratorio deben respetarse ciertas características

y condiciones a los efectos de no interferir con el correcto diagnóstico de la Brucelosis bovina. Entre dichas condiciones figuran el envío de:

- Planilla con registro de propiedad de los animales, listado de muestras, firma del

veterinario actuante, etc. - sangre entera fresca o suero refrigerados.

- suero congelado. - tubos con identificación clara, de preferencia sobre cinta de papel de enmascarar

adherida al tubo (no al tapón).

Son condiciones de "rechazo" o demora del procesamiento de las muestras: - falta de planillas con protocolos o planillas incompletas.

- sangre entera congelada, ya que el congelamiento hemolisa la muestra. - sangre o sueros contaminados. - tubos mal identificados.

DIAGRAMA DE DIAGNOSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS BOVINA

Animales a examinar: Reproductores machos mayores de 6 meses y hembras mayores de 18 meses con vacunación certificada.

BPA BPA

NEGATIVO POSITIVO

NEGATIVO S.A.T. 2-ME BPA: (BUFFERED PLATE ANTIGEN) Antígeno buferado de placa

SAT: Seroaglutinación en tubo 2-ME: 2 mercaptoetanol

A- PRUEBA TAMIZ. PRUEBA DE ANTÍGENO BPA (BUFFERED PLATE

ANTIGEN)

Introducción :

Es una prueba tamiz de aglutinación en placa. Se fundamenta en la inhibición de las aglutininas

inespecíficas a bajo pH. Detecta anticuerpos IgG y algunas IgM específicos.

Materiales:

Pipetas de Bang o micropipetas.

Gradillas.

Aglutinoscopios

Gotero de Ag. calibrado 0,03 ml. por gota.

Reloj de laboratorio. Reactivos:

Ag BPA (conservado a 4-6 C°, sin congelar ya que la misma modifica su sensibilidad.)

Sueros problemas.



Ejecución de la prueba:

Previo a la prueba, la placa, el suero y el Ag deben estar a temperatura

ambiente(18-26 C°)

Homogeneizar el Ag durante 10 minutos. Descongelar y mezclar bien los sueros invirtiendo bien el tubo varias veces.

a) Colocar la placa sobre el aglutinoscopio. b) Con micropipeta automática o una pipeta de Bang en posición de 45° y apoyada

sobre la placa de vidrio, se depositan 0,08 ml de suero. Utilizar una pipeta de Bang o un tip para pipeta automática para cada suero.

c) Con el gotero en posición vertical y desde una altura de 3 cm, se deja caer una gota

de Ag (0,03 ml)sobre el suero. d) Se mezcla bien el suero con el Ag, abarcando una superficie circular de 3 cm de

diámetro e) Se retira la placa de vidrio y se imprime movimientos en forma rotativa hasta

homogeneizar la muestra.

f) Se coloca la placa en el aglutinoscopio y se tapa, permaneciendo la luz apagada. g) Se efectúa una nueva rotación, pasado 4 minutos (se repite lo indicado en el punto e)

h) A los 8 minutos, rotando de nuevo la placa y con la luz encendida, se procede a la lectura.

Lectura

Las reacciones se clasifican en:

POSITIVAS: cuando se forman grumos, aún siendo finos (no confundir con artefactos producidos por impurezas, hemólisis, etc.). Estas muestras deben someterse a la prueba de SAT y 2-ME.

NEGATIVAS: cuando la mezcla suero-antígeno es de turbidez homogénea y sin grumos. Estas muestras se informan como negativas y no se realizan las pruebas

complementarias. OBSERVACIONES:

La falla de la prueba generalmente se debe a errores del operador, debido a:

NO ambientar la sala, la placa, el suero y el antígeno.

Usar pipetas despuntadas.

Falta de homogeneización del suero o del Ag., antes de pipetear o cargar el gotero.

El uso con inadecuada agitación del Ag. le va modificando la sensibilidad original lo que se traducirá en errores de las pruebas subsiguientes.

NO mezclar uniformemente el suero y el Ag. sobre la placa.

Dejar la luz del aglutinoscopio encendida.

NO rotar la placa a los 4 minutos y al efectuar la lectura final.

Mala calidad de la muestra (hemólisis)

Mala conservación de la muestra (contaminación)

SE RECOMIENDA NO TRABAJAR CON MAS DE 10 MUESTRAS POR TANDA, HASTA ADQUIRIR LA COMPETENCIA NECESARIA .



B-PRUEBAS COMPLEMENTARIAS. LENTAS DE SERO-AGLUTINACIÓN

1. PRUEBA DE SEROAGLUTINACION EN TUBO (SAT o WRIGHT)

Introducción:

Las pruebas de seroaglutinación en tubo detectan la presencia de Ac. IgM e IgG.

Los Ac. IgM aglutinan más intensamente que los IgG ya que, al ser las moléculas pentavalentes, poseen un mayor número de unión. El título de un suero se determina por la más alta dilución que presenta aglutinación y se

expresa en unidades que corresponden al recíproco de esa dilución. Se expresa en Unidades Internacionales. Por ejemplo, un suero que presenta aglutinación en la

dilución 1/25, se informará como 25 UI (Unidades internacionales)

Material y Equipamiento

* Tubos de serología de 13 mm por 100 mm de vidrio, limpios y secos. * Probetas (100 ml, 1.000 ml)

* Pipetas de 1 ml, 2ml, 5 ml, 10 ml y de Bang. * Erlenmeyers de volúmenes variados. * Gradillas

* Dispensadores automáticos o pipetas graduadas. * centrífugas

*estufas de incubación a 37°C Reactivos

* Ag Wright * Solución Salina fenolada (0.5%) * Sueros controles

Dilución del Antígeno

El antígeno a emplear debe ser aprobado por el SENASA, previamente agitado durante 15 minutos. Se prepara al 1%, por lo que debe diluirse 100 veces en solución salina al 0,85% que contiene 0,5% de fenol. Se recomienda hacer esta dilución 12 horas

antes de su uso (en la práctica, la prueba de SAT se realiza simultáneamente con la de 2ME, donde el antígeno se prepara al 2% para ambas pruebas).

Método para la prueba en tubo S.A.T.

Por cada muestra de suero, se utilizan 4 tubos en los cuales se descarga con

pipeta de Bang (o micropipeta) 0,08 ml de suero en el fondo del primer tubo, retirando la pipeta a lo largo de las paredes del tubo para permitir que se deposite el suero

detenido en la punta de la pipeta. 0,04 ml se distribuyen en el segundo tubo, 0,02 ml en el tercero y 0,01 ml en el cuarto. Se distribuyen 2 ml del antígeno de Wright (previamente homogeneizado y

preparado en una dilución al 1% en solución salina fenolada) en cada uno de los tubos con suero. En esta forma las diluciones del suero corresponden a 1/25, 1/50, 1/100 y

1/200 respectivamente. Las gradillas con los tubos se agitan levemente para asegurar la mezcla del suero con el antígeno y se llevan a estufa a 37°C. Se debe incluir un suero control conocido.

Agregar un tubo sin suero con 2 ml de solución de antígeno al 1% como testigo.

Incubación:

La incubación se realiza a 37°C durante 40 a 48 hs.



Lectura de las pruebas

La lectura de las pruebas se hace después de 42 a 48 hs de incubación A 37°c. La aglutinación del antígeno bajo la forma de grumos y su depósito en el fondo del tubo

por gravedad determina la clarificación del líquido en el tubo, manteniéndose los grumos firmes después de una leve agitación del tubo. La aglutinación es el resultado directo de la acción específica de los Ac del suero con las brucelas del antígeno.

La lectura debe hacerse contra un fondo negro opaco con una fuerte luz que atraviese los tubos, para esto se recomienda utilizar el aglutinoscopio.

El grado de aglutinación en cada una de las distintas diluciones puede clasificarse como completo (+), incompleto (I) o negativo (-). Aglutinación completa: es aquella cuya mezcla del suero problema con el

antígeno aparece límpido, translúcido y la agitación suave no rompe los grumos. Aglutinación incompleta: el aspecto de la mezcla entre el suero y el Ag. es

parcialmente turbio y una suave agitación rompe los grumos. Aglutinación negativa: es aquella mezcla de suero y ag. con apariencia turbia y una suave agitación no revela grumos.

El título de aglutinación del suero está dado por la dilución del último tubo en el

que se presenta una disminución de la turbidez evidente, manteniéndose los grumos firmes a pesar de una agitación leve. Si esto ocurre, por ejemplo, en los primeros 3 tubos solamente, el título del suero (recíproco de la dilución 1/100) es de 100UI de

aglutinación.

Observaciones:

Fenómeno de zona: En ciertas ocasiones, puede ocurrir que se encuentre aglutinación en las diluciones más altas, pero no en las más bajas. Esta inhibición de la aglutinación

en las diluciones más bajas es llamada "fenómeno de zona" y está asociado, generalmente, con un suero positivo con alto título o anticuerpos incompletos.

Pruebas con muestras hemolizadas La presencia de hemólisis en las muestras de suero interfiere en la prueba de aglutinación en tubo, no sólo porque la coloración puede

enmascarar la reacción de aglutinación, sino porque se forma un precipitado como resultado de la acción del fenol que contiene el antígeno sobre la hemoglobina libre. Es

muy difícil distinguir esta falsa reacción de la aglutinación específica del antígeno.

2. PRUEBA DEL 2-MERCAPTOETANOL

Introducción

Es una prueba selectiva que detecta solamente la presencia de IgG. El

fundamento se basa en que los Ac IgM, por su configuración de pentámero, se degradan en 5 subunidades semejantes por la reducción de enlaces disulfuro, debido a la acción del 2-ME. De esta manera se altera su capacidad de combinarse con el Ag. Las

moléculas de IgG, en cambio, no sufren el mismo fenómeno manteniendo su capacidad de unirse al Ag presentando reacciones objetivas tales como la aglutinación. La prueba

se usa, por lo tanto, como evidencia presuntiva de la presencia de Ac de la clase IgG.

Material y equipamiento

Los mismos que en la prueba de SAT.



Técnica

La prueba de 2-ME realiza simultáneamente con la prueba de aglutinación lenta en tubo, procediendo de la siguiente manera:

a) Por cada muestra de suero problema, colocar en una gradilla 2 hileras de 4 tubos cada una. b) Identificar el primer tubo de cada hilera con el número correspondiente al suero

problema. c) Una de las hileras se destina a la prueba de Mercaptoetanol y se marca con una M. La

otra hilera, en la que se hará la prueba en tubo, se marca con una T. d) Por cada muestra de suero debidamente identificada, se utilizan tubos en los cuales se descarga con pipeta de Bang 0,08 ml de suero en el fondo del primer tubo, retirando la

pipeta a lo largo de las paredes del tubo para permitir que se deposite el suero detenido en la punta de la pipeta. 0,04 ml se distribuyen en el segundo tubo, 0,02 ml en el tercero

y 0,01 ml en el cuarto. Repetir el procedimiento descripto para depositar las mismas cantidades de suero en la segunda fila (SAT) e) pipetear las muestras sucesivas en forma similar en cada 2 hileras de tubos

adecuadamente identificados. f) Incluir un suero control conocido con un alto contenido de IgM anti-brucella y que no

contenga IgG detectable en la prueba. g) Con una pipeta agregar 1 ml de solución de 2ME (0,1M) en cada tubo de hileras M y mezclar muy bien agitando la gradilla.

h) Agregar 1 ml de solución salina fenolada al 0,5% a cada uno de los tubos de las hileras T (solamente)

i) Dejar las gradillas con las mezclas durante 1 hora a temperatura ambiente y agregar a cada tubo 1 ml de "antígeno de tubo" diluido al 2% (0,09%) en solución salina fisiológica.

Mezclar bien agitando la gradilla y cada tubo por separado.

Incubación:

Se realiza a 37°C durante 42-48 hs.

Lectura e interpretación:

La lectura se efectúa de la misma manera que con la prueba de aglutinación en

tubo. La prueba del 2ME debe hacerse siempre en forma paralela y simultánea con la

prueba de SAT. La diferencia entre los títulos finales de ambas pruebas se interpreta

como la capacidad aglutinante del suero debida a los Ac IgM presentes en el mismo y el título obtenido a la prueba de 2-ME se debe a las IgG.

La presencia de IgG se asocia generalmente con infección activa, por lo que toda reacción en esta prueba debe ser considerada como indicativa de infección. Los animales reaccionantes a esta prueba se deben considerar infectados.

Precauciones

La solución de 2ME (0,1M) es sensible a la luz y al calor y se deteriora rápidamente por exposición al aire. Se debe conservar en frascos color ámbar cerrado herméticamente y refrigerado. En estas condiciones es estable durante 1 semana.



PRUEBA SIMULTÁNEA LENTA EN TUBO (SAT) Y 2-MERCAPOETANOL

S.A.T. 2-ME

Volumen de suero en ml

0.08 0.04 0.02 0.01 0.08 0.04 0.02 0.01 Dilución correspondiente

1/25 1/50 1/100 1/200 1/25 1/50 1/100 1/200 1ml de salina fenolada (0.5%) 1ml de solución 2-ME (0.1M)

60 min T° ambiente

1ml de antígeno al 2%

Estufa a 37°C durante 42 a 48 hs

Lectura

Preparación de las soluciones necesarias

SOLUCION SALINA 0.14 M Cloruro de Sodio 8.5 gramos

Agua destilada 1000 ml SOLUCION SALINA FENOLADA

Solución salina 0,14 M con la adición de 0,5% de fenol

SOLUCION DE 2 MERCAPTOETANOL 2 ME 7,8 ml Solución salina 0,14 M 992,2 ml (no usar solución fenolada)



TABLA DE INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS DE LAS PRUEBAS

COMPLEMENTARIAS

Referencias:

I: incompleto

Valores expresados en Unidades Internacionales (inversa de los títulos) +: positivo -: negativo

3- PRUEBA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA. PRUEBA DEL ANILLO

DE LA LECHE (PAL)

Esta prueba se diseñó para detectar la presencia de Ac en leche. Estos Ac reaccionan con el antígeno coloreado con hematoxilina formando un complejo antígeno anticuerpo

que queda adherido a la superficie de los glóbulos grasos y asciende con ellos a la superficie formando una capa o anillo de crema de color púrpura azulada, de intensidad

variable según el grado de la reacción. Paralelamente, desaparece parcial o totalmente la tinción de la columna de leche. Si la muestra no contiene Ac específicos, el antígeno no se fijará a los glóbulos grasos y permanecerá uniformemente distribuido coloreando la

columna de leche, mientras que la capa de crema forma un anillo de color blanco natural. El porcentaje de grasa de la muestra influye en la prueba, ya que la formación

del anillo de crema en la superficie dependerá del tenor graso.



La prueba del anillo de la leche se usa especialmente como diagnóstico presuntivo para

descubrir rebaños infectados. También se emplea en la vigilancia epidemiológica en áreas de control de la Brucelosis.

Los animales de rebaños positivos a la prueba del anillo de la leche deben ser examinados por las pruebas serológicas convencionales para identificar los individuos infectados.

Material y equipamiento:

* Tubos de serología * pipetas de diferentes volúmenes * gradillas

* estufa de incubación * reloj de laboratorio

* heladera

Reactivos:

*Antígeno PAL * Muestras de leche

* Solución de formalina al 1% Toma de muestra para PAL

a) en el campo, tan pronto como se haya llenado el tarro y antes de que la crema suba, revolver bien el contenido y tomar unos 50 ml de leche. Agregar 1 ml de solución de

formalina al 1% por cada 10 ml de leche. Las muestras bien identificadas, se transportan refrigeradas hasta el laboratorio.

b) En las plantas pasteurizadas o lugares de acopio. Elegir los tanques del menor tamaño posible cuya procedencia pueda ser identificada. Mezclar bien la leche de cada tanque

para que la crema represente un término medio y tomar una muestra de unos 50 ml. Agregar 1 ml de solución de formalina al 1% por cada 10 ml de leche.

Técnica:

Las muestras de leche deben mantenerse en refrigeración a una temperatura de 4 a 6°C

hasta que hayan transcurrido no menos de 24 hs desde su recolección (48 a 72hs) Una hora antes de la prueba, se llevan a T° ambiente las muestras de leche como el antígeno. a) Mezclar cada muestra invirtiendo varias veces el recipiente (tubo o frasco)

b) Colocar 1 ml de la muestra en un tubo c) Agregar una gota (0,03 Ml) de Ag a cada tubo. Mezclar bien invirtiendo el tubo

varias veces, sin que llegue a formar espuma. No debe quedar antígeno sobre las paredes. d) Incubar a 37°C durante 1 hora.



Observaciones.

a) El exceso o la escasez de crema dificulta la interpretación de la prueba. b) La agitación vigorosa, así como el uso de leche "homogeneizada" dificulta la realización de la prueba.

c) El calentamiento de la leche interfiere con los resultados, por lo tanto la prueba no se debe efectuar con leches pasteurizadas, a menos que se les agregue crema de leche sin

pasteurizar o que se las diluya con leche fresca de vacas negativas. d) Cuando la prueba se efectúa el mismo día en que se ha recolectado la leche, se pueden obtener algunos resultados positivos falsos o dudosos.

e) La leche de calostro puede dar falsos positivos o dudosos. f) La leche de vacas con mastitis también puede dar falsos positivos o impedir la

interpretación de la prueba debido al descolorimiento del antígeno. g) La leche de vacas próximas a secarse puede dar resultados dudosos o falsos positivos. h) Hay vacas infectadas con brucelas que no eliminan Ac. por la leche. Estas vacas son

positivas a las pruebas serológicas y negativas a la prueba del anillo. i) Si la leche es de mala calidad por su alto contenido bacteriano, agregar dos gotas de

una solución saturada de bicarbonato de sodio antes de añadir el antígeno. Modificaciones de la prueba para tanques muy grandes

Para hacer más sensible la prueba, aumentar la cantidad de leche manteniendo constante la cantidad de antígeno. Para el estudio en tanques que contienen la leche de 100 a 200 vacas, colocar 2 ml de leche refrigerada en tubos de hemólisis y agregar una

gota de Ag. (0,03 ml). Si el tanque tiene la capacidad para colectar la leche de 201 a 500 vacas, aumentar a 3 ml la cantidad de leche para la prueba y agregar una gota de

antígeno del mismo volumen (0.03 ml). Prueba PAL en ovinos y caprinos

Según la OIE (Organización Internacional de Epizootias) la prueba PAL no está estandarizada para el diagnóstico ni la vigilancia epidemiológica en pequeños

rumiantes.

Lectura

-: Anillo de crema blanco, columna de leche azul

+: Anillo de crema más claro que la columna

++: Anillo de crema igual que la columna de leche.

+++: Anillo de crema más oscuro que la columna.

++++: Anillo de crema azul oscuro, columna de leche blanca.



Práctico Nº3.

Diagnóstico coproparasitológico de los rumiantes.

OBJETIVOS

Que el estudiante maneje todos los aspectos de la toma de muestra de materia fecal para estudios coproparasitológicos

Que el estudiante conozca los fundamentos de las distintas alternativas y criterios para la toma de muestra

Que el estudiante conozca los fundamentos de la Técnica de McMaster modificada

Realizar la técnica de McMaster con materia fecal problema (provista por los estudiantes) y remarcar diferentes aspectos de índole práctica en la realización

de la misma.

Discutir el fundamento, la aplicación práctica y la interpretación de resultados de

la técnica de McMaster modificada.

Discutir la toma de decisiones en función de los resultados obtenidos.

Conocer otras técnicas complementarias disponibles para el diagnóstico de

parasitosis en los rumiantes.


CORRELATIVAS

Reconocimiento de las diferentes estructuras parasitarias presentes en la materia

fecal de los rumiantes.

Fármacos de uso corriente para el control de helmintos de los rumiantes y sus principales características.

Conocimiento de las diferentes categorías animales en los sistemas productivos bovinos, ovinos y caprinos.



INTRODUCCIÓN

En las parasitosis internas, al igual que en otras afecciones que ocurren en los animales de interés económico, los conceptos de salud o enfermedad están más relacionados con

el potencial productivo esperado del ganado que con una sintomatología clínica dada. Todo rodeo que no alcanza los niveles de productividad deseados de acuerdo con la oferta forrajera suministrada o su potencial genético no goza del plano sanitario óptimo

y las causas de esto merecen ser adecuadamente dilucidadas. El grado de infestación por parásitos internos de los rumiantes y por añadidura su

importancia económica sobre la producción de carne, leche o lana dependen de la interacción entre hospedador, parásito y medio ambiente. La relación entre estas tres variables se ve sujeta a cambios y ajustes al transcurrir los

ciclos productivos, caracterizando la epidemiología de cada parasitosis en particular en los diferentes sistemas de explotación. Esto remarca en principio la contemplación

obligada en todo diagnóstico de la relación parásito - huésped – ambiente. Además lleva a que el diagnóstico individual de un solo hospedador sea de escaso valor y que la atención deba recaer exclusivamente sobre el rodeo. También hace que el diagnóstico

etiológico sobre la presencia o ausencia de determinados vermes carezca de sentido sino está ligado al nivel de infestación presente y a la composición de las infestaciones, ya

que la mayor parte de los animales de un rodeo o majada están en menor o mayor medida parasitados. Es decir que solamente las técnicas cuantitativas son las de real valor y las que deben ser consideradas.

Esto conlleva a que el diagnóstico y su interpretación deban ser objeto de un minucioso análisis y ajustados de acuerdo a los objetivos perseguidos: prevención de pérdidas

productivas o diagnóstico y solución de problemas presentes. Es decir, por un lado evitar que niveles de parasitismo compatibles con la producción se eleven o indicar con precisión que la baja productividad, la alteración de la salud o el incremento de los

costos se deben a los niveles de vermes presentes.

DIAGNÓSTICO

Los signos clínicos, los hallazgos de laboratorio y de necropsia, unidos a la historia del caso y buenos conocimientos epidemiológicos son las fuentes de información adecuadas

para brindar un diagnóstico correcto y una cuantificación acertada de las posibles consecuencias del problema.

Cuando se presentan síntomas clínicos, el diagnóstico debe identificar la causa del problema sanitario, el cual al tratarse de una parasitosis sea cual sea su etiología las implicancias en la productividad global del rodeo son graves.

En aquellos casos, generalmente la mayoría, en donde el problema es subclínico y no presenta signología evidente, los métodos cuantitativos del diagnóstico deben ser

capaces de medir los niveles de asociación entre parásito y hospedador y la intensidad de sus posibles consecuencias. Estos niveles de parasitosis podrían definirse como infestaciones bajas, moderadas y graves.

Los niveles bajos serían aquellos compatibles con el potencial productivo de los huéspedes, pero de importancia desde el punto de vista preventivo. Las infestaciones

moderadas son aquellas que en forma poco evidente comprometen leve o moderadamente la productividad de los rodeos. Finalmente, las parasitosis graves perjudican en forma importante la producción afectando la salud de los animales.

Historia del caso (anamnesis): La historia clínica de los animales afectados,

sustentada en el conocimiento de la epidemiología regional, es esencial para el diagnóstico porque generalmente los síntomas mas comúnmente observados son vagos



y pueden corresponder a diferentes causas etiológicas. Entonces hay que tener en cuenta

que existen patrones estacionales de presentación de las parasitosis que responden a la adaptación de los helmintos al medio ambiente y a los huéspedes. Se debe considerar

para cada estación del año (régimen de lluvias), el sistema productivo con su manejo sanitario (especialmente desparasitaciones) y forrajero previo, la carga y composición de cada rodeo, la susceptibilidad de las categorías presentes, la variabilidad genética de

los huéspedes, la diferente distribución de los parásitos entre los individuos y los distintos planos inmunitarios de éstos en el rodeo o majada. La caracterización de la

relación huésped – parásito – ambiente correcta ayuda a dar un buen pronóstico sobre el curso del parasitismo y a responder interrogantes tales como el nivel de susceptibilidad de la tropa, cuando, donde y en que grado se infestó el rodeo, etc.

Monitoreos y modelos predictivos: A través del conocimiento epidemiológico

se construyeron modelos matemáticos con el fin de poder predecir el curso de las infestaciones y llegar a prevenir los picos de contaminación de los potreros y los consecuentes efectos de las parasitosis. Estos modelos por lo general demandan el

registro regular de ciertos parámetros (carga animal, pastura, hpg y datos climáticos) del ciclo productivo y ayudan a decidir desparasitaciones y/o movimientos estratégicos del

ganado a otros potreros, etc. Sin embargo, estos modelos no pueden prescindir del monitoreo veterinario y hasta el presente no pasan de ser una ayuda en la toma de decisiones. Esto se debe a que por un

lado faltan todavía conocimientos básicos sobre las interacciones huésped – parásito, la adquisición de inmunidad y la posible pérdida de ésta en animales adultos y por otro

lado a que en el complejo manejo de un campo uno debe considerar otros factores ajenos a las parasitosis. Complementando los datos obtenidos a partir de la anamnesis y los conocimientos

epidemiológicos regionales, la medicina veterinaria cuenta con las siguientes fuentes de información para poder llegar al diagnóstico preciso, especialmente cuando el origen y

la historia de los animales se desconoce:

-Estimación directa de los parásitos a partir del análisis de la materia fecal (hpg, coprocultivo, Baerman) o del pasto de los potreros (recuperación de larvas del pasto).

-Estimadores serológicos indirectos (pepsinógeno, gastrina, albúmina, inmunoglobulinas específicas) y/o hemáticos (hematocrito, hemoglobina, hemograma,

etc.). -Exámen post morten de animales del rodeo con la consecuente evaluación

patológica y parasitológica (recuperación y estimación de parásitos adultos e inmaduros,

pH abomasal, histopatología). -Estimadores de producción indirectos como registros comparados en la

ganancia de peso u otros rendimientos productivos entre lotes tratados y testigos.

TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO

Examen de materia fecal El examen de materia fecal, permite diagnosticar algunas enfermedades parasitarias

mediante la detección de parásitos gastrointestinales o broncopulmonares. Es posible hallar huevos, larvas y adultos de nematodes, proglótidas y huevos de cestodes; quistes, formas vegetativas y ooquistes de protozoarios.

Extracción y remisión de muestras

Las muestras de materia fecal de grandes animales deben ser extraídas en forma individual y directamente del recto y se enviarán al laboratorio en recipientes



adecuados, preferentemente bolsas de polietileno (extraerles el aire previo a ser

cerradas), envases de plástico o vidrio con tapas herméticas. La defecación se estimula a través del reflejo anal introduciendo dos dedos y friccionando la ampolla rectal

mediante movimientos circulares, al menos por el término de 10 segundos. Cuando se recoja materia fecal del suelo, solamente serán adecuadas las heces frescas proveniente de un animal que se observe que defecó en ese momento. Previa extracción del aire, la

muestra (40-60 gr. son mas que suficientes) puede ser remitida en bolsitas de polietileno o en frascos de boca ancha. El envío de una mezcla o “pooles” de materia fecal tiene

poco sentido diagnóstico debido a que no permite observar la variabilidad existente entre individuos del mismo rodeo, hecho fundamental para poder evaluar correctamente la interacción entre parásitos – huésped – ambiente y el nivel y curso de la parasitosis.

Por ejemplo, una persona que tome muestras de diferentes animales y coloque todas esas muestras en una misma bolsa, desconoce o pierde el control de cuanta muestra de

cada animal está poniendo en la bolsa. De tal manera que el resultado va a ser muy variable y difícil (tal vez imposible) de interpretar. La cantidad de materia fecal a remitir para muestras individuales debe ser de 40-60 gramos (lo que cabe en un palmo

de mano), dado que los huevos no se hallan distribuidos uniformemente. Deberán estar refrigeradas (4°C) o conservadas en formol al 5% o l0%. NUNCA CONGELAR LAS

MUESTRAS. Es importante tener en cuenta que, algunas formas de protozoos mueren o se alteran rápidamente a temperatura ambiente, y los huevos de algunos helmintos pueden eclosionar en horas si no se refrigeran.

Conviene procesar el material fresco sin demoras, aunque puede mantenerse en la heladera un lapso variable que dependerá de los parásitos a buscar; por ejemplo: los

trofozoítos de protozoos no más de dos días, quistes de amebas hasta 14 días, larvas de Dictyocaulus spp. no más de una semana. Los ooquistes de coccidios y huevos de nematodes se pueden conservar por varias semanas, aunque varía la viabilidad para

cultivos posteriores. Las larvas de trichostrongilidos una vez incubadas pueden guardarse por meses, como así también los huevos de Fasciola hepática. Siempre se

debe evitar la exposición directa a los rayos solares.

Frecuencia y número de muestras

Aunque el tamaño de la muestra siempre es discutible, en forma práctica se recomienda un mínimo de 10 muestras para un grupo menor a 50 animales; de 15

cuando va de 50 a 100 cabezas y un muestreo no menor de 20 cuando el lote supera los 100 animales. La experiencia indica que un número entre 20 a 25 muestras por lote da una buena aproximación acerca de lo que ocurre, en especial cuando se trata de

muestreos periódicos. Sin embargo, si el muestreo pretende dar una información con una probabilidad alta de considerar a todos los niveles de hpg que presenta la tropa,

tiene que respetar algunos principios estadísticos y puede calcular la muestra en base a la probabilidad de involucrar aquellos animales que mas huevos eliminan a los potreros.

La expulsión de elementos parasitarios es irregular, especialmente en

infecciones por protozoarios, y en la distomatosis en que la eliminación de huevos puede estar influida por la dinámica biliar. Un examen limitado a una pequeña muestra

puede resultar negativo en un animal que tenga parásitos. El examen seriado consiste en el estudio de una muestra resultante de colectar submuestras de materia fecal durante 3 a 5 días consecutivos. Cada día se colocan entre

5 y 10 gramos de materia fecal en un recipiente con formol al 5% o 10%. El diagnóstico de las parasitosis en una población de aves, bovinos, ovinos, etc.,

no se limita a establecer la presencia o no de elementos parasitarios, generalmente se cuantifica la carga parasitaria en los animales o evalúa el nivel de contaminación del



medio ambiente. La variación en el nivel de expulsión de huevos en las heces de

diferentes animales, hace necesario el muestreo de un número representativo procesándose cada muestra individualmente

Identificación de las muestras y de los animales Muestras. Cada muestra estará identificada con un número en el recipiente. Toda

información complementaria se anotará aparte. Se aplicarán rótulos indelebles, es conveniente el uso de etiquetas autoadhesivas escritas con bolígrafo o lápiz, se evitará el

uso de tintas o marcadores al agua. Las muestras colectadas en bolsas de polietileno pueden rotularse directamente, con marcadores de tinta al solvente (indelebles o permanentes).

Animales. Debe tenerse cuidado en la elección de los animales a muestrear, debiendo

identificarse aquellos que presenten síntomas de los que no los tengan. Se debe tener en cuenta que animales con diarrea hacia el final de la enfermedad no evidenciarán a través de los recuentos la verdadera carga parasitaria. En los muestreos que se incluyan grupos

de animales con tratamientos diferentes, y especialmente si deben repetirse con periodicidad, se recomienda identificar el grupo, y no repetir los números entre los

grupos, por ejemplo: Tratamiento A: caravanas celestes numeradas del 001 al 025 Tratamiento B: caravanas rojas, del 026 al 050

Los colores de las caravanas permitirán diferenciar fácilmente los animales en el campo, y las muestras podrán ser enviadas juntas sólo con el número y se agruparán luego los

resultados. En pruebas a largo plazo, se extremará el cuidado en la identificación de los animales utilizando tatuajes o marcas con calor o frío. Existen también sistemas de identificación

electrónica, aunque su uso es costoso en poblaciones numerosas.

1-ESTUDIOS CUALITATIVOS

Se denominan estudios cualitativos a aquellos que revelan solamente la presencia de elementos parasitarios, se caracterizan por lo rápido de su ejecución y por su

sensibilidad. En algunos casos son complementados con estudios cuantitativos. Macroscópicamente pueden observarse en la materia fecal trozos de céstodes, adultos de

nemátodes (ascaridios, estrongilidos) o larvas de gasterófilos en equinos. Este tipo de hallazgos es muy frecuente y la búsqueda debe ser rutinaria.

El estudio microscópico directo de pequeñas muestras es sumamente útil para detectar

protozoarios que por otros medios no pueden hallarse porque sus formas vegetativas no resisten los métodos de conservación (Giardia spp., Trichomonas spp., Ameba spp.), o

deben observarse a partir del moco o secreciones. Otros como Coccidios o Cryptosporidium spp. pueden revelarse por observación de improntas de mucosa o de moco presente en la materia fecal, debidamente coloreadas y a veces aún sin colorear.

El examen microscópico directo requiere claridad en el campo de observación por lo que no debe acumularse excesivo material. Una pequeñísima porción de materia fecal

puede diluirse con una gota de agua o solución fisiológica sobre el portaobjetos, y observarse bajo un cubreobjeto, o previamente agregar una gota de Lugol diluido. El Lugol al teñir el citoplasma de amarillo y el núcleo pardo facilita el reconocimiento de

algunos protozoos Para facilitar el diagnóstico es preciso en la mayoría de los casos concentrar los huevos

o quistes u ooquistes presentes en la materia fecal, para lo cual se emplean técnicas de: flotación, sedimentación o filtración.



1.2.TECNICAS DE FLOTACIÓN

Se disuelve la materia fecal en soluciones de alta densidad, las que provocan la flotación de los huevos, quistes y ooquistes. Los huevos de estrongilidos pueden concentrarse con

soluciones de densidad relativamente baja, mientras que otros más pesados: Ascaris spp., Trichuris spp., o Trematodes, que en este último caso requieren soluciones más densas. Sin embargo estas soluciones de alta densidad suelen colapsarlos. Según el

material buscado debe seleccionarse la densidad de la solución a usar u optar por las técnicas de sedimentación o filtración.

Técnica de Teuscher

Se trata de un método sensible y práctico para la demostración de estructuras pesadas

(huevos de Fasciola hepática y larvas). Es muy útil para exámenes rutinarios de materia fecal de rumiante, cerdo y equinos. En la actualidad parece ser el mejor método

simultáneo para el diagnóstico de huevos y larvas de nematodos, huevos de cestodos y trematodos (Fasciola hepática), evitando con ello la ejecución de exámenes especiales para determinadas formas parasitarias, pero no puede ser usado para propósitos

especiales como medida precisa o recuentos de huevos. La lectura debe hacerse lo más rápido posible ya que las estructuras pueden llegar a colapsar por la alta densidad de las

soluciones. Es una técnica especialmente utilizada para especies animales que poseen materia fecal con muchas fibras vegetales (herbívoros) dado que por su metodología elaborada,

permite eliminar todo material indeseable, obteniendo como producto final un campo visual claro y libre de impurezas que dificulten la lectura.

Materiales:

Microscopio óptico

Balanza

Aparato de centrífuga

Mortero y pilón

Colador de malla fina

Vasos de precipitado

Tubos cónicos para centrífuga

Cubreobjetos y portaobjetos

Goteros

Solución Sobresaturada de SO4Mg o Zn.

Procedimiento:

1- Pesar 2 a 5 gr. de materia fecal y colocarla en un mortero. 2- Agregar 200 cm3. de agua y macerar. 3- Mezclar bien y filtrar a través de un tamiz hacia un vaso de precipitado.

4- Lavar el tamiz con 50 cm3. de agua y lavado se pasa igualmente al vaso. Esperar que la suspensión sedimente 20 min. Se vierte cuidadosamente el sobrenadante.

5- Pasar el sedimento a un tubo de centrífuga, lavar el vaso de p.p. con 2 a 3 cm3 de agua y agregar este líquido al sedimento. Dejar sedimentar 5 mín., extraer el sobrenadante con una pera de goma hasta dejar 2 ml. de sedimento en el tubo.

6- Agregar solución sobresaturada de SO4Mg o SO4Zn hasta un centímetro del tubo, invertir el tubo 3 veces para mezclar la suspensión. Centrifugar a 2.000 rpm. durante 5

mín. 7- Luego de la centrifugación, agregar un exceso de solución mediante un gotero, a fin de formar un menisco convexo. Colocar un cubreobjeto y esperar 20 min., luego de



cuales se saca el cubreobjeto y se coloca sobre el portaobjeto y se observa al

microscopio. NOTA: es importante destacar que en caso de no poder procesarse en el mismo día,

pueden adelantarse algunos de los pasos de la técnica un día y proseguirse en otro momento. Los únicos pasos de la técnica que pueden interrumpirse para proseguir mas tarde o inclusive al otro día son la primera y la segunda sedimentación. En cualquiera de

los casos deben ser conservados en la heladera a 4ºC hasta reanudar el proceso.

1.3.TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN Técnica de Dennis Stone y Swanson (DSS): Debido a que el peso específico de algunas estructuras parasitarias, algunos métodos de

flotación suelen volverse inútiles o poco confiables. En tales situaciones se vuelve imprescindible realizar un proceso contrario, es decir técnicas de sedimentación. Estas

técnicas especialmente aptas para la búsqueda de huevos de Fasciola hepatica y Paramphistomum spp

Materiales:

Solución de DSS: 5 ml de detergente común, 1 ml de alumbre de Hierro 1%, agua

destilada csp. 1 litro.

Mortero

Colador común

Tamiz de malla n° 60, abertura de 250 µm

Bomba de vacío o tubo plástico de 3 mm de diámetro

Tubo de 100 ml, 3-4 cm de diámetro

Placa de Petri

Lugol concentrado: Yodo metálico 1 parte, Yoduro de Potasio 2 partes, agua

destilada 20 partes

Azul de Metileno o Verde de Metilo 0,5%.

Procedimiento:

Disolver 3 gr de materia fecal en 50 ml de solución de DSS.

Filtrar por un colador, luego por el tamiz, y pasar al tubo.

Dejar decantar 3 minutos. Según la altura del tubo dejar de 2 a 5 minutos

Sifonar las 3/4 partes del sobrenadante, puede utilizarse una bomba de vacío adosado

a una canilla o sifonarse con el tubo de plástico de 3 mm de diámetro.

Resuspender el sedimento en solución de DSS y repetir el proceso hasta obtener un

líquido totalmente libre de detritos.

Volcar el sedimento en una placa de Petri.

Agregar 2-4 gotas de Lugol (diluido) o teñir por contraste con Azul de Metileno o Verde de Metilo al 0.5%.

Observar en lupa con 2 a 5X.

Los huevos de Fasciola hepática miden 70 µm a 90µm x 120µm a 145µm. Se

verán de color amarillo ocre y el material del fondo azul o verde

(*). Los huevos de Paramphistomun spp. son algo más grandes, hasta 170µm de

longitud e incoloros por lo que para su visualización es conveniente utilizar lugol, sin embargo en exámenes de rutina los hacen más parecidos a los de Fasciola spp.



1.4.TÉCNICA DE FILTRACIÓN

Indicada para la búsqueda huevos de trematodos como Fasciola hepática y Paramphistomum spp.

Materiales:

Centrífuga

Envase de 100 ml con tapa hermética

Solución de detergente (puede usarse DSS)

Tamices de 250, 120, 56 µm

Vaso cónico de 500 ml / probeta de 250 ml

Tubos de centrífuga de 50-100 ml

Pipetas

Placa de Petri

Azul de Metileno o Verde de Metilo 0,5%

Procedimiento:

Disolver agitando, en el envase de tapa hermética, 3-5 gramos de materia fecal en 50

ml de solución de detergente.

Filtrar por la serie de tamices en orden decreciente de aberturas, lavando con agua

corriente. Los huevos de Fasciola quedarán retenidos por el tamiz de 65 µm.

Recoger en probeta de 250 cm3 y dejar sedimentar 3 minutos

Sifonar el sobrenadante.

Colectar el sedimento en un tubo de centrífuga de 50 a 100 ml. y de no más de 15 cm

de alto.

Completar con soluciona de DSS o directamente con agua, y dejar sedimentar 2 a 3

minutos

Sifonar el sobrenadante y repetir el paso anterior hasta que el líquido quede claro

Colorear el sedimento con Azul de Metileno o Verde de Metilo al 0.5%.

Observar bajo lupa .

Nota: El estudio puede interpretarse cuantitativamente si se utiliza una cantidad conocida de materia fecal y se revisa el volumen total. Los huevos de Fasciola hepatica se acumulan en la vesícula biliar antes de ser eliminados con la materia fecal. Ese pasaje

es lento y discontinuo y es posible que animales tratados eficazmente eliminen huevos con las heces durante 15 a 20 días. La dilución en la materia fecal hace que la

interpretación de estudios cuantitativos sea diferente en ovinos que en bovinos.

2-ESTUDIOS CUANTITATIVOS

Las técnicas cuantitativas permiten determinar la cantidad de huevos u ooquistes que son eliminados con la materia fecal. La sensibilidad depende de la dilución de la materia

fecal y del tamaño de las cámaras utilizadas. El resultado expresa el número de huevos u ooquistes por gramo de heces,(HPG/OPG). Esta técnica se utiliza tanto para bovinos como para ovinos (eventualmente para

equinos).

Técnica de Mc Master modificada

Se emplea la cámara de Mc Master modificada por Roberts y O’Sullivan, que consta de 4 celdas de 1 x 2 cm de lado y 2,5 mm de espesor. Cada celda tiene 0,5 ml y el conjunto

2 ml. La cara inferior de la tapa que cubre la cámara está dividida en franjas, cuyo



ancho es abarcado por el campo de un microscopio común cuando se enfoca con el

objetivo de 10 X.

Materiales:

Mortero

Envases graduados en 100 ml, uno con tapa hermética

Colador común

Cámara de Mc Master

Pipeta plástica

Procedimiento para heces bovinas:

Colocar, en un envase de tapa hermética, 3 gr de materia fecal y 57 ml de solución sobresaturada de NaCl. Si no poseemos balanza para pesar la muestra se pueden

medir 3 cc. de materia fecal con una jeringa plástica de 5-10 cc. a la que le cortamos el pico donde encaja la aguja junto con su base, bien al ras de la primera marca. Se asume que 1 cc. de materia fecal pesa 1 gramo. Las cantidades de materia fecal y

solución pueden variar, siempre y cuando se conserve la relación 1:20 (materia fecal:solución salina).

Tapar y agitar para disolver las heces. ( la disolución de la materia fecal puede realizarse directamente en un mortero. Se puede facilitar el procedimiento con batidora eléctrica o mortereando manualmente.

Colar recogiendo la suspensión en otro envase.

Dejar reposar sólo unos segundos para que floten las burbujas mayores.

Tomar rápidamente una muestra con pipeta.

Cargar las cuatro celdas de la cámara.

Esperar 5 minutos para que los huevos asciendan hasta la “tapa” de la cámara, y

queden todos en el mismo plano de foco.

Observar al microscopio con objetivo 10 X.

CALCULAR EL HPG

Lo primero que debemos determinar para el cálculo del hpg es la cantidad de materia

fecal que disponemos en la cámara. La ecuación sería la siguiente:

60 ml de suspensión .. ...........................3 gr. de heces 2 ml. ....................................................2 x 3 / 60 = 0,1 gr de heces

El número de huevos contados en 2 ml corresponde a 0.1 gr de heces, por lo tanto en un gramo habrá 10 veces más. El índice por el que se debe multiplicar el número de huevos

totales es 10. Utilizando el mismo procedimiento en caso que hayamos solo contado los huevos de 2 celdillas, observaríamos que deberíamos multiplicar la cantidad de huevos hallada por 20. En el caso de solo contar una celdilla, deberíamos multiplicar por 40.

Vale aclarar que en la medida que contemos las estructuras en mayor cantidad de celdillas, minimizamos el grado de error de la técnica.. En el caso de contar en la cuatro

celdillas y encontrar solo un huevo, el resultado sería 10 hpg, por lo que decimos que la sensibilidad de la técnica es a partir de 10 hpg. Animales que poseen, por ejemplo, 9 hpg o menos, tenemos una alta probabilidad de obtener resultado cero. De esto se

desprende que materias fecales sometidas a técnicas cualitativas (técnica de teuscher por ejemplo) y resulten positivas a huevos de estrongilidos, luego pueden dar un resultado

negativo a la técnica de McMaster, por lo que interpretamos que se trata de animales



que tienen un hpg inferior a 10. Por supuesto que previamente hay que descartar errores

de técnica (soluciones mal preparadas, mal pesado de las muestras, etc.). En la materia fecal de ovinos normalmente se encuentra mayor cantidad de huevos en

un volumen menor de heces, entonces debe usarse una dilución de 1 gr en 50 ml de solución de NaCl. La misma relación de dilución puede aplicarse en equinos, porque los recuentos generalmente son elevados. En el cálculo de ooquistes, suelen usarse

diluciones mayores aún. Para el caso particular de los ovinos se puede utilizar la cámara de Mc Master de

Whitlock y Gordon, compuesta por dos celdillas de 0,15 ml cada una y una capacidad total de 0,30 ml. Procediendo de igual manera que la anterior, 5 gr. de materia fecal se completan hasta 75 ml de solución sobresaturada de NaCl, siendo en este caso la

relación materia fecal: solución salina de 1:15. En cada celdilla se revisan 0,01 gr. de materia fecal, por lo que el factor de multiplicación revisando la cámara completa será

de 50. USO E INTERPRETACIÓN DEL HPG

Muchos estudios fueron realizados con el fin de estimar la precisión del hpg, siendo los resultados contradictorios. Mientras que algunos hallaron una buena correlación entre el

hpg y el conteo de parásitos, otros no observaron lo mismo. Los últimos estudios realizados sobre los alcances y limitantes del hpg como valor diagnóstico pudieron, en líneas generales afirmar, que además de su practicidad y de dar

rápidos resultados a bajo costo, el hpg es una técnica confiable para estimar infestaciones en rodeos, fundamentalmente en animales jóvenes, siempre que se lo

asocie a otros parámetros (antecedentes epidemiológicos, manejo previo, infestación de potreros, géneros presentes, etc.) y se tengan en cuenta sus limitantes. Diversos factores afectan el número de huevos eliminados por heces. A continuación veremos cuáles son

los factores más importantes a tener en cuenta a la hora de interpretar los resultados del McMaster.

1-Dilución del contenido intestinal. En condiciones normales existe una

distribución regular de los huevos de helmintos en la materia fecal, por lo que resulta

semejante el HPG del mismo animal en muestras colectadas en diferentes momentos del día; sin embargo hay diferente concentración de huevos en animales sometidos a

restricción de alimentos o en convalecencia con pérdida de apetito. De ahí la importancia que si hacemos un seguimiento a un grupo de animales donde tomaremos muestras de materia fecal a determinados intervalos de tiempo, lo hagamos siempre a la

misma hora o momento del día. También es importante tener en cuenta que en la materia fecal de los ovinos, normalmente los huevos de helmintos se distribuyen en una

menor cantidad de materia fecal que en los bovinos, por lo que hay mayor concentración de huevos.

2-Composición específica de la carga parasitaria. No todos las especies parásitas tienen la misma capacidad reproductiva, por lo tanto si en la carga parasitaria

que soporta un animal predominan especies poco prolíficas (ej. Ostertagia spp.), el recuento resultará reducido aunque la carga sea elevada, y se subestimará el hpg en infecciones producidas por una especie muy patógena. Se da a continuación una tabla

orientadora con el nivel de postura diaria estimado para diferentes especies:



huevos por día

Haemonchus spp. 5.000 - 10.000 Ostertagia spp. 200 - 300

Cooperia spp. 100 - 2.000 Trichostrongylus spp. 100 - 200 Nematodirus spp. menos de 100

Por lo tanto debemos tener en cuenta la proporción relativa de cada especie, que se logra

a través del coprocultivo e identificación de larvas infestantes. De manera que, conociendo la postura de cada una de ellas, se podrá realizar una interpretación más confiable del diagnóstico.

3-Respuesta Inmune, categoría y edad de los animales. Aunque se mantiene

una prolongada controversia, se puede aceptar que los conteos de hpg se correlacionan aceptablemente con la población de parásitos adultos desde el destete hasta que los animales alcanzan el año de vida. Superado este límite y dependiendo estrechamente de

las condiciones nutricionales y el nivel de exposición a los parásitos, el desarrollo de la respuesta inmune comienza a afectar seriamente la oviposición alterando la capacidad

reproductiva de las hembras antes de ser expulsadas del hospedador, y de esta manera los conteos comienzan a perder confiabilidad. En esta situación los conteos de hpg dejan de ser una herramienta de utilidad para detectar las parasitosis subclínicas, aunque un

conteo alto está marcando inequívocamente que los parásitos están prevaleciendo por sobre el animal, provocando serias pérdidas productivas. En animales mayores de un

año, en general, las correlaciones entre el hpg y el recuento de adultos es menor que en jóvenes, para todas las especies. En terneros al pie de la madre es frecuente observar conteos altos (por encima de 600 hpg), sin que necesariamente ello esté indicando

alteración en la productividad de los animales. En esta categoría de animales inmunológicamente inmaduros, los parásitos hembra manifiestan todo su potencial de

postura, de manera que pocos parásitos puedan dar lugar a altos conteos de hpg. Las vacas en el periparto pueden presentar algún conteo que difícilmente supera los 100 hpg, en cambio los toros con frecuencia presentan hpg importantes aunque algo

inferiores a los de las categorías de recría e invernada. La mayor susceptibilidad de esta categoría estaría condicionada por sus hormonas sexuales.

La estimación de hpg altos, moderados o bajos se formularon a partir de regresiones lineales de datos extraídos de rodeos bovinos y ovinos y la experiencia adquirida en la región. Puede observarse en el caso de bovinos que cargas consideradas bajas (menos de

7000 vermes totales) oscilarían en hpg inferiores a 245 y 146; cargas moderadas (menos de 23000 vermes totales) no superarían los 700 y 363 hpg; y las altas pasarían estas

cifras en bovinos menores al año y mayores a 18 meses de edad respectivamente. Estas estimaciones no comprenden los animales muestreados en períodos donde el número de formas inmaduras es elevado, como lo son la primavera-verano y el otoño-

invierno, para los bovinos y ovinos respectivamente. En estos períodos las correlaciones entre carga y hpg son muy bajos.

4-Hipobiosis. La hipobiosis de las larvas 4 de trichostrongilidos también influye

en la estimación de la carga parasitaria en base al hpg. El conocimiento de las especies

predominantes y el patrón de hipobiosis facilita la interpretación del hpg en distintas épocas del año.



5-Diferencias individuales. En cada población animal existen diferencias

genéticas individuales, en la susceptibilidad a los parásitos, las que se expresan en el hpg en diferentes momentos de la vida. Su heredabilidad ha sido establecida entre el 23

y 25% en ovinos. 6-Tratamientos previos, y diferencias en el período prepatente de los

parásitos: La eliminación de huevos a partir de la reinfestación luego de un tratamiento precisa que transcurra el período prepatente, que es diferente entre especies. La

presencia de huevos antes de ese tiempo tendrá que ver con fallas en la desparasitación, desinhibición de larvas o resistencia a las drogas. Por otra parte, cuando se usan productos con acción prolongada, al período de protección conferido debe agregarse el

lapso de prepatencia para volver a detectar huevos en las heces, En estos casos se complica más aún la interpretación de infecciones por varias especies cuando el

espectro de la protección frente a la reinfección varía entre ellas. (ej. Ivermectinas frente a Cooperia spp, Ostertagia spp, y Trichostrongylus spp.).

7-La consistencia de las heces. El grado de materia seca hace también variar los hpg y dificulta su interpretación. Existen los siguientes factores de corrección

propuestos: -Bovinos, normal = 1, blanda = 1,25, y diarreica = 1,75

-Ovinos, normal = 1, pastosa = 2, líquido espeso = 3, y diarreica = 4

Actualmente se considera que estos factores complican aún mas la interpretación de los resultados y solo preferimos considerar el grado de consistencia de las heces como un dato más a registrar sin modificar el valor del hpg obtenido.

En cuanto a la distribución y el resultado de los conteos se pueden establecer algunos parámetros:

a) No es posible determinar algún valor por sobre el cual se deba recomendar el tratamiento antiparasitario; o para expresarlo de otra forma, no se puede establecer un

conteo que indique fehacientemente que se está afectando la producción. No se presenta demasiadas dudas con los conteos de hpg altos (por encima de 300-400 hpg), pero

existe una zona gris donde la interrrelación climática – nuticional – fisiológico – inmunitaria, produce importantes variaciones de los conteos que dificultan su interpretación.

b) Aunque, la distribución de los conteos en estos casos puede aportar información de utilidad. Específicamente sí, sobre la totalidad de las muestras, se presentan algunos

conteos individuales altos, podría estar indicando que la parasitosis está progresando y es manifestada por los individuos más susceptibles, o bien que algunos animales quedaron sin desparasitar. En el último caso, cuanto más cercano está el análisis al

tratamiento mejor información se obtendrá, presentando algunos conteos altos (por encima de los 200 hpg) entre los negativos o muy bajos (0 ó 60 hpg). Mientras que, si el

problema se ubica en la aplicación del tratamiento antihelmíntico, la mayoría de los animales tendrán conteos y estos serán similares. El valor predictivo del hpg como indicador de la futura contaminación de los potreros

también fue estudiado. Los análisis demuestran que los hpg realizados previamente en animales en pastoreo, son una herramienta clave en el pronóstico de niveles futuros de

infestación de las pasturas.



Finalmente, a través de hpg se puede evaluar, no solo la eficacia, de los tratamientos

antihelmínticos realizados, sino también el cuidado llevado a cabo en esta tarea por el personal de campo. Para evaluar la eficacia de un tratamiento o en caso de sospecha de

resistencia de los vermes a una droga dada, el hpg de un grupo de animales se evalúa antes y después (10-14 días) de la dosificación. Si el propósito es detectar resistencia se deben seguir los pasos recomendados a tal fin, comparando en principio lotes

dosificados con otros testigos sin dosificar con la prueba de la reducción del hpg. También mediante esta técnica se pueden diferenciar huevos de cestodos, coccidios o

huevos de otros nematodos como Trichuris spp., Capilaria spp., Strongyloides spp., u otros. Para estos huevos y otros mas frecuentes como Nematodirus, ooquistes de coccidios, etc. Estos se cuentan aparte, expresándose en hpg y no se incluyen con el

resto de los huevos de los trichostrongilidos. Otra opción es simplemente informar su presencia.

Períodos prepatentes, en días, de diferentes especies parásitos de bovinos

Haemonchus placei 18-21 días

Ostertagia ostertagi 18-23 “ Trichostrongylus axei 18-21 “

Cooperia spp. 11-14 “ Nematodirus helvetianus 21-26 “ Bunostomum phlebotomum 52-56 “

Oesophagostomum radiatum 35-41 “ Strongyloides papillosus 9 “

CULTIVO E IDENTIFICACIÓN DE LARVAS EN MATERIA FECAL

Los huevos de distintas especies de estrongilidos que parasitan rumiantes,

equinos, y porcinos, son similares. El conocimiento de la composición específica de los huevos que integran la carga parasitaria es importante pues en infecciones mixtas, la

fecundidad y poder patógeno de los parásitos es diferente. La técnica que se describe a continuación para materia fecal bovina

complementa los estudios cualitativos, y consiste en el acondicionamiento de los huevos

en la materia fecal para obtener las larvas 3, cuyas características morfológicas facilitan la identificación específica.

Tecnica de Henriksen y Korsholm modificada

a

Materiales : a

Vasos plásticos descartables de 200 ml (a)y 400(b) ml

Gasa

Tergopol

Agua declorinada b

Bandas elásticas agua

Procedimiento:

Realizar la mezcla de materia fecal - tergopol y colocar en el vaso plástico de menor tamaño.

Tapar con una gasa sujetada con una bandita elástica a la boca del vaso.

Colocar agua declorinada en el vaso de mayor volumen (b) hasta completar 2/10 de

su altura.



Colocar el vaso(a) dentro del vaso (b) de tal manera que quede el fondo del vaso (a)

hacia arriba y la boca del mismo no esté en contacto con el agua del vaso (b).

Perforar el fondo del vaso (a) con una aguja para permitir la aireación del cultivo.

Incubar en estufa a 22-25°C por 2 semanas

Pasar el contenido del vaso (a) al (b), completar con agua Tapar con una placa de Petri invertir el vaso. Agregar agua a la placa de Petri y dejar de un día para el otro. (puede realizare la técnica de Baermann para recuperación de larvas.)

Recoger el líquido de la placa de Petri con una pipeta, dejar sedimentar en heladera o centrifugar.

Recoger del fondo con pipeta una gota del sedimento y colorear con lugol

IDENDIFICACION DE LARVAS DE STRONGYLIDOS DE BOVINOS

Para su identificación las larvas de tercer estadio (infectantes) de nematodes

gastrointestinales se clasifican según su tamaño, y características morfológicas. Las claves prácticas de mayor uso consideran la que la presencia o ausencia de la vaina de la segunda muda, su forma y tamaño, el largo total del parásito, cantidad de células

intestinales y aspecto de la cavidad oral o del esófago La medida de la cola de la vaina que se menciona en la claves de identificación para

cada caso está tomada desde la cicatriz del ano de la larva 2 hasta el extremo de la cola de la vaina.

RECUPERACIÓN DE LARVAS 1 DE Dictyocaulus spp

Técnica de Baermann

Los huevos larvados de Dictyocaulus eclosionan rápidamente durante su pasaje a través de la tráquea y tracto gastrointestinal. Son las larvas las que salen junto con las heces del animal y es posible hallarlas en la materia fecal fresca.

La técnica se fundamenta en el hidrotropismo y termotropismo positivo de las mismas.

Materiales:

Embudo de vidrio de 15 cm de diámetro con un tubo de látex en su pico

Malla de alambre tejido de 15 cm de diámetro

Gasa

Pinza de Mohr

Agua declorinada

Tubo de centrífuga de 50 ml

Pipeta

Cámara de McMaster abierta para recuento de larvas

Solución de Azul de Metileno al 0,2%

Procedimiento:

Armar el dispositivo de Baermann según figura.

Llenar el embudo con agua.

Colocar en contacto con el agua la malla de alambre tejido y sobre él, la gasa con la materia fecal extendida. Si se colocan 10 gramos, el resultado podrá expresarse en

larvas por gramo de heces o LPG.

Mantener a temperatura ambiente.

Esperar 24 hs. para que se produzca la migración y descenso de las larvas.

Recoger en un tubo de centrífuga, 50 ml de sedimento.

Centrifugar 5 minutos a 2500 rpm.



Descartar el sobrenadante.

Colectar con pipeta el sedimento y colocar en la cámara para recuento.

Colorear con una gota de solución de Azul de Metileno. Las larvas de Dictyocaulus sp., se observarán vivas y de color rosado pálido en un

fondo azul con sus gránulos oscuros y refringentes en las células intestinales. Larvas de Dictyocaulus spp.

Su aspecto es robusto y corto de aproximadamente 350µm. y presentan una vaina completa cuando nacen. D. filaria muestra un “botón” brillante en su extremo anterior. Como no se alimentan nunca en el medio ambiente sobreviven a expensas de sus

reservas que aparecen como gránulos de glucógeno refringentes en su intestino, en el que no se observan células, Se incuban en el medio ambiente a 22, 24°C., en 3 a 4 días.

hasta alcanzar el estado de larva 3, que conserva las cutículas de sus dos mudas. El cultivo en el laboratorio debe hacerse en suspendiendo las larvas en agua libre de cloro, y con aireación forzada.

OBTENCIÓN DE LARVAS 3 DE ESTRONGILIDOS DE LOS PASTOS

Las larvas de estrongilidos abandonan las masas de heces cuando la humedad del suelo es suficiente. La migración autónoma de las larvas apenas supera los 60 cm desde la materia fecal, pero su dispersión es muy amplia cuando llueve o cuando la bosta es

destruida por el pisoteo. Una vez en el suelo ascienden a los pastos en ciclos diarios en la medida que estos estén mojados, pudiendo alcanzar hasta 25 cm. aunque la mayoría

se concentra en los primeros 8 cm. Por eso son más abundantes en las hojas durante tiempo lluvioso o en el amanecer cuando el rocío cubre de gotas la hierba. La tasa de infestación aumenta si se suman condiciones favorables.

En estudios epidemiológicos, en el diagnóstico de situación en brotes de parasitismo gastrointestinal de terneros, y en el control parasitológico de rodeos de invernada,

especialmente en sistemas de alta carga instantánea, resulta útil el conocimiento del nivel de infección de larvas en las pasturas, tanto para explicar una situación determinada como para predecir tendencias. Aunque en seguimientos experimentales se

pueden utilizar terneros trazadores, es rutinario evaluarla mediante el muestreo, lavado y recuperación de larvas de los pastos con la técnica que describiremos. y que ha sido

desarrollada en el Laboratorio de Weybridge, y adaptada en nuestro país en INTA CICV, de Castelar y EEA Balcarce.

Materiales:

Bolsas de polietileno de 45 x 60 cm

Cuchillo

Balanza (capacidad 5 kg - precisión 10gr.)

Tambor metálico de 60 litros con fondo cónico, tubo de goma y pinza de Mohr o Balde plástico de no menos de 20 litros (3).

Agua de canilla (sin cloro)

Detergente no iónico

Manguera para sifonar (en caso de usar baldes)

Tamiz de alambre tejido (2 mm de abertura)

Tamiz de alambre de cobre n° 400 (de 37 m. de abertura)

Probeta de 2 litros

Papel tisú (servilletas de cocina)

Tubo de centrífuga de 50 ml.



Cucharón de no más de 2 ml (medida de alícuota)

Tubo plástico de 100 ml. graduado en alícuotas según el cucharón del ítem anterior.

Solución de Lugol

Cámara abierta para lectura, de 2 ml de capacidad

Canastos de alambre tejido para secado de pasto

Estufa de secado (60 - 80°C con circulación de aire)

Toma de muestras en el campo:

Las muestras deben tomarse al amanecer cuando todavía el rocío mantiene mojadas las hojas de las hierbas, y es posible encontrar la mayor cantidad de larvas sobre ellas. El muestreo debe hacerse en todos los sectores del potrero recorriéndolo de manera de

cruzar los bordes, el centro, y sectores altos o bajos, cercanos y lejanos a las aguadas, en el transcurso del recorrido se irán tomando las sub muestras de pasto. En potreros de

sistemas rotativos divididos en parcelas podrá muestrearse una parcela. Debe tenerse en cuenta que cuanto menor sea el potrero y/o mayor la carga instantánea de pastoreo más homogénea será la distribución de las deposiciones fecales, y por ende

de las larvas. El número de submuestras a tomar debe ser numeroso (no inferior de 150), y cada una de ellas será de muy pequeña cantidad. Resulta práctico tomar cada manojo

con la mano tomándolo entre el pulgar e índice y cortándolo al ras del piso. Puede utilizarse un cuchillo. El peso del total la muestra no debería ser mayor de 1,5 kg de materia verde, pues resulta dificultoso su procesamiento posterior. El operador deberá

registrar la hora del muestreo, grado de humedad del pasto y cualquier otra observación que mejore la interpretación de los resultados.

Procedimiento de laboratorio (Método convencional):

Colocar la muestra en el tambor metálico para lavado obturando la manguera con un

tapón de goma.

Llenar con agua de canilla (sin cloro).

Agregar unas gotas de detergente no iónico.

Lavar la bolsa de polietileno en que se transportó la muestra, agregando el agua de

ese lavado.

Remover el pasto en el agua y repetir 4 o 5 veces en dos horas.

Filtrar el líquido del lavado pasándolo por el tamiz de 37 m.

Lavar el tamiz con cuidado, conservando el material retenido en el filtrado.

Repetir el lavado otras 2 veces. Puede utilizarse la misma agua filtrada.

Juntar todo el material obtenido de los lavados y concentrar por decantación. Generalmente el volumen no supera 1 o 1,5 litros, y puede dejarse toda una noche en una probeta de 2 litros.

Sifonear el sobrenadante dejando no mas de 300-400 ml., y luego homogeneizar con movimiento suave.

Armar un dispositivo de Baermann colocando sobre el embudo una malla metálica gruesa y sobre ella un trozo de papel tisú (“rollo de cocina”).

Volcar lentamente la suspensión sobre el papel cuidando que no rebalse ni el papel se rompa. El agua se irá acumulando en el interior del embudo. el barro y algún resto de

pasto quedarán retenidos en la superficie del papel.

Dejar reposar. Las larvas, al principio retenidas con el barro lentamente irán pasando

al agua por entre la malla del papel, para ir decantando en el fondo del embudo y la manguerita.



Recoger los primeros 50 ml en un recipiente adecuado a las 24 hs. Reponer con

cuidado el volumen extraído echando agua sobre la superficie del papel, y volver a recoger 50 ml a los 4 días. Si bien la primera muestra nos permitirá un diagnóstico

rápido, este debe corregirse con la segunda. Aunque la mayor parte de las larvas migran en las primeras horas, muchas no lo hacen sino en 2, 3 o mas días,

representando, a veces, hasta el 20% del total. Lavado de pasto (Método mecánico).

Para lavar el pasto se utiliza un lavarropas a turbina, que tienen un disco en un costado que tiene como unas estrías helicoidales.

Colocar el pasto en el lavarropas con agua (aprox. 20 lts.) y 10 cc. de detergente no

iónico (Merck u otro).

Lavar durante no menos de 20 minutos. Asegurarse que quede todo sumergido.

Pasar el resultante del lavado por dos tamices superpuestos (el de arriba de 60 meses

y el de debajo de 400 meses).

Una vez pasado todo el lavado, enjuagar con agua el lavarropas y también pasarlo

por los tamices.

Todo lo que se recuperó en el tamiz de 400 meshes se pasa a un vaso de precipitado

y se enjuaga el tamiz en sentido inverso con agua.

Luego pasar todo éste recuperado a una probeta de 1-2 litros (u otro recipiente

adecuado para medir el sedimento).

Dejar sedimentar no menos de 2 horas (se puede dejar toda la noche en heladera). El

sobrenadante quitarlo por sifonaje. Cuando se deja sedimentar solamente 2 horas, luego de quitar el sobrenadante, al sedimento se lo somete a una segunda

sedimentación en un recipiente más chico por dos horas más.

En esta segunda sedimentación ver lo siguiente: lo ideal es tener un sedimento de 75

cc. (max. 100 cc.). Si tengo más sedimento (lo cual es muy factible), por ejemplo 125 cc., lo llevo con agua a 150 cc., hago una muy buena homogeneización y desecho la mitad. Cuando obtengo el número de larvas, debo recordar que al

resultado lo multiplico por 2.

Recuperación de larvas por migración a través de agar

Materiales: -Agar – Agar ultra puro granulado para microbiología (Merck. Artículo 1.01613., ó

similar). -Gasa de uso hospitalario (paños de 45 x 40 cm.).

-Bandejas de chapa galvanizada (20 x 30 cm y 3 cm de altura). -Tubo de chapa galvanizada para la recuperación (37 cm. de largo x 7,5 cm. de diámetro). El extremo inferior termina en embudo, con una manguera de goma que

cierra con una llave de Mohr.

Procedimiento:

-Colocar los paños de gasa sobre las bandejas forrando con la misma todo el interior de la bandeja, y que sobren unos 3-4 cm. de gasa por cada costado. De uno de los lados

menores de la bandeja que sobren unos 10 cm. de gasa. Humedecer la gasa con un poco de agua y así lograr que la gasa se pegue al interior de la bandeja.

-Una vez obtenidos los sedimentos al volumen adecuado (75 cc.) colocarlos a baño María a 34-36 ºC.



-Se prepara el agar (3 gr. en 150 ml de agua destilada). Esto sirve para dos muestras de

75 cc. cada una). -Una vez disuelto el agar, controlar con termómetro que baje la temperatura a 48ºC. Una

vez alcanzada esa temperatura, se mezcla 75 cc. de agar con 75 cc. de sedimento. -Una vez mezclado el agar con la muestra (que la teníamos en baño María), vertirlo rápidamente sobre la gasa que teníamos preparada en la bandeja, tratando de “regar”

toda la superficie de la misma para obtener una capa delgada y uniforme de agar. -Una vez que el agar polimerizó doblar los sobrantes de gasa por sobre el agar (el lado

que tenía el sobrante de 10 cm. de gasa dejarlo sin plegar sobre el agar) y comenzar a enrollar la gasa (con el agar encima). Una vez enrollado el agar en la gasa meterlo dentro de un tubo de chapa (que termina en forma de embudo, extremo en el cual coloco

una manguera de goma con un tubo de centrífuga) con agua destilada tibia y colgarlo del sobrante de gasa de 10 cm. que dejamos fuera del rollo de agar. Se cuelga

atravesando un palito (lapicera vieja, pipeta, etc.) sobre la boca del tubo. Asegurarse que el rollo de gasa y agar no obliteren la salida inferior, o sea, que cuelgue. -Dejarlo incubando toda la noche en estufa a 25 ºC aproximadamente, ó en una

habitación calefaccionada. -Recuperar en un tubo los primeros chorros al otro día abriendo con cuidado la llave de

Mohr, y luego procesar como cualquier técnica de identificac ión de larvas. Se puede utilizar también el método de Baerman para la recuperación de las larvas.

Lectura del resultado de los lavados de pasto

Se toman alícuotas que se colocan en la cámara abierta y se examinan al microscopio

con objetivo de 10X. Las larvas se matan y colorean con una gota de Lugol. Cuando la carga de larvas es muy baja puede concentrarse el material por centrifugado.

El pasto lavado y escurrido se coloca en canastos, y se lleva a estufa de secado hasta

peso constante (cuando dos pesadas con un intervalo de 3 horas en la estufa resulten del mismo peso demostrando que lo que queda es sólo materia seca). El peso en materia

seca es la referencia para el número de larvas contadas en la muestra. La expresión final del resultado será el número de larvas por kg de pasto seco.

EXAMEN DE MUESTRAS DE SANGRE

El examen en fresco entre porta y cubreobjetos permite identificar parásitos móviles

como Trypanosoma spp., o microfilarias de Dirofilaria spp. Es útil para el diagnóstico rápido pero poco sensible y no permite ver detalles morfológicos. Exámenes de sangre fijada y coloreada puede hacerse con preparaciones en gota gruesa o en frotis. Son una

herramienta fundamental para el diagnóstico de Piroplasmosis durante el proceso agudo de la enfermedad (etapa clínica) tanto en equinos como en bovinos.

Técnicas de coloración con Giemsa

Indicada para la búsqueda de Trypanosoma sp, y Babesia sp.

Materiales:

Alcohol Metílico

Colorante de Giemsa

Solución Buffer pH 7

Portaobjetos desengrasados



Procedimiento para gota gruesa:

Colocar sobre un portaobjeto una gota grande de sangre fresca.

Extenderla en un cm por medio de una varilla de vidrio o con un portaobjeto

colocado en ángulo de 45º (este proceso provoca la desfibrinación de la sangre).

Secar en estufa a 37ºC durante 1-2 horas.

Cubrir el preparado con el colorante y dejar actuar 3 a 5 minutos (en ese lapso se suelta la hemoglobina lo que es indispensable para la observación de los parásitos).

Volcar y volver a cubrir con el colorante.

Dejar actuar durante 15 minutos.

Volcar y lavar con solución Buffer pH 7.

Secar a temperatura ambiente, manteniendo los portaobjetos en posición vertical.

Observar al microscopio con 100 X.

Procedimiento para frotis:

Colocar en el extremo de un portaobjeto una gota pequeña de sangre fresca.

Apoyar otro portaobjeto (de menor ancho) a 45º y por delante de la gota, dejar que la sangre se extienda.

Deslizar el portaobjeto vertical hacia adelante con un movimiento suave y firme, esto arrastrará la sangre en una capa fina formando un frotis.

Secar a temperatura ambiente.

Fijar el frotis con alcohol Metílico durante 3-5 minutos.

Cubrir el preparado con el colorante y dejar actuar 20 minutos.

Volcar y lavar con Buffer pH 7.


Observar al microscopio con 100 X.

DIAGNÓSTICO DE SARNA

Los ácaros de sarna son pequeños y sólo Psoroptes spp., y Chorioptes spp. pueden verse

a simple vista, no obstante son difíciles de encontrar en lesiones costrosas y crónicas. La búsqueda de los ácaros debe realizarse mediante el raspado de la piel enferma y el examen microscópico del material extraído.

Procedimiento:

Raspar con bisturí como mínimo 2,5 cm2 de la periferia de las lesiones. La piel debe enrojecerse levemente al terminar la maniobra. Si el objetivo es hallar Demodex spp.

Frotis con presencia de Anaplasma marginale

Frotis con presencia de Babesia bovis



hacer un raspaje más profundo, hasta provocar el sangrado. Para el caso de sarna

sarcóptica deben tomarse varias muestras del mismo animal de diferentes zonas del cuerpo, ya que este es un ácaro de ubicación profunda (galerías) y un muestreo

insuficiente tiene altas probabilidades de arrojar un resultado negativo.

Colectar el material en tubos de ensayo o cápsulas con tapa hermética.

Disolver las costras en uno de los siguientes clarificantes: Hidróxido de Sodio o de Potasio al 10% en frío.

Dejar actuar durante 24 horas.

Observar en una lupa con 10 X.

Nota: Los Hidróxidos pueden ser usados en caliente, llevando a ebullición en tubos de ensayo

SOLUCIÓN DE LACTOFENOL DE AMANN:

(aclarante para helmintos y artrópodos, no es útil para la disolución de costras)

(para 100 ml) Ácido láctico......................................................... 20 ml. Ácido fénico (cristales disueltos en baño María)..... 20 ml.

Glicerina............................................................... 20 ml. Agua destilada....................................................... 40 ml.

RECUPERACIÓN DE ECTOPARÁSITOS

Los piojos, Melophagus spp., garrapatas, o huevos adheridos a los pelos pueden

extraerse con pinzas, peines finos o cortando los pelos con tijera. El material extraído puede fijarse en alcohol etílico 70%.

CAPTURA Y TRANSPORTE DE INSECTOS VOLADORES Para capturar Dípteros o Hemípteros se utilizan redes entomológicas de tela o

mallas plásticas; trampas con cebos específicos; o cebos en cintas engomadas. Los especímenes capturados pueden transportarse al laboratorio en frascos que contienen

elementos impregnados con Cianuro o insecticidas; también pueden ser remitidos en recipientes con alcohol Etílico 70%.

COLORACIÓN PARA EL DIAGNÓSTICO DE Cryptosporidium spp. Coloración de Ziehl Neelsen modificada.

Se utiliza para improntas de mucosa intestinal, o de exámenes directos de materia fecal especialmente permite identificar ooquistes de Cryptosporidium spp. y ooquistes de coccidios.

COLORANTE DE ZIEHL NEELSEN (modificado):

Para preparar 1 litro de Fucsina fenicada: Fucsina básica................................... 20 g.

Alcohol etílico (puede ser 96°)...........100 ml. Disolver por agitación y agregar:

Fenol acuoso (8% en H2O)................900 ml. Dejar reposar 24 hs y filtrar.

Materiales:

Metanol

Colorante de Ziehl Neelsen



Alcohol Clorhídrico (HCl 3% en alcohol Etílico)

Azul de Metileno al 0,3%

Solución de OHNa al 10%

Procedimiento:

Homogeneizar la muestra fecal, mezclar aproximadamente 3 gr con 10 ml de solución fisiológica y filtrar con una gasa pasando a un tubo de centrífuga.

Si son heces líquidas filtrar directamente luego de homogeneizar.

Centrifugar 5 minutos a 2.000 rpm y descartar el sobrenadante.

Hacer un frotis con unas gotas del sedimento, secar al aire.

Fijar con metanol durante 1 minuto, escurrir y secar al aire.

Cubrir con solución de fucsina durante 5 minutos

Decolorar por arrastre, lavando con alcohol Clorhídrico hasta que no salga más colorante (aproximadamente 5").

Enjuagar con agua potable.

Colorear con azul de Metileno 0,3% durante 1 minuto.

Enjuagar con agua potable.


Observar al microscopio Los ooquistes toman un color rojo y el resto del preparado (incluso levaduras y

leucocitos) azul.



Práctico Nº4.

Campo. Enfermedades venéreas y diagnóstico de tuberculosis.

OBJETIVOS

Que el estudiante maneje instalaciones promedio en campos particulares, y las analice y evalúe.

Que el estudiante identifique los riesgos profesionales asociados a instalaciones inadecuadas y al manejo cotidiano del bovino para manejo de toros.

Que el estudiante profundice sus conocimientos acerca de la conducta del bovino.

Que el estudiante realice una aproximación a la revisación andrológica completa

en toros.

Que el estudiante practique toma de muestras para enfermedades venéreas en

toros.

Que el estudiante identifique materiales de trabajo y las zonas de aplicación de

pruebas tuberculínicas, y practique la prueba anocaudal con jeringas manuales y automáticas, y con material descartable y reutilizable.


CORRELATIVAS

Fundamentos de las vías de administración en bovinos.

Hipersensibilidad de tipo IV y pruebas tuberculínicas.

Anatomía y fisiología del aparato reproductor macho en bovinos.

Sujeción e inmovilización de rumiantes mayores.



INTRODUCCIÓN

Las enfermedades que afectan la reproducción en bovinos tienen un sinnúmero de

etiologías, sin embargo la brucelosis sigue siendo la principal causa de aborto en nuestro país, aunque también sigue aislándose frecuentemente trichomonas y

campylobacter en toros, a pesar de ser enfermedades muy antiguas y estudiadas. Existen también otros agentes infecciosos responsables de fallas en la reproducción que junto con los anteriores los podemos resumir en el cuadro siguiente:

Enfermedades que afectan la

distribución de la parición y el %

de preñez

Enfermedades que afectan el %

de parición

Enfermedades que afectan el %

de destete

Trichomoniasis Brucelosis Diarrea neonatal

Campylobacteriosis HVB y DVB Complejo Respiratorio

Herpes Virus Bovino (HVB) Campylobacteriosis Leptospirosis

Diarrea Viral Bovina (DVB) Leptospirosis

Listeriosis

Histofilus

Mycoplasmas

Chlamidias

Aspergillus

Neosporosis

Producen principalmente fallas

en la implantación, infertilidad

temporaria o muerte

embrionaria temprana.

ANTES DEL TACTO

Producen principalmente muerte

fetal directa o por daño

placentario.

DESPUÉS DEL TACTO

Producen muerte de terneros al

pié de la madre o en la guachera.

DESPUÉS DEL NACIMIENTO

Cuando hablamos de enfermedades venéreas, los agentes involucrados son tres,

Trichomonas, Campylobacter y HVB. Las dos que impactan principalmente en la distribución de las pariciones (aumento de la cola de parición) y en los % de preñez son

Trichomoniasis y Campylobacteriosis.

DIAGNÓSTICO DE ENFERMEDADES VENÉREAS

El diagnóstico de las enfermedades venéreas tiene varios elementos, entre ellos

la clínica, la epidemiología y el laboratorio. Podemos inferir la presencia de enfermedades venéreas cuando nos encontramos con los siguientes datos:

EN SERVICIO ESTACIONADO

En el servicio: muchas vacas que retornan al celo, muchas vacas en los grupos

sexualmente activos. Al tacto: mayor % de preñeces chicas que de grandes. Al parto: Pocas pariciones al comienzo de la temporada y muchas al final

(aumento de cola de parición).

EN SERVICIO CONTINUO

Los servicios y consecuentemente las pariciones se distribuyen normalmente en dos momentos del año, por lo tanto hay generalmente dos grupos etarios de terneros en

campos con servicio continuo sin venéreas. La aparición de enfermedades venéreas en estos sistemas implica la redistribución de las pariciones, y luego de un par de años de

presencia de venéreas se podrán observar terneros de todas las edades.



El diagnóstico de las enfermedades venéreas se efectuará de rutina en

toros, pero podemos efectuar muestreos en vacas vacías, y también en fetos, en

caso de encontrarse los mismos,

Diagnóstico de enfermedades venéreas en Machos Disponemos de tres métodos, lavajes, colecta con pistola universal y raspajes o baqueteos. Más del 95% de las revisaciones de toros se efectúan mediante raspajes o baqueteos, y es la técnica que vamos a utilizar en los prácticos a campo.

Lavado prepucial: Se coloca con la ayuda de una jeringa acoplada mediante manguera

flexible a una pipeta de inseminación artificial un volumen de 25 a 50 cc. de P.B.S. (solución buffer fosfato) profundamente en el prepucio, sujetando firmemente el orificio prepucial contra la pipeta, para evitar así la salida del líquido. Con la mano libre se

masajea en forma ascendente 20 a 30 veces el prepucio para arrastrar el smegma prepucial. Una vez finalizado el masaje, sin dejar de sujetar el orificio prepucial, se

retira lentamente la pipeta hasta alcanzar el nivel del líquido para que este salga por gravedad, directamente a tubos de Khan estériles vacíos o con medio de cultivo. Material necesario: jeringa 50 cc, pipeta de inseminación; 25-50 cc. de P.B.S,

tubos, medios de transporte.

Colecta de smegma mediante pistola universal: Podemos efectuar la recolección de smegma mediante pistola universal, de manera análoga al proceso de inseminación en vacas, pero aspirando en lugar de inyectando. El material puede remitirse en las mismas

pipetas o en los medios utilizados luego de los raspajes.

Raspaje prepucial: se utilizan baquetas de metal o plásticas (descartables o

reutilizables). Se introducen por el orificio prepucial (1) hasta el fondo del prepucio (2) y luego se hacen movimientos hacia adelante y hacia atrás en forma repetida, siempre

raspando el fondo del saco prepucial, sosteniendo con la mano libre el prepucio, y efectuando 15-20 movimientos. Luego se retiran las baquetas y se sumerge una en un tubo de Khan que contiene el medio de cultivo (para Trichomonas) y otra en el medio

de transporte formolado (para Campylobacter). Material necesario: baquetas-resorte descartables y reutilizables, tubos c/medio

de cultivo o transporte (comercial o preparado).

1

2



Diagnóstico de enfermedades venéreas en vacas vacías

Momento: Al tacto, sólo a las vacas vacías.

Muestra: Flujo cérvico-vaginal para el cultivo de Trichomona foetus, cultivo de

Campylobacter o inmunofluorescencia directa para diagnóstico de Campylobacteriosis.

Se puede tomar con pipeta de inseminación artificial plástica y pistola universal, o se acopla a la pipeta una manguerita de goma o plástico y una jeringa. Se enhebra la pipeta en el cuello del útero ayudándose con la otra mano por tacto rectal de manera análoga a

la inseminación. Una vez en posición aspiramos, y cuando observamos que el flujo cérvico-vaginal ingresó al interior de la pipeta la retiramos y sellamos sus extremos con

calor, o colocamos el mucus en medio de transporte para trichomonas, y en un tubo de khan que contenga P.B.S. formolado al 0,5% para Campylobacter. Material necesario: Pipetas de inseminación (una por vaca) y jeringa con la manguerita

adaptadora o pistola universal.

Diagnóstico de enfermedades venéreas en muestras de fetos De aborto fresco: Podemos enviar el feto completo o seleccionar las muestras, siendo de elección líquidos fetales (contenido cuajo) y pulmón. Los mismos los recolectaremos con material estéril. No enviar a laboratorio fetos momificados.

Material necesario: Jeringas, cuchillos, tijeras, pinzas y envases estériles. Recomendaciones para el muestreo correcto de toros.

1. Los toros deben permanecer 12 a 24 horas sin agua previo al muestreo, para evitar que orinen durante el proceso.

2. Es recomendable efectuar el recorte de los pelos del prepucio, especialmente si se encuentran adheridos abrojos o rosetas. Durante esta operación, como consecuencia del manoseo suelen orinar, lo que es recomendable.

3. Debemos revertir suavemente el esfínter prepucial para exponer la mucosa y colocar la baqueta sobre la misma, y no directamente sobre la piel del esfínter, evitando así contaminar exageradamente el material de muestreo.

4. En caso que orinen, debe repetirse el procedimiento, en especial el lavado. 5. Es recomendable que para investigar ambas enfermedades se utilicen dos baquetas

simultáneamente, teniendo siempre precaución de no utilizar una sola baqueta y en ese caso nunca inocular primero en el medio de transporte para campylobacter.

6. En caso de utilizar baquetas reutilizables, entre toro y toro colocar siempre las baquetas en agua hirviendo, debiendo permanecer en la misma por lo menos 1 minuto. Enfriar siempre las baquetas en agua o solución salina antes del baqueteo.

7. Nunca refrigerar la muestra para diagnóstico de trichomonas , sensible a los cambios de temperatura. Si se envía refrigerado se obtendrá un resultado falso negativo.

8. Se deben revisar simultáneamente todos los toros del lote. No efectuar muestreos parciales de toros de un mismo lote.

Los muestreos deben realizarse 30 a 35 días después de la salida del servicio por lo menos, para asegurar el adecuado descanso sexual, ya que un toro que se encuentra

trabajando puede resultar falso negativo. Se puede optar por realizar estas pruebas al momento del tacto (45 a 60 días después del servicio) o preservicio (por lo menos 45 a 60 días antes de la temporada de servicio).

Ambas opciones tienen ventajas y desventajas.



Revisación de toros al tacto Revisación de toros preservicio

Ventajas De resultar algún toro positivo, se dispone de tiempo para tratar y volver a muestrear.

Si se deben comprar toros para reponer, se pueden conseguir en

buen precio.

Si se efectúa con tiempo para tratar y reevaluar los animales tratados es conveniente.

Al haber menos tiempo entre evaluación y servicio se reducen los riesgos de

infección por robos.

Desventajas El tiempo entre muestreo y servicio es extenso y se pueden

infectar por robos (saltos de alambrado entre rodeos

vecinos).

Para reponer animales a veces no se encuentran ya animales de calidad

disponibles, o están a precios altos. Puede no alcanzar el tiempo para tratar y

reevaluar antes del inicio de la temporada de servicio.

Para el diagnóstico de enfermedades venéreas en rodeos con servicio continuo debemos planificar las actividades para las épocas de menor actividad sexual, generalmente en invierno. Se deben separar los toros de las vacas por lo menos durante 15 días, y

efectuar dos raspajes prepuciales con 7 a 15 días de intervalo. De resultar negativos se incorporar nuevamente al rodeo.

Procesamiento en laboratorio

Para campylobacter, en el laboratorio se centrifuga la muestra a muy baja velocidad durante 5-7 minutos para eliminar la suciedad que puede contener. Ese sobrenadante limpio se transfiere a otro tubo y centrifugamos a altas revoluciones durante 10 minutos

para que las bacterias en suspensión, incluyendo los campylobacter sedimenten. Luego se homogeiniza el pellet y se somete a la prueba de inmunofluorescencia directa.

Para Trichomonas, una vez ingresada la muestra al laboratorio debe sembrarse en los medios apropiados y colocarse en estufa a 36ºC. Esta muestra debe observarse bajo

microscopio a 10x tomando una muestra (una gota con pipeta Pasteur, preferentemente del fondo del tubo) y colocarla en un portaobjetos y observar morfología y movimiento

típico de la trichomona. La lectura debe hacerse todos los días durante 5 a 7 días consecutivos. Si no se observan trichomonas en ese lapso recién allí podemos considerarlo negativo.

Para considerar un toro negativo a Trichomonas o campylobacter debemos haber

obtenido al menos 2 raspados negativos consecutivos con un intervalo de 15-21 días.



DIAGNÓSTICO DE TUBERCULOSIS. PRUEBA

TUBERCULÍNICA. La reacción tuberculínica aparece en el huésped casi simultáneamente con la inmunidad antituberculosa: 3 a 8 semanas después de la infección. Utilizamos para el

diagnóstico una prueba de hipersensibilidad retardada tipo IV, mediada por células. Recordar que ésta prueba es indicativa de exposición del huésped al agente y la presencia de linfocitos de memoria.

La prueba tuberculínica no diferencia infección de enfermedad, y no existe relación directa entre la magnitud de la respuesta y el grado de avance de esa infección.

Ocurre también que una cierta proporción de animales enfermos, especialmente con lesiones muy difundidas, pierden su capacidad de respuesta tuberculínica. Son animales anérgicos (falsos negativos).

1. LAS PRUEBAS TUBERCULÍNICA Y SU INTERPRETACIÓN

1.1 Las tuberculinas

1.2 Procedimientos para la aplicación de las tuberculinas

1.3 La prueba tuberculínica de rutina

1.4 Factores a considerar en la interpretación de la prueba

1.5 La prueba cervical simple.

1.6 Interpretación de la prueba cervical simple

1.7 Prueba comparada en la tabla del cuello.

1.8 Interpretación de la prueba comparada en la tabla del cuello

1.1. LAS TUBERCULINAS

Las tuberculinas que se podrán usar para los animales son el derivado proteico

purificado de tuberculina bovina (PPD), elaborada con Mycobacterium bovis y la PPD aviar, elaborada con una cepa de M. avium.

Las tuberculinas PPD deben ser transportadas y conservadas en frío (+2 a +8 °C) y protegidas de la luz solar directa durante el trabajo de campo. Una vez utilizado parte del reactivo, debe descartarse el resto si no se va a usar en el mismo día. Éste biológico,

como todos, debe ser manejado ingresando al frasco con aguja estéril y manejando la cadena de frío correctamente.

La PPD es una suspensión de proteínas, por lo que el frasco debe ser homogeneizado cuidadosamente antes de utilizarlo, ya que de no hacerlo la concentración no será homogénea.

1.2. PROCEDIMIENTOS PARA LA APLICACIÓN DE LAS TUBERCULINAS

Instrumental: jeringas, agujas o dispositivos para inoculación y calibradores.

Las jeringas serán de pequeño volumen, manuales o automáticas, graduadas 0,1

mililitro, con agujas calibre SEIS (6), longitud de la cánula CINCO (5) milímetros, punta tipo “b” (bisel corto), o también podrán utilizarse agujas descartables de similares

características que permitan la inoculación intradérmica. Para las pruebas tuberculínicas de animales difíciles de inmovilizar, podrán usarse agujas más cortas.

La interpretación de la prueba se basa en la diferencia de medidas del pliegue cutáneo entre la aplicación y la lectura a las 72 horas, por lo que deben usarse calibres para

tomar las medidas. Los calibradores pueden ser metálicos o plásticos, y estarán graduados en milímetros.



La técnica de aplicación de la tuberculina.

a) Un ayudante debe inmovilizar al animal con una mocheta o por otros medios. b) Se deben usar sólo jeringas y agujas o dispositivos en perfectas condiciones. c) En las inoculaciones para la prueba cervical, se corta el pelo de la región a inyectar (2

cm2), se mide el pliegue con un calibrador y se registra en la planilla. d) Si la piel de la tabla del cuello o del pliegue ano-caudal está sucia, se debe limpiar el

lugar de la inyección, preferentemente en seco, y evitando el uso de desinfectantes o productos químicos que irriten la piel. e) Una vez inmovilizado el animal, limpiado el lugar de la inyección y tomada la

medición, se procede a insertar la aguja en toda su longitud en las capas superficiales de la piel. Se debe tener cuidado de no traspasar la piel con la punta de la aguja. Se debe

retirar apenas la aguja e inyectar CERO CON UN (0,1) mililitro de tuberculina. La aguja será retirada cuidadosamente y si es necesario apretando entre el pulgar y el índice la región inyectada, para prevenir la pérdida de alguna parte de la dosis. Si la inyección

fue bien aplicada, en el lugar inoculado debe aparecer una pápula.

Técnica de lectura de las pruebas.

a) Hacer la lectura a las SETENTA Y DOS (72) horas después de la inoculación.

b) Inmovilizar el animal y verificar su identidad, ya sea por el número de tatuaje, número a fuego u otra identificación indeleble. c) Medir el pliegue inoculado con el calibrador y anotar el engrosamiento, comparando

con la medida previa del pliegue, se calculara por diferencia el aumento del grosor. Toda reacción observada en las pruebas tuberculínicas debe ser anotada en un protocolo

de la prueba tuberculínica. El registro de las respuestas a la tuberculina es importante para las pruebas ulteriores del mismo rodeo y para la evaluación del plan de erradicación en el área.

d) Seguir las pautas de interpretación de cada una de las pruebas para clasificar los animales.

Clasificación de las reacciones.

N Negativo. S Sospechoso. En los establecimientos con tuberculosis comprobada, los sospechosos deberán ser considerados como positivos.

R Reaccionantes positivos.

1.3. LA PRUEBA TUBERCULÍNICA DE RUTINA (ANO CAUDAL)

La prueba tuberculínica básica operativa o de rutina será la intradérmica, aplicada en el

tercio medio del pliegue ano-caudal interno, a unos SEIS (6) centímetros de la base de la cola y en el centro del pliegue. La inyección se hará con CERO CON UN (0,1) mililitro de tuberculina PPD bovina de UNO CON CERO (1,0) miligramo por mililitro

de concentración, previa limpieza de la región, sin usar sustancias químicas irritantes. La aguja debe insertarse intradermicamente en las capas superficiales de la piel, retirarla

un poco e inyectar la tuberculina. En una inyección bien aplicada aparecerá una pápula en el sitio inoculado. La lectura de las reacciones se hará a las SETENTA Y DOS (72) horas después de la

inyección de la tuberculina, levantando la cola hasta estirar ligeramente el pliegue. En los casos de impedimento por razones climáticas u otras causas, la misma podrá hacerse

hasta VEINTICUATRO (24) horas más tarde. Con el índice y el pulgar de la otra mano, se palpa el pliegue para comprobar si hay engrosamiento, tomando la medida exacta con el calibre.



1.4. LA INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS DE LA PRUEBA

TUBERCULÍNICA DE RUTINA (ANO CAUDAL)

El Veterinario que realiza la prueba tuberculínica de rutina en un rodeo, tiene que actuar con criterio epidemiológico, tomando en cuenta la totalidad del rodeo y no interpretar

los resultados en base a los animales considerados aisladamente. En la primera prueba, cuando se desconoce si el rebaño está infectado o no, se aplicará

el siguiente criterio general: Positivo: un engrosamiento de la piel de CINCO (5) milímetros o mayor de CINCO (5)

milímetros. Sospechoso: un engrosamiento de TRES (3) milímetros o más, y menos de CINCO (5) milímetros.

Negativo: menos de TRES (3) milímetros.

En un rodeo pueden presentarse las TRES (3) situaciones siguientes:

a) En ninguno de los animales del rodeo se observan reacciones mayores de TRES

(3) milímetros. Se considerará el rodeo no infectado. b) El profesional comprueba que en el rodeo hay solamente reaccionantes de

TRES (3) milímetros a CINCO (5) milímetros y no hay animales con una reacción mayor de CINCO (5) milímetros. En tal caso se clasificará el rodeo como Rodeo Sospechoso. Para dilucidar su estado podrá optar por remitir los animales sospechosos a

sacrificio y si no se comprobaran lesiones tuberculosas en el post-mortem, se considerará el rodeo como no infectado, o proceder a una segunda prueba ano-caudal a los SESENTA (60) días de la primera, en todos los animales que acusaron reacción. La

interpretación será la siguiente: b.1. Si estos animales acusaron una pronunciada reducción en el tamaño de las

reacciones, se los podrá clasificar como negativos, siempre que en el grupo no hubiera ningún animal reaccionante positivo. Si tal fuera el caso, se considerará el rodeo como

no infectado. b.2. Si los animales presentaron el mismo tamaño de reacción se mantendrá la clasificación de sospechosos, hasta un tercer examen definitivo a los SESENTA (60)

días del segundo. b.3. La tercera prueba será concluyente y todo animal que tuviera una reacción de TRES

(3) milímetros o mayor, será clasificado reaccionante y el rodeo como infectado, a menos que los animales sospechosos fueran sacrificados y no se comprobaran lesiones tuberculosas.

c) El profesional observará en el rodeo animales con reacciones grandes, tales

como CINCO (5) milímetros o más, considerará a éste como infectado y aplicará un

criterio estricto, clasificando todos los animales con TRES (3) milímetros o más, como positivos.

1.5. LA PRUEBA CERVICAL SIMPLE

La sensibilidad de la prueba cervical es superior a la del pliegue ano-caudal, ella se aplica con el fin de obtener una mayor seguridad en la eliminación de bovinos

infectados en rodeos en los que ya se ha comprobado la infección, o para disminuir el riesgo de reaccionantes falsos-negativos. Para la prueba, el establecimiento necesita

contar con instalaciones adecuadas que aseguren una correcta sujeción de los animales. El lugar de inoculación es el tercio medio del cuello. Se corta el pelo a máquina o tijera en el lugar de la inyección, en un área de unos DOS (2) centímetros cuadrados, se mide

con un calibre el espesor de la piel haciendo un pellizco, y se registra en el protocolo. Previa limpieza se inocula intradérmicamente CERO CON UN (0,1) mililitros de



tuberculina PPD bovina (UN (1) miligramo por mililitro) y se hace la lectura a las

SETENTA Y DOS (72) horas de la inyección, midiendo con un calibrador el espesor de la piel.

1.6. INTERPRETACIÓN DE LA PRUEBA CERVICAL SIMPLE

Todo aumento de TRES (3) milímetros o más de la piel en el lugar inoculado, se

considera como positivo, un engrosamiento menor que TRES (3) milímetros se considera negativo. En esta prueba existen sólo DOS (2) clasificaciones: N* negativo y R* reaccionante positivo.

1.7 PRUEBA COMPARADA EN LA TABLA DEL CUELLO

El lugar de inoculación es el tercio medio del cuello. A un palmo de mano debajo del ligamento nucal se aplicará la PPD AVIAR, y un palmo de mano debajo de ésta se aplicará la PPD BOVINA. Se corta en ambos lugares el pelo a máquina o tijera en el

lugar de la inyección, en un área de unos DOS (2) centímetros cuadrados, se mide con un calibre el espesor de la piel haciendo un pellizco, y se registra en el protocolo. Previa

limpieza, se inocula intradérmicamente CERO CON UN (0,1) mililitros de tuberculina PPD AVIAR en el punto superior y CERO CON UN (0,1) mililitros de tuberculina PPD BOVINA en el punto inferior. Se hace la lectura a las SETENTA Y DOS (72) horas de

la inyección, midiendo con un calibrador el espesor de la piel.

1.8. INTERPRETACIÓN DE LA PRUEBA COMPARADA EN LA TABLA DEL

CUELLO

La interpretación de la prueba cervical comparativa (CC) debe estar basada en el

tamaño de la respuesta a la tuberculina bovina comparada con la aviar. A nivel individual, para interpretar la prueba comparativa, se debe considerar

reaccionante positivo, a aquel vacuno con CUATRO MILÍMETROS (4 mm) o más de respuesta a la PPD bovina que a la PPD aviar. Con más de DOS MILÍMETROS (2 mm) hasta CUATRO (4 mm) de respuesta a la PPD bovina que a la PPD aviar se lo debe

considerar Reaccionante sospechoso y con una respuesta igual o menor a DOS MILÍMETROS (2 mm) reaccionante negativo.

A nivel rodeo, se debe utilizar el diagrama de puntos (scattegram), colocando en las coordenadas los reaccionantes a PPD aviar y en las ordenadas los reaccionantes a la PPD bovina. Para cada animal se marcará un punto de intersección entre ambas

reacciones. La clasificación de cada animal depende de en qué zona del diagrama de puntos son

graficados los resultados, si en la Zona Negativa para M. bovis (N), en la Zona de Sospechosos (S) o en la Zona de Reactores (R).



SCATTEGRAM O DIAGRAMA DE PUNTOS.

Diferencia de mm PPD

Bovina

Diferencia de mm PPD Aviar

Zona +

M. bovis

Zona

sospechoso

Zona –

M. bovis



Práctico Nº5.

Laboratorio. Diagnóstico de abortos y problemas reproductivos

OBJETIVOS

Que el estudiante pueda conocer cuáles son las diferentes técnicas de diagnóstico utilizadas para estudiar las causas de abortos en rumiantes.

Que el estudiante sepa utilizar técnicas simples de diagnóstico (observación en fresco, coloraciones, serología fetal de aglutinación) y observar e interpretar

resultados de técnicas más complejas. CONOCIMIENTOS PREVIOS REQUERIDOS DE ASIGNATURAS

CORRELATIVAS

Fundamentos de distintas técnicas diagnósticas microbiológicas e

inmunológicas.



INTRODUCCIÓN

Vamos a enfocarnos en ésta guía principalmente en el diagnóstico de abortos y problemas reproductivos.

El 50-60% de los abortos bovinos permanecen sin diagnostico etiológico. Dentro del 40 al 50% con diagnóstico etiológico, los agentes infecciosos involucrados son bacterias, virus, hongos y protozoos. Las pérdidas pueden ser fallas durante el servicio, fallas en la

concepción, mortalidad embrionaria, abortos, mortalidad en el periparto y en el período neonatal.

La fuente principal de material diagnóstico a ser procesado por el laboratorio se basa en los siguientes elementos: el feto y placenta, la vaca abortada y/o vacía, el toro/semen y el medio

PARA OBTENER MAYOR PRECISIÓN EN EL DIAGNÓSTICO DEBEMOS

TENER EN CUENTA:

* Profundo conocimiento del rodeo (antecedentes sanitarios, nutricionales y del

manejo) * Datos anamnésicos completos y precisos (tipo de animales que abortan, plan

sanitario, antecedentes sanitarios, nutricionales, otros)

* Datos clínicos (retención de placenta, cuadro febril o no, metritis, tiempo de aparición del próximo celo, otros)

* Adecuada toma de muestras, su acondicionamiento y envío al Laboratorio

Es fundamental saber colectar la máxima información posible (antecedentes del rodeo, presentación clínica, alimentación, tratamientos, otros)

ESTUDIOS SEROLÓGICOS DE APOYO EN EL DIAGNOSTICO DE

PROBLEMAS REPRODUCTIVOS

Los estudios serológicos pueden acompañar al feto y la placenta, o pueden ser la única

herramienta para ac4ercarnos al diagnóstico, especialmente en aquéllos casos en que no encontramos otro indicador que la vaca sin la cría al pié.

Las opciones de las que disponemos son: MUESTREOS DIRIGIDOS: sangrar igual número de hembras abortadas y preñadas (en similar periodo de gestación que las abortadas), para analizar diferencias en los patrones

serológicos. La presencia de anticuerpos en un grupo y la ausencia en el otro puede servir de elemento orientador.

MUESTREOS PAREADOS: sangrar hembras abortadas y resangrarlas entre los 10 y 15 días posteriores (se busca observar conversión serológica). Los estudios serológicos son muy útiles para apoyar el diagnostico de Brucelosis,

Leptospirosis y Diarrea Viral. Menos útiles para el diagnostico de IBR y Neosporosis.

CÓMO ENVIAR LOS MATERIALES

Considerando el riesgo de la pérdida de fluidos y material presuntamente infecciosos a partir de fetos, se deben tomar recaudos para disminuir al máximo el riesgo de infección

a terceros. Podemos enviar el feto completo a un laboratorio de capacidad reconocida para su

necropsia y muestreo adecuado. La descomposición bacteriana en el feto no ocurre tan rápidamente como en el animal adulto por no presentar bacterias en su tracto intestinal. Preferentemente evitar congelar el feto, porque la congelación altera la vialibidad de

algunos organismos y altera los tejidos para una histopatología. Al enviar feto y/o placenta se sugiere colocarlo en una bolsa de plástico gruesa tipo

consorcio, atarla bien e incluirlo todo en otra nueva bolsa para una mayor seguridad.



Luego colocar refrigerantes congelados e incluir todo en una conservadora de telgopor

fuerte y en buen estado. Podemos incluir la placenta o parte de ella.

Si se realiza la necropsia del feto, debemos colectar las muestras que se detallan en el Ítem PROCESAMIENTO DE FETOS, las muestras para bacteriología o serología refrigeradas, las muestras para histopatología en formol al 10%.

Colocar los antecedentes del caso especificando datos del remitente, raza del rodeo y propósito (para carne o leche), cantidad de abortos y todo dato de interés. Esta

información colocarla en doble bolsa de nylon para que no se altere durante el transporte por eventuales pérdidas de fluidos.

PROCESAMIENTO DE FETOS EN EL LABORATORIO

TOMA DE MUESTRAS

Necropsia (si el feto llegara completo)

Colección de especímenes para diagnóstico etiológico o serológico:

Contenido de estomago (liquido del cuajo)

Pulmón Riñón Hígado

Sangre o exudado de cavidades SNC Miocardio

Colección de especímenes para diagnóstico histopatológico:

Pulmón

Hígado Riñón Timo

SNC Ganglios linfáticos

PROCESAMIENTO DE LAS MUESTRAS COLECTADAS

Observación con microscopio en fresco:

Contenido de estómago con luz común = esperando observar Trichomonas

Exudados de cavidades y orina de riñón con campo oscuro = esperando observar

Leptospiras

Coloraciones:

Sobre contenido de estomago: Gram, esperando observar Listeria,

Campylobacter, Gram –

Sobre contenido de estómago: Ziehl Neelsen modificado, esperando observar Brucella.

Sobre pulmón Ziehl Neelsen modificado buscando Clamidias y Ricketsias.

Inmunofluoresencia Directa:

Sobre Pulmón, Ganglios, esperando observar Virales.

Sobre riñón e hígado, esperando observar Leptospira.



Sobre Miocardio y SNC, esperando observar Neospora

Serología:

Con suero y/o exudados de cavidades (BPA para Brucella; IFI para Neospora; ELISA para Virales; Microaglutinación para Leptospira)

Aislamientos de bacterias, hongos y virus:

Se inoculan sobre placas con medios comunes y/o selectivos según la etiología bacteriana o micótica expectante

Para virus se inoculan cultivos celulares

Otras técnicas

Inmunohistoquímica sobre miocardio y SNC para Neospora

Histopatología (HE) sobre los órganos: esta técnica solo nos puede informar

si el feto fue afectado por algún agente transmisible

PCR (disponible sólo para algunas etiologías y para experimentación)

PRINCIPALES AGENTES AISLADOS COMO CAUSALES DEL ABORTO

BOVINO

BRUCELOSIS: Brucella abortus

Lesiones: Placentitis necrotizante, congestión, Bronconeumonía, pericarditis Muestras: Placenta, fluidos genitales, leche, contenido de abomaso y pulmón fetal,

suero de la vaca. Diagnóstico: cultivo y aislamiento, tinción fluido abomaso, serología, histopatología

CAMPYLOBACTERIOSIS : Campylobacter fetus Lesiones: Placentitis necrotizante, congestión, edema, necrosis de cotiledones,

bronconeumonía, hepatitis, vasculitis placentaria, meningitis. Muestras: Placenta, mucus cervical, contenido abomaso, pulmón fetal. Diagnóstico: Cultivo, IF, tinción contenido abomasal.

LEPTOSPIROSIS: Leptospira pomona, hardjo, icterohemorragiae.

Lesiones: Ictericia, hemoglobinuria, esplenomegalia, autólisis, hepatits, neumonía, nefritis intersticial. Muestras: Suero vaca abortada, doble muestreo 0 y 21 días, orina de la vaca, Fluidos y

tejidos (ojo) fetales, impronta de riñón e hígado fetales para IF. Diagnóstico: cultivo, IF, serología, IHQ, histopatología, tinciones.

SALMONELOSIS: Salmonella spp. dublin, typhimurium Lesiones: Placenta con exudado amarillento, Feto: lesiones inespecíficas.

Muestras: Placenta, órganos fetales. Diagnóstico: Aislamiento.

LISTERIOSIS: Listeria monocytogenes Lesiones: Placentitis necrotizante, Focos necróticos en hígado, bronconeumonía.

Muestras: Placenta, hígado, pulmón, contenido de abomaso fetal. Diagnóstico: Aislamiento.

TRICHOMONOSIS: Tritrichomonas foetus



Lesiones: Placentitis, bronconeumonía fetal, piómetras.

Muestras: fluidos genitales, contenido abomasal del feto. Diagnóstico: cultivo, identificación microscópica, examen directo y cultivo del

contenido abomasal y material de piómetras

NEOSPOROSIS: Neospora caninum

Lesiones: Encefalitis multifocal necrotizante, miocarditis y hepatitis, quistes en SNC, fetos momificados.

Muestras: SNC y corazón fetal, sueros y fluidos fetales. Diagnóstico: Serología (IF, ELISA, microagltinación), PCR, histopatología, IHQ.

INFECCIONES MICOTICAS- Aspergillus, Rhizopus, Mucor sp. Lesiones: Placentitis severa; bronconeumonía y dermatitis fetal.

Muestras: Placenta, pulmón, contenido abomasal, piel. Diagnóstico: Cultivo de placenta, histopatología, tinción de contenido abomasal.

HERPESVIRUS BOVINO (BHV-1)- Herpesvirus bovino tipo 1 Lesiones: inespecíficas en placenta, Feto: hepatomegalia, focos necróticos (< 0.5 mm).

Muestras: Placenta, hígado, riñón, bazo, adrenal, suero, doble muestreo. Diagnóstico: aislamiento, anticuerpos en suero y fluidos fetales, histopatología.

DIARREA VIRAL BOVINA (BVD) Virus de la diarrea viral bovina Lesiones: alteraciones congénita (hipoplasia cerebelar, pulmonar), alopecías,

retinopatías. Muestras: Placenta y tejidos fetales. Suero, dos muestreos. Diagnóstico: Aislamiento, anticuerpos en suero y fluidos fetales, histopatología.



Práctico Nº6.

Sala de necropsia. Técnicas de necropsia.

OBJETIVOS

Practico 1. Técnica de necropsia en cabras y ovejas

1- Recuperar contenidos anteriores sobre cómo se realiza una necropsia en rumiantes incluyendo: reseña, anamnesis, información clínica, técnica de

abordaje de un cadáver 2- Reconocer las características normales de los órganos

3- Reconocer lesiones, describirlas e interpretarlas patológicamente 4- Realizar la toma de muestra de órganos y líquidos para los distintos estudios

complementarios

Práctico 2. Presentación de casos. Órganos recolectados durante el año de casos

recibidos.

1- Recopilar la información sobre el caso presentado 2- Visualizar los órganos del caso, reconocer lesiones, describirlas e interpretarlas

patológicamente 3- Plantear las diferentes causas involucradas

4- Analizar las alternativas diagnósticas complementarias para resolver el caso 5- Plantear la/s solución/es para ese problema


CORRELATIVAS U OTRAS ASIGNATURAS

Material general entregado por la asignatura Patología General

Apunte “técnica de necropsia en fetos” entregado por la cátedra ETT Equinos

Fundamentos de



PROTOCOLO DE NECROPSIA

Nº:

Fecha:

Ficha Clínica Nº:

Especie: Raza: Edad: Sexo: Peso:

Propietario y Dirección:

Horas transcurridas desde la muerte: Tipo de muerte:

Historia Clínica

Diagnóstico Clínico:

Examen exterior y piel:

Sistema cardiovascular:

Sistema Hematopoyético:

Sistema Digestivo:

Sistema Respiratorio:

Sistema Locomotor:

Sistema Urinario:

Sistema Genital:

Sistema Nervioso:

Sistema Endocrino:

Otros tejidos:

Muestras tomadas:

Histopatología:

Microbiología:

Parasitología:

Toxicología:

Notas:

Diagnostico:



TÉCNICA DE NECROPSIA

Introducción

Definida en términos simples la necropsia o examen postmorten, es el examen

anatómico de un cadáver. Sin embargo si se profundiza más el concepto, cabe definirla como el examen cuidadoso y sistemático del cadáver para determinar los cambios

morfológicos sufridos por órganos, sistemas y aparatos del cuerpo a fin de establecer la causa de la muerte del individuo. La necropsia es pues, un método de diagnóstico indispensable para la mejor comprensión de las enfermedades. Por este motivo se dice

con propiedad que “la necropsia es un mensaje de sabiduría de los muertos a los vivos”. De este modo resulta que el exámen postmorten, partiendo del estudio de un cadáver,

nos lleva al estudio vital y dinámico de la enfermedad. Abrir un cadáver es entrar en la enfermedad. En la práctica médica y veterinaria la necropsia fue y sigue siendo un método científico

en el que desempeñan papeles importantísimos los conocimientos de la anatomía, fisiología, patología, clínica, etc. los que deben ser coordinados para poder llegar al fin

que se persigue con ella. El veterinario de campo se preguntará muchas veces para que hace necropsias si no es patólogo. Sin embargo, si envía al patólogo muestras adecuadas con un buen protocolo

de necropsia, este podrá brindarle una gran ayuda para el diagnóstico. El resultado del estudio histopatológico de las muestras, confirmará o rectificará el diagnóstico clínico.

En el primer caso contribuirá a aumentar su prestigio profesional; en el segundo lo ayudará a no incurrir en el mismo error. Es usual que se aduzcan como razones para no hacer necropsias en el campo la falta de

material o el temor de diseminar una enfermedad infecciosa al abrir un cadáver. En primer lugar, para realizar una necropsia solo es necesario contar con un buen cuchillo,

un par de tijeras, pinzas, guantes, una sierra corriente y, quizás, un bisturí. El temor de diseminar un proceso infeccioso es razonable hasta cierto punto. Si el veterinario está completamente seguro que se trata de una enfermedad infecciosa, como por ejemplo

antrax, y este diagnóstico fue confirmado por alguna técnica diagnóstica complementaria previo a la muerte del animal, el lógico pensar que realizar la necropsia

del animal significará un riesgo de diseminar la enfermedad sin ningún sentido, ya que tenemos el diagnóstico. Pero si este no es el caso, podrá el médico veterinario estar seguro de la causa de la muerte del animal?. Creemos que no; por eso recomendamos

siempre realizar la necropsia tomando los recaudos del caso y que surgen del conocimiento del profesional para evitar posibles diseminaciones (antrax, procesos

virales en general, etc.). También es frecuente que se invoque la carencia de personal auxiliar para no hacer necropsias en el campo. Sin embargo, la práctica ha demostrado que la voluntad y el

interés por establecer la exactitud del diagnóstico clínico pueden suplir con creces la falta de ayuda.

Es sabido que el veterinario de campo, además de la responsabilidad que le incumbe ante el dueño del animal del caso tiene una misión que cumplir de gran repercusión para la salud pública y la economía pecuaria: la prevención, el tratamiento y la erradicación

de las enfermedades que afectan a los animales, algunas de las cuales se transmiten al hombre. Conviene pues, que recurra a todos los métodos y técnicas a su alcance para

realizar un buen diagnóstico. Los estudios de necropsia más la historia clínica y los exámenes de laboratorio nos llevan a la conclusión diagnóstica.

Por otra parte, el éxito de los programas de control depende fundamentalmente del acierto del diagnóstico.



Conceptos generales

1-Revisar la historia clínica: en algunos casos, si el médico veterinario dispone de la

historia clínica completa del animal que va a someter a la necropsia, puede hacer el diagnóstico aún sin examinar el cadáver.. Lamentablemente la mayoría de las veces el veterinario se encuentra ante un cadáver sin historia ni antecedentes, por lo que está

obligado a buscarlos para orientarse en los pasos del examen que va a realizar. En lo posible, se procurará establecer los siguientes antecedentes, en orden de importancia:

a) Síntomas y signos principales b) Evolución de la enfermedad

c) Hora y día de la muerte d) Hábitos del animal, alimentación, crianza, etc.

e) Antecedentes epidemiológicos f) Tratamiento si lo hubo g) Exámenes de laboratorio

2- Anotar la identificación completa del animal

3- Examen de cadáver: Antes de empezar la necropsia se hará un examen externo minucioso del cadáver que incluirá: estado de nutrición, membranas mucosas, orificios

del cuerpo, conformación general, lesiones superficiales, capa pilosa, labios, encías, dientes, etc.

4-Comenzar con la metodología de necropsia adoptada: realizado el examen externo se procederá a abrir las cavidades. La posición en que debe colocarse el animal varía según

la especie, en particular cuando se trata de bovinos o equinos, a causa del volumen de determinadas estructuras de su aparato digestivo. Cada caso en particular se explicará

más adelante. 5-A medida que avanza la necropsia: saber distinguir entre lo importante y lo accesorio,

entre lesiones primarias y secundarias. Toda alteración que se vaya encontrando deberá ser registrada en una planilla. Para tal fin debe contarse con un protocolo de necropsia.

Alteraciones cadavéricas

Conviene conocer cuáles son para poder separarlas de los procesos patológicos.

1-La tríada mortis:

*Algor mortis: la frialdad cadavérica va apareciendo a razón de ¾ ºC por hora, aproximadamente. *Rigor mortis: la rigidez se debe a la reducción del ATP. Es muy intensa en

algunas patologías (Tétanos, muerte por esticnina, etc.) y no se presenta o es muy poco manifiesta en enfermedades caquectizantes.

*Livor mortis: es la coloración violácea que toma el cadáver en las partes declives y es un fenómeno hipostático.

2-Autólisis y putrefacción: la primera se debe a enzimas celulares y la segunda se debe a enzimas bacterianas.



3-Imbibición hemoglobínica: corresponde a la impregnación de los endotelios

(superficie interna del sistema vascular) por hemoglobina después que se produjo la lisis de los eritrocitos, tomando estos tejidos una coloración rojo vivo.

4-Imbibición biliar: Es la coloración amarillo verdoso que se observa en las vecindades de la vesícula biliar. La pared de la vesícula al entrar en proceso de autólisis se vuelve

permeable, permitiendo el paso de la bilis, tiñendo así los tejidos vecinos.

5-Pseudomelanosis: se manifiesta por un color negruzco que se debe a la combinación del ácido sulfhídrico formado por la actividad bacteriana en la putrefacción, con el hierro de la hemoglobina, formándose un compuesto llamado sulfometahemoglobina y

que es responsable de la pigmentación negra. Con bastante frecuencia se observa en el intestino en casos de hiperemia.

6-Coágulos: Cuando la circulación cesa, la sangre se coagula debido a la liberación de tromboquinasa a partir de las células endoteliales. Los coágulos sanguíneos permanecen

en el cadáver hasta que se desintegran por lisis y putrefacción. Al abrir el sistema circulatorio pueden encontrarse dos tipos de coágulos: los coágulos rojos (cruóricos) y

los coágulos blancos (lardáceos). Los primeros contienen todos los elementos de la sangre y se forman cuando la coagulación es rápida; en cambio los segundos son de formación lenta y están constituidos fundamentalmente por fibrina. Ambos tipos de

coágulos deben diferenciarse de los coágulos patológicos intravitales llamados trombos. Los coágulos son postmorten y son de superficie lisa, brillantes y sin adherencias con la

pared del vaso y son de consistencia más o menos elástica. Los trombos son friables, de superficie rugosa y están adheridos a la pared vascular.

7-Enfisema cadavérico: se debe a la formación de gas por proliferación de gérmenes gasógenos. El hígado adquiere un aspecto alveolar. El enfisema cadavérico es

responsable de la ruptura de algunos tejidos y se observa fundamentalmente en órganos cavitarios, por ejemplo en la pared estomacal.

8-Desplazamiento de órganos: especialmente del intestino. Puede suceder cuando se mueve un cadáver para cambiarlo de posición. Debe diferenciarse de las distopías

patológicas como vólvulos y torsiones, las cuales presentan trastornos circulatorios (hiperemia pasiva local aguda, edema, hemorragia, necrosis o gangrena).

9-Otros cambios cadavéricos Estas alteraciones dependen de varios factores: tamaño del animal, temperatura externa

(estación del año), protección externa por faneras, estado de nutrición, especie, etc. Así, a mayor tamaño mayor rapidez de las alteraciones debido a la menor pérdida de calor y que lleva a mayor proliferación bacteriana y actividad enzimática. A mayor temperatura

externa mayor actividad enzimática bacteriana. En verano la putrefacción es muy precoz. Por el contrario el frío retarda los procesos cadavéricos.

La protección externa de algunas especies animales, como la lana en la oveja, retarda el proceso de enfriamiento y favorece a los procesos de putrefacción. La especie, por la composición y calidad de sus tejidos, también es importante en la

rapidez de la descomposición, así la carne del cerdo es blanda y húmeda, propicia para la proliferación de gérmenes. Por último, a mayor estado de nutrición, mayor es la

velocidad de la putrefacción.



Conociendo todos los posibles cambios postmorten y sus diferentes factores podemos

determinar aproximadamente cuando ocurrió la muerte del animal.

A medida que se avanza en la necropsia es necesario ir escribiendo todo lo que se observa sin usar ningún término diagnóstico. Sólo describir objetivamente las lesiones. De esta forma nos queda una descripción de lo visto y no un diagnóstico que a veces

puede ser equivocado. Un prosector no debe omitir en su examen ni aparatos ni órganos, ni lesiones. Pero si no

sigue un método estricto de necropsia siempre tendrá que lamentar olvidos. Comienzo de la necropsia

*Incisión primaria: incidir piel desde la unión de las dos ramas del maxilar inferior hasta el ano. En caso de animales machos, yeguas y rumiantes hembras adultas

debemos bordear los órganos genitales *Incisiones secundarias: para la separación de la piel efectuamos cortes

perpendiculares a la línea

media en cada región axilar e inguinal (Fig. 1).

*Estabilización del animal: En animales de tamaño medio a pequeño los

ubicamos en decúbito dorsal y desarticulamos con corte

de cuchillo las articulaciones coxofemorales y axilares, esta última separando ambas

escápulas de la parrilla costal. Revisar los ganglios

linfáticos de ambas regiones. *Retirar toda la piel e ir examinando todo el tejido celular subcutáneo.

Cavidad torácica

*Cortar el esternón desde su extremo anterior con el cuchillo paralelo a la mesa

de trabajo incidiendo los cartílagos esternales de ambos lados a la vez levantando el esternón a modo de “tapa”, cuidando de no lesionar los órganos subyacentes.

*Observar el colapso normal de los pulmones, presencia de exudados y demás

patologías. *Para retirar los órganos torácicos debemos realizar corte paralelos a las remas

de la mandíbula por su cara interna (en forma de “V”) (Fig. 2 y 3). *Con la ayuda de los dedos extraer la lengua hacia fuera y desarticular el hueso

hioides y se continúa con la ayuda del cuchillo con la extracción de la tráquea y esófago

a lo largo del cuello hasta la entrada del tórax (Fig. 4). *Se liga con hilo el esófago a nivel del hiato esofágico y se corta el mismo por

sobre la ligadura y se extrae el conjunto de pulmón y corazón.

Fig. 1. Incisiones primarias y secundarias en la piel de un perro.



Fig. 2. Incisiones en “V”

intermandibulares (Izquierda)

y extracción de la lengua

(derecha).

Fig. 3. Lengua extraída

luego de hacer las

incisiones

correspondientes

Fig. 4. Extracción del conjunto

de lengua y tráquea (equino).



Cavidad abdominal

*Para la exposición de las vísceras abdominales se hace un corte siguiendo la línea media desde la apófisis xifoide hasta la sínfisis pubiana, cuidando de no incidir

ningún órgano subyacente. *Luego cortar los músculos abdominales paralelos al borde de la última costilla. En este momento se revisa el peritoneo, la posición de las vísceras, presencia de líquido,

etc. (Fig. 5). *Cortando los ligamentos gastrofrénico y gastrohepático, liberamos el estómago.

Con ligera tracción cortamos las inserciones mesentéricas en la región sublumbar y así se separa todo el paquete visceral hasta llegar a la entrada de la cavidad pélvica, dejando en su lugar riñones, adrenales y útero si correspondiera.

*Hacemos doble ligadura en el recto, cortamos y así extraemos todo el paquete de vísceras abdominales incluyendo además al bazo.

Cavidad craneana Carnívoros:

Debemos hacer tres cortes *Un corte transversal ligeramente hacia atrás de los procesos supraorbitarios y continuarla ventrolateralmente hacia el arco zigomático.

*Un corte lateral que parta desde la terminación del corte anterior hasta el foramen magno. Repetir este corte del lado opuesto.

*Levantar el casquete óseo de adelante hacia atrás *Después de la observación de la duramadre, cortarla con tijera e invertir la cabeza para que el cerebro descienda por gravedad. Cortar con tijera las fijaciones del

cerebro (nervios olfatorios, ópticos, etc.) hasta que el cerebro caiga.

Fig. 5. Apertura de abdomen (perro).



NECROPSIA EN GRANDES ESPECIES

Los procedimientos son similares. Vamos a marcar solo las diferencias con las pequeñas especies.

*En bovinos (y rumiantes grandes en general) colocamos el animal en decúbito lateral izquierdo. De esta forma el rumen nos queda hacia abajo facilitándonos así la observación y manipulación de las vísceras mas pequeñas.

*Realizamos los cortes de piel como se describió para pequeñas especies y desarticulamos solo los miembros derechos (Fig. 6).

*Luego incidimos los músculos abdominales para exponer las vísceras para su observación (Fig. 7).

*En equinos, algunos autores recomiendan realizar la necropsia en decúbito

lateral derecho para facilitarnos la observación y manipulación del ciego y colon mayor; aunque se puede realizar también sin inconvenientes en decúbito lateral izquierdo. *Realizamos los cortes de piel como se describió para pequeñas especies y

desarticulamos solo los miembros izquierdos (Fig. 8).

Fig. 6. Incisiones en piel (izq.) y posterior desarticulado y cuereado en un rumiante (der.). Decúbito lateral izquierdo.

Fig. 7. Incisiones de los

músculos abdominales por

detrás de la última costilla y

por la línea media abdominal.



*La apertura de la cavidad abdominal se realizará como se describió para rumiantes

(Fig. 9).

Cavidad craneana Rumiantes:

*Hacer un corte transversal en el límite anterior de la cavidad craneana (a nivel de los agujeros supraorbitarios.

*Un corte desde lateral desde la parte superolateral del agujero occipital hasta el foramen supraorbitario (donde culminaba el corte anterior). Este corte se repite del otro

lado. *Luego se procede como en caninos.

Equinos:

*Hacer un corte transversal profundo inmediatamente detrás de los márgenes

posteriores de las orbitas (Fig. 10).

Fig. 9. Apertura abdominal en el equino. Decúbito lateral derecho.

Fig. 8.



*Hacer dos cortes laterales que partan desde el agujero magno hasta juntarse por

delante con el corte transversal (Fig. 11).

*Luego se continúa como se describió para caninos (Fig. 12).

Fig. 10

Fig. 11

Fig. 12



INSPECCIÓN DE SISTEMAS

Digestivo

*Dejar el tracto gastrointestinal para ser abierto al final de la necropsia para evitar contaminación de tejidos e instrumentos.

*Examinar toda la cadena ganglionar mesenterial *Para examinar el tracto gastrointestinal podemos separarlo en sus diferentes

porciones. Para ello podemos acomodarlo sobre la mesa o el piso de la sala de necropsia (Fig. 13). *El estómago se corta por su curvatura mayor.

*El resto del sistema puede abrirse completo (se recomienda) o abrir longitudes representativas de duodeno yeyuno e íleon. La apertura debe hacerse por la línea de

inserción del mesenterio para evitar cortar las placas de Peyer, posible asiento de lesiones. *Abrir la válvula ileocecal y ciego, colon y recto.

Fig. 13. Apertura del sistema digestivo de un equino.



*Observar la superficie del hígado e

inspeccionarlo por palpación. *Abrir la vesícula y

observar e inspeccionar su contenido y pared.

*Hacer cortes foliados de 1 cm. de espesor para observar su

parénquima. *Si fuese posible

abrir con tijera los canalículos biliares. *En el caso de los

rumiantes los preestómagos pueden abrirse como muestra la Fig. 14.

Respiratorio

*Laringe: se abre con tijera (o costótomo en grandes especies) y se inspecciona

su superficie (exudados, hemorragias, etc.) *Los pulmones se separan del corazón. El parénquima se examina por inspección, palpación e incisiones longitudinales. Es conveniente tener frascos con agua

a mano para pruebas de docimasia. *La tráquea y el árbol bronquial se abren con tijeras y se inspeccionan.

Urinario

*Primero se observan in situ.

*Luego se procede a su extracción con la ayuda de un cuchillo. *Luego se extrae la cápsula también con la ayuda de un cuchillo o bisturí.

Observar la superficie de los riñones (Fig. 15). *Cortar los riñones en forma longitudinal. Observamos la corteza y la médula (Fig. 16).

*Luego hacemos cortes transversales para inspección del parénquima. *La vejiga y uretra se abren longitudinalmente para la inspección de su mucosa.

De igual forma se procede con el útero.

Fig. 14. Apertura de los preestómagos.

Fig. 15. Extracción de la cápsula renal. Fig. 16. Apertura longitudinal del riñón para la observación del

parénquima.



SNC

*Macroscópicamente aporta muy pocos datos. Una vez hecha la extracción del mismo como se explicó anteriormente se procede a observar su superficie, palpar

cuidadosamente. *Para inspeccionar el parénquima se realizan cortes transversales foliados de 1 cm. de espesor (Fig. 17).

Corazón

*Para abrir el ventrículo derecho, sostener el corazón con la mano izquierda de

modo que el lado izquierdo del corazón mire hacia Ud. *Hacer una incisión partiendo del tronco pulmonar hacia el ventrículo derecho, junto al septum interventricular.

*Abrir el tronco pulmonar desde su bifurcación. Examinar las válvulas semilunares (Fig. 18).

*Girar el corazón con su lado derecho hacia Ud. Continuar la incisión siguiendo

el septum interventricular hacia el atrio derecho.

Fig. 17. Extracción e inspección del sistema nervioso central.

Fig. 18



*Abrir el ventrículo derecho y aurícula derecha y examinar la válvula

atrioventricular (Fig. 19).

*Abrir el atrio y ventrículo izquierdo mediante una incisión recta y examinar la válvula atrioventricular

izquierda y la abertura de las venas pulmonares (Fig. 20).

*Abrir la aorta insertando el cuchillo bajo la cúspide septal de la válvula atrioventricular

izquierda dejando así expuestas las válvulas semilunares aórticas el endotelio vascular (Fig. 21).

Fig. 19

Fig. 20

Fig. 22



*Otra forma más sencilla de inspeccionar el órgano es haciendo cortes con tijera entrando por

vena cava siguiendo la dirección de la circulación sanguínea (Fig. 22).

DESCRIPCIÓN DE UNA LESIÓN

Se realiza basándose en los postulados descriptivos de Rokitansky

FORMA: designar con formas geométricas como triangular, cuadrangular, redondeado, ovoide, romboidal, etc. o bien haciendo comparaciones con objetos conocidos como piriforme, filiforme, fungiforme, etc.

TAMAÑO: todos los caracteres cuantitativos deben ser dados según el sistema métrico

o bien pueden hacerse comparaciones con objetos conocidos. COLOR: para designar con precisión las tonalidades de un color conviene hacer

combinaciones, por ejemplo: blanco amarillento, amarillo verdoso, o agregar después del color las cualidades de oscuro, claro, pálido, brillante, etc.

CONSISTENCIA: puede ser firme, dura, blanda, compresible, elástica, friable, crepitante, etc.

SUPERFICIE DE CORTE: para ver si la lesión profundiza o no en el parénquima, si

los bordes coaptan, si resume líquido o no, etc. OLOR: para designar un olor puede también usarse comparaciones con olores típicos o

conocidos o utilizar el adjetivo apropiado.

BORDES: definidos, irregulares, difusos, etc. SUPERFICIE: lisa, rugosa, irregular, sobreelevada, deprimida, etc.

"Siempre que hacemos una descripción de una lesión nunca usar términos

científicos o técnicos. Simplemente debemos usar palabras de uso corriente de tal

forma que si nos escucha una persona que no pertenezca a ninguna rama de la

medicina se imagine lo que le estamos describiendo lo más parecido a como la

vemos nosotros"

Fig. 21

Fig. 22



Diagnóstico anatomopatólogico.

Este diagnóstico agrupa la patología observada y el órgano afectado. Ej: “yeyunoileitis

hemorrágica aguda generalizada”. Nos estaría indicando un proceso inflamatorio (itis), con un exudado de características hemorrágicas, con un curso agudo y que afecta a la totalidad de yeyuno e ileon. Con este diagnóstico debemos analizar las posibles causas

de esa patología (enfermedades clostridiales, intoxicaciones, coccidiosis, etc…) El diagnóstico anatomopatológico requiere de un proceso mental más complejo. Es la

descripción de las alteraciones, el análisis objetivo de un cambio, que por sí solo no tienen significación patológica alguna si no se sintetizan las alteraciones observadas (color, volumen, consistencia, etc.) y se las compara mentalmente con alteraciones

similares que el observador guarda en su memoria. Por tanto, cuanto mayor experiencia tenga el observador con mayor facilidad y eficiencia desarrollará este proceso de

síntesis. Puede darse el caso, y se da con frecuencia, de que el observador esté en frente de una lesión cuyas características no concuerden con ninguna de las que conoce. En esta situación no está obligado a hacer el diagnóstico, lo que no debe ser motivo de

vergüenza para ningún patólogo y menos para quién no lo es; mas grave sería hacer un diagnóstico equivocado. Sin embargo, sí está obligado a hacer una buena descripción.



Práctico Nº7.

Campo. Mastitis y calidad de leche. Sanidad en sistemas de crianza

artificial.

OBJETIVOS

Que el estudiante obtenga conocimiento generales sobre instalaciones de ordeñe

y manejo que incidan en la salud mamaria.

Que el estudiante ejecute una rutina de ordeñe.

Que el estudiante efectúe una correcta toma de muestras para análisis de leche.

Que el estudiante adquiera conocimientos prácticos sobre remisión de muestras

para estudios bacteriológicos y químicos de leche.

Que el estudiante conozca los diferentes sistemas de crianza, con énfasis en los

aspectos que inciden en la presentación de las principales enfermedades de la cría.

Que el estudiante efectúe todas las maniobras para toma de muestras, toma y

registro de constantes, control de hidratación, rehidratación oral en terneros.


CORRELATIVAS

Fundamentos de fisiología e inmunología de la glándula mamaria.

Constantes fisiológicas en terneros.

Fármacos de uso corriente administrados por vía intramamaria.



TOMA DE MUESTRAS EN TAMBO

LECHE DE TANQUE

La muestra de leche de tanque debe ser representativa del total de leche del tanque y debe ser correctamente acondicionada y remitida para no afectar los resultados de los

estudios posteriores. Las muestras de leche de tanque de frío sirven para realizar los siguientes estudios: Inhibidores (antibióticos y desinfectantes), Índice crioscópico (aguado), Calidad

Sanitaria, que se infiere por el Recuento de Células Somáticas (RCS), indicador de mastitis subclínica, y el PAL para vigilancia de brucelosis, y la Calidad Microbiológica,

que se mide en Unidades Formadoras de Colonias (UFC), y por último para efectuar Bacteriología de agentes productores de mastitis (se cuantifica Staphylococcus aureus, Streptococcus agalactiae, Streptococcus ambientales, Coliformes) .

ÍNDICE CRIOSCÓPICO: Mide la presencia de agua (aguado) y se evalúa mediante el

punto de congelación de la leche y se mide en ºC.

PRESENCIA DE INHIBIDORES: Son los residuos de medicamentos, desinfectantes o

de detergentes en la leche. Estas sustancias interfieren directamente con la calidad de la leche y con los procesos industriales, además, constituyen un

riesgo para la salud pública. Por lo tanto, la presencia de inhibidores lleva a su descarte y a la correspondiente sanción al productor. Se evalúa como Positivo (Presencia) o Negativo (Ausencia). Se utiliza como prueba tamiz un kit denominado delbotest (el

fundamento del mismo es similar a la antigua técnica del yogur). RECUENTO DE CÉLULAS SOMÁTICAS (RCS): Indicador de calidad sanitaria, nos

sirve para estimar Mastitis Subclínica.

UNIDADES FORMADORAS DE COLONIAS (UFC): Determina la cantidad de bacterias vivas totales que posee la leche (indicador de calidad higiénica).

Envases para recolección de la muestra:

Deben ser resistentes a la ruptura, con cierre hermético. Esterilizado y conservado en su

envoltorio original para aseguramiento de esterilidad. Cucharón o bastón saca muestras:

Debe estar siempre limpio y seco (lavarlo con detergente alcalino todos los días, y ácido 1 o 2 veces por semana). Antes de introducirlo en la leche se “flamea” usando alcohol puro (96°) y prendiendo fuego. Una vez consumido el alcohol y apagada la llama está

listo para usar.

Materiales para la conservación:

Conservadora de tergopol o material similar, limpias y con cierre hermético.

Refrigerantes en gel o similares.

La muestra podrá ser conservada utilizando productos químicos apropiados, autorizados a los fines de los análisis que se realizarán sobre dicha muestra, y refrigeración.

Identificación:

Deberá realizarse con un marcador indeleble (al solvente), preferentemente sobre una etiqueta. La identificación deberá ser unívoca, rastreable respecto de otros registros y

legible.



Procedimiento para la toma de muestras de tanque

1. Agitación:

Si el agitador estuvo girando durante todo el tiempo que duró el ordeñe, se puede tomar la muestra inmediatamente; en el caso en que el agitador no haya estado funcionando, o

la muestra sea tomada lejos de la finalización del mismo, se debe poner en marcha el agitador durante 5 minutos para tanques de menos de 5500 lts. ó 10 minutos para tanques de más de 5500 lts.. Si no existiera agitador mecánico se debe homogeneizar

con el agitador manual del tambo

2. Toma de la muestra:

Abrir la tapa del tanque.

Abrir el envase y sostener la tapa con la misma mano. Introducir el cucharón dos veces en la masa de leche volcando la leche dentro del tanque.

Tomar la muestra introduciendo el saca muestras como mínimo 15 a 20 cm por

debajo del nivel de leche del tanque.

Volcar el contenido de la leche dentro del envase evitando derrames.

Completar ¾ partes del envase.

Cerrar herméticamente. Nota: Cuando se toma la muestra evitar las corrientes de aire, no fumar ni hablar mientras esté abierto el frasco.

3. Mantener la muestra refrigerada hasta la llegada al laboratorio.

Recuerde

NO tomar muestras de la superficie de la leche NO tomar muestras de la manguera de descarga del camión ni de la canilla de desagote

del tanque.



MUESTRAS PARA CONTROL DE MASTITIS CLÍNICA Y

SUBCLÍNICA LECHE DE VACA O CUARTOS:

Se efectuará muestra compuesta (de los 4 cuartos en un solo envase) para estudios de

RCS individual y bacteriología. Las muestras de cuartos se utilizan para Mastitis Clínicas. El procedimiento es el mismo.

Materiales:

Tubos esterilizados con cierre hermético.

Algodón y alcohol de 70º, puede prepararse con la siguiente proporción: 1000 ml de alcohol de 96º + 408 ml de agua destilada.

Gradilla o frascos de boca ancha para ubicar los tubos.

Conservadora de tergopol limpia, seca y con cierre hermético.

Refrigerantes.

Marcador indeleble(al solvente).

Procedimiento:

1-El pezón a muestrear debe estar limpio y seco. 2-Con una torunda de algodón embebida en alcohol de 70° frotar y limpiar bien la

punta del pezón. (Sobre todo el esfínter). 3-Luego ordeñar algunos chorros al piso y después dentro del tubo. TRATE DE NO TOCAR LA BOCA DEL TUBO. Tapar el tubo.

4-Con un marcador indeleble anotar el número de la vaca y el cuarto sobre el tubo. Si se toma una muestra compuesta de los 4 cuartos, recoger la leche de todos los cuartos en el

mismo tubo. 5-colocar la gradilla con los tubos en la conservadora con abundante cantidad de refrigerantes, y remitir al laboratorio dentro de las 24 hs. Las muestras pueden ser

congeladas en freezer por un período no mayor a cuatro semanas. En tal caso consignar en el envío que las muestras han sido congeladas.

IMPORTANTE

LLENE EL TUBO CON LECHE SOLO HASTA LA MITAD. Esto permitirá la

correcta agitación de la leche antes de la siembra, prevendrá accidentes si fuera necesario congelarla.

Evite usar frascos de boca ancha para muestras de cuartos, dado que el tamaño de la boca aumenta las posibilidades de contaminar la muestra durante su recolección.



MUESTRA DE AGUA:

Materiales

Frascos esterilizados con cierre hermético o bolsas especiales para recolección

de muestras de agua.

Algodón y Alcohol de 96º .

Conservadora de tergopol limpia, seca y con cierre hermético.

Refrigerantes

Procedimiento:

1. Limpiar por dentro y por fuera con una torunda de algodón embebida en alcohol de 96°, La canilla o caño de donde se tomará la muestra. 2. Mojar todo con alcohol de 96° y prender fuego.

3. Cuando se apague el fuego. se abre el grifo y se deja “correr” el agua durante 1 minuto. Luego se cierra el grifo.

4. Con cuidado destapar el frasco y sostener la tapa con la misma mano, sin tocar la boca ni la tapa del lado interno. 5. Abrir la canilla, colectar el agua y tapar el frasco.

6. Conservar en frío y remitir al laboratorio. La muestra debe ser procesada dentro de las 24 hs.

Nota: la cantidad de muestra necesaria para determinación microbiológica de potabilidad es de 500 ml por punto de muestreo (p.e: tanque, perforación, etc.)

California Mastitis Test (CMT) Equipo

Se toma una muestra de leche de cada cuarto en una paleta de CMT limpia. La paleta tiene cuatro pequeños compartimientos marcados como A, B, C, y D para identificar los

cuartos de los que proviene cada muestra. La solución CMT debe ser reconstituida de acuerdo a las instrucciones del producto.

Procedimiento

Paso 1: Tome una muestra de leche directo a cada pocillo. Para establecer la cantidad a

procesar (2cc) coloque la paleta en posición casi vertical, o hasta que la leche se nivele con las líneas marcadas en los pocillos.

Paso 2: Agregue igual cantidad de solución CMT a cada compartimiento (2 cc). Paso 3: Rote la paleta con movimientos circulares hasta mezclar totalmente el contenido. No lo mezcle por más de 10 segundos.

Paso 4: “Lea” rápidamente la prueba. La reacción visible desaparece en unos 20 segundos. La reacción recibe una calificación visual. Entre más gel se forme, mayor es

la calificación. Lectura del CMT

N = Negativo (No Infectado). No hay gelificación de la mezcla. T= Trazas (Posible Infección). Ligera gelificación de la mezcla.

La reacción “Trazas” parece desvanecerse con la rotación continua de la paleta. Nota: Si en los 4 cuartos se leen “trazas”, no hay infección. Si en uno-dos cuartos se leen “trazas” y en los otros no, hay posible infección.

1= Positivo Débil (Infectado). Definido espesamineto de la mezcla, pero sin tendencia a formar gel. Si la raqueta se rota por más de 20 segundos, el espesamiento puede

desaparecer.



2= Positivo Evidente (Infectado). Inmediato espesamiento de la mezcla con ligera

formación de gel. Mientras la mezcla se agita, esta se mueve hacia el centro de la copa, exponiendo el fondo del borde externo. Cuando el movimiento se detiene, la mezcla se

nivela y cubre todo el fondo de la copa. 3= Positivo Fuerte (Infectado). Hay formación de gel y la superficie de la mezcla se eleva (como un huevo frito). Esta elevación central permanence aún después de detener

el movimiento de rotación de la paleta de CMT. La paleta debe lavarse después de cada prueba.

Interpretación de los grados del CMT

El grado de CMT está directamente relacionado con el promedio del conteo de células

somáticas. En esta tabla se muestra como están relacionados.



Revisación clínica de pezones y ubres.



CRIANZA ARTIFICIAL. Los diferentes tipos de crianza artificial de terneros presentan ventajas y desventajas, que podemos resumir en el siguiente cuadro

SISTEMA DE

CRIANZA


ESTACAS Evita contacto entre animales.

Control individual

Control del consumo

Económica

Inclemencias climáticas

Necesita rotaciones

JAULAS Evita contacto entre animales.

Control individual

Control del consumo

Mejor reparo ante inclemencias

Costo de los implementos

Necesita rotaciones

COLECTIVA No hay que rotar

Facilita el trabajo

Mejor reparo si hay cobertizo

Contacto y cohabitación.

Deficiencia en reconocimiento de

enfermos

Sin control de consumo de

Balanceado

VACA AMA (Casi en

desuso)

Temperatura de la leche ideal.

No hay rotaciones

Facilita el trabajo

Deficiencia productiva.

Cohabitación y contagio

Sin control de consumo de

Alimento

Recorrida de instalaciones.

Observaremos alguno de los principales métodos de crianza artificial, estacas, jaulas o

corrales. 1. Recorida. Observación de puntos críticos.

Suelo, reparo, sombra, humedad, higiene, etc. Influencia de éstos factores en las principales enfermedades de la crianza artificial.

2. Explicación de la rutina por el guachero/a

Adaptación del ternero. Tipo de alimento, forma de administración, cuidados.

Detección de enfermos. Tratamientos. Manejo del ambiente.

3. Maniobras de sujeción en terneros. Forma de tomar constantes (cardíaca,

respiratoria, Tº) Repasar de fisiología y semiología.

4. Trabajo en grupos de 5 estudiantes:

Revisación general. Constantes. Tº, FR, FC, mucosas. Presencia de secreciones en nariz y ojos. Muestra de materia fecal.

Revisación de ombligo – desinfección. Iodados y curabicheras. Muestra de sangre de yugular.

Sondaje para hidratación. Reconstitución de sales. 5. Trabajo en conjunto. Test glutaraldehido. Refractometría.



REHIDRATACIÓN. El primer paso al abordar un problema digestivo en guacheras debe incluir la revisación clínica y la inmediata atención de los terneros deshidratados. Debemos calcular el

porcentaje de deshidratación y calcular los volúmenes a reponer. Para estimar la deshidratación podemos ilustrar con éste esquema:

Por encima del 8% de deshidratación debemos optar por la rehidratación parenteral, por

debajo podemos rehidratar mediante sondaje esofágico. Para el sondaje podemos trabajar con el ternero en estación o en decúbito. Se

recomienda en estación. 1- Reconstituir las sales rehidratantes, en bidones o botellas descartables de 2 litros,

con agua.

2- Agitar hasta la disolución total. 3- Adaptar la sonda al bidón o botella.

4- Con el bidón o botella pico hacia arriba, por debajo del nivel de la cabeza del ternero, colocar la sonda, con especial atención a que la misma sea deglutida una vez que llega a la faringe. Controlar la ubicación en esófago mediante palpación

y controlar que no salga aire por la manguera o que la misma se empañe, señal de colocación en tráquea. Normalmente, en este caso en un ternero no deprimido

desencadena reflejo tusígeno. 5- Elevar el bidón o botella por encima de la cabeza del ternero, y colocarlo pico

para abajo para permitir el paso del líquido.



FÓRMULAS REHIDRATANTES CASERAS

- Radostis y col. (1975) - Jones y col (1977)

Cloruro de sodio 117 gr Cloruro de sodio 22 gr

Cloruro de potasio 150 gr Gluconato de calcio 4,5 gr

Bicarbonato de sodio 168 gr. Sulfato de magnesio 1,2 gr

Fosfato bipotásico 135 gr Fosfato monopotásico 17,5 gr

Utilizar 5,7 gr de la mezcla cada 1000 ml de agua,

agregar 50 gr de glucosa por litro.

Dar 150 ml/kg PV cada 24 hs, en 3-4 tomas.

Glicocola 42,4 gr

Glucosa 111,2 gr

Agua csp 4000 ml

Administrar 1 litro 2 veces por día.

- Hartman y col (1981) - Hamilton

Cloruro de sodio 4,8 gr Cloruro de sodio 113,6 gr

Bicarbonato de sodio 4,8 gr Cloruro de potasio 50,3 gr

Glucosa 20 gr Bicarbonato de potasio 108,9 gr

Glicocola 10 gr Glucosa 535,1 gr.

Agua c.s.p. 1000 ml Glicocola 223,0 gr

Total 1030,9 gr.

Pesar 38,2 gr de dicha mezcla y disolver en 1000 ml de agua

- Phillips (1982) (fórmula casera)

Glucosa 60 gr

Caldo de carne 320 gr

Bicarbonato de sodio, 2 cucharaditas de té

Cloruro de sodio, 1 cucharadita de té

Cloruro de potasio, 1 cucharadita de té

Agua c.s.p. 1900 ml

Esta mezcla aporta 48 mEq/1 bicarbonato y 31 mEq/l de potasio.



CONTROL DE LA CALIDAD DEL CALOSTRADO

TEST DE GLUTARALDEHÍDO

Es una prueba de inmunidad a campo que permite reconocer el estado inmunitario del ternero. La técnica se fundamenta en la coagulación de las proteínas del suero sanguíneo

por el glutaraldehído. Materiales

Suero problema

Tubos de hemólisis

Reactivo glutaraldehido

Técnica

1. Extraer 10 ml de sangre de la vena yugular del ternero y volcar en un tubo de ensayo

rotulado 2. Dejar que la sangre coagule para separar el suero

3. Para la prueba colocar 0,5 ml de suero en un tubito y agregar un gota de reactivo de glutaraldehído. Agitar y observar cada 15 minutos, durante una hora. Resultados

1. Que se forme un coágulo o gel sólido (reacción positiva) 2. Que no se forme el coágulo (reacción negativa)

3. Que el coágulo tenga consistencia de miel, ni sólido ni líquido (reacción dudosa) La formación del coágulo, o reacción positiva, en los lapsos de lectura indican cuál es ese estado inmunitario y el valor de Ig estimados.

3 - 15 minutos 15 - 30 minutos 30 - 45 minutos 45 - 60 minutos

Más de 12 mg/ml De 10 a 12 mg/ml De 8 a 10 mg/ml De 6 a 8 mg/ml Excelente Muy bueno Bueno Límite

Las reacciones dudosas o negativas después de los 60 min. indican valores de Ig por debajo de 6,0 mg/ml, o sea hipogamma o agammaglobulinémico.



REFRACTOMETRÍA:

Este método no mide inmunoglobulinas, sino que relaciona las proteínas séricas totales con la concentración de inmunoglobulinas.

Esta es una muy buena prueba para evaluar la transferencia de inmunidad pasiva en terneros a pesar del inconveniente en cuanto al momento de determinación, dado que la

edad y la hidratación del ternero deben ser consideradas. Se debe aplicar en terneros de no más de 72hs de vida, dado que en terneros mayores puede haber absorción de proteínas de origen alimentario que podrían interferir en los

resultados. El otro aspecto importe a considerar es el estado de hidratación de los terneros, pues un efecto de hemoconcentración podría conducir a errores de

interpretación de la prueba. Una concentración de proteína del suero de 5.2 g/dl es equivalente a una concentración de IgG de 1000mg/dl.

El criterio del punto final a aplicar es el siguiente: En terneros clínicamente enfermos 5,5 g/dl.

En terneros sanos, hidratados se puede aplicar un punto final mínimo o mayor a 5,2 g/dl de proteína sérica la cual se correlacionaría con una adecuada transferencia de inmunidad pasiva.

Materiales

Refractómetro de mano

Sueros problema

Procedimiento

1- Calibrar el refractómetro con agua destilada.

2- Colocar una gota de suero. 3- Leer e interpretar. La línea entre el azul y el blanco de la escala marca el

resultado.



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ANEXO I: Muestras apropiadas en varios síndromes clínicos

Enfermedad Animal vivo Postmortem

Enfermedad respiratoria Hisopado nasal y conjuntival, Tejidos de sistemas

y ocular sangre afectados, ganglio linf.

Enfermedad cutánea y de Raspado de la lesión, torunda Idem anterior

membranas mucosas del área afectada, sangre

Gastroenteritis Heces, sangre Idem anterior,

contenido intestinal

Enfermedad sistémica Sangre, hisopados nasales y Tejidos de varios órga-

urogenitales, heces nos

Enf. del S.N.C. Sangre, líquido cefalorraquídeo Tejidos sist. afectados

heces, hisopados nasales y uroge- ganglios linfáticos

nitales

Sistema urinario Hisopado urogenital, orina, sangre Idem anterior

Aborto Sangre de las hembras, mucus Tejido del feto y placen-

vaginal ta, sangre del corazón,

contenido intestinal,

contenido de abomaso



ANEXO II: Muestras indicadas para aislamiento e identificación viral

de las principales enfermedades de los rumiantes ----------------------------------------------------------------------------------------------------------

BOVINOS

-Fiebre aftosa Mucosa lingual, líquido de vesículas

-IBR Exudado nasal, cotiledones, hígado, pulmón riñón o bazo del feto abortado

-Diarrea Viral Bovina Exudado nasal, orina, tejidos fetales, bazo, intestino y

ganglios linfáticos del animal muerto, sangre. -Parainfluenza 3 (PI-3) Exudado nasal, pulmón (1 refrigerado y 1 en formol).

-Papilomatosis Papilomas o verrugas (para autovacunas) -Viruela Pústulas, vesículas (líquido vesicular) -Diarrea viral terneros Trozos de intestino, contenido intestinal, heces.

-Rotavirus Trozos de intestino, heces. -Leucosis enzoótica bovina Sangre para serología. Sangre con anticoagulante para

hemograma. Linfosarcomas, 1 refrigerado y 1 en formol. -Paratuberculosis Sangre para serología. Materia fecal para tinción y

aislamiento.

OVINOS Y CAPRINOS

-Ectima contagioso Costra de lesiones -Lengua azul Sangre entera, suero.

-Maedi Visna Cerebro, pulmón.

TIPO DE MUESTRA, ACONDICIONAMIENTO Y ENVÍO: - Criterio de selección de las muestras.

El sentido común es muy importante para aplicar criterios en la selección de las muestras. Para aplicar un buen criterio es necesario haber sumado la máxima cantidad

de información sobre el ambiente, la nutrición, el manejo, los síntomas y las lesiones anatomopatológicas observadas en eventuales necropsias. En primera instancia se debe colectar materiales lo más frescos posibles. Un cadáver

con varias horas de muerto generalmente esta en estado de putrefacción por lo que muchos agentes pueden enmascararse por contaminaciones post-mortem. La velocidad

de la putrefacción depende de la temperatura ambiente, de la alimentación que están consumiendo y del tipo de agente que causo la muerte. Así por ejemplo, en invierno los cadáveres se conservan por más horas; cuando los animales están consumiendo

alimentos de rápida fermentación ruminal como la alfalfa ó ración, la temperatura que infunde el rumen descompone rápidamente los órganos cercanos; cuando la causa de la

muerte la producen clostridium gas-gangrenosos la putrefacción es muy rápida. Es necesario enviar los órganos relacionados con el patrón sintomático predominante. Según el problema de que se trate también se debe enviar suero de animales enfermos,

convalecientes y sanos (ver tipo de muestreo serológico dirigido).

- Requisitos mínimos para enviar las muestras al Laboratorio: Cada vez que se envía un material debe adjuntarse la anamnesis mas completa

posible. Los distintos órganos deben colocarse de manera individual en recipientes

estériles ó en bolsitas de nylon. De preferencia enviar las partes de los órganos con



lesiones. Aquellos órganos difíciles de diferenciar deben estar bien identificados (por

ejemplo identificar los ganglios enviados, la porción de intestino enviada, etc.). Si se decide realizar un estudio histopatológico, lo ideal es colectar las muestras del

tamaño de un dado en formol bufferado al 10 % (los órganos no deben superar el 10% de la cantidad de fijador empleado). Las muestras deben acondicionarse en cajas de telgopor limpias y sanas del tamaño

necesario según el volumen de muestras enviadas. Agregar los conservantes congelados suficientes para que conserven una temperatura de 2-8 °C hasta su llegada al

laboratorio. Las conservadoras deben llevar un rótulo indicando el destinatario, dirección y teléfono bien claro. Por otro lado es necesario indicar que se trata de material biológico perecedero de entrega inmediata.

Toda nota que se incluya dentro de la conservadora debe estar envuelta en bolsa de nylon.

UN MAL ACONDICIONAMIENTO DE LA MUESTRA NO PUEDE

SOLUCIONARSE PARA REALIZAR UN CORRECTO DIAGNOSTICO DE

LABORATORIO

Elementos necesarios para colectar diferentes muestras y enviarlas a un Laboratorio de Diagnóstico.

Los Veterinarios Sanitaristas siempre deberían llevar consigo un equipo mínimo

para colectar diferentes tipos de muestras, según el problema sanitario que se aborde.

Envases estériles tapa a rosca, Tubos para sangrado limpios con tapón (de vidrio ó

descartables de PMMA o polietileno) y gradilla/s.

Tubos químicamente limpios y secos con tapón de goma (utilizados para perfil

mineral y/o perfil metabólico).

Anticoagulante (EDTA) para hematología, Hisopos estériles comunes (secos) y con

medio de transporte para aislamiento de microorganismos. Recipientes de plástico estériles de diferentes tamaños (capacidad desde 50 cm3 a

200 cm3. )

Jeringas y agujas estériles de diferentes tamaños.

Pipetas de inseminación artificial estériles (las comunes de plástico duro y las vainas azules descartables de Cassou para pipeta universal), Pipeta universal (para vainas

azules) y/o jeringas con intermediario de goma entre esta y la pipeta de IA común.

Caja de telgopor limpia y sana, con conservantes limpios.

Cinta de empaquetar, Cinta de enmascarar, Portaobjetos ( para realizar frotis).

Formol bufferado al 10% en recipientes de boca ancha y cierre hermético ( para

colectar muestras para análisis histopatológico).

Alcohol metilico ( utilizado para fijar frotis de sangre para estudiar enfermedades de la sangre, como anaplasmosis y Piroplasmosis).

Guantes, Desinfectante para manos, instrumental y ambiente, Termómetro y otros instrumentos para realizar un correcto estudio semiológico.

Buiatria - Bovinotecnia - Tecnicas con rumiantes - bovinos

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