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UNCPBA

FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS

DEPARTAMENTO DE FISIOPATOLOGÍA

FISIOLOGÍA

DE LOS

LÍQUIDOS CORPORALES

GUÍA DE TRABAJOS PRÁCTICOS

2018

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FISIOLOGÍA DE LOS LÍQUIDOS CORPORALES

2018

Introducción

El propósito docente del curso es introducir al alumno a la fisiología de la

sangre y de otros líquidos corporales de manera que sirva de sustento para el

estudio de disciplinas posteriores en la currícula y, así mismo, capacitarlo en

técnicas hematológicas.

Objetivos

En el área cognoscitiva: que el alumno logre:

a) conocer la interacción existente entre los fluidos corporales, sus componentes

celulares y, los diferentes órganos y tejidos del organismo animal.

b) comprender el rol de los líquidos corporales en los precisos mecanismos

regulatorios que establecen el equilibrio metabólico de un organismo.

En el área procedimental: capacitar al alumno para adquirir habilidades para la

realización de las sencillas técnicas hematológicas de la rutina clínica.

En el área actitudinal: adquirir actitudes tendientes a cumplimentar las

exigencias de seguridad y controlar la realización de las tareas prácticas de

laboratorio.

Contenidos

Los contenidos de este curso han sido seleccionados bajo las siguientes

premisas:

1) Posibilitar su integración con los contenidos ya brindados a los alumnos en los

cursos previos: Embriología e Histología, Química.

2) Cubrir la necesidad de que sirvan como sustento formativo para el correcto

tratamiento de contenidos de los cursos posteriores.

3) Contribuir a la formación integral del individuo para el ejercicio de la profesión,

en cualquiera de sus ramas.

PROGRAMA TEMÁTICO

1. Aspectos físico-químicos de los líquidos.

Propiedades físicas del agua, estructura. Su función como solvente. Difusión y

Osmosis. Soluciones: conceptos generales y propiedades. Presión osmótica.

Soluciones isotónicas, hipertónicas e hipotónicas. Dispersiones coloidales.

Propiedades químicas del agua. Ionización. Química ácido base.

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2. El agua corporal.

Composición porcentual en los distintos tejidos.

Compartimientos del agua: Espacio Intracelular. Espacio Extracelular: intersticial

e intravascular. Composición química de cada uno. Su medición.

Balance hídrico: las pérdidas de agua. Causas de las pérdidas. Ѐ

Las ganancias de agua: agua de ingesta y agua metabólica.

3- Sangre.

Composición. Propiedades físico-químicas. Funciones generales. Elementos

celulares. Diferencia entre las distintas especies. Volemia.

3.1- Plasma.

Composición química. Compuestos orgánicos: proteínas plasmáticas. Origen y

funciones de cada grupo. Factores que regulan sus concentraciones.

Lipoproteínas. Otros compuestos orgánicos: glucosa, lípidos, enzimas, urea, ac.

Úrico. etc. Compuestos inorgánicos. Sistemas buffers. El plasma como vía de

transporte.

3.2- Células sanguíneas.

Eritrocitos.

Estructura de membrana. Citoesqueleto. Deformabilidad. Canales iónicos.

Transporte de metabolitos a través de la membrana. Envejecimiento de la

membrana. Hemocateresis. Metabolismo energético: glicólisis anaerobia y vía de

las pentosas. Sistemas antioxidantes enzimáticos y no enzimáticos.

Hemoglobina: Clases de hemoglobina. Estructura química.

Transporte de oxígeno y de dióxido de carbono. Moduladores alostéricos.

Curva de disociación. Propiedades buffer.

Leucocitos.

Granulocitos: Origen y cinética. Regulación de su producción. Funciones.

Recuento. Factores que lo modifican. Monocitos: Origen y cinética. El monocito

en sangre periférica y los macrófagos tisulares. Funciones del sistema

mononuclear fagocítico. Linfocitos: Generalidades y funciones. Fórmula

leucocitaria absoluta y relativa.

Plaquetas.

Estructura. Función. Número.

4- Eritropoyesis.

Eritropoyesis y Eritrocinética: Estadíos. Stem cells. Diferenciación celular.

Eritropoyetina. Activación. Mecanismo de acción. Receptores. Requerimientos

para una eritropoyesis normal: Vitamina B12 y Ácido Fólico. Eritropoyesis

embrionaria y fetal. Metabolismo del hierro: absorción, transporte, cinética,

utilización, almacenamiento y excreción.

5- Hemostasia.

El sistema extravascular y vascular. Fase plaquetaria de la hemostasia.

Sistema plasmático de coagulación. Proceso de coagulación: Mecanismo

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intrínseco y extrínseco. Papel del calcio y de la vitamina K. Sus inhibidores.

Anticoagulantes In Vivo e In Vitro. El sistema fibrinolítico. Sus activadores e

inhibidores. Sistema Kalicreína - quininas.

6.- Otros líquidos.

Linfa: Origen, composición química y funciones.

Líquido cefalorraquídeo: Origen, composición química y funciones.

Trabajos Prácticos

TP Nº1. Citología hemática. Método: Recuento de glóbulos rojos y de glóbulos

blancos.

TP Nº2. Parámetros hematológicos. Hematocrito: Microhematocrito.

Eritrosedimentación (observación). Índices hematimétricos (conceptos). Frotis

sanguíneo. Fórmula leucocitaria absoluta y relativa.

BIBLIOGRAFÍA

Se le proporciona al alumno material editado sobre Temas de Fisiología

de los Líquidos Corporales, abordando los mismos según requerimientos de la

medicina veterinaria. Se induce a la lectura de temas específicos en el material

bibliográfico existente en la Biblioteca de la Universidad que se adjunta.

Se ha editado una guía de Trabajos Prácticos provista de los contenidos

metodológicos desarrollados en las clases prácticas.

Devlin, M.T. BIOQUIMICA. Libro de texto con aplicaciones clínicas. (1985).

Tomo II. Edición VI. Editorial Reverté.

Guyton, A. TRATADO DE FISIOLOGÍA MEDICA. (1992). Editorial

Panamericana.

Reece, W.O. DUKES FISIOLOGÍA DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS.

(2010). Editorial Acribia.

Schalm, O.W. HEMATOLOGÍA VETERINARIA. (1984). Editorial Hemisferio

Sur.

Selva. Iovene EL LABORATORIO EN LA CLÍNICA. (1975). Editorial

Panamericana.

Stryer, L. BIOQUIMICA. 4° Edición. (1995). Editorial Reverté.

Wintrobe, M. HEMATOLOGÍA CLÍNICA. (1994). Tomos I, II, III. Editorial

Intermédica.

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CRONOGRAMA TENTATIVO*

*Sujeto a modificaciones que serán informadas en la cartelera y en la página web.

FECHA TEMA / ACTIVIDAD DE LA CLASE CARÁCTER DE LA CLASE o ACTIVIDAD

DOCENTE/S

20-03-18

9 hs Aspectos físico-químicos de los líquidos. Agua, propiedades químicas. Difusión Osmosis. Sangre. Generalidades. Plasma. Células sanguíneas Lugar: Aula 2- Aulas Comunes 1

Clase teórica Clase teórica

García Quiroga

27-03-18

9 hs Eritrocitos. Eritropoyesis. Leucocitos Lugar: Aula 2- Aulas Comunes 1 TP 1: Citología hemática 13hs Com A 14:30 hs Com B 16 hs Com C 17:30 hs Com D Lugar: Laboratorios- Edif. Biología (Submarino)

Clase teórica Clase teórica Trabajo Práctico

Quiroga Alonso Alonso, Carabetta, Imperiale

3-04-18

9 hs Agua Corporal. Metabolismo del hierro Lugar: Aula 2- Aulas Comunes 1 TP 2: Parámetros hematológicos 13hs Com A 14:30hs Com B Lugar: Laboratorios- Edif. Biología (Submarino)

Clase teórica Trabajo Práctico

Aba Alonso, Carabetta, Cadenazzi, Imperiale

10-04-18 9 hs Hemostasia. Lugar: Aula 2- Aulas Comunes 1 TP 2: Parámetros hematológicos 13hs Com C 14:30hs Com D Lugar: Laboratorios- Edif. Biología (Submarino)

Clase teórica Trabajo Práctico

Alonso, Romanelli. Alonso, Romanelli, Carabetta, Cadenazzi, Imperiale

13-04-18 CONSULTA PARCIAL 12-14hs

Alonso, Romanelli, Carabetta, Cadenazzi

17-04-18 8 hs Recuperatorio de TP 9 hs PARCIAL

14 hs Transporte de gases Linfa y otros líquidos Lugar: Aula 2- Aulas Comunes 1

Clase teórica

Alonso, Romanelli, Carabetta, Cadenazzi Alonso, Romanelli, Carabetta, Cadenazzi Quiroga

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20-04-18 CONSULTAS RECUPERATORIOS 12-14 hs

Alonso, Romanelli, Carabetta, Cadenazzi

24-04-18 9 hs RECUPERATORIO PARCIAL Lugar: Aula 2- Aulas Comunes 1

Alonso, Romanelli, Carabetta.

1-05-18

FERIADO

8-05-18 SEMANA DE MAYO (FINALES)

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MICROSCOPIO ÓPTICO

Partes

Funcionamiento Acomodar la posición del espejo (en el lugar de la fuente de luz) de modo

que capte la fuente lumínica dispuesta sobre la mesada.

Utilizar el condensador y el diafragma para seleccionar la iluminación

correcta.

Colocar el portaobjetos sobre la platina y sostener con las pinzas.

Girar el revólver para que el objetivo quede alineado con el ocular.

Usar los tornillos macro y micrométrico para el enfoque final.

Si se utiliza el objetivo de inmersión (100X), colocar una gota de aceite de

cedro (aceite de inmersión) sobre el portaobjeto. Bajar lentamente el

objetivo hasta tocar el preparado y enfocar con el tornillo micrométrico.

Al finalizar el uso del microscopio es recomendable la limpieza del objetivo

de inmersión con Xilol.

Ocular

Tubo

Brazo

Revólver

Objetivo

Pinzas

Platina

Condensador

Fuente de luz

Pie

Tornillo macrométrico

Tornillo micrométrico Diafragma

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TRABAJO PRÁCTICO Nº1

CITOLOGÍA HEMÁTICA

TOMA DE MUESTRA La toma de muestra se realiza en diferentes sitios según la especie animal:

ESPECIE SITIO DE EXTRACCIÓN

BOVINO Vena yugular, vena caudal o coccígea

o vena mamaria

OVINO EQUINO

Vena yugular

PORCINO Vena yugular, vena cava o vena

medial de la oreja

CANINO Vena cefálica antebraquial, vena

safena o corte en la oreja

FELINO Vena radial, pulpejos digitales o corte

en la oreja

AVES Vena media del ala, corte en cresta o

barbullones

PROCEDIMIENTO DE EXTRACCIÓN

Desinfectar, rasurar e ingurgitar la zona de venopunción. Recolectar la muestra

en jeringas de plástico y luego pasar a tubo con anticoagulante.

Los anticoagulantes más utilizados son:

ACIDO ETILENDIAMINOTETRACÉTICO (EDTA)

Es una solución equilibrada de sales sódicas y potásicas de EDTA (0,342 mol/l)

pH 7,2.

Impide la coagulación removiendo el calcio, que es un elemento esencial de la

coagulación de la sangre.

Se utiliza en hematología y química sanguínea, ya que los elementos celulares

se mantienen estables sin presentar hemólisis hasta los 8 días de conservación.

También, evita la agregación plaquetaria y es adecuado para el recuento de

plaquetas.

Se utiliza cierta cantidad para impedir la coagulación de la sangre:

- 70 µl (una gota) para 9ml de sangre

- 50 µl para 7ml de sangre

- 20 µl para volúmenes de hasta 2,5ml

HEPARINA AL 0,5%:

Actúa formando un complejo con la antitrombina III del plasma e impide la

formación de trombina.

Reduce la hemólisis al mínimo después de la extracción, pero tiene la

desventaja de alterar la citomorfología de la célula.

No es posible utilizarla en contadores hematológicos, pero se podría usar en

conteos manuales de células.

Se utiliza una gota para 5ml de sangre.

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CITRATO DE SODIO AL 3,8% O ANTICOAGULANTE DE WESTERGREEN

Impide la coagulación por extracción de calcio mediante precipitación o unión en

forma no ionizada.

Se utiliza para estudios de hemostasia (1ml de anticoagulante/ 9ml de sangre:

dilución 1/10) y para determinar eritrosedimentación (1ml de anticoagulante/ 4ml

de sangre: dilución 1/5). En la actualidad se utiliza el citrato tamponado (citrato

de sodio y ácido cítrico) porque ayuda a estabilizar el pH del plasma.

Para realizar el TP 1 tendremos en cuenta algunas determinaciones

mencionadas a continuación:

HEMOGRAMA COMPLETO Comprende:

Concentración de glóbulos rojos, eritrocitos o hematíes:….[GR]

Concentración de glóbulos blancos o leucocitos..…………..[GB]

Concentración de plaquetas..………………………………....[Plaq.]

Fórmula leucocitaria

Porcentaje globular…………………………………………….(% GR)

Concentración de hemoglobina:……………………………....[Hb]

Índices hematimétricos

CONCENTRACIONES DE GLÓBULOS ROJOS Y BLANCOS

MÉTODO: RECUENTO DE GLÓBULOS ROJOS Y DE GLÓBULOS BLANCOS

OBJETIVO: Lograr que los alumnos determinen la concentración de glóbulos

rojos y la concentración de glóbulos blancos (número de células por mm3 de

sangre).

MATERIALES

- Cámara cuenta glóbulos de Neubauer con retículo de Thoma

- Tubos de ensayo

- Pipetas y micropipetas

- Líquidos de dilución para GLÓBULOS ROJOS:

Se utilizan líquidos isotónicos como:

Solución fisiológica (Cloruro de sodio al 9 por mil) o,

Líquidos de Hayen: bicloruro de mercurio 0,5g

Cloruro de sodio 1g

Sulfato de sodio anhidro 5g

Agua destilada 200ml

- Líquido de dilución para GLÓBULOS BLANCOS:

Ácido acético glacial al 2% (coloreada con azul de metileno). Este

diluyente hemoliza los glóbulos rojos y colorea los núcleos de los

glóbulos blancos para facilitar el recuento.

- Tubos capilares

- Cubrecámara

- Microscopio óptico

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La cámara de Neubauer se utiliza para el conteo de diferentes células como

glóbulos rojos, blancos, plaquetas, bacterias, esporas de mohos y para cualquier

recuento citológico. Es un portaobjetos grueso de vidrio óptico. Posee dos

superficies laterales que sirven para rotular. En el tercio medio posee tres

plataformas. La plataforma central está subdividida por una ranura trasversal en

dos mitades. Éstas últimas están 0,1 mm más bajas que las plataformas

laterales y cada una tiene una red de conteo (cuadrícula).

La cuadrícula está dividida en 9 cuadrados de 1 mm x 1 mm cada uno (1 mm2).

En total 9 mm2. Los 4 cuadrados de las esquinas, en esta figura denominados 1,

3, 7 y 9, están subdivididos en 16 cuadraditos y se utilizan para el recuento de

glóbulos blancos. El cuadrado central se llama Retículo de Thoma, está dividido

en 25 cuadrados y cada uno de estos se divide en 16 cuadraditos más pequeños

(en total 400 cuadraditos). Se utiliza para el recuento de glóbulos rojos.

Se cuentan todas las células contenidas dentro del cuadrado y las que tocan las

líneas superior e izquierda de los cuadraditos interiores. No se cuentan los que

están sobre la línea inferior derecha. Se lee en sentido de guarda griega.

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METODOLOGÍA

1- Realizar la dilución en el tubo de ensayo, en una proporción de 1/200 para

los GLÓBULOS ROJOS ó 1/20 para GLÓBULOS BLANCOS con el

diluyente y homogeneizar.

2- Colocar el cubre sobre la cámara haciendo una leve presión.

3- Llenar el capilar con la dilución mencionada.

4- Dejar escurrir dos gotas de la mezcla contenida en el capilar, por delante

del cubrecámara. Debe llenar el espacio entre la cámara y el cubre.

5- Dejar reposar 3 minutos, para que se depositen los glóbulos.

6- Observar al microscopio con un aumento de 40X para glóbulos rojos y con

un aumento de 10X para glóbulos blancos.

CÁLCULO DE LA CONCENTRACIÓN DE GLÓBULOS ROJOS

[GR] = (n x 106 /mm3)

Se aplica la siguiente fórmula:

N x 200 x 10 x 400 = N x 10.000 glóbulos rojos/ mm3 de sangre

80

Donde:

N: número de glóbulos rojos contados

200: título de la dilución

10: corrección de profundidad de la cámara para llevar a mm3 de sangre

400: total de cuadraditos de la cámara

80: total de cuadraditos contados

En la práctica el número de glóbulos rojos contados se multiplica por 10.000

VALORES NORMALES DE [GR] (n x 106/ mm3 de sangre)

BOVINO: 6.300.000/ mm3

OVINO: 8.100.000/ mm3

EQUINO: 7.000.000/ mm3

EQUINO CARRERA: 10.000.000/ mm3

PORCINO: 6.500.000/ mm3

CANINO: 6.200.000/ mm3

FELINO: 8.000.000/ mm3

AVES: 3.000.000/ mm3

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CÁLCULO DE LA CONCENTRACIÓN DE GLÓBULOS BLANCOS

[GB] = (n x 103 /mm3 de sangre)

Se aplica la siguiente fórmula:

N x 20 x 10 = N x 50 glóbulos blancos/ mm3 de sangre

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Donde:

N: número de glóbulos blancos contados

20: título de la dilución

10: corrección de profundidad de la cámara para llevar a 1 mm3 de sangre

4: número de cuadrados

En la práctica el número de glóbulos blancos contados se multiplica por 50.

En el sistema internacional (S.I.) los glóbulos blancos se expresan por litro de

sangre.

VALORES NORMALES DE [GB] (n x 103/ mm3 de sangre)

BOVINO: 4.500- 13.000/ mm3

OVINO: 4.000- 12.000/ mm3

EQUINO: 5.000- 11.000/ mm3

EQUINO CARRERA: 8.000- 15.000/ mm3

PORCINO: 8.100- 20.000/ mm3

CANINO: 11.800/ mm3

FELINO: 5.500- 19.500/ mm3

AVES: 20.000- 40.000/ mm3

VALORES NORMALES DE [Plaq.] (n x 103/ mm3 de sangre)

En las distintas especies: 250.000- 500.000/ mm3

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TRABAJO PRÁCTICO Nº2

PARÁMETROS HEMATOLÓGICOS

PORCENTAJE GLOBULAR

Métodos: HEMATOCRITO o MICROHEMATOCRITO

OBJETIVO: Lograr que los alumnos midan la relación entre el volumen de

glóbulos rojos y el volumen total de sangre, para determinar el valor del

porcentaje globular (% GR).

DEFINICIÓN: Relación entre el volumen de glóbulos rojos y el volumen total de

sangre, expresado en porcentaje. Valor normal aproximado 30-50% según la

especie.

MATERIALES:

- Tubos capilares para microhematocrito:

sin anticoagulante: con sangre anticoagulada o,

con anticoagulante: con sangre sin anticoagulante

- Microcentrífuga

- Mechero o plastilina

- Ábaco para lectura o regla

METODOLOGÍA PARA EL MICROHEMATOCRITO

1- Posicionar el microcapilar en contacto con la muestra de sangre con una

inclinación que permita el ascenso por capilaridad de la misma, hasta 2

cm del otro extremo.

2- Sellar con calor o plastilina.

3- Colocar el microcapilar en la microcentrífuga a 10.000 rpm durante 5

minutos.

4- Leer.

Leucocitos (glóbulos blancos) y plaquetas

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ERITROSEDIMENTACIÓN

OBJETIVO: Lograr que los alumnos determinen la velocidad de sedimentación

globular.

DEFINICIÓN: Velocidad de sedimentación de los glóbulos rojos en un tubo o

pipeta en un espacio de tiempo determinado según la especie.

Cuando se deja reposar sangre con anticoagulante en tubos adecuados, se

separan tres zonas:

- inferior, constituida por los glóbulos rojos

- media (de poco espesor) formada por glóbulos blancos y plaquetas

- superior donde se encuentra el plasma

No todas las muestras de sangre sedimentan a la misma velocidad; puede

deberse a distintos factores como por ejemplo la viscosidad, la carga iónica de

los glóbulos rojos, variaciones de contenido proteico plasmático, elementos

lipídicos, entre otros factores.

Existen factores fisiológicos que alteran la eritrosedimentación, como el sexo, la

edad, la preñez, el ejercicio.

MATERIALES:

- Pipeta de Westergreen: es una pipeta de vidrio de 2,5 mm de diámetro

interno y 30 cm de largo. Está graduada desde 0 a 200.

- Soporte vertical para pipetas. Este posee en el extremo inferior un tapón

de goma y en el superior una placa metálica con un resorte.

- Anticoagulante de Westergreen (citrato de sodio al 3,8 g/100ml)

METODOLOGÍA

1- Realizar una dilución 1/5 de la sangre. Colocar 2 ml de sangre en un tubo

con 0,5 ml de citrato de sodio al 3,8%.

2- Mezclar con suavidad por inversión.

3- Cargar la pipeta de Westergreen hasta la marca 0.

4- Colocar la pipeta en posición vertical en el soporte.

5- Observar:

ESPECIE Sedimentación en mm durante:

10 min 20 min 30 min 1 hora 24 horas

BOVINO 2,25-4

OVINO 3-8,5

CAPRINO 2-2,5

CERDO 0-6 1-14

EQUINO 2-12 15-38

CANINO 1-6 5-25

FELINO 7-23

Coles, EH. (1989). Patología y Diagnóstico Veterinarios. Interamericana-Mc Graw-Hill.

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ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS

Son una serie de índices que expresan diferentes características de los glóbulos

rojos. Relacionan el porcentaje globular, la concentración de hemoglobina y la

concentración de glóbulos rojos.

OBJETIVO: Lograr que los alumnos conozcan los índices hematimétricos y

valoren los mismos para el diagnóstico de diferentes enfermedades.

METODOLOGÍA

Conociendo el porcentaje globular por medio del hematocrito, la concentración

de hemoglobina y la concentración de glóbulos rojos, pueden calcularse índices

que son útiles para el diagnóstico de enfermedades sanguíneas en particular las

anemias.

VOLUMEN CORPUSCULAR MEDIO (V.C.M.): es el volumen medio de

cada eritrocito. Se expresa en femtolitros (fL). Relaciona el valor del

porcentaje globular con la concentración de glóbulos rojos. Este valor

permite clasificar las anemias en normocrómicas, microcíticas (VCM

disminuído) y macrocíticas (VCM aumentado).

V.C.M= Porcentaje globular x 10

Concentración de glóbulos rojos

HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MEDIA (H.C.M.): es el promedio de

hemoglobina que tiene cada eritrocito. Se expresa en picogramos (pg).

Relaciona la concentración de hemoglobina con la concentración de

glóbulos rojos. Este resultado ofrece información sobre la deficiencia de

hierro, clasifica los eritrocitos como normocrómicos o hipocrómicos.

H.C.M= Concentración de hemoglobina x 100

Concentración de glóbulos rojos

CONCENTRACIÓN DE HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MEDIA

(C.H.C.M.): es la concentración de hemoglobina en el eritrocito promedio.

Es decir, entre el peso y el volumen que lo contiene. Se expresa en g/dL.

C.H.C.M= Concentración de hemoglobina x 100

Porcentaje globular

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FROTIS O EXTENDIDO SANGUÍNEO

DEFINICIÓN: Película fina de células sanguíneas extendida sobre un

portaobjeto, el cual será coloreado para observar la morfología de las células al

microscopio óptico y realizar la fórmula leucocitaria relativa.

El frotis se puede realizar con sangre de punción capilar o con una pequeña gota

de sangre venosa obtenida con jeringa, SIN ANTICOAGULANTE, porque altera

la morfología celular.

MATERIALES

- Sangre capilar o venosa sin anticoagulante

- Portaobjetos

- Extensor

- Microscopio

- Bandeja para teñir

- Alcohol metílico y colorante Giemsa

METODOLOGÍA

Realizar al menos dos frotis, de los cuales se tiñe uno y el otro se guarda.

1- Depositar una gota de sangre a 1 cm del extremo de un portaobjeto limpio

y seco.

2- Apoyar el extensor sobre la superficie del portaobjeto, inmediatamente

antes de la gota de sangre, con una inclinación de 45º aproximadamente.

La gota se distribuye por el extensor.

3- Deslizar hacia atrás y extender a lo largo del portaobjeto a una velocidad

uniforme.

4- Secar al aire.

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5- Coloración de Giemsa:

Fijar con alcohol metílico (Metanol) 3 min.

Volcar y lavar con agua de la canilla.

Agregar colorante Giemsa en una dilución 1/10. Cubrir el preparado

durante 15 min.

Lavar con agua corriente y secar al aire.

Los elementos se observan de la siguiente manera:

ELEMENTO COLOR

Núcleos Violeta rojizo

Gránulos eosinófilos Pardo rojizo

Gránulos basófilos Azul

Gránulos neutrófilos Violeta rojizo

Citoplasma linfocitos Azul

Citoplasma linfocitos, con

gránulos azurófilos Rojo purpúreo

Eritrocitos Rojizo pálido

Plaquetas Azul con cuerpo en

intenso violeta

6- Observación microscópica con objetivo de inmersión (100X).

FÓRMULA LEUCOCITARIA

DEFINICIÓN:

F. LEUCOCITARIA RELATIVA: Es el porcentaje de cada tipo de leucocito con

respecto al total.

F. LEUCOCITARIA ABSOLUTA: Es el número de cada tipo de leucocito por

mm3 de sangre obtenido por la FÓRMULA LEUCOCITARIA RELATIVA y el

recuento leucocitario total.

OBJETIVO: Lograr que los alumnos determinen el % respectivo de cada tipo de

leucocitos (neutrófilos, eosinófilos, basófilos, linfocitos y monocitos) contándolos

en una preparación coloreada, que se observa al microscopio.

Observación microscópica:

Se observa con un objetivo de poco aumento (40X) para tener una idea

global del extendido.

Pasar al objetivo de inmersión 100X, que se utiliza con aceite de cedro

sobre el preparado.

El conteo debe ser representativo de los leucocitos, para lo cual se debe

recorrer un área grande del frotis en forma sistemática, sin pasar dos

veces por el mismo lugar. Se puede recorrer en forma de guarda griega.

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FÓRMULA LEUCOCITARIA RELATIVA: se deben contar 100 elementos

de la serie blanca y se obtiene el porcentaje de cada uno de los leucocitos.

Ejemplo:

ELEMENTOS CONTEO/ %

Neutrófilos 68

Eosinófilos 2

Basófilos 0

Linfocitos 25

Monocitos 5

Total 100

FÓRMULA LEUCOCITARIA ABSOLUTA: se hace un cálculo con regla de

tres.

Ejemplo: si el número de leucocitos es 7.000/mm3, para calcular los

neutrófilos se realiza el siguiente cálculo:

100% 7.000 leucocitos/mm3

68% x: 68% x 7.000 leucocitos/mm3 = 4.760/mm3

100%

Por lo tanto, la FÓRMULA LEUCOCITARIA ABSOLUTA quedaría:

ELEMENTOS Nº/mm3

Neutrófilos 4.760

Eosinófilos 160

Basófilos 0

Linfocitos 1.750

Monocitos 350

Total 7.000

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Parámetros hematológicos y bioquímicos séricos de distintas especies.

Manual Merck de Veterinaria. Quinta Edición. 2000.

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Método Laser Automatizado