UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR

ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR

DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE BIOLOGÍA MARINA

TESIS

DESCRIPCIÓN HISTOLÓGICA DE JUVENILES DEL CABALLITO DEL PACÍFICO (Hippocampus ingens)

GIRARD, 1858.

QUE COMO REQUISITO PARA OBTENER EL TÍTULO DE:

BIÓLOGA MARINA

PRESENTA:

DANIELA ALEJANDRA CORONA ROJAS

DIRECTOR:

B.M. CARLOS AUGUSTO AGUILAR CRUZ

LA PAZ, BAJA CALIFORNIA SUR, NOVIEMBRE 2015.

AGRADECIMIENTOS

La realización de mi trabajo es un esfuerzo en el cual, directa o indirectamente,

participaron distintas personas opinando, teniéndome paciencia, dando ánimo,

acompañando en los momentos de crisis y en los momentos de felicidad. Por ello, es para mí

un verdadero placer utilizar este espacio para ser justa y consecuente con ellas,

expresándoles mis agradecimientos.

De esta manera quiero agradecer en primera instancia a la Universidad Autónoma de

Baja California Sur (UABCS) y al Departamento de Biología Marina, por la formación y

orientación recibida por parte sus profesores, ya que a partir de ellos me ayudaron a adentrar

al mundo marino, compartiendo sus conocimientos y a crecer como profesionista.

Agradezco al Centro Interdisciplinario de Ciencias Marinas (CICIMAR-IPN), en

especial al Dr. José de la Cruz Agüero por su amabilidad, disponibilidad y conocimiento

brindado durante mis visitas, así como el préstamo de su equipo para la complementación mi

manuscrito.

Debo agradecer de manera sincera a la Unidad de Pichilingue de la UABCS por su

recibimiento e instalaciones brindadas, así como la colaboración del equipo involucrado en la

toma y cuidado de mis organismos, específicamente a P.T.P.A. Oscar Miguel Valdez Cano,

por su importante aporte y participación activa en el desarrollo de mi tesis, ya que me mostró

el lado laboral y el aprecio a la acuicultura. En este caso mi más sincero agradecimiento al

director de esta tesis, B.M. Carlos Augusto Aguilar Cruz, por la dedicación y apoyo que ha

brindado a este trabajo, por el respeto a mis sugerencias e ideas, por la dirección,

supervisión y el rigor que ha facilitado a las mismas, y por sus grandemente enseñanzas en

el trabajo de laboratorio. Agradezco su confianza ofrecida desde el momento decidí trabajar

con él.

Mis agradecimientos a la colaboración de mi comité revisor: Dr. Carlos Rangel

Dávalos, por su orientación, respaldo y atención. A la Dra. Liliana Hernández Olalde por sus

consejos, amabilidad y paciencia. Al Dr. Carlos Alberto Salomón Aguilar por sus sugerencias,

colaboración y observaciones. A la Dra. María del Carmen Gómez del Prado Rosas por su

coordinación, disponibilidad y valiosos aportes realizados durante las sesiones que llevamos

a cabo. Les agradezco fuertemente por sus aportaciones invaluables, confianza en mi

trabajo y mi formación como investigadora al haberlos tenido como profesores.

Quiero extender un sincero agradecimiento a Dulce, por la amistad que me ha dado,

por el respaldo y confianza, por haberla conocido y compartir experiencias. A Ricardo por los

buenos y malos momentos, por aguantarme y escucharme, por su apoyo moral y humano en

las situaciones difíciles de este trabajo. Siempre estuvieron ahí, su apoyo me permitió dar

mis primeros pasos profesionales, que a la vez se convirtieron en una base sólida de hábitos

de trabajo con los cuales afrontar el futuro. Nos hemos dado ánimos por el camino, y eso

siempre ha ayudado. A ustedes dos, gracias.

Un especial agradecimiento a mi leal Bruno, por haber llegado a mi vida desde

pequeño y acompañarme en el inicio de mi carrera hasta el final de este logro. Siempre

estuvo a mi lado, debajo y/o a lado de mi silla en la realización de mis tareas y proyectos a

extensas horas de la noche. Así también, agradezco a mi Layla, que pese a tu recién

llegada, me brindó su gran energía y ternura necesaria al término de mi carrera. Les

agradezco a ambos por los ratos de distracción, juegos y en los momentos difíciles de mi

carrera y mi tesis.

Todo esto nunca hubiera sido posible sin el amparo incondicional que me otorgó y el

cariño que me inspiró mi familia, su paciencia, comprensión y solidaridad en este manuscrito,

por el tiempo que me han concedido, un tiempo robado a la historia familiar. A mi madre

Paola, por su apoyo vital, por entender mis ausencias y mis malos momentos. A mi hermana

Rebeca, por su cariño y admiración a mi trabajo. A mi padre Omar (Q.E.P.D), que pese a la

distancia por su empleo, siempre estuvo a mi lado para saber cómo iba en mi proceso y que

a pesar de su inesperada ausencia, donde sea que se encuentre, esté orgulloso de mis

logros y mi gran formación como persona. Las palabras nunca serán suficientes para

testimoniar mi aprecio y agradecimiento a ustedes.

A todos, muchas gracias.

Dedico esta tesis a mi familia, que fueron base y apoyo incondicional.

Omar ,Paola y Rebeca

ÍNDICE GENERAL

Página

I.INTRODUCCIÓN…………………………………………………………...…………………… 1

1.1 Clasificación Taxonómica de Hippocampus ingens…………..……………......... 2

1.2 Descripción Anatómica de Hippocampus ingens………………………..…......... 2

1.3 Distribución Geográfica…………………………………………………..…….……… 3

II. ANTECEDENTES........................................................................................................... 4

2.1 Conservación e identificación………………………………………………...……… 4

2.2 Cultivo y reproducción…………………………………………………….………..…. 5

2.3 Estudios patológicos…………………………………………………….….…………. 5

2.4 Descripciones histológicas……………………..………………………….…………. 6

III. JUSTIFICACIÓN………………………..…………………………..….…………….………. 7

IV. OBJETIVOS………………………………………………………….………….……...……. 8

4.1 Objetivo General……………………………………..……………………….…………. 8

4.2 Objetivos Particulares………………………………….………………….…………... 8

V. METODOLOGÍA………………………………….………………..………………..………… 8

5.1 Condiciones de Cultivo……………………………………………………..…….…… 8

5.2 Estudio Histológico……………………………….………….………………………… 9

5.3 Análisis de Datos………………………………………….……..……………………… 11

VI. RESULTADOS………….…………………………………….…………………..………….. 11

6.1 Morfología externa e interna de juveniles…………….…………………….……… 11

6.2 Sistema Nervioso…………………………………….……………………….………… 13

6.2.1 Encéfalo…………………………………….…………………………..……………. 13

6.2.2 Médula Espinal………………………………………..…………………………….. 13

6.3 Aparato Respiratorio……………………………………..…………………………….. 15

6.4 Aparato Digestivo…………………………………………..…………………………… 16

6.5 Sistema Circulatorio…………………………………………..……………………….. 20

6.6 Aparato Reproductor………………………………………………..………………….. 20

6.6.1 Femenino…………………………………………………………..………………… 20

6.6.2 Masculino …………………………………………………………….……………… 21

6.7 Aparato Excretor………………………………………………….…………………….. 21

6.8 Tegumento………………………………………………………….……………………. 22

6.9 Sistema Músculo-Esquelético…………………………………….………………….. 22

6.10 Aparato Locomotor…………………………………………………….……………... 25

6.10.1 Vejiga gaseosa………………………………………………………..…………… 25

6.10.2 Aletas…………………………………………………………………..…………… 26

6.11 Neurorreceptores……………………………………………………………..……….. 26

6.11.1 Olfato………………………………………………..………..…………………….. 26

6.11.2 Ojos……………………………………………………….………………………... 26

6.12 Análisis de Datos…………………………………………..………………………….. 29

6.12.1 Peso Promedio…………………………………………...………..……………… 29

6.12.2 Longitud Promedio…………………………………..…………………………….. 29

6.12.3 Relación Peso-Longitud…………………………...……………………………… 29

VII. DISCUSIÓN……………….………………………………..………………………………… 31

VIII. CONCLUSIONES………………………….………………..……………………………… 47

IX. LITERATURA CITADA…………………...…………………………...……..……………... 48

X. ANEXOS…………….………………………………………………………..………………... 59

ÍNDICE DE TABLAS

Página

Tabla I. Días de desarrollo de los juveniles seleccionados para el estudio histológico

y número de muestra……………………………………………………..................……..... 10

Tabla II. Coloración de los componentes de los tejidos en los juveniles de H. ingens

por técnica de tinción……………………………………………………………………..…... 13

Tabla III. Estudios histológicos multiorgánicos sobre juveniles del género

Hippocampus………………………………………………………………..…...…...……….. 46

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Anatomía externa de adultos de Hippocampus ingens…………………………. 3

Figura 2.Ubicación geográfica de la distribución de Hippocampus ingens…….………... 4

Figura 3. Anatomía externa de juveniles de Hippocampus ingens (22 días de nacido)... 12

Figura 4. Esquema de la anatomía interna de juveniles de Hippocampus ingens……… 12

Figura 5. Ubicación de los lóbulos del cerebro……………………………………………… 14

Figura 6. Estructura de médula espinal……………………………………………………… 14

Figura 7. Acomodo de las branquias…………………………………………………………. 15

Figura 8. Ubicación de los órganos del sistema digestivo…………………………………. 16

Figura 9. Estructura de la bucofaringe……………………………………………………….. 17

Figura 10. Composición del esófago…………………………………………………………. 17

Figura 11. Partes del intestino………………………………………………………………… 18

Figura 12. Estructura del ano…………………………………………………………………. 19

Figura 13. Partes que componen al hepatopáncreas………………………………………. 19

Figura 14. Cámaras del corazón……………………………………………………………… 20

Figura 15. Ovario de H. ingens de 22 días de nacida……………………………………… 21

Figura 16. Componentes del sistema excretor……………………………………………… 22

Figura 17. Estructura del tegumento de H. ingens a los 15 días de nacido……………… 23

Figura 18. Partes que componen la cola…………………………………………………….. 24

Figura 19. Estructura de las espinas de H. ingens de 15 y 22 días de nacido………… 24

Figura 20. Componentes de la vejiga gaseosa……………………………………………… 25

Figura 21. Partes que componen a las aletas………………………………………………. 27

Figura 22. Estructura del olfato……………………………………………………………….. 28

Figura 23. Partes del ojo……………………………………………………………………….. 28

Figura 24. Peso promedio de dos camadas de juveniles de H. ingens………...………… 30

Figura 25. Longitud promedio de dos camadas de juveniles de H. ingens……….……... 30

Figura 26. Relación peso-longitud de juveniles de H. ingens……………………….…….. 31

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo 1. Permiso de Colecta.………………………………………………………………… 59

Anexo 2. Fijación en Solución Davidson.……………………………………………………. 62

Anexo 3. Medidas de tendencia central de peso y longitud de los juveniles de H.

ingens………………………………………………………………………………………..…… 63

Anexo 4. Procesamiento de Tejidos.……………………………………..………………….. 64

Anexo 5. Técnicas de Tinción …………………….………………………………………….. 65

RESUMEN

El caballito del Pacífico (Hippocampus ingens) es una especie marina que vive en aguas

templadas y tropicales poco profundas, particularmente a zonas con cobertura de pastos

marinos adyacentes y arrecifes de coral, encontrándose también en el estado de Baja

California Sur. Presenta un desarrollo de tipo directo, en donde los juveniles recién nacidos

parecen pequeños adultos y son totalmente independientes después de su nacimiento.

Actualmente, las poblaciones silvestres de caballitos de mar están siendo sobreexplotadas

debido a capturas directas e incidentales y sufriendo la destrucción de su hábitat por el

desarrollo costero. No se ha descrito su histología normal ni el desarrollo de sus órganos. El

presente trabajo describe de manera completa la histología de los juveniles de H. ingens

hasta los 22 días de nacimiento. 35 individuos juveniles se analizaron externa e

internamente. Se relajaron con una solución de aceite de clavo y fueron fijados con solución

Davidson. Se realizaron observaciones externas y toma de microfotografías con microscopio

estereoscópico. La observación interna se realizó por cortes histológicos efectuando las

tinciones de Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina, Azul de Toluidina, Herovici y Tricrómico

de Gomori y se montaron preparaciones permanentes. Los tejidos se observaron con

microscopio fotónico y se capturaron imágenes digitales. Los juveniles al nacer, poseen

abierta la boca y el ano, su visión está desarrollada. Su sistema locomotor, específicamente

la vejiga gaseosa, está completamente inflada. Consta de 4 aletas, un par de aletas

pectorales con 16 radios cada una, una aleta dorsal con 19 radios y una aleta anal con 4

radios. Su vejiga gaseosa es cerrada e independiente del esófago, corresponde a un pez

fisoclisto. Las hembras tienen ovocitos primarios, no hubo presencia de gónada masculina

entre las muestras. No poseen un estómago y no presentan dientes o lengua en su boca. Su

esófago está dividido en una parte anterior y una posterior. Poseen 4 arcos branquiales. Su

corazón consta de 4 cámaras, seno venoso, atrio, ventrículo y bulbo arterioso. Presentan un

hepatopáncreas y vesícula biliar. No se encontró comunicación del ano con la vejiga urinaria.

No presentan escamas. A los 22 días de crecimiento, los juveniles de H. ingens, aún

presentan notocorda. Su peso y longitud promedio al día siguiente de nacer fueron 0.0072 g

y 7.2812 mm y a los 22 días fueron 0.35 g y 17.5644 mm. Debido al comportamiento de los

datos, el peso y la longitud aumentan considerablemente al pasar de los 15 días. Se sugiere

que existen dos fases de crecimiento, una fase planctónica y una post-planctónica.

Palabras clave: caballitos de mar, histología normal, crecimiento, estructura, anatomía.

Introducción

1

I. INTRODUCCIÓN

Los caballitos de mar son peces teleósteos, pertenecientes al orden

Gasterosteiformes o Syngnathiformes, se encuentran en la familia Syngnathidae que posee

295 especies y está comprendida por las subfamilias Syngnathinae (peces pipa) e

Hippocampinae (caballitos de mar), ésta última incluye al género Hippocampus que contiene

36 especies (Lourie et al., 2004; Nelson, 2006).

La palabra syngnathus se deriva del griego; syn, sínfisis (crecimiento junto) y gnathos

(mandíbula) el cual se traduce como "mandíbula fusionada". Sin embargo, la mandíbula y el

maxilar en realidad no están fusionados, el epitelio y el músculo que cubre la boca forman un

tubo cerrado con una pequeña abertura en el extremo rostral utilizado para succionar a la

presa (LePage, 2012).

Los caballitos de mar pertenecen a especies con afinidad a ambientes marinos

estenohalinos, particularmente a zonas con cobertura de macroalgas o pastos marinos

adyacentes a arrecifes de coral o rocosos (Aguilar-Barrón, 2009). No es común encontrarlos,

ya que debido a su capacidad de camuflaje los hace pasar inadvertidos tanto en zonas

rocosas como en los mantos de algas (De la Cruz-Agüero et al., 1997).

Los caballitos de mar son monógamos. La hembra deposita sus huevos dentro de la

bolsa de incubación del macho para su fecundación y protección. La duración de la

gestación se completa de 14 a 15 días y suelen tener camadas de más de 400 individuos. El

tipo de desarrollo que presentan es directo, los juveniles recién nacidos parecen pequeños

adultos y son totalmente independientes después de su nacimiento (Lourie et al., 2004). Se

estima que el ciclo de vida del caballito de mar (generalmente en observaciones de

laboratorio) va de 1 a 5 años (Bisso-Bustamante, 2006).

Los caballitos de mar ingieren cualquier alimento vivo y en movimiento. Son

depredadores y utilizan principalmente técnicas de emboscada, succionando rápidamente a

su presa. Sus ojos se mueven independientemente uno de otro, lo que les permite optimizar

su área de búsqueda (CITES, 2002). Se alimentan de pequeños crustáceos, copépodos,

anfípodos y huevos de los mismos (Teixeira y Musick, 2001).

Todo el género Hippocampus está incluido en el Apéndice II de la Convención sobre

el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES) a

partir de mayo de 2004 (Lourie et al., 2004).

Hippocampus ingens está catalogado como Vulnerable por la Unión Internacional

para la Conservación de la Naturaleza (IUCN). En México está listado en la NOM-059-

Introducción

2

SEMARNAT-2001 como especie sujeta a protección especial; se prohíbe la captura y el

comercio intencional de los caballitos de mar silvestres, permitiendo únicamente la

comercialización de caballito de mar capturado incidentalmente. También es una captura

incidental en la pesca de arrastre de camarón (Lourie et al., 2004).

1.1 Clasificación Taxonómica de Hippocampus ingens (Nelson, 2006)

Reino: Animalia

Phylum: Chordata

Subphylum: Vertebrata

Superclase: Gnathostomata

Clase: Actinopterygii

Subclase: Neopterygii

División: Teleostei

Subdivisión: Euteleostei

Superorden: Acanthopterygii

Orden: Gasterosteiformes

Suborden: Syngnathoidei

Familia: Syngnathidae

Subfamilia: Hippocampinae

Género: Hippocampus Rafinesque, 1810

Especie: Hippocampus ingens Girard, 1858

1.2 Descripción Anatómica de Hippocampus ingens

La altura máxima registrada en adultos es de 31 cm, posee 11 anillos en el tronco y

39 en la cola. Tiene 16 radios en la aleta pectoral y 19 en la aleta dorsal. No presentan aleta

caudal. En la parte superior de su cabeza se encuentra una coroneta que suele ser mediana

y está inclinada hacia atrás con pestañas en la parte superior. En su mejilla se encuentra una

espina prominente, y también en la parte superior de sus ojos (Fig. 1). A lo largo de su

cuerpo se encuentran protuberancias redondas que corresponden a sus espinas. Su

coloración es a base de tonos obscuros marrón-rojizo, gris, amarilla y dorada, usualmente

Introducción

3

con bandas blancas alrededor del cuerpo después de cada seis o siete anillos, y puede

presentar motas de color blanco (De la Cruz-Agüero et al., 1997; Lourie et al., 2004).

Figura 1. Anatomía externa de adultos de Hippocampus ingens (Modificada de Lourie et al.,

2004).

1.3 Distribución Geográfica

Los caballitos de mar viven en aguas templadas y tropicales poco profundas. Su

gama se extiende desde los 45° latitud norte a 45° latitud sur, se encuentran a lo largo de la

línea de costa entre 1 - 15 m hasta los 45 - 60 m, la mayoría de las especies se ubican en el

Atlántico Occidental o a lo largo de la región del Indopacífico (Vincent, 1996).

Hippocampus ingens se distribuye desde San Diego, California hasta el norte de Perú

incluyendo el Golfo de California y las Islas Galápagos (Estados Unidos, México, Guatemala,

El Salvador, Nicaragua, Costa Rica, Panamá, Colombia, Ecuador, Perú) (Lourie et al., 2004)

(Fig. 2). En Baja California Sur se ubica en Bahía Concepción, Loreto, Ensenada de La Paz,

Bahía de la Paz, Cabo Pulmo, Cabo San Lucas, Bahía Magdalena, San Ignacio, Laguna Ojo

de Liebre (De la Cruz-Agüero et al.,1997).

Introducción y Antecedentes

4

Figura 2. Ubicación geográfica de la distribución de Hippocampus ingens (Modificada de Lourie

et al., 2004).

II. ANTECEDENTES

2.1 Conservación e identificación

Existen pocos trabajos sobre la conservación en los caballitos de mar, tal es el caso

de Vincent (1996) quien realizó un informe que proporciona la primera síntesis de los

problemas que aquejan a los caballitos de mar, y propone acciones para su conservación,

incluyendo una discusión general del comercio mundial de los caballitos de mar, y las

recomendaciones para las futuras iniciativas. Kuiter (2001) revisó las especies existentes de

caballitos de mar en Australia, así como la descripción de 9 especies nuevas del género de

aguas australianas y adyacentes a ellas, teniendo un total de 24 especies descritas.

Posteriormente en 2004, Lourie et al. realizaron una guía de identificación de las especies de

caballitos de mar que se utilizan en el comercio internacional.

Antecedentes

5

2.2 Cultivo y reproducción

Al ser Hippocampus un género peculiar y llamativo, se han realizado trabajos de

cultivo y crianza. Reyes-Bustamante y Ortega-Salas (1999) desarrollaron técnicas de cultivo

de H. ingens bajo condiciones controladas de laboratorio observando 50 % de sobrevivencia

con temperatura de 17 a 23 °C. Bisso-Bustamante (2006) realizó crianza y reproducción de

H. ingens a partir de la selección de 5 parejas obteniendo 16 nacimientos con intervalos de

15 a 81 días y un número entre 486 y 856 crías. Ortega-Salas y Reyes-Bustamante (2006)

estudiaron la fecundidad, supervivencia y crecimiento de H. ingens en condiciones semi-

controladas, encontrando un éxito sobrevivencia de al menos el 50 %. Encomendero et al.

(2011) determinaron la fecundidad absoluta y relativa, la sobrevivencia y el crecimiento H.

ingens con alimento vivo en condiciones de laboratorio, observando una fecundidad absoluta

103 crías por parto y una sobrevivencia nula después de 30 días.

González et al. (2004) estudiando Hippocampus reidi en laboratorio, explican que hay

desoves durante todo el año con intervalos de 11 a 36 días y la proporción sexual es 1M:1H.

Choo y Liew (2006) explican el desarrollo morfológico y sus patrones de crecimiento de

juveniles de H. kuda. Otero-Ferrer et al. (2010) compararon el efecto de la sustitución de

nauplios de Artemia con rotíferos para la alimentación de los juveniles de H. hippocampus,

encontrando que el alimento con Artemia posee un valor nutritivo adecuado. Sá-Pontes

(2010) estimó el crecimiento inicial de H. reidi y describió morfológicamente su ontogenia, y

observaron que los datos de su crecimiento muestra tres fases distintas; planctónica, post-

planctónica y diferenciación sexual.

2.3 Estudios patológicos

También se ha aplicado la histología para identificación de patógenos en caballitos de

mar, tal es el caso de Martins et al. (2008) que evaluaron la infección experimental de la

patogenicidad de Vibrio alginolyticus aisladas de un brote en H. reidi criados en el estado de

Santa Catarina, sur de Brasil, observando alteraciones en el tejido epitelial de la epidermis.

Sears et al. (2011) describieron la patología de una nueva especie de Sphaeromyxa en los

conductos biliares de H. erectus y recomiendan poner en cuarentena a los organismos

posiblemente infectados y excluir fauna anélida de acuarios de peces. Finalmente LePage et

al. (2014) analizaron 172 signátidos cautivos post-mortem, (Hippocampus kuda, H.

abdominalis y Phyllopteryx teaniolatus) encontrando que las 3 comunes causas de

morbilidad y mortalidad eran dermatitis bacteriana, miopatía simétrica y micobacteriosis

Antecedentes

6

2.4 Descripciones histológicas

En cuanto a descripciones histológicas de caballitos de mar, Tsuji (1988) investigó los

mecanismos implicados en la eliminación de macromoléculas exógenas de sangre circulante

en las nefronas del riñón de Hippocampus kuda.

Consi et al. (2001) exploraron la configuración de los músculos, articulaciones y

estructuras de apoyo que participan en el accionamiento de los radios de la aleta dorsal en

Hippocampus zosterae e H. erectus. Mientras que Novelli et al. (2010) describieron el

desarrollo en juveniles de Hippocampus hippocampus, encontrando que al nacer son

excelentes cazadores, completamente independientes y a los 9 días de nacidos ya poseen

gónadas. Leysen et al. (2011) evaluaron la estructura musculoesquelética del sistema

alimenticio y las implicaciones de la elongación del hocico en Hippocampus reidi y

Dunckerocampus dactyliophorus.

Leysen et al. (2010) describieron la morfología del aparato de alimentación en

juveniles y adultos de Syngnathus rostellatus e H. capensis. Posteriormente Tindemans et al.

(2010) describieron el desarrollo gastrointestinal en H. erectus. Palma et al. (2014)

describieron el proceso alimenticio en el desarrollo ontogénico del tracto digestivo en

juveniles H. guttulatus demostrando que los organismos ya no dependen del saco vitelino

para la energía, pues su sistema digestivo está completamente desarrollado, y pueden

alimentarse horas después de su nacimiento. Actualmente, Novelli et al. (2015) describieron

la histología normal en los juveniles de H. reidi

Para la descripción de las gónadas, Anderson (1967) realizó la diferenciación de la

envoltura que se forma en la superficie de ovocitos en H. erectus y Syngnathus fuscus.

Silveira et al. (2010) investigaron la fecundidad y fertilidad de H. reidi en la zona tropical de

Brasil, por medio de los ovocitos liberados de las hembras y los juveniles nacidos del macho.

Selman et al. (1991) describieron el ovario de H. erectus. Poortenaar et al. (2004) explican la

morfología ovárica, condición reproductiva y los niveles de esteroides en H. abdominalis.

Otsuka et al. (2009) describieron la morfología de las gónadas y madurez de H. mohnikei. En

cuanto a machos, Linton y Soloff (1964) describieron las relaciones anatómicas entre

embriones y tejido paternal, y la histología del epitelio bolsa del macho de H. erectus.

Laksanawimol (2004) describió la histología de los testículos y de la bolsa de crianza de H.

kuda, durante la época reproductiva. Así mismo, Sogabe et al. (2008) realizaron una

comparación entre ovarios del pez pipa (Croythoichthys haematopterus) con el de los

caballitos de mar, encontrando que sus ovarios poseen estructura y ubicación similar.

Justificación

7

III. JUSTIFICACIÓN

Las poblaciones naturales de caballito de mar actualmente están siendo

sobreexplotadas por capturas directas (medicina tradicional china y europea, consumo

alimenticio humano, uso artesanal) e incidentales (>95 % en pesquerías del camarón) (Foster

y Vincent, 2004).

Así mismo, se comercializan en todo el mundo para su venta como peces

ornamentales. Estudios sobre el comercio de caballitos de mar realizados en los años

noventa, demuestran que el mercado era económicamente importante y amenaza

poblaciones silvestres, en 32 países. Brasil ha estado involucrado en el comercio de

caballitos de mar secos, y ha sido un importante exportador de caballitos de mar vivos desde

1999 (Vincent, 1996; Martins et al., 2008).

En Latinoamérica los caballitos de mar han sido utilizados en la medicina tradicional

para tratar el asma, bronquitis, hemorragias, desórdenes menstruales, los trastornos

después del parto, gastritis, tuberculosis y prevención de aborto (Alves y Alves, 2011).

La mayoría de los caballitos de mar se exporta como especímenes secos, con un

estimado de 20 millones individuos a nivel mundial. Y hasta apenas en el 2004 se incluyeron

en el Apéndice II de la CITES (Lourie et al., 2004; Truong, 2011; Vincent et al., 2011).

En el mercado chino de caballitos de mar la explotación se origina de países como

Tailandia (94 %) y Vietnam (1 %) que exportaban aproximadamente 16 millones de caballitos

de mar a regiones como Hong Kong (57 %), Taiwán (24 %) y China (14 %) (Nijman, 2010).

Se considera que el cultivo de estos peces para la satisfacción de la demanda

coadyuve en la disminución de los efectos del aprovechamiento, es por ello que mediante la

investigación se permitirá crear técnicas para la reproducción, logrando en un futuro hacer

los repoblamientos de las praderas marinas. Entre las principales dificultades que existen en

el cultivo del caballito de mar es tener un buen mantenimiento de los tanques, debido a que

al menor descuido en el manejo, puede generar el desarrollo de microorganismos parásitos o

patógenos que produzcan patologías sobre los organismos. En el caso de los juveniles, la

sensibilidad a las condiciones de cultivo es aún mayor. Los caballitos de mar son fácilmente

susceptibles a las enfermedades por las bacterias y los virus. El tratamiento con antibióticos

no es eficaz en muchos casos, por lo que la prevención de la enfermedad es una

preocupación primaria (Lin et al., 2010; Truong, 2011)

En el campo de la patología el estudio histológico permite definir el estado normal de

los tejidos y sirve como marco de referencia para comparaciones de tejidos con alteraciones

Justificación, Objetivos y Metodología

8

de cualquier tipo. En los peces el estudio de sus órganos se encuentra disgregado y hay

pocos trabajos que compilen las características histológicas de sus tejidos sanos (Genten et

al., 2009).

El estandarizar protocolos de prevención, descripción de la enfermedad y los

tratamientos, asistiría a los esfuerzos para superar algunos de los problemas de salud en

peces. Es necesario elaborar un atlas de histología normal y anormal (patológica) de los

caballitos de mar que ayuden a los acuarios para sus cultivos o producción. Es importante el

apoyo a los esfuerzos que creen y recopilen los datos biológicos existentes y permitan el

desarrollo de procesos histológicos y patológicos que generen protocolos de tratamiento

(Koldeway, 2005).

IV. OBJETIVOS

4.1 Objetivo General

Describir anatómica e histológicamente los tejidos y órganos de juveniles del caballito

del Pacífico Hippocampus ingens.

4.2 Objetivos Particulares

Identificar y describir histológicamente los órganos de los juveniles de H .ingens.

Describir las características anatómicas externas y la morfología de los juveniles de

H. ingens.

Describir la longitud y peso de juveniles de H. ingens con respecto a la edad después

de nacidos.

Calcular la relación peso-longitud de juveniles de H. ingens.

V. METODOLOGÍA

5.1 Condiciones de Cultivo

Adultos reproductores (macho y hembra) de Hippocampus ingens fueron capturados

en la Marina La Paz bajo el permiso NÚM.SGPA/DGVS/08366/12 del proyecto “Evaluación

del efecto de Artemia sp. (Leach, 1819) cultivada bajo tres regímenes alimenticios en el

Metodología

9

crecimiento y sobrevivencia de Hippocampus ingens (Girard, 1858) en condiciones

semicontroladas” (Anexo 1).

Los adultos estuvieron mantenidos en sistema cultivo cerrado dentro de un tanque

circular con agua marina proveniente del Puerto de Pichilingue, con un sistema continuo de

aireación, filtro mecánico de arena y un filtro UV. La salinidad del agua fue 35-38 UPS y

temperatura de 28-30 °C. A los adultos se les alimentó de larvas de camarón, misidáceos y

en ocasiones de Artemia. En el tanque permanecieron los reproductores esperando a que

sucediera la cópula y pasara el tiempo de gestación requerida, y justo cuando el macho

comenzó a liberar los primeros juveniles, se cambió una pecera con aireación, esperando a

que terminara de liberarlos.

Los juveniles se colocaron en una pecera de fibra de vidrio en donde se les

suministró aireación, cambios de agua diariamente por medio de sifoneo y alimento a base

de microalga (Chaetoceros sp.), nauplio de Artemia y rotíferos en las primeras semanas de

vida. Conforme crecían los juveniles, el tamaño del alimento fue un poco mayor, por lo que

se sustituyeron los rotíferos por Artemia de distintas tallas pero sin retirar la microalga, y

también se les suministró alimento seco (Biogrow® Fórmula 1 y Epicore®). No se utilizó

ningún tipo de sistema de filtración en la pecera.

5.2 Estudio Histológico

Para el estudio histológico se contaron con 35 organismos juveniles provenientes de

dos nacimientos de una misma pareja (Tabla I), los cuales fueron procesados como se indica

a continuación.

Los organismos se colocaron en una caja de Petri con agua de mar de su misma

pecera a una profundidad suficiente en la que pudieran nadar erectos. Al agua se le

agregaron de 4-5 gotas de una solución de aceite de clavo diluida en etanol (10 ml de etanol

96 % y 10 gotas de aceite de clavo comercial – LAB. G.N.O. S.A) (Da Costa-Castro et al.,

2008; Pawar et al., 2011) esperando unos minutos a que los juveniles se relajaran y dejaran

de moverse. Los ejemplares relajados se colocaron en un recipiente conteniendo una

solución de Davidson para su fijación (Anexo 2).

Para la descripción de la anatomía externa, cada ejemplar fijado se observó con un

microscopio estereoscópico Olympus SZ61 y se capturaron fotografías digitales con una

cámara Olympus SP-320. A partir de las fotografías se identificaron sus características

morfométricas. La longitud total (LT) se midió con el programa Image J y dichos organismos

fueron pesados con una balanza analítica METTLER AJ 100 (Anexo 3).

Metodología

10

Tabla I. Días de desarrollo de los juveniles seleccionados para el estudio histológico y número

de muestra.

Camada 1 (Agosto 26 de 2013)

Días Después del Nacimiento Número de Ejemplares Fijados

1 5

5 5

Camada 2 (Septiembre 6 de 2013)

1 5

5 2

6 4

11 5

15 4

22 5

Para la técnica histológica los organismos se deshidrataron con una serie gradual de

etanol, se aclararon con CitriSolv y se incluyeron en bloques de Paraplast, orientando los

organismos seriamente de manera sagital y transversal con un micrótomo de rotación a 7 µm

de grosor (Anexo 4).

Los cortes fueron teñidos con las técnicas Hematoxilina de Gill – Eosina Y-Floxina

(Anexo 5a), Tricrómica de Gomori (Anexo 5b), Azul de Toluidina (Anexo 5c) y Herovici

(Anexo 5d) (Humason, 1979; Bancroft y Cook, 1988) y se montaron en preparaciones

permanentes con Cytoseal XYL. A los tejidos de las laminillas resultantes, se les capturaron

microfotografías digitales con un microscopio Nikon Optiphot-II, el cual tiene acoplada una

cámara digital Sight DS-5M conectada a un sistema digital de captura Digital Sight DS-L1.

A partir de las observaciones de la anatomía externa y la examinación de las

laminillas de los cortes histológicos, se realizaron esquemas que identifican las principales

características de Hippocampus ingens.

Metodología y Resultados

11

5.3 Análisis de Datos

Se realizaron gráficos para la representación del peso, longitud y relación de ambas,

y se obtuvo la desviación estándar de los valores de peso y longitud para conocer qué tanto

se alejaban los puntajes respecto del promedio.

Para la relación peso-longitud se calculó por medio de la ecuación W = q • Ltb, donde

“W” corresponde al peso de cada organismo y “Lt” es la longitud total de cada organismo. A

su vez “q” es la constante de proporcionalidad o factor de condición y “b” es el coeficiente de

crecimiento (Reyes-Bustamante y Ortega-Salas, 1999; Choo y Liew, 2006; Ortega-Salas y

Reyes-Bustamante, 2006).

La ecuación alométrica, una función de potencia de Lt que utiliza datos no

transformados: W = q • Ltb, se estimó por separado mediante análisis de regresión lineal. Las

regresiones calculadas son curvas del registro de tipo Log10 W = Log10 q + b Log10 • LT

donde “W” es la variable dependiente, “b” la variable independiente, “q” la intersección y “b”

la pendiente o el crecimiento coeficiente (Choo y Liew, 2006). De esta manera se estableció

la relación W-L con la fórmula anteriormente mencionada (W = q • Ltb).

VI. RESULTADOS

6.1 Morfología externa e interna de juveniles

Los juveniles de Hippocampus ingens tienen coloración clara con bandas obscuras a

lo largo del cuerpo. Poseen una cabeza grande y larga, con coroneta en la parte superior de

su cabeza, una espina supraocular anterior a su ojo y una espina en sus mejillas. Tiene 4

aletas, dos pectorales con 16 radios cada una, una aleta dorsal con 19 radios y una aleta

anal con 4 radios (Fig. 3). No presentan aleta caudal.

Se identificaron los órganos: bucofaringe, cavidad nasal, ojos, cerebro, branquias,

esófago, corazón, hepatopáncreas (vesícula biliar), intestino anterior, medio y posterior,

vejiga gaseosa, rete mirabile, glándula gaseosa, gónada, riñón, vejiga urinaria y ano (Fig. 4).

Las distintas coloraciones obtenidas en las células y tejidos se presentan en la Tabla II.

Resultados

12

Figura 3. Anatomía externa de juveniles de Hippocampus ingens (22 días de nacido).

Figura 4. Esquema de la anatomía interna de juveniles de Hippocampus ingens.

Resultados

13

Tabla II. Coloración de los componentes de los tejidos en los juveniles de H. ingens por técnica

de tinción.

Hematoxilina de Gill – Eosina Y-Floxina

Rosado Citoplasma: músculo, tejido epitelial, eritrocitos, fibras de colágeno, neuropilo Morado Núcleos, matriz cartilaginosa

Azul de Toluidina

Azul claro Citoplasma, fibras de colágeno, neuropilo Azul obscuro Núcleos Morado Células caliciformes del esófago, matriz cartilaginosa

Herovici

Rojo Colágeno maduro de notocorda, periférico al cartílago de espinas Amarillo Citoplasma: músculo, tejido epitelial, eritrocitos Azul claro Matriz cartilaginosa central, fibras de colágeno Azul obscuro Núcleos, pericondrio Verde amarillento Neuropilo

Tricrómica de Gomori

Rojo claro Citoplasma de eritrocitos Rojo obscuro Núcleo de eritrocitos, citoplasma muscular Verde Citoplasma de tejido epitelial, fibras de colágeno, neuropilo Azul obscuro Núcleos

6.2 Sistema Nervioso

6.2.1 Encéfalo

El telencéfalo es el lóbulo más anterior del cerebro en donde no se distinguen zonas

granulosas y consta de lóbulos olfativos y hemisferios cerebrales. El diencéfalo, es un lóbulo

medio y ventral, se encuentra debajo del mesencéfalo y cuenta con zonas de proliferación de

células nerviosas y otras regiones sin ellas. El mesencéfalo, es un lóbulo largo ubicado

dorsalmente, anterior al metencéfalo que es el lóbulo dorsal posterior del cerebro. El

mielencéfalo, o también llamado médula oblonga, es el lóbulo más posterior ventral, es

alargado y es el que se une con la médula espinal (Fig. 5).

6.2.2 Médula Espinal

La médula espinal se extiende a lo largo del cuerpo, se ubica dorsal a la notocorda y

está rodeada de músculo estriado esquelético, en su interior se encuentra el canal central,

un espacio u orificio en la médula espinal. La médula espinal está constituida de sustancia

gris y sustancia blanca. La sustancia gris de la médula espinal ocupa una posición medular y

está compuesta de cuerpos celulares de células nerviosas, mientras que la sustancia blanca

se encuentra rodeando a la sustancia gris, forma la corteza y está compuesta de neuropilo

(Fig. 6).

Resultados

14

Figura 5. Ubicación de los lóbulos del cerebro. Azul de Toluidina (10x) 1) Telencéfalo, 2)

Diencéfalo, 3) Mesencéfalo, 4) Metencéfalo, 5) Mielencéfalo, 6) Médula espinal.

Figura 6. Estructura de médula espinal. A. Corte longitudinal, Tricrómica de Gomori (40x) B. Corte

transversal, Herovici (20x) 1) Médula espinal, 2) Sustancia gris, 3) Sustancia blanca, 4) Canal central,

5) Notocorda, 6) Músculo estriado esquelético.

Resultados

15

6.3 Aparato Respiratorio

Las branquias están ubicadas debajo de los opérculos en la cabeza dentro de una

cavidad denominada, cámara branquial. Se encuentran situadas en la parte posterior de la

bucofaringe, anteriores al corazón.

Las branquias están formadas por 4 arcos branquiales a cada lado del organismo y a

su vez cada arco branquial presenta hileras de filamentos branquiales formados por tejido

conjuntivo laxo y un eje de cartílago hialino. De cada uno de los filamentos surgen lamelas

branquiales, que son prolongaciones laterales de tejido conjuntivo laxo con un patrón

alternado de capilares sanguíneos y células pilares. Delimitando las lamelas branquiales se

encuentran las células epiteliales que forman un epitelio plano simple (Fig. 7)

Figura 7. Acomodo de las branquias. A. B. C. Azul de Toluidina (10x; 40x; 40x) 1) Arco branquial,

2) Cámara branquial, 3) Filamento branquial, 4) Lamela branquial, 5) Capilar sanguíneo, 6) Célula

pilar, 7) Célula epitelial.

Resultados

16

6.4 Aparato Digestivo

El sistema digestivo se compone de un largo conducto que se extiende desde la boca

y termina en el ano. Está formado por una bucofaringe, esófago, hepatopáncreas, intestino

anterior, intestino medio, intestino posterior y ano (Fig. 8).

Figura 8. Ubicación de los órganos del sistema digestivo. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina.

1) Bucofaringe, 2) Esófago, 3) Hepatopáncreas, 4) Intestino anterior, 5) Intestino medio, 6) Intestino

posterior, 7) Ano.

La bucofaringe está ubicada en el extremo anterior del sistema digestivo, se ubica

inferior al cerebro y anterior a las branquias. Está recubierta por regiones de epitelio plano

estratificado, intercalado algunas veces con células caliciformes. No se observaron lengua o

dientes (Fig. 9).

El esófago está compuesto por una región anterior y una región posterior. En la

región anterior del esófago, la capa mucosa está constituida por un epitelio plano

estratificado que a su vez contiene una gran cantidad de células caliciformes. La capa

submucosa está conformada por tejido conjuntivo laxo. La región posterior es la que transita

hacia el intestino, posee una capa muscular externa circular de músculo liso, se observa la

capa mucosa con epitelio cúbico simple con ausencia de células caliciformes y la capa

submucosa con tejido conjuntivo laxo (Fig. 10).

Resultados

17

Figura 9. Estructura de la bucofaringe. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina (20x). 1) Epitelio

plano estratificado, 2) Células caliciformes, 3) Cartílago hialino.

Figura 10. Composición del esófago. A, Porciones del esófago, Azul de Toluidina (10x), B. Esófago

anterior, Tricrómica de Gomori (40x). C. Esófago posterior, Azul de Toluidina (40x). 1) Esófago

anterior, 2) Esófago posterior, 3) Epitelio plano estratificado, 4) Células caliciformes, 5) Tejido

conjuntivo laxo, 6) Epitelio cúbico simple.

Resultados

18

La capa mucosa del intestino anterior, medio y posterior está constituida por epitelio

cilíndrico simple. Sin embargo, en el caso del intestino medio, el epitelio cilíndrico simple está

dispuesto en vellosidades intestinales, mientras que el intestino posterior posee células

caliciformes en todo el epitelio. La capa submucosa del intestino anterior, medio y posterior

está formada de tejido conjuntivo laxo. Todo el intestino cuenta con una delgada capa

muscular externa de músculo liso (Fig. 11).

Figura 11. Partes del intestino. A. Intestino anterior, Tricrómica de Gomori (40x), B. Intestino medio,

Azul de Toluidina (40x), C. Intestino posterior, Tricrómica de Gomori (20x). 1) Epitelio cilíndrico simple,

2) Tejido conjuntivo laxo, 3) Vellosidad, 4) Células caliciformes, 5) Riñón, 6) Ano.

La capa mucosa del ano está constituida por epitelio plano estratificado, su capa

submucosa consta de tejido conjuntivo laxo y presenta una capa muscular conformada de

músculo liso (Fig. 12).

El hígado en conjunto con el tejido pancreático forman el hepatopáncreas que se

ubica por debajo del corazón rodeando por la parte anterior al intestino anterior y medio. El

hepatopáncreas está formado de una gran cantidad de hepatocitos dispuestos en cordones

que son células poliédricas con un sólo núcleo central esférico y basófilo. Así mismo,

presentan acinos pancreáticos que están formados de células pancreáticas formando un

Resultados

19

epitelio cilíndrico simple y se aglomeran en la región lateral del hepatopáncreas, junto al

intestino anterior. A los 22 días después del nacimiento, se observaron islotes de

Langerhans como aglomeraciones esféricas de células pancreáticas endócrinas. La vesícula

biliar se ubica dorsal central del hepatopáncreas y el tejido que la delimita es indistinguible

(Fig. 13).

Figura 12. Estructura del ano. A. Azul de Toluidinda (20x), B. Tricrómica de Gomori (40x). 1) Epitelio

plano estratificado, 2) Músculo liso, 3) Piel, 4) Intestino posterior.

Figura 13. Partes que componen al hepatopáncreas. A. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina

(20x), B. Tricrómica de Gomori (20x). 1) Hepatocitos, 2) Acino pancreático, 3) Vesícula biliar, 4) Rete

mirabile, 5) Vejiga gaseosa.

Resultados

20

6.5 Sistema Circulatorio

La región cardiaca está compuesta por cuatro cámaras a través de las cuales fluye la

sangre en sucesión simple; del seno venoso al atrio, ventrículo y bulbo arterioso. A dichos

compartimientos no se les distingue el tipo de epitelio que poseen (Fig. 14).

Figura 14. Cámaras del corazón. Azul de Toluidina (10x). 1) Seno venoso, 2) Atrio, 3) Ventrículo, 4)

Bulbo arterioso, 5) Hepatopáncreas, 6) Esófago anterior.

6.6 Aparato Reproductor

6.6.1 Femenino

El ovario está pareado. Se ubica en la parte dorsal de todo el intestino, desde el

intestino anterior, hasta la altura anterior a la aleta anal. El ovario se hace visible al primer

día después del nacimiento. Está conformado en su mayor parte por ovocitos primarios y a

dichos ovocitos se les observa el núcleo con sus nucléolos (Fig. 15).

Resultados

21

6.6.2. Masculino

No hay evidencia de la presencia de la gónada masculina en los juveniles de H.

ingens. Se observan organismos indiferenciados.

Figura 15. Ovario de H. ingens de 22 días de nacida. Azul de Toluidina (40x). 1) Ovocito, 2)

Intestino medio, 3) Riñón, 4) Músculo estriado esquelético.

6.7 Aparato Excretor

El riñón se encuentra a lo largo de casi todo el cuerpo, desde la parte dorsal de la

vejiga natatoria, hasta la parte del intestino posterior, pareado al ovario y anterior a la aleta

anal. Está compuesto de varios túbulos renales, formados de epitelio cúbico simple. Estos

túbulos a su vez, se encuentran rodeados de tejido hematopoyético, el cual está constituido

de células sanguíneas en formación. No sé encontraron glomérulos. La vejiga urinaria se

encuentra posterior al riñón y adyacente a la aleta anal. Los tejidos de las capas de la vejiga

urinaria son indistinguibles (Fig. 16).

Resultados

22

Figura 16. Componentes del sistema excretor. A. B. Tricrómica de Gomori (20x;40x). 1) Riñón, 2)

Vejiga urinaria, 3) Intestino posterior, 4) Ano, 5) Aleta anal, 6) Tejido hematopoyético, 7) Túbulo renal.

6.8 Tegumento

La epidermis presenta un epitelio plano estratificado y la dermis presenta tejido

conjuntivo laxo. A los 15 días después del nacimiento, se presenta una segunda capa en la

dermis que corresponde a tejido conjuntivo denso, inferior al tejido conjuntivo laxo.

Los melanocitos se encuentran entre la epidermis y dermis, debajo de la dermis, en la

periferia de los paquetes musculares, en la periferia del riñón, alrededor de la notocorda y en

los filamentos branquiales. Tienen forma estrellada y granulaciones de coloración negra (Fig.

17).

6.9 Sistema Músculo-Esquelético

El aparato muscular está compuesto por músculo estriado esquelético en la región

axial, dorsal, ventral y aletas, desde la zona branquial hasta la punta de la cola. El núcleo de

del músculo es ovalado y está ubicado en la periferia de la célula.

El esqueleto de los juveniles, se encuentra formado de cartílago hialino, que se ubica

en la zona craneal, radios proximal y distal de las aletas, y en los filamentos branquiales de

las branquias. El cartílago se compone de condrocitos, los cuales se encuentran rodeados

de una matriz.

Resultados

23

Dentro de la cola se encuentran la notocorda y médula espinal, las cuales están

rodeadas por músculo estriado esquelético. La notocorda se ubica a lo largo del cuerpo,

ventral a la médula espinal. Está delimitada por tejido conjuntivo y en su interior se compone

de células notocordales vacuolizadas (Fig. 18).

Las espinas se hacen visibles a los 11 días después del nacimiento. Están

compuestas de hueso acelular, por la ausencia de osteocitos, pero presenta osteblastos en

la parte basal de dicha espina (Fig. 19).

Figura 17. Estructura del tegumento de H. ingens a los 15 días de nacido. Hematoxilina de Gill-

Eosina Y-Floxina (40x). 1) Epidermis, 2) Dermis, 3) Melanocitos, 4) Músculo estriado esquelético.

Resultados

24

Figura 18. Corte transversal de la cola. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina (40x). 1) Médula

espinal, 2) Notocorda, 3) Músculo estriado esquelético.

Figura 19. Estructura de las espinas. A. Juvenil de 15 días. Azul de Toluidina (40x), B. Juvenil de 22

días. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina (20x). 1) Hueso acelular, 2) Osteoblastos.

Resultados

25

6.10 Aparato Locomotor

6.10.1 Vejiga gaseosa

La vejiga gaseosa se extiende a lo largo de la cavidad abdominal, entre los intestinos

anterior y medio, y la notocorda. Es cerrada y no se encontró conexión con el esófago. La

pared de la vejiga gaseosa se conforma de una túnica externa fibrosa y una túnica interna

sin epitelio distinguible (Fig. 20A y 20B).

La glándula gaseosa se ubica dentro de las túnicas externa e interna, encontrándose

en la parte apical izquierda de la vejiga gaseosa. La rete mirabile se ubica en la periferia

dorsal de la vejiga gaseosa ventral a la notocorda, desde la altura del intestino anterior al

medio, se compone de una red compacta de capilares sanguíneos con una gran cantidad de

eritrocitos en su interior (Fig. 20C y 20D).

Figura 20. Componentes de la vejiga gaseosa. A. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina (10x), B. C.

Azul de Toluidina (10x), D. Tricrómica de Gomori (40x). 1) Vejiga gaseosa, 2) Glándula gaseosa,

3) Rete mirabile, 4) Intestino anterior, 5) Hepatopáncreas.

Resultados

26

6.10.2 Aletas

Los juveniles poseen 4 aletas, dos aletas pectorales con 16 radios cada una, una

aleta dorsal con 19 radios y una aleta anal con 4 radios. Las aletas pectorales son laterales a

la cabeza, posteriores al opérculo y las branquias. La aleta dorsal se encuentra a la altura del

intestino posterior dorsal a la médula espinal y la notocorda. Y la aleta anal se ubica ventral

al cuerpo e inferior al ano. Las aletas poseen una estructura básica que se componen de un

radio proximal de cartílago hialino, de donde surgen los músculos depresores gruesos y los

delgados músculos inclinadores. En la parte distal de estos músculos, se encuentra un radio

medio de cartílago hialino y superior a este está un radio distal, conformado de cartílago

hialino. De cada radio distal surgen hacia la parte exterior los radios dérmicos con aspecto

delgado (Fig. 21).

6.11 Neuroreceptores

6.11.1 Olfato

Las dos cavidades nasales se localizan en la parte frontal de la cara, sobre la trompa,

anteriores a los ojos. Cada cavidad nasal presenta un epitelio cilíndrico pseudoestratificado y

se compone de células receptoras y de sostén (Fig. 22).

6.11.2 Ojos

Los ojos son laterales al rostro y frontales a las branquias. Se caracterizan por tener

un cristalino esférico. Cada ojo está constituido por una capa fibrosa formada por la córnea y

esclerótica, una túnica media formada por la coroides y el iris; su retina y un cristalino (Fig.

23).

La córnea está ubicada en la parte externa del ojo, anterior al cristalino y está

formada por epitelio plano estratificado. La esclerótica se ubica exterior a la retina y está

compuesta de tejido cartilaginoso hialino. La coroides está colocada entre el epitelio

pigmentario y la esclerótica El iris se encuentra entre la retina y la córnea y se extiende como

una capa de la coroides (Fig. 23A).

La retina está formada por 8 capas celulares: El epitelio pigmentado, una capa de

células con granulaciones negras; la capa de conos y bastones, que contiene los cuerpos

Resultados

27

celulares de los conos y bastones; la capa nuclear externa, que contiene los núcleos de los

conos y bastones; la capa plexiforme externa, carece de núcleos y tiene apariencia fibrosa.

Capa nuclear interna, contiene los núcleos de células nerviosas; la capa plexiforme interna,

que es una franja gruesa de delgadas fibras nerviosas; la capa ganglionar, que es la capa de

células ganglionares; la capa de fibras del nervio óptico, que contiene fibras nerviosas,

internas a la capa ganglionar (Fig. 23B).

El cristalino es una estructura esférica formada por las fibras del lente. El nervio

óptico se ubica en la región central posterior al ojo, atravesando la retina, está formado por

fibras nerviosas y comunica a la retina con el encéfalo (Fig. 23C).

Figura 21. Partes que componen a las aletas. A. Tricrómica de Gomori (10x), B. C. Hematoxilina de

Gill-Eosina Y-Floxina (10x), D. Tricrómica de Gomori (20x). 1) Músculo depresor, 2) Músculo

inclinador, 3) Radio proximal, 4) Radio medio, 5) Radio distal, 6) Radios dérmicos, 7) Notocorda,

8) Ojos, 9) Vejiga urinaria.

Resultados

28

Figura 22. Estructura del olfato. A. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina (20x), B. Azul de Toluidina

(40x). 1) Cavidades nasales, 2) Epitelio cilíndrico pseudoestratificado, 3) Cartílago hialino, 4) Ojos.

Figura 23. Partes del ojo. A. Hematoxilina de Gill-Eosina Y-Floxina (20x), B. Tricrómica de Gomori

(40x). 1) Córnea, 2) Esclerótica, 3) Coroides, 4) Iris, 5) Capas de la retina [a: epitelio pigmentado,

b: capa de conos y bastones, c: capa nuclear externa, d: capa plexiforme externa, e: capa nuclear

interna, f: capa plexiforme interna, g: capa ganglionar, h: fibras del nervio óptico], 6) Cristalino,

7) Nervio óptico.

Resultados

29

6.12 Análisis de Datos

6.12.1 Peso Promedio

En la camada 1 de los juveniles H. ingens al primer día de nacidos obtuvieron un

peso promedio de 0.00124 g, y a los 5 días un peso promedio de 0.00164 g, con una

diferencia de 0.0004 g.

En la camada 2 de los juveniles H. ingens, al primer día de nacidos obtienen un peso

promedio de 0.00072 g, y a los 22 días un peso promedio de 0.35 g. Entre el primer día de

nacidos y el 22, se obtuvo una diferencia de 0.03428 g en el peso promedio (Fig. 24).

6.12.2 Longitud Promedio

En la camada 1 de los juveniles H. ingens al primer día de nacidos obtuvieron una

longitud promedio de 7.366 mm y a los 5 días una longitud promedio de 8.6934 mm, con una

diferencia de 1.3274 mm.

En la camada 2 de los juveniles H. ingens, al primer día de nacidos obtienen una

longitud promedio de 7.2812 mm y a los 22 días una longitud promedio de 17.5644 mm.

Entre el primer día de nacidos y el 22, se obtuvo una diferencia de 10.2832 mm (Fig. 25).

6.12.3 Relación Peso-Longitud

Para describir la relación entre el peso y la longitud de los juveniles de H. ingens, se

calculó el modelo de crecimiento potencial, donde la relación entre el peso y la longitud se

definió como W= 4E-06x2.6747 (R2= 0.769) (Fig. 26).

Resultados

30

Figura 24. Peso promedio de dos camadas de juveniles de H. ingens.

Figura 25. Longitud promedio de dos camadas de juveniles de H. ingens.

Resultados y Discusión

31

Figura 26. Relación peso-longitud de juveniles de H. ingens de la camada 2.

VII. DISCUSIÓN

7.1 Morfología externa e interna de juveniles

De manera general, los juveniles de Hippocampus ingens poseen la misma anatomía

externa de un adulto (Lourie et al., 2004), contando con la misma cantidad de radios en la

aleta pectoral, dorsal y anal que los adultos (Fig. 3). En el periodo juvenil no se ha

completado la formación del mismo número de anillos en tronco y cola, que sí se observa en

ejemplares adultos y que es característico de su especie.

Los juveniles de H. ingens tienen presente un arreglo de órganos similar al de un

ejemplar adulto, más sólo les falta crecer en volumen (Fig. 4)

7.2 Sistema Nervioso

El cerebro de los adultos de Muraenolepis microps (Eastman y Lannoo, 2001),

Dolloidraco longedorsalis (Eastman y Lannoo, 2003), Bovichtus diacanthus y Cottoperca

gobio (Eastman y Lannoo, 2007), Epinephelus coioides (Savari et al., 2013) poseen los 5

lóbulos encontrados en los juveniles de Hippocampus ingens. El cerebro es similar en todos

los peces, aunque existen considerables diferencias entre los grupos de peces (Genten et

Discusión

32

al., 2009). Los peces anteriormente mencionados, a excepción de E. coioides, poseen una

gran cantidad de nervios craneales en la parte lateral del mielencéfalo, los cuales no se

presentan en los juveniles H. ingens, al igual que el bulbo olfatorio y los lóbulos olfatorios

están ausentes.

Los peces de arrecifes de aguas poco profundas, desarrollaron habilidades

perceptivas y cognitivas especializadas en el contexto de procesamiento visual. El desarrollo

moderado de los lóbulos ópticos de algunos peces puede explicarse como adaptaciones al

entorno bentónico (Kotrschal et al., 1998).

7.3 Sistema Respiratorio

La mayoría de los peces teleósteos presentan 4 pares de arcos branquiales que se

extienden de la parte inferior hasta la parte superior de la cavidad bucal (Genten et al.,

2009). La respiración ocurre a través de la corriente de agua que contiene oxígeno; ésta

atraviesa la bucofaringe llegando a las branquias situadas a cada lado de la región anterior

del cuerpo. Las branquias son extensiones vascularizadas de la superficie corporal que se

proyectan en el medio acuático, a través de las cuales puede difundir el oxígeno del agua

(Estrada-Flores y Uribe-Aranzábal, 2002).

Las branquias de los juveniles de Hippocampus ingens se ubican dentro de la cámara

branquial, esta misma ubicación la comparte con los adultos de Boleophthalmus boddarti (Al-

Kadhomiy y Hughes, 1988), las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004), Pagrus

auriga (Sánchez et al., 2007), Oreochromis niloticus (Torres et al., 2010; Pereira et al., 2014),

Cyprinus carpio communis (Patnaik et al., 2011), Colossoma macropomum (Rojas et al.,

2012) e Hippocampus reidi (Novelli et al., 2015) así como la composición de 4 arcos

branquiales con filamentos branquiales de donde emergen las lamelas braquiales. Estas

lamelas branquiales contienen vasos sanguíneos capilares y células pilar, las cuales se

encuentran rodeadas por epitelio plano simple, lo que define la barrera de difusión en este

nivel de las branquias como una estructura muy delgada entre la sangre y el agua del

ambiente, lo que permite el intercambio gaseoso de manera muy eficiente (Estrada-Flores y

Uribe-Aranzábal, 2002; Genten et al., 2009).

7.4 Sistema Digestivo

La estructura de la bucofaringe en larvas de Solea solea (Boulhic y Gabaudan, 1992)

poseen epitelio plano estratificado, una capa de tejido conectivo y una capa de músculo. Aí

Discusión

33

mismo presenta un leve engrosamiento de un pliegue epitelial que corresponde a la lengua y

en la mucosa emergen los dientes. Mientras que en los juveniles de H. ingens sólo se

observa epitelio plano estratificado.

La bucofaringe de las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) está

revestida de epitelio plano simple, mientras en el caso de los juveniles de H. ingens posee

epitelio plano estratificado.

En Pseudosciaena crocea (Kangsen et al., 2005) la bucofaringe está compuesta de

epitelio cilíndrico pseudoestratificado rodeado por una capa delgada de tejido conectivo y

lámina propia, con presencia de algunas células caliciformes, dichas células si encontraron

en juveniles de H. ingens.

En Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) la bucofaringe se compone de epitelio

pseudoestratificado con papilas gustativas y células caliciformes, así como los primeros

dientes rodeados por tejido conectivo, una capa de músculo estriado y otra capa delgada de

músculo longitudinal, en los juveniles H. ingens no se presentan papilas gustativas.

La bucofaringe Danio rerio (Menke et al., 2011) consiste de epitelio mucoso sobre

una membrana basal gruesa con numerosas células caliciformes, conformación similar

encontrada en los juveniles H. ingens.

En los juveniles de H. guttulatus (Palma et al., 2014) la bucofaringe sólo se presenta

epitelio plano. En los juveniles de H. reidi (Novelli et al., 2015) la bucofaringe tampoco posee

dientes y ni papilas gustativas, característica que comparten con los juveniles de H. ingens.

En los actinopterigios, la morfología de los dientes y lengua varía en función de la

diversidad de las especies y en los tipos de alimentación (Pérez-Pérez et al., 2010). Los

caballitos de mar no presentan dientes ni lengua debido a que carecen estómagos y por lo

tanto, no pueden almacenar nutrientes. Usan sus largos hocicos tubulares para crear una

fuerte succión con la que la ingestan rápidamente su alimento (Winter, 2014).

En larvas de Solea solea (Boulhic y Gabaudan, 1992) el esófago consiste de epitelio

cúbico simple con células caliciformes y con una capa de tejido conjuntivo. La pared del

esófago se completa con una capa de músculo estriado y una túnica serosa delgada. Las

papilas gustativas aparecen en la mucosa del esófago, las cuales no se presentan en los

juveniles de H. ingens.

El esófago de larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) está compuesto de

epitelio cilíndrico simple con células ciliadas y células caliciformes, mientras que en los

juveniles de H. ingens el esófago presenta epitelio plano estratificado y epitelio cúbico

simple.

Discusión

34

En Pseudosciaena crocea (Kangsen et al., 2005) el esófago posee dos regiones

diferentes, una anterior y posterior, donde su capa mucosa tienen un epitelio plano

estratificado en ambas regiones, pero sin la presencia de células caliciformes que sólo se

presentan en la región anterior los juveniles de H. ingens.

El esófago de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) consiste en un conducto corto de

epitelio plano pseudoestratificado con células caliciformes, rodeado de una capa muscular,

éste arreglo es similar al encontrado en los juveniles de H. ingens.

La mucosa del esófago de los juveniles de H. guttulatus (Palma et al., 2014) e H. reidi

(Novelli et al., 2015) posee epitelio plano estratificado con células caliciformes y está

rodeado de una capa de músculo estriado, estructura similar al esófago anterior de los

juveniles de H. ingens. En el caso de H. reidi las células caliciformes están compuestas de

mucosustancias neutras.

A través de las diversas capas del epitelio del esófago, se presenta células secretoras

individuales, las células caliciformes, que liberan grandes cantidades de glicoconjugados

neutros y ácidos con posible función de lubricación del epitelio en la interacción entre la

mucosa y los virus y / o bacterias (Genten et al., 2009). No son bien conocidas las relaciones

entre la naturaleza de las mucosustancias y la función, aunque para las mucosustancias

intestinales se han propuesto funciones relacionadas con la lubricación y protección frente a

daños químicos y físicos, modulación de absorción de agua y electrolitos y protección frente

a la invasión de patógenos (Ostros-Garrido et al., 2003).

La función de las mucinas secretadas por las láminas epiteliales de diversas

mucosas, tales como la intestinal y las de las vías respiratorias, ha sido estudiada en forma

exhaustiva. Las mucinas neutras, abundantes en la superficie luminar del estómago y

secretadas así mismo por las glándulas de Brunner del duodeno, están relacionadas con

funciones de protección de las mucosas que las secretan (Cabrera y García, 2007).

Los juveniles de H. ingens como los de H. guttulatus (Palma et al., 2014) e H. reidi

(Novelli et al., 2015) no poseen un estómago, el alimento que ingieren entra directamente a

través del esófago hacia el intestino. En H. reidi (Novelli et al., 2015) una válvula divide al

esófago del intestino, válvula que no se presentó en H. ingens.

El intestino de H. inges está dividido en tres regiones anterior, media y posterior, pero

en algunos teleósteos sólo se han descrito dos regiones como en Solea solea (Boulhic y

Gabaudan, 1992) de quien se regionaliza una región anterior y otra posterior. La región

anterior del intestino consta de epitelio cilíndrico simple con células caliciformes y una capa

Discusión

35

delgada de tejido conjuntivo, y la pared intestinal termina en una túnica serosa. La región

posterior del intestino posee un epitelio cilíndrico estratificado con algunas células

caliciformes, el cual está rodeado por una capa gruesa de tejido conjuntivo. En H. ingens las

células caliciformes sólo están presentes en la región posterior del estómago.

En las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) el intestino está dividido en

tres regiones, un intestino anterior, medio y posterior, su intestino anterior posee células en

bastón, mientras que el intestino medio y posterior posee epitelio con microvellosidades,

además que el intestino posterior también contiene células mucosas, está misma

composición se presenta en los juveniles de H. ingens.

El intestino de las larvas Pseudosciaena crocea (Kangsen et al., 2005) está

compuesta de una mucosa en la región anterior que consta de un epitelio cilíndrico simple

con microvellosidades y una región posterior que termina en su zona rectal con una capa

mucosa que consta de epitelio cúbico simple y células caliciformes. En H. ingens las

microvellosidades se hacen visibles en la segunda región.

El intestino de las larvas de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) consta de tres

regiones; anterior, media y posterior, y termina en una zona rectal. La capa mucosa de la

región anterior consta de epitelio cilíndrico simple, mientras que en las regiones media y

posterior se componen de un epitelio cilíndrico con microvellosidades, las tres presentan

células caliciformes, aunque en su zona rectal se compone de un epitelio

pseudoestratificado.

En Danio rerio (Menke et al., 2011) no se distingue regionalización estomacal o

intestinal.

En los juveniles de H. guttulatus (Palma et al., 2014) el intestino se divide en regiones

media y posterior, divididos por una válvula intestinal. El intestino medio es más ancho con

vellosidades intestinales, mientras que el intestino posterior es un tubo recto, lo cual difiere

en los juveniles de H. ingens.

El intestino de los juveniles H. reidi (Novelli et al., 2015) se compone de dos regiones

la del intestino anterior compuesta de epitelio cubico simple y de epitelio cilíndrico simple con

microvellosidades, mientras que el intestino posterior posee células caliciformes. Su intestino

se extiende desde el esófago hasta el recto.

Los intestinos se diferencian por la presencia de varios tipos celulares, así como la

función de absorción que ejercen dichas células en cada región del intestino. Así mismo, los

intestinos se diferencian por la presencia de una válvula intestinal (Peña-Martínez, 2000).

Discusión

36

Algunas funciones de moco secretado por las células caliciformes son lubricación de

materiales no digeridos para la progresión sin protección y posible papel en la

osmorregulación, promueven la eliminación de contenido intestinal y proporciona la primera

línea de defensa contra la lesión física y química causada por alimentos ingeridos, los

microbios y los productos microbianos (Banan-Kojasteh et al., 2009; Kim y Ho, 2010).

La capa epitelial se compone principalmente de absorbentes células columnares,

referido como enterocitos, con la inclusión de células caliciformes secretoras de moco y

células endocrinas. El moco de las células caliciformes elimina físicamente las bacterias por

el flujo constante fuera de las microvellosides y por sitios receptores en las glicoproteínas

donde los factores de adhesión bacteriana se adhieren. En la superficie apical de los

enterocitos hay numerosas extensiones denominadas microvellosidades y toda la superficie

apical del epitelio se conoce como microvellosidades. Las vellosidades amplían

considerablemente la superficie de la membrana apical que aumenta el área de absorción

digestiva (Jutfelt, 2006).

El conjunto de hígado y páncreas en los juveniles de H. ingens se le conoce como

hepatopáncreas y está compuesto de hepatocitos, sin embargo en algunas especies de

teleósteos estos órganos son estructuras separadas.

El hígado de Solea solea (Boulhic y Gabaudan, 1992) se compone de conductos y

sinusoides hepáticos que conducen al conducto biliar. En juveniles de H. ingens no se

distinguió el conducto biliar.

En el hígado de las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) los hepatocitos

están dispuestos en cordones, entre los que se presentan acinos pancreáticos piramidales

que poseen gránulos zimógenos en su región superficial. La vesícula biliar está compuesta

de epitelio simple rodeado de una capa de tejido conectivo. Los juveniles de H. ingens no se

observan los gránulos zimógenos en los acinos pancreáticos.

En larvas de Pseudosciaena crocea (Kangsen et al., 2005) los hepatocitos presentan

pequeñas vacuolas, su vesícula biliar está compuesta por un epitelio cúbico simple rodeada

por una capa delgada de tejido conectivo y el páncreas se organiza en estructuras acinares

formadas por células alargadas con gránulos de zimógeno. Para los juveniles de H. ingens la

vesícula biliar no se distingue el tejido que lo delimita.

El hígado en larvas de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) se compone de

hepatocitos dispuestos en cordones organizados concéntricamente a lo largo de sinusoides.

Es la misma organización encontrada en los juveniles de H. ingens.

Discusión

37

En Oreochromis niloticus (Torres et al., 2010) el hígado, se divide en lóbulos y actúa

como una glándula mixta compuesta por hepatocitos y un sistema de conductos que drena la

bilis, sus hepatocitos son células poliédricas con un núcleo redondo y nucléolo. Estructura

similar a los hepatocitos de los juveniles de H. ingens.

Para los juveniles de H. erectus (Tindermans et al., 2010), describen al hígado y

páncreas como órganos independientes, mientras que en H. ingens el tejido pancreático se

encuentra disperso dentro del hígado y alrededor del intestino anterior.

En Hippocampus reidi (Novelli et al., 2015) el parénquima hepático parece un tejido

compacto con hepatocitos los cuales están dispuesto en cordones, mientras que el páncreas

se encuentra en la cara interna del hígado, alrededor del torrente sanguíneo y la pared de su

vesícula biliar consiste en un epitelio cilíndrico simple, soportado por una lámina propia

subyacente fibrovascular. En el caso de los juveniles de H. ingens el tejido pancreático se

encuentra en la parte periférica interna del tejido hepático y su vesícula biliar está delimitada

por un epitelio poco distinguible.

Las glándulas accesorias digestivas principales asociadas al aparato digestivo, son el

páncreas y el hígado, las cuales secretan sustancias hacia el intestino para ayudar a la

digestión, reduciendo sus productos hacia un tamaño molecular (Estrada-Flores y Uribe-

Aranzábal, 2002). Específicamente, el hígado cumple las funciones de asimilación de los

nutrientes, producción de bilis y desintoxicación, mantenimiento de la homeostasis

metabólica. El hígado contiene enzimas responsables de la digestión de las proteínas,

hidratos de carbono, grasas y nucleótidos. Los hígados de peces con tejido pancreático

exócrino son a menudo llamados hepatopáncreas (Genten et al., 2009).

7.5 Sistema Circulatorio

El corazón de los juveniles de H. ingens posee cuatro cámaras (seno venoso, atrio,

ventrículo y bulbo arterioso) mismas que se encuentran en las larvas de Dentex dentex

(Santamaría et al., 2004), en larvas de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) y los juveniles

de Hippocampus reidi (Novelli et al., 2015).

Para las larvas de Clupea harengus y Pleuronectes platessa (De Silva, 1974), el

corazón comienza a latir antes de la eclosión y el sistema circulatorio ya está presente,

presentan una matriz en la cavidad del ventrículo y alrededor de la región intestinal. Lo cual

es difícil de comparar con los juveniles de H. ingens pues a las cámaras del corazón,

específicamente del ventrículo, no se les logra observar algún tipo de tejido específico.

Discusión

38

En el corazón de las larvas de Hippoglossus hippolossus (Blaxter et al., 1983) sólo

poseen al principio de su desarrollo sólo dos cámaras, una anterior y una posterior a penas

diferenciadas. En otro estudio de larvas de H. hippoglossus (Pittman et al., 1990) el corazón

inicialmente es un tubo primitivo, y después de los 20 días se forman las cuatro mismas

cámaras, siendo el ventrículo el que se desarrolla primero, con un músculo cardiaco grueso,

su corazón sólo posee una entrada visible para el seno venoso y no tiene ningún vértice

distinto sobre el ventrículo.

En el caso de las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) la aurícula y el

ventrículo son las primeras cámaras en formarse, le sigue el seno venoso y por último el

atrio, el ventrículo posee trabéculas y con forme el corazón se desarrollaba aumentaba el

número de eritrocitos maduros en él.

Para los juveniles de H. ingens al ser liberados por el macho el corazón está

completamente formado con sus cuatro cámaras.

Para las larvas de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) el atrio es estrecho orientado

al ventrículo y el bulbo arterioso presenta una pared delgada, mientras que el ventrículo

posee estratos compacto y esponjoso.

En los juveniles de Hippocampus reidi (Novelli et al., 2015) el conducto del atrio que

lleva hacia el ventrículo es estrecho, la aurícula posee trabéculas en su pared exterior,

extendiéndose hacia el ventrículo a través del lumen y el bulbo arterioso se compone de

tejido conectivo elástico y músculo liso. En los juveniles de H. ingens, no se logró identificar

el tipo de epitelio que posee el órgano en esta etapa de desarrollo.

Entre las funciones del aparato circulatorio figuran el transporte de oxígeno,

electrolitos, hormonas y nutrientes a los tejidos a través de las arterias, y el regreso de

productos metabólicos de desecho mediante las venas (Estrada-Flores y Uribe-Aranzábal,

2002).

7.6 Sistema Reproductor

Los ovarios de las hembras adultas de Hippocampus abdominalis (Selman et al.,

1991), H. mohnikei (Otsuka et al., 2009), H. reidi (Poorternaar et al., 2004; Silveira et al.,

2010; Novelli et al., 2015), en Syngnathus scovelli (Begovac y Wallace, 1987) y S. schlegeli

(Watanabe et al., 2000) son estructuras pareadas que yacen en la parte dorsal posterior de

la cavidad abdominal, y en el ovario, sus ovocitos están intercalados entre una pared

muscular externa y una capa interna de epitelio luminar y arreglados de manera espiral. En

cambio, en juveniles de H. ingens, los ovarios sólo están dispuestos en un saco dorsal.

Discusión

39

Los ovarios de los juveniles H. reidi (Novelli et al., 2015) desde que nacen hasta el

día 30 de nacidos poseen ovocitos primarios, secundarios y vitelinos. Los ovarios consisten

en dos lóbulos situados encada lado de la cavidad del cuerpo en la parte dorsal, mismos

están cubiertos con una membrana peritoneal. En el caso de los juveniles de H. ingens el

ovario sólo presenta en su interior ovocitos primarios en sus primeros 22 días de vida.

De los juveniles trabajados, se observaron organismos con gónada femenina y sin

presencia de gónada. Se puede inferir que aquellos juveniles que no presentaron la

estructura, sean machos que aún no desarrollan la gónada y tarden más en formarla.

7.7 Sistema Excretor

Los riñones aglomerulares se han encontrado en algunas especies de la Subdivisión

Elopomorpha, el Superoden Ateleopodorma, el Superorden Paracanthopterygii y la Serie

Percomorpha, en donde se ubica la familia Syngnathidae (Ozaka et al., 2009), a la que

pertenece Hippocampus ingens.

En las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) el riñón consiste en dos

corpúsculos renales primordiales y dos conductos rectos pronéfricos primordiales corriendo

justo debajo del eje notocorda, en donde cada corpúsculo renal está formado de un

glomérulo y una cápsula de Bowman, estos a su vez se ven rodeados de tejido

hematopoyético. El riñón de los juveniles de H. ingens los corpúsculos renales y los

conductos renales están ausentes.

Scatophagus argus (Chenari et al., 2011) posee un riñón mesonéfrico glomerular. Su

riñón está constituido de un túbulo distal con epitelio cilíndrico simple y un túbulo proximal

con epitelio cúbico simple. En los juveniles de H. ingens sus túbulos renales están formados

solamente de epitelio cúbico simple.

El riñón de las larvas de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) consta de túbulos

pronéfricos primordiales. Los túbulos distales están compuestos de epitelio cúbico simple

con microvellosidades y los túbulos proximales están conectados con los conductos

colectores, seguidos por el uréter hacia la vejiga urinaria que consta de epitelio plano simple

y se ubica en la zona cercana al ano y conecta al uréter, que presenta un epitelio cilíndrico

simple. En la vejiga urinaria de los juveniles de H. ingens se encuentra un epitelio

indistinguible y en este estudio no se observó una conexión con alguna estructura de

descarga.

El riñón de H. reidi (Novelli et al., 2015) está compuesto de túbulos proximal y distal

que se limitan en una gran cantidad de tejido hematopoyético con ausencia de glomérulos, la

Discusión

40

vejiga urinaria está revestida por un epitelio de pseudoestratificado y consta de haces

musculares lisas y densas con tejido conectivo. En el caso de los juveniles de H. ingens el

riñón sólo posee túbulos con epitelio cúbico simple y el tipo de epitelio que contiene la vejiga

urinaria no se distingue.

El tejido renal es sensible a impactos, debido a su alta tasa de rotación de células,

por lo que puede ser utilizado como un bioindicador, y puede proporcionar señales de alerta

temprana de la degradación ambiental. El riñón es un órgano de base que forman los

elementos de la sangre, y también es el depósito de células sanguíneas (Kondera, 2014). En

los peces filogenéticamente más avanzados, la eritropoyesis tiene lugar en el bazo, el riñón y

el hígado (Homatowska et al., 2002).

7.8 Tegumento

La piel de las larvas de Clupea harengus, Pleuronectes platessa y Salmo salar

(Hickey, 1982) está compuesta de dos capas, una epidermis con epitelio plano estratificado,

células mucosas, y una dermis. Para los juveniles de H. ingens la epidermis es similar,

aunque la dermis posee tejido conjuntivo laxo.

En Polydon spathula (Mester y Zarnescu, 2000) su piel está compuesta de 2 capas,

una epidermis con melanocitos de forma irregular, dentro un epitelio plano estratificado. Y

una dermis de tejido conjuntivo formado por fibras de colágeno, nervios, capilares,

fibroblastos y células pigmentarias, la estructura de su piel es similar a la encontrada en H.

ingens.

La piel de Kurtus gullivery (Berra y Humphrey, 2002) posee 2 capas. La epidermis

compuesta de epitelio cúbico estratificado, células caliciformes y en algunas zonas de

células neurosensoriales y la dermis presenta tejido conjuntivo, con fibras de colágeno,

fibrocitos y vasos sanguíneos. En cambio, la epidermis de los juveniles de H. ingens posee

epitelio plano estratificado.

7.9 Aparato Músculo-Esquelético

Las células musculares esqueléticas son multinucleadas, con núcleos ovales situados

en la periferia de la célula, poseen forma cilíndrica y muy larga (Estrada-Flores y Uribe-

Aranzábal, 2002).

La estructura del músculo estriado esquelético en Salmo salar (Kongtorp et al., 2004),

Dicentrarchus labrax (Ayala et al., 2005) en Tilapia zillii y Solea vulgaris (Mohamed, 2009),

Discusión

41

Danio rerio (Menke et al., 2011) y Cyprinus carpio communis (Patnaik et al., 2011) es el

mismo tipo de músculo encontrado en juveniles de H. ingens en aletas y cola, que tienen

como función locomotora y sujeción a estructuras algales y corales.

El cartílago hialino posee una matriz intracelular que proporciona sostén debido, se

compone de condroblastos de forma alargada con núcleo ovoide, y condrocitos de forma

ovoide con núcleo central esférico. Es un tejido firme y resistente, pero no es ni tan fuerte ni

tan frágil como el hueso. Se encuentra en todas las clases de vertebrados (Estrada-Flores y

Uribe-Aranzábal, 2002; Genten et al., 2009).

En la zona craneal de algunos peces, como en adultos de Kurtus gulliveri (Berra y

Humphrey, 2002) y Danio rerio (Menke et al., 2011) se presenta cartílago hialino junto con su

matriz extracelular, como en los juveniles de H. ingens.

El cartílago en juveniles de Hippocampus hippocampus (Otero-Ferrer et al., 2010) se

encuentra en las mismas zonas al igual que en los juveniles de Hippocampus ingens.

Las espinas en juveniles de Acanthopagrus australis, Pagrus auratus Rhabdosargus

sarba (Hughes et al., 1994) y en adultos de Hippocampus kuda (Porter et al., 2013) están

compuestas de hueso acelular del mismo tipo que en los juveniles de H. ingens.

En adultos de Hippocampus reidi (Praet et al., 2012) la cola está formada de músculo

estriado esquelético y médula espinal.

La notocorda en etapa juvenil y adulta en Oryzias latipes (Ekanayeke y Hall, 1991) y

en larvas de Engraulis anchoita (Díaz et al., 2011) posee la misma ubicación y composición

que en juveniles de Hippocampus ingens.

Aunque en el caso de los adultos de Danio rerio (Menke et al., 2011) la columna

vertebral se desarrolla a partir de la notocorda en una serie de vértebras conectadas.

7.10 Aparato Locomotor

La vejiga gaseosa de adultos Anguilla anguilla (Molnár et al., 1993) está conformada

de un epitelio cúbico simple, una túnica propia, y una capa formada de células musculares,

para los juveniles de H. ingens la vejiga gaseosa no tiene aún epitelio distinguible.

En el caso de las larvas de Dentex dentex (Santamaría et al., 2004) la vejiga gaseosa

posee epitelio cúbico simple rodeado de fibroblastos y está conectado con el intestino

anterior a través del conducto neumático, la glándula gaseosa está dispuesta en una capa de

la zona ventral de la vejiga gaseosa y junto a la rete mirabile. A diferencia, la vejiga gaseosa

en los juveniles de H. ingens no se encuentra conectada al intestino o esófago, por lo que es

una estructura cerrada.

Discusión

42

En las larvas de Pagrus auriga (Sánchez et al., 2007) la vejiga gaseosa está

compuesta de epitelio cilíndrico simple, para adultos Danio rerio (Menke et al., 2011) el

epitelio recubre una delgada capa adventicia, una capa de músculo liso y una capa

submucosa, donde se encuentran la mayoría de los vasos sanguíneos, sus vejigas gaseosas

poseen su glándula gaseosa en la parte anterior, así como la rete mirabile en la región

posterior, en los juveniles de H. ingens la rete mirabile se encuentra también dorsal a la

vejiga gaseosa, aunque no se distingue que tipo de epitelio lo constituye.

La vejiga gaseosa H. reidi (Novelli et al., 2015) se encuentra separada del esófago y

se ubica dorsal en relación con el tracto digestivo. La glándula de gas y la rete mirabile están

presentes desde el nacimiento y se encuentra compuesta de capilares sanguíneos y

venosos. En los juveniles de H. ingens, la vejiga gaseosa y sus glándulas accesorias son las

mismas que se han encontrado.

Los peces fisóstomos poseen un conducto neumático entre la vejiga natatoria y el

esófago que utilizan para inflar o desinflar la vejiga natatoria haciendo pasar gas a través de

este conducto. La mayoría de estos peces también puede transferir gas entre la vejiga

natatoria y la corriente de la sangre por los mecanismos fisiológicos de la secreción y

reabsorción similares a los utilizados por los peces fisoclistos (Dumbarton et al., 2010).

En peces fisoclistos, como H. ingens, para producirse el llenado de gas en la vejiga

gaseosa, la glándula gaseosa produce ácido láctico, y la acidez resultante obliga a la

hemoglobina de la sangre a liberar oxígeno, de ahí pasa a la vejiga gaseosa mientras

atraviesa una estructura compleja conocida como rete mirabile (Calviño et al., 2007) que se

encarga de la transferencia de los gases por un sistema multiplicador de contracorriente

(Fournie et al., 1999).

En las aletas dorsal y anterior de los adultos de Gaidropsarus mediterraneus

(Kotrschal et al., 1984) cada radio va acompañado por un par de músculos inclinadores y

depresores, sus radios proximales están osificados, mientras que sus radios distales son

cartilaginosos y ambos radios se articulan a través de un disco de colágeno y de tejido

conjuntivo elástico. En los juveniles H. ingens sus aletas tienen una estructura similar aunque

poseen cartílago hialino.

La aleta dorsal de Hippocampus zosterae e H. erectus (Consi et al., 2001) y de los

géneros Hippocampus y Syngnathus (Ashley-Ross, 2002) se compone de radios proximal,

medio y distal de cartílago hialino con músculos depresores e inclinadores. Esta estructura

es la misma encontrada en los juveniles H. ingens.

Discusión

43

Desde temprana edad los teleósteos pueden llegar a tener anomalías esqueléticas, lo

cual es un problema importante en la acuicultura y conlleva a problemas económicos,

biológicos y éticos. Es importante acceder a información completa sobre la ontogenia y

ocurrencia de anomalías esqueléticas, y sobre los factores causales propuestos para su

aparición en larvas y juveniles de peces (Boglione et al., 2013). La manera de diagnosticarlo

estos fenómenos es a través de herramientas como la histología, observando a detalle el

desarrollo del tejido esquelético que se producen durante las etapas tempranas de los peces.

En ninguno de los ejemplares de los juveniles de H. ingens fue evidente la presencia de

anomalías esqueléticas, lo que sugiere que su desarrollo fue normal desde su nacimiento

hasta la última etapa del presente estudio.

7.11 Neuroreceptores

El órgano olfativo de los adultos de Danio rerio (Menke et al., 2011) consiste en fosas

emparejadas en donde se encuentran sacos con epitelio olfativo, epitelio cilíndrico simple,

los cuales se componen de pliegues compuestos de tejido sensorial. Este tipo de epitelio

olfativo se asemeja al observado en los juveniles H. ingens.

Anguilla anguilla (Atta, 2013) posee cámaras olfativas que abren a fosas nasales y a

su vez se encuentran ocupadas por una roseta olfativa formada de numerosas laminillas, las

cuales están formadas de epitelio estratificado con células basales y células olfativas

receptoras, y con alternaciones de células caliciformes. En los juveniles H. ingens las

cavidades no presentan rosetas olfativas.

Las células neurosensoriales en el epitelio olfativo nasal son los elementos olfativos

principales que son responsables del sentido del olfato en todos los vertebrados, por lo que

el epitelio olfativo contiene neuronas sensoriales olfativas que ayudan a la detección (Savari

et al., 2013). Debido al sencillo sistema olfatorio de H. ingens se puede deducir que no

dependen mucho de su olfato para la captura de su alimento.

La estructura del ojo en Eremophilus mutisii y Oncorhynchus mykiss (Tovar et al.,

2008), Paracheirodon axelrodi (Tovar et al., 2009), Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013),

Syngnathus schlegeli (Watanabe et al., 1999) e Hippocampus reidi (Novelli et al., 2015) es

similar a la encontrada en los juveniles de Hippocampus ingens.

En la córnea de Eremophilus mutisii (Tovar et al., 2008) se observa un estroma

fibroso de tejido conectivo denso, el cual está recubierto por un epitelio plano. En el caso de

Oncorhynchus mykiss (Tovar et al., 2008), la córnea presenta un epitelio plano estratificado,

Discusión

44

seguido de la membrana de Bowman y del estroma corneal, donde se observan fibroblastos

y fibras de colágeno. La capa posterior de la córnea de Paracheirodon axelrodi (Tovar et al.,

2009) está formada por una capa endotelial, seguida de la membrana de Descemet, la cual

está formada por tejido conectivo laxo. La córnea de Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013)

está conformada principalmente por un estroma corneal, compuesto de fibroblastos y fibras

de colágeno. Mientras tanto en la córnea de los juveniles de Hippocampus ingens

simplemente se observa epitelio plano estratificado.

La esclerótica de Eremophilus mutisii (Tovar et al., 2008), Paracheirodon axelrodi

(Tovar et al., 2009) y Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013) presenta un tejido conectivo

denso, con fibroblastos y fibras de colágeno, mientras que Oncorhynchus mykiss (Tovar et

al., 2008) presenta un tejido cartilaginoso, con pericondrio y una membrana que recubre la

esclerótica denominada lámina fusca. El tejido cartilaginoso hialino es la estructura que se

observa en los juveniles de H. ingens.

La coroides de Oncorhynchus mykiss (Tovar et al., 2008), Paracheirodon axelrodi

(Tovar et al., 2009) y Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013) es un capa muy delgada de

vasos sanguíneos en forma de herradura. En el caso de Eremophilus mutisii se observa

como un tejido altamente pigmentado de coloración café oscuro (Tovar et al., 2008). En

juveniles de H. ingens se ubica por posición en epitelio pigmentario y la esclerótica, pero no

se observan vasos sanguíneos.

El iris de Eremophilus mutisii (Tovar et al., 2008) Paracheirodon axelrodi (Tovar et al.,

2009) y Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013) se encuentra recubierto por la membrana

celular anterior hacia la cámara anterior, que es la continuación del endotelio de la córnea y

por un epitelio cúbico simple en la parte de la cámara posterior. Mientras que Oncorhynchus

mykiss tiene la misma conformación, pero dentro de la lámina pigmentada se observa un

estroma de tejido laxo con fibras musculares (Tovar et al., 2008). Esta estructura en E.

mutisii y O. mykiss se observa como una proyección de la coroides. En los juveniles de H.

ingens el iris también se presenta como una capa de la coroides.

El número capas y estructura de la retina en Eremophilus mutisii y Oncorhynchus

mykiss (Tovar et al., 2008), de Paracheirodon axelrodi (Tovar et al., 2009) es similar a la de

juveniles de H. ingens. Mientras que en Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013), no se han

descrito la capa de conos y bastones, y la capa de fibras del nervio óptico, y en Syngnathus

schlegeli (Watanabe, et al., 1999) no se encuentra la capa de conos.

El cristalino de Eremophilus mutisii y Oncorhynchus mykiss (Tovar et al., 2008),

Paracheirodon axelrodi (Tovar et al., 2009) y Ariopsis seemanni (Tovar et al., 2013) presenta

Discusión

45

una capa externa, que corresponde a la capsula del cristalino, donde no se observan células,

una capa media de epitelio cúbico simple, también denominado epitelio subcapsular, y una

capa interna conformada por fibras de colágeno dispuestas de manera concéntrica. En

cambio en juveniles de H. ingens sólo se observa las fibras del lente.

En el presente estudio se realizó una descripción completa de la histología de los

juveniles de Hippocampus ingens. Estudios histológicos de adultos del género Hippocampus,

han tratado principalmente el estudio de órganos en particular, como la bolsa del macho

(Linton y Soloff, 1964), ovario (Selman et al., 1991) y radios de la aleta dorsal (Consi et al.,

2001) de H. erectus; Los testículos y bolsa de crianza (Laksanawimol, 2004) de H. kuda. El

riñón aglomerular (Tsuji, 1988) y ovario (Poortenaar et al., 2004) de H. abdominalis; Los

radios de la aleta dorsal (Consi et al., 2001) de H. zosterae, y las gónadas (Otsuka et al.,

2009) de H. mohnikei. Es de resaltar que en ninguna de las especies de adultos hay una

descripción de la histología normal de sus órganos.

En caso de estudios en juveniles, Tindemans et al., (2010) describen el desarrollo

gastrointestinal de juveniles H. erectus Novelli et al., (2010) realizaron una descripción

histológica y osteológica en los juveniles de H. hippocampus. Palma et al., (2014)

describieron el proceso alimenticio del tracto digestivo en juveniles de H. guttulatus y

finalmente Novelli et al., (2015) describieron la histología normal de los órganos de los

juveniles de H. reidi (Tabla III), siendo éste la última la descripción previa más completa de

histología de los juveniles de otra especie de Hippocampus.

7.12 Análisis de Datos

Los juveniles de Hippocampus ingens al nacer miden en promedio 7.2812 mm y

pesan en promedio 0.00072 g. En otros trabajos, reportan haber un tamaño de 6.9 mm al

nacer (Reyes-Bustamante y Ortega-Salas, 1999). Al nacer tienen una longitud y peso

promedio de 4.7 mm y 0.0027 g respectivamente, y en 22 días se reporta que han alcanzado

hasta 13.5 mm (Encomendero, 2011).

Ejemplares de H. kuda (Choo y Liew, 2006) al nacer miden 7.92 mm y pesan 0.00114

g, y a los 18 días de nacidos miden 21.76 mm. H. abdominalis (Woods, 2007) cuando tienen

un día de nacidos llegan a tener una longitud de 15.7 mm y un peso de 0.008 g. Los recién

nacidos de H. reidi (Sá-Pontes, 2010) tienen una altura promedio de 6 mm y durante sus

primeros 24 días de vida poseen una altura de 16.4 mm.

Discusión

46

Durante los primero 22 días de nacidos, los juveniles de H. ingens están cerca de

duplicar su longitud y casi cuadruplican su peso, de cuando nacieron.

La tasa de crecimiento de los juveniles de H. ingens puede cambiar en etapas. Este

comportamiento se ha observado también en H. reidi (Sá-Pontes, 2010), en los primeros 15

días de vida se les considera organismos en fase planctónica con una altura entre 5.7 y 14.5

mm y entre los 16 y 37 días se les conoce como organismos en fase post-planctónica con

una altura entre 16.4 y 127.5 mm.

Por lo tanto, los juveniles de H. ingens en este estudio, se encuentran en una fase

planctónica y que el motivo de su cambio gradual de altura es debido a que pasan a una fase

post-planctónica.

Tabla III. Estudios histológicos multiorgánicos sobre juveniles del género Hippocampus.

H. erectus H. hippocampus H. guttulatus H. reidi H. ingens

(presente estudio) ÓRGANOS (Tindermans et al., 2010) (Novelli et al., 2010) (Palma, 2014) (Novelli et al., 2015)

Cerebro

Notocorda

M. Espinal

Ojos

Cavidades Nasales

Branquias

Corazón

Hepatopáncreas

Vesícula Biliar

Bucofaringe

Esófago

Intestino

Vejiga Gaseosa

Gónada

Riñón

Vejiga Urinaria

Ano

Aletas

Conclusiones

47

VIII. CONCLUSIONES

Este estudio describe por primera vez la histología completa de los juveniles de H. ingens.

Los juveniles de H. ingens tienen todos los órganos de un adulto desde que nacen, sólo

falta crecer en volumen.

No se encontró evidencia de un estómago glandular, por lo que el alimento que el

organismo ingiere pasa directamente a través del esófago hasta el intestino.

Poseen un tubo largo como boca, la cual está ausente de dientes y lengua, por lo que el

alimento que ingieren lo realizan por medio de succión.

No presentan escamas, cuentan con una piel muy delgada sobre una serie de placas en

desarrollo óseo que se disponen en anillos a lo largo de su cuerpo.

Se considera que la notocorda desaparezca a edad más adulta y de pie a la formación de

la columna vertebral.

La bolsa en los machos aun no es evidente y no se ve indicio de su formación. No hubo

presencia de gónada masculina en los juveniles estudiados.

El comportamiento de las medidas en los juveniles de H. ingens indica que pueden llegar

a presentar más de dos fases de crecimiento durante la etapa juvenil.

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Wellington. Nueva Zelanda. 238 pp.

Anexos

59

X. ANEXOS

Anexo 1. Permiso de Colecta.

Anexos

60

Anexos

61

Anexos

62

Anexo 2. Solución de fijación Davidson.

COMPONENTES CANTIDADES

Glicerina 100 ml

Formaldehído-solución concentrada 37-40 %

200 ml

Etanol 95 % 300 ml

Agua destilada 300 ml

Indicaciones y precauciones

Se debe preparar siguiendo el orden del enlistado y en un área bien ventilada o en campana

de extracción. Inmediatamente antes de usarse, deben diluirse 9 partes de dicha solución

stock Davidson con una parte de Ácido Acético Glaciar y se recomienda usar toda la solución

que se ha preparado. Es peligroso para la salud y es irritante a órganos visuales y

respiratorios. Debe aplicarse de 24 a 48 horas en los bloques de tejido. Posteriormente se

lavaron con agua corriente las 24 horas y tras el lavado, se pasaron por alcohol 50 % y se

preservaron los tejidos en etanol 70 %.

Anexos

63

Anexo 3. Medidas de tendencia central de peso y longitud de los juveniles de H. ingens

CAMADA DÍAS PESO

PROMEDIO (g)

DESVIACIÓN

ESTÁNDAR

LONGITUD

PROMEDIO (mm)

DESVIACIÓN

ESTÁNDAR

1

1 0.00124 0.002103093 7.366 0.377702926

5 0.00164 0.001342758 8.6934 0.561922859

2

1 0.00072 0.000148324 7.2812 0.890821643

5 0.0009 0.000282843 8.3505 0.525380338

6 0.00262 0.001035374 10.28025 0.775339227

11 0.0018875 0.000870225 10.828 1.373513742

15 0.005125 0.001699755 14.519 0.929086065

22 0.035 0.041074384 17.5644 2.395755371

Anexos

64

Anexo 4. Procesamiento de Tejidos.

Etapa de procesamiento Número de

vaso Reactivo Tiempo en el reactivo

Deshidratación

1 Etanol 70 % 60 minutos

2 Etanol 80 % 60 minutos

3 Etanol 90 % 60 minutos

4 Etanol 96 % 60 minutos

5 Etanol 100 % I 60 minutos

6 Etanol 100 % II 60 minutos

7 Etanol 100 % III 60 minutos

Aclaramiento 8 Etanol 100 %/Citrisolv 60 minutos

9 Citrisolv 30 minutos

Infiltración

10 Citrisolv/Parafina 30 minutos

11 Parafina I 60 minutos

12 Parafina II 120 minutos

Se extraen las muestras y se dejan secar, obteniendo de esta manera cubos de parafina

sólida que se rebajan manualmente para quitar los sobrantes de los extremos y así dejar

centrado el tejido dentro del bloque. Realizado esto, se colocan las inclusiones en un

micrótomo Leica RM2125-RT para realizar cortes con un grosor de 7 µm.

Cada corte se coloca en un portaobjetos y se añade etanol al 30 % en la parte inferior del

tejido para que se extienda y posteriormente se vierte en un baño de flotación (agua y

grenetina a 40 °C) por unos segundos esperando en lo que el corte se extienda lo más

posible. Finalmente, se retiran con el mismo portaobjetos pasándose a una plancha de metal

caliente, por aproximadamente 48 horas, para favorecer el secado total del tejido.

Anexos

65

Anexo 5. Técnicas de Tinción.

Anexo 5a. Hematoxilina de Gill – Eosina-Floxina

Etapa de Proceso Reactivo Tiempo en el Reactivo

Xilol I 5 minutos

5 minutos

5 minutos

Desparafinación Xilol II

Xilol III

Etanol 100 % 5 minutos

3 minutos

3 minutos

5 minutos

Hidratación Etanol 95 %

Etanol 70 %

Agua Destilada

Hematoxilina de Gill 10 minutos

Agua corriente 2 minutos

Agua acetificada 1 % * 1 segundo

Tinción Agua corriente 1 minutos

Bicarbonato de sodio * 5 segundos

Agua corriente 1 minutos

Eosina-Floxina 40 segundos

Etanol 95 % 5 minutos

5 minutos

5 minutos

Deshidratación Etanol 100 % I

Etanol 100 % II

CitriSolv I 3 minutos

3 minutos

3 minutos

Aclaramiento CitriSolv II

CitriSolv III

Montaje Montar en medio permanente Cytoseal XYL y colocar un

cubreobjetos del tamaño adecuado

Anexos

66

Agua Acetificada 1 % (200 ml) *

COMPONENTES CANTIDADES

Agua Destilada 198 ml

Ácido Acético Glacial 2 ml

Indicaciones: Desechar después de cada día de tinción. Manejar con cuidado.

Bicarbonato de Sodio – solución saturada (300 ml) *

COMPONENTES CANTIDADES

Agua Destilada 300 ml

Bicarbonato de Sodio 6 g

Indicaciones: Preparar siempre antes de cada sesión de tinción. Manejar con cuidado

Anexos

67

Anexo 5b. Tricrómica de Gomori

Etapa de Proceso Reactivo Tiempo en el Reactivo

Desparafinación

Xilol I 15 minutos

15 minutos

15 minutos

Xilol II

Xilol III

Hidratación

Etanol 100 % 5 minutos

5 minutos

5 minutos

Etanol 95 %

Etanol 70 %

Agua Destilada 5 minutos

Tinción

Bouin * 30 minutos

Agua corriente 3 minutos

Agua destilada 2 minutos

Hematoxilina Férrica de Weigert 5 minutos

Agua corriente 3 minutos

Agua destilada 1 minutos

Colorante de Gomori 15 minutos

Ácido fosfomolíbdico acetificado * 5 segundos

Deshidratación

Etanol 95 % 5 minutos

5 minutos

5 minutos

Etanol 100 % I

Etanol 100 % II

Aclaramiento

CitriSolv I 5 minutos

5 minutos

5 minutos

CitriSolv II

CitriSolv III

Montaje Montar en medio permanente Cytoseal XYL

Anexos

68

Bouin (300 ml) *

COMPONENTES CANTIDADES

Agua Destilada 150 ml

Hematoxilina 1.5 g

Sulfato férrico de Amonio Dodecahidrato 3 g

Etanol 95 % 150 ml

Ácido Sulfúrico 2.85 ml

Indicaciones: Diluir la hematoxilina en el agua destilada. Agregar el sulfato férrico y agitar

hasta disolver. Posteriormente agregar con cuidado el etanol 95%. Agitar y dejar reposar

dos minutos. Dentro de la campana de extracción, usando guantes y con mucho CUIDADO

gotear con pipeta el ácido sulfúrico. Agitar y dejar reposar en el frasco donde se preparó al

menos 10 minutos. 24 horas a temperatura ambiente o 1 hora en un horno a 56º C. Se

recomienda preparar sólo la porción necesaria, pues después de calentar la solución debe

desecharse por completo. Manejar con cuidado. Usar guantes de nitrilo. Desechar siempre

en un recipiente adecuado. No tirar al drenaje.

Agua Acetificada 1 % Fosfotúngstica 0.7 % (100 ml) *

COMPONENTES CANTIDADES

Agua Destilada 99 ml

Ácido Acético Glacial 1 ml

Ácido Fosfotúngstico 0.7 g

Indicaciones: Preparar siempre antes de cada sesión de tinción. Manejar con cuidado.

Anexos

69

Anexo 5c. Azul de Toluidina

Etapa de Proceso Reactivo Tiempo en el Reactivo

Desparafinación

Xilol I 15 minutos

15 minutos

15 minutos

Xilol II

Xilol III

Hidratación

Etanol 100 % 5 minutos

5 minutos

5 minutos

Etanol 95 %

Etanol 70 %

Agua Destilada 5 minutos

Tinción Azul de Toluidina 0.2 %

2 minutos

Agua corriente 2 minutos

Deshidratación Acetona I 3 minutos

3 minutos Acetona II

Aclaramiento

CitriSolv I 3 minutos

3 minutos

3 minutos

CitriSolv II

CitriSolv III

Montaje Montar en medio permanente Cytoseal XYL

Anexos

70

Anexo 5d. Técnica Herovici

Etapa de Proceso Reactivo Tiempo en el Reactivo

Desparafinación

Xilol I 15 minutos

15 minutos

15 minutos

Xilol II

Xilol III

Hidratación

Etanol 100 % 5 minutos

5 minutos

5 minutos

Etanol 95 %

Etanol 70 %

Agua Destilada 5 minutos

Tinción

Hematoxilina férrica 5 minutos

Agua corriente

Colorante de Herovici *

Agua acetificada 1 % *

2 minutos

3 minutos

5 minutos

Deshidratación

Etanol 95 % 3 minutos

3 minutos

3 minutos

Etano 100 % I

Etanol 100 % II

Aclaramiento

CitriSolv I 3 minutos

3 minutos

3 minutos

CitriSolv II

CitriSolv III

Montaje Montar en medio permanente Cytoseal XYL

Anexos

71

Colorante de Herovici (110 ml) *

COMPONENTES CANTIDADES

Azul de Metilo acuoso (0.05 %) 50 ml

Fucsina Ácida (0.1%) en Ácido Pícrico Acuoso Saturado

50 ml

Glicerina 10 ml

Solución Saturada de Carbonato de Litio Acuoso

0.5 ml

Indicaciones: Debe prepararse como se indica. Se debe mantener la solución en agitación

constante y agregar poco a poco el colorante, tras la disolución, dejarse reposar por la

noche, y al día siguiente agregar una gota de ácido acético glaciar. Antes de usarse, debe

filtrarse. Desecharse en un recipiente aparte, no tirarse al drenaje.

Agua Acetificada 1 % (200 ml) *

COMPONENTES CANTIDADES

Agua Destilada 198 ml

Ácido Acético Glacial 2 ml

Indicaciones: Desechar después de cada día de tinción. Manejar con cuidado.