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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE INGENIERÍA EN GEOLOGÍA,

MINAS, PETRÓLEOS Y AMBIENTAL

CARRERA DE INGENIERÍA AMBIENTAL

TRATAMIENTO DE DESECHOS ORGÁNICOS EN

EL CAMAL DE FAENAMIENTO FAMILIA ALDAZ,

EMPLEANDO MICROORGANISMOS

CELULOLÍTICOS.

Trabajo de Titulación, Modalidad Proyecto de

Investigación previo a la obtención del título de

Ingeniera Ambiental

AUTORAS: Nacimba Nacimba Gabriela Alexandra

Santafé Sari Diana Carolina

TUTOR: Biol. Felix Daniel Andueza Leal PhD.

Quito, diciembre 2017

ii

DERECHOS DE AUTOR

Nosotras, GABRIELA ALEXANDRA NACIMBA NACIMBA y DIANA CAROLINA

SANTAFÉ SARI, en calidad de autoras y titulares de los derechos morales y

patrimoniales del trabajo de titulación TRATAMIENTO DE DESECHOS

ORGÁNICOS EN EL CAMAL DE FAENAMIENTO FAMILIA ALDAZ,

EMPLEANDO MICROORGANISMOS CELULOLÍTICOS, modalidad Proyecto de

Investigación, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA

ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E

INNOVACIÓN, concedemos a favor de la Universidad Central del Ecuador una

licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con

fines estrictamente académicos. Conservamos a nuestro favor todos los derechos de

autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada.

Asimismo, autorizamos a la Universidad Central del Ecuador para que realice la

digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de

conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

Las autoras declaran que la obra objeto de la presente autorización es original en su

forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la

responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y

liberando a la Universidad de toda responsabilidad.

Gabriela Alexandra Nacimba Nacimba Diana Carolina Santafé Sari

C.C. 1723400006 C.C. 1722345558

[email protected] [email protected]

iii


FACULTAD DE INGENIERÍA EN GEOLOGÍA, MINAS, PETRÓLEOS Y

AMBIENTAL


APROBACIÓN DEL TRABAJO DE TITULACIÓN POR PARTE DEL TUTOR

Yo, Félix Daniel Andueza Leal en calidad de tutor del trabajo de titulación:

“TRATAMIENTO DE DESECHOS ORGÁNICOS EN EL CAMAL DE

FAENAMIENTO FAMILIA ALDAZ, EMPLEANDO MICROORGANISMOS

CELULOLÍTICOS”, elaborado por las señoritas GABRIELA ALEXANDRA

NACIMBA NACIMBA y DIANA CAROLINA SANTAFÉ SARI, estudiantes de la

carrera de Ingeniería Ambiental, Facultad de Ingeniería en Geología, Minas, Petróleos y

Ambiental de la Universidad Central del Ecuador, considero que el mismo reúne los

requisitos y méritos necesarios para optar el Título de Ingeniero Ambiental, y ha

superado en control anti-plagio, para ser sometido a la evaluación del jurado

examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin que el trabajo del Proyecto

de Investigación sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado

por la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito a los 3 días del mes de diciembre del año 2017

_________________________

Félix Daniel Andueza Leal

Biólogo. PhD en Microbiología y Parasitología

C.C.1757134646

TUTOR

iv


FACULTAD DE INGENIERÍA EN GEOLOGÍA, MINAS, PETRÓLEOS Y

AMBIENTAL


APROBACIÓN DEL TRABAJO DE TITULACIÓN POR PARTE DEL TRIBUNAL

El Delegado del Subdecano y los Miembros del tribunal calificador del trabajo de

titulación, modalidad proyecto de investigación: “TRATAMIENTO DE DESECHOS

ORGÁNICOS EN EL CAMAL DE FAENAMIENTO FAMILIA ALDAZ,

EMPLEANDO MICROORGANISMOS CELULOLÍTICOS” preparado por las

señoritas: NACIMBA NACIMBA GABRIELA ALEXANDRA y SANTAFÉ SARI

DIANA CAROLINA, Egresadas de la Carrera de Ingeniería Ambiental, declaran que el

presente proyecto ha sido revisado, verificado y evaluado detenida y legalmente, por lo

que lo califican como original y autentico de las autoras.

En la ciudad de Quito DM a los 5 días del mes de Diciembre del 2017.

_________________________

Dr. Carlos Ordoñez

DELEGADO DEL SUBDECANO

_________________________ _________________________

Prof. Yonathan Parra, Dr. Quim. Suly Rodríguez, Msc.

MIEMBRO MIEMBRO

v

DEDICATORIA

Dedico este trabajo a mis padres Marco y Mirian por todo su apoyo incondicional, por

su esfuerzo diario, por apoyarme moral y económicamente y ser un ejemplo de

superación para salir adelante ante las adversidades.

A mi hija Renata por ser la luz de mis ojos y fuerza diaria para culminar una etapa y

empezar otra nueva junto a ella, por llenar mi corazón de infinita felicidad.

A mis hermanos Xavier y Ana por estar conmigo en los momentos más difíciles, ser los

mejores hermanos y amigos, por su ayuda y apoyo emocional, por ser los mejores tios.

A Carlos por bridarme su apoyo, estar en las buenas y malas, ser mi compañero, amigo

y novio, por brindarme su mano cuando me caigo y decirme las palabras correctas para

levantar mi ánimo.

A Gisella y Diana por ser unas compañeras y amigas, escucharme, aconsejarme, ser las

personas en las que puedo confiar.

Gabriela Alexandra Nacimba Nacimba

vi

DEDICATORIA

En primer lugar, agradezco a Dios por brindarme salud, amor, fortaleza y razones para

continuar siendo feliz a pesar de las dificultades.

A mis amados padres Luz y Carlos, quienes con su amor incondicional, su carácter, su

fortaleza, su ejemplo me han enseñado a ser una buena persona, siempre me han

motivado a trabajar para alcanzar mis metas, han creído en mí potencial, me han

enseñado muchas cosas y han estado junto a mi cada día de mi vida.

A mis queridos hermanos Miriam, Juan y Eduardo quienes me alegran los días con sus

ocurrencias, sus bromas y su amor.

A mis amigos: Gaby, Carlita, Edwin, Flavia, Santiago, Christian, Lenin, y muchos más,

con quienes he compartido muchas experiencias y quienes con una simple palabra de

apoyo, una sonrisa cálida, un hombro para desahogarme, me han dado ánimos para

continuar esforzándome y siendo feliz.

Diana Carolina Santafé Sari

vii

AGRADECIMIENTOS

Las autoras expresan sus agradecimientos a:

Félix Andueza, PhD en Microbiología y Parasitología, por sus valiosas orientaciones

como tutor de este proyecto.

Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador, por su apoyo técnico y

científico, a los docentes: Químico Juan Carlos Ochoa y Química en Alimentos Isabel

Carrillo, por su valiosa guía en este trabajo.

Camal de faenamiento familia Aldaz, por permitirnos realizar la investigación

empleando residuos de su proceso productivo.

A la Sra Miriam por su valioso apoyo al ponernos en contacto con el camal de

faenamiento familia Aldaz.

Al Sr Ángel, por permitirnos disponer de espacio en su terreno para la implantación del

área experimental.

Al Sr Patricio, por su valiosa ayuda con el trabajo en campo, especialmente para el

control de la aireación en las pilas de compost.

viii

ÍNDICE DE CONTENIDO

pág.

ÍNDICE DE ANEXOS ................................................................................................... xii

ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................. xiii

ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................... xiv

GLOSARIO .................................................................................................................. xvii

ABREVIATURAS ...................................................................................................... xviii

RESUMEN .................................................................................................................... xix

ABSTRACT .................................................................................................................... xx

INTRODUCCIÓN ............................................................................................................. 1

1. MARCO TEÓRICO .............................................................................................. 3

1.1. Proceso de compostaje .......................................................................................... 3

1.1.1. Fases de compostaje ............................................................................................... 4

Fase mesófila I ...................................................................................................... 4

Fase mesófila II ..................................................................................................... 5

Fase de estabilización ............................................................................................ 5

1.1.2. Parámetros de control durante el proceso de compostaje ...................................... 5

Temperatura ........................................................................................................... 5

pH……………………………………………………………………………… .. 6

Humedad ................................................................................................................ 6

Aireación ............................................................................................................... 7

Relación C:N ......................................................................................................... 7

1.1.3. Calidad del compost maduro ................................................................................. 8

1.2. Microorganismos con actividad celulolítica .......................................................... 9

1.2.1. Proteus mirabilis ................................................................................................. 10

1.2.2. Citrobacter freundii ............................................................................................. 10

1.2.3. Penicillium spp .................................................................................................... 11

1.3. Marco legal .......................................................................................................... 11

1.3.1. Ley de gestión ambiental ..................................................................................... 11

1.3.2. Texto unificado de legislación secundaria del ministerio del medio ambiente ... 11

Programa nacional para la gestión integral de desechos sólidos (PNGIDS). ...... 12

2. DISEÑO EXPERIMENTAL ............................................................................... 13

2.1. Objetivos de la investigación ............................................................................... 13

ix

2.1.1. Objetivo general. ................................................................................................. 13

2.1.2. Objetivos específicos ........................................................................................... 13

2.2. Determinación de variables ................................................................................. 13

2.3. Hipótesis .............................................................................................................. 14

2.3.1. Hipótesis acerca de la eficiencia de los tratamientos .......................................... 14

2.3.2. Hipótesis acerca del aislamiento de microrganismos celulolíticos ..................... 15

3. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................ 16

3.1. Materiales ............................................................................................................ 16

3.1.1. Camal de faenamiento familia Aldaz .................................................................. 16

Reseña histórica. .................................................................................................. 16

Actividad productiva y generación de desechos orgánicos. ................................ 16

3.1.2. Área experimental ................................................................................................ 17

Ubicación. ............................................................................................................ 17

Descripción. ......................................................................................................... 18

3.2. Métodos ............................................................................................................... 19

3.2.1. Recolección de muestras ..................................................................................... 19

3.2.2. Aislamiento de microorganismos con actividad celulolítica ............................... 20

3.2.3. Caracterización de cepas bacterianas .................................................................. 22

Macroscopía. ........................................................................................................ 22

Microscopía. ........................................................................................................ 22

3.2.4. Caracterización de cepas fúngicas ....................................................................... 22

Microscopía. ........................................................................................................ 22

3.2.5. Reactivación de cepas bacterianas ....................................................................... 23

3.2.6. Preparación de inóculos ....................................................................................... 23

3.2.7. Pilas de compost .................................................................................................. 24

3.2.8. Parámetros de control durante el proceso de compostaje .................................... 24

3.2.9. Análisis físicos, químicos y microbiológicos en compost maduro ..................... 25

Indicadores para evaluación del mejor tratamiento ............................................. 26

3.2.10. Análisis estadístico .............................................................................................. 27

4. RESULTADOS ................................................................................................... 29

4.1. Recuento de colonias bacterianas celulolíticas de la muestra de estiércol y

contenido ruminal. .......................................................................................................... 29

4.2. Colonias identificadas macroscópicamente. ........................................................ 29

4.3. Pruebas bioquímicas ............................................................................................ 30

4.4. Cepa fúngica ........................................................................................................ 31

x

4.5. Esporulación del hongo Penicilium spp. ............................................................. 31

4.6. Recuento inicial de bacterias y hongos en las pilas ............................................. 32

4.7. Mediciones de control durante proceso de compostaje ....................................... 34

4.7.1. Temperatura ......................................................................................................... 34

4.7.2. pH ........................................................................................................................ 37

4.7.3. Humedad .............................................................................................................. 39

4.7.4. Materia orgánica .................................................................................................. 42

4.8. Recuento final de bacterias y hongos en compost maduro .................................. 45

Hongo Coprinus comatus .................................................................................... 46

Levadura Rhodotorula ......................................................................................... 47

4.9. Análisis físicos, químicos y microbiológicos en compost maduro ..................... 48

4.9.1. Análisis físicos ..................................................................................................... 48

Determinación de cantidad de material degradado .............................................. 48

4.9.2. Análisis químicos ................................................................................................ 49

Conductividad eléctrica ....................................................................................... 49

Nitrógeno ............................................................................................................. 49

Fósforo ................................................................................................................. 50

Potasio ................................................................................................................. 51

4.9.3. Análisis microbiológicos ..................................................................................... 52

Coliformes totales y fecales ................................................................................. 52

4.10. Análisis estadístico .............................................................................................. 55

4.10.1. Temperatura ......................................................................................................... 55

4.10.2. pH ........................................................................................................................ 56

4.10.3. Humedad ............................................................................................................. 57

4.10.4. Materia orgánica .................................................................................................. 59

4.10.5. Cantidad de material degradado .......................................................................... 60

4.10.6. Conductividad eléctrica ....................................................................................... 61

4.10.7. Nitrógeno ............................................................................................................. 62

4.10.8. Fósforo ................................................................................................................. 63

4.10.9. Potasio ................................................................................................................. 64

4.10.10. Coliformes fecales ............................................................................................. 65

4.10.11. Coliformes totales .............................................................................................. 66

4.11. Evaluación de indicadores cuantitativos y cualitativos ....................................... 67

Coliformes totales ................................................................................................ 74

5. DISCUSIÓN ........................................................................................................ 77

xi

5.2. Análisis físicos, químicos y microbiológicos. ..................................................... 77

Cantidad de material degradado .......................................................................... 77

Temperatura ......................................................................................................... 78

pH……………………………………………………………………………… 79

Humedad .............................................................................................................. 79

Materia orgánica .................................................................................................. 79

Conductividad eléctrica ....................................................................................... 80

Nitrógeno total ..................................................................................................... 81

Fósforo total ......................................................................................................... 81

Potasio ................................................................................................................. 82

Coliformes fecales y totales ................................................................................. 83

6. CONCLUSIONES ............................................................................................... 84

7. RECOMENDACIONES ..................................................................................... 87

BIBLIOGRAFÍA Y CITAS BIBLIOGRÁFICAS .......................................................... 88

xii

ÍNDICE DE ANEXOS

pág.

ANEXO A. Recolección de muestras............................................................................. 97

ANEXO B. Biorreactor .................................................................................................. 98

ANEXO C. Monitoreo del biorreactor ......................................................................... 100

ANEXO D. Siembra de microorganismos celulolíticos ............................................... 101

ANEXO E. Recuento y macroscopía de colonias bacterianas ..................................... 103

ANEXO F. Macroscopía y microscopía de hongos celulolíticos ................................. 104

ANEXO G. Preparación de inóculos ............................................................................ 105

ANEXO H. Creación de pilas de compost ................................................................... 106

ANEXO I. Mediciones en pilas de compost................................................................. 110

ANEXO J. Tinción gram .............................................................................................. 112

ANEXO K. Prueba de oxidasa ..................................................................................... 114

ANEXO L. Prueba de catalasa ..................................................................................... 115

ANEXO M. Prueba de citrato Simmons ...................................................................... 116

ANEXO N. Medio de SIM ........................................................................................... 117

ANEXO O. Medio TSI ................................................................................................. 118

ANEXO P. Recuento inicial de bacterias y hongos presentes en las pilas de compost 119

ANEXO Q. Porcentaje inicial de materia orgánica ...................................................... 122

ANEXO R. Recuento final de bacterias y hongos en compost maduro ....................... 123

ANEXO S. Cantidad de material degradado en pilas de compost ............................... 125

ANEXO T. Análisis de coliformes totales y E. coli ..................................................... 126

ANEXO U. Resultados de análisis realizados en Laboratorio de Química Agrícola y

Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la UCE .............................................. 127

xiii

ÍNDICE DE FIGURAS

pág.

Figura 1. Identificación de variables del proceso. .......................................................... 14

Figura 2. Ubicación camal de faenamiento Aldaz. ......................................................... 16

Figura 3. Camal de faenamiento familia Aldaz .............................................................. 17

Figura 4. Ubicación del área experimental. .................................................................... 18

Figura 5. Diagrama del área experimental...................................................................... 18

Figura 6. Área experimental. .......................................................................................... 18

Figura 7. Variación de temperatura en el tratamiento TB. ............................................. 35

Figura 8. Variación de temperatura en el T1. ................................................................. 35

Figura 9. Variación de temperatura en el T2. ................................................................. 36

Figura 10.Variación de temperatura en el T3. ................................................................ 36

Figura 11. Variación de pH en el tratamiento TB. ......................................................... 37

Figura 12. Variación de pH en el tratamiento T1. .......................................................... 38



Figura 15. Porcentaje de humedad en el tratamiento TB. .............................................. 40

Figura 16. Porcentaje de humedad en el tratamiento T1. ............................................... 40



Figura 19. Porcentaje de reducción de materia orgánica en el tratamiento TB. ............. 43

Figura 20. Porcentaje de reducción de materia orgánica en el tratamiento T1. ............. 43



Figura 23. Seta de Coprinus comatus. ............................................................................ 46

Figura 24. Esporas de Coprinus comatus a 40X. ........................................................... 47

Figura 25. Levadura Rhodotorula. ................................................................................. 47

xiv

ÍNDICE DE TABLAS

pág.

Tabla 1. Rangos de temperatura óptimos para cada fase del compostaje........................ 6

Tabla 2. Valores de pH óptimos para cada fase del compostaje. ..................................... 6

Tabla 3. Porcentajes de humedad óptimos para cada fase del compostaje....................... 7

Tabla 4. Relación C: N de algunos materiales usados en el compostaje. ......................... 8

Tabla 5. Requisitos físico-químicos de compost maduro. ................................................ 9

Tabla 6. Nutrientes requeridos en compost maduro. ........................................................ 9

Tabla 7. Requisitos microbiológicos en compost maduro ............................................... 9

Tabla 8. Descripción del área experimental. ................................................................. 19

Tabla 9. Condiciones del biorreactor. ............................................................................. 20

Tabla 10. Control del biorreactor. .................................................................................. 21

Tabla 11. Cantidad de inóculo por pila de compost. ...................................................... 23

Tabla 12. Formulación base de cada pila. ...................................................................... 24

Tabla 13. Parámetros de control. ................................................................................... 25

Tabla 14. Métodos de ensayo para compost maduro. ..................................................... 26

Tabla 15. Indicadores cualitativos. ................................................................................. 26

Tabla 16. Indicadores cuantitativos. ............................................................................... 27

Tabla 17. Colonias bacterianas. ...................................................................................... 29

Tabla 18. Colonias desarrolladas en placa Petri dilución 10-1

. ....................................... 30


. ....................................... 30

Tabla 20. Resultado de pruebas bioquímicas. ................................................................ 31

Tabla 21. Resultado de las bacterias celulolíticas aisladas e identificadas. ................... 31

Tabla 22. Resultados del conteo de células en la cámara de Neubauer.......................... 32

Tabla 23. Recuento inicial de bacterias en TB, T1, T2 y sus repeticiones. .................... 33

Tabla 24. Recuento inicial de hongos en T3 y sus repeticiones. .................................... 34

Tabla 25. Resultados iniciales y finales de porcentaje de materia orgánica................... 42

Tabla 26. Recuento final de bacterias en TB, T1 y T2. .................................................. 45

Tabla 27. Recuento final de hongos en T3. .................................................................... 46

Tabla 28. Masa de pilas de compost maduro. ................................................................ 48

Tabla 29. Conductividad eléctrica en compost maduro. ................................................ 49

xv

Tabla 30. Porcentaje de nitrógeno en compost maduro.................................................. 50

Tabla 31. Cantidad de fósforo en compost maduro. ....................................................... 51

Tabla 32. Cantidad de potasio en compost maduro. ....................................................... 52

Tabla 33. Recuento de colonias de Escherichia coli. ..................................................... 53

Tabla 34. Recuento de colonias de Coliformes totales. .................................................. 54

Tabla 35. Resumen de análisis de varianza de un factor. ............................................... 55

Tabla 36. Análisis de varianza para temperatura. ........................................................... 56


Tabla 38. Análisis de varianza para pH. ......................................................................... 57

Tabla 39. Resumen de análisis de varianza de un factor para humedad. ....................... 58

Tabla 40. Análisis de varianza para humedad. ............................................................... 58

Tabla 41. Resumen de análisis de varianza de un factor para materia orgánica. ........... 59

Tabla 42. Análisis de varianza para conductividad eléctrica. ........................................ 59


Tabla 44. Análisis de varianza para cantidad de material degradado. ............................ 60


Tabla 46. Análisis de varianza para conductividad eléctrica. ........................................ 61


Tabla 48. Análisis de varianza para porcentaje de nitrógeno. ........................................ 62


Tabla 50. Análisis de varianza para cantidad de fósforo. ............................................... 63


Tabla 52. Análisis de varianza para cantidad de potasio. ............................................... 64

Tabla 53. Resumen de análisis de varianza de un factor para coliformes fecales. ......... 65

Tabla 54. Análisis de varianza para cantidad de coliformes fecales. ............................. 65


Tabla 56. Análisis de varianza para cantidad de coliformes totales. .............................. 66

Tabla 57. Duración del proceso de compostaje. ............................................................. 67

Tabla 58. Temperatura. ................................................................................................... 68

Tabla 59. pH. .................................................................................................................. 69

Tabla 60. Humedad......................................................................................................... 69

Tabla 61. Materia orgánica. ............................................................................................ 70

xvi

Tabla 62. Cantidad de material degradado. .................................................................... 71

Tabla 63. Conductividad eléctrica. ................................................................................. 71

Tabla 64. Nitrógeno total. ............................................................................................... 72

Tabla 65. Fósforo total. .................................................................................................. 73

Tabla 66. Potasio. ........................................................................................................... 73

Tabla 67. Coliformes fecales. ......................................................................................... 74

Tabla 68. Coliformes totales ........................................................................................... 75

Tabla 69. Características cualitativas en compost maduro. ............................................ 75

Tabla 70. Características cualitativas aceptables para un compost maduro. .................. 76

xvii

GLOSARIO

BACTERIAS: organismos unicelulares microscópicos.

COMPOST CLASE B: producto de nivel intermedio de calidad que cumple con las

exigencias establecidas en esta norma para compost Clase B. Este producto presenta

algunas restricciones de uso. Para ser aplicado a macetas, requiere ser mezclado con

otros elementos adecuados.” Norma Chilena 2880 (INC, 2003).

HONGO: ser vivo heterótrofo, carente de clorofila, hojas y raíces, que se reproduce por

esporas y vive como parásito o sobre materias orgánicas en descomposición.

MICROORGANISMO: ser vivo que sólo puede visualizarse con el microscopio.

CAMAL: “establecimiento dotado de instalaciones completas y equipo mecánico

adecuado para el sacrificio, manipulación, elaboración, preparación y conservación de

las especies de carnicerías bajo varias formas, con aprovechamiento completo, racional

y adecuado de los subproductos no comestibles, cuando la cantidad justifique su

aprovechamiento industrial” (LEY DE MATADEROS No 502-C).

AGAR: sustancia gelatinosa no animal de origen marino.

DILUCIÓN: es la reducción de la concentración de una sustancia química en una

solución.

xviii

ABREVIATURAS

BHI: Brain Heart Infusion Agar.

DCA: Diseño experimental completamente al azar.

FAO: Food and Agriculture Organization of the United Nations.

INC: Instituto de Normalización Chilena.

MAE: Ministerio del Ambiente del Ecuador.

NMP: Número más probable de microorganismos presentes en una muestra.

PNGIDS: Programa Nacional para la Gestión Integral de Desechos Sólidos.

SIM: Sulfide Indole Motility Medium.

TSA: Tryptic Soy Agar.

TSI: Triple Sugar Iron Agar.

UFC: Unidades formadoras de colonias.

xix

TEMA: “Tratamiento de desechos orgánicos en el camal de faenamiento Aldaz,

empleando microorganismos celulolíticos”.

Autoras: Gabriela Alexandra Nacimba Nacimba


Tutor: Biol. Félix Daniel Andueza Leal, PhD.

RESUMEN

En la presente investigación se empleó un diseño experimental completamente al azar

(DCA), con 3 tratamientos (T1, T2 y T3) y un blanco (TB) como referencia, cada uno

con 3 repeticiones, con un total de 12 pilas de compost, ubicado en la parroquia de

Amaguaña. Cada pila contenía 132 Kg de estiércol y contenido ruminal provenientes

del camal de faenamiento familia Aldaz; 30 g de urea, 4 litros de melaza y 4 kg de

aserrín; se inocularon para el tratamiento T1 30 x 109

UFC de Proteus mirabilis, para

T2 30 x 109

UFC de Citrobacter freundii, para T3 356 x 103

células Penicillium spp y

TB sin adición de microorganismos. Se tomaron mediciones de temperatura, pH y

humedad a los tres días de creación de las pilas, ya que es el tiempo necesario para la

adaptación del microorganismo al nuevo medio. Se efectuó el análisis de varianza

(ANOVA), determinando que no existieron diferencias significativas estadísticamente

entre tratamientos, por ello se emplearon indicadores cuantitativos y cualitativos para

evaluar qué tratamiento cumple con los requisitos establecidos en la Norma Chilena

2880. Como resultado se determinó que T2 fue el mejor tratamiento con una reducción

en la cantidad de desechos orgánicos del 80,97%; una temperatura máxima promedio de

46 ºC, un alto porcentaje de materia orgánica del 80,02%, produciendo un sustrato

orgánico de color marrón oscuro altamente salino con pH 9,04, libre de patógenos

fecales, con altos valores de nitrógeno total (4%), fósforo total (0,02%) y potasio

(0,73%).

PALABRAS CLAVES: COMPOST/ TRATAMIENTOS/ INÓCULO/ SUSTRATO

ORGÁNICO/ MICROORGANISMOS.

xx

TITLE: “Treatment of organic waste in the failure camp family Aldaz, employing

cellulolithic microorganisms”.

Authors: Gabriela Alexandra Nacimba Nacimba


Tutor: Biol. Félix Daniel Andueza Leal, PhD.

ABSTRACT

In the present research, a completely randomized experimental design (DCA) was used,

with 3 treatments (T1, T2 and T3) and a (TB) reference, each with 3 replicates, with a

total of 12 compost piles, located in the parish of Amaguaña. Each cell contained 132

Kg of manure and ruminal content from the Aldaz family slaughterhouse; 30 g of urea,

4 liters of molasses and 4 kg of sawdust; were inoculated for T1 treatment 30 x 109 UFC

of Proteus mirabilis for T2 30 x 109 UFC of Citrobacter freundii, for T3 356 x 10

3 cells

Penicillium spp and TB without addition of microorganisms. Measurements of

temperature, pH and humidity were taken three days after the piles were created, since it

is the time necessary to adapt the microorganism to the new medium. The analysis of

variance (ANOVA) was carried out, determining that there were no statistically

significant differences between treatments, so that quantitative and qualitative indicators

were used to evaluate which treatment meets the requirements established in the Chilean

Standard 2880. As a result, it was determined that T2 was the best treatment with a

reduction in the amount of organic wastes of 80,97%, an average maximum temperature

of 46 °C, a high percentage of organic matter of 80,02%, producing a highly saline dark

brown organic substrate with pH 9,04, free of fecal pathogens, with total nitrogen (4%),

total phosphorus (0,02%) and potassium (0,73%).

KEYWORDS: COMPOST/ TREATMENTS/ INOCULUM/ ORGANIC

SUBSTRATE/MICROORGANISMS.

I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original

document in Spanish.

………………………………………..

Biol. Félix Daniel Andueza Leal, PhD.

Certified Translator

ID: 175713464-6

1

INTRODUCCIÓN

De los residuos generados a nivel nacional se determina que el 60% de los residuos

que se producen diariamente corresponden a residuos orgánicos y 20% a residuos

sólidos inorgánicos potencialmente reciclables, una fuente importante de generación

de estos residuos se encuentra en los más de 200 mataderos o centros de faenamiento

que se encuentran en áreas urbanas, semiurbanas y rurales. De los residuos generados a

nivel nacional se estima que 15,6 millones de litros es sangre, 48,138 TN es contenido

ruminal y 19,255 TN es estiércol (MAE, 2013).

Se estima que del proceso de faenado el 25% del peso total del animal vivo es residuo

entre ellos: estiércol, contenido ruminal, sangre, huesos, tejidos grasos, entre otros. El

tratamiento de estos desechos a partir de la recuperación, reutilización y

transformación en insumos aprovechables, es primordial debido a que en la mayoría

de camales en el Ecuador existe mala disposición del estiércol al ser depositado a

cielo abierto, en quebradas, lotes baldíos, entre otros. Esto ha provocado graves

problemas de contaminación ambiental en cuerpos hídricos y en suelo debido a que

contienen metales pesados que con la precipitación llegan a formar lixiviados, por otro

lado en el aire generan un desequilibrio debido al porcentaje de metano y monóxido de

carbono que emanan alterando las características naturales del entorno.

Como precedentes de este trabajo se tienen, experimentos realizados principalmente en

el continente asiático, en países como: China, Japón y Corea del Sur, en los cuales se

han aislado cepas específicas de microorganismos como lactobacilos, actinomicetos,

hongos, entre otros, evaluando sus capacidades de degradación de celulosa, su

actividad anti fúngica en los casos donde era posible, secuenciaron su ADN para

identificarlas y caracterizarlas, y por ultimo las emplearon en la elaboración de abono

orgánico teniendo como resultado que al adicionar estas cepas el proceso de

compostaje mejora notablemente, ya que la temperatura como indicador fundamental

del proceso aumenta considerablemente en los primeros días de la creación de las pilas

de compost lo cual reduce el tiempo de maduración del abono orgánico. (Jia, et al.,

2011), (Ilavenil, et al., 2015) y (Zhua, et al., 2015).

2

Tras el análisis del funcionamiento del camal de faenamiento familia Aldaz, se detectó

que uno de los mayores problemas ambientales es la generación de estiércol vacuno

que normalmente, debido al desconocimiento, a la falta de un espacio adecuado, o de

tiempo, son enterrados o dejados almacenados a la intemperie, con la consecuente

contaminación ambiental.

Dado que el compostaje proporciona la posibilidad de convertir de una manera segura

los residuos orgánicos en sustrato orgánico para la producción agrícola y debido a sus

efectos benéficos como el aporte de nutrientes, secuestro de carbono, la retención de

agua, oxígeno y nutrientes en suelos degradados; se plantea esta alternativa para el

manejo de los desechos orgánicos generados en el camal de faenamiento familia

Aldaz, empleando poblaciones microbianas.

Este proyecto busca aislar, caracterizar, identificar, seleccionar y repotenciar

poblaciones microbianas presentes en el estiércol mediante la aplicación de técnicas

microbiológicas de siembra, aislamiento, selección y caracterización en medios de

cultivo selectivos y utilizando pruebas bioquímicas, de cultivo, fisiológicas y

morfológicas, para producir sustrato orgánico, con lo cual se pretende mejorar la

calidad del producto final y reducir el tiempo de elaboración del compost, a fin de

reducir los efectos ambientales como emisiones gaseosas y descargas contaminantes

que generan la mala disposición final de estos desechos.

3

1. MARCO TEÓRICO

1.1. Proceso de compostaje

El proceso de compostaje según Haug (1993); citado por Barrena (2006), puede

definirse como:

“descomposición biológica y estabilización de la materia orgánica, bajo condiciones

que permitan un desarrollo de temperaturas termofílicas como consecuencia de una

producción biológica de calor, que da un producto final estable, libre de patógenos y

semillas de malas hierbas y que aplicado al terreno produce un beneficio”

Mediante el compostaje se busca transformar de forma segura los residuos orgánicos

en abonos o insumos aprovechables en la producción agrícola (FAO, 2013). Esto se

debe a que se logra convertir el material orgánico en formas inorgánicas como

minerales, que al estar en contacto con el suelo lo enriquecen.

Se trata de un “proceso naturalmente biológico para estabilizar diferentes tipos de

materia orgánica como desechos agrícolas y ganaderos. La presencia de

microorganismos principalmente contribuye a la degradación y humificación de los

desechos produciendo compost de alta calidad” (Waleed, 2016).

Durante este proceso se suceden una serie de etapas caracterizadas por la actividad de

distintos organismos, existiendo una estrecha relación entre la temperatura, el pH y el

tipo de microorganismos que actúa en cada fase, se debe cumplir todas las etapas hasta

obtener un compost de buena calidad debido a que si un material no termina su

proceso se forman compuestos químicos inestables como amonio en lugar de nitrato

provocando contaminación para agua, suelo y crea condiciones dañinas para la planta.

(Álvarez, 2012).

El proceso de compostaje busca generar condiciones letales para los patógenos,

parásitos, elementos germinativos y asegurar al máximo el aprovechamiento del

estiércol para transformarlo en abono orgánico seguro y de buena calidad.

4

1.1.1. Fases de compostaje

Fase mesófila I. Considerada como la fase inicial, inicia desde la conformación

de la pila y finaliza con un aumento de su temperatura respecto a la temperatura

ambiente, en esta fase se alcanzan fácilmente los 45 °C, ya que la materia orgánica es

metabolizada por microorganismos mesófilos y pasa de moléculas complejas a unas

más sencillas, esto genera calor lo cual facilita el aumento de la temperatura en la pila.

El tiempo de duración de esta fase dependerá de la humedad del material a degradar,

fluctuando entre los dos y ocho días de creada la pila.

Según lo indicado por la FAO (2013), al existir descomposición microbiana de

elementos solubles tales como los azucares, que se transforman en ácidos orgánicos, el

pH en esta etapa disminuye alcanzando niveles ácidos con valores cercanos a cuatro.

Fase termófila. Esta fase arranca desde los 45 °C hasta alcanzar

aproximadamente los 70 °C, el aumento drástico de la temperatura elimina los

microorganismos mesófilos y da paso a microorganismos termófilos. Los

microorganismos termófilos presentes son principalmente bacterias como los

actinomicetos que se encargan de degradar sustancias más complejas como celulosa y

lignina.

Las altas temperaturas higienizan la pila ya que el calor liberado elimina la presencia

de patógenos como: Eschericha coli, Salmonella spp, malas hierbas, y cualquier tipo

de contaminante biológico que afecte la calidad final del compost maduro.

Algunas características de esta fase son:

Requiere cantidades elevadas de oxígeno mediante la aireación de la pila, debido a

la liberación de grandes cantidades de energía en forma de calor.

El pH de la pila aumenta, hasta hacerse alcalino, esto se debe a que las bacterias

termófilas metabolizan las proteínas existentes en el material a descomponer,

transformándolas en aminoácidos y péptidos, además el nitrógeno presente es

convertido en amoniaco.

Existe liberación de CO2, según lo indica Sztern y Pravia (1999), durante esta

fase se genera una cantidad considerable de este gas en el núcleo de la pila, el

mismo que se difunde a través de ella hasta alcanzar la corteza en donde se

5

presencia una cantidad significativa de larvas de insectos, la función de este gas es

la de eliminar las larvas pues tiene un efecto letal sobre las mismas.

La duración de esta fase puede ir desde algunas semanas hasta incluso meses, todo

dependerá del material que se esté degradando, las condiciones climáticas del lugar, el

tipo de pila, y de algunos parámetros de control como la humedad y la aireación.

Fase mesófila II. Conocida también como fase de enfriamiento, ya que la

temperatura desciende por debajo de los 40 °C, a causa del agotamiento de nutrientes

en la fase termófila. Por lo tanto, aparecen nuevamente microorganismos mesófilos

que degradan la materia orgánica remanente de la pila, esto hace que el pH disminuya

y sea ligeramente alcalino.

Como indica Soliva (2001); citado en Barrena (2006), en esta fase aparecen

organismos superiores como hongos que son visibles en las pilas de compost.

Además, para esta etapa los volteos son menos frecuentes debido a que la actividad

biológica disminuye y los niveles de oxígeno decrecen en comparación a la etapa de

descomposición (Barrena, 2006).

La duración de esta fase depende del uso que se le pretenda dar al producto final, sin

embargo esta puede tardar unas semanas e incluso meses.

Fase de estabilización. Esta fase se caracteriza porque se realiza a temperatura

ambiente y puede tardar algunos meses hasta que no exista actividad metabólica de

los microorganismos, esto se debe a que “se producen reacciones secundarias de

condensación y polimerización de compuestos carbonados para la formación de ácidos

húmicos y fúlvicos” (FAO, 2013).

1.1.2. Parámetros de control durante el proceso de compostaje

Temperatura. Este factor es el indicador principal del funcionamiento del

proceso de compostaje, ya que muestra la actividad metabólica de los

microorganismos. En la Tabla 1 (pág. 6), se muestra el rango de temperatura óptimo

propuesto por FAO (2013), para cada fase del proceso de compostaje.

6

Tabla 1. Rangos de temperatura óptimos para cada fase del compostaje.

Fases de compostaje Rangos de temperatura (°C)

Mesófila Tamb – 45 °C

Termófila 45 °C – 70 °C

Mesófila II 70 °C – 40 °C

Estabilización 40 °C – Tamb

Fuente: FAO (2013)

pH. Valores muy bajos o altos de pH disminuyen la actividad microbiana en

cuanto a su crecimiento y disposición. Por ello el incremento de la actividad bacteriana

se genera a pH 6,0 – 7,5, mientras que en valores de pH 5,5 – 8,0 existe un aumento en

la actividad fúngica (FAO, 2013).

La variación en los valores de pH se debe a los materiales que se están compostando, y

a la fase que se esté atravesando. En la Tabla 2 se puede observar los valores óptimos

de pH indicados por la FAO (2013), para cada fase del proceso de compostaje.

Tabla 2. Valores de pH óptimos para cada fase del compostaje.

Fases de compostaje Valores de pH

Mesófila

Termófila

Mesófila II

Estabilización

≈ 7 – 4,5

4,5 – 8,5

8,5 – 6,5

6,5 – 8,5

Fuente: FAO (2013)

Humedad. Según lo expuesto por Barrena (2006), la humedad presente en el

material a compostar es indispensable para los microorganismos, ya que estos

únicamente pueden degradar las moléculas orgánicas si se encuentran disueltas en

agua. Además, que esta favorece la migración y colonización de los microorganismos.

Muchas veces, se emplean materiales con una humedad superior al 50% que alteraría

el proceso de compostaje, para ello se utilizan materiales estructurantes con baja

humedad como aserrín, hojas secas, entre otros que ayuden a disminuir el porcentaje

7

de humedad inicial de la pila. En la Tabla 3, se observan los porcentajes óptimos de

humedad indicados por la FAO (2013), para cada fase del proceso de compostaje.

Tabla 3. Porcentajes de humedad óptimos para cada fase del compostaje.

Fases de compostaje Valores de pH

Mesófila

Termófila

Mesófila II

Estabilización

50%– 60% 1

45% – 55%

30% – 40% 2

30% – 40%

Fuente: FAO (2013)

1 Valores de humedad superiores al 60%, convierte el proceso en

anaerobio dando lugar a la putrefacción del material.

2 Valores de humedad por debajo del 40% ocasiona una

disminución de la actividad microbiana.

Aireación. El porcentaje óptimo de oxígeno dentro de la pila es de 5% – 15%.

Según lo expuesto por Haug (1993); citado por Barrena (2006), la aireación permite

mantener la temperatura de la pila, regula la humedad mediante la evaporación y

suministra la cantidad necesaria de oxígeno para que se desarrolle la actividad

microbiana.

El porcentaje de oxígeno presente en la pila dependerá de varios factores como: el tipo

de residuos con los que se construyó la pila, la textura, la humedad, le frecuencia del

volteo y la presencia de aireación forzada. (Pacheco y Acosta, 2014).

Si la aireación es superior al rango establecido, los microorganismos se deshidratan,

otros generan esporas y se interrumpe la actividad enzimática en la degradación de los

diferentes compuestos (FAO, 2013). Por el contrario, si el porcentaje de oxígeno

disminuye existirá putrefacción de los residuos y generación de fuertes olores a causa

de la emanación de gases como: ácido sulfhídrico (H2S) y metano (CH4).

Relación C:N. Define el desarrollo de los microorganismos en cuanto a su

crecimiento y actividad metabólica. El rango ideal para esta relación es de 25 – 35, si

el valor es inferior al rango ideal quiere decir que la mezcla de residuos contiene más

nitrógeno y por lo tanto este puede perderse a lo largo del compostaje. En cambio, si el

8

valor es mayor al rango ideal, existe mayor presencia de carbono lo que ocasiona que

el proceso se ralentice, ya que no existe nitrógeno suficiente para activar la actividad

proteica de los microorganismos.

Para mantener dicho rango, muchas veces se realizan mezclas de residuos, en la Tabla

4, se indica la relación C: N individual de algunos materiales usados en el compostaje.

Tabla 4. Relación C: N de algunos materiales usados en el compostaje.

Fuente: FAO (2013)

1.1.3. Calidad del compost maduro. La calidad del compost estará definida de

acuerdo a las necesidades establecidas por distintos organismos especializados en

agricultura, los cuales cuentan con estudios previos de las necesidades de nutrientes en

los suelos y los cultivos.

9

En vista de que en Ecuador no se cuenta con una norma que regule las características

óptimas que debe tener el abono orgánico comercializado en el país, se consideraron

los valores óptimos teóricos tomados del Manual de Compostaje del Agricultor de la

FAO y de la Norma Chilena 2880. Compost- Clasificación y requisitos, mostrados en

las Tablas 5, 6 y 7 para cada parámetro enunciado en este apartado.

Tabla 5. Requisitos físico-químicos de compost maduro.

Parámetro Valor óptimo

Temperatura °C

pH

Humedad %

Olor

Conductividad eléctrica mmho/cm

Color

T. Ambiente

6,5 – 8,5

30 – 40

A tierra

Menor o igual a 5

Marrón oscuro

Fuente: FAO (2013)

Tabla 6. Nutrientes requeridos en compost maduro.

Nutriente Contenido en base seca

Nitrógeno total %

Fósforo total %

Mayor o igual a 0,8

Menor o igual a 0,1

Fuente: Norma Chilena 2880 (INC, 2003)

Tabla 7. Requisitos microbiológicos en compost maduro

Microorganismo Límite de tolerancia

Coliformes fecales

Enterobacter

< 1000 NMP/g

Ausente en 25 g de producto

Fuente: Norma Chilena 2880 (INC, 2003)

1.2. Microorganismos con actividad celulolítica

La celulosa es un “polímero de origen vegetal constituido por 15.000 moléculas de D-

glucosa” (Buitrago et al., 2014). Existen una diversidad alta de microorganismos

capaces de degradarla, entre ellos se encuentran bacterias y hongos tanto aerobios

como anaerobios y que actúan en diversas fases de temperatura.

10

1.2.1. Proteus mirabilis

Bacteria Gram- negativa, anaerobia facultativa que se encuentra muy fácilmente en los

suelos, materiales orgánicos, aguas residuales, entre otros. (Cruickshank et al., 1973;

citados en Adegunloye et al., 2007). Particularmente, predomina en materia orgánica

en descomposición, por ello es saprófito (Stainer, et al., 1998; citados en Adegunloye

et al., 2007), lo que le confiere la capacidad de degradar materia orgánica,

manteniendo fértiles a los suelos. Cepas de Proteus mirabilis han sido empleadas para

la biodegradación de hidrocarburos poliaromáticos (HAP’s) en Nigeria, su capacidad

degradativa fue demostrada al ponerlas en contacto con antibióticos donde su

resistencia a los mismos fue elevada. (Oluwafemi, et al., 2017).

En Lagos, Nigeria la industria textil ha empleado cepas de este microorganismo para

eliminar de sus aguas residuales el colorante azo sulfonado RB 13, obteniendo como

resultado que estas logran mineralizar aproximadamente 100 mg/L de colorante en

apenas 5 h de contacto. (Olukanni, et al., 2010).

1.2.2. Citrobacter freundii

Es un bacilo Gram-negativo, aerobio, que se halla en los suelos, agua y el tracto

intestinal de animales de sangre caliente y del hombre (Durán, et al., 2010). Es

fermentador de lactosa y glucosa, además produce gas y H2S. Mediante

investigaciones se ha determinado que es capaz de degradar colorante azoico Mordant

black 17 bajo condiciones controladas de temperatura a 35 °C y pH de 6,5,

obteniéndose que de 100 mg/L de colorante esta cepa logra una disminución de entre

un 82% y 89% del total presente en aguas residuales de la industria textil. (Swetha, et

al., 2015). En China, particularmente el área minera de Yun Fu utilizó estas cepas para

el tratamiento de drenajes ácidos mineros, donde bajo condiciones controladas de

temperatura de 35 °C y pH de 7, lograron eliminar un 99,6% de talio y 89,90% de

sulfato. (Hongguo, et al., 2017). Mientras Gallegos, et al (2007), en su estudio

mencionan que aislaron cepas de Citrobacter freundii de suelos contaminados y las

emplearon en la eliminación de HPA’s, obteniéndose como resultado un 87% de

remoción de los mismos.

11

1.2.3. Penicillium spp

Hongo mesófilo que emplea celulosa y hemicelulosa como parte de su metabolismo,

este “es un descomponedor importante que recicla materia orgánica en el suelo”

(Tortora, et al., 2007). Se presentan como colonias verdosas de rápido crecimiento,

cuya textura varía entre: aterciopelada, lanosa, funiculosa, entre otras (Soriano, 2007).

Durante el proceso de compostaje, este se encuentra activo cuando inicia el aumento

de temperatura y al llegar a la fase termófila se mantiene en las capas exteriores de la

pila hasta el momento que vuelve a descender la temperatura (Gaur, et al., 1982).

Penicillium spp. ha sido usado para la remoción de 3,5-dimetil-2,4-diclorofenol

(DCMX) en aguas residuales del proceso de producción del agente esterilizante

(SAPP) de Chemical Synthesis Corporation en Hunan, China, donde logró remover un

98,4% de DCMX a condiciones de 32,6 °C y pH de 5,87. (Zhou, et al., 2017)

En India se lo aisló de muestras de carbón de una central térmica y se lo empleó en la

remoción de colorante violeta ácido proporcionado por la empresa J. C. Enterprises, la

eliminación del colorante se evidenció cuando los valores de absorbancia para este

cayeron por debajo de los 630 nm medidos antes de la utilización de Penicillium spp.”

(Anjaneya, et al., 2009).

1.3. Marco legal

1.3.1. Ley de gestión ambiental. Establece los principios y directrices de política

ambiental así como las obligaciones y responsabilidades de los sectores públicos,

privados y su nivel de participación en la gestión ambiental.

1.3.2. Texto unificado de legislación secundaria del ministerio del medio

ambiente. Establece en el libro VI, un conjunto de políticas, normas, criterios y

directrices para el manejo de desechos sólidos no peligrosos desde su generación hasta

su disposición final, pues el Estado Ecuatoriano declara como prioridad Nacional la

gestión integral de los residuos sólidos a fin de prevenir y controlar la contaminación

ambiental generada de cualquier actividad productiva.

12

Programa nacional para la gestión integral de desechos sólidos (PNGIDS).

A nivel nacional el Gobierno Nacional implementó el Programa Nacional para la

Gestión Integral de Desechos Sólidos PNGIDS, a través de modelos de gestión

integral, este programa busca fortalecer la gestión de servicios de aseo, con el fin de

precautelar el cuidado y preservación del ambiente (MAE, 2013). Enmarcado en esta

gestión se busca impulsar procesos de agregación de valor de los residuos sólidos

urbanos que se generan en el país.

13

2. DISEÑO EXPERIMENTAL

2.1. Objetivos de la investigación

2.1.1. Objetivo general. Tratar los desechos orgánicos (estiércol bovino y contenido

ruminal) generados en el camal de faenamiento familia Aldaz ubicado en el cantón

Rumiñahui Parroquia Fajardo, barrio Fajardo, mediante la elaboración de compost y

empleando poblaciones microbianas específicas.

2.1.2. Objetivos específicos

1. Aislar, identificar y purificar los microorganismos con actividad celulolítica

presentes en la mezcla de estiércol bovino y contenido ruminal.

2. Bioestimular el crecimiento de las tres principales cepas de microorganismos

presentes en la mezcla de estiércol y contenido ruminal.

3. Diseñar un procedimiento para la obtención del abono orgánico empleando cuatro

tratamientos distintos (T1, T2, T3 y TB).

4. Realizar análisis físicos, químicos y microbiológicos del compost maduro.

5. Determinar la formulación más eficiente según la reducción del tiempo de

compostaje y calidad del compost maduro.

2.2. Determinación de variables

Para realizar el diseño experimental del presente trabajo se determinó las variables que

intervienen en el proceso como se observa en la Figura 1(pág. 14).

14

Figura 1. Identificación de variables del proceso.

Variables de entrada: Contenido ruminal más estiércol bovino y aserrín.

Factores principales: T1, T2, T3 y TB

Variables de salida: Tiempo de compostaje, calidad de compost maduro, pH,

temperatura, humedad y demás análisis físicos, químicos y microbiológicos.

Variables no controlables: Condiciones climáticas, manipulación antropogénica.

2.3. Hipótesis

2.3.1. Hipótesis acerca de la eficiencia de los tratamientos

Ho: Los tratamientos T1,T2,T3 y el testigo TB no presentan ninguna diferencia

significativa entre ellos, es decir son iguales en cuanto a tiempo de compostaje,

calidad de compost maduro, análisis físicos, análisis químicos y análisis

microbiológicos.

H1: El tratamiento T2 que contiene inóculo de Proteus mirabilis es el tratamiento

más eficiente para la generación de abono orgánico de buena calidad respecto a los

tratamientos T1, T3 y el testigo TB.

Condiciones climáticas,

manipulación antropogénica.

15

2.3.2. Hipótesis acerca del aislamiento de microrganismos celulolíticos

Ho: Se presume que los microorganismos con actividad celulolítica que pueden

hallarse en la mezcla de estiércol bovino y contenido ruminal serán, para

bacterias: Bacillus pumilus o Bacilllus subtilis; para actinomicetos: Streptomyces

sp. y para hongos: Aspergillus niger.

H1: No se hallaran los microorganismos descritos en la hipótesis Ho.

16

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Materiales

La investigación fue realizada sobre los residuos ruminales provenientes del Camal de

Faenamiento familia Aldaz. La etapa experimental se realizó en un terreno ubicado en

la Parroquia de Amaguaña.

Además, el desarrollo investigativo y de análisis de muestras se hizo en los

laboratorios del Centro de Biología y en los laboratorios de LABFIGEMPA de la

Universidad Central del Ecuador.

3.1.1. Camal de faenamiento familia Aldaz

Reseña histórica. Posterior al cierre del Camal de Sangolquí, la señora Lorena

Aldaz crea el Camal de Faenamiento de la Familia Aldaz que entra en funcionamiento

en el año 2010, cuenta con todos los permisos de funcionamiento y con instalaciones

conforme la normativa aplicable. Esta empresa se encuentra ubicada en el barrio

Fajardo de la Parroquia Rumiñahui como se indica en la Figura 2.

Figura 2. Ubicación camal de faenamiento Aldaz.

Fuente: Google Earth (2017)

Actividad productiva y generación de desechos orgánicos. Esta empresa

faena 600 animales bovinos al mes, del proceso de faenado se estima que el 25% del

peso total del animal vivo es residuo, entre ellos tenemos: estiércol, contenido ruminal,

sangre, huesos, tejidos grasos, entre otros; lo que genera cerca de 12 ton/mes de

17

contenido ruminal y 4,8 ton/mes de estiércol (Aldaz, comunicación personal, 2017). El

tratamiento de estos desechos a partir de la recuperación, reutilización y

transformación en insumos aprovechables es primordial debido a que actualmente el

camal no cuenta con un tratamiento, sino que estos son enviados en su mayoría a

diferentes lugares para ser utilizados directamente como abono en cultivos de la zona.

En la Figura 3, se puede observar las instalaciones del camal de faenamiento.

Figura 3. Camal de faenamiento familia Aldaz

Fuente: Camal de faenamiento familia Aldaz (2017)

3.1.2. Área experimental

Ubicación. El proyecto se desarrolló en un terreno ubicado en la provincia de

Pichincha, cantón Quito, parroquia Amaguaña, barrio Santa Teresita. Como se señala

en la Figura 4 (pág. 18).

18

Figura 4. Ubicación del área experimental.

Fuente: Google Earth (2017)

Descripción. El área total usada para la experimentación fue de 35 m2, en los

cuales las pilas de compost fueron distribuidas conforme lo indican las Figuras 5 y 6.

Además, la Tabla 8 (pág.19) indica a detalle el área empleada para la

experimentación, así como las dimensiones de las pilas de compost.

Figura 5. Diagrama del área experimental.

Figura 6. Área experimental.

Ancho: 7m

Largo: 5m

19

Tabla 8. Descripción del área experimental.

Característica Valor Observación

Número de tratamientos

Número de repeticiones

Unidades experimentales

Área de cada unidad

experimental modificada 1

Área neta para el ensayo

Área total para el ensayo 2

4

3

12

Dimensiones: a = 1 m ; l = 1

m; h =0,50 m

12 m2

35 m2

T1, T2, T3 y el blanco TB

Para: a se redujo en un 50% , h

se redujo en 30% y l se

mantuvo igual, a los datos

mínimos dados por FAO

4 m ancho x 3 m de largo

7 m ancho x 5 m de largo

1 Dimensiones modificadas a partir de dimensiones mínimas dadas por la FAO (2013), debido a

baja disponibilidad de materiales y recursos.

2 Cantidad de espacio total que considera dimensiones de pilas, espacio para los volteos, espacio

para colocación de materiales de trabajo.

3.2. Métodos

3.2.1. Recolección de muestras

Se recolectó muestras de estiércol y contenido ruminal “in situ” en el camal de

faenamiento Familia Aldaz (Anexo A, pág. 97), con la finalidad de aislar

microorganismos celulolíticos presentes en aquellos residuos. Se recogió una muestra

compuesta de 200 g, empleando el método propuesto por Leguizamon y Tique, (2008)

se trazó una malla sobre el material a recolectar y se procedió a tomar muestras de las

intersecciones de dicha malla hasta llegar a los 200 g requeridos.

Las muestras se recolectaron mediante una espátula esterilizada con 70% de alcohol

farmacéutico, se las mezcló empleando un balde plástico, la muestra compuesta fue

introducida en bolsas plásticas estériles (Ziploc) con objeto de mantener la humedad,

evitando así que se altere lo menos posible durante el transporte hasta llegar al

laboratorio.

20

Para transportar la muestra se usó un cooler que mantuvo la cadena de frío de la

muestra evitando la reproducción y metabolismo de los microorganismos nativos.

3.2.2. Aislamiento de microorganismos con actividad celulolítica

Se utilizó 1 L de medio mineral liquido (Anexo B, pág. 98), para revitalizar los

microorganismos presentes en el estiércol y contenido ruminal.

Para asegurar que únicamente proliferen los microorganismos aerobios que presenten

actividad celulolítica, se usó como fuente de carbono papel filtro, en una proporción

del 3% respecto a la cantidad total de medio mineral. El papel filtro se lo cortó en

trozos de aproximadamente 1 cm. Posteriormente se esterilizó vía calor húmedo en un

autoclave durante 15 min hasta alcanzar los 121 °C y 1 atm de presión.

Se elaboró un biorreactor (Anexo B, pág. 98), empleando una botella plástica, en cual

se procedió a mezclar el medio mineral esterilizado y frío con el 3% de inóculo en

este caso 30 g de la muestra de estiércol y contenido ruminal y 30 g de papel filtro. Las

condiciones para el biorreactor se muestran en la Tabla 9.

Tabla 9. Condiciones del biorreactor.

Condición Valor

Fecha de creación 18/ 01/2017

Temperatura Ambiente °C 20 °C

Cantidad de Oxígeno Aproximadamente 2 g/L

Se realizaron observaciones cada 5 días (Anexo C, pág. 100), con la finalidad de

estimar la degradación del papel filtro, control de la temperatura y la cantidad de

oxígeno constante del 2%, este proceso se lo hizo durante 15 días. Durante el día 12 se

detectó la suspensión del aumento de la temperatura del biorreactor, para su corrección

se lo cubrió con material concentrador de calor y se lo colocó cerca de fuentes

caloríficas como lámparas. El tiempo de observación se extendió a 17 días luego de los

cuales se realizó la siembra de bacterias y hongos en medios específicos. Estos datos

se muestran en la Tabla 10 (pág. 21).

21

Tabla 10. Control del biorreactor.

Fecha Día

Temperatura

ambiente en el día

°C

Observaciones

18-01-2017

1

19

Fuerte olor a estiércol.

Papel filtro completamente blanco.

Medio turbio

23-01-2017

5

20

Clarificación del medio

Presencia de espuma en la superficie del líquido

27-01-2017

10

21

Disminución de la espuma.

Papel filtro con coloración amarillenta

30-01-2017

15

19

Medio más clarificado

Disminución del olor a estiércol.

03-02-2017 1

17

19

Sin presencia de olor a estiércol.

1 Fecha extendida para monitoreo del biorreactor, debido a bajas temperaturas ambientales causadas por

el aumento de nubosidad que impedía el ingreso de radiación solar a la superficie, provocando

descensos de temperatura en las noches y madrugadas de hasta 3 °C (Pacheco, 2017).

Para la determinación de células viables (Anexo D, pág. 101), se procedió a tomar 10

mL de la solución del biorreactor y se colocó en 90 mL de agua de peptona para

mantener activas las cepas microbianas, posteriormente se realizaron 6 diluciones

decimales empleando el método señalado por Madigan, et al. (2009), donde la primera

dilución 10-1

se preparó mezclando 1 mL de la muestra (solución del biorreactor y

agua de peptona) en 9 mL de agua de peptona. A partir de esta se realizaron

diluciones decimales seriadas tomando 1 mL de la dilución anterior y mezclándolo con

9 mL de agua de peptona hasta llegar a la dilución 10-6

.

Para el recuento en placa se procedió a realizar el método de siembra por extensión,

con la micropipeta se tomó 0,1 mL de la dilución 10-1

y se colocó sobre la superficie de

la placa con agar TSA para bacterias y agar Sabouraud para hongos, (Anexo D, pág.

101). La muestra se extendió uniformemente sobre la superficie del agar usando el asa

de Drigalsky estéril, se tapó la placa de Petri y este proceso se repitió para todas las

diluciones.

22

Para el desarrollo de bacterias se incubó las placas con TSA a 37 ºC por 48 horas,

realizando observaciones cada 24 horas. Las placas con agar Sabouraud se las colocó

a temperatura ambiente durante siete días tiempo en el que se detectó crecimiento de

cepas fúngicas (Zambrano, 2013).

3.2.3. Caracterización de cepas bacterianas

Macroscopía. Se realizó la caracterización macroscópica (Anexo E, pág. 103),

con base en los siguientes criterios: “tamaño de las colonias (puntiforme, pequeñas,

medianas, grandes); color; forma (regulares, redondas, ovaladas, irregulares,

filamentosas, rizoides); elevación de las colonias (plana, elevada, convexa monticular);

bordes (entero, ondulado, aserrado, filamentoso y rizado); superficie; olor (amoniacal,

fétido, dulzón) y crecimiento (abundante, moderado, escaso)” (Escobar, et al., 2012).

Microscopía. Se procedió a realizar el aislamiento de las cepas identificadas en

macroscopía, para ello se preparó 350 mL de caldo nutritivo BHI y se colocó 50 mL

en siete matraces, por el método de inoculación directa fueron tomadas las diferentes

colonias con el asa de siembra y colocadas en los matraces los cuales fueron

etiquetados con códigos para su identificación (Laboratorios Britania S.A, 2015).

Finalmente se dejó en la incubadora por 24 horas. Transcurrido este periodo se

procedió a utilizar las cepas en las diferentes pruebas bioquímicas, para identificar el

tipo de bacteria.

3.2.4. Caracterización de cepas fúngicas

Para la determinación del género y la posible especie fue necesario la utilización de

claves taxonómicas, tomando en cuenta las características macro y microscópicas

(Escobar, et al., 2012).

• Macroscopía. En esta etapa se observó los bordes, exudado, color, olor y

forma de los hongos desarrollados (Anexo F, pág. 104).

Microscopía. Para la observación microscópica, se utilizó la técnica de cinta

pegante. Esta técnica, se realizó mediante el doblez de una tira de cinta adhesiva la que

23

se presionó firmemente contra la superficie del hongo a identificar. La tira de cinta con

la muestra fúngica, se colocó en un portaobjetos y se añadió una gota de azul de

lactofenol, finalmente se observó en el microscopio con el lente 40X (Escobar, et al.,

2012).

3.2.5. Reactivación de cepas bacterianas

Las bacterias seleccionadas fueron reactivadas en caldo BHI, en primer lugar se

definió la escala Macfarland en la que se encontraban los microorganismos, que para

el caso de Proteus mirabilis (M3) y Citrobacter freundiii (M13) se encontraban en

escala 10 Macfarland, posteriormente se los introdujo en la incubadora a 37 °C durante

24 horas (Universidad de Antioquia, 2009).

3.2.6. Preparación de inóculos

Las cantidades de inóculo empleadas para cada tratamiento fueron seleccionadas de

forma aleatoria y se encuentran descritas en la Tabla 11.

Tabla 11. Cantidad de inóculo por pila de compost.

Tratamientos Microorganismo a

inocular

Cantidad de

inóculo en

mL/pila

1Cantidad total de

microorganismos

T1

T2

T3

TB

Proteus mirabilis

Citrobacter freundii

Penicillium spp.

Sin adición de

microorganismos

10

10

0,4

0

30 x 109 UFC

30 x 109 UFC

356 x 103 CÉLULAS

N/A

1 Total de microorganismos presentes en la cantidad total de inóculo aplicado por pila de compost.

Los inóculos fueron colocados en tubos de ensayo estériles debidamente sellados y

etiquetados (Anexo G, pág. 105). Fueron transportados al área experimental en cooler

manteniendo la cadena de frío.

24

3.2.7. Pilas de compost

Las pilas de compost fueron creadas con una relación C: N inicial calculada de 34,15,

este valor se encuentra dentro del rango óptimo establecido por la FAO y corresponde

a las cantidades de materiales utilizados para cada pila, estas cantidades se encuentran

detalladas en la Tabla 12.

Tabla 12. Formulación base de cada pila.

Material de partida Cantidades

Estiércol vacuno + contenido ruminal

Aserrín

132 Kg

4 Kg

Urea 30 g

Melaza 4 L

1Valores para cada pila de compost creada.

Dichos valores se encuentran dispuestos en capas intercaladas entre sí:

Primera capa de aserrín de 1 cm.

Primera capa de estiércol bovino y contenido ruminal de 20 cm.

Segunda capa de aserrín de 1 cm.

Segunda capa de estiércol bovino y contenido ruminal de 20 cm.

Recubrimiento de aserrín sobre la pila de compost.

Capa perimetral de aserrín alrededor de la pila.

Las pilas fueron creadas sobre plástico lo cual facilitó su recubrimiento, la retención de

los materiales a compostar y prevenir la contaminación en el suelo (Anexo H, pág.

106).

Los inóculos fueron colocados en el centro de las pilas a una profundidad aproximada

de 30 cm.

3.2.8. Parámetros de control durante el proceso de compostaje

Se controlaron parámetros como: temperatura, pH, aireación y humedad (Anexo I,

pág. 110), durante todo el proceso de compostaje a fin de asegurar la calidad del

producto final, en la Tabla 13 (pág. 25) se describe estos parámetros.

25

Tabla 13. Parámetros de control.

Parámetros

de control Método

Aparato de

medición

Marca

del

aparato

Lugar de

medición

Frecuencia de

medición

Temperatura

Lectura directa

del aparato

Termómetro

digital (- 50°C

- +300°C)

SUNNEX In situ

Dos veces a la

semana

pH

Química seca Tiras

indicadoras

del pH

Merck In situ

Dos veces a la

semana

Aireación Volteo manual

de pilas N/A N/A In situ

Dos veces a la

semana

Humedad

Método

gravimétrico de

desecación en

estufa de aire

caliente

Estufa de aire

caliente

Balanza

analítica

Memmert

ADAM

LABFIGEMPA

Una vez a la

semana

3.2.9. Análisis físicos, químicos y microbiológicos en compost maduro

Los análisis físicos, químicos y microbiológicos sobre muestras de compost maduro,

se realizaron en: el laboratorio de Química Agrícola y Suelos de la Facultad de

Ciencias Agrícolas y en los laboratorios del Centro de Biología de la Universidad

Central del Ecuador, respectivamente. Los análisis físicos realizados fueron referentes

al aspecto general de la pila de compost, es decir, se evaluó su color y olor. En cuanto

a los análisis químicos se determinó la temperatura, el pH, el porcentaje de humedad,

el porcentaje de materia orgánica, conductividad eléctrica, nitrógeno, fósforo y

potasio. Mientras que los análisis microbiológicos comprenden: presencia de

Coliformes fecales (E. coli) y Coliformes totales. En la Tabla 14 (pág.26) se muestran

los análisis realizados y sus respectivos métodos.

26

Tabla 14. Métodos de ensayo para compost maduro.

Determinación de análisis microbiológicos Método

Coliformes fecales

Coliformes totales

1Recuento por el número más probable

Recuento por el número más probable

Determinación de parámetros químicos Método

Conductividad eléctrica Conductivímetro con extracto de pasta saturada.

Materia orgánica Calcinación de la muestra en mufla a 600 ºC.

Nitrógeno total Cálculo a partir del porcentaje de materia orgánica.

Fosforo total Método Olsen modificado.

Potasio Espectrofotometría de absorción atómica.

1 Para la determinación de coliformes fecales se realizaron diluciones seriadas hasta 10

-2 (de la

solución madre) debido a que en diluciones mayores las placas presentaron crecimiento

estadísticamente no válido para ser reconocidos como resultados.

Indicadores para evaluación del mejor tratamiento

Estos indicadores se aplicaron para evaluar cada tratamiento debido a que no se pudo

realizar la prueba de Tukey ya que no existió diferencia significativamente estadística

entre tratamientos.

Dichos indicadores se muestran en las Tablas 15 y 16 (pág.27), y permitieron definir

qué tratamiento fue el mejor en términos de calidad de compost maduro, reducción del

tiempo del proceso de compostaje y características del microorganismo inoculado.

Tabla 15. Indicadores cualitativos.

Parámetros de evaluación Variables de salida Indicador

Calidad de compost maduro

(Observación directa)

Color Marrón oscuro

Olor A tierra

27

Tabla 16. Indicadores cuantitativos.

Parámetros de evaluación Variables de salida Indicador

Duración del proceso de compostaje Tiempo de compostaje

(tre1 / trf

2)*100


(Análisis físicos, químicos y

microbiológicos)

Temperatura ( Tre /Trf)*100

pH ( pHre/ pHrf )*100

Humedad ( Hre/ Hrf )*100

Materia orgánica (% M. Ore/ % M.Orf )*100

Cantidad de material

degradado

(% material degradadore / %

material degradadorf )*100

Conductividad eléctrica (C.Ere/ % C.Erf )*100

Nitrógeno total (% Nre/ % Nrf )*100

Fósforo total (% Pre/ % Prf )*100

Potasio (% Kre/ % Krf )*100

Coliformes fecales < 1000 NMP/g

1 re: valor real, obtenido de las pilas de compost.

2 rf: valor referencial, obtenido de bibliografía similar.

3.2.10. Análisis estadístico

Para esta investigación se empleó un diseño completamente al azar (DCA) por ser un

método ampliamente usado en el campo de la experimentación agrícola y a nivel de

invernaderos. Este diseño tiene una amplia aplicación cuando las unidades

experimentales son bastante homogéneas, es decir que los factores actúan por igual en

estas unidades. Este método permitirá determinar si existe al menos un tratamiento

diferente de los demás o si todos los tratamientos son iguales. Posteriormente, se usará

la prueba de Tukey para determinar si existe una diferencia significativa entre los

diferentes tratamientos, esta prueba disminuye la tasa de error para una serie de

comparaciones, ajusta el nivel de confianza de cada intervalo individual, permitiendo

que el nivel de confianza simultáneo resultante sea igual al valor especificado, que

para esta prueba es del 95 %. Los intervalos de confianza más amplios que presenta

28

Tukey limitan a un 5% la probabilidad de que en uno o más de estos intervalos no

contengan una verdadera diferencia. (Minitab, 2016).

Este análisis estadístico conjuntamente con los indicadores anteriormente mencionados

permitió seleccionar el tratamiento que produjo compost de buena calidad.

29

4. RESULTADOS

4.1. Recuento de colonias bacterianas celulolíticas de la muestra de estiércol y

contenido ruminal.

Se realizó un recuento de unidades formadoras de colonias (UFC) en las cajas

correspondientes a la dilución 10-1

y 10-2

por ser estadísticamente representativas, ya

que el número de colonias desarrolladas en estas se encontraban dentro del rango

óptimo. Estos datos se muestran en la Tabla 17.

Tabla 17. Colonias bacterianas.

Dilución UFC/g

10-1

1,1 x 104

10-2

3,5 x 104

La dilución 10-3

no se la consideró para llevar a cabo el recuento de colonias por estar

fuera del rango, como lo indica Madigan, et al., (2009) “una caja estadísticamente

válida es aquella que contiene un número de colonias desarrolladas dentro del rango de

30 a 300 UFC”.

Las placas con diluciones 10-4

, 10-5

y 10-6

tampoco fueron consideradas para el

recuento, puesto que no se observó crecimiento en ellas, así lo indican Camacho, et

al., (2009) que al presentarse una inhibición de crecimiento mayor al 25 % en la

superficie de las cajas, estas deberán ser rechazadas durante el recuento de colonias.

4.2. Colonias identificadas macroscópicamente.

Para la identificación del tipo de bacteria se seleccionaron las colonias que

macroscópicamente mostraron un solo tipo de morfología ya que esto indica la pureza

de la colonia, en la Tabla 18 (pág.30) y 19 (pág.30) se señalan las características de

las diferentes colonias.

30


.

Códigos de colonias Macroscopía de las colonias identificadas

M1 Colonias redondas cóncavas, de borde irregular y de color crema.

M3 Colonias cóncavas, de borde regular, rosadas y chiclosas.

M4 Colonias cóncavas, de borde regular y coloración amarilla

M6 Colonias cóncavas, de borde regular y de color crema

M8 Colonias cóncavas, de borde regular y coloración amarillo intenso

M11 Colonias cóncavas, de borde regular, rosadas y con un punto

central muy notorio.

M13 Colonias convexas, de borde irregular y de color crema.


.

Código de colonia Macroscopía de las colonias identificadas

M10 Colonia alargada cóncavas, de borde irregular y de color crema.

M11 Colonias cóncavas, de borde regular, rosadas y con un punto

central muy notorio.

M13 Colonia ovalada cóncava, de borde regular y de color crema.

4.3. Pruebas bioquímicas

En base a lo expuesto por Madigan, et al., (2009), para identificar las especies de

bacterias aisladas se realizaron las siguientes pruebas bioquímicas:

1. Tinción Gram. (Anexo J, pág. 112)

2. Prueba de la Oxidasa. (Anexo K, pág. 114)

3. Prueba de la Catalasa. (Anexo L, pág. 115)

4. Prueba de Citratos Simmons. (Anexo M, pág. 116)

5. Medio de SIM. (Anexo N, pág. 117)

6. Medio TSI. (Anexo O, pág. 118)

Las colonias sujetas a las pruebas bioquímicas fueron: M1, M3, M4, M6, M8, M11,

M13 y los resultados se encuentran en las Tabla 20 (pág. 31) y 21 (pág. 31).

31

Tabla 20. Resultado de pruebas bioquímicas.

1 Nomenclatura: K: Base; A: Acido; NA: No Admite; -: negativo; +: positivo

Tabla 21. Resultado de las bacterias celulolíticas aisladas e identificadas.

Codificación Caja Petri Genero Especie

M3 Proteus mirabilis

M13 Citobacter freundaii

4.4. Cepa fúngica

Para la identificación de la cepa fúngica se tomó la caja Petri que contenía agar

Sabouraud, en ella se evidenció el crecimiento de un hongo de color verdoso y

algodonoso y amarillo en su parte posterior que, mediante la técnica de la cinta

pegante y el microcultivo (Martí, et al., 1998) (Anexo F, pág. 104) se observó la

morfología típica del genero Penicillium.

4.5. Esporulación del hongo Penicilium spp.

Se preparó 8 mL de caldo BHI y se colocó con el asa de siembra las esporas, la

solución se llevó a incubación a 67 °C por 24 horas. Una vez trascurrido este tiempo se

sacó de la incubadora y se realizó el recuento celular en la cámara de Neubauer. Para

esto se agitó el cultivo para permitir que las células tengan una distribución

homogénea y se colocó en un tubo de ensayo 1 mL de la muestra con una gota de lugol

Código

colonia

Tinción

Gram Oxidasa Catalasa

Citrato

Simmons

SIM TSI

Movilidad H2S Pico

/fondo

Gas H2S

M1 - - - - + - K/A - -

M3 + + - + + + NA + +

M4 - - - - + - K/A - -

M6 + - - - + - A/A + -

M8 - - - - - - K/A - -

M11 - + - - - - K/K - -

M13 - - + - + + NA + +

32

para fijar las células. Según Arredondo, et al (1997), se agita el tubo de ensayo que

contiene la muestra y se succiona con una pipeta Pasteur, se llena la cámara con el

cubre objeto ya puesto, colocando la punta de la pipeta en la muesca en forma de V

que tiene la cámara, cuidando que el volumen depositado llegue hasta los canales

laterales, se enfoca la cámara con el objetivo 40X esto facilita la identificación de las

células y ayuda a discriminar los residuos. El registro se hace contando las células que

quedan dentro de cada una de las cuadrículas marcadas como A, B, C y D, los

resultados se mencionan en la Tabla 22.

Tabla 22. Resultados del conteo de células en la cámara de Neubauer.

Cuadricula Número de células /mL

A 194

B 38

C 45

D 79

TOTAL 356

PROMEDIO 89

Cálculos del recuento celular

La concentración celular según Arredondo, et al (1997) se calcula de acuerdo a la

fórmula:

C = N *104

* dil

En donde:

C = cél/mL

N = promedio de células presentes en 1 mm2

(0.1 μL)

dil = factor de dilución

C = 89 *104

* 1

C = 89*104

cel/mL

4.6. Recuento inicial de bacterias y hongos en las pilas

El recuento inicial (Anexo P, pág. 119) se realizó a los 3 días de creación de las pilas,

para ello se tomaron 2,5 g de cada pila de compost y se adicionaron 50 mL de agua

33

destilada, se homogenizó las soluciones madre por agitación y mediante el método de

diluciones seriadas se procedió a la siembra de microorganismos. Se realizaron cuatro

diluciones seriadas, partiendo de la primera dilución 10-1

para la cual se tomó 1 mL de

la solución madre y se lo colocó en 9 mL de agua destilada, esto se realizó hasta llegar

a la dilución 10-4

para cada una de las muestras de las pilas de compost.

De cada dilución se tomó con el asa de Drigalsky 0,1 mL y se sembró en agar

Antibiótico 19 para bacterias y en agar OGY para hongos. Las 36 placas de bacterias

se incubaron durante 48 horas a una temperatura de 37 °C y se realizó el recuento de

UFC/g (Anexo P, pág. 119). Los datos se observan en la Tabla 23.

Tabla 23. Recuento inicial de bacterias en TB, T1, T2 y sus repeticiones.

Tratamiento Repetición Dilución 1 UFC/g

TB R1 10-1

9,7 x 102

R2 10-1

4,7 x 102

R3 10-1

7,2 x 102

T1 R1 10-1

4,3 x 102

R2 10-1

4,4 x 102

R3 10-1

5,1 x 102

T2 R1 10-1

4,0 x 102

R2 10-1

3,7 x 102

R3 10-1

3,9 x 102

TB: tratamiento sin inóculo; T1: tratamiento con Proteus mirabilis; T2: tratamiento con Citrobacter

freundii; R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

1 Se tomó la dilución 10

-1 debido a que se encuentra en el rango de 30 y 300 UFC.

Para los hongos se colocó las 12 placas a temperatura ambiente por un periodo de 7

días, finalizado este tiempo se realizó el conteo, los datos se encuentran en la Tabla 24

(pág. 34).

34

Tabla 24. Recuento inicial de hongos en T3 y sus repeticiones.

Tratamiento Repetición Dilución 1 UFC/g

T3

R1 10-1

-

10-2

5

10-3

-

10-4

5

R2 10-1

1

10-2

6

10-3

-

10-4

3

R3 10-1

2

10-2

7

10-3

-

10-4

5

T3: tratamiento con Penicillum spp; R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

1 Se observó que en las tres repeticiones no hay crecimiento en la dilución 10

-3.

4.7. Mediciones de control durante proceso de compostaje

Se controlaron parámetros como: temperatura, pH, humedad y aireación a lo largo del

proceso de compostaje, además se realizó un análisis inicial del porcentaje de materia

orgánica presente en las pilas de compost. A continuación se muestra los resultados

respectivos.

4.7.1. Temperatura

Para determinar la evolución de la temperatura durante el proceso de compostaje se

realizarón gráficas que permitieron determinar las variaciones en los diferentes

tratamientos, con sus correspondientes repeticiones; como se muestran a continuación:

Para el tratamiento TB se determinó que la temperatura más alta a la que llega el

tratamiento de residuos orgánicos (estiercol vacuno) sin adición de microorganismos

es de 44 °C, como se evidencia en la Figura 7 (pág. 35).

35

Figura 7. Variación de temperatura en el tratamiento TB.

En el tratamiento T1 se determinó que la temperatura más alta es de 44,9 °C, como lo

demuestra la Figura 8.

Figura 8. Variación de temperatura en el T1.

La mayor temperatura alcanzada en el proceso para el tratamiento T2 fue de 46,8 °C,

lo cual se puede observar claramente en la Figura 9 (pág. 36).

36

Figura 9. Variación de temperatura en el T2.

La temperatura más alta para el tratamiento T3 se registró en 42,5 °C, la Figura 10

evidencia lo expuesto.

Figura 10.Variación de temperatura en el T3.

37

4.7.2. pH

Para determinar la variación del pH durante el proceso de compostaje se realizarón

gráficas que permitieron observar cambios en los diferentes tratamientos con sus

correspondientes repeticiones como se muestran a continuación:

Para el tratamiento TB se determinó que el pH final para R1 y R3 es de 8, mientras que

R2 tiene pH 7, esto se demuestra en la Figura 11.

Figura 11. Variación de pH en el tratamiento TB.

En el tratamiento T1 se determinó que el pH final para R1 y R3 es de 8, mientras que

R2 tiene pH 7 como lo señala la Figura 12 (pág. 38).

38

Figura 12. Variación de pH en el tratamiento T1.

Para el tratamiento T2 se determinó que el pH final para R1, R2 y R3 es de 8, valores

indicados por la Figura 13.


Finalmente, en el tratamiento T3 se determinó que el pH final para R1, R2 y R3 es de

8, como lo demuestra la Figura 14 (pág. 39).

39


4.7.3. Humedad

La humedad durante el proceso de compostaje se muestra en las Figuras 15 (pág. 40),

16 (pág. 40), 17 (pág. 41) y 18 (pág. 41). Se puede observar variaciones en las

diferentes repeticiones de cada tratamiento a lo largo del tiempo.

Para el tratamiento TB, el porcentaje máximo de humedad fue de 87,88% en la

repetición R3 y el valor final mínimo alcanzado fue de 52% en la repetición R2, como

se demuestra en la Figura 15 (pág. 40).

40

Figura 15. Porcentaje de humedad en el tratamiento TB.

Para el tratamiento T1, el porcentaje máximo de humedad fue de 87,64% en la

repetición R3 y el valor final mínimo alcanzado fue de 51,71% en la repetición R2,

como se señala en la Figura 16.

Figura 16. Porcentaje de humedad en el tratamiento T1.

41


repetición R2 y el valor final mínimo alcanzado fue de 58,07% en la repetición R1, lo

cual se expone en la Figura 17.



repetición R2 y el valor final mínimo alcanzado fue de 47,29% en la repetición R2,

como se presenta en la Figura 18.


42

4.7.4. Materia orgánica

Se cuantificó el porcentaje inicial y final de materia orgánica (Anexo Q, pág. 122) en

cada una de las repeticiones de los diferentes tratamientos, en la Tabla 25 se pueden

observar los resultados.

Tabla 25. Resultados iniciales y finales de porcentaje de materia orgánica

Tratamiento Repetición

Materia

orgánica

inicial

(%)

Materia

orgánica

final

(%)

Materia

orgánica

degradada1

(%)

Materia

orgánica

degradada

promedio2

(%)

Desviación

estándar

TB

R1 87,36

77,10 10,26

R2 86,51

75,45 10,16 8,7 2,66

R3 86,72

81,11 5,61

T1

R1 86,37 73,90 12,47

R2 86,93 71,63 15,3 10,8 5,48

R3 85,81 81,10 4,71

T2

R1 84,15 76,42 7,73

R2 86,67 81,71 4,96 5,5 2,02

R3 85,73 81,92 3,81

T3

R1 82,56 74,63 7,93

R2 87,28 75,90 11,38 9,5 1,75

R3 87,43 78,30 9,13


freundii; T3: tratamiento con Penicillum spp; R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

1 Relación matemática entre porcentaje inicial de materia orgánica y porcentaje final de materia

orgánica.

2 Promedio de los resultados de la columna materia orgánica degradada.

En las figuras siguientes se muestra el porcentaje inicial, final y de reducción de la

materia orgánica para cada tratamiento.

43

Para el tratamiento TB, el porcentaje promedio de reducción de materia orgánica fue

de 8,7% , en la Figura 19 se observa el porcentaje de materia orgánica degradada para

cada repetición.

Figura 19. Porcentaje de reducción de materia orgánica en el tratamiento TB.

Para el tratamiento T1, el porcentaje promedio de reducción de materia orgánica fue

de 10,8% , en la Figura 20 se señala el porcentaje de materia orgánica degradada para

cada repetición.

Figura 20. Porcentaje de reducción de materia orgánica en el tratamiento T1.

Repeticiones (R)

44

El porcentaje promedio de reduccion de materia orgánica en el tratamiento T2 fue de

5,5% en la Figura 21 se indica el porcentaje de reducción para cada repetición.


En el tratamiento T3, el porcentaje promedio de reducción de materia orgánica fue de

9,5% , en la Figura 22 se exhibe el procentaje de reducción para cada repetición.


45

4.8. Recuento final de bacterias y hongos en compost maduro

El recuento final (Anexo R, pág. 123) se realizó a los 88 días de creación de las pilas,

cuando estas terminaron el proceso de compostaje. Para ello se empleó la misma

metodología usada en el recuento inicial. Los datos obtenidos se observan en la Tabla

26.

Tabla 26. Recuento final de bacterias en TB, T1 y T2.

Tratamiento Repetición Dilución (mL) UFC/g

TB

R1 10-1

1,4 x 102

R2 10-1

1,1 x 102

R3 10-1

-

T1

R1 10-1

2,8 x 102

R2 10-1

1,5 x 102

aR3 10

-1 3,2 x 10

2

T2

R1 10-1

-

R2 10-1

0,4 x 102

R3 10-1

-


freundii; R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

a La cantidad de UFC/g para R3 de T1 es el único valor estadísticamente aceptable, puesto que las otras

placas no se encontraron dentro del rango aceptable que es de 30 y 300 UFC.

Para el caso de los hongos se colocó las placas a temperatura ambiente por un periodo

de 7 días, finalizado este tiempo se realizó el conteo de hongos en las 12 cajas que

contenían agar Sabouraud, los datos se muestran en la Tabla 27 (pág. 46).

46

Tabla 27. Recuento final de hongos en T3.

Tratamiento Repetición Dilución (mL) a Hongos

T3

R1 10-1

5

10-2

2

10-3

1b

10-4

-

R2 10-1

1

10-2

1

10-3

-

10-4

-

R3 10-1

-

10-2

1

10-3

1

10-4

-

T3: tratamiento con Penicillum spp; R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

a Se observó que en las repeticiones R1,R2 y R3 no hay crecimiento en la dilución 10

-4.

b Es el único hongo de similares características al Penicillium spp. colocado inicialmente en este

tratamiento.

Hongo Coprinus comatus

En la pila del tratamiento T1 repetición R1 se obtuvo como resultado secundario la

aparición de setas de la especie de Coprinus comatus como se muestra en la Figura 23

y cuyas esporas se pueden observar en la Figura 24 (pág. 47).

Figura 23. Seta de Coprinus comatus.

47

Figura 24. Esporas de Coprinus comatus a 40X.

Levadura Rhodotorula

Durante el conteo final de las placas que contenían hongos se evidenció el crecimiento

de una levadura de especial interés en el ámbito de biorremediacion, esta especie de

levadura se conoce como Rhodotorula, estas aparecen como colonias rojas brillantes y

se muestra en la Figura 25.

Figura 25. Levadura Rhodotorula.

48

4.9. Análisis físicos, químicos y microbiológicos en compost maduro

4.9.1. Análisis físicos

Determinación de cantidad de material degradado

Se pesó cada pila de compost maduro (Anexo S, pág. 125), obteniendo los resultados

expresados en la Tabla 28 y se los relacionó matemáticamente con la cantidad inicial

de material usado para la construcción de las pilas, obteniendo el porcentaje

degradado. Así, el tratamiento T2 tiene el mayor porcentaje de degradación de 82,5%,

mientras que el menor porcentaje de degradación se encuentra en el tratamiento T3 con

79,1%.

Tabla 28. Masa de pilas de compost maduro.

Tratamiento Repetición

Masa

compost

maduro

(Kg)

Masa

degradada

(Kg)

Porcentaje

degradado

(%)

Media

(%)

Desviación

estándar

TB

R1 28

108 79,5

80,7 1,07 R2 26 110 80,9

R3 25 111 81,6

T1

R1 25 111 81,6

82,5 0,78 R2 23 113 83,1

R3 23,5 112,5 82,7

T2

R1 30 106 77,9

81,0 3,32 R2 21 115 84,5

R3 26,5 109,5 80,5

T3

R1 30 106 77,9

79,1 1,12 R2 27 109 80,1

R3 28 108 79,4

TB: tratamiento sin inóculo; T1: tratamiento con Proteus mirabilis; T2: tratamiento con

Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillum spp; R1: repetición uno; R2: repetición

dos; R3: repetición tres.

1La cantidad inicial usada para la construcción de cada pila fue de 136 Kg/pila.

49

4.9.2. Análisis químicos

Conductividad eléctrica

En la Tabla 29 se indica el valor de conductividad eléctrica expresada en decisiemens

por metro presente en el compost maduro para cada tratamiento con su respectiva

repetición. El mayor valor (25,22 dS/m) para esta variable se encuentra en R3-T1,

mientras que el valor más bajo (11,98 dS/m) es para R2-TB.

Tabla 29. Conductividad eléctrica en compost maduro.

Tratamiento Repetición Conductividad

eléctrica (dS/m)

Media Desviación

estándar

TB

R1 16,30

R2 11,98 14,18 2,18

R3 14,60

T1

R1 18,74

R2 16,02 19,64 4,73

R3 25,22

T2

R1 22,68

R2 16,06 20,29 3,90

R3 22,94

T3

R1 14,52

R2 14,40 14,37 0,16

R3 14,20

TB: tratamiento sin inóculo; T1: tratamiento con Proteus mirabilis; T2:

tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillum spp; R1:

repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

Nitrógeno

En la Tabla 30 (pág. 50) se muestra el porcentaje de nitrógeno presente en el compost

maduro para cada tratamiento con su respectiva repetición. El mayor valor (4,10%)

50

para esta variable se encuentra en R3-T2, mientras que el valor más bajo (3,58%) es

para R2-T1.

Tabla 30. Porcentaje de nitrógeno en compost maduro.

Tratamiento Repetición % N Media Desviación

estándar

TB

R1 3,86

R2 3,77 3,89 0,15

R3 4,06

T1

R1 3,70

R2 3,58 3,77 0,25

R3 4,06

T2

R1 3,82

R2 4,09 4,00 0,16

R3 4,10

T3

R1 3,73

R2 3,80 3,82 0,10

R3 3,92

TB: tratamiento sin inóculo; T1: tratamiento con Proteus mirabilis;

T2: tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillum spp;

R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

Fósforo

En la Tabla 31 (pág. 51) se observa la cantidad de fósforo presente en el compost

maduro para cada tratamiento con su respectiva repetición. El mayor valor (295,1

ppm) para esta variable se encuentra en R3-TB, mientras que el valor más bajo (177,5

ppm) es para R1-T2.

51

Tabla 31. Cantidad de fósforo en compost maduro.

Tratamiento Repetición P

Ppm

P

%

Media Desviación

estándar

TB

R1 283,0 0,03

R2 233,7 0,02 0,03 0,01

R3 295,1 0,03

T1

R1 272,6 0,03

R2 247,2 0,02 0,03 0,01

R3 262,0 0,03

T2

R1 177,5 0,02

R2 225,4 0,02 0,02 0,00

R3 214,4 0,02

T3

R1 237,6 0,02

R2 291,3 0,03 0,02 0,01

R3 221,1 0,02


T2: tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillum spp;

R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición tres.

Potasio

En la Tabla 32 (pág. 52), se presenta la cantidad de potasio existente en el compost

maduro para cada tratamiento con su respectiva repetición. El mayor valor (18,71

cmol/kg) para esta variable se encuentra en R2-T1, mientras que el valor más bajo

(17,28 cmol/kg) es para R2-TB.

52

Tabla 32. Cantidad de potasio en compost maduro.

Tratamiento Repetición K

cmol/kg1

K

ppm

K

%

Media Desviación

estándar

TB

R1 18,61 7257,9 0,72

R2 17,28 6739,2 0,67 0,70 0,03

R3 18,58 7246,2 0,72

T1

R1 18,57 7242,3 0,72

R2 18,71 7296,9 0,73 0,73 0,01

R3 18,70 7293 0,73

T2

R1 18,69 7289,1 0,73

R2 18,68 7285,2 0,73 0,73 0,00

R3 18,67 7281,3 0,73

T3

R1 18,65 7273,5 0,73

R2 18,66 7277,4 0,73 0,73 0,00

R3 18,65 7273,5 0,73



1 Centimoles de carga por kilogramo de suelo, esta unidad expresa la capacidad de intercambio

catiónico que existe en un suelo, es decir indica la cantidad de cationes en este caso de potasio que se

encuentran retenidos en el compost.

4.9.3. Análisis microbiológicos

Coliformes totales y fecales

Para realizar el recuento de colonias de Coliformes totales y fecales se emplearon

placas de petrifilm 3M para recuento de Escherichia coli y Coliformes (Anexo T, pág.

126), además se realizaron diluciones decimales hasta 10-2

. Los resultados obtenidos

para cada tratamiento se observan en las Tablas 33 (pág. 53) y 34 (pág. 54). El mayor

valor para E. coli (18 NMP/mL) se encuentra en R3-TB, mientras que el valor más

bajo (2 NMP/mL) es para R3-T2, además que en el resto de tratamientos no hubo

crecimiento.

53

Tabla 33. Recuento de colonias de Escherichia coli.

Tratamiento Repetición Dilución (mL) NMP/mL

TB

R1

10-1

-1

10-2

-

R2

10-1

-

10-2

-

R3

10-1

18

10-2

3

T1

R1

10-1

-

10-2

-

R2

10-1

-

10-2

-

R3

10-1

-

10-2

-

T2

R1 10-1

-

10-2

-

R2 10-1

-

10-2

-

R3 10-1

3

10-2

2

T3

R1 10-1

-

10-2

-

R2 10-1

-

10-2

-

R3 10-1

-

10-2

-

NMP: número más probable; mL: mililitros


freundii; T3: tratamiento con Penicillum spp; R1: repetición uno; R2: repetición dos; R3: repetición

tres.

1 No hubo crecimiento en las placas.

Para coliformes totales el valor mayor (700 NMP/mL) se encuentra en R1-TB,

mientras que el valor más bajo (1 NMP/mL) es para R3-T1.

54

Tabla 34. Recuento de colonias de Coliformes totales.

Tratamiento Repetición Dilución (mL) NMP/mL

TB

R1

10-1

700

10-2

200

R2

10-1

240

10-2

34

R3

10-1

560

10-2

95

T1

R1

10-1

88

10-2

13

R2

10-1

67

10-2

14

R3

10-1

8

10-2

1

T2

R1 10-1

168

10-2

30

R2 10-1

520

10-2

79

R3 10-1

145

10-2

2

T3

R1 10-1

480

10-2

440

R2 10-1

38

10-2

17

R3 10-1

520

10-2

76



55

4.10. Análisis estadístico

Para el análisis estadístico se empleó el método ANOVA de un factor para determinar

si hay diferencia significativamente estadística entre tratamientos.

4.10.1. Temperatura

Se realizó un análisis de varianza de un factor, en este caso el factor es el tratamiento,

donde se analizó estadísticamente la variable temperatura, para conocer si existe una

diferencia significativa entre tratamientos. El resumen de resultados se presenta en la

Tabla 35.

Tabla 35. Resumen de análisis de varianza de un factor.

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

R1- TB 30 955,30 31,84 30,14

R2- TB 30 929,00 30,97 30,21

R3- TB 30 927,60 30,92 29,66

R1- T1 30 991,10 33,04 35,55

R2- T2 30 956,70 31,89 28,87

R3- T3 30 933,00 31,10 37,27

R1-T1 30 951,70 31,72 46,34

R2- T2 30 957,70 31,92 44,66

R3- T3 30 935,30 31,18 38,26

R1- T1 30 889,80 29,66 33,21

R2- T2 30 885,00 29,50 36,51

R3- T3 30 893,50 29,78 38,47

Fuente: Excel (2013)



Con los resultados anteriores se calculó el valor de Fisher (F) como se muestra en la

Tabla 36 (pág. 56).

56

Tabla 36. Análisis de varianza para temperatura.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio de

los cuadrados F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 372,248972 11 33,8408157 0,95 0,49 1,82

Dentro de los grupos 12445,7797 348 35,7637347

Total 12818,0286 359


En la tabla anterior se observa que el valor de F calculada es de 0,95 el cual es menor

al valor crítico de F que para este caso es de 1,82; por lo tanto no hay diferencias

significativas estadísticamente entre tratamientos.

4.10.2. pH


donde se analizó estadísticamente la variable pH, para conocer si existe una diferencia

significativa entre tratamientos. El resumen de resultados se presenta en la Tabla 37.



R1- TB 29 227 7,83 0,86

R2- TB 29 223 7,69 0,72

R3- TB 29 228 7,86 0,69

R1- T1 29 229 7,90 0,38

R2- T1 29 223 7,69 0,72

R3- T1 29 232 8,00 0,36

R1-T1 29 222 7,66 1,02

R2- T2 29 228 7,86 0,77

R3- T2 29 230 7,93 0,50

R1- T2 29 232 8,00 0,36

R2- T3 29 226 7,79 0,38

R3- T3 29 218 7,52 0,69




57


Tabla 38.

Tabla 38. Análisis de varianza para pH.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio de

los

cuadrados

F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 6,93103448 11 0,63009404 1,02 0,43 1,82


Total 215,482759 347





4.10.3. Humedad


donde se analizó estadísticamente la variable humedad, para conocer si existe una

diferencia significativa entre tratamientos. El resumen de resultados se presenta en la

Tabla 39 (pág. 58).

58

Tabla 39. Resumen de análisis de varianza de un factor para humedad.


R1- TB 13 1006,65 77,43 122,82

R2- TB 13 951,08 73,16 229,00

R3- TB 13 984,56 75,74 152,55

R1- T1 13 1011,83 77,83 64,57

R2- T1 13 986,06 75,85 134,46

R3- T1 13 978,89 75,30 130,25

R1- T1 13 999,82 76,91 69,38

R2- T2 13 982,99 75,61 170,70

R3- T2 13 1016,79 78,21 61,76

R1- T2 13 1001,04 77,00 93,79

R2- T3 13 994,82 76,52 166,05

R3- T3 13 1002,40 77,11 117,11





Tabla 40.

Tabla 40. Análisis de varianza para humedad.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 268,15144 11 24,3774037 0,19 0,99 1,86


Total 18417,4058 155





59

4.10.4. Materia orgánica


donde se analizó estadísticamente la variable materia orgánica, para conocer si existe

una diferencia significativa entre tratamientos. El resumen de resultados se presenta en

la Tabla 41.

Tabla 41. Resumen de análisis de varianza de un factor para materia orgánica.


TB 3 233,66 77,89 8,47

T1 3 226,63 75,54 24,45

T2 3 240,05 80,02 9,71

T3 3 228,83 76,28 3,47



freundii; T3: tratamiento con Penicillium spp.


Tabla 42.

Tabla 42. Análisis de varianza para conductividad eléctrica.

Origen de las

Variaciones

Suma

de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio de

los

cuadrados

F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 35,367225 3 11,789075 1,02 0,43 4,07


Total 127,577892 11





60

4.10.5. Cantidad de material degradado


donde se analizó estadísticamente la variable cantidad de materia degradada, para

conocer si existe una diferencia significativa entre tratamientos. El resumen de

resultados se presenta en la Tabla 43.



TB 3 329 109,67 2,33

T1 3 336,5 112,17 1,08

T2 3 330,5 110,17 20,58

T3 3 323 107,67 2,33


TB: tratamiento sin inóculo; T1: tratamiento con Proteus

mirabilis; T2: tratamiento con Citrobacter freundii; T3:

tratamiento con Penicillum spp; R1: repetición uno; R2:

repetición dos; R3: repetición tres.


Tabla 44.

Tabla 44. Análisis de varianza para cantidad de material degradado.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio de

los

cuadrados

F Probabilidad Valor crítico

para F

Entre grupos 30,75 3 10,25 1,55 0,27 4,07


Total 83,4166667 11




significativas estadísticamente entre tratamientos

61

4.10.6. Conductividad eléctrica


donde se analizó estadísticamente la variable conductividad eléctrica, para conocer si

existe una diferencia significativa entre tratamientos. El resumen de resultados se

presenta en la Tabla 45.



TB 3 42,88 14,29 4,74

T1 3 59,98 19,99 22,34

T2 3 61,68 20,56 15,20

T3 3 43,12 14,37 0,03




tratamiento con Penicillium spp.


Tabla 46.

Tabla 46. Análisis de varianza para conductividad eléctrica.





Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrado

s

Grados

de

libertad

Promedio

de los

cuadrados

F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 106,4609 3 35,4869667 3,36 0,08 4,07


Total 191,0705 11

62

4.10.7. Nitrógeno


donde se analizó estadísticamente la variable porcentaje de nitrógeno, para conocer si





TB 3 11,69 3,90 0,02203333

T1 3 11,34 3,78 0,0624

T2 3 12,01 4,00 0,02523333

T3 3 11,45 3,82 0,00923333



T2: tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con

Penicillium spp.


Tabla 48.

Tabla 48. Análisis de varianza para porcentaje de nitrógeno.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio

de los

cuadrados

F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 0,08809167 3 0,02936389 0,99 0,45 4,07


Total 0,32589167 11





63

4.10.8. Fósforo


donde se analizó estadísticamente la variable cantidad de fósforo, para conocer si





TB 3 811,8 270,60 1057,81

T1 3 781,8 260,60 162,76

T2 3 617,3 205,77 629,50

T3 3 750 250,00 1347,33




tratamiento con Penicillium spp.


Tabla 50.

Tabla 50. Análisis de varianza para cantidad de fósforo.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio de

los

cuadrados

F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 7352,5225 3 2450,84083 3,07 0,09 4,07


Total 13747,3292 11





64

4.10.9. Potasio


donde se analizó estadísticamente la variable cantidad de potasio, para conocer si





TB 3 54,47 18,16 0,58

T1 3 55,98 18,66 0,01

T2 3 56,04 18,68 0,00

T3 3 55,96 18,65 0,00



T2: tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con

Penicillium spp.


Tabla 52.

Tabla 52. Análisis de varianza para cantidad de potasio.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio

de los

cuadrados

F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 0,58129167 3 0,19376389 1,33 0,33 4,07


Total 1,747025 11





65

4.10.10. Coliformes fecales


donde se analizó estadísticamente la variable cantidad de coliformes fecales, para

conocer si existe una diferencia significativa entre tratamientos. Para este análisis se

tomaron los resultados de la dilución 10-1

debido a que es la más representativa. El

resumen de resultados se presenta en la Tabla 53.

Tabla 53. Resumen de análisis de varianza de un factor para coliformes fecales.





Tabla 54.

Tabla 54. Análisis de varianza para cantidad de coliformes fecales.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio

de los

cuadrados F Probabilidad

Valor

crítico

para F

Entre grupos 74,25 3 24,75 0,89 0,49 4,07

Dentro de los grupos 222 8 24,75

Total 296,25 11






TB 3 18 6 108

T1 3 0 0 0

T2 3 3 1 3

T3 3 0 0 0

66

4.10.11. Coliformes totales


donde se analizó estadísticamente la variable cantidad de coliformes totales, para

conocer si existe una diferencia significativa entre tratamientos. Para este análisis se

tomaron los resultados de la dilución 10-1

debido a que es la más representativa. El

resumen de resultados se presenta en la Tabla 55.



TB 3 1500 500 55600

T1 3 163 54 1720,33

T2 3 833 278 44176,33

T3 3 1038 346 71548



tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillium spp.


Tabla 56.

Tabla 56. Análisis de varianza para cantidad de coliformes totales.

Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados

de

libertad

Promedio

de los

cuadrados

F Probabilidad Valor

crítico

para F

Entre grupos 308537,67 3 102845,89 2,38 0,15 4,07


Total 654627 11





67

4.11. Evaluación de indicadores cuantitativos y cualitativos

Una vez verificado que no existe diferencias estadísticamente significativas entre

tratamientos, y a fin de conocer el tratamiento más eficiente para la obtención de

compost, se procedió a evaluar cada variable de salida de los diferentes tratamientos

con los indicadores establecidos anteriormente.

4.11.1. Duración del proceso de compostaje

La variable de salida evaluada fue el tiempo de compostaje para cada tratamiento, se

tomó como valor referencial: seis meses el cual está establecido en el manual de

compostaje del agricultor de la FAO (2013). En la Tabla 57 se observan los

resultados.

Tabla 57. Duración del proceso de compostaje.

Tratamientos

Tiempo de compostaje

real

(meses)

Tiempo de compostaje

referencial

(meses)

Indicador (%)

TB 4

6

66,67

T1 3 50,00

T2 3 50,00

T3 4 66,67




T1 y T2 presentan los mejores resultados en el indicador, con una reducción del 50%

del tiempo necesario para el proceso de compostaje respecto al tiempo referencial.

4.11.2. Calidad de compost maduro

La calidad de compost maduro fue evaluada en torno a diez variables como son:

temperatura, pH, humedad, materia orgánica, cantidad de material degradado,

conductividad eléctrica, nitrógeno total, fósforo total, potasio y coliformes fecales.

68

Temperatura

Los valores resultantes para temperatura en los diferentes tratamientos fueron

evaluados tomando como referencia el rango de 45ºC - 70ºC establecido en el manual

de compostaje del agricultor de la FAO (2013). En la Tabla 58 se observan los

resultados.

Tabla 58. Temperatura.

Tratamientos

1Temperatura alcanzada en

el proceso de compostaje

2Temperatura

referencial (ºC)

Indicador

(%)

TB 43,7

70

62,5

T1 43,8 62,6

T2 46,0 65,8

T3 41,7 59,5



1Valores promedio para cada tratamiento.

2 Se tomó el valor más alto del rango establecido por el Manual de compostaje del agricultor.

Experiencias en América Latina de la FAO (2013).

El tratamiento T2 presenta el mejor resultado al estar dentro del rango de 45 ºC – 70

ºC, al alcanzar una temperatura promedio de 46,0 ºC.

pH

Los valores resultantes para pH en los diferentes tratamientos fueron evaluados

tomando como referencia el rango de 6,5 – 8,5 establecido en el manual de

compostaje del agricultor de la FAO (2013). En la Tabla 59 (pág. 69) se observan los

resultados.

69

Tabla 59. pH.

Tratamientos 1pH

2pH referencial Indicador (%)

TB 9,21 6,5 - 8,5 108,35

T1 9,15

107,65

T2 9,05 106,47

T3 9,04 106,39



1 Valores promedio para cada tratamiento.

2 Se tomó el valor más alto del rango establecido por la FAO (2013).

Ninguno de los tratamientos se encuentra en el rango establecido el manual de

compostaje del agricultor de la FAO (2013). Sin embargo, el tratamiento que presentó

un pH cercano al valor referencial es T3 muy seguido de T2 con un valor promedio de

9,04 y 9,05; respectivamente.

Humedad

Los valores resultantes para humedad en los diferentes tratamientos fueron evaluados

tomando como referencia el rango de 30 – 40% establecido en el manual de la

FAO (2013). En la Tabla 60 se observan los resultados.

Tabla 60. Humedad.

Tratamientos 1Humedad del compost

maduro

2Humedad referencial del

compost maduro

(%)

Indicador

(%)

TB 56,18

30-40

140,45

T1 61,39 153,47

T2 58,35 145,86

T3 52,96 132,40



1Valores promedio para cada tratamiento.

2 Se tomó el valor más alto del rango establecido por la FAO (2013).

70

Ninguno de los tratamientos se encuentra dentro del rango establecido por el manual

de compostaje del agricultor de la FAO (2013). Sin embargo el tratamiento T3

contiene menor humedad en promedio en todas sus repeticiones con un valor de

52,91%.

Materia orgánica

Los valores resultantes para materia orgánica en los diferentes tratamientos fueron

evaluados tomando referencia el valor ≥ 20% para compost maduro de la Norma

Chilena 2880. En la Tabla 61 se observan los resultados.

Tabla 61. Materia orgánica.

Tratamientos

1Materia orgánica en

compost maduro

2Materia orgánica

referencial del compost

maduro

(%)

Indicador

(%)

TB 77,89

≥ 20

389,43

T1 75,54 377,72

T2 80,02 400,08

T3 76,28 381,38




2 Se tomó el valor establecido por la Norma Chilena 2880

El tratamiento T2 presentó un mayor porcentaje de materia orgánica respecto de los

otros tratamientos, sobrepasando el 20 % del valor referencial.

Cantidad de material degradado

Los valores resultantes para esta variable en los diferentes tratamientos se evaluaron

frente al valor de 50% de pérdida de material en pilas de compost establecido por el

manual de compostaje del agricultor de la FAO (2013). En la Tabla 62 (pág. 71) se

observan los resultados.

71

Tabla 62. Cantidad de material degradado.

Tratamientos

1Cantidad de material

degradado (%)

Cantidad de material

degradado referencial (%)

Indicador

(%)

TB 80,67

50

161,33

T1 82,47 164,93

T2 80,97 161,93

T3 79,13 158,27




El tratamiento T1 presenta el mejor resultado en el indicador, ya que degrada material

hasta un 64,93% por encima del valor referencial.



frente al rango de 5 mmho/cm a 12 mmho/cm establecido para compost Clase B de la

Norma Chilena 2880 (INC, 2003). En la Tabla 63, se observan los resultados.

Tabla 63. Conductividad eléctrica.

Tratamientos

1Conductividad

eléctrica

(mmho/cm)

2Conductividad eléctrica

referencial

(mmho/cm)

Indicador

(%)

TB 14,29

12

119,08

T1 19,99 166,58

T2 20,56 171,33

T3 14,37 119,75




2 Se tomó el valor más alto del rango establecido por la Norma Chilena 2880

72

Ninguno de los tratamientos presenta buenos resultados, puesto que todos los valores

de conductividad sobrepasan al valor referencial, sin embargo el testigo TB presenta

una conductividad eléctrica menor respecto a los otros tratamientos.

Nitrógeno total


frente a lo establecido por la Norma Chilena 2880 (INC, 2003), donde el nitrógeno

total puede tomar valores mayores o iguales a 0,8%. En la Tabla 64 se observan los

resultados.

Tabla 64. Nitrógeno total.

Tratamientos Nitrógeno

total (%)

Nitrógeno

total

referencial

(%)

Indicador

( %)

TB 3,90

≥ 0,8

487,08

T1 3,78 472,50

T2 4,00 500,42

T3 3,82 477,08


tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillium

spp.


Todos los tratamientos sobrepasan notoriamente el valor referencial, sin embargo el

tratamiento que presenta mejor resultado es T2.

Fósforo total


frente a lo establecido por la Norma Chilena 2880 (INC, 2003), donde el fósforo total

puede tomar valores menores o iguales a 0,1%. En la Tabla 65 (pág. 73) se observan

los resultados.

73

Tabla 65. Fósforo total.

Tratamientos Fósforo total

(%)

Fósforo total

referencial

(%)

Indicador

(%)

TB 0,03

≤ 0,1

27,00

T1 0,03 27,00

T2 0,02 20,00

T3 0,02 23,00




Todos los tratamientos cumplen con el valor referencial, sin embargo los tratamientos

que presentan mayor porcentaje (27%) de coincidencia con el valor referencial son: el

blanco TB y el tratamiento T1.

Potasio


frente a lo establecido en el manual de compostaje del agricultor de la FAO (2013),

donde el potasio puede tomar valores entre 0,3% a 1% En la Tabla 66 se observan los

resultados.

Tabla 66. Potasio.

Tratamientos 1Potasio (%)

Potasio referencial

(%)

Indicador

(%)

TB 0,703

1,0

70,30

T1 0,726 72,60

T2 0,730 73,00

T3 0,730 73,00


T2: tratamiento con Citrobacter freundii; T3: tratamiento con Penicillium spp.


74

Todos los tratamientos cumplen con el valor referencial, sin embargo los tratamientos

que presentan mayor porcentaje (73%) de coincidencia con el valor referencial son: el

tratamiento T2 y el tratamiento T3.

Coliformes fecales


frente a lo establecido por la Norma Chilena 2880 (INC, 2003), donde las coliformes

fecales deben ser menores a 1000 NMP por gramo de compost en bases seca. En la

Tabla 67 se observan los resultados.

Tabla 67. Coliformes fecales.

Tratamientos Coliformes

fecales (NMP)

Coliformes

fecales (NMP

referencial)

Indicador

(%)

TB 18

< 1000

1,8

T1 0 0

T2 3 0,3

T3 0 0




Todos los tratamientos cumplen con el valor referencial de < 1000 NMP/g de

coliformes fecales, debido a que los valores los tres tratamientos son bajos o casi no

existen.

Coliformes totales

Los valores resultantes para esta variable en los diferentes tratamientos no se pudieron

evaluar frente al valor establecido por la Norma Chilena 2880, debido a que en ella se

pide valores únicamente para Enterobacter, y las coliformes totales comprenden los

géneros Klebsiella, Enterobacter, Escherichia y Citrobacter, por lo que no se los

puede discriminar y realizar la evaluación frente al valor establecido en la norma. Sin

75

embargo, se tomó como resultado óptimo al menor valor reportado para coliformes

totales como se observa en la Tabla 68.

Tabla 68. Coliformes totales

Tratamientos 1Coliformes totales (NMP)

TB 500

T1 54

T2 278

T3 346

TB: tratamiento sin inóculo; T1: tratamiento con

Proteus mirabilis; T2: tratamiento con Citrobacter



El tratamiento T1 es el que presenta menor cantidad de coliformes totales (54 NMP)

en comparación a los otros tratamientos.

4.11.3. Indicadores cualitativos

Se evaluaron variables como olor y color del compost maduro, y características de los

microorganismos inoculados.


Al terminar el proceso de compostaje se realizó una observación directa del compost

obtenido para determinar el color y olor que presentaba, en la Tabla 69 se exponen los

resultados para cada tratamiento y sus respectivas repeticiones.

Tabla 69. Características cualitativas en compost maduro.

Tratamiento Repetición Color Olor

TB R1, R2 y R3 Marrón Leve a estiércol

T1 R1, R2 y R3 Marrón A tierra

T2 R1,R2 y R3 Marrón oscuro A tierra

T3 R1,R2 y R3 Marrón Leve a estiércol



76

Todos los tratamientos presentan las mismas características cualitativas en cuanto a

compost maduro.

Una vez determinado los indicadores respecto a las diferentes variables, en la Tabla 70

se muestra la cantidad de variables óptimas por cada tratamiento y con ello se pudo

determinar qué tratamiento fue el mejor.

Tabla 70. Características cualitativas aceptables para un compost maduro.

Variables de salida Tratamientos

TB T1 T2 T3

Duración del proceso de compostaje X X

Temperatura X

pH X

Humedad X

Materia orgánica X

Cantidad de material degradado X

Conductividad eléctrica X

Nitrógeno total X

Fósforo total X X

Potasio X X

Coliformes fecales

Coliformes totales

X

X

X

Color X

Olor X X

TOTAL 2 6 7 4



X: Presenta el mejor indicador respecto a la variable evaluada.

Con los resultados anteriores se determina que el tratamiento T2 es el más óptimo en

cuánto a calidad de compost, el cual contenía como inóculo a la bacteria Citrobacter

freundii.

77

5. DISCUSIÓN

Los microorganismos que se aislaron e identificaron de las muestras de estiércol y

contenido ruminal no fueron los establecidos en la hipótesis Ho (pág. 15), por tanto se

descarta esa hipótesis y se toma como verdadera a la H1, siendo asi, se aislaron y

utilizaron cepas de Proteus mirabilis, Citrobacter freundii y Penicillium spp.

Una vez realizado el análisis de varianzas de las distintas variables para los diferentes

tratamientos, se toma como verdadera a la hipótesis Ho (pág. 14), misma que

demuestra que no existieron diferencias significativamente estadísticas entre los

tratamientos empleados en esta investigación, razón por la cual no se procedió a

emplear pruebas de medias por pares como Tukey. Sin embargo, para establecer qué

tratamiento arrojó mejores resultados en cuanto a calidad de compost se procedió a

utilizar los indicadores cuantitativos y cualitativos detallados anteriormente.

5.1. Duración del proceso de compostaje

La duración del proceso de compostaje en los tratamientos T1 y T2 presentan los

mejores resultados en el indicador, con una reducción del 50% del tiempo necesario

para el proceso de compostaje respecto al tiempo referencial definido por la FAO

(2013). En estudios similares realizados por Naranjo (2013), el proceso duró en

promedio 98,86 días que es muy cercano al realizado en este estudio el cual duró 90

días. En estudios similares realizados por Hernández et al (2013), el tiempo promedio

fue de 168 días, esta diferencia se produce por los materiales y microorganismos

utilizados, así como las cantidades y condiciones climáticas.

5.2. Análisis físicos, químicos y microbiológicos.

Cantidad de material degradado

La cantidad de material degradado durante el proceso de compostaje fue claramente

elevado, presentando un valor máximo de 82,5% de reducción del material en el

tratamiento T1 y un mínimo de 79,1% de reducción del material en el tratamiento T3.

78

La FAO, (2013) menciona que durante el proceso de degradación se pierde hasta un

50% de material inicial, en contraste con los datos de este estudio, se demuestra

claramente que la utilización de inóculos microbiológicos mejora la reducción de las

cantidades de materiales usados para la creación de pilas de compost.

La elevada cantidad de material degradado es un “indicador de la velocidad de

descomposición de la misma”. Hernández, et al (2013).

Sin embargo, en estudios similares no se hace mención a las cantidades de materiales

antes y después del proceso de compostaje, por lo que no es viable realizar una

comparación, lo cual denota que esta investigación puede ayudar en consideraciones

futuras acerca de esta variable.

Temperatura

Para este estudio, la temperatura llegó a un valor promedio de 46,0 ºC en el

tratamiento T2 alcanzando la fase termófila de 45 °C a 70 °C establecida por la FAO

(2013).

Según Pravia (2001) citado en Eche (2013) menciona que la etapa termófila se

encuentra en el rango de 40 °C a 75 ºC “para eliminar todos los organismos mesófilos

patógenos, hongos, esporas, semillas y elementos biológicos indeseables”, por lo que

todos los tratamientos pasaron por las tres fases durante el proceso de compostaje

siendo el mejor el tratamiento T2, en estudios realizados por Gordillo y Chávez (2008)

en el Centro de Investigación Científica y Tecnológica de la Escuela Politécnica del

Litoral señalan que al usar poblaciones microbianas locales la temperatura fue menor a

los 45 ºC mientras que al utilizar microorganismos comerciales la temperatura superó

los 60 ºC, es decir, el tratamiento T2 al utilizar microorganismos propios del estiércol

no superó los 60 ºC.

Mientras que Pierre et al (2009) citado en Hernández, et al (2013) señala que la fase

termófila esperada en el proceso es de “60 °C a 70 ºC condición óptima para eliminar

patógenos parásitos y malezas”, ningún tratamiento cumpliría con esta condición es

decir no pasaría de la fase mesófila.

79

pH

El pH final del compost maduro para el tratamiento T3 es de 9,04 muy seguido del

tratamiento T2 con un valor promedio de pH de 9,05, según los valores establecido por

la FAO para compost maduro debe situarse entre 6,5 a 8,5 por lo que ningún

tratamiento y sus repeticiones cumplen con este parámetro.

En lo expuesto en la Norma Chilena 2880 (INC, 2003) los valores óptimos se deben

encontrar ente 5 y 8,5 mientras que Olivares et al (2012) en su estudio con estiércol

vacuno, aserrín y ceniza obtuvieron un pH de 7,42 con una remoción por semana,

diferente al realizado en este estudio en el cual se removía cada tres días para controlar

humedad.

Mientras que Pérez et al (2008) para su estudio obtuvo valores de 7,8 en compost a

base de estiércol bovino y residuos vegetales existiendo una gran diferencia ya que en

todos los tratamientos tienden a la alcalinidad con pH superiores a 9, esta diferencia se

debe principalmente a la interacción del estiércol con los residuos vegetales utilizados,

que para este estudio fue melaza, estiércol, aserrín y urea.

Humedad

Los valores de humedad obtenidos en promedio para el T3 es de 52,96% muy superior

a los mencionados por la FAO que oscilan entre 30 a 40% para un compost maduro,

mientras que en la Norma Chilena 2280 (INC, 2003) debe estar situada entre 30 y 45%

valores que determinan la calidad. Sin embargo, Pérez et al (2008) obtienen un valor

de humedad de 52,2% al utilizar estiércol vacuno, caprino, aserrín, ceniza de cascarilla

de arroz y melaza muy similar a los resultados obtenidos en el tratamiento T3.

Materia orgánica

El valor obtenido en el análisis final de materia orgánica es de 80,02%, valor muy alto,

ya que en estudios realizados por Pérez et al (2008) reporta 42,8% de materia orgánica

en su producto final, sin embargo Naranjo (2013) obtiene en promedio en sus

tratamientos utilizando estiércol de vacuno y desechos vegetales (paja y alfalfa) un

valor de 23, 08%. Según Abad et al. (1993) citado en Pérez et al (2008) reportó valores

80

superiores al 80% en compost en residuos de origen animal que aseguran una mayor

reserva de nutrientes, este valor coincide con el tratamiento T2 en el que se obtuvo el

mismo resultado.


Los valores de conductividad eléctrica obtenidos en esta investigación oscilan entre

14,18 – 20,29 mmhos/cm (pág. 68), que al compararlos con valores de conductividad

existentes en suelos normales, como son los establecidos por el Laboratorio de

Química Agrícola y Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la UCE, que

considera un suelo muy salino aquel que presenta valores mayores a 8 mmhos/cm, se

observa como los resultados para esta variable del compost obtenido claramente lo

sobrepasan, por tanto este compost se considera un sustrato orgánico altamente salino.

Esta afirmación se corrobora según lo expuesto por Andrade (2016), al observar los

datos obtenidos en su estudio para la obtención de compost en el que se emplearon

residuos de un camal de faenamiento, hongos, bacterias y melaza, donde se alcanzó un

valor máximo de 9,13 mmhos/cm, siendo este un valor óptimo cuando se usan residuos

animales según lo expone su investigación.

Sin embargo, una de las repeticiones del blanco (R2-TB) cuyo valor de conductividad

eléctrica es de 11,98 mmhos/cm, valor menor en comparación con todos los otros

tratamientos, es considerado como un valor óptimo de conductividad eléctrica según lo

expuesto en la Norma Chilena 2880 (INC, 2003) para un compost clase B cuyo valor

máximo de conductividad oscila entre 5-12 mmhos/cm.

Así, por lo expuesto anteriormente el valor de la conductividad eléctrica se encuentra

directamente relacionado con la cantidad de sales disueltas en el compost, ya que

como lo mencionan Gordillo y Chávez (2008), esta tiende a aumentar durante el

compostaje debido a la mineralización de la materia orgánica lo que a su vez genera el

aumento en la concentración de nutrientes, es decir guarda relación con las

concentraciones de Ca2+

, K+

y Na+, (Cariello, et al, 2007). De allí que se justifique el

valor de conductividad eléctrica para R2-TB ya que su porcentaje de potasio es menor

que para el resto de repeticiones en los diferentes tratamientos.

81

Nitrógeno total

El porcentaje de nitrógeno reportado para el compost elaborado en esta investigación

oscila en el rango de 3,77% a 4,00% en base seca, estos valores son altos en

comparación a lo estipulado por Hernández, et al (2013), cuyos resultados para

compost obtenido a partir de estiércol vacuno y aserrín oscilan entre 2% a 1,5%,

afirmando que el estiércol vacuno no es una buena fuente de aporte de nitrógeno en

comparación con la gallinaza; afirmación que se contrapone con los resultados

obtenidos en esta investigación.

De igual manera en el estudio realizado por Olivares et al (2012), establecieron un

porcentaje de nitrógeno del 2% para compost elaborado a partir de estiércol vacuno y

aserrín sin ningún tipo de inoculante biológico. Mientras, en el estudio realizado por

Andrade (2016) donde se emplearon residuos de un camal de faenamiento, hongos,

bacterias y melaza para la elaboración de compost, se obtuvo para uno de los

tratamientos un valor máximo de nitrógeno de 1,6%, lo que indica que el compost

obtenido en el presente estudio es altamente rico en nitrógeno en comparación a

productos provenientes de procesos de degradación similares.

Por otro lado, los resultados reportados en esta investigación cumplen con lo requerido

en la Norma Chilena 2880 (INC, 2003) estipula valores mayores o iguales a 0,8% de

nitrógeno para compost de buena calidad. Asimismo, Paul y Clarck (1996); citado en

Soto y Muñoz (2002), establecen que un compost con un valor mayor al 2% de

nitrógeno es apto para competir a nivel comercial, esto se debe a que un buen aporte de

nitrógeno permite un mejor desarrollo de las plantas e inclusive ayuda a que estas

puedan absorber otros nutrientes. (FAO, 2013)

Fósforo total

Los resultados para fósforo obtenidos en esta investigación toman valores de 0,02% y

0,03%, estos coinciden con los resultados del estudio realizado por Hernández, et al

(2013), donde los tratamientos que contenían estiércol vacuno y aserrín diferían

notoriamente en la cantidad de fósforo respecto a los tratamientos que contenían

82

residuos vegetales y gallinaza, para los cuales el porcentaje de fósforo fue de 0,11%

muy superior al porcentaje obtenido en los otros tratamientos.

El compost generado en esta investigación cumple con el valor óptimo establecido

para fósforo (menor o igual a 0,1%) en la Norma Chilena 2880 (INC, 2003), lo cual

alega que se trata de un compost con buena proporción de fósforo que será útil para

“cultivos sensibles al stress de fósforo”. (Norma Chilena 2880, 2003).

Comercialmente, el compost obtenido no puede competir con otro tipo de abonos

orgánicos, pues como lo expone Paul y Clarck (1996); citado en Soto y Muñoz (2002),

un compost aceptable comercialmente presenta valores de fósforo dentro del rango

óptimo de 0,15 a 1,5%.

De igual modo, para Olivares, et al (2012), el resultado para fósforo en su

investigación fue de 0,14%. Para Pérez, et al (2008), el valor de fósforo para el

tratamiento que contenía estiércol vacuno fue de 0,54%. Nótese que los valores

expuestos anteriormente son mucho más altos que los de esta investigación, el bajo

porcentaje de fósforo puede deberse: al origen de la materia prima empleada, puesto

que depende de la dieta alimenticia del ganado, a la utilización de inóculos

microbiológicos, y a la utilización de otro tipo de materiales compostables como

sucede en uno de los estudios referenciados.

Potasio

Los valores de potasio en el compost maduro para los diferentes tratamientos son de

0,73% y 0,70%, estos valores coinciden con los resultados reportados en la

investigación realizada por Andrade (2016), donde el potasio se encuentra en un rango

de 0,6% a 1,5%. Datos similares son reportados por Pérez, et al (2008), donde el

tratamiento constituido por estiércol vacuno, estiércol caprino, cascarilla de arroz y

melaza genera 1,05% de potasio.

Igualmente en el Manual de Compostaje del Agricultor de la FAO (2013), el rango

óptimo de valores para potasio en un abono orgánico de calidad es de 0,3% a 1%, un

83

compost con buena cantidad de potasio “mejora el régimen hídrico de la planta y

aumenta su tolerancia a la sequía, heladas y salinidad.” (FAO, 2013).

A pesar de ello, estudios de otros autores no coinciden con los resultados de potasio de

esta investigación, por ejemplo para uno de los tratamientos con estiércol vacuno del

estudio de Hernández, et al (2013) el porcentaje de potasio fue de 0,55%, este valor

también es reportado en el estudio de Castillo, et al (2010) para producción de abono

orgánico a partir de estiércol vacuno y aserrín. Olivares, et al (2012), igualmente

presentan en su investigación un valor de 0,22% de potasio para el compost elaborado

a base de estiércol vacuno y aserrín.

Al igual que con el fósforo, existen factores que provocan una mayor o menor cantidad

de potasio en el compost maduro.

Coliformes fecales y totales

Los valores obtenidos en este estudio son muy bajos o nulos respecto al valor dado por

la Norma Chilena 2880 (INC, 2003), donde un compost debe presentar valores

menores a 1000 NMP/g de coliformes fecales para ser considerado de buena calidad e

inocuo. Estos bajos resultados demuestran que en la fase termófila la temperatura en

algún momento del día alcanzó los 65 ºC durante el tiempo necesario para higienizar

las pilas, eliminando patógenos como Escherichia coli, lo que a su vez denota la gran

influencia del invernadero sobre el aumento de la temperatura de las pilas, al mantener

estable las condiciones ambientales e inclusive coadyuvando a elevar de rápidamente

la temperatura.

Por otro lado, el menor valor reportado para coliformes totales es de 54 NMP para el

tratamiento T1, este valor no puede ser comparado con el establecido en la Norma

Chilena 2880 debido a que en ella se pide valores únicamente para el género

Enterobacter y el grupo coliformes totales comprende más de un género de bacterias.

84

6. CONCLUSIONES

Los desechos orgánicos provenientes del camal de faenamiento Familia Aldaz,

fueron reducidos y tratados exitosamente mediante esta investigación al

transformarlos en un producto aprovechable en el área agrícola, como lo es un

sustrato altamente orgánico con porcentajes óptimos de macronutrientes y con baja

o nula presencia de coliformes fecales.

Los microorganismos con actividad celulolítica aislados e identificados del

contenido ruminal y estiércol vacuno en este estudio, corresponden a cepas

bacterianas de Proteus mirabilis, Citrobacter freundii y la cepa fúngica Penicillium

spp. Estos microrganismos fueron llevados mediante técnicas de siembra y cultivo

de microorganismos al estándar más alto de la escala McFarland, lo cual aseguró

una elevada concentración de los mismos y una elevada tasa de crecimiento y

reproducción microbiana en las pilas de compost.

El procedimiento para la obtención de compost estuvo basado en el empleo de tres

tratamientos y un blanco, los tratamientos fueron formulados con las mismas

cantidades de desechos orgánicos y sustratos (aserrín, urea, melaza), la diferencia

entre ellos radicó en la presencia de distintos inóculos microbiológicos. Además,

los parámetros de control durante el proceso y de evaluación del producto final

(compost maduro) fueron los mismos para todas las formulaciones.

El principal factor que influyó en la variación de la temperatura y el porcentaje de

humedad de los tratamientos durante el proceso de compostaje fue la dimensión de

la pila, debido a que pilas de baja altura y de base ancha, hacen que el calor

generado por los microorganismos se pierda fácilmente y no conserven o aumenten

la temperatura de los tratamientos.

Esto a su vez ocasiona que el porcentaje de humedad no disminuya, ya que no

existe evaporación del contenido de agua, lo que provocó que el proceso dure más

tiempo, esto explica que en los diferentes tratamientos y sus repeticiones la

temperatura no superó los 45 ºC, y tuviesen una humedad final del orden del 50%.

85

Otro factor a considerarse fue el tiempo atmosférico inusual que se suscitó en los

meses de abril a junio, donde se presentaron precipitaciones constantes lo que

ocasionó fluctuaciones drásticas en la temperatura ambiental y al tratarse de una

investigación que no controlaba la interacción de factores externos, se vio afectada

por los mismos.

El compost obtenido tiene una alta salinidad debido al elevado contenido de sales

como potasio, hecho que se evidencia en valores altos de pH lo cual le da un

carácter alcalino al medio, propicio para la retención de las mismas. Uno de los

factores que pudo haber elevado la alcalinidad en las pilas fue la no generación de

lixiviados durante el proceso de compostaje ocasionando la retención de sales

disueltas y altos valores de pH.

Comercialmente este producto no es competidor con fertilizantes químicos debido

a que tiene bajos contenidos de nitrógeno y fósforo, dos de los macronutrientes

principales y necesarios en los cultivos. Sin embargo, puede ser usado como

acondicionador y mejorador de suelos carentes o con bajos niveles de nutrientes,

puede ser útil para cultivo de hortalizas y germinación de semillas, siempre y

cuando se lo mezcle con otro tipo de sustratos que garanticen cubrir las

necesidades nutricionales de las plantas.

Especialmente, los altos niveles de nitrógeno que presenta no lo convierten en una

fuente de contaminación, de hecho demuestra que los desechos orgánicos

empleados en este estudio constituyen una buena fuente de nitrógeno orgánico, que

al pasar por el proceso de compostaje se logró transformar y fijar como nitrógeno

inorgánico, macronutriente principal para el suelo y las plantas.

El tratamiento óptimo para la obtención de un compost de buena calidad y en

menor tiempo, es el tratamiento T2, constituido por: estiércol vacuno, contenido

ruminal, aserrín, melaza, urea y el inóculo de Citrobacter freundii. Este tratamiento

presentó la mayor temperatura en la fase termófila (46 °C), tiene un alto contenido

de nitrógeno total (4%), alto contenido de potasio (0,73%), alto contenido de

86

materia orgánica (80%) y una tasa elevada de degradación de desechos (80,97%),

en comparación con los otros tratamientos

87

7. RECOMENDACIONES

Se sugiere realizar estudios en los que se empleen otras especies microbianas

celulolíticas, con distintas concentraciones de UFC/mL; donde se creen consorcios

microbianos; donde se usen otros sustratos como restos vegetales, tierra etc; donde

se varíe la cantidad de inóculo por repetición; donde se consideren factores como:

posición de pilas, exposición directa a luz solar, ventilación, entre otros.

Se recomienda para la creación de pilas de compost: la construcción de un

invernadero que proteja al proceso, de los cambios atmosféricos y mantenga de

cierto modo estable las condiciones ambientales; también se debería emplear las

dimensiones recomendadas por el Manual de compostaje del agricultor.

Experiencias en América Latina de la FAO (2013), a fin de asegurar un óptimo

proceso de degradación de los materiales.

Se sugiere utilizar el compost como enmienda orgánica en suelos medianamente

ricos en nutrientes, considerando el tipo de cultivo y necesidades nutricionales de

la planta.

Se recomienda realizar investigaciones biotecnológicas acerca del uso que se le

puede atribuir al Hongo Coprinus comatus y a la levadura Rhodotorula, especies

que aparecieron en las pilas durante el proceso de compostaje.

88

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96

ANEXOS

97

ANEXO A. Recolección de muestras

Figura A1. Toma de muestras de estiércol y contenido ruminal en el camal de

faenamiento Familia Aldaz.

98

ANEXO B. Biorreactor

Figura B1. Pesaje de reactivos y papel filtro.

Figura B2. Preparación de soluciones.

Figura B3. Soluciones y papel filtro esterilizados.

99

Figura B4. Biorreactor con oxigenación.

Tabla B1. Composición química del medio mineral (Gupta et al.,2012).

Componentes Cantidades (g)

NaNO3 2.5

KH2PO4 2.0

MgSO4 0.2

NaCl 0.2

CaCl2·6H2O 0.1

Nota: Este medio se lo preparó en 1 L de agua destilada.

100

ANEXO C. Monitoreo del biorreactor

Figura C1. Días 1 y 5 de monitoreo.

Figura C2. Días 10 y 15 de monitoreo.

Figura C3. Día 17 de monitoreo.

101

ANEXO D. Siembra de microorganismos celulolíticos

Figura D1. Preparación de diluciones decimales.

Figura D2. Preparación de agua de peptona y agar: TSA y Saboround.

Tabla D1. Formulación de TSA. (Britanialab)

Elemento constituyente Cantidad g/L

Tripteina 15

Peptona de soya 5

Cloruro de sodio 5

Agar 5

pH final: 7.3 ± 0.2

102

Preparación de TSA

1. Disolver 40 g de polvo deshidratado por litro de agua destilada.

2. Mezclar y dejar reposar 5 minutos.

3. Calentar suavemente agitando y hervir durante 1 minutos hasta su disolución.

4. Distribuir y esterilizar en autoclave durante 15 minutos a 118-121°C.

Tabla D2. Formulación de Sabouraud Agar. (Britanialab)

Elemento constituyente Cantidad g/L

Pluripeptona 10

Glucosa 40

Cloranfenicol 0,05

Agar 15

pH final: 5,6 ± 0.2

Preparación de Sabouraud

1. Suspender 65 g del polvo por litro de agua destilada.

2. Reposar 5 minutos y mezclar hasta uniformar.

3. Calentar agitando frecuentemente y hervir 1 minuto hasta disolver.

4. Esterilizar 15 minutos a 118-121°C.

5. Distribuir en cajas Petri y esperar hasta que se enfrié.

Figura D3. Siembra por extensión en placas petri.

103

ANEXO E. Recuento y macroscopía de colonias bacterianas

Figura E1. Cultivo de dilución 10-1

.


.


.

104

ANEXO F. Macroscopía y microscopía de hongos celulolíticos

Figura F1. Observación macroscópica de cepa fúngica.

Figura F2. Microcultivo de cepa fúngica.

Figura F3. Observación microscópica a 40X de Penicillium sp.

105

ANEXO G. Preparación de inóculos

Figura G1. Preparación inóculos de: Proteus mirabilis (M3) y Citrobacter freundii

(M13).

106

ANEXO H. Creación de pilas de compost

Figura H1. Disposición de primera capa de aserrín de 1 cm.

Figura H2. Disposición de primera capa de estiércol y contenido ruminal de 20 cm.

Figura H3. Disposición de segunda capa de aserrín de 1 cm.

107

Figura H4. Disposición de segunda de capa estiércol y contenido ruminal de 20 cm.

Figura H5. Disposición de recubrimiento de aserrín sobre pila de compost.

Figura H6. Colocación de perímetro de aserrín alrededor de la pila.

108

Figura H7. Colocación de identificativos.

Figura H8. Apertura de hoyos para la colocación de los inóculos.

Figura H9. Colocación de los inóculos en los tratamientos T1, T2 y T3

109

Figura H10. Revestimiento de las pilas de compost.

Figura H11. Pilas de compost creadas.

110

ANEXO I. Mediciones en pilas de compost

Figura I1. Medición de temperatura in situ.

Figura I2. Medición de humedad por método gravimétrico de desecación en estufa

de aire caliente en LABFIGEMPA.

111

Figura I3. Medición pH, in situ.

Figura I4. Aireación de pilas mediante técnica de volteo.

112

ANEXO J. Tinción gram

Se basa en el cambio de coloración de acuerdo con la estructura y grosor de la pared

bacteriana y agrupa las bacterias en Gram positas y Gram negativas. “Las Gram

positivas poseen una capa gruesa de peptidoglicán y carecen de membrana externa, por

lo que fijan el colorante cristal violeta. Las Gram negativas tienen una capa más delgada

de peptidoglicán y poseen una membrana externa, y no se fija el colorante” (Guerrero,

2011).

Técnica

1. Extensión de una fina capa de muestra sobre el porta objetos y esperar a que

seque.

2. Fijar la muestra por flameado de la placa en el mechero bunsen.

3. Cubrir la placa con cristal violeta durante 1 a 2 minutos y lavar con agua destilada.

4. Cubrir la placa con Lugol durante 1 a 2 minutos y lavar con agua destilada.

5. Decolorar la muestra con alcohol-cetona durante 20 segundos y lavar con agua.

6. Escurrir el exceso de agua y cubrir la placa con safranina durante 1 minuto.

7. Lavar con agua destilada, dejar secar la muestra.

8. Colocar una gota de aceite de inmersión y observar al microscopio (1000X).

Resultados

Según la forma se clasifican en:

Cocos (esféricos), bacilos (bastones), espirales (en forma de coma, S o espiral),

pleomórficas (aspecto gelatinoso).

Según el color se clasifican en:

Gram negativas (-): estarán teñidas de un color rosaceas.

Gram positivas (+): estarán teñidas de un color violeta.

Figura J1. Cepas puras de muestras de derecha a izquierda: M1, M3, M4, M6, M8,

M11, M13.

113

Figura J2. Tinción Gram 100X de M1y M3.

Figura J3. Tinción Gram 100X de M4 yM6.

Figura J4. Tinción Gram 100X de M8 yM11.

Figura J5. Tinción Gram 100X de M13.

M3

M4

M11

114

ANEXO K. Prueba de oxidasa

Permite poner de manifiesto el sistema citocromo oxidasa, que se encuentra en

organismos de este tipo.

Técnica

1. Colocar una tira de 3x1 cm sobre la tapa de una caja petri.

2. Depositar con el asa de siembra sobre el reactivo las colonias de estudio.

3. Observar en el transcurso de 30 segundos si la zona impregnada vira a un color

azul-violeta.

Resultado

Positivo si se produce una reacción de color violeta a los pocos segundos.

Figura K1. Prueba de oxidasa.

115

ANEXO L. Prueba de catalasa

Se utiliza para comprobar la presencia de la enzima catalasa que se encuentra en la

mayoría de las bacterias aerobias y anaerobias que contienen citocromo.

Técnica

1. Tomar una colonia con el asa de siembra.

2. Colocar los microorganismos haciendo uso de un asa de siembra en el portaobjetos.

3. Depositar una gota de peróxido de Hidrógeno al 30% sobre el frotis.

4. Observar la presencia o ausencia de burbujas de oxígeno.

Resultado

“Positivo si se observa la producción de pequeñas burbujas como resultado de la

degradación de peróxido de hidrógeno”, (Bailón, et al., 2003).

Figura L1. Prueba de catalasa.

116

ANEXO M. Prueba de citrato Simmons

Determina si los organismo son capaces de utilizar “el citrato como única fuente de

carbono y compuesto amoniacales como única fuente de nitrógeno. Sólo las bacterias

capaces de metabolizar el citrato podrán multiplicarse en este medio y liberarán iones de

amonio lo que, junto con la eliminación del citrato (ácido), generará una fuerte

basificación del medio que será aparente por un cambio de color del indicador de pH”,

(Bailón, et al., 2003).

Técnica

1. Preparación del medio de cultivo:

2. Suspender 24,2 g del medio por litro de agua destilada.

3. Dejar reposar 5 minutos y mezclar calentando a ebullición durante 1 o 2 minutos.

4. Distribuir en tubos y esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos.

5. Enfriar en posición inclinada.

6. Inocular los tubos con las colonias por estría usando asa de argolla (evitar tocar el

reactivo).

7. Incubar a a 37o C de 24-48 horas.

8. Observar el cambio de coloración.

Resultado

Un color azul en el medio indica que la prueba es positiva, si permanece el color café

verdoso del medio es negativa.

Figura M1. Prueba citrato Simmons.

117

ANEXO N. Medio de SIM

Es un medio semisólido destinado a verificar la movilidad, producción de indol y de

sulfuro de hidrógeno en un mismo tubo. La prueba de Indol se utiliza para “detectar la

presencia de la enzima triptofanasa en las bacterias” Guerrero, A. (2011). Las cepas

móviles se distinguen por la turbidez que se genera alrededor de la punción de siembra,

y aquellas cepas productoras de gas sulfhídrico se diferencian por la formación de un

precipitado negro de sulfuro de hierro a partir del tiosulfato.

Los resultados según Guerrero, A. 2011 se determinarán en base a lo siguiente:

Movilidad

Ensayo positivo: Si se produce turbidez del medio, que se extiende más allá de la línea

de siembra.

Ensayo negativo: Si el crecimiento es solamente en la línea de siembra.

Producción de H2S

Ensayo positivo: ennegrecimiento a lo largo de la línea de siembra o en todo el medio.

Ensayo negativas: el medio permanece sin cambio de color.

Procedimiento

1. Preparación medio de cultivo:

2. Disolver 30 g del medio por litro de agua destilada.

3. Hervir por un minuto y esterilizar a 121 oC durante 15 minutos.

4. Colocar el medio de cultivo en tubos de ensayo y esperar la solidificación

colocando el tubo en forma vertical.

5. Tomar con un asa de siembra material de una colonia y sembrar por punción.

6. Incubar a 37oC por 18 a 24 horas.

Figura N1. Prueba SIM.

118

ANEXO O. Medio TSI

Es un medio universalmente empleado para la diferenciación de enterobacterias, en base

a la fermentación de glucosa, lactosa, sacarosa y a la producción de ácido sulfhídrico.

Técnica

1. Preparación del medio de cultivo:

a. Suspender 62,5 g del polvo por litro de agua destilada.

b. Mezclar bien y calentar con agitación frecuente,

c. Hervir 1 minuto hasta disolución total.

d. Esterilizar a 121°C por 15 minutos.

e. Enfriar en pico de flauta profundo.

2. Llenar hasta la tercera parte de los tubos de ensayo.

3. Colocar los tubos en posición inclinada y esperar que enfrie.

4. Colocar el cultivo puro con el asa, extendiendo sobre la superficie del medio.

5. Incubar a 37°C durante 24 horas, en aerobiosis.

6. Observar el cambio de coloración.

Resultados

1. Pico alcalino/fondo ácido (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente

fermenta la glucosa.

2. Pico ácido/fondo ácido (pico amarillo/fondo amarillo): el microorganismo fermenta

glucosa, lactosa y/o sacarosa.

3. -Pico alcalino/fondo alcalino (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no

fermentador de azúcares.

4. La presencia de burbujas, o ruptura del medio de cultivo, indica que el

microorganismo produce gas.

5. El ennegrecimiento del medio indica que el microorganismo produce ácido

sulfhídrico.

Figura O1. Prueba TSI.

119

ANEXO P. Recuento inicial de bacterias y hongos presentes en las pilas de

compost

Figura P1. Toma de muestras para recuento inicial.

Figura P2. Preparación de diluciones seriadas para recuento inicial.

Figura P3. Siembra para cada dilución en Agar Antibiotico 19 y Agar OGY.

120

Figura P4. Cultivos bacterianos de T1, T2 yT3 para recuento inicial.

Figura P5. Cultivos fúngicos de R1-T3 correspondientes a diluciones: 10-2

y 10-4

.


y 10-2

.

121


y 10-4

.

122

ANEXO Q. Porcentaje inicial de materia orgánica

Figura Q1. Resultados de análisis del porcentaje inicial de materia orgánica

realizado en Laboratorio de Química, Agrícola y Suelos de la Facultad de Ciencias

Agrícolas de la UCE.

123

ANEXO R. Recuento final de bacterias y hongos en compost maduro

Figura R1. Diluciones decimales para conteo final de bacterias.

Figura R2. Cajas petri con agar Antibiótico 19 para conteo final de bacterias.

Figura R3. Conteo final de bacterias a las 24 h de siembra.

124

Figura R4. Placas petri para conteo de hongos.

Figura R5. Conteo final de hongos a los 7 días de siembra.

125

ANEXO S. Cantidad de material degradado en pilas de compost

Figura S1. Pesaje de compost maduro.

126

ANEXO T. Análisis de coliformes totales y E. coli

Figura T1. Siembra en placas de petrifilm.

Figura T2. Recuento de coliformes totales y E. coli.

127

ANEXO U. Resultados de análisis realizados en Laboratorio de Química Agrícola

y Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la UCE

Figura U1. Resultados de análisis de materia orgánica final

128

Figura U2. Resultados de análisis de pH, conductividad eléctrica, nitrógeno,

fósforo y potasio

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