V Olimpiada Española de Biología: Fase Nacional

OBJETIVO

A partir del contaje de la descendencia del cruzamiento entre moscas de fenotipo salvaje por moscas mutantes de color de ojos, averiguar el genotipo de los parentales implicados en el cruce, así como conocer si el gen responsable de la mutación de ojos se encuentra en el cromosoma sexual o por el contrario en un autosoma. INTRODUCCIÓN

Hay muchas razones que hacen de D. melanogaster (Figura 1) un organismo idóneo para la experimentación:

- Es muy abundante y de fácil captura. - Se cultiva fácilmente en el laboratorio. - Produce gran cantidad de descendientes (adecuado para comprobar

las proporciones mendelianas). - A 25°C se completa el ciclo biológico en 10-11 días. - Solamente posee 4 pares de cromosomas: 3 autosómicos y 1 sexual,

siendo la determinación del sexo en esta especie XX hembras, XY machos. - Se trabaja con ella desde 1905 y, por lo tanto, se dispone de una

abundante bibliografía. - Hay una gran cantidad de mutantes, tanto naturales como inducidos, y

muchas cepas especiales que permiten cuidadosos análisis genéticos.

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MENDELISMO: ESTUDIO DE CRUZAMIENTOS EN Drosophila melanogaster

Figura 1.- Macho y hembra adultos de D. melanogaster.

Observación de los individuos Para facilitar su estudio, conviene anestesiar las moscas; para ello en el

laboratorio utilizamos el siguiente método: - Se toma el frasco donde se encuentran los adultos y se golpea

suavemente sobre un corcho para que caigan hacia el fondo. Se retira el algodón y se vuelca el frasco sobre el eterificador. El eterificador (una botella o tubo de vidrio) se tapa con un algodón impregnado de éter. Cuando las moscas están dormidas se vuelcan sobre un papel y se observan con la lupa. El tiempo que tardan las moscas en dormirse es muy variable, y depende bastante de la edad (cuanto más viejas son, antes se duermen).

Consejos prácticos: 1.- Hay que tener cuidado, pues una exposición prolongada al éter les

puede producir la muerte (se reconoce porque las alas se disponen perpendicularmente al cuerpo).

2.- Hay que cuidar no mantener abierta la botella del cultivo, para evitar que las moscas se escapen o que entren otras y el cultivo se contamine.

3.- No dejar abierto el eterificador ni la botella de éter, ya que además de evaporarse, por su bajo punto de ebullición, y cargar el ambiente, hay peligro de explosión, pues es altamente inflamable.

4.- Si durante una observación o recuento las moscas empiezan a despertarse, se pueden reeterificar.

5.- Para facilitar la observación de los individuos es recomendable alinear todas la moscas sobre la cartulina, pasando la hilera bajo el foco de la lupa. Así se pueden ir separando según nuestro interés.

Una vez finalizada la observación, los individuos que no nos interesen se introducirán en un frasco (MORGUE) que contiene una mezcla de H2O:EtOH:Éter, para evitar la descomposición de las moscas.

Diferenciación entre sexos Esta especie presenta un claro dimorfismo sexual: Características de las hembras: 1.- Abdomen acabado en punta y más grueso que el del macho. 2.- Dorso del abdomen con bandas transversales oscuras y separadas

unas de otras hasta el final del mismo. Características de los machos: 1.- Menor tamaño que las hembras. 2.- Extremo del abdomen redondeado. 3.- Las últimas bandas transversales del abdomen están fusionadas, lo

que da una apariencia oscura al final del mismo, visible a simple vista. 4.- Poseen un peine sexual en el primer segmento tarsiano del primer

par de patas (Figura 2).

Figura 2.- Pata delantera de un macho de D. melanogaster, en la que se puede apreciar el peine sexual.

El ojo compuesto de Drosophila La retina se compone de alrededor de 800 unidades denominadas

omatidios que miran en distintas direcciones. Fijándonos en el ojo, vemos con frecuencia una mancha negra en el centro ocular (pseudopupila). El color de

los ojos del individuo salvaje (wild) es rojo (Figura 3) debido a la interacción entre los dos tipos de pigmentos que poseen: omocromos, o pigmentos marrones, y pteridinas o pigmentos rojos y amarillos.

Figura 3.– Color de ojos: cepa salvaje (wild)

Entre el enorme número de mutantes de ojos de Drosophila melanogaster, cabe destacar el mutante recesivo white, de color de ojos blanco (Figura 4) por la ausencia de ambos pigmentos, y el mutante recesivo Henna, de color de ojos marrón oscuro (Figura 5), por la ausencia de pigmentos rojos.

Figura 4.– Color de ojos: cepa white

Figura 5.– Color de ojos: cepa Henna

MÉTODO Con la ayuda de una lupa observarás la descendencia del cruzamiento

entre machos de fenotipo salvaje y hembras de fenotipo mutante que tienes en tu puesto de trabajo. Deberás contar los individuos de cada sexo, así como los de cada fenotipo, para contestar a las siguientes preguntas en la hoja de respuestas:

1.- Anota los fenotipos de color de ojos que observas indicando, en el caso de que haya mutantes, de qué mutante se trata (puntuación: hasta 1,5 puntos).

2.- Indica el número total de individuos que has observado, así como cuántos eran machos y cuántos hembras (puntuación: hasta 1 punto).

3.- Indica cuántos individuos has obtenido de cada fenotipo, analizando los sexos por separado (puntuación: hasta 1,5 puntos).

4.- ¿Cuáles eran los genotipos de los dos parentales a partir de los cuales se ha obtenido la descendencia? (puntuación: hasta 3 puntos).

5.- ¿En qué cromosoma se encuentra el mutante: en un autosoma o en el cromosoma sexual? Razona tu respuesta (puntuación: hasta 3 puntos).

HOJA DE RESPUESTAS Cruce A B (marca con un círculo la opción que te ha correspondido)

PREGUNTA 1 FENOTIPOS MUTANTES

PREGUNTA 2 Nº TOTAL Nº MACHOS Nº HEMBRAS

PREGUNTA 3 MACHOS HEMBRAS

FENOTIPO CANTIDAD FENOTIPO CANTIDAD

PREGUNTA 4 GENOTIPO MACHOS

PARENTALES GENOTIPO HEMBRAS

PARENTALES

PREGUNTA 5

TIPO CROMOSOMA

RAZONAMIENTO:

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La diferencia de potenciales hídricos entre dos sistemas genera, termodinámicamente, la fuerza responsable del flujo del agua. El objetivo de esta práctica es el estudio de la respuesta del tejido vegetal ante soluciones con diferentes potenciales hídricos.

Material: NaCl Agua destilada Cuchara Balanza Epidermis de cebolla Material de disección Placas Petri (3) Rotulador permanente

Cubeta de tinción Paralelas Azul de metileno Papel de filtro Portaobjetos Cubreobjetos Microscopio

MÉTODO Primera fase: Calcula cómo prepararías 50 ml de una solución 0,85M de NaCl. A partir

de esta solución, ¿cómo prepararías 20 ml de una solución 0,50M y 20 ml de una solución 0,15M de NaCl?. Peso molecular del NaCl=58,49. 1. Realiza los cálculos y anota los resultados en la siguiente tabla

(puntuación: hasta 1,5 puntos). Solución Cantidad de

NaCl (gr) Cantidad de

H2O (ml) Cantidad de solución

NaCl 0,85M (ml) NaCl 0,85M --- NaCl 0,50M --- NaCl 0,15M --- Puedes realizar los cálculos en el reverso de esta hoja.

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OBSERVACIÓN DE INTERCAMBIOS HÍDRICOS. PLASMÓLISIS Y TURGENCIA

Segunda fase Prepara una serie de 3 placas Petri conteniendo cada una de ellas una de

las concentraciones de NaCl (0,15, 0,50 y 0,85 M). Recuerda rotularlas adecuadamente.

Corta tres trozos de epidermis de cebolla de aproximadamente 1 cm2 e introduce un corte de epidermis de bulbo de cebolla en cada una de las placas Petri con las soluciones de NaCl.

Espera 15 minutos. Durante este tiempo realiza el siguiente apartado.

2. Diagnóstico de preparaciones histológicas Tienes a tu disposición 2 preparaciones histológicas conteniendo cortes

de distintos órganos o tejidos. Cada una de ellas está identificada con una clave. Estúdialas al microscopio, tratando de identificar el/los tejidos presentes, distintos tipos celulares, así como el órgano al que pertenecen. Es recomendable que comiences la observación con el objetivo de menor

aumento (4x) y vayas subiendo progresivamente hasta el de 40x. Con ello habrás tenido la posibilidad de observar la muestra con 40, 100 y 400 aumentos; no es necesario que utilices el objetivo de 100x. Marca con una X las casillas correspondientes a las estructuras que encuentres en la columna dedicada a cada preparación, anotando en cada caso la clave de la preparación en la cabecera de la columna. Al final, indica el órgano de que se trata. ¡Suerte! (puntuación: hasta 3 puntos).

Estructuras observadas Prep.: Prep.: Fibras colágenas Fibras elásticas Músculo liso Músculo estriado Cartílago Epitelio monoestratificado con cilios Epitelio monoestr. con microvilli Epitelio seudoestr. Epitelio pluriestr. Capilares sanguíneos Otros vasos Múltiples secciones tubulares Glomérulos Acinos secretores Células caliciformes Tejido conjuntivo Tejido adiposo Conductos y sistemas de Havers Células aisladas Hematíes Células formando cordones radiales

Órgano diagnosticado

Ahora responde a las siguientes preguntas, rodeando la respuesta correcta (puntuación: hasta 1 punto).

1.- ¿Qué ocurre durante el proceso de fijación histológica?: a.- Las células se adhieren al portaobjetos b.- Los tejidos aumentan de volumen c.- Se impide la degradación “post-mortem” de las estructuras celulares d.- Se alteran las estructuras para favorecer la coloración.

2.-¿Por qué, en el microscopio que estás usando, un objetivo de 10x proporciona 100 aumentos a la observación?:

a.- Por los elementos ópticos que lo forman b.- Por ser una lente acromática c.- Por la función multiplicadora del diafragma d.- Porque 10 aumentos proporcionados por el objetivo, multiplicados

por los 10 que aporta el ocular, resultan en 100 totales Tercera fase Coloca sobre un portaobjetos cada una de las muestras de cebolla que

previamente has colocado en las diferentes soluciones. Tíñelas con una gota de azul de metileno y tapa con el cubreobjetos, presionando suavemente y eliminando el resto del colorante con ayuda de un papel de filtro.

Observa las preparaciones al microscopio. Utiliza el objetivo adecuado, de forma que puedas ver claramente las células.

3.1 Dibuja las diferentes reacciones de las células en los distintos medios (puntuación: hasta 1,5 puntos)

Observación 1: Concentración NaCl......................... Aumentos.........................................

Observación 2: Concentración NaCl......................... Aumentos.........................................

3.2 Indica en la siguiente tabla qué sucede en los diferentes orgánulos de la célula vegetal para cada una de las soluciones a las que se ha expuesto (puntuación: hasta 3 puntos).

NaCl 0,85M NaCl 0,50M NaCl 0,15M La vacuola

El núcleo

El citoplasma

La membrana plasmática

La pared celular

Nombre del fenómeno osmótico

Observación 3: Concentración NaCl......................... Aumentos.........................................

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OBJETIVOS Los objetivos de esta práctica consisten en: 1. Observar la morfología del polen y de diversas flores, relacionándolas

con distintos modos de polinización. 2. Observar e identificar las aperturas en el grano de polen.

INTRODUCCIÓN

Aunque la práctica totalidad de las células y tejidos de las plantas permanecen inmóviles, arraigados y fijos, unas pocas células que constituyen el polen son enviadas periódicamente como emisarios a cubrir una importante misión en la reproducción de las plantas: la polinización. La morfología del polen es muy variada y está relacionada con la forma en que se produce la polinización; en cada especie el polen es dispersado, mediante el viento o los animales, para alcanzar el primordio seminal y producir la fecundación.

La polinización zoófila es la realizada por animales diversos, como insectos (polinización entomófila), etc., que transportan el polen en su propio cuerpo y son atraídos por las recompensas que ofrecen las flores, como el néctar o el propio polen. Habitualmente estas flores son de colores vivos, perfumadas, y el polen tiene la cubierta rugosa o reticulada, ornamentada a veces con microperforaciones y espinas. Cuando el vector que transporta el polen es el viento la polinización se denomina anemófila y las flores que utilizan este sistema no tienen néctar, ni perfume, ni son coloreadas. Con frecuencia las anteras cuelgan de largos filamentos fuera de la flor. Los estigmas son sobresalientes y plumosos, expertos en interceptar el polen, que es liso y de pequeño tamaño. Muy pocas plantas utilizan la polinización hidrófila, es decir el agua como medio de transporte del polen.

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IDENTIFICACIÓN DE POLEN Y SUS RELACIONES CON DISTINTOS TIPOS DE POLINIZACIÓN. USO DEL MICROSCOPIO

En la pared del grano de polen existen zonas en las que la exina es delgada o no existe, son las aperturas (Figura 1). Las aperturas sirven para facilitar la germinación del polen: la intina absorbe agua y se hincha, y a través de las aperturas en las que la intina es delgada y elástica se puede desarrollar el tubo polínico. En general si las aperturas son alargadas se llaman colpos, si son redondeadas se llaman poros. Hay, además, otros tipos más complejos de aperturas. Algunos granos de polen no tienen aperturas: son inaperturados, propios de plantas más primitivas. En las plantas se considera un carácter derivado (que procede del primitivo) la presencia de granos de polen con muchas aperturas.

Figura 1.- Dibujo esquemático de polen bicelular

Material: Flores frescas (flores 1, flores 2) Preparación de polen (polen 3) Lanceta Pinzas Cuentagotas Placa calefactora

Portaobjetos Cubreobjetos Glicerogelatina y fucsina básica al 10% Microscopio con ocular micrométrico Lupa binocular

MÉTODO

La primera actividad de la práctica es la extracción de polen procedente de flores frescas mediante pinzas y aguja enmangada, observando la flor con la lupa. La segunda actividad es la observación microscópica de polen, y para ello realizarás tinción con glicerogelatina y fucsina básica y elaborarás preparaciones microscópicas con objeto de observar la forma, el tamaño y las

exina

Célula del tubo o vegetativa

Célula generativa

Apertura o zona de germinación y desarrollo del tubo polínico

intina

características de la pared del grano de polen y sus aperturas. Por último relacionarás el tipo de flor y el tipo de polen con el tipo de polinización.

Procedimiento 1- Observa una de las flores a través de la lupa binocular para localizar

los estambres. 2- Separa una antera, sitúala encima de un portaobjetos y rómpela para

que el polen se deposite sobre el cristal. 3- Tinción: añade sobre el polen una gota de glicerogelatina con fucsina

básica tibia (previamente calentada 15’’ en el microondas); coloca un cubreobjetos encima y efectúa una suave presión.

4- Coloca la preparación encima de la placa calefactora, espera 1 minuto y elimina con cuidado el exceso de colororante de los márgenes del cubre con la ayuda de papel de filtro.

5- Observa la preparación a través del microscopio para poder responder a las preguntas que se plantean a continuación.

6- Para calcular el tamaño del grano de polen en cada caso, tienes que saber que, en la escala del ocular micrométrico, 1 división corresponde a 25 micras a 40 aumentos (objetivo 4x), a 10 micras a 100 aumentos (objetivo 10x) y a 2,5 micras a 400 aumentos (objetivo 40x).

Repite el procedimiento con las dos muestras de flores. Observa también

la preparación de polen (nº 3) que te hemos proporcionado, respondiendo a las cuestiones.

Figura 2.- Tipos de pólenes más frecuentes, según los tipos y localización de sus aperturas.

Cuestiones

Responde a las siguientes cuestiones en la Hoja de Respuestas (Tabla 1).

1.- Dibuja e identifica, según la Figura 2, cada uno de los pólenes que has extraído, teñido y observado en las dos muestras de flores frescas y en la preparación que te hemos proporcionado (puntuación: hasta 3 puntos).

2.- Observa la morfología del grano de polen de las 2 muestras de flores y de la preparación que te hemos proporcionado, e indica las características que destaquen en su cubierta (puntuación: hasta 3 puntos).

3.- Indica, en micras, el tamaño de los tres granos de polen (puntuación: hasta 3 puntos).

4.- Indica el número y tipo de aperturas (colpo, poro) de cada una de las tres muestras observadas (puntuación: hasta 3 puntos).

inaperturado

MIXTA

POROS

COLPOS

5.- ¿Qué tipo de polinización presupones que tendrán cada una de las flores de las 2 muestras de plantas observadas y la de la preparación que te hemos proporcionado? (puntuación: hasta 2 puntos).

Responde a las siguientes cuestiones a continuación de la pregunta

6.- ¿Qué aspecto presupones que tendrán las flores cuyo polen has observado en la preparación que te hemos proporcionado (nº 3) y ¿porqué? (puntuación: hasta 3 puntos).

7.- Relaciona e indica los caracteres del grano de polen y de la morfología floral que te han hecho decidir qué tipo de polinización tiene cada una de las 2 muestras de flores y pólenes que has observado (puntuación: hasta 3 puntos). Flores 1/Polen1: Flores 2/Polen2:

HOJA DE RESPUESTAS (Tabla 1)

Dibuja e indica el tipo de polen

Estructuras de la cubierta del polen

Tamaño polen (diámetro en micras)

Tipo y número de aperturas en el polen

Tipo de polinización

Polen Flor 1

Polen Flor 2

Preparación Polen 3

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OBJETIVO

Verificar si la dieta de una lechuza de una localidad de la Comunidad Valenciana, calculada a partir del análisis de los restos obtenidos al examinar las egagrópilas (Figura 1a), pelotas de regurgitación que fabrican las lechuzas con los restos indigeribles de sus presas (pelos, huesos, exoesqueletos de insectos, semillas etc.), de un único posadero, es energéticamente rentable.

HIPÓTESIS DE PARTIDA La lechuza intenta maximizar la rentabilidad de las capturas eligiendo aquellas

presas que le resultan más fáciles de encontrar y le proporcionan mayor cantidad neta de energía asimilable.

Material: Lupa Pinza, pincel, aguja enmangada Soporte para los restos Placa Petri con una egagrópila Frasco lavador Papel secante Guantes

MÉTODO (puntuación: hasta 2 puntos cada apartado) (ANOTA TODOS LOS RESULTADOS EN LA HOJA DE RESPUESTAS). 1º.- Extrae y limpia los restos óseos de la egagrópila que te ha correspondido (si está muy seca humedécela con el agua del frasco lavador) siguiendo los pasos que se observan en la Figura 1b y c. Selecciona y organiza las piezas según se indica en la Figura 1d. Cuando finalices, llama al monitor para que te evalúe.

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CÁLCULO DE LA RENTABILIDAD ENERGÉTICA DE LA DIETA DE Tyto alba (LECHUZA COMÚN)

2º.- Averigua el número de presas mediante el “criterio del número mínimo de ejemplares”. Para ello, cuenta el número de cráneos, asignando a cada uno un par de hemimandíbulas. Anota el resultado en la Tabla 1. Cuando finalices, llama al monitor para que te evalúe. 3º.- Identifica el grupo taxonómico al que pertenece cada presa según la Ficha 1, anotando el resultado en la Tabla 2. (Llama al monitor para que te evalúe). Suma tu número de presas al obtenido en el total de otras egagrópilas del mismo posadero y que figura en la columna “Datos dieta analizados por el estudiante” de la Tabla 3. Ordena de mayor a menor el número de presas consumidas y anótalo en la Tabla 4. 4º.- Utilizando los datos bibliográficos proporcionados en la Tabla 3, calcula la rentabilidad de cada presa a partir de la siguiente fórmula: Energía presa i (EPi) – Energía capturar i (ECi) Rentabilidad de la presa i (RPi) = Tiempo para encontrar i (TEi)

El “tiempo para encontrar a i” es inversamente proporcional a la abundancia relativa de cada presa (véase Tabla 3). Anota los valores obtenidos en la columna “Rentabilidad relativa”. Ordena estos valores de mayor a menor y anótalos en la Tabla 5.

5º.- Discute hasta qué punto el resultado que has obtenido del análisis de la dieta es congruente con la hipótesis de partida: la lechuza que te ha correspondido ¿ha elegido las presas de acuerdo a su rentabilidad energética? Justifica tu respuesta.

Figura 1

(a) egagrópila (b) extracción de restos

(c) restos limpios

(d) Organización restos

hemimandíbulas  

dientes   dientes  

FICHA 1 Clave dicotómica de identificación de cráneos y mandíbulas

1.- Cráneo o mandíbula con dientes .…………………..…………………..………….…..……2 Cráneo o mandíbula sin dientes …..………………………..…………………...................6 2.- Diferentes tipos de dientes en cráneo o mandíbula (Fig. 1)…………………………........3 Dientes todos iguales en cráneo o mandíbula (Fig. 4)……………………….………........5 3.- Con un espacio (diastema) grande entre los dientes ……………...................................4 Sin espacio grande entre los dientes (Fig. 1)…………......musarañas (INSECTÍVOROS) 4.- Molares con corona plana y dibujos triangulares (Fig. 2)….....…...topillos (ROEDORES) Molares con tubérculos más o menos redondeados (Fig. 3).........ratones (ROEDORES) 5.- Cráneo más ancho que largo (Fig. 6)...................................................ranas (ANFIBIOS) Cráneo más largo que ancho. Mandíbula con dientes igual...........lagartijas (REPTILES) 6.- Cráneo sin dientes (Fig. 5)…………………………………...........…....…pájaros (AVES) Mandíbula sin dientes …………………………………………….….…………………….… 7 7.- Mandíbula curvada (Fig. 5)...................................................................... pájaros (AVES) Mandíbula recta (Fig. 6)............………………………………….....…....ranas (ANFIBIOS)

HOJA DE RESPUESTAS

1ª pregunta (puntuación):

2ª pregunta:

Tabla 1:

Micromamíferos Aves Otros

Nº de presas

3ª pregunta:

Tabla 2: Presas Nº

Musarañas Topillos Ratones

Aves Otros

Tabla 3:

Datos dieta analizada por el estudiante PRESA EPi ECi Abundancia

relativa TEi RPi Resultados propios Total

Musarañas 99 30 0,40 15 + =

Ratones 234 63 0,30 23 + =

Topillos 189 53 0,10 5 + =

Pájaros 192 55 0,15 8 + =

Otros 115 33 0,05 1 + =

Tabla 4: Ordenar la dieta analizada de mayor a menor consumo.

4ª pregunta:

Tabla 5: Ordenar la dieta teórica de mayor a menor rentabilidad energética relativa

5ª pregunta: