Guaa de Laboratorio Fisiologaa 2013

GUÍA PRÁCTICA DE LABORATORIOS DE

FISIOLOGÍA

“La esencia de la fisiología es el estudio de los mecanismos de regulación de

todas las funciones del organismo, lo que significa la interrelación morfológica y

funcional de todos los constituyentes del cuerpo. Se trata, por lo tanto, de un

enfoque integrativo u holístico, que solo es posible si previamente se ha estudiado

el funcionamiento de cada una de las partes…”

( Bruno Günter 2007)

Manos dibujándose así mismo, dibujo ocupado para explicar la autopoyesis…

Facultad de Ciencias de la Salud

Universidad Autónoma de Chile- Talca

Semestre

otoño

Profesores participantes:

Prof. Rodrigo Varas

Prof. Carlos Cisterna

Prof. José I. Loyola

Carreras:

Obstetricia

Enfermería

Kinesiología

Fonoaudiología

Medicina

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[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]

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2013

GUÍA PRÁCTICA DE LABORATORIOS DE

FISIOLOGÍA

Autores profesores:

Ma. Eliana Albornoz

Mauricio Quiroz

José Ignacio Loyola

Primera edición 2009

Segunda edición 2010

Tercera edición 2011

Cuarta edición 2012

Quinta edición 2013

Profesores participantes:

Prof. Rodrigo Varas

Prof. Carlos Cisterna

Prof. José Loyola

Carreras:

Enfermería

Obstetricia

Kinesiología

Fonoaudiología

Medicina

2013 d. r.


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2013

Calendario de Actividades Prácticas

Semana Actividad de Laboratorio

18 - 22 de Marzo

LABORATORIO Nº 1: ACTIVIDAD MULTIMEDIAL, SEMINARIO DE EXCITABILIDAD CELULAR

25 - 29 de Marzo

LABORATORIO Nº 2: ESTIMULACIÓN NERVIOSA Y MUSCULO ESQUELÉTICO

1- 5 de Abril LABORATORIO Nº 3: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA SOMESTESIA

8 -12 de Abril

LABORATORIO Nº 4: ELECTROMIOGRAFIA (EMGS) Y ACTIVIDAD REFLEJA

15- 19 de Abril

LABORATORIO Nº 5: : PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ELECTROCARDIOGRAMA Y PRESIÓN ARTERIAL

22 – 26 de Abril

LABORATORIO Nº 6: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA FROTIS SANGUÍNEO, ANALISIS DEL HEMATOCRITO Y GRUPOS SANGUÍNEOS

29 - 3 de Mayo

LABORATORIO Nº 7: VOLUMENES PULMONARES ESPIROMETRÍA, CONTROL DE LA RESPIRACION (VIRTUAL) PhysioEx 6.0

6 -10 de Mayo

LABORATORIO Nº 8: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA RENAL (VIRTUAL) PhysioEx 6.0

13 -17 de Mayo

LABORATORIO Nº 9: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA ENDOCRINO I (VIRTUAL) PhysioEx 6.0

20-24 de Mayo

LABORATORIO Nº 10: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA ENDOCRINO II (VIRTUAL) PhysioEx 6.0

27 – 31 Junio

PROCESOS FÍSICOS Y QUÍMICOS DE LA DIGESTIÓN (VIRTUAL) PhysioEx 6.0


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2013

LABORATORIO Nº1: ACTIVIDAD MULTIMEDIAL, SEMINARIO DE EXCITABILIDAD

CELULAR

Este es un programa interactivo en el cual se simula un potencial de acción, sus diferentes

características, las corrientes iónicas que lo generan y el efecto de diversas sustancias químicas sobre su

generación y configuración.

Ud. deberá trabajar utilizando el programa instalado en un PC a su disposición. En relación al video de

simulación que se proyecte, responda y desarrolle cada una de las preguntas formuladas en el siguiente

seminario y entregar al término del seminario (NOTA: en cada respuesta no se debe exceder más

de 30 palabras):

Integrantes activos del grupo:

1. Defina los siguientes conceptos:

a.- Potencial de equilibrio electroquímico

b.- Potencial de reposo

c.- Potencial de acción

2. Reconozca en la figura y explique las siguientes etapas del potencial de acción:

a) Despolarización

b) Hiperpolarización

c) Período refractario absoluto

d) Período refractario relativo

[ E S C R I B I R L A D I R E C C I Ó N D E L A C O M P A Ñ Í A ]

Nombre Carrera


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2013

3. ¿Cuál es el mecanismo de acción e importancia que tiene la bomba Na+ - K+ ATPasa en la

recuperación del Potencial de Membrana?

4. Si un axón se sumerge en una solución sin sodio ¿Qué corriente iónica desaparecerá si se aplica un

estímulo supraumbral?

5. Que sucederá si se disminuye a una cuarta parte la concentración de sodio extracelular y a la vez que

sucede si aumenta en un 50%.

6. Que esperaría que ocurriera con el Potencial de Acción (PA) de una persona que padece una

deshidratación severa.

7. Existe una gran diversidad de toxinas que afectan los canales iónicos. Una de ellas es la

Tetrodotoxina (TTX), producida por una especie de pez globo. TTX bloquea los canales de sodio voltaje

dependiente y por lo tanto tiene potentes efectos sobre el sistema nervioso. La Saxitoxina, homologo

químico de la TTX tiene una acción similar a ésta y es producida por algunos dinoflagelados. ¿Por qué

no se deben consumir mariscos que han ingerido dinoflagelados de la marea roja? ¿Cuáles son los

efectos de la ingestión de saxitoxina sobre las neuronas?. Grafique cuáles son los efectos sobre el

potencial de acción si se agrega una solución de TTX (Tetradotoxina) y TEA (Tetraetilamonio).

8. ¿Por qué cuando un paciente requiere hacerse una extracción dental se aplica anestesia local? ¿Qué

relación existe entre los anestésicos locales y los canales de sodio voltaje dependientes?.

9. Explique qué ocurre con la velocidad de conducción nerviosa en los pacientes con Esclerosis

Múltiple.

10.- ¿Qué importancia le atribuye a los canales iónicos de Na+ y K+ en la generación de un PA.

11.- ¿Qué diferencia existen entre un canal iónico dependiente de voltaje y uno dependiente de ligando?

12.- ¿En qué estados funcionales puede encontrar los canales dependiente de voltaje de Na+ y K+?

13.- Explique las bases iónicas del PA.


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2013

LABORATORIO Nº2: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA

ESTIMULACIÓN NERVIOSA Y MUSCULO ESQUELÉTICO

INTRODUCCIÓN

Un potencial de acción en un axón motor, produce un potencial de acción en las fibras musculares

que inerva. El efecto del potencial de acción es aumentar el nivel de calcio intracelular por un periodo

breve, aportando la señal a la maquinaria contráctil molecular dentro de la fibra y generándose una breve

contracción denominada “sacudida muscular”.

Un músculo completo puede estar inervado por cientos de axones motores. Una forma a través de la cual,

el sistema nervioso puede controlar la fuerza de contracción es controlando el número de axones motores

que generan potenciales de acción y en consecuencia, el número de fibras musculares que se contraen.

Este proceso se denomina “reclutamiento”.

Una segunda forma a través de la cual el sistema nervioso controla la fuerza de contracción es

variando la frecuencia de los potenciales de acción en los axones motores. A frecuencias menores de 5

Hz, hay tiempo suficiente para que el calcio intracelular vuelva a sus valores normales entre potenciales

de acción; se producen entonces, sacudidas musculares separadas. A frecuencias entre 5 – 15 Hz, la

concentración de calcio intracelular en una sacudida muscular, se ha recuperado solo parcialmente

cuando llega el siguiente potencial de acción. La fibra muscular produce tensión pulsátil (suma de

contracciones) y la tensión que se genera es mayor que en una sacudida muscular única: entre pulsos, la

tensión nunca cae a cero. A frecuencias mayores, no se observa el componente pulsátil y la fibra genera

una contracción permanente y de mayor magnitud “tétanos”.

OBJETIVO GENERAL

Explorar como trabaja el sistema neuromuscular y examinar algunas de las propiedades de la

fatiga muscular.

OBJETIVOS ESPECIFICOS

Estimular eléctricamente nervios (en la zona del antebrazo) que inervan músculos de la mano,

modificando los parámetros de estimulación.

Demostrar los fenómenos de reclutamiento, sumación y tétanos.

MEDIDAS DE SEGURIDAD

El equipo de estimulación del Power/Lab está aislado eléctricamente para poder ser usado sin

peligro, sin embargo deben tomarse siempre las precauciones aquí mencionadas y personas con

marcapasos o equipos similares, epilépticos o con problemas cardíacos NO deben ser utilizados como

voluntarios para estos ejercicios.


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2013

Medidas que deben considerarse siempre:

1. Sólo los estimuladores eléctricos suplementados con el equipo deben ser utilizados para los

experimentos de estimulación (jamás si están dañados). Nunca deben ser usados separadamente (separar

el positivo del negativo), jamás deben ser puestos en la cabeza o el tórax o utilizar dos estimuladores en

cada mano.

2. Siempre usar crema o gel de conducción sobre la piel.

3. Siempre comenzar con la estimulación más baja y lentamente subir la corriente.

4. Si la persona voluntaria comienza a sentir malestar durante la experimentación deténgala y consulte

de inmediatamente al profesor.

5. Siempre al usar el estimulador se debe ver una luz verde intermitente, si es amarilla indica que los

electrodos no están bien conectados (problema de conducción), en ese caso chequear la piel y las

conexiones (en especial en experimentos más extensos).

6. Estar siempre alerta de cualquier situación de problema en el voluntario, en ese caso detener la

estimulación bajando el interruptor en el panel frontal del Power/Lab.

MATERIALES

PowerLab conectado a un computador

Transductor de fuerza conectado a un conector

Electrodo de estimulación de barra

Crema conductora para electrodos

Dinamómetro de mano

Cinta adhesiva

METODODOLOGÍA

1. Asegúrese que el Power/Lab esté conectado y encendido

2. Conecte el transductor de fuerza al Imput 1 de la unidad Power/Lab y asegúrelo con cinta adhesiva

sobre el mesón del laboratorio, como se indica en la figura N°1.

Figura 1. Instalación del sistema para iniciar la actividad


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2013

3. Conecte el electrodo de estimulación de barra a la salida de la unidad aisladora de estímulo: el cable

rojo (positivo) a la salida roja y el cable negro (negativo) a la salida negra.

4. Coloque una pequeña cantidad de crema conductora a ambas placas metálicas de la barra

estimuladora.

ACTIVIDAD N°1: EFECTOS DE ESTIMULACIÓN NERVIOSA

Objetivos

Explorar los efectos sensoriales y motores de la estimulación eléctrica, utilizando los nervios del

Antebrazo y una barra de electrodos estimuladora.

Procedimiento

En este primer ejercicio, la unidad Power/Lab se utiliza sólo como un estimulador, sin registrar. Ud. sólo

deberá observar las respuestas musculares mirando la mano del voluntario.

1. Entre a set-up y abra la ventada del estimulador aislado; asegúrese que la programación sea la

siguiente:

Modo: continuo

Rango: Hz

Frecuencia: 1 Hz

Duración del pulso: 200 µs

Corriente de pulso: Variación en la intensidad del estimulo, cada vez con mayor intensidad en mA (de

1mA…..).

2. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca, como lo indica la

figura N° 2

Figura 2. Ubicación de la barra de estimulación sobre el nervio ulnar.

3. Ponga el estimulador en posición ON.

4. Note que las sacudidas musculares afectan el dedo pulgar y los otros dedos. Ajuste la posición del

electrodo hasta que observe sacudidas de mayor magnitud.

5. Detenga el estimulador.


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2013

Preguntas de la Actividad Nº1:

1. Defina y determine cuál es su umbral sensitivo

2. Defina y determine cuál es su umbral Motor

3. Anote los efectos motores que usted pudo observar

ACTIVIDAD N°2: SACUDIDA MUSCULAR Y RECLUTAMIENTO

Objetivos

Medir una respuesta de sacudida muscular gatillada por estimulación nerviosa y mostrar reclutamiento

en la respuesta de sacudida cuando aumenta la intensidad del estímulo.

Procedimiento

1. Asegúrese que el transductor de fuerza esté firmemente unido al mesón, no debe moverse cuando se

le aplique fuerza a las hojas.

2. Coloque su mano como lo muestra la figura N°3; con los dedos bajo el mesón y la punta del pulgar

descansando suavemente sobre las hojas metálicas del transductor.

Figura 3. Pulgar ubicado sobre el transductor de presión

3. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca y fíjelo firmemente en

este lugar.

4. Coloque la corriente del pulso de estimulación en 0 mA.

5. Presione el botón de inicio de la ventana de Windows. Chart realizará un registro de duración fija de

0.5 seg. y luego se detendrá automáticamente.

6. Desde el valor de su umbral motor aumente la corriente de estimulación 1 mA cada vez hasta que la

respuesta no aumente más. Para la mayoría de los sujetos, este estímulo máximo está entre 6-15 mA.

7. Anote todos los datos de su registro.


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2013

Análisis de la Actividad Nº2:

1. Use el cursor para medir la amplitud de cada pick del registro.

2. Grafique la relación entre corriente de estimulación y tamaño de la respuesta obtenida. (Relación

intensidad del estimulo v/s fuerza generada).


1. ¿Pudo usted evocar una sacudida muscular visible con un estímulo de 0 mA? ¿Cuál será el número de

fibras musculares que se contraen con esta corriente de estimulación?.

2. ¿Cuál fue la corriente mínima necesaria para provocar una contracción máxima? ¿Qué proporción de

las fibras musculares se estarán contrayendo con esta intensidad de estimulo?.

3. ¿Qué concluye usted con respecto al número de fibras que se contraen cuando la corriente del

estímulo pasa desde una intensidad umbral hasta la intensidad requerida para gatillar una contracción

máxima?.

4. ¿Por qué al variar la intensidad del estímulo se modifica la fuerza de contracción?

ACTIVIDAD N° 3: SUMACIÓN Y TETANOS

Objetivos

Demostrar los efectos que se generan entre estímulos pareados y observar una corta contracción tetánica.

Procedimiento

1. En la ventana de diálogos del estimulador aislado, coloque la intensidad de la corriente 19 mA (valor

fijo). Pulso de 5.

2. Presione el botón de inicio de Chart y estimule.

5. Comience con una frecuencia de 10 Hz y registre.

6. Repita la estimulación a frecuencias de 10, 20, 30 Hz …


1. ¿Cuál es la relación entre la frecuencia del estímulo y el tiempo entre estímulos?.

2.- Observe al modelo ¿Porqué, la respuesta tetánica visiblemente (amplitud) es mayor que la de una

sacudida muscular?.

3. ¿Cuales son las 2 formas a través de las cuales el sistema nervioso puede controlar la fuerza generada

por un músculo esquelético?.

4.- ¿Qué sucedería en el músculo esquelético, si Usted continúa con la estimulación eléctrica

indefinidamente?.

5.- ¿Qué es la fatiga muscular?. Mencione tres factores que pueden desencadenar fatiga muscular.

6.- Según la respuesta observada, discuta ¿cuáles son las condiciones necesarias para que la fibra

muscular se relaje?.


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2013


SOMESTESIA

INTRODUCCIÓN

Los seres vivientes desarrollan sus actividades en un medio ambiente que es, generalmente,

cambiante. A estos cambios del medio los denominaremos estímulos. Un estímulo puede implicar, para

una especie en particular la necesidad de dar una respuesta adecuada a él, con el objetivo de poder

sobrevivir, es decir es una forma de adaptación del organismo a su medio ambiente. Así, existen al

menos dos aspectos que se deben considerar dentro del proceso de adaptación:

i) el conocimiento del cambio energético

ii) la capacidad de dar respuesta adecuada a él

Para conocer el cambio energético existen estructuras denominadas receptores sensoriales cuya

finalidad es translucir el cambio energético medio-ambiental a energía eléctrica (potenciales

generadores) la que debidamente codificada, integrada y procesada puede dar origen a una respuesta

adecuada.

OBJETIVO GENERAL

Estudiar las sensaciones que se originan a nivel de la piel: tacto, calor y frío.

OBJETIVO ESPECÍFICOS Analizar las relaciones que existen entre la magnitud del estímulo y la intensidad de la sensación

evocada (tacto y presión).

MATERIALES

Algodón

Agua a 40°C (recipiente I)

Agua a 20°C (recipiente II)

Agua a 4°C (recipiente III)

Compás de Weber modificado

Reglas graduadas en milímetros

ACTIVIDAD Nº 1: CAPACIDAD DE LOCALIZACIÓN DE UN ESTÍMULO TÀCTIL

Toque suavemente con la punta de un lápiz la piel del sujeto y pídale que con otro lápiz trate de

localizar el punto tocado. Determine el margen de error midiendo la distancia que hay entre el lugar

estimulado y el señalado. Estimule en la frente, en el dorso (espalda), en el dorso y palma de la mano,

antebrazo. Mientras aplica el estímulo el alumno permanecerá con los ojos cerrados y sólo al contestar

utilizara el control visual.


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ACTIVIDAD Nº 2: SENSACIÓN TÁCTIL

Con un trozo de algodón roce suavemente (intensidad ligeramente supra umbral) la piel de la

mano (palma y dorso), antebrazo, cara, tórax y observe que regiones cutáneas son más sensibles a este

tipo de estimulación.

ACTIVIDAD Nº 3: DISCRIMINACIÓN DE DISTANCIA DE 2 PUNTAS

Mediante las puntas del compás de Weber modificado toque al sujeto y pídale que diga si siente

dos puntas o una. Si señala sentir una, debe continuar separando las puntas del compás modificado hasta

que el alumno discrimine dos, de esta manera deberá medir la distancia entre las puntas y anotarla.

Explore: pulpejo de los dedos, mano (dorso y palma), antebrazo, brazo, cara, labios, espalda.

ACTIVIDAD Nº 4: ADAPTACIÓN AL TACTO LIGERO Con la punta de un lápiz flecte un pelo, mantenga la posición alcanzada y pregunte al sujeto

cuando deje de sentir que lo tocan. Mida el tiempo (cronómetro) desde que se flecto el pelo hasta que el

alumno informe que no lo siente. Realice esta actividad en el dorso de la mano, en el antebrazo y la cara.

ACTIVIDAD Nº 5: SENSIBILIDAD TÉRMICA

- Efecto de la Superficie: introduzca un dedo e inmediatamente después, toda la mano en agua a 40º C y

compare la intensidad de ambas sensaciones. Repita el mismo experimento, utilizando agua con hielo

(4º C).

- Sensaciones térmicas: en tres recipientes con agua a diversas temperaturas (4º, 20º y 40ºC), dispuestos

en ese orden se sumerge la mano derecha en el agua a 40º C, la mano izquierda en el agua con hielo y a

continuación ambas manos en el recipiente con agua a 20ºC (temperatura ambiente). Anote las

sensaciones percibidas.

Cuestionario de preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio

1.- ¿Los receptores de los folículos pilosos son tónicos o fásicos? ¿Por qué el tiempo de adaptación de

los pelos varía en las distintas zonas del cuerpo?

2.- Discriminación con el compás de Weber modificado:

Haga un gráfico con los resultados obtenidos ¿Qué influencia puede tener el tamaño de los campos

receptivos con los resultados obtenidos?

3.- Señale las características de los receptores de calor y de frío; cuál es la importancia de los

mecanismos adaptativos a diferentes temperaturas ambientales.

4.- Localización de un estímulo táctil y sensación táctil: ¿a qué se debe la diferencia en el error de

localización al explorar las diferentes zonas del cuerpo?

5.- ¿Por qué al practicar una punción venosa en el dorso de la mano, un paciente siente más

intensamente que si lo puncionan en el brazo?


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2013


ELECTROMIOGRAFIA (EMGS) Y ACTIVIDAD REFLEJA

INTRODUCCIÓN

Una fibra muscular esquelética esta inervada por ramas de un axón motor. Bajo circunstancias

normales, el potencial de acción neuronal activa todos los músculos inervados por la neurona motora.

Este proceso de activación involucra un potencial de acción y una contracción de las fibras musculares.

Por lo tanto, durante una contracción, hay actividad sincronizada en varias fibras del mismo músculo. La

señal eléctrica registrada de un músculo contraído se llama electromiograma o EMG. Como en el

electrocardiograma (ECG), esta actividad se puede detectar a través de electrodos puestos sobre la piel.

Una contracción muscular voluntaria se produce por uno o más potenciales de acción en muchas fibras.

La actividad del EMG no es una serie regular de ondas como el ECG, sino un estallido caótico de

señales solapadas en forma de espiga.

En este experimento, usted registrara la actividad del EMG durante contracciones voluntarias de

los músculos bíceps y tríceps. La señal “cruda” del EMG obtenida durante las contracciones voluntarias,

puede procesarse de varias maneras para indicar la intensidad de actividad del EMG.

En el método usado aquí, la porción negativa del EMG es invertida y entonces la señal se integra de tal

manera que suaviza las puntas, y hace mucho más claro el cambio de actividad a lo largo del tiempo.

Usted también registrará señales de EMG producidas por estímulos eléctricos de un nervio motor que

inerva un músculo. El músculo abductor corto es uno del grupo de músculos de la eminencia tenar en la

superficie palmar de la mano. El nervio motor de este músculo (el nervio mediano) es fácil de estimular

en la muñeca y codo.

OBJETIVO GENERAL

El objetivo de esta sesión es explorar la actividad eléctrica de musculatura esquelética.

OBJETIVOS ESPECIFICOS

Lograr registrar y analizar la electromiografía de un voluntario.

ADVERTENCIA

Algunos ejercicios involucran aplicación de estímulos eléctricos a través de electrodos puestos en la

piel. Las personas que tienen marcapasos cardíaco o quién padece desórdenes neurológicos o

cardíacos no se deben ofrecer para esos ejercicios.

MATERIALES:

El PowerLab conectado a un computador

Cable Bio Amp

Cuatro electrodos EEG/EMG

Electrodo Barra de estímulo

Crema conductora para el electrodo

Alcohol 80%

Almohadilla Abrasiva

Correa de tierra

Cinta Adhesiva


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Cuatro libros de peso similar, aproximadamente 1 Kg

METODODOLOGÍA

1. El estudiante que se ofrece para el experimento se debe quitar el reloj y cualquier joya de su cuerpo.

2. Conecte el cable “Bio Amp” a la unidad Power/Lab como se señala en la figura 1.

3. Conecte el terminal de la correa de tierra en la conexión tierra del cable “Bio Amp” (figura 2),

colocando la correa (un electrodo de tierra) alrededor de la muñeca. Debe asegurase que el lado suave de

la correa de tierra está por completo en contacto con la piel.

4. Prepárese para unir los electrodos al voluntario. Limpie suavemente el área dónde usted pondrá cada

electrodo con una almohadilla abrasiva y luego con un algodón que contiene una solución de Etanol al

80%. Con un lápiz, marque ligeramente dos cruces pequeñas en el músculo bíceps, como se muestra en

la figura 1. Las cruces deben tener una separación de 2-5 centímetros y se deben alinear con el eje largo

del brazo. Desgaste ligeramente la piel marcada con una almohadilla abrasiva; esto disminuye la

resistencia de la capa exterior de la piel y asegura un buen contacto eléctrico.

6. Prepare la piel del músculo Tríceps para unir los electrodos tal como se indica en el paso anterior para

Bíceps. La posición de los electrodos para el tríceps se muestra en la Figura 1.

7. Ponga los electrodos hacia abajo sobre la piel encima de las cruces, y fíjelos con el pegamento. Use la

cinta extra para atar el cable del electrodo que está inmediatamente adyacente a los electrodos en la piel.

8. Una los terminales de los cuatro electrodos EEG/EMG en los cuatro terminales del cable “Bio Amp”

Fig. 1 y 2. La polaridad en este caso no interesa pero sí que los electrodos del bíceps o tríceps

correspondan al canal correcto. En el canal 1 corresponde a los cables del bíceps y en el canal 2 a los del

tríceps.

9. Verifique que todos los electrodos se conectaron apropiadamente al voluntario y al terminal de cable

“Bio Amp”.


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2013

Usted está ahora listo para empezar los ejercicios.

ACTIVIDAD Nº 1: CAMBIO VOLUNTARIO EN LA FUERZA CONTRÁCTIL

Objetivo

Examinar la contracción muscular voluntaria y cómo la fuerza contráctil cambia con la demanda

creciente.

Procedimiento

1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo doblado en 90° con la palma de la

mano hacia arriba. Debe usar la otra mano para sostener la muñeca del brazo que tiene los electrodos.

2. Pida al voluntario que haga una contracción fuerte del músculo del bíceps, intentando flectar el brazo

y resistiendo este movimiento con su otro brazo o bien un compañero puede realizar esta función.

Observe la señal (Figura 3).

Figura 3. El cuadro de dialogo del “Bio-Amplifier” muestra una fuerte contracción del Bíceps.

3. Repita los pasos 2 para la señal del tríceps. El voluntario puede hacer una contracción fuerte del

músculo del tríceps intentando forzar hacia abajo el brazo y resistiendo este movimiento con su otro

brazo o un compañero puede realizar esta función.

4. Para empezar la grabación presione el botón INICIO (Start). Capte la señal en reposo inicialmente y

luego el voluntario debe realizar una contracción máxima del bíceps y luego del músculo tríceps. Pulse

el botón de Termino (Stop) y verifique que la señal integrada sea claramente visible en pantalla. Si no se

ve claramente, use los botones de auto- escalar en el Eje de Amplitud o el Cursor para ajustar la escala

vertical.

5. El voluntario debe sentarse ahora en una posición relajada, con su codo sin apoyo y en 90° con la

palma hacia arriba.

6. Pulse el botón Inicio de nuevo, para reasumir sus grabaciones. Después de unos segundos, ponga un

libro (o un peso similar) en la mano del sujeto de prueba, déjelo durante dos a tres segundos, grabe el

cambio en el EMG, entonces quítelo. Repita este proceso para dos, tres y cuatro libros.


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2013

7. Pulse el botón “Stop” para detener la grabación. La forma de las ondas debe parecerse a aquéllas de la

Figura 4.

Figura 4. Estallidos de actividad del bíceps mientras sostiene un peso: canal 1 corresponde a la señal

integrada. La ventana de zoom muestra parte de la actividad de EMG “crudo” del bíceps.

Análisis

1. Revise los datos grabados y note los cambios en la actividad eléctrica en el Bíceps.

Note que también poniendo los pesos en la mano da una pequeña o ninguna actividad en el músculo del

tríceps. Seleccione una parte pequeña de la actividad del Bíceps y examínelo en la ventana del Zoom. La

señal del EMG “crudo” está compuesta por muchas espigas dirigidas hacia arriba y hacia abajo.

2. Note los cambios en el gráfico integrado cuando se agregaron pesos y luego se quitaron. La altura del

trazado se correlaciona con la fuerza producida por el músculo.

ACTIVIDAD Nº 2: LA ACTIVIDAD ALTERNA Y COACTIVATION

Objetivo

Examinar la actividad de músculos antagonistas y el fenómeno de coactivación.

Procedimiento

1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo en 90° con la palma hacia arriba.

Debe usar la otra mano para resistir el movimiento sosteniendo la muñeca del brazo que tiene los

electrodos.

2. Pida al voluntario que active bíceps y tríceps alternadamente. Debe practicar este modelo alterno

hasta sentir que ambos músculos está activándose por igual.

3. Inicie el registro. Pídale al voluntario que use el modelo alterno de activación durante 20 a 30

segundos.

4. Detenga el registro. La forma de las ondas debe parecerse a las mostradas en la Fig. 5.


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Figura 5. Actividad alternada del bíceps y tríceps, mostrando la coactivation.

Análisis

1. Observe los trazos de la EMG para los bíceps y tríceps. Note la alternancia de actividad en el bíceps y

tríceps.

2. También note que cuando el músculo bíceps se activa enérgicamente, hay un aumento menor de

actividad en el tríceps. Correspondientemente, hay un aumento menor de actividad, en el trazo del

bíceps cuando el tríceps se activa. Este fenómeno se llama “coactivación”. Su significado fisiológico no

se entiende bien, aunque podría servir para estabilizar la articulación del codo.

Para Investigar:

1. ¿Cómo cambia el trazado del EMG cuando añade peso a su brazo? ¿Que indican estos resultados?

2. Describa la coactivación. ¿Por qué cree que ocurre este fenómeno?

3. Explique los mecanismos fisiológicos de la contracción tetánica?

4. Explique la diferencia mecánica y fisiológica de la sacudida muscular y la contracción tetánica?

ACTIVIDAD REFLEJA

INTRODUCCIÓN

La respuesta refleja del sistema nervioso es una manifestación directamente observable de la

actividad de un grupo reducido de neuronas. Este pequeño grupo de neuronas esta interconectado en

forma relativamente sencilla, de modo que responde de la misma manera frente a un mismo estímulo

(simple), en el mismo lugar del estímulo (local), relación uno a uno (un estímulo, una respuesta –

individuales-) y estereotipados. Otro hecho relevante es que dichos grupos de neuronas se encuentran

“empaquetados” dentro de regiones (segmentos en el caso de la médula espinal) claramente

identificadas y definidas en el neuroeje.


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2013

Esta particular forma de organización de la arquitectura neuronal, nos proporciona una

herramienta de incalculable valor para el análisis de la integridad segmento a segmento del sistema

nervioso. Efectivamente, una vez estandarizada una cierta forma de estimulación, obtendremos siempre

una respuesta invariable y estereotipada. Esta respuesta refleja es un elemento de juicio objetivo clínico

y neurofisiológico para el evaluador, donde surge la inevitable pregunta: ¿Está funcionando intacto

aquel sector del neuroeje que estoy estimulando?

Del mismo modo, podemos señalar que para interpretar las respuestas obtenidas, existen dos

enfoques que acompañan al evaluador:

- La comparación con exámenes previos realizados en sujetos normales.

- La comparación con la misma respuesta obtenida en el lado opuesto del mismo sujeto que se

está examinado.

Esto último es particularmente importante, ya que la simetría bilateral del ser humano se

manifiesta también a nivel de los reflejos, de modo que cualquier asimetría en una respuesta dada tiene

gran valor en el diagnóstico de un proceso patológico.

OBJETIVO GENERAL

Estudiar algunos reflejos profundos y superficiales en el hombre.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Familiarizar al alumno con algunos reflejos de uso clínico.

Conocer los estímulos, vías aferentes, centros integradores, vías eferentes y efectores en la respuesta

refleja.

Adquirir un lenguaje neurofisiológico orientado a aspectos clínicos.


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ACTIVIDAD Nº1: REFLEJO MIOTÁTICO O DE ESTIRAMIENTO

Objetivo

Estimular y observar el reflejo miotático en un voluntario relajado

Material

Martillo de percusión

Procedimiento

a) Reflejo tricipital

El alumno acostado sobre una camilla, el brazo se mantiene en posición flectada y libre; percuta con

la mano o con el martillo el tendón del tríceps en su inserción distal

b) Reflejo rotuliano o patelar

El alumno sentado sobre camilla u otro, con las piernas flectadas (sin tocar el suelo). Con el martillo

de percusión o la mano del evaluador, percuta el tendón del cuadriceps en la inserción distal. Es

necesario que la pierna del alumno este en total relajación.

c) Reflejo aquiliano

El alumno acostado sobre una camilla con los pies pendiendo libremente, percuta el tendón del

triceps.

d) Maniobra de Jendrassik

El alumno sentado con los pies elevados del suelo, se le pide que entrelace sus manos y trate de

separarlas con el máximo de fuerza.

e) Babinski (explicación y apoyo video)

f) Clonus (explicación y apoyo video)


1.- ¿Por qué al estimular el tendón del cuadriceps la pierna se extiende?.

2.- ¿Qué estructura está involucrada en este tipo de reflejos? Explique y realice un diagrama.

3.- Discuta el rol del huso muscular en la contracción.

4.- Describa el órgano tendinoso de Golgi y sus conexiones. Dibuje las conexiones de inervación

recíproca en una articulación.

5.- Justifique la respuesta observada en la maniobra de Jendrasick.

6.- ¿Qué pasa con la respuesta refleja en condiciones de shock medular? Justifique.

7.- ¿Qué estructuras están involucradas en el reflejo miotático inverso o antimiotático?

8.- ¿En qué condición clínica se presenta el signo de Babinski y Clonus?. Justifique

ACTIVIDAD Nº2: REFLEJO PUPILAR

Introducción

La retina es capaz de responder a un amplio rango de intensidades de luz. Con luz brillante, la

sensibilidad del ojo es baja, pero cuando la luz es tenue, la sensibilidad aumenta. La mayor parte de esta

adaptación ocurre en los fotorreceptores, pero parte de esta resulta de la regulación de la cantidad de luz

que entra al ojo a través de la pupila.


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Objetivo

Observar los reflejos pupilares y los efectos relacionados en un voluntario

Materiales

Linterna

Lápiz

Procedimiento

a) Reflejo fotomotor

El alumno debe cerrar los ojos durante 15 segundos. Posteriormente aplique un haz de luz sobre el

ojo y observe las variaciones del diámetro pupilar.

b) Reflejo consensual

Repetir la actividad anterior y observe la pupila del ojo contrario.

c) Reflejo pupilar de acomodación

Con iluminación normal, observe la pupila del alumno cuando este mira un lápiz que se ubica a 10

cm de la cara, y luego observe el diámetro cuando el lápiz es colocado a gran distancia. Compare los

diámetros pupilares en ambas situaciones.


1.- ¿Cuál es el efecto de la luz sobre el diámetro pupilar? ¿Cuál es el efecto beneficioso de poseer intacto

este reflejo?

2.- ¿El reflejo fotomotor es un reflejo consensual? Justifique.

3.- ¿Qué estructuras están involucradas en las respuestas reflejas oculares? Describa.


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LABORATORIO Nº6: : PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA

ELECTROCARDIOGRAMA Y PRESIÓN ARTERIAL

INTRODUCCIÓN

Un par de electrodos de superficie colocados directamente sobre el corazón registrarán un patrón

repetido de cambios de potencial. Como los potenciales de acción se propagan desde las aurículas a los

ventrículos, el voltaje medido entre estos dos electrodos variará en una forma tal, que, entregará una

“imagen” de la actividad eléctrica del corazón. Esta imagen puede variar cambiando la posición de los

electrodos de registro; diferentes posiciones entregan diferentes perspectivas, permitiendo así, una

imagen más completa de los eventos eléctricos.

El cuerpo es un buen conductor de la electricidad debido a que los líquidos tisulares contienen

una alta concentración de iones que se mueven (creando corrientes) en respuesta a diferencias de

potencial. Las diferencias de potencial generadas en el corazón, se conducen entonces a la superficie

corporal, donde pueden registrarse mediante electrodos de superficie colocados sobre la piel. El registro

obtenido de esta forma se denomina electrocardiograma (ECG).

Los componentes del ECG se pueden correlacionar con la actividad eléctrica del músculo

auricular y ventricular.

• La onda P corresponde a la despolarización de las aurículas.

• El complejo QRS es producido por despolarización ventricular; la repolarización auricular también

ocurre durante este tiempo.

• La onda T es producida por repolarización ventricular.

El primer ruido cardiaco “lub” ocurre durante la primera fase de contracción ventricular y se

produce por cierre de las válvulas aurículo-ventriculares (mitral y tricúspide). Cuando los ventrículos se

relajan, la presión sanguínea desciende bajo la presión que hay en la arteria y las válvulas semilunares

(aórtica y pulmonar) se cierran, produciendo el segundo ruido cardiaco “dup”.

OBJETIVO GENERAL

Registrar y analizar un ECG obtenido de un estudiante voluntario estando en reposo y luego del

ejercicio.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Examinar la relación entre el ECG y los ruidos característicos del corazón.

MATERIALES

- Power/Lab conectado a un computador

- Cable Bio Amp

- 3 electrodos desechables

- Pasta conductora, algodón, alcohol y esponja abrasiva

- Fonendoscopio

- Botón marcador de tiempo


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ACTIVIDAD Nº 1: ELECTROCARDIOGRAMA Y RUIDOS CARDIACOS

REGISTRO DE UN ECG EN REPOSO

1. El estudiante voluntario deberá sacarse el reloj y joyas de sus manos.

2.- La conexión de los electrodos debe realizarse de acuerdo al diagrama adjunto.

3.- Conecte los electrodos ya colocados en el estudiante, al cable del Bio Amplificador (tierra, negativo

y positivo).

4.- Asegúrese que el estudiante esté sentado y relajado para minimizar cualquier señal proveniente del

movimiento.

5.- Comience el registro pulsando el botón START. Si la señal tiene mucho ruido de fondo, asegúrese

que el estudiante voluntario esté relajado.

6.- A partir del trazado ECG, utilizando el marcador (M) y el cursor mida la amplitud de 4 ondas P,

complejos QRS y ondas T.

Para esto, mueva el cursor hasta el punto más alto de la onda y obtenga el valor de la amplitud en el

display Rango/Amplitud, directamente sobre el canal ECG. Saque el promedio de los valores obtenidos.

7.- Utilizando el marcador y el cursor, mida la duración de una onda P, un complejo QRS y una onda T,

colocando el marcador sobre el trazado ECG al inicio de la onda y el cursor al final de la onda.

8.-Anote sus resultados en la siguiente tabla:

COMPONENTE

AMPLITUD ( mV) DURACIÓN (seg)

Onda P

Complejo QRS

Onda T


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9.- Realice el mismo procedimiento y confeccione la misma tabla con las variaciones sufridas en el

registro luego de haber realizado ejercicio.

CUESTIONARIO

1. ¿Cuáles son las bases bioeléctricas de un Electrocardiograma?

2.-¿Qué puede decir acerca de la amplitud de las distintas ondas del ciclo cardíaco?.

3.- La onda P y el complejo QRS representan la despolarización del músculo auricular y ventricular

respectivamente. ¿Por qué el complejo QRS tiene una amplitud mayor?.

4.- Compare los resultados obtenidos en reposo y luego de realizar ejercicio.

5.- ¿Cómo se correlaciona el intervalo P-R con la velocidad de conducción en el nodo

aurículoventricular?.

6.- El siguiente diagrama muestra el sistema de conducción y los distintos tipos de potenciales de acción

que se generan en el corazón y su correlación temporal con la actividad eléctrica registrada mediante el

ECG.

¿Cuáles son las corrientes iónicas que se generan en las distintas fases de los potenciales de acción de

acción de una célula marcapaso y de una fibra ventricular?.

7. ¿Cuál es la duración de un potencial de acción de una fibra ventricular?.

8. ¿Cuánto dura el período refractario en la fibra ventricular? ¿Cuál es su importancia fisiológica?.

9. Analice al menos 3 electrocardiogramas patológicos con sus respectivas figuras.


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ACTIVIDAD Nº2: MEDICION DE LA PRESION ARTERIAL SISTEMICA

La presión en la aorta y en las arterial braquiales y otras arterias grandes en un adulto normal

joven, aumenta hasta alcanzar su valor máximo (presión sistólica) de casi 120 mm Hg durante cada ciclo

cardíaco y disminuye a un valor mínimo (presión diastólica) cercano a 70 mm Hg. La presión de pulso

es aproximadamente de 50 mm Hg y corresponde a la diferencia entre la presión sistólica y diastólica.

La presión arterial media, es la presión promedio durante todo el transcurso del ciclo cardíaco; como la

sístole es más corta que la diástole, la presión media es algo menor que el valor del punto medio entre

las presiones sistólica y diastólica y puede determinarse de manera eficaz sólo mediante la integración

del área de la curva de presión; no obstante como una aproximación, la presión media equivale a la

presión diastólica más la tercera parte de la presión de pulso. La presión arterial se puede medir en

forma directa, insertando una cánula en una arteria y el uso de transductores de presión. Sin embargo, la

presión arterial en el ser humano se mide habitualmente por el método auscultatorio.

El método auscultatorio para medir la presión arterial sistémica es un procedimiento indirecto y

no invasivo, que se aplica de rutina en todos los servicios médicos.

Objetivo:

Determinar las presiones arteriales mediante el método auscultatorio y observar los cambios en el flujo

sanguíneo mientras se mide la presión arterial.

Materiales:

- PowerLab 4/20T conectado a un computador

- Transductor de pulso

- Manómetro

- Brazalete

- Fonendoscopio

Metodología:

a) Se coloca el brazalete en el brazo

correspondiente

b) Se palpa el pulso de la arteria cubital a

nivel del pliegue del codo

c) Se coloca la cápsula del fonendoscopio en

ese lugar, debiendo existir un espacio libre

de alrededor de 5 cm entre el borde inferior

del brazalete y el lugar en que se coloca la

cápsula del fonendoscopio.

d) Se eleva rápidamente la presión a 150 mm

Hg, insuflando aire al manguito, con lo que

desaparecen los periódicos ruidos arteriales.

e) A continuación se deja escapar lentamente

el aire, moviendo el tornillo anexo a la pera

de insuflación y se auscultan los ruidos

arteriales; al mismo tiempo se observa el

descenso de la columna de mercurio en el

manómetro. La presión sistólica corresponde


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2013

a la aparición de los primeros ruidos que se perciben durante el descenso de la presión, y la presión

diastólica corresponde al momento en que se reducen notoriamente dichos ruidos, o en su defecto,

cuando dichos ruidos arteriales desaparecen del todo.

f) Se repiten estas mediciones 2 o 3 veces con intervalos de a lo menos 2 minutos, hasta obtener valores

consistentes, experimentando con distintas velocidades de escape de aire, es decir, con una mayor o

menor velocidad en el descenso de la columna de mercurio.

g) Calcule la presión de pulso y la presión arterial media

h) Pídale a un estudiante del grupo que se coloque en posición horizontal, mídale la presión arterial y la

frecuencia cardiaca. Sin sacar el brazalete, indíquele que se ponga de pié rápidamente y vuelva a medir

los mismos parámetros. Compare con los valores anteriores

i) Mida la presión arterial antes y después de realizar una maniobra de Valsalva.

j) Mida presión arterial y frecuencia cardiaca antes e inmediatamente después de pedalear durante 5

minutos en una bicicleta ergométrica a una intensidad correspondiente al 70% de su frecuencia cardiaca

máxima teórica.

Discuta los resultados obtenidos con su profesor.

Sonidos de Korotkoff: mediante estudios angiográficos y técnicas ultrasónicas, se ha demostrado que la

primera aparición de los ruidos característicos (presión sistólica) coincide con el pasaje de sangre por la

arteria en la zona de compresión braquial. Luego los sonidos sistólicos aumentan de intensidad y de

duración, para disminuir después a medida que disminuye la presión en el manguito. Estos ruidos se

hacen más sordos y apagados, llegando a desaparecer del todo a presiones inferiores a la diastólica.

Cuando fluye sangre por un vaso sanguíneo de paredes colapsables y la presión transmural es negativa

(presión interior menor que la presión exterior), entonces pueden originarse

autoscilaciones en la pared vascular a causa del flujo intermitente de la sangre en su interior.

Cambios en el lumen arterial debido al cono de presión del brazalete

ACTIVIDAD Nº3: PRESION ARTERIAL Y PULSO

1. Entre a CHART y deje en la pantalla sólo el canal 1.

2. Trabaje bajo las siguientes condiciones experimentales:

Sampling rate. 100 muestras por segundo

View compresión. 5:1 para comenzar

Canal 1. Input Amplifier: rango 200 mV, Low Pass 50 Hz, Positive Checkbox On.

1. Conecte el transductor de pulso como lo indica el diagrama (debe quedar firme pero no apretado).


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4. Asegúrese que el voluntario este sentado y relajado para minimizar cualquier señal proveniente del

movimiento.

5. En el canal 1 entre al Input Amplifier, ajuste el valor hasta que la señal sea claramente visible.

6. Vuelva a Chart y registre aproximadamente 10 segundos

7. Infle el brazalete con aire y eleve rápidamente la presión a 150 mm Hg, Note que la señal de pulso

desaparece.

8. Bote el aire a una velocidad de 1 a 2 mm Hg por segundo. Cuando escuche la presión sistólica a

través de fonendoscopio, presione ENTER (sirve para marcar el tiempo).

9. Cuando se alcance la presión diastólica, vuelva a presionar ENTER y luego bote todo el aire del

brazalete.

10. Detenga el registro y comprima la señal a 5:1

CUESTIONARIO

a. ¿El tiempo en que aparece el primer sonido Korotkoff se corresponde con la primera aparición de

flujo?

b. ¿Podría Ud. usar la medición de pulso para reemplazar el fonendoscopio?

c. ¿Cómo se regula la presión arterial media?

d. ¿Por qué es necesaria la regulación de la presión arterial media?

e. ¿Por qué los pacientes hipertensos no deben realizar ejercicios isométricos?

f. ¿Qué diferencia existe entre los conceptos de presión sanguínea y presión arterial?

g. ¿A que corresponde la preeclamsia?

h. ¿ Qué factores afectan la presión arterial?


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FROTIS SANGUÍNEO, ANALISIS DEL HEMATOCRITO Y

GRUPOS SANGUÍNEOS

INTRODUCCIÓN

El término de tejido sanguíneo es un tejido conectivo altamente especializado, cuya matriz

extracelular es liquida y se denomina plasma, además cuenta con elementos formes que corresponden a

las células sanguíneas: leucocitos, eritrocitos y plaquetas.

En cuanto a los Grupos sanguíneos, Berstein puso de manifiesto que este sistema llamado ABO

consistía en tres alelos de un único gen: A, B y O; que determinan 4 grupos fenotípicos diferentes:: A -

B - AB – O.

Los alelos A y B exhiben codominancia y a su vez son dominantes con respecto a O.

El alelo A produce en la sangre un antígeno A, el alelo B produce el antígeno B y el O no

produce ningún antígeno. Estos antígenos son mucopolisacáridos y se denominan aglutinógenos,

encontrándose en la cara externa de la membrana plasmática de los eritrocitos.

Además de los antígenos, los grupos A, B y O presentan anticuerpos para cualquiera de los

antígenos A y B que no poseen. Estos anticuerpos o aglutininas producidas por las células plasmáticas y

linfocitos circulantes de la sangre, se denominan isoaglutininas, pues se presentan naturalmente en el

suero, sin que sea necesaria la presencia del antígeno correspondiente para su producción.


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Las transfusiones de sangre entre individuos de distintos tipos ABO puede dar lugar a una

reacción de aglutinación, especialmente si se introducen grandes cantidades de un tipo sanguíneo

distinto.

Ottenberg estableció reglas prácticas para evitar accidentes, con el siguiente esquema clásico, en

el cual el sentido de cada flecha indica que la transfusión sólo es posible en esa dirección.

Se puede deducir también que las personas del tipo O son “dadoras universales” (ausencia de

antígenos A y B).

Landsteiner y Wiener descubrieron un grupo de genes el sistema Rhesus (Rh), de los cuales el

más importante es el D por ser el más antigénico y las personas son, para fines prácticos Rh positivas (si

poseen el antígeno D) o Rh negativas (si carecen de él). El alelo D (+) es dominante con respecto al

alelo (-). Es el responsable de la incompatibilidad sanguínea materno-fetal.

OBJETIVOS

1. Identificar en microscopio óptico los elementos del tejido sanguíneo.

2. Comprender los mecanismos de identificación de los grupos sanguíneos. 3. Analizar los resultados de Hematocrito obtenidos del procesamiento de una muestra sanguínea.


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MATERIALES

1. Sangre fresca

2. Kit para determinación de grupos sanguíneos (Antisueros comerciales)

3. Agua destilada

4. Tinción May-Grügualds-Giemsa

5. PBS

6. Portaobjetos y cubreobjetos

7. Algodón

8. Alcohol

9. Microscopio óptico

10. Capilar para micro-hematocrito

11. Centrifuga

ACTIVIDAD Nº1: REALIZACIÓN DE UN FROTIS SANGUÍNEO

Obtención de sangre: limpiar con un algodón embebido en alcohol el pulpejo del dedo, presionar

y pinchar con una aguja.

Dejar caer una gota en el extremo de un portaobjeto limpio y con un extensor (cubre-objeto) realizar el

extendido.

Una vez seco el extendido, se cubre el frotis con May-Grügualds, se deja 5 minutos. Luego se

agrega de 3 a 5 gotas de PBS (tampón fosfato-salino), soplar suavemente para homogenizar la solución,

se deja así 3 minutos.

Posteriormente se debe lavar el frotis (sumergirlo 5 veces a un vaso que contenga PBS).

Luego se cubre el frotis con una dilución de Giemsa (por cada 1 ml de PBS, 3 gotas de Giemsa),

se deja 15 minutos. Posteriormente se debe lavar el frotis 5 veces en PBS, luego se deja secar.

Se observa en 100X (usando aceite de inmersión)

NOTA: En el frotis se presentan 3 zonas (cabeza, cuerpo y cola), pero para poder observar se

debe fijar entre el cuerpo y la cola, esta zona se reconoce porque los glóbulos rojos están unos al lado

del otro y se observa la depresión central o halo blanco.

En la cola los glóbulos rojos están deformados, totalmente separados y no se les nota la

depresión central. En la cabeza los glóbulos rojos están aplanados (por los puntos antes expuestos los

extremos cabeza y cola no son aptos para la observación del frotis sanguíneo).

Una vez ubicada la zona optima, nos vamos al borde del frotis y empezamos a realizar un zic-zac

por el frotis hasta llegar al otro extremo, de esta forma se visualizarán todos los elementos formes

presentes, por ejemplo usted debe ser capaz de identificar las diferencias entre glóbulos rojos y glóbulos

blancos, tratar de localizar a las plaquetas, identificar los distintos tipos de leucocitos que se observan.


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ACTIVIDAD Nº2: DETERMINACIÓN DE GRUPOS SANGUINEOS

Obtener sangre del pulpejo del dedo como se indica en la actividad anterior y dejar caer una gota

de sangre sobre cada uno de los casilleros de un portaobjeto previamente rotulados con los grupos

sanguíneos. Figura 1.

Figura 1. Portaobjetos rotulados en casilleros con los grupos sanguíneos.

A continuación, colocar donde corresponda una gota de suero Anti A, una de suero Anti B, una

de suero Anti AB y una gota de antisuero Rh. Revolver suavemente con unos palillos, esperar unos

minutos y determinar según el proceso de aglutinación a qué grupo sanguíneo y factor Rh corresponde.

Figura 2.

Figura 2. Determinación de grupos sanguíneos.

A B A AB Rh


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ACTIVIDAD Nº3: DETERMINACIÓN DEL MICRO-HEMATOCRITO

Análisis.

Frotis de sangre

1. Cuál es la célula más abundante del preparado?

2. De los leucocitos, ¿cuáles fueron los que pudo observar? ¿Cuál es la función de cada uno?

3. ¿Cuál es la función de las plaquetas? ¿Cómo se originan?

Grupo sanguíneo

1. ¿Que ocurre en cada una de las gotas?

2. ¿De qué forma determina los grupos sanguíneos?


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VOLUMENES PULMONARES ESPIROMETRÍA, CONTROL DE LA RESPIRACION

INTRODUCCIÓN

El intercambio de gases entre el aire y la sangre ocurre en los sacos alveolares. La eficacia del

intercambio de gases es dependiente de la ventilación: movimientos respiratorios cíclicos que

alternadamente inflan y desinflan los sacos alveolares. La inspiración recambia el aire de los alvéolos

por aire atmosférico fresco y la espiración quita el aire consumido el que tiene una menor presión de

oxígeno y mayor de CO2.

Muchos aspectos importantes de la función pulmonar se pueden determinar, midiendo flujo aéreo

y los cambios correspondientes en el volumen pulmonar. En el pasado esto se hizo respirando

normalmente en una campana espirométrica en la cual el nivel de una de la campanilla flotante en un

tanque daba una medida de cambios de volumen pulmonares.

En la actualidad, se puede medir el flujo aéreo directamente con un neumotacómetro (la palabra

se deriva de raíces griegas que significan (“dispositivo que mide velocidad de la respiración”). El

neumotacómetro PowerLab se muestra en la Fig 2. El cabezal de flujo contiene una malla fina; el aire

respirado a través de la malla da lugar a una diferencia de presión pequeña que es (dentro de ciertos

límites) proporcional al flujo. Dos tubos plásticos pequeños transmiten la diferencia de presión al

espirómetro dónde un transductor convierte el signo de presión en un voltaje cambiante que se graba por

el PowerLab y es desplegado con el software Chart.

Una complicación que surge en la medida de volúmenes pulmonares, es causada por la diferencia

en la temperatura del aire que entra al espirómetro (temperatura ambiente) y el aire exhalado de los

pulmones (temperatura corporal). El volumen de gas se expande con el calor, por consiguiente el

volumen aéreo espirado de los pulmones será ligeramente mayor que el inspirado. Para reducir estas

diferencias, el flujo tiene que ser integrado separadamente durante la inspiración y espiración, siendo el

volumen inspiratorio corregido por un factor BTPS (temperatura del cuerpo, presión atmosférica

saturada con vapor de agua). La extensión del Chart 'Spirometry' puede hacer esta corrección.

La espirometría permite visualizar, medir y calcular muchos componentes de la función

pulmonar (como se muestra en la Fig 1).

Figura 1. Volúmenes y Capacidades Pulmonares


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La respiración consiste en ciclos repetidos de inspiración seguidos por espiración. Durante el

ciclo respiratorio, un volumen específico de aire es arrastrado al interior y luego espirado fuera de los

pulmones; este volumen es el volumen corriente o tidal (VT). En la ventilación normal, la frecuencia

respiratoria (ƒR) es aproximadamente 15 ciclos respiratorios por minuto. Este valor varía con el nivel de

actividad.

El producto de ƒR y VT corresponde a la ventilación pulmonar (VE). Este parámetro también

cambia según el nivel de actividad. La capacidad total de los pulmones comprende cuatro volúmenes

pulmonares funcionales: el volumen corriente (VT), volumen de reserva inspiratorio (IRV), volumen de

reserva espiratorio (ERV) y el volumen residual (RV). Hay cinco capacidades pulmonares que son la

suma de dos o más volúmenes pulmonares: capacidad inspiratoria (IC), capacidad espiratoria (EC),

capacidad residual funcional (FRC), la capacidad pulmonar total (TLC) y la capacidad vital (VC).

Observe que RV, FRC, y TLC no pueden ser medidos por el espirómetro.

Los parámetros forzados, los cuales evalúan la habilidad de ventilar los pulmones con el esfuerzo

voluntario máximo, son a menudo de mayor valor clínico que las capacidades y los volúmenes

pulmonares simples. El volumen espiratorio en un segundo (FEV1), el flujo inspiratorio máximo (PIF) y

el flujo espiratorio máximo (PEF) son fuertemente afectados por la resistencia de la vía aérea y son

importantes en la detección y monitoreo de desórdenes obstructivos (bronquitis, enfisema y asma). La

capacidad vital forzada (FVC) o sea el máximo volumen de aire que se puede espirar en el menor tiempo

posible después de una inspiración máxima, se encuentra reducida en los desórdenes restrictivos como

la fibrosis pulmonar. En condiciones normales, el FEV1 representa alrededor del 80% de la FVC.

En los experimentos siguientes simularás una espirometría y medirás cada uno de estos

volúmenes respiratorios utilizando un par de pulmones mecánicos. Sigue las instrucciones de la sección

«Primeros Pasos» al comienzo de este anual de laboratorio para iniciar PhysioEx. Del Menú principal

selecciona Mecanismo del Sistema Respiratorio (espiratory System Mechanics). Verás la pantalla de

inicio experimento «Volúmenes Respiratorios (Respiratory Volumes. A la izquierda hay un recipiente

grande que simula la cavidad torácica) que contiene un tubo de aire, Este tubo parece una «Y» invertida.

En los extremos de la “Y” hay dos envases esféricos, simulando los pulmones, los cuales fluirá el aire.

Encima del recipiente están los troles para ajustar el radio del tubo de suministro de los «pulmones».

Este tubo simula la tráquea y otras vías aéreas de los pulmones. Debajo de los «pulmones» hay una

plata¬forma negra que simula el diafragma. El «diafragma» se moverá hacia abajo, simulando su

contracción y aumentando el volumen de la «cavidad torácica» para hacer entrar aire en los «pulmones»;

después se moverá hacia arriba, simulando su relajación y disminuyendo el volumen de la «cavidad

torá¬cica» para expulsar el aire hacia fuera. En la parte inferior del recipiente hay tres botones: un botón

de Iniciar (Start), un botón de ERV (volumen espiratorio de reserva) y un botón de FVC (capacidad vital

máxima). Pulsando sobre Iniciar (Start) los pulmones simulados comenzarán a respirar a un volumen

corriente normal; pulsando ERV (volumen espiratorio de reserva) harás que los pulmones espiren tanto

aire como les sea posible más allá del volumen corriente; y pulsando FVC (capacidad vital máxima) los

pulmones expulsarán todo el aire posible después de haber realizado la inspiración más profunda

posible.

En la parte superior derecha está la pantalla del osciloscopio que mostrará gráficamente los

volúmenes respiratorios. Observa que el eje Y indica litros en lugar de mililitros. El eje X muestra el

tiempo transcurrido, correspondiendo la longitud total de la pantalla a 60 segundos. Debajo de la

pantalla del osciloscopio hay una serie de indicadores de datos. A lo largo de toda la parte inferior de tu


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2013

pantalla hay un módulo de registro de datos. Pulsando Guardar Datos (Record Data) después de un

experimento aparecerán los datos de ese experimento en tu pantalla.

1. Asegúrate de que el radio del tubo de aire está en 5.00 mm. Para ajustar el radio, pulsa los

botones (+) o (-) junto al indicador del radio.

2. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa la pantalla del osciloscopio. Cuando el trazado

alcance la marca de 10 segundos en la pantalla, pulsa el botón ERV (volumen espiratorio de reserva)

para obtener el volumen espiratorio de reserva.

3. Cuando el trazado alcance la marca de 30 segundos en la pantalla del osciloscopio, pulsa

FVC (capacidad vital máxima) para obtener la capacidad vital máxima.

4. Una vez que el trazado llegue al extremo de la pantalla, pulsa el botón Detener (Stop) y

después Guardar Datos (Record Data).

5. Recuerda que puedes imprimir tu trazado o tus datos guardados pulsando Herramientas

(Tools) en la parte superior de la pantalla y seleccionando Imprimir Gráfica (Print Graph) o Imprimir

Datos (Print Data).

A partir de los datos que has guardado puedes calcular el volumen respiratorio por minuto: la

cantidad de aire que entra y sale de los pulmones en 1 minuto. La fórmula para calcular el volumen


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2013

respiratorio por minuto es: Volumen respiratorio por minuto = volumen corriente x bpm (respiraciones

por minuto)

Pulsa Herramientas (Tools) y luego Calculadora. Calcula y anota el volumen respiratorio por

minuto:

A juzgar por el trazado que generaste, ¿durante cuántos segundos tuvo lugar la

inspiración?________________

¿Durante cuántos segundos tuvo lugar la espiración? ________________

La duración de la inspiración o de la espiración ¿varía durante ERV (volumen espiratorio de

reserva) o durante FVC (capacidad vital máxima)?________________

6. Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) antes de proceder a realizar la siguiente actividad.

No borres tus datos guardados los necesitarás para la actividad siguiente.

Actividad 2:

Efecto de la restricción del flujo de aire sobre los volúmenes respiratorios

1. Ajusta el radio del tubo de aire a 4.00 mm pulsando el botón ( - ) junto al indicador del radio.

Repite los pasos 2 a 5 de la actividad anterior, asegurándote de pulsar Guardar Datos (Record Data).

Compara este conjunto de datos con los datos que guardaste de la Actividad 2.

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

El funcionamiento del sistema respiratorio ¿es mejor o peor que en la actividad anterior? Explica

por qué.

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

2. Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings).

3. Reduce el radio del tubo de aire otros 0.50 mm, hasta 3.50 mm.

4. Repite los pasos 2 a 6 de la Actividad 2.

5. Reduce el radio del tubo de aire otros 0.50 rnm, hasta 3.00 mm.

6. Repite los pasos 2 a 6 de la Actividad 2.

¿Cuál fue el efecto de la reducción del radio del tubo de aire sobre los volúmenes respiratorios?

____________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

¿Qué simula el tubo de flujo en el cuerpo humano?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________


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¿Cuáles podrían ser algunas causas de la reducción del flujo de aire a los pulmones?

____________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

¿ Cómo afecta el aumento en la concentración de CO2 a la frecuencia respiratoria? Y por qué?

____________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

Pulsa Herramientas (Tools). Imprimir Datos (Print Data) para imprimir tus datos.

Expresa tus datos de FEV1(volumen espiratorio máximo) como porcentaje de la capacidad vital,

rellenando la tabla siguiente (es decir, toma el valor de FEV1y divídelo por el valor de la capacidad vital

para cada línea de datos).

Radio FEV, Capacidad

vital FEV, (%)

5.00

4.00

3.50

3.00

Factores que influyen en la respiración

Muchos factores influyen sobre la respiración. La distensibilidad, o capacidad de la pared

del tórax o del pulmón para dilatarse, es uno de ellos. Si la pared torácica o los pulmones no pueden

dilatarse, la capacidad respiratoria se verá comprometida. El tensioactivo, un material lipídico secretado

al fluido alveolar, es otro factor. El agente tensioa ctivo, actúa para disminuir la tensión superficial del

agua en el fluido que reviste las paredes de los alvéolos. Sin el agente tensio activo, la tensión superficial

del agua haría que los alvéolo s se colapsaran después de cada respiración. Un tercer factor que influye

en la respiración es cualquier lesión de la pared torácica que tenga como resultado su perforación. Tal

perfora¬ción elevaría la presión intratorácica hasta el valor de la presión atmosférica, impidiendo que la

contracción del diafragma disminuyera la presión intratorácica y, por lo tanto, que el aire fuera

conducido al interior de los pulmones. (Recuerda que la circulación del aire se consigue por la

generación de una diferencia de presión entre la presión atmosférica del exterior de la cavidad torácica y

la presión intratorácica).

En la siguiente actividad investigaremos el efecto del agente tensioactivo. Pulsa

Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Factores que Influyen

en la Respiración (Factors Affecting Respiration). La pantalla de inicio se parecerá a la Figura 7.2.

Observa los cambios en el equipo de encima del tubo de aire. Pulsando el botón de Agente Tensioactivo

(Surfactant) añadirás una cantidad predeterminada de tensioactivo a los «pulmones». Pulsando Limpiar

(Flush) limpiarás lo pulmones de tensio activo. Observa también que se han añadido válvulas a los lados


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de cada pulmón simulado. Al abrir las válvulas permitirás que la presión en el interior del recipiente (la

«cavi¬dad torácica») se iguale a la atmosférica. Finalmente, fíjate en los cambios en los indicadores

debajo de la pantalla del osciloscopio. Flujo Izquierdo (FlowLeft) y Presión Izquierda (PressureLeft) se

refieren al flujo de aire y a la presión en el «pulmón» izquierdo; Flujo Derecho (FlowRight) y Presión

Derecha (PressureRight) se refieren al flujo de aire y a la presión en el «pulmón» derecho. Flujo Total

(TotalFlow) es la suma del flujo izquierdo y del flujo derecho.

El efecto del agente tensioactivo sobre los volúmenes respiratorios

1. El módulo de registro de datos de la parte inferior de la pantalla debe estar sin datos. Si no lo

está, pulsa Borrar Tabla (ClearTable).

2. El radio del tubo de aire se debe fijar en 5.0 mm y la frecuencia de bombeo en 15

strokes/minuto.

3. Pulsa Iniciar (Start) y deja que el trazado recorra toda la longitud de la pantalla del

osciloscopio. Pulsa entonce Guardar Datos (Record Data). Esto servirá como referencia, o control, para

tus experimentos. Si lo deseas, puede pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Gráfica

(PrintGraph) para imprimir tu trazado.

4. Pulsa Agente Tensioactivo (Surfactant) dos veces para agregar el tensioactivo al sistema.

Repite el paso 3.

¿Qué le sucede al volumen corriente cuándo se añade el tensioactivo?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Como resultado del cambio en el volumen corriente, ¿qué le sucede al flujo de cada pulmón y al

flujo total de aire?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Por qué sucede esto?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Recuerda, puedes pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Datos (PrintData) o Imprimir

Gráfica (PrintGraphs) para imprimir tus resultados.


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2013

Efecto de la perforación de la cavidad torácica

Recuerda que, si la pared de la cavidad torácica es perforada, a presión intratorácica se igualará a

la atmosférica de forma que el pulmón no podrá hincharse. Este trastorno se conoce como neumotórax, y

lo investigaremos en esta actividad.

No borres tus datos de la actividad anterior.

Si hay algunos trazados en la pantalla del osciloscopio, pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings).

Pulsa Limpiar (Flush) para eliminar el agente tensioacivo de la actividad anterior.

Asegúrate de que el radio del tubo de aire está fijado a 5.0 mm y que la Frecuencia de Bombeo

(PumpRate) está fijada a 15 bombeas/minuto.

Pulsa Iniciar (Start) y deja que el trazado recorra toda la longitud de la pantalla del osciloscopio.

Observa los indicares de presión y cómo se van alternando los valores positivos y negativos.

Pulsa Guardar Datos (Record Data).

Ahora pulsa la válvula del pulmón izquierdo en la que se lee «válvula cerrada».

Pulsa Iniciar (Start) y deja que el trazado recorra toda la longitud de la pantalla del osciloscopio.

Pulsa Guardar Datos (Record Data).

¿Qué le sucedió al pulmón izquierdo cuando pulsaste el botón de la válvula? ¿Por qué?


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2013

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Qué le ha sucedido al «Flujo Total» (Total flow rate)?

¿Cuál es la presión en el pulmón izquierdo?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Se ha visto afectada la presión en el pulmón derecho?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Si no hubiera nada que separara el pulmón izquierdo del derecho, ¿qué habría sucedido cuando

abriste la válvula del pulmón izquierdo? ¿Por qué?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Ahora pulsa de nuevo la válvula del pulmón izquierdo, cerrándola. ¿Qué ocurre? ¿Por qué?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Pulsa Reiniciar (Reset) (junto al botón Limpiar (Flush) en la parte superior del tubo de aire).

¿Qué ha sucedido?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Describe la relación que debe existir entre la presión intratorácica y la presión atmosférica para

que el aire entre en los pulmones.

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Diseña tu propio experimento para probar el efecto de la apertura de la válvula del pulmón

derecho. ¿Habría alguna diferencia con respecto al efecto de abrir la válvula del pulmón izquierdo?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Recuerda, puedes pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Datos (Print Data) o Imprimir

Gráfica (PrintGraphs) para imprimir tus resultados.


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2013

Variaciones en la respiración:

Normalmente la ventilación alveolar va en consonancia con las necesidades tisulares. La

adecuación de la ventilación alveolar se mide en términos de presión parcial de dióxido de carbono

(Pco2), El dióxido de carbono es el componente principal para regular la frecuencia respiratoria. La

ventilación (la frecuencia de la respiración multiplicada por el volumen corriente) mantiene las

presiones parciales normales de oxígeno y de dióxido de carbono en los pulmones y en la sangre. El

riego sanguíneo pulmonar está acoplado a la ventilación. Los patrones de respiración de un individuo

están estrechamente regulados por los centros respiratorios del cerebro de modo que los sistemas

respiratorios y circulatorio puedan trabajar juntos con eficacia.

En la siguiente actividad examinarás los efectos de la respiración rápida, de volver a

respirar el mismo aire espirado, y de contener la respiración sobre los niveles de dióxido de carbono en

sangre. La respiración rápida aumenta la frecuencia respiratoria y la ventilación alveolar llega a ser

excesiva para las necesidades tisulares. Ello da lugar a una disminución del cociente entre la producción

de dióxido de carbono y la ventilación alveolar. Básicamente, la ventilación alveolar llega a ser

demasiado elevada para la cantidad de dióxido de carbono que se produce. En volver a respirar el mismo

aire espirado, el aire se toma del que acaba de ser espirado, con lo que la PC02 (la presión parcial de di

óxido de carbono) en el alvéolo (y posteriormente en la sangre) se eleva. En contener la respiración, no

hay ventilación ni ningún intercambio de gas entre el alvéolo y la sangre.

Pulsa Experimento en la parte superior de la pantalla y selecciona Variaciones en la

Respiración (Variationsin Breathing). Verás la siguiente pantalla, mostrada en la Figura 7.3. Esta

pantalla es muy similar a las otras con las que has estado trabajando. Observa los botones para la

Respiración Rápida (Rapid Breathing), el Volver a Respirar el mismo Aire Espirado (Rebreathing), el

Contener la Respiración (Breath Holding) y la Respiración Normal (Normal Breathing) pulsando cada

uno de estos botones inducirás ese patrón de respiración. Observa también los indicadores para PC02

(presión parcial de dióxido de carbono), Pco2Máxima (presión parcial máxima de dióxido de carbono),

Pco2 Mínima (presión parcial mínima de dióxido de carbono) y Frecuencia de Bombeo (PumpRate).

Actividad 6:

Respiración Rápida

1. La pantalla del osciloscopio y el módulo de registro de datos deben estar vacíos y limpios. Si

no es así, pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) o Borrar Tabla (Clear Table).

El radio del tubo de aire se debe fijar a 6.0. Si no lo está, pulsa los botones (+) o (-) junto al

indicador del radio para ajustarlo.

Pulsa Iniciar (Start) y lleva a cabo un experimento de referencia. Recuerda pulsar Guardar Datos

(Record Data) al final del experimento. Deja el trazado de referencia en la pantalla del osciloscopio.

Pulsa de nuevo Iniciar (Start), pero esta vez pulsa el botón de Respiración Rápida (Rapid

Breathing) cuando el trazado llegue a la marca de 10 segundos en la pantalla del osciloscopio. Observa

los niveles de Pco2 en los indicadores.

Deja que finalice el trazado, después pulsa Guardar Datos (Record Data).


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¿Qué sucede con la Pco2 durante la respiración rápida?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Por qué?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Recuerda, puedes pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Datos (PrintData) o Imprimir

Gráfica (PrintGraphs) para imprimir tus resultados. Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) antes de

continuar con la siguiente actividad.

Actividad 7:

Volver a respirar el mismo aire espirado

Repite la actividad 6, excepto que esta vez pulsa el botón de volver a Respirar el Aire Espirado

(Rebreathing) en lugar botón de Respiración Rápida (Rapid Breathing).

¿Qué sucede con la Pco2 durante la respiración del aire espirado?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Por qué?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Cambia el flujo total de aire?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Por qué?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

Cómo es el trazado de volver a respirar el aire espirado en comparación con tu registro de

referencia? (Observa cuidadosamente las diferencias pueden ser sutiles).

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Por qué?

______________________________________________________________________________

_________________________________________________________________

Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) para limpiar la pantalla del osciloscopio.

Actividad 8:

Contener la respiración

1. Pulsa Iniciar (Start) y lleva a cabo un experimento de referencia. Recuerda pulsar Guardar

Datos (Record Data) al final del experimento. Deja el trazado de referencia en la pantalla del

osciloscopio.


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2. Pulsa de nuevo Iniciar (Start), pero esta vez pulsa el botón de Contener la Respiración (Breath

Holding) cuando el trazado llegue a la marca de 10 segundos en la pantalla del osciloscopio. Observa la

Pco2en los indicadores.

3. Cuando alcance la marca de 20 segundos pulsa Respiración Normal (Normal Breathing) y deja

que finalice el trazado.

4. Pulsa Guardar Datos (Record Data).

¿Qué sucede con la Pco2 durante el momento de contener la respiración? ¿Por qué?

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

¿Qué cambio se observó cuando volviste a la “Respiración Normal”

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________


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2013


FISIOLOGÍA DEL SISTEMA RENAL

Objetivos

1. Definir nefrón, corpúsculo renal, túbulo renal, arteriola aferente, filtración glomerular, arte-

riola eferente, aldosterona, ADH y reabsorción.

2. Describir los componentes y las funciones de una nefrón.

3. Entender cómo afecta el diámetro arterial a la función de la nefrón.

4. Entender cómo influye la presión arterial en la función de la nefrón.

5. Explicar el proceso de la reabsorción.

6. Explicar el papel de los transportadores en la reabsorción de glucosa.

7. Entender las acciones de la ADH y de la aldosterona en la reabsorción de solutos y en la

absorción de agua.

Los riñones son órganos excretores y reguladores. Al excretar agua y solutos, los riñones son

responsables de eliminar del organismo los productos de desecho y el exceso de agua. Los riñones

regulan 1) la osmolaridad del plasma, o concentración de una solución expresada como osmoles de

soluto por litro de solvente; 2) el volumen plasmático; 3) el equilibrio ácido-base; 4) el equilibrio de

electrólitos; 5) la excreción de desechos metabólicos y de materiales extraños, y 6) la producción y la

secreción de hormonas que regulan la osmolaridad y el equilibrio de electrólitos. Todas estas

actividades son extremadamente importantes para mantener la homeostasis en el organismo.

Los riñones están situados entre la pared abdominal posterior y el peritoneo abdominal. Aunque

muchos libros de texto representan los riñones directamente enfrente uno del otro, realmente el riñón

derecho está un poco más bajo que el izquierdo. Cada riñón humano contiene aproximadamente 1,2

millones de nefróns, las unidades funcionales del riñón. Cada nefrón se compone de un corpúsculo renal

y de un túbulo renal. El corpúsculo renal consiste en un penacho de capilares, denominado glomérulo,

que está encerrado por una cápsula llena de líquido denominada cápsula de Bowman. Una arteriola

aferente proporciona sangre al glomérulo. A medida que la sangre atraviesa los capilares glomerulares,

el plasma sin proteínas se filtra hacia la cápsula de Bowman, un proceso denominado filtración

glomerular. Depués, una arteriola eferente drena el glomérulo de la sangre restante. El líquido filtrado

fluye desde la cápsula de Bowman hasta el comienzo del túbulo renal, denominado túbulo contorneado

proximal, sigue después hasta el túbulo recto proximal, seguido por el asa de Henle, una curva en forma

de horquilla en «U». El líquido filtrado fluye luego al túbulo contorneado distal antes de alcanzar el

túbulo conector (connecting tubule) y el conducto colector, donde se recoge la orina. El túbulo distal y

el conducto colector están formados por dos tipos de células: las células principales y las células

intercaladas. Las células principales reabsorben Na + yagua y secretan K+. Las células intercaladas

secretan H+ o HC03 - y son, por lo tanto, muy importantes en la regulación del equilibrio ácido/base.

Filtración Glomerular

La sangre entra en el glomérulo desde la arteriola aferente. Las fuerzas de Starling (los gradientes de

presión hidrostática y osmótica) conducen al plasma sin proteínas desde la sangre, a través de las


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2013

paredes de los capilares glomerulares hasta la cápsula de Bowman. Lafiltración glomeruínr es un índice

de la función del riñón. En los seres humanos, la filtración oscila entre 80 y 140 ml/min, de modo que en

24 horas los glomérulos filtran alrededor de 180 litros de plasma. El filtrado que se forma está

desprovisto de partículas celulares y esencialmente no contiene proteínas. La concentración de sales y de

moléculas orgánicas es similar a la de la sangre. La producción normal de orina es 1-1,5 litros/24 horas.

La diferencia es reabsorbida por el organismo. Normalmente, solo se filtra cerca del 20% de la sangre

que entra en la nefrón, debido a la presión osmótica de la sangre (presión oncótica) y a la presión

hidrostática de los fluidos de la cápsula de Bowman. La filtración glomerular se puede alterar

cambiando la resistencia de la arteriola aferente, la presión de la arteriola eferente, o el tamaño de la

superficie de filtración, o por un proceso denominado autorregulación renal.

Una vez formado el filtrado, el nefrón debe reabsorber los materiales que necesita el organismo y

excretar los materiales innecesarios. Mientras que cada día se filtran hasta 180 litros, en la orina se

excretan menos del 1 % del agua filtrada, de cloruro sódico y de otros solutos. Más del 67% de esta

reabsorción tiene lugar en el túbulo contorneado proximal. El túbulo contorneado distal y el conducto

colector reabsorben aproximadamente el 7% del NaCl filtrado, secretan una cantidad variable de K+ y

de H+ y reabsorben una cantidad variable de agua. Es en esta parte distal de la nefrón donde actúan las

hormonas para reabsorber agua y electrólitos. La aldosterona regula la reabsorción de NaCl (y así

también su excreción). La ADH (hormona antidiurética) produce un incremento de la permeabilidad del

túbulo distal y del conducto colector, promoviendo la absorción de agua desde el líquido filtrado. La

ADH se considera la hormona más importante del organismo para regular el equilibrio hídrico.

En las tres primeras actividades te concentrarás en cómo el diámetro y la presión arteriales afectan a

la filtración glomerular y al volumen de orina. Del Menú Principal, selecciona Fisiología del Sistema

Renal (Renal System Physiology).

Pulsa Ayuda (Help) en la parte superior de la pantalla y selecciona después Globos Activos

(Balloons On). Mueve ahora tu ratón alrededor de la nefrón simulada en la parte amarilla de la pantalla.

Aparecerán etiquetas en las distintas partes de la nefrón a medida que pasas sobre ellas. Observa en

particular el glomérulo y la cápsula del glomérulo. Observa también el «tubo aferente» y el «tubo

eferente» a la izquierda del glomérulo --éstos representan las arteriolas aferente y eferente que llevan y

que drenan la sangre desde el glomérulo. Puedes ajustar el radio de cualquiera de estos tubos pulsando

sobre los botones (+) y (-) Junto a los tubos respectivos. También puedes ajustar la presión arterial del

recipiente de origen pulsando los botones (+) y (-) junto indicador de «Presión (mmHg)» (Pressure).

Una vez que hayas identificado todo el equipo de la pantalla, pulsa de nuevo Ayuda (Help) y

selecciona Glob Inactivos (Balloons Off) (no puedes seguir con el experimento a menos que las

etiquetas estén des activadas). En parte inferior izquierda de la pantalla hay dos recipientes. El

recipiente de la izquierda, al que llamaremos el «recipiente de origen», representa el suministo de

sangre que llega al nefrón. Cuando se pulsa el botón Iniciar (Start), la sangre fluirá desde el recipiente

de origen a la arteriola aferente y luego al grupo de pequeños tubos que representan el glomérulo. A

medida que la sangre atraviesa el glomérulo, verás cómo se produce la ultra filtración (ultrafiltración

significa la filtración desde el plasma de cualquier cosa, excepto las proteínas y las células). La sangre

entonces será drenada desde el glomérulo hasta el «recipiente de drenaje» junto al recipiente de origen.

En el extremo del tubo de la nefrón verás la formación de orina en un depósito pequeño en la parte


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2013

inferior derecha de la pantalla. Para ver en acción un experimento de prueba de este proceso pulsa el

botón Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Rellenar (Refill) debajo del recipiente de drenaje

antes de comenzar las actividades que siguen.

Pantalla de inicio del experimento de Simulación de la filtración glomerular.

Actividad 1

Efecto del diámetro de la arteriola sobre la filtración glomerular

En esta actividad investigarás cómo los diámetros de las arteriolas aferente y eferente que conducen

hacia y desde el glomérulo pueden afectar a la filtración glomerular.

1. El indicador del radio aferente (Afferent Radius) debe fijarse a 0.50 mm y el del radio eferente

(Efferent Radius) a 0.45 mm. Si no lo están, utiliza los botones (+) o (-) junto a los indicadores de los

radios para ajustarlos.

2. Asegúrate de que el recipiente de la izquierda está lleno. Si no lo está, pulsa el botón Rellenar

(Refill).

3. El indicador de presión (Pressure (mmHg)) que se encuentra sobre el recipiente de la izquierda

debería marcar 90 mm Hg. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) junto al indicador para ajustarlo.

4. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa los indicadores de la presión glomerular (Glomerular

Pressure) y de la filtración glomerular (Glomerular Filt. Rate) en la parte superior derecha de la pantalla

a medida que la sangre atraviesa la nefrón, así como el indicador del volumen de orina (Urine Volume)


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2013

en la parte inferior derecha de la pantalla.

5. Después de que el recipiente de drenaje se haya llenado de sangre, pulsa Guardar Datos (Record

Data). Estos serán tus datos de referencia para esta actividad.

6. Pulsa el botón Rellenar (Refill).

7. Aumenta el radio aferente (Afferent Radius) en 0.05 mm y repite los pasos 3 a 6, asegurándote de

pulsar Guardar Datos (Record Data) al final de cada experimento. Mantén el resto de variables en sus

valores originales. Continúa repitiendo la actividad hasta que hayas alcanzado el radio aferente (Afferent

Radius) máximo de 0.60 rnm.

Compara estos datos con tus datos de referencia. ¿Cómo afectó el aumento del radio de la arteriola

aferente a la filtración glomerular?

8. Reduce el radio de la arteriola aferente (Afferent Radius) hasta 0.30 rnm y pulsa Iniciar (Start).

En estas condiciones, ¿fluye el líquido a través del nefrón?

¿Cuál es la filtración glomerular?

¿Cómo es esta filtración comparada con tus datos de referencia, y por qué?

9. Utilizando la simulación, diseña y realiza un experimento para probar los efectos del aumento o de la

disminución del radio eferente (Efferent Radius).

¿Cómo afectó el aumento del radio eferente a la filtración glomerular?

¿Cómo afectó la disminución del radio eferente a la filtración glomerular?

¿Cuál podría ser la causa fisiológica de un cambio en el radio de la arteriola aferente o eferente?

Actividad 2:

Efecto de la Presión sobre la filtración glomerular

A continuación, investigarás el efecto de la presión arterial sobre la filtración glomerular.

1. Bajo el indicador de Conjunto de Datos (Data Sets), resalta Presión (Pressure). Esto te permitirá

guardar tus datos en una nueva ventana de conjunto de datos. Siempre puedes recuperar tus datos de la

actividad anterior resaltando el conjunto de datos Aferente (Afferent).

2. Asegúrate de que el recipiente de origen está lleno de sangre y el recipiente de drenaje está vacío. Si

no es así, pulsa Rellenar (Refill).

3. Ajusta el indicador de presión (Pressure (mm Hg)) (encima del recipiente de origen) a 70 mm Hg.

Fija el radio aferente (Afferent Radius) a 0.50 mm y el radio eferente (Efferent Radius) a 0.45 mm.

4. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa los indicadores de Presión Glomerular tGlomerular Pressure)

y de Filtración Glomerular (Glomerular Filtration Rate) en la parte superior derecha de la pantalla.

5. Cuando hayas finalizado el experimento, pulsa el botón de Guardar Datos (Record Data). Estos son


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tus datos de referencia.

6. Aumenta la presión (Pressure (mm Hg)) en 5 mmHg y repite el experimento. Continúa aumentándola

de 5 en 5 rnm y repitiendo el experimento hasta que hayas alcanzado la presión máxima de 100 mmHg.

Asegúrate de pulsar Guardar Datos (Record Data) y Rellenar (Refill) después de cada experimento.

¿Qué le sucedió a la presión en el glomérulo a medida que aumentabas la presión?

¿Qué ocurrió con la filtración glomerular? Compara el volumen de orina de tus datos de referencia con

el volumen de orina cuando aumentaste la presión.

¿Cómo cambió el volumen de orina?

¿Por qué podría considerarse beneficioso para el organismo un incremento del volumen de orina?

Actividad 3.

Efectos Combinados

En la primera actividad te fijaste en el diámetro de la arteriola y su papel en la filtración glomerular.

Después examinaste el efecto de la presión sobre la filtración glomerular. En el cuerpo humano, ambos

efectos se producen simultáneamente. En esta actividad investigarás los efectos combinados de los

cambios en el diámetro de la arteriola y en la presión sobre la filtración glomerular.

1. Bajo la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets), resalta Combinado (Combined). Esto te permitirá

guardar tus datos en una nueva ventana de conjunto de datos. Siempre puedes recuperar tus datos de las

actividades anteriores resaltando el conjunto de datos Aferente (Afferent) o el conjunto de datos Presión

(Pressure).

2. Fija la presión (Pressure (mmHg)) a 90 mmHg, el radio de la arteriola aferente (Afferent Radius) a

0.50 mm, y el radio de la arteriola eferente (Efferent Radius) a 0.45 mm.

3. Pulsa el botón Iniciar (Start) y deja que se complete el experimento. Pulsa entonces Guardar Datos

(Record Data). Estos son tus datos de referencia.

4. Pulsa Rellenar (Refill).

5.Disminuye la presión (Pressure (mmHg)) hasta 80 mmHg. Mantén el radio de la arteriola aferente

(Afferent Radius) en 0.50 y el radio de la arteriola eferente (Efferent Radius) en 0.45 mm.

6. Pulsa el botón Iniciar (Start) y deja que se complete el experimento. Pulsa entonces Guardar Datos

(Record Data).

7. Pulsa Rellenar (Refill).

¿Qué sucedió con la filtración glomerulai y con el volumen de orina después de reducir la presión?

¿Cómo podrías ajustar el radio aferente o eferente para compensar el efecto de la reducción de presión

sobre la filtración glomerular y sobre el volumen de orina? Utiliza la simulación para decidir tu

respuesta.

8. A continuación, pulsa el botón cuadrado de la válvula que se encuentra sobre el conducto colector

(que actualmente indica «válvula abierta» (valve open)). Ahora la válvula debe indicar «válvula

cerrada» (valve closed).

9. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data).


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¿Qué cambios se observan en el funcionamiento de la nefrón cuando la válvula está cerrada?

¿Por qué se observaron estos cambios?

¿Es funcional el riñón cuando la filtración glomerular es cero? Explica tu respuesta.

¿Cuál es el principal «ingrediente» que se necesita eliminar de la sangre?

Los estudios sobre el envejecimiento han demostrado que algunas nefróns pueden fallar a medida que

envejecemos. ¿Será esto un problema en lo que se refiere a la formación de la orina?

Si la presión arterial disminuyera -por ejemplo, como resultado de la pérdida de sangre ¿qué cambios

necesitaría hacer el riñón para mantener su filtración normal?

SIMULANDO LA FORMACIÓN DE ORINA

La reabsorción es el movimiento de los solutos y del agua filtrada desde la luz de los túbulos

renales nuevamente hacia el plasma. Sin la reabsorción excretaríamos los solutos y el agua que necesita

nuestro organismo. En la siguiente actividad examinarás el proceso de reabsorción pasiva que se

produce mientras el líquido filtrado viaja a través de un nefrón y se va formando orina.

Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y selecciona Simulando la

Formación de Orina tSimulating Urine Formation. El espacio amarillo claro que rodea a la nefrón de

color amarillo oscuro representa el espacio intersticial entre la nefrón y los capilares peritubulares que

se ramifican desde la arteriola eferente. El movimiento de solutos yagua desde los túbulos renales al

espacio intersticial depende del gradiente de concentración --es decir, la diferencia entre la

concentración de solutos en los túbulos y la concentración de solutos en el espacio intersticial. Observa

el indicador de Cone. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) cerca de la parte inferior de la

pantalla. Pulsando los botones (+) y (-) que hay junto a este indicador y después pulsando Aplicar

(Dispense), puedes ajustar la concentración de solutos del espacio intersticial. Cuando pulsas Iniciar

(Starti, el líquido filtrado comenzará a fluir a través de la nefrón, y los solutos y el agua se moverán

desde los túbulos al espacio intersticial y de ahí a los capilares peritubulares, .completando el proceso de

la reabsorción. Observa que los capilares no se muestran en la pantalla.


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Pantalla de inicio del experimento de Simulación de la formación de orina

Observa también las dos botellas cuentagotas en la parte derecha de la pantalla, que contienen las

hormonas aldosterona (Aldosterone) y ADH (hormona antidiurética). Para la primera actividad te

ocuparás solamente de la ADH, que aumenta la permeabilidad al agua del tú bulo contoneado distal y

del conducto colector de la nefrón. Cerca de la parte inferior izquierda de la pantalla observarás un

Detector (Probe). Cuando el detector se ponga rojo, puedes pulsar sobre él y arrastrarlo sobre las

diferentes partes de la nefrón y sobre el recipiente, para medir la concentración de solutos en ese

momento. Finalmente, observa el equipo para añadir transportadores de glucosa en la misma parte

superior de la pantalla. Explicaremos este equipo en la Actividad 5, cuando estudies la reabsorción de

glucosa.

Actividad 4.

Efecto del gradiente de soluto sobre la concentración de la orina

1. Asegúrate de que esté resaltado Gradiente (Gradient) dentro de la ventana de Conjunto de Datos

(Data Sets).

2. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de ADH y suéltalo en la parte superior del tapón

gris, directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la ADH goteará sobre el

conducto colector. Después se cerrará el tapón.

3. La ventana de Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) debe indicar 300. Si no es así,

utiliza los botones (+) o (-) para ajustarlo.


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4. Pulsa Aplicar (Dispense) para añadir la concentración de 300 mosm al fluido intersticial. Es

importante observar que éste es también el valor típico de la concentración sanguínea de solutos.

5. Pul a Iniciar (Start) y deja que la sangre atraviese el sistema. Observa el Detector (Probe) en la parte

inferior izquierda de la pantalla. Cuando se ponga rojo, pulsa sobre él y arrástralo hasta encima del

depósito que recoge la orina para medir la concentración de solutos en ella. El valor aparecerá en la

ventana de Concentración (Concentration) al lado de la localización original del detector.

6. Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).

7. Aumenta el gradiente de concentración en 300 mosm (es decir, fíjalo a 600 mosm) y repite el

experimento. Recuerda añadir ADH al conducto colector antes de pulsar Iniciar (Start). Continúa

aumentando el gradiente de 300 en 300 mosm y repitiendo el experimento hasta que alcances 1200

mosm, el valor normal de la concentración intersticial de solutos en el riñón. Asegúrate de pulsar

Guardar Datos (Record Data) después de cada experimento.

¿Cómo varió la concentración de solutos de la orina a medida que aumentaba el gradiente de

concentración del fluido intersticial?

¿Qué le sucedió al volumen de orina a medida que aumentaba el gradiente de concentración? ¿Por qué?

Al aumentar el gradiente de concentración, ¿qué le estás haciendo a la orina que se está formando?

Haz una predicción sobre qué le sucedería al volumen de orina si no añadieras ADH al conducto

colector.

Actividad 5.

Reabsorción de Glucosa

La glucosa no es una molécula muy grande, y como tal se filtra fácilmente desde del plasma hacia la

cápsula de Bowman como parte del líquido filtrado. Para asegurarse de que la glucosa sea reabsorbida

hacia el organismo, de modo que pueda constituir el material inicial del metabolismo, existen en el

nefrón transportadores de glucosa. Hay un número finito de transportadores en cada célula, de forma

que si se ingiere demasiada glucosa, no toda ella será reabsorbida hacia el organismo. La glucosa es

absorbida mediante un transporte activo secundario, cuya «energía» procede del gradiente creado por el

transporte de sodio. Los transportadores que trasladan estas moléculas a través de la membrana on

proteínas incrustadas en la membrana celular. En esta actividad examinarás el efecto de los tran

portadores de glucosa sobre su reabsorción.

1. Resalta Glucosa (Glucos.e) en la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets).

2. Fija el Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) en 1200 y pulsa Aplicar (Dispense).

Recuerda que 1200 es el valor normal de la concentración de solutos en el riñón.

3. Pulsa Iniciar (Start).

4.Pulsa Guardar Datos (Record Data) al final del experimento. Éste servirá como «control», sin

transportadores de glucosa. Observa que tampoco se ha añadido ADH -te centrarás en la ausencia o la


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2013

presencia de transportadores de glucosa.

5. En la parte superior de la pantalla pulsa el botón (+) hasta que la ventana de Transportadores de

Glucosa (Glucose Carriers) indique 100. Pulsa entonces Añadir Transportadores (Add Carrier)

6. Pulsa Iniciar (Start).

7. Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).

8. Continúa aumentando el número de transportadores de glucosa de 100 en 100 y repitiendo el

experimento hasta que hayas alcanzado el máximo número de transportadores, 500. Asegúrate de

aplicar el gradiente de concentración antes de comenzar cada experimento, y de pulsar Guardar Datos

(Record Data) después de cada uno de ellos.

¿Qué le sucede a la concentración de glucosa a medida que añades transportadores de glucosa al

sistema?

¿En qué punto la concentración de glucosa en la orina es cero?

Una persona con diabetes tipo 1 no puede sintetizar insulina, y una persona con diabetes tipo II no

responde a la insulina que sintetiza. En cualquier caso, la persona diabética es incapaz de absorber

glucosa hacia su organismo. ¿Qué esperarías encontrar en la orina de una persona diabética? ¿Por qué?

Actividad 6.

Efecto de las hormonas sobre la reabsorción

Ahora debes entender cómo se produce la filtración y cómo está controlada. Debes comprender

el movimiento pasivo de solutos y el papel de los transportadores de glucosa en su reabsorción. A

continuación, examinarás las acciones de las hormonas sobre la nefrón, la mayoría de las cuales tienen

lugar en el conducto colector.

La hormona antidiurética (ADH) está influida por la osmolalidad (la concentración de una

solución expresada en osmoles de partículas de soluto por kilogramo de solvente) de los fluidos

corporales así como por el volumen y la presión del sistema cardiovascular. Un cambio de un 1 % en la

osmolalidad corporal hará que se segregue esta hormona. Su cción principal es aumentar la

permeabilidad al agua del túbulo distal y del conducto colector de modo que se absorba más agua hacia

el organismo. La ADH se une a los receptores de las células principales para producir esta reacción

abriendo acuaporinas, o canales de agua en la membrana apical, Sin absorción de agua, el organismo se

deshidrataría rápidamente. En condiciones normales el riñón regula estrechamente la cantidad de agua

excretada para mantener el equilibrio hídrico del organismo. La entrada de agua al organismo debe ser

exactamente igual a su pérdida. Si la toma de agua es baja, o si ha habido una pérdida de fluidos del

organismo, los riñones funcionan para conservar el agua haciendo la orina muy hiperosmótica (con una

concentración de solutos relativamente elevada) con respecto a la sangre. Si ha habido una gran entrada

de líquido, la orina es más hipoosmótica. En el individuo normal, la osmolalidad de la orina varía desde

50 hasta 1200 miliosmoles/kg de agua. La osmolalidad del organismo se debe mantener dentro de

límites muy estrechos.

La aldosterona es una hormona de la corteza suprarrenal que está bajo el control del sistema

renina-angiotensina. Una disminución de la presión arterial es detectada por las células de la arteriola

aferente y desencadena la liberación de renina. La renina actúa como una enzima proteolítica, haciendo


51

2013

que el angiotensinógeno se convierta en angiotensina I. Las células endoteliales tienen una enzima,

denominada enzima convertidora, que convierte la angiotensina I en angiotensina II. La angiotensina II

actúa sobre la corteza suprarrenal para inducirla a que segregue la aldosterona. La aldosterona actúa

sobre el conducto colector del riñón para estimular la captación de sodio desde el líquido filtrado hacia

el organismo y la liberación de potasio desde el organismo. Unido a la adición de ADH, este cambio de

electrólito también hace que se reabsorba más agua hacia la sangre, dando como resultado un

incremento de la presión arterial.

1. Resalta Hormona (Hormone) dentro de la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets).

2. Fija el número de Transportadores de Glucosa (Glucose Carriers) en cero y pulsa Aplicar

(Dispense) para asegurarte de que ningún transportador de la actividad anterior continúa activo.

3. Fija el Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) en 1200 y pulsa Aplicar (Dispense).

4. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data). Éste es tu

experimento «control» y tus datos de referencia.

5. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de aldosterona y suéltalosobre el tapón gris,

directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la aldosterona goteará sobre el

conducto colector.

6. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).

7. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de ADH y suéltalo sobre el tapón gris,

directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la ADH goteará sobre el

conducto colector.

8. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data).

9. Para tu cuarto experimento, aplica sobre el conducto colector tanto la ADH como la aldosterona.

Debes ver aparecer una línea amarilla contorneando el conducto colector.

10. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).

¿Qué hormona tiene el mayor efecto sobre el volumen de orina? ¿Por qué?

¿Cómo influye la adición de aldosterona a la concentración de potasio en la orina?

¿Cómo afecta la adición de ADH a la concentración de potasio en la orina? Este efecto ¿es comparable

al efecto de añadir aldosterona?

¿Cómo afecta añadir ambas hormonas a 1) la concentración de la orina, 2) el volumen de orina y 3) la

concentración de potasio?

Si no se utilizara ADH, ¿cómo variaría la concentración de la orina? Razona tu respuesta


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2013

SEMINARIO DE FISIOLOGÍA ENDOCRINA

1.- Si en un animal de experimentación, se hace una sección a nivel de los vasos portales: ¿Qué pasará

con la secreción de hormonas hipofisiarias? ¿Por qué?.

2.- ¿Cómo es el modelo general de control de la secreción de hormonas adenohipofisiarias?.

3.- Actualmente el Ministerio de Salud tiene implementado un programa de búsqueda masiva de

hipotiroidismo congénito y fenilcetonuria, que se aplica a todos los recién nacidos que nacen en los

hospitales públicos del país. En Chile, para detectar el hipotiroidismo congénito se extrae una gota de

sangre del talón y mediante técnicas de radioinmunoanálisis (RIA), se cuantifica TSH, siendo sus

valores normales hasta 20 mUI/ml.

a) ¿Qué es el Hipotiroidismo Congénito?

b) ¿Por qué se puede utilizar la cuantificación de TSH para pesquisar esta patología?

c) ¿Por qué los niños afectados con esta patología tienen niveles de TSH altos?

d) ¿Cómo se encontrarán los niveles plasmáticos de T3 y T4 en estos niños?

e) ¿Por qué es importante prevenir esta enfermedad?

f) Qué manifestaciones se observan a nivel del sistema nervioso central en los niños afectados por esta

patología? ¿Cuál cree Ud. que sería el tratamiento?

4.- Un individuo normal fue sometido a las siguientes condiciones experimentales:

- Se le administró en ayunas 75 g de glucosa por vía oral y se le determinó la glicemia en función del

tiempo. Los valores encontrados fueron:

Basal: 80 mg/dl

60 min.: 170 mg/dl

120 min.: 110 mg/dl

180 min.: 95 mg/dl

-Al día siguiente se le administró igual cantidad de glucosa por vía endovenosa. En este caso los valores

encontrados fueron:

Basal: 85 mg/dl

60 min.: 175 mg/dl

120 min.: 150 mg/dl

180 min.: 120 mg/dl

Grafique los resultados en cada caso.

a) ¿A qué se deben las diferencias observadas entre las dos condiciones experimentales?

b) ¿Cómo es la respuesta de un diabético frente a una carga oral de glucosa?

c) ¿Cuál es la importancia de la mantención de la glicemia?

e) ¿Qué hormonas participan en este proceso? Indique los efectos sobre el metabolismo intermediario

que poseen tales hormonas y los tejidos sobre los cuales actúan.


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2013

5. El gráfico muestra un test de tolerancia a la glucosa realizado en una persona que presenta

hipoglicemia reactiva.

a) ¿Todas las personas presentan este tipo de hipoglicemia reactiva?

b) ¿Cuál es la causa de esta respuesta a la ingesta de glucosa?

c) ¿Cómo cree Ud. que debería ser normalmente, la ingesta de carbohidratos en esta persona?

d) ¿Por qué se debe evitar caer en un estado de hipoglicemia como la que presenta este paciente?

6. Algunos fármacos hipoglicemiantes utilizados en el tratamiento de pacientes diabéticos son

bloqueadores de canales de potasio sensibles a ATP. En el contexto del mecanismo de acoplamiento

estímulo- secreción de insulina ¿cómo es que estos fármacos podrían estimular la secreción de insulina?

7. ¿Cuáles son las hormonas que influyen en el crecimiento normal y cuál es su función?

8. ¿La hormona del crecimiento aumenta directamente la velocidad de desarrollo en los niños?

9. Clasifique las acciones biológicas directas de la hormona del crecimiento sobre el tejido adiposo,

músculos e hígado.


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2013


TEST DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA

INTRODUCCION

La prueba de la glucosa en sangre sirve para conocer la cantidad de glucosa en sangre justo en el

momento de la obtención de la muestra. Se utiliza tanto para detectar hiperglicemias como

hipoglicemias y para diagnosticar la diabetes. La glucosa sanguínea puede medirse en estado de

ayuno (obtención después de 8 a 10 horas de ayuno), aleatoriamente (en cualquier momento), post-

prandial (después de una comida), y/o formando parte de un test de tolerancia oral a la glucosa (TOG).

Un test de TOG no es más que una serie de determinaciones de glucosa. Debe determinarse ante todo

una glucosa en ayunas; entonces el paciente bebe una cantidad estándar de una solución de glucosa para

poner a prueba su sistema. A continuación se solicitan una o más determinaciones de glucosa a

intervalos específicos para controlar los niveles de glucosa a lo largo del tiempo. El test de TOG puede

solicitarse como ayuda en el diagnóstico de una diabetes y como una prueba de seguimiento ante

una glucosa en sangre aumentada. La American Diabetes Association recomienda estudiar la glucosa en

ayunas o bien el test de TOG para diagnosticar una diabetes pero dice que la prueba debe repetirse al

cabo de un tiempo, para poder confirmar el diagnóstico de diabetes.

Niveles elevados de glucosa suelen indicar diabetes, pero existen muchas otras situaciones

y enfermedades que pueden también causar aumentos de glucosa en sangre. En la tabla siguiente se

resume el significado de los resultados obtenidos, basándose en las recomendaciones de práctica clínica

de la American Diabetes Association. Tabla 1.

Tabla 1. Interpretación de los resultados obtenidos en el Test de Tolerancia a la glucosa.


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2013

OBJETIVO GENERAL

Diagnosticar diabetes y se realiza en toda persona con glicemia basal entre 110 y 126 mg/dl, valoración

del postparto de gestantes con diabetes gestacional o en estudios epidemiológicos.

MATERIALES

Sobrecarga de Glucosa (75gr)

Glucotex

Lancetas

IMPORTANTE

Para el desarrollo de esta actividad practica es necesario que un integrante de cada grupo de trabajo este

en ayunas de al menos 10-12 hrs.

RIESGO FRECUENTE

El riesgo más frecuente consiste en tener nauseas e incluso llegar a vomitar con lo que la prueba

quedaría anulada.

PROCEDIMIENTO

El test consiste en la administración de glucosa por vía oral y medición del aumento de la

glicemia durante dos horas. Se administrará 75 g (1,75 g/kg de peso en niños) de glucosa oral. Se

extraerá sangre en situación basal y cada media hora posterior a la administración de la sobrecarga de

glucosa. El paciente deberá permanecer en reposo.

ANALISIS DE LA ACTIVIDAD

2. Anotar en la siguiente tabla los valores obtenidos de glicemia en cada uno de los tiempos

establecidos, según la tabla:

Tiempo mg/dL

0 Basal

30´

1 h

1.5 h

2.0 h

2.5

3. Graficar glicemia (mg/dl) v/s tiempo (hrs.). Analizar y discutir el grafico obtenido.

Si el nivel de glucosa a las dos horas es inferior a 140mg/dl el paciente es normal, si a las dos

horas, el valor es mayor o igual a 200 mg/dl la situación del paciente es patológica. Para valores entre

140 y 200 mg/dl se considera intolerancia oral a la glucosa.


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2013

PARA INVESTIGAR:

1. ¿Por qué dentro de la técnica del test de tolerancia a la glucosa se utiliza una sobre carga de 75

gr. de glucosa?

2. ¿Explique los mecanismos fisiológicos por los cuales al cabo de 1 hora se logra normalizar la

glicemia?

3. ¿Cómo sería esta grafica en los siguientes casos: diabetes tipo 1, diabetes tipo 2, intolerancia a la

glucosa y diabetes gestacional?

4. Averiguar la diferencia de realizar el test en sangre total y en plasma.

NOTA: Consultar valoresnormales.com


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2013

LABORATORIO Nº11: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA PROCESOS FÍSICOS Y QUÍMICOS DE LA DIGESTIÓN Objetivos: 1. Definir tracto digestivo, glándulas accesorias, digestión, hidrolasas, amilasa salival, carbohidratos, proteínas, lípidos, sales biliares, pepsina y lipasa. 2. Comprender las principales funciones y procesos del sistema digestivo. 3. Comprender la especificidad de la acción enzimática. 4. Explicar el efecto de la temperatura y del pH sobre la actividad enzimática. 5. Identificar las tres categorías principales de moléculas alimenticias. 6. Explicar cómo puede determinarse la actividad enzimática con ensayos enzimáticos. 7. Identificar las principales enzimas, sustratos y productos de la digestión de carbohidratos, proteínas y grasas. El sistema digestivo, también denominado sistema gastrointestinal, consta de un tracto digestivo y las

glándulas accesorias que segregan enzimas y los fluidos necesarios para la digestión. El tracto digestivo

incluye la boca, la faringe, el esófago, el estómago, el intestino delgado, el colon, el recto y el ano. Las

funciones principales del sistema digestivo son inferir el alimento, romperlo en sus componentes más

simples, extraer los nutrientes de estos componentes para su absorción corporal y eliminar los

deshechos.

La mayoría de los alimentos que consumimos no se pueden absorber hacia nuestra circulación

sanguínea sin que primero se rompan en partículas más pequeñas. La digestión es el proceso de rotura

en tracto digestivo de las moléculas de alimento en otras más pequeñas con la ayuda de enzimas. Las

enzimas digestivas son hidrolasas: catalizan (aceleran) la adición de agua a las moléculas de alimento

para romperlas en subunidades más pequeñas. Por ejemplo, cuando dos aminoácidos se unen para

formar una proteína, un grupo –OH- es eliminado del extremo carboxilo de un aminoácido y un –H

+ es

eliminado del grupo amino del segundo aminoácido para formar un enlace dipéptido entre los dos

aminoácidos y además agua. Para romper esta proteína, una enzima digestiva cataliza la adición de agua

al enlace dipéptido, rompiendo el enlace para restaurar el grupo carboxilo del primer aminoácido y el

grupo amino del segundo aminoácido, escindiendo eficazmente la proteína en dos subunidades de

aminoácido. Una vez que una molécula de alimento se rompe en sus componentes mas simples, estos se

absorben a través de las células epiteliales que revisten el tracto intestinal y entran en la circulación

sanguínea.

Además de ser hidrolasas, las enzimas digestivas son específicas de sustrato -funcionan sobre

algunas sustancias pero no sobre otras. Por ejemplo, la amilasa salival e una enzima de la saliva que

rompe el almidón (que se encuentra en alimentos como el maíz, las patatas, el pan y la pasta) y el

glucógeno (almidón animal), pero no la celulosa (que se encuentra en las paredes celulares de las

plantas), aunque la celulosa se compone de glucosa, al igual que el almidón y el glucógeno.

La temperatura y el pH son dos factores que desempeñan un papel clave en la eficacia de las

enzimas digestivas. Un aumento en la temperatura puede hacer que una reacción se acelere, ya que las

moléculas se muevan más rápidamente y entonces se incrementa el contacto con la enzima; sin embargo,

una temperatura demasiado alta alterará las uniones moleculares que estabilizan la configuración de la

enzima, causando su desnaturalizacion (es decir, experimenta un cambio estructural que impide su

función). Además, cada enzima tiene un pH óptimo en el cual es más activa. Dentro del rango de pH

óptimo, la enzima funcionará según lo esperado; más allá de este pH, la enzima no tendrá efecto.

La mayoría de las moléculas alimenticias se pueden incluir en una de las siguientes categorías:

carbohidratos, proteínas o lípidos. Los carbohidratos son la fuente principal de calorías para la mayoría

de las personas e incluyen la glucosa, las azúcares y el almidón. Antes de ser absorbidos hacia la sangre,


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2013

los carbohidratos más grandes se rompen en monosacáridos (azúcares simples, tales como glucosa). Las

proteínas son muy importantes para el crecimiento, especialmente entre la gente joven. Las proteínas se

rompen en aminoácidos antes de ser absorbidas por el organismo para construir nuevas proteínas. Los

lípidos, la mayoría de los cuales son triglicéridos (1os componentes principales de grasas y de aceites)

no son solubles en agua y por ello plantean problemas especiales para la digestión. La lipasa, la enzima

que actúa sobre los lípidos, es hidrolítica (como todas las enzimas digestivas) y solo puede actuar en la

superficie de las gotas de lípidos porque estos son insolubles en agua. Para aumentar la velocidad de

digestión por la lipasa, los lípidos primero son emulsionados (se rompen en gotas más pequeñas) con la

ayuda de las sales biliares, derivadas del colesterol. La emulsión da lugar a gotas más pequeñas con

áreas superficiales más grandes, haciendo más fácil que la lipasa se una a los sustratos y digiera los

lípidos. Las sales biliares también forman micelas, que ayudan a la absorción de los productos de la

digestión de los lípidos: ácidos grasos y monoglicéridos.

Amilasa

Observa las 11 botellas cuentagotas en el cuadrante superior derecho de la pantalla. Prepararás tubos de

ensayo conteniendo varias combinaciones del contenido de las botellas. Debajo de las botellas

cuentagotas hay una unidad de incubación que te permitirá hervir, congelar e incubar los tubos de

ensayo. El armario cenado en el cuadrante superior izquierdo de la pantalla es un armario de análisis,

que contiene los productos químicos que añadirás a tus tubos de ensayo experimentales para interpretar

los resultados de la prueba. Debajo del armario de análisis hay un lavador de tubos de ensayo (Test Tube

Washer) donde depositarás los tubos de ensayo usados. Junto a él hay un aparato distribuidor de tubos

de ensayo, donde pulsarás sobre los tubos de ensayo y los arrastrarás a los soportes en la unidad de

incubación, donde los prepararás para la experimentación. A lo largo de la parte inferior de la pantalla

está el módulo de registro de datos, donde guardarás tus datos experimentales.


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2013

Actividad 1.

Amilasa salival y almidón

La digestión del almidón comienza en la boca con la acción de la amilasa salival, que es segregada por

las glándulas salivales. La amilasa salival rompe el almidón en maltosa, un disacárido formado por dos

moléculas de glucosa. Así, la presencia de maltosa en una muestra experimental indicaría que se ha

producido la digestión del almidón.

Tus objetivos en este experimento son probar lo efectos de la amilasa sobre el almidón, determinar el pH

óptimo al que actúa la amilasa y observar los efectos de la temperatura sobre la actividad enzimática.

1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1

en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su

lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que las siete

ranuras en la parte superior de la incubadora contengan tubos ensayo.

2. Llena tus siete tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue:

- Tubo de ensayo 1: almidón (Starch), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (PH 7.0

Buffer)

- Tubo de ensayo 2: amilasa (Amylase), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (PH 7.0

Buffer)

- Tubo de ensayo 3: almidón (Starch), amila a (Amylase), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 4: almidón (Starch), amilasa (Amylase), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 5: maltosa (Maltose), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (pH 7.0

Buffer)

- Tubo de ensayo 6: almidón (Starch), amilasa (Amylase), tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 7: almidón (Starch), amilasa

(Amylase), tampón pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)

Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo

correspondiente y suelta el botón del ratón.

3. Pulsa el número «3» debajo del tubo n.? 3. El tubo bajará en la unidad de incubación. Entonces pulsa

Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir. Observa que la única diferencia entre el tubo 3 y

el tubo 4 es que el tubo 3 ha hervido.

4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está

fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo.

5. Pulsa Incubar (lncubate). Los siete tubos de ensayo bajarán al interior de la unidad de incubación y

serán agitados suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación, los tubos volverán a

subir y la puerta del armario de análisis se abrirá.

Observarás que en el armario de análisis hay siete tubos de ensayo vacíos y dos botellas cuentagotas.

Las dos botellas cuentagotas contienen los reactivos de IKI y de Benedict. La prueba de IKI detecta la

presencia de almidón, mientras que la prueba de Benedict detecta la presencia de azúcares tales como


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2013

glucosa o maltosa (que, como recordarás, son productos de la digestión del almidón). Añadirás estos

reactivos a tus siete tubos de ensayo experimentales para determinar si ha habido o no digestión.

6. Pulsa sobre el tubo de ensayo 1 de la ranura 1 de la incubadora. Verás cambiar el cursor a un tubo de

ensayo en miniatura. Arrástralo al borde del primer tubo del armario de análisis, después suelta el botón

del ratón. El contenido del tubo de ensayo en miniatura se vaciará en el tubo de análisis.

7. Repite el paso 6 para los tubos de ensayo restantes. Asegúrate de hacer esto secuencialmente; es decir,

haz el tubo de ensayo 2, después el tubo de ensayo 3, etcétera.

8. Una vez que las soluciones de cada uno de los tubos de la incubadora se han transferido a los tubos

del armario de análisis, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de IKI, arrástralo a la

boca del primer tubo del armario de análisis y suelta el botón del ratón. Se verterán las gotas del reactivo

de IKI. Repite esto para todos los tubos de ensayo del armario de análisis y observa cualquier cambio de

color. Un color azul oscuro o gris indica una prueba positiva para el almidón; un color amarillo indica

una prueba negativa. Anota tus resultados de la prueba de IKI en la tabla que hay más adelante.

9. Después, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagota de Benedict, arrástralo a la boca del tubo de

ensayo 1, (en la ranura 1 de la incubadora) y suelta el botón del ratón. Las gotas del reactivo de Benedict

se añadirán al tubo de ensayo. Repítelo para los restantes tubos de ensayo de la incubadora.

10. Después de que el reactivo de Benedict se haya añadido a cada tubo de ensayo, pulsa Hervir (Boil).

Todos los tubos de ensayo descenderán a la unidad de incubación, hervirán y volverán a subir. Examina

los cambios de color de los tubos. Un color verde, naranja o rojizo indican la presencia de maltosa,

considerando positivo el resultado de la prueba de Benedict. Un color azul indica que no hay maltosa y

el resultado de la prueba de Benedict se considera negativo. Anota tus datos en la Tabla l.

11. Pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar tus resultados de la pantalla. También puedes

pulsar Herramientas (Tools) y seleccionar Imprimir Datos (Print Data) para obtener una copia impresa

de tus resultados.

12. Pulsa y arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) y suelta el

botón del ratón. Lo tubos desaparecerán.

¿Cuál era el propósito de tubos1 y 2?

¿Qué puedes concluir de los tubos 3 y 4?

¿Qué indican los tubos 4, 6 y 7 sobre la actividad de amilasa y el pH?


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Tabla 1. Resultados de la Actividad 1 Tubo Nº 1 2 3 4 5 6 7

Sustancias Almidon

Agua

desionizada

Tampón pH

7.0

amilasa

Agua

desionizada

Tampón pH

7.0

Almidon

amilasa

Tampón

pH 7.0

Almidon

Agua

desionizada

Tampón pH

7.0

maltosa

Agua

desionizada

Tampón pH

7.0

Almidon

amilasa

Tampón

pH 2.0

Almidon

amilasa

Tampón

pH 9.0

Condiciones

de

incubación

37ºC 37ºC Hervido y

luego

incubado

a 37ºC

37ºC 37ºC 37ºC 37ºC

Prueba del

reactivo de

IKI

Prueba del

reactivo de

Benedict

¿Cuál es el pH óptimo para la actividad de la amilasa?

¿La amilasa actúa a pH diferentes al pH óptimo?

¿Cuál es el producto final de la digestión del almidón?

¿En qué tubos detectaste la presencia de maltosa al final del experimento?

¿Por qué la maltosa no estuvo presente en los otros tubos?

La amilasa salival sería desactivada casi por completo en el estómago. Sugiere una razón del porqué,

basada en lo que has aprendido en esta actividad.

Actividad 2.

Amilasa Salival y Celulosa

Si queda algún tubo de ensayo en la incubadora, pulsa sobre él y arrástralo al lavador de tubos de ensayo

(Test Tube Washer) antes de comenzar esta actividad.

En la actividad anterior aprendimos que la amilasa salival puede digerir el almidón. En esta actividad

investigaremos si la amilasa salival digiere o no la celulosa, una sustancia que se encuentra en la pared

celular de los vegetales. También investigaremos si las bacterias (tales como las que se encuentran en el

estómago de la vaca y de otros rumiantes) digerirán la celulosa y si la peptidasa (una enzima pancreática

que rompe los péptidos) digerirá el almidón.

l. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1



ranuras contengan tubos de ensayo.

2. Llena tus siete tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue:

- Tubo de ensayo 1: amilasa (Amylase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 2: amilasa (Amylase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 3: amilasa (Amylase), glucosa (Glucose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 4: amilasa (Amylase), celulosa (Cellulose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 5: amilasa (Amylase), celulosa (Cellulose), agua desionizada (Deionized Water)

- Tubo de ensayo 6: peptidasa (Peptidase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 7: bacterias (Bacteria), celulosa (Cellulose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)




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2013

3. Pulsa el número «1» debajo del tubo n.? 1. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa

Congelar (Freeze). El tubo se congelará y después volverá a subir.



5. Pulsa Incubar (lncubate). Los siete tubos de ensayo bajarán a la unidad de incubación y serán agitados

suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y se

abrirá la puerta del armario de análisis.

Observarás, de nuevo, que en el armario de análisis hay siete tubos de ensayo vacíos y las botellas

cuentagotas de los reactivos de IKI y de Benedict. Recuerda que la prueba de IKI detecta la presencia

del almidón, mientras que la prueba de Benedict detecta la presencia de glucosa o maltosa. Añadirás

estos reactivos a tus siete tubos de ensayo experimentales para determinar si ha habido o no digestión.

6. Pulsa sobre el tubo de ensayo n.? 1 de la ranura 1 de la incubadora. Verás cambiar el cursar a un tubo

de ensayo en miniatura. Arrástralo al borde del primer tubo en el armario de análisis, después suelta el

botón del ratón. El contenido del tubo de ensayo en miniatura se vaciará en el tubo de análisis.

7. Repite el paso 6 para los restantes tubos de ensayo. Asegúrate de hacer esto secuencialmente: es decir,

haz el tubo de ensayo n 2, después el tubo de ensayo n 3, etcétera.

8. Una vez que las soluciones de cada uno de los tubos de la incubadora se han transferido a los tubos

del armario de análisis, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de IKI, arrástralo a la

boca del primer tubo del armario de análisis y suelta el botón del ratón. Se verterán las gotas del reactivo

de IKI. Repite esto para todos los tubos de ensayo del armario de análisis y observa cualquier cambio de

color. Un color azul oscuro o gris indica una prueba positiva para el almidón; un color amarillo indica

una prueba negativa. Anota tus resultados de la prueba de IKI en la tabla que hay más adelante.

9. Después, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de Benedict, arrástralo a la boca

del tubo de ensayo n." 1, (en la ranura 1 de la incubadora) y suelta el botón del ratón. Se añadirán al tubo

de ensayo las gotas del reactivo de Benedict. Repítelo para los restantes tubos de ensayo.

10. Después de que el reactivo de Benedict se haya añadido a cada tubo de ensayo de la incubadora,

pulsa Hervir (Boil). Todos los tubos descenderán a la unidad de incubación, hervirán y volverán a subir.

Examina los cambios de color de los tubos. Un color verde, naranja o rojizo indica la presencia de

glucosa o de maltosa, considerando positivo el resultado de la prueba de Benedict. Un color azul indica

que no hay glucosa o maltosa y el resultado de la prueba de Benedict se considera negativo. Anota tus

datos en la Tabla 2.


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Tabla 2. Resultados de la Actividad 2 Tubo Nº 1 2 3 4 5 6 7

Sustancias amilasa

almidón

Tampón pH

7.0

amilasa

almidón

Tampón

pH 7.0

amilasa

glucosa

Tampón

pH 7.0

amilasa

celulosa

Tampón

pH 7.0

amilasa

celulosa

agua

desionizada

peptidasa

almidón

Tampón

pH 7.0

bacterias

celulosa

Tampón

pH 7.0

Condiciones

de

incubación

Congelado

y luego

incubado a

37ºC

37ºC 37ºC 37ºC 37ºC 37ºC 37ºC

Prueba del

reactivo de

IKI

Prueba del

reactivo de

Benedict

11. Pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar tus datos de la pantalla

12. Pulsa y arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos ensayo (Test Tube Washer) y suelta el botón

del ratón. Los tubos desaparecerán.

¿Qué tubos mostraron un resultado positivo para el reactivo IKl?

¿Qué tubos mostraron un resultado positivo para el reactivo Benedict?

¿Cuál fue el efecto de congelar el tubo 1?

¿Cuál es la diferencia entre congelar o hervir el tubo?

¿Cuál es la subunidad más pequeña en la cual puede romper el almidón?

¿Cuál fue el efecto de la amilasa sobre la glucosa en el tubo 3? Sugiere una explicación para este efecto.

¿Cuál fue el efecto de la amilasa sobre la celulosa en el tubo 4?

Las palomitas de maíz y el apio están constituidas casi exclusivamente por celulosa. ¿Qué puedes

concluir sobre la digestión de la celulosa a juzgar por los resultados de los tubos de ensayo 4, 5 y 7?

¿Cuál fue el efecto de la enzima peptidasa utilizada en el tubo 6? Explica tu respuesta, basándote en lo

que sabes sobre la peptidasa y la especificidad de substrato.

Pepsina

Las proteínas están compuestas de subunidades conocidas como aminoácidos. Cuando están sometidas a

actividad enzimática se rompen en sus componentes aminoácidos. La pepsina es un ejemplo de enzima

que rompe proteínas. Es segregada por glándulas del estómago en forma de proenzima inactiva,

pepsinógeno, que es convertido a pepsina por la escisión de uniones débiles en el ambiente ácido (pH

bajo) del estómago. El grado en el que se hidrolizan o digieren proteínas en el estómago es significativo

aunque variable. Se estima que el 15% de las proteínas de la dieta son reducidas a aminoácidos por la

pepsina. La mayoría de la digestión de las proteínas ocurre en el duodeno del intestino delgado.


64

2013

Actividad 3.

Digestión de proteínas por la pepsina

En la siguiente actividad investigarás los efectos de la pepsina sobre BAPNA, una proteína sintética.

Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Pepsina

(Pepsin). Verás la pantalla mostrada en la Figura 8.2. La pantalla es ligeramente diferente a la empleada

con las actividades de la «Amilasa». Observa que las botellas cuentagotas incluyen ahora botellas de

pepsina y de BAPNA. BAPNA es una solución incolora y transparente pero que tomará un color

amarillo si es digerida por una enzima como la pepsina -no necesitarás añadir reactivos adicionales para

determinar si ha habido o no actividad enzimática.

1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número l


lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que seis de las

siete ranuras contengan tubos de ensayo (a diferencia de las actividades anteriores, aquí trabajarás

solamente con seis tubos de ensayo).

2. Llena tus seis tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue:

- Tubo de ensayo n." 1: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer)

- Tubo de ensayo n." 2: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer)

- Tubo de ensayo n." 3: pepsina (Pepsin), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 2.0 (PH 2.0

Buffer)

- Tubo de ensayo n." 4: agua desionizada tDeionized Water), BAPNA, tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer)

- Tubo de ensayo n." 5: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo n." 6: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón

pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)


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2013

Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la ustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo


3. Pulsa el número «1» debajo del tubo 1. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa

Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir.



5. Pulsa Incubar (Incubate). Los seis tubos de ensayo bajarán a la unidad de incubación y serán agitados

suavemente mientras se incuban. Al [mal del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y se

abrirá la puerta del armario de análisis.

Al abrirse el armario de análisis, verás un espectrofotómetro, un instrumento que mide la cantidad de luz

absorbida (llamado densidad óptica) por una solución. Utilizarás el espectrofotómetro para medir la

intensidad del color amarillo que se produce cuando es «digerido» el BAPNA. Para hacer esto,

arrastrarás individualmente cada tubo de ensayo al espectrofotómetro y pulsará Analizar (Analyze). El

espectrofotómetro emitirá una luz que pasará a través de la solución para medir su densidad óptica.

Cuanto mayor es la densidad óptica, más BAP A habrá sido digerida por la pepsina.

6. Pulsa el tubo n." 1, arrástralo al espectrofotómetro y suelta el botón del ratón.

7. Pulsa Analizar (Analyze).

Observa la lectura de densidad óptica para este tubo. Apúntala en la Tabla 3.

9. Quita el tubo de ensayo y devuélvelo a su ranura encima de la incubadora.

10. Repite los pasos 6 a 9 para los restantes tubos de ensayo.

11. Después de que se hayan leído todos los tubos, pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar

tus datos de la pantalla.

Tabla 3. Resultados de la Actividad 3 Tubo Nº 1 2 3 4 5 6

Sustancias pepsina

BAPNA

Tampón

pH 2.0

pepsina

BAPNA

Tampón

pH 2.0

pepsina

agua

desionizada

Tampón

pH 2.0

Agua

desionizada

BAPNA

Tampón

pH 2.0

pepsina

BAPNA

Tampón

pH 7.0

pepsina

BAPNA

Tampón

pH 9.0

Condiciones

de

incubación

hervido y

luego

incubado

a 37ºC

37ºC 37ºC 37ºC 37ºC 37ºC

Densidad

óptica

12. Arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) para deshacerte de

de ellos.

¿Qué valor de pH permitió la máxima hidrólisis del BAPNA?

¿Qué efecto sobre la actividad enzimática produjo el hervir el tubo de ensayo?

¿Qué tubos de ensayo te llevaron a esta conclusión?

La congelación ¿tendría el mismo efecto?


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¿Cuáles tubos de ensayo fueron tus controles?

¿De qué eran controles?

¿Cuál fue el efecto de la pepsina sobre BAPNA?

Usando la simulación, diseña un experimento que te permita ensayar cómo varía la cantidad de BAPNA

digerida en función del tiempo. ¿Cuál es tu conclusión?

Usando la simulación, diseña un experimento que te permita ensayar si la temperatura tieno o no algún

efecto sobre la digestión de BAPNA. ¿Cuál es tu conclusión?

Lipasa

En una dieta normal, los principales lípidos son los triglicéridos, los componentes mayoritarios de grasas

y aceites. Los lípidos son insolubles en agua y primero deben ser emulsionados (se rompen en gotas más

pequeñas, aumentando su área superficial) antes de que una enzima digestiva como la lipasa pueda

actuar con eficacia sobre ellos. En el intestino delgado, los lípidos son emulsionados por la bilis, un

líquido amarillo verdoso producido por el hígado. Las gotas resultantes cubiertas de bilis tienen áreas

superficiales relativamente grandes, permitiendo a la enzima lipasa, soluble en agua, un acceso más fácil

a los sus tratos. La lipasa entonces hidroliza las gotas de lípidos a ácidos grasas y monoglicéridos, los

productos finales de la digestión de los lípidos. La hidrólisis de los lípidos también forma micelas,

pequeños agregados moleculares que aumentan la absorción de los productos de la digestión de los

lípidos. Las lipasas que se encuentran en el jugo pancreático son las responsables de la digestión de la

mayoría de los lípidos presentes en la dieta normal.

Actividad 4.

Lipasa, bilis y digestión de lípidos Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Lipasa (Lipase).

Observa que entre las botellas cuentagotas ahora se incluyen las de lipasa, aceite vegetal y sales biliares.

Observa también que las botellas cuentagotas que contienen tampones de pH está ahora codificadas por


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2013

colores, esto te ayudará más adelante a analizar tus resultados. Ensayarás los efectos de la lipasa y de la

bilis en la digestión de un lípido: el aceite vegetal.

1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1



ranuras contengan tubos de ensayo.

2. Llena tus siete tubos de ensayo con cuatro sustancias cada uno, tal como sigue:

- Tubo de ensayo 1: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bife salts), tampón pH

7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 2: Iipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetabfe Oil), sales biliares (Bife salts), tampón pH

7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 3: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), agua desionizada (Deionized Water),

tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 4: lipasa (Lipase), agua desionizada tDeionized Water), sales biliares (Bife salts),

tampón pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 5: agua desionizada (Deionized Water), aceite vegetal (Vegetable Gil), sales biliares

(Bife safts), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 6: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bile salts), tampón pH

2.0 (pH 2.0 Buffer)

- Tubo de ensayo 7: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bile salts), tampón pH

9.0 (pH 9.0 Buffer)


corresponiente y suelta el botón del ratón.

3. Pulsa el número «1» debajo del tubo n. l. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa

Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir.

4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fija a 37°C y el temporizador (Timer) está fijado

en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo.

5. Pulsa Incubar (Incubate). Los siete tubos de ensayo jarán a la unidad de incubación y serán agitado

suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación los tubos volverán a subir y se

abrirá la puerta del armario de análisis. Verás un medidor de pH (acidímetro) en el armario de análisis.

La digestión del aceite vegetal por la lipasa liberará acidos grasos, que disminuirán el pH. Así, utilizarás

el acidímetro para ayudarte a detectar la presencia de ácidos grasos (y por lo tanto, evidencia de la

digestión) comparando el pH tus muestras con su pH original. Pulsarás y arrastrarás individualmente los

tubos de ensayo al acidímetro. Una vez tubos estén colocados en su lugar, pulsarás Medir pH (measure

pH). Un electrodo descenderá sobre el contenido de los tubos y tomará una lectura de pH.

6. Pulsa y arrastra el tubo de ensayo 1 al acidímetro.

7. Pulsa Medir pH (Measure pH).

8. Anota el valor del pH en la table 4, después devuelve el tubo de ensayo a su ranura en la incubadora.

9. Repite los pasos 6 a 8 con los restantes tubos de ensayo.

10. Cuando todos los tubos hayan sido analizados, pulsa Guardar Datos (Record Data).


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12. Deshazte de los tubos de ensayo arrastrándolos individualmente al lavador de tubos de ensayo (Test

Tube Washer).

¿Qué mostró el tubo 1?

¿Por qué el tubo 1 debía tener un pH de 7?

¿Cuál es la principal diferencia entre los tubos 2 y 3?

¿Cuál es el efecto de la sustancia del tubo 2 que no fue incluida en el tubo 3?

¿Cuál fue el pH óptimo para la digestión por la lipasa?

¿Cómo lo sabes?

¿Qué efecto tuvieron los otros tampones sobre el proceso digestivo?

¿Cuáles son los productos de digestión por lipasa en el tubo 2?

¿En qué tubos detectaste la presencia de ácidos grasas?

Tabla 4. Resultados de la actividad 4

Tubo 1 2 3 4 5 6 7

Sustancias lipasa

aceite

vegetal

sales

biliares

Tampón

pH 7.0

lipasa

aceite

vegetal

sales

biliares

Tampón

pH 7.0

lipasa

aceite

vegetal

agua

desionizada

Tampón

pH 7.0

lipasa

agua

desionizada

sales

biliares

Tampón

pH 9.0

agua

desionizada

aceite

vegetal

sales

biliares

Tampón

pH 7.0

lipasa

aceite

vegetal

sales

biliares

Tampón

pH 2.0

lipasa

aceite

vegetal

sales

biliares

Tampón

pH 9.0

Condicion

es de

incubación

hervido

y luego

incubado

a 37°C

37°C 37 °C 37°C 37 °C 37°C 37 °C

pH

Procesos Físicos de la Digestión

Ten presente que los procesos químicos de la actividad enzimática son solamente una parte del proceso

digestivo. También están implicados procesos físicos. La masticación, por ejemplo, mezcla el alimento

con la mucosidad salival y la amilasa, lo reduce a partículas pequeñas y manejables y lo transforma en

una masa que se puede tragar denominada bolo. La lengua separa el bolo de la masa del alimento en la

boca, presionándolo contra el paladar duro. El bolo entra entonces en la faringe, estimulando los

receptores táctiles que inician el reflejo de deglución y lo impulsan a través del esófago. Una onda de

contracción denominada peristaltismo mueve entonces el bolo hasta el estómago, donde se convierte en

quimo. Los músculos del estómago mezclan el quimo con los jugos gástricos para fragmentar el

alimento en partículas aún más pequeñas; también regulan la entrada del quimo en el intestino delgado.

Los movimientos peristálticos continúan en el intestino delgado, entremezclándose periódicamente con

la segmentación, en la cual el quimo va hacia delante y hacia atrás por la contracción y la relajación de

los segmentos intestinales. La segmentación mezcla a fondo el quimo con las enzimas digestivas, la bilis

y los iones bicarbonato segregados por el conducto pancreático, aumentando la eficacia de la absorción

de nutrientes a la sangre.


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