MANUAL PARA LA ADAPTACIÓN, MANEJO EN CONFINAMIENTO Y REPRODUCCIÓN INDUCIDA  DE LA 

ESPECIE Pimelodus grosskopffi (Capaz).    

                     

Autores: Carlos Arturo David Ruales 

Rubén Darío Valbuena Villarreal    

 CONVENIO ESPECIAL DE COOPERACIÓN TÉCNICA 

No. 00410 DE 2007  

   

 

CONTENIDO   

PRESENTACIÓN  

1. GENERALIDADES DE SILÚRIDOS  2. BIOLOGÍA DE LA ESPECIE  3. MANEJO EN CONFINAMIENTO  4. MANEJO REPRODUCTIVO  

 • SELECCIÓN DE REPRODUCTORES • BIOPSIA OVÁRICA • PROTOCOLO HORMONAL  

5. DESARROLLO EMBRIONARIO  

6. PRACTICAS DE PRIMERA ALIMENTACIÓN  7. AGRADECIMIENTOS 

 BIBLIOGRAFIA          

  

PRESENTACIÓN  

Frente a los demás sectores de producción de alimentos de origen animal, la acuicultura sigue presentando un crecimiento más acelerado. Desde el año 1970 a nivel mundial  su tasa de crecimiento   fue del 8,8 por ciento al año  , mientras que  la pesca de captura ha crecido solamente a razón del 1,2 por ciento y los sistemas de producción de carne de cría en tierra, un 2,8 por ciento (FAO 2006). 

Según el sistema de información de oferta agropecuaria, la producción en piscicultura continental en  Colombia  para  el  primer  semestre  de  2006  fue  de  25672,165  toneladas,  lo  que  la  ha convertido en  la actividad   económica   pecuaria   de mayor crecimiento en  la última década; sin embargo,  presenta    una  baja  diversificación  ya  que  esta  producción  esta  soportada  por  dos especies exóticas,  tilapia  roja  (Oreochromis  sp) y  trucha arco  iris  (Oncorhynchus mykiss)   y una nativa, cachama blanca  (Piaractus brachypomus) (Negret, 2005), las cuales aportan el 96,3 % del total de  la producción nacional; el 4% restante es aportado por otras especies cultivadas como bocachico  (Prochilodus  reticulatus  magdalenae),  carpa  (Cyprinus  carpio)  y  yamú  (Brycon amazonicus)  (Espinal  et  al.,  2005).    Esta  condición  la  hace  poco  competitiva  limitando  la posibilidad de  ingresar a nuevos   mercados nacionales e  internacionales,  los cuales registran un crecimiento continuo, debido a que el consumo  local e  internacional de bienes derivados de  la piscicultura ha venido creciendo significativamente durante los últimos años (Espinal et al., 2005). 

Con este panorama, se hace  indispensable  la  introducción de nuevas especies al sistema de  producción  que  respondan  a  un  mercado  cada  vez  más  exigente  y  que  a  su  vez disminuya la presión de captura a la que se ven sometidas, por tales motivos se pensó en desarrollar para  la especie nativa Pimelodus grosskopffi (capaz),  los procedimientos para su domesticación y manejo en confinamiento; como fruto de este trabajo, el  Convenio de Cooperación Técnica 00410 SENA – UNIVERSIDAD SURCOLOMBIANA se permite presentar este  manual,  que  guía  sobre  la  metodología  para  la  domesticación  y    el  manejo reproductivo en confinamiento del ¨Capaz¨.             

 

Los autores.  

      

1. GENERALIDADES DE SILÚRIDOS  Los silúridos es un orden de peces de gran importancia para la economía de muchas regiones en el mundo, su distribución  es muy amplia al igual que su variedad de formas; siendo el grupo de  mayor  importancia en América  latina después de  los carácidos, con alrededor de 300 especies clasificadas en 55 géneros (Galvis et al, 1997); para Colombia, Cala, et al., (1996) reportaron  la presencia de 12 familias. Morfológicamente, los silúridos son peces de piel desnuda, sin escamas o con placas óseas y cuerpo aplanado, adaptados principalmente a los fondos de los ambientes acuáticos.  Poseen  barbillas  en  el mentón  y  en  los maxilares  con  función  sensorial  y  aletas dorsales y pectorales provistas de espinas defensivas.  

2. BIOLOGÍA DE LA ESPECIE     

                          

  El Capaz (Pimelodus grosskopfii, Steindachner, 1879), también conocido como barbudo, barbule, barbul negro, barbudo cañero  (Maldonado‐Ocampo, et al; 2005), es un pez representante de  la   familia  Pimelodidae;  orden  Silurifome    que  se  caracteriza  por  presentar  ojos  en  posición semidorsal,  tegumentos  sin  placas  oseas,  con  puntos  negros  localizados  en  la  región  dorsal  y amarillo blancuzco  en  la  región  ventral.    Presenta una boca  subterminal  con  cuatro hileras de dientes    viliformes, posee  tres pares de barbillas en el borde de  la boca, un par maxilar  y dos mentonianas, el par maxilar es más  largo alcanzando  la  longitud corporal  (Villaneda, 1977).   La especie se encuentra distribuida en  las cuencas de  los  ríos   Magdalena, Cauca, San  Jorge, Sinú, Cesar, Atrato, Baudo y Catatumbo (Miles, 1947; Dahl, 1971; Mojica, et al., 2002),  igualmente ha sido  reportado  en  el  embalse  de  Betania‐Huila  (Villa‐Navarro  2002)  y  en  el  embalse  de  Prado (Villa‐Navarro y Losada, 1999).  

Fig.1.  Ejemplar hembra de capaz. 

 Clasificación Taxonómica:  Reino: Animal  Subreino: Metazoa   Phylum: Chordata    Subphylum: Vertebrata      Superclase: Gnatostomata      Clase: Osteichthyes       Sub‐clase: Actinopterigii        Super‐orden: Teleostica         Orden: Siluriformes           Familia: Pimelodidae            Sub‐familia: Pimelodidae                                               Género: Pimelodus                                                                       Especie: Pimelodus grosskopfii (Steindachner, 1879) (Figura 2)              Sinónimo: Pimelodus longifilis (Posada, 1909)  Hábito alimenticio en medio natural.  Según  Cala,  et  al.,  (1996)  el  capaz  se  considera  un  pez  omnívoro  y  dentro  de  sus  principales componentes  alimenticios  se  encuentran  dietas  animales  y  vegetales.  Según      Villa‐Navarro  y Losada,  (1999)  la  especie  se  caracteriza  por  ser  un  consumidor  de  segundo  orden,  con  claras preferencias por  insectos, macroinvertebrados y peces; para el  río Magdalena, Villaneda  (1977) reporta encontrar en su estomago contenido con un 48.8% de material de origen animal; dentro de éste los insectos fueron el 31.25%, peces y crustáceos el 4.09% y desechos el 13.54%; para el embalse de Prado, Villa‐Navarro y Losada (1999) encontró que la especie es omnívora con más del 60%  de material  de  origen  animal,  siendo  las  larvas  de  Chironomidae  las más  abundantes  en ejemplares menores a 30 cm y peces y moluscos en ejemplares de tallas mayores.  Aspectos reproductivos en medio natural  La especie, al igual que P. clarias, presenta migraciones  aunque  estas  no  parecen estar  relacionadas  exclusivamente  con épocas  de  desove;  Villaneda  (1977) considera que estos desoves se presentan en  la  parte  alta  de  la  cuenca  del  río Magdalena y menciona que la talla mínima de madurez  sexual para este  río es de 25 cm;  para  el  embalse  de  Prado  la  talla  de madurez  registrada  es  de  33  cm  con  una fecundidad  promedio  de  39700  huevos, con una época extendida de  reproducción    cuyo    principal   pico    se observa      entre       septiembre             y                        diciembre                  (Villa‐Navarro y Losada, 1999); Cala, et al.,  (1996)  registra  para  el  embalse  de  Betania  que  la  especie  desova  entre  octubre  y  marzo, 

Figura 3. Hembra  de capaz 

Figura 2. Hembra de capaz 

igualmente observó dimorfismo sexual ya que la hembras son de mayor tamaño que los machos.   

 3.  MANEJO EN CONFINAMIENTO  

Origen del plantel de reproductores  La  formación  del  plantel  de  reproductores,  es  un  determinante  en  el  éxito  o  fracaso  del proceso reproductivo (Senhorini y Landines, 2005). Para el caso, el plantel de reproductores se obtuvo en dos sitios a saber: el primero en la represa de Betania (Huila) con 400 reproductores y el  segundo en Honda  (Tolima)  con 300  reproductores;  los cuales  fueron  transportados en contenedores de plástico, con aireación permanente y sedación suave  Estanques  para  el  sostenimiento  de  los  reproductores,  calidad  de  agua  y  densidad  de siembra     

 De los contenedores de transporte, el plantel  de  reproductores  debe        ser transferido  a  estanques  en  tierra, teniendo  en  cuenta  que  altas densidades  pueden  causar  efectos deletéreos  sobre  el  proceso  de maduración  gonadal  (Woynarovich  y Horváth,  1983),  se  debe  utilizar  una densidad  de  siembra  no  superior  a 300  g  por  m2;  los  parámetros  de calidad  de  agua  se  deben mantener dentro de  los rangos de confort de  la especie, para el caso de la estación de PIEDRAPINTADA ‐  CENTRACAFE,     se                        

                                                                                                                registraron  los  siguientes promedios: temperatura 26±1,5 °C, pH 6,5±1,7, amonio < a 0,02 mg L‐1, oxígeno disuelto 6,8±1 mg L‐1.      

 Actividades para el proceso de domesticación.       

       1.  Pescas continuas 

Se debe estar  realizando pescas mínimo cada quince días, en tempranas horas de la mañana  (7  am)  con  el  fin de que  los reproductores  se  familiaricen  con  esta actividad (Figura 5). 

2. Manipulación Siempre  a  mano  desnuda,  con movimientos  lentos  y  firmes  se  debe sujetar la cabeza del ejemplar colocando los dedos pulgar e índice en medio de las aletas  pectorales,  teniendo  cuidado  de 

Figura 4. Estanque para reproductores

Figura 5. Pesca de reproductores

las   espinas           que     estas       presentan  (Figura 6).                     

3. Cambio de contenedores Utilizando  agua  del  estanque,  se  debe trasladar  a  diferentes  contenedores (áreas, formas y materiales), teniendo en cuenta  los  cuidados  para  minimizar  el estrés (Figura 7):  

• Reducir  el  tiempo  de  exposición  al  aire libre. 

• Evitar el manejo violento • Reducir la pérdida de moco • Evitar el ruido • Cubrir los ojos 

      

  

a b

c d

Figura 6. Manipulación de reproductor

Figura 7. Diferrentes tipos de contenedores, (a) estanque en tierra, (b) camilla en lona, (c) pileta circular en cemento y (d) pileta en baldosin. 

 4. MANEJO REPRODUCTIVO 

 • Selección de reproductores 

Se debe tener en cuenta para la selección y trabajo con el plantel de reproductores, que el  capaz tiene  dos  picos  reproductivos  anuales  en medio  natural,  los  cuales  comprenden  los meses  de Febrero a Abril y Septiembre a Octubre, concordando con las épocas lluviosas, estos periodos por ahora,  se  convierten  en  la  referencia  para  la  programación  de  desoves  y  para  la obtención  de larvas y alevinos de la especie.     

Aunque  no  se  observa  un  claro dimorfismo  sexual,  por  lo  general  el tamaño  es  la mejor opción  a  la hora de  preselección en el estanque, teniendo en cuenta  que  las  hembras  son  de  mayor tamaño que  los machos, para el caso del plantel  trabajado,  los  datos  promedio sobre  longitud  total  (LT),  longitud estándar  (LE)  y  peso  para  hembras    fue de 36,9±2,4 cm (LT),  29,4±1,57 cm (LE) y  407,6±67,6  g,  respectivamente;  para machos  fue  de  29,8±2,35  cm  (LT), 23,1±3,07  cm  (LE)  y  182,6±39,8  g, respectivamente (Figura 8). 

 Otras  características  a  tener  en  cuenta son,  abdomen  abultado  en  hembras;  no se presenta  liberación de  esperma en  el macho; no se observa enrojecimiento, ni protuberancias  en  papila  urogenital (Figura  9).    Una  vez  realizada  la preselección  los  ejemplares  se  trasladan rápidamente  por  sexo  separado  en  las camillas  de  lona,  hacia  las  piletas circulares  de  cemento  en  donde  tienen un periodo de descanso de 24 horas. En el  traslado no  se debe usar más de 20 g de  reproductor  por  litro  de  agua,  ala  la cual se le agrega sal en una proporción de 2 g por litro (2%o). 

 •  Biopsia ovárica  

Después del periodo de  reposo en  las piletas circulares,  las hembras se pescan cuidadosamente (Figura 10) y se colocan en las camillas donde se deben cedar utilizando MS 222 en una dosis de 75 ppm (Figura 11), una vez tranquilizadas se procede a tomar la muestra de ovocitos con una cánula nasofaringea pediatrica No. 6,  la  cual  se  introduce por el oviducto para obtener  la muestra de ovocitos (Figura 12),  la muestra se aclara con solución de Serra para determinar el porcentaje de 

Figura 8. Hembra (mayor tamaño) y macho de capaz

Figura 9. Hembra con abdomen abultado

migración  de  la  vesícula  germinativa,  para  tal  efecto  se  debe  contar  el  número  de  huevos presentes en  la muestra y clasificarlos usando un estereoscopio o  lupa, en Centrales, Migrando, Periféricos y Atrésicos, el criterio de elección se  da  al  comparar  el  número   de   huevos de  cada fase    en   particular  con    el   número  total de huevos,  la hembra  es  elegida  si  el porcentaje de nuevos centrales es mínimo del 50%  (Figura 13), después de la elección, la hembra se marca en el priemer radio de la aleta dorsal con hilo, alambre de colores y/o chaquiras de colores, se pesa, se mide  (LT  y  LE)  y  se hace una hoja de  registro  con  los datos  anteriores para  todas  las hembras elegidas (Figuras 14, 15 y 16).        

  

  

Figura 10. Pesca de hembras de capaz en piletas circulares 

Figura 11. Hembras de capaz tranquilizadas para la biopsia 

Figura 12. Biopsia ovárica a través del oviducto 

Figura 13. Muestra de ovocitos con vesícula germinal en su mayoría central (V.G.C)

V.G.C

Figura 14. Marcación hembra de capaz  Figura 15. LT y LE dé hembra de capaz 

• Protocolo hormonal Después de  la selección, en una proporción de  1  hembra  para  dos  machos  (1:2),  se procede  a  inducir  hormonalmente  los ejemplares,  la  hormona  utilizada  fue Extracto Hipofisiario de Carpa (EHC), en una proporción de 5,75 mg/Kg de peso vivo (PV) y  4 mg/Kg  de  PV,  para  hembras  y machos respectivamente;  la  tabla 1,  indica  las dosis utilizadas  y  los  intervalos  entre  cada  dosis hormonal.  Para  preparar  la  hormona  se debe seguir los siguientes pasos: 

a. Peso  de  la  hormona  en  balanza analítica,  para  esto  se  toma  en                       

                                                                                                           Cuenta el peso de  cada ejemplar y  se lo multiplica por  la concentración que corresponde a cada dosis, por ejemplo se necesita preparar la primera dosis para una hembra que peso 500 g,  la primera dosis  corresponde a 0,25 mg de EHC/Kg PV, por lo tanto 0,5 Kg x 0,25 ₌0,125 mg de EHC, el mismo procedimiento se aplica para las diferentes dosis y para los machos (Figura 17). 

 Tabla 1.  Protocolo hormonal, dosis en mg/Kg de PV 

Hembras: 24 horas de diferencia entre la primera y la segunda dosis y 12 horas de diferencia entre la segunda y la tercera dosis. Machos: 16 horas después de  la primera dosis de  las hembras,  la primera dosis, 9 horas de diferencia entre  la primera y  la segunda dosis y 9 horas más entre la segunda y la tercera dosis. 

 b. Macerado y disolución de la hormona, en un mortero 

se  deposita  la  hormona  y  se  macera  agregando solución salina al 0,9%, la cantidad de diluyente esta alrededor de 0,5 a 1 ml por Kg de PV de reproductor, puede agregar 1 o 2 gotas de glicerina para ayudar a la maceración (Figura 18).  

 No se debe utilizar tranquilizantes en la aplicación hormonal y se coloca intramuscularmente en la base de la aleta dorsal, con  jeringa  de  insulina  (Figura  19);  después  de  la  última dosis,  el  tiempo  de  latencia  (tiempo  transcurrido  entre  la última dosis y el momento en el que se da el desove) a 27°C esta  entre  5  a  6  horas;  a  partir    de    este   momento    se  realizan   las   actividades    de   estrujamiento,   seminación, 

  

Sexo  1 Dosis  Hora Aplicación

2 Dosis Hora Aplicación

3 Dosis  Hora Aplicación

Hembras  0,25  2  pmLunes 

0,5 24 pm Martes 

5  2 amMiercoles

Machos  0,25  6 am Martes 

0,5 3 pmMartes 

3,25  12 mMiercoles

Figura 16. Peso hembra de capaz 

Figura 17. Peso hormona en balanza analítica 

fertilización,  hidratación, lavado e incubación.  

  

 Sosteniendo  firmemente  el  ejemplar, tapando  los  ojos  con  una  toalla,  el estrujamiento  debe  hacerse  masajeando  y presionando el abdomen   en sentido craneo – caudal,  los óvocitos se reciben en un plato totalmente  seco;  el  plato  debe  pesarse previamente,  una  vez  con  los  ovocitos  el plato se vuelve a pesar, la diferencia entre el segundo  peso  y  el  primero,  determina  el peso del desove que puede  estar  alrededor de 12 a 15 gramos (Figura 20); el número de huevos  por  gramo  es  de  aproximadamente 1000  y  tienen  un  diametro  promedio  de 881,32 µm. La fecundidad relativa, que es el número   de     ovúlos    por    g     de     PV   de                                   reproductor  fue   de  33,08  huevos por g de                                   PV,  teniendo  en  cuenta  que  el  peso promedio   de  las hembras trabajadas fue de 407,64 ± 67,66 gr.  Para el caso de los machos se repite el mismo procedimiento con   la          variación  de  que  el  semen  debe  ser                                   recogido   con   la   sonda,   debido    a      que                                   producen  muy  poca  cantidad  (Figura  21), para  la  seminación  (cuidando  que  no  exista ningún  contacto previo  con  agua),  se   debe  colocar el   semen   uniformemente sobre  los ovocitos  y  suavemente  mezclar  con  una 

Figura 18. Elementos para maceración y disolución de la hormona 

Figura 19. Aplicación intramuscular de dosis hormonal 

Figura 20. Estrujamiento hembra en sentido cráneo‐caudal  

Figura 21. Estrujamiento macho, recolección de semen con sonda 

pluma  (Figura 22 y 23);  sin dejar de mezclar  con  la pluma,    la  fertilización  se  realiza agregando agua de la incubadora en el recipiente que contiene los productos sexuales (Figura 24), este paso puede demorar de 3 a 5 minutos, tiempo en el cual se da  la hidratación  ; el paso seguido, es el lavado de  los huevos fecundados, para  lo cual se debe tomar agua de  la  incubadora y agregar al recipiente un volúmen proporcional a este, al menos en 4 ocaciones  (Figura 25); por último,  se debe  depositar  los  huevos  fecundados  en  las  incubadoras  de  flujo  ascendente  (Figura  26),  la cantidad  de  huevos  a  sembrar  debe  ser máximo  de  15  gramos  de  huevos  no  hidratados  por incubadora de 60  L,  la  renovación de  agua que  se debe mantener en el  sistema de  incubación debe  ser  de  2  a  3  L/minuto.  El  sistema  que  preferencialmente  debe  ser  cerrado,  tendrá  que mantener valores de oxigeno disuelto entre 6 a 8 mg/L y constatar que el biofiltro funcione para que los niveles de amonio siempre sean menores a 0.02  mg/L o no detectables.                

  

       

Figuras 22 y 23. Proceso de seminación 

Figura 24. Proceso de fertilización  Figura 25. Proceso de lavado 

• Porcentaje de fertilización Después del proceso de incubación, es muy importante  estimar  el  porcentaje  de fertilización.    Con  este  dato  se  podrá evaluar el éxito del proceso  reproductivo y se determina  tomando una muestra de  los huevos  fecundados de  la  incubadora,  cada hora,  hasta    el  cierre  del  blastoporo (alrededor  de  la  la  sexta  hora postincubación)    se  cuenta  el  número  de huevos blancos (no viables) y el número de viables,  al  final  se  promedian  los porcentajes de cada muestreo y  se  halla  el  porcentaje      final     de    fertilización,    por 

                                                                                                  por  ejemplo  el  promedio  de  huevos  en                                                                                                               la muestra  fue  de  100,  de  los  cuales  15      fueron blancos y 85 viables, entonces podemos afirmar que el porcentaje de  fertilización al cierre del blastoporo  fue del 85%,  cuando este porcentaje es menor  al 70%, probablemente  la hembra no estaba  lista para ser  inducida o  los huevos no  fueron  fecundados.   Como se  tiene  la fecundidad  relativa Ud puede estimar el número de larvas que puede obtener del desove, para el caso, una hembra de peso promedio de 400 g, con una fecundidad relativa de 13500 huevos y con el 85% de fertiliazación, dará un número estimado de 11475 larvas.          

5. DESARROLLO EMBRIONARIO  Y LARVAL DEL ¨Capaz¨ Se  puede  decir  que  el  capaz  tiene  el mismo  patrón  de  desarrollo  embrionario  de  otros  peces óseos.   Después de  la hidratación del huevo es posible  visualizar,  la doble membrana  (M.A), el corion (C.)  (membrana como tal) y el vitelo, que a su vez está formado por dos partes: a) el polo animal (P.A) que dará origen al embrión (de color amarillo claro) y b) el polo vegetativo (P.V) cuya función es nutrir al embrión en todas las fases de desarrollo (Figura 27).  

El polo animal  tendrá una  sucesiva división celular (clivajes)  de  2,  4,  8,  16,  etc  células  (Figura  28), formando algo muy pareceido a una mora, de ahí el nombre de esta  fase,  llamada mórula(Figuras 29 y 30),   después de esta fase  las divisiones continuan, cada  célula  en  este  caso  toma  el  nombre  de blastómero, surgiendo posteriormente una cavidad entre  el  vitelo  y  la  masa  celular,  esta  fase  es llamada blástula  (Figura 31). En  la siguiente etapa, las células del blatodermo (tejido del embrión en la fase  de  blástula)  toman  una  forma  de  cerradura encima  del  vitelo,  definiendolo,  esta  fase  se denomina  gástrula  (Figura  32).  Conforme  pasa  el tiempo, esas células  siguen  creciendo y  formando         

                                                                                    capas  más  extensas  alrededor del vitelo, después                                                                                     ocurirá   el   cierre   del    blastoporo       (Figura 33),  

Figura 26. Proceso de siembra de huevos fecundados en incubadora.

Figura 27. Huevo fertilizado; M.A (membrana adherente); C (corion); P.V (polo vegetativo) y P.A (polo animal)  

                                                                                                                                                                         abertura que dará  origen a la diferenciación  de   la      región cefálica de      la    región   caudal y  se lleva a cabo aproximadamente  a  la  sexta  hora   después  del desove. A partir de este momento comienza  la organogénesis,  la cual  inicialmente está marcada por  la  aparición de  los primeros somitos  y  la  vesícula  optica  (Figura  34). Consecutivamente,  los  tejidos  y  órganos  van siendo  definidos  a  lo  largo  del  desarrollo embrionario, cuya variación dependerá en gran medida de la temperatura del agua.  La eclosión se da alrededor de la doceava hora después  del desove  (Figura  35  y  36);  la  figura  37 muestra una  larva  de  4  días  completamente desarrollada.  La tabla 2,  indica  las   etapas   de    

                                                                                                     desarrollo  embrionario    con    sus  caracterísiticas  principales,  medida  en  micras (µm)  y tiempo en minutos de cada fase.  

   

 

Figura 28. Primer clivaje. Vitelo (V)

Figuras 29 y 30. Mórula fase inicial (a) y tardía (b) 

Figura 31.  Fase de blástula  Figura 32.  Fase de gástrula 

 

    

              

Figura 33.  Fin de fase de gástrula e inicio del cierre del  blastoporo.    Vitelo  (V),  región  cefálica  (R.C)  y región caudal (R.Ca). 

Figura  34.  Organogénesis  inicial.    Vitelo  (V), vesícula óptica (V.O) y somitos (S). 

Figura 35. Larva a punto de eclosionar 12 HPE.  Figura 36. Larva recién eclosionada. 

Figura 37. Larvas completamente desarrolladas.

Tabla 2.  Fases , medida en micras (µm) y tiempo en minutos (min) del desarrollo embrionario y fase larval del Capaz.  

Fase Medida (µm) Tiempo (min)

Fertilización 1200 0 Primer clivaje 1558 30 Segundo clivaje 1656 45 Tercer clivaje 1672 55 Mórula fase inicial 1623 60 Mórula fase posterior 1786 112 Blástula 2094 200 Gástrula 2581 300 Cierre de blastoporo 2695 347 Embrión inicial 2711 414 Región cefálica diferenciada 2711 422 Formación primeras somitas 2581 490 Formación de vesículas ópticas 2565 517 Desprendimiento parte caudal del saco vitelino 2532 630 Eclosión 2987 720 Aparición de ojos 3084 810 Movimiento de corazón 3360 937 Apertura de la boca, pero sin movimiento 4172 1802 2 barbillones, pigmentación en la parte lateral de la larva 4286 2402 Movimiento mandibular 4481 2498 Movimiento branquial 5390 2655 Reabsorción saco vitelino 6088 3315 Larva completamente desarrollada 7630 7200

Nota:  Observaciones realizadas con estereomicroscopio, aumento 1X,  a una temperatura de 27±0.5 oC.     

6. PRACTICAS DE PRIMERA ALIMENTACIÓN En el momento que se empieza a percibir los primeros movimientos bucales, que se da alrededor de  las 75 horas post eclosión  (HPE), se debe comenzar a dar  la primera alimentación, que es en esencia una papilla comercial con un contenido nutricional del 50 % de PB, 12% de lipidos, 12% de cenizas y el 5% de humedad, con un  tamaño de partícula entre 100 a 150 µm, este periodo  se extiende  por  24  horas  más,  alimentando  ad  libitum  cada  30  minutos,  luego  las  larvas  son trasladadas a piletas de  fibra de vidrio  circular, manejando una densidad de 20  larvas por  litro, estas piletas mantienen una  temperatura promedio de 27  oC,  (uso de  termostatos), donde  son alimentadas con nauplios de Artemia salina,  mínimo durante tres días más; hacia el cuarto día, se agrega  zooplancton  silvestre  (ZS)  sin  tamizar  con  una  frecuencia  de  alimentación  de  2  horas, turnando los nauplios con el ZS.  La ganacia de peso  observada desde la eclosión hasta el cuarto día  es  de  aproximadamente  3,89  mg,  que  corresponde  a  un  incremento  del  458%.  Es  muy 

Fi 38 N li d A t i li

importante  indicar  que  las  larvas  de  capaz  son muy  activas  y  su  desarrollo  es  supremamente acelerado  y  la  razón para  iniciar de manera  rápida  con  las prácticas de primera alimentación  y realizar el traslado para disminuir densidadedes, radica en que al contrario de lo descrito por Peña (2003), citado en Bermudez (2006), para todos los desoves programados se presentó canibalismo, no tan exacerbado como en algunos bryconidos como el yamú – sabalo (Brycon amazónicus), pero que puede generar grandes mortalidades (Figura 38).      

     En  un  ensayo  de  primera  alimentación,  larvas  de  4  días  post  eclosión,  producto  de  un mismo desove de una pareja de  reproductores del proyecto,  alimentadas bajo  las mismas  condiciones (papilla  y  nauplios  de  Artemia  salina),  se  seleccionaron  aleatoriamente  y  fueron  colocadas  en recipientes de vidrio con un volumen efectivo de 2 litros, con aireación permante a una densidad de 10 larvas por litro, para un total de 20 larvas por contenedor (Figura 40); en estas condiciones, se hacía un  recambio diario del 20%, el  cual  garantizó  las  siguientes  condicones  fisicoquímicas: oxígeno  disuleto,  5,25±0,05 mg  L‐1,  pH  6,5±0,5;  temperatura  de  27±0.5  oC;  amonio  en  niveles inferiores a 0,02 mg    L‐1.  Se decidió comparar el efecto de dos tratamientos sobre la ganacia en peso (GP), ganacia en longitud (GL) y sobrevivencia (S%) al cabo de 8 días de experimentación; el primer tratamiento fue larvas alimentadas con nauplios de Artemia salina (T1) y el segundo, larvas alimentadas con  ZS sin filtrar (T2).  Los resultados se indican en la tabla 3.     Tabla 3.  Resultados del ensayo de primera alimentación comparando T1 y T2 y su influencia sobre GL, Gp y %S. (n=15) 

%S, valores en porcentaje transformados por Arcoseno.  

TTO  LT INICIAL cm 

LT FINAL   cm 

GL    cm 

% Incremento 

PESO INICIAL mg 

PESO FINAL mg 

GP  % Incremento 

%S 

ARTEMIA  0,53  1,8  1,27  239,6  4,74± 0,48  26,23±8,5  21,49  453,40%  85% ZS  0,53  1,06  0,53  100  4,8± 0,5  8,7±1,62  3,96  83,50%  45% 

Figura 39. Ensayos de primera alimentación para evaluar ganancia de peso y talla 

comparando Artemia salina y  ZS sin tamizar 

Figura 38. Canibalismo en larvas de ¨capaz¨ (Pimelodus grosskopfii)  

Para las pruebas estadísticas se utilizó el test de T, con un nivel de significancia del 95% (P<0,05), (programa  SAS V 8.2)  se  encontró para  todas  las  variables  evaluadas  (GL, GP  y %S) diferencias significativas,  el  valor  de  P  hallado  fue  de  P=0,0002.    Se  puede  concluir  entonces  que  el tratamiento con Artemia salina favorece notablemente los parámetros de desempeño evaluados y por su puesto la viabilidad de las larvas para la obtención de alevinos.   Hasta el momento, no se han evaluado los porcentajes de sobrevivencia hasta la fase de alevinos, pero se puede indicar que es indispenzable hacer  la transición del alimento vivo, a  dieta húmeda y luego a dieta seca, con el fin de garantizar la completa adaptación de la especie  al consumo de concentrados  comerciales  (Figura    40).  Juveniles  de  capaz  de  60  días,  alimentados  con concentrado del 32% de PB y ZS,  alcanzaron un peso promedio de 7,8 ± 2,1 g y una longitud total de 11 ± 0,89 cm (Figuras 41 y 42).  

             

Figura 40. Alevinos de ¨capaz¨ (Pimelodus grosskopfii)  

 

     Dada  la  aceptabilidad  y  el  gran  potencial  comercial  de  la  especie,  se  puede  concluir  que  las perpectivas de investigación con el capaz son muy grandes, entre ellas las que tienen que ver con nutrición,  sanidad, manejo  en  cultivo,  densidades  de  siembra,  capacidades  de  carga  y muchas otras  actividades  propias  de  la  actividad  acuícola  que  se  convertirán  en  en  la  línea  guía  para establecer de manera eficiente la producción de esta especie nativa.                            

Figura 41. Juveniles de ¨capaz¨ (Pimelodus grosskopfii)  

Figura 42. Juvenil de ¨capaz¨ (Pimelodus grosskopfii) de 12,5 cm de LT y 11, 1 g 

   

7. AGRADECIMIENTOS  Los autores expresan  los más sinceros agradecimientos a todas aquellas personas que a  lo  largo del proyecto  se  convirtieron en nuestra  familia, quienes aportaron no  solo parte de  su  tiempo, también  sus experiencias, oportunos  comentarios  y  sugerencias que hicieron prosperar no  solo positivamente el proyecto,  también  favoreció  invaluablemente nuestro crecimiento personal; de la Universidad de los Llanos al doctor Pablo Emilio Cruz Casallas y al magister Ariel Rodriguez, del Centro  de  desarrollo  tecnológico  piscícola  (CDT)  a  la  Bióloga Mónica  Aviles,  de  la  Central  de Cooperativas de Caficultores (CENTRACAFE) al gerente Jaime Arce Casanova, al administrador de la estación piscícola de Piedra Pintada Miller Ordoñez, a Pachito Villaquiran; a  los tecnólogos en Acuicultura Continental de  la Universidad Surcolombiana Camilo Rodriguez, Alejandro Castaño y Daiver Rojas; a  los aprendices del SENA, Manuel  (Regional SENA Cundinamarca),  Jhon  (Regional SENA  Neiva),  Claribeth  (Regional  SENA  Amazonas)  y  dada  su  dedicación  y  contagiable compromiso,  de manera muy  especial  queremos  reconocer  el  trabajo  del  aprendiz  del  SENA regional  Tolima    Jose  Luis  Rodriguez  Diaz.    A  todas  las  personas  que  fueron  capacitadas, instructores del SENA a nivel nacional; aprendices del SENA, región Surcolombiana; estudiantes de la  tecnologia  en  Acuicultura  Continental  de  la  USCO,  profesores  universitarios  y  productores piscícolas y a las personas que se nos escapan de la lista  mil gracias.         INFORMACION SOBRE LOS AUTORES. CARLOS ARTURO DAVID RUALES Biólogo  de  la  Universidad  del  Cauca,  Especialista  en  Ecología  de  la  Universidad  de  Nariño, candidato a Magister en Acuicultura de Aguas Continentales del  Instituor de Acucultura de  los Llanos, Universidad de los Llanos.  Profesor invitado del programa de Tecnología en Acuicultura de la Universidad Surcolombiana, cooinvestigador en el proyecto SENA‐USCO 410‐2007.  Contactos: CEL 312‐4248407, CORREO ELECTRONICO: carlosarturo.david@gmail.com   RUBEN DARIO VALBUENA VILLAREAL Biólogo  de  la  Universidad  Nacional,  Especialista  en  Acuicultura  y  candidato  a  Magister  en Acuicultura  Continental  del  Instituto  de  Acuicultura  de  los  Llanos,  de  la  Universidad  de  los Llanos,  profesor  titular  del  programa  de  Tecnología  en    Acuicultura  de  la  Universidad Surcolombiana, Investigador principal en el proyescto SENA‐USCO 410‐2007 Contactos:  CEL  301‐2695840,  CORREO  ELECTRONICO:  rubendario@usco.edu.co       

  

BIBLIOGRAFIA   1. Bermudez A. (2006).  REVISIÓN SOBRE LA BIOLOGÍA Y LA PRODUCCIÓN DEL CAPAZ Pimelodus 

grosskopfii (STEINDACHNER, 1879).  Monografía (66 p). Universidad Nacional de Colombia  2. FAO. 2006, Revisión del Estado Mundial de la Acuicultura, FAO , Roma. 2007. 3. Espinal G. C., Martínez C. H., González, R. F. 2005. La cadena de  la piscicultura en Colombia: 

una mirada global de su estructura y dinámica, 1991‐2005 Documento de Trabajo No. 106. 4. Negret  E.  2005.  Hacia  una  piscicultura  de  producción más  limpia: manejo  de  residuos.  V 

Seminario Internacional de Acuicultura. Universidad Nacional de Colombia. Bogotá. 5. http://www.cci.org.co/cci/cci_x/datos/BoletinesOfertaAgropecuaria/Info%20Piscicola%20EA

MI%202006.pdf 6. Cala P., Pérez C., Rodríguez I. 1996. Aspectos biológicos de  la población del Capaz, Pimelodus 

grosskopffi  (Pisces: Pimelodidae),  en  el  embalse de betania  y parte  alta del  río Magdalena, Colombia. Revista Academia Colombiana de Ciencias. 77: 319 ‐ 330. 

7. Galvis,  G.,  Mojica,J.,  Camargo,  M.  1997.  Peces  del  Catatumbo.  ECOPETROL:  OXY:  SHELL‐ Asociación Cravo norte, D Vinni Edi. Ltda. Bogotá. PP 118. 

8. Cala P., Pérez C., Rodríguez I. 1996. Aspectos biológicos de la población del Capaz, Pimelodus grosskopffi  (Pisces: Pimelodidae),  en  el  embalse de betania  y parte  alta del  río Magdalena, Colombia. Revista Academia Colombiana de Ciencias. 77: 319 ‐ 330 

9. Villa‐Navarro,  F. A.;  Losada‐Prado,  S.  1999. Hábitos  alimenticios  de  Pimelodus  grosskopfii  y Ageneiosus caucanus (Pisces: Siluriformes) en la represa de Prado (Tolima) In: XXXIV Congreso Nacional  de  Ciencias  Biológicas,    Cali.    Memorias  del  XXXIV  Congreso Nacional  de  Ciencias Biológicas. p.224 – 224 

10. Villaneda,  J.A.  1977.    Algunos  aspectos  biológicos  Del  capaz  Pimelodus  grosskopffi (Stindachner, 1879).  Tesis pregrado.  Fundación Universitaria Jorge Tadeo Lozano, Bogota 

11. Dahl, G., 1971 Los peces del norte de Colombia. Bogotá, INDERENA. 391 p. 12. Mojica, J. I.C., Castellanos, S. Usma y R. Álvarez (Eds.). 2002. Libro rojo de peces dulceacuícolas 

de Colombia. La serie Libros Rojos de Especies Amenazadas de Colombia. Instituto de Ciencias Naturales,  Universidad  Nacional  de  Colombia,  Ministerio  del  Medio  Ambiente,  Bogotá, Colombia. 

13. Miles, C. 1947. Los peces del rio Magdalena. Editorial el gráfico. Bogotá  14. Villa‐Navarro,  F.A. 2002. Diferenciación entre poblaciones de Pimelodus  clarias  y Pimelodus 

grosskopffi  (Siluriformes: Pimelodidae) en  la cuenca del  río Magadalena Colombia.   Tesis de Maestria en Ciencias‐Biología, Facultad de Ciencias, Universidad del Valle, Cali, Colombia 188 pp. 

15. Maldonado‐Ocampo, A.; Ortega‐Lara, J.A.; Usma, J.S.; Galvis, G.; Villa‐Navarro, F.A.; Vasquez, L.;  Prada‐Pedreros,  S.;  Ardila,  C.  2005.    Peces  de  los  Andes  de  Colombia.    Instituto  de Investigaciones  de  Recursos  Biológicos  ¨Alexander  Von  Humboldt¨.    Bogotá  D.C.‐Colombia 346pp.    

16. Senhorini  J.A.;  Landines,  M.A.  2005.  Generalidades  sobre  el  manejo  y  selección  de reproductores  de  peces  reofílicos  en    Reproducción  de  peces  en  el  trópico.    Instituto Colombiano de Desarrollo Rural – Universidad Nacional. Bogotá, D.C. 79 ‐ 88 pp. 

17. Woynarovich,  E.  y  Horváth,  L.  1983.    A  propagação  artificial  de  peixes  de  águas  tropicais: manual de extensão. FAO/CODEVAS/CNPq, Brasilia.